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QUÍMICA E BIOQUÍMICA DA MADEIRA
DEPARTAMENTO DE PRODUTOS FLORESTAIS
João Vicente Latorraca de Figueiredo
 Prof. Heber dos Santos Abreu 
Prof. Carlos Eduardo Camargo de Albuquerque
UFRRJ - 2002
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1 INTRODUÇÃO
	Segundo MARRA (1992, p. 146), quimicamente a madeira pode ser dividida em dois grandes componentes, são eles: holocelulose e lignina. Outros dois menores, chamados de extrativos e cinzas são também considerados. A organização e quantidade desses componentes apresentam-se diferenciadas na madeira. A celulose que é constituída por três elementos, carbono, hidrogênio e oxigênio, contribui com a maior parte, representando cerca de 60 - 75% do total dos componentes, e, está organizada em cadeias lineares de ( D-glicose (C6H12O6) que facilitam o transporte de água no sistema vascular da árvore. 
	A lignina que também apresenta a mesma composição elementar da celulose, representa cerca de 20 - 30%, porém seus três constituintes (unidade básica - C6 C3) estão organizados em uma estrutura carbônica constituída por uma cadeia alifática e um anel benzênico. Os extrativos, aproximadamente 1 - 10%, compreendem um grupo misto de substâncias simples e de polímeros complexos, que se encontram impregnados nas paredes e no lume das células, e por fim, os materiais inorgânicos, que representam menos de 1%. A figura 1 mostra a composição química da madeira segundo FENGEL & WEGENER (1984).
	A quantidade de cada uma dessas substâncias variam, de acordo com HACHMI & CAMPBELL (1994, p. 44), de espécie para espécie. Segundo eles as polioses são polissacarídeos complexos na qual variam significativamente entre gimnospermas e angiospermas, correspondendo ao equivalente a 28 e 34%, respectivamente. 
	O termo extrativos da madeira, de acordo com FENGEL & WEGENER (1984), abrange um vasto número de substâncias diferentes aos quais podem ser extraídas da madeira por meios de solventes orgânicos polares e não polares. Todavia carbohidratos solúveis em água e substâncias inorgânicas também pertencem as substâncias que podem ser extraídas da madeira.
FIGURA 1 - COMPOSIÇÃO QUÍMICA DA MADEIRA
 
Terminologia:
Celulose: Homopolissacarídeo linear de elevada massa molecular, formada pela união de unidades de (-glicoses através de ligações (-(1(4). Podendo apresentar de 1000 a 18000 unidades de glicose por moléculas de celulose.
Hemicelulose: Trata-se de um conjunto de heteropolissacarídeo que apresenta além de glicose, outros monossacarídeos (hexoses e pentoses), como xilose, manose, arabinose, galactose e ácido glicurônico. Apresentando na sua estrutura ramificações, o que lhe atribui características diferentes da celulose.
Lignina: Componente polimérico fenólico tridimensional de ligações cruzadas, com propriedade cimentadora da parede celular, característico de tecidos de plantas lenhosas, se apresentando com alto peso molecular e constituído pelas unidades básicas derivadas dos álcoois p-cumarílico, coniferílico e sinapílico.
ESTRUTURAIS MOLECULARES DAS PRINCIPAIS SUBSTÂNCIAS LIGNOCELULÓSICAS
A parte solúvel em solventes orgânicos compreende uma pequena percentagem da madeira de espécies arbóreas de regiões temperadas, contudo ela pode ser muito maior em certas partes de uma árvore, por exemplo, galhos da base, cerne, raízes, e em áreas que sofreram injúrias. Relativamente, altas quantidades de extrativos são encontrados em certas espécies de madeiras tropicais e subtropicais.
	Diversos experimentos induzem a produção artificial de altas quantidades de extrativos em pinos. No caso de tratamento com o herbicida "paraquat", ou similar antes da colheita, formam-se áreas com maior teor de resinas dentro do caule, especialmente nas gimnospermas.
	O conteúdo e a composição dos extrativos variam entre as espécies de madeiras, como já mencionado. Contudo ocorrem também variações, dependendo do sítio geográfico e da estação climática. Por outro lado, a composição dos extrativos de certas madeiras, pode ser usada como marcador químico, para classificar madeiras que são difíceis de serem distinguidas anatomicamente. Os extrativos estão concentrados em canais resiníferos (coníferas) e em células de parênquima radial. Quantidades menores são também encontradas na lamela média, espaços intercelulares e paredes celulares de traqueídeos e fibras libriformes. TSOUMIS (1965), citado por FENGEL & WEGENER (1984), estudou a correlação entre os extrativos e a camada verrugosa dos traqueídeos de coníferas.
	A composição dos extrativos é alterada durante a mudança das estações climáticas, ou seja, durante a formação dos anéis de crescimento. Particularmente substâncias não saturadas, como óleos e ácidos graxos são degradados. Este fator é importante para a produção de polpa. Neste contexto, certos extrativos, em madeira recém abatida, podem causar o amarelamento da polpa. Os extrativos podem também exercer influência na resistência da polpa, na colagem e acabamento da madeira, e no comportamento da mesma durante o processo de secagem.
	Várias espécies de madeiras contém substâncias nas quais são tóxicas ou inibidoras de ataques de fungos, bactérias e cupins. Outros tipos de extrativos dão coloração e odor à madeira. Apesar destas características, SANDERMANN (1966), citado por FENGEL & WEGENER (1984), descreve que a maioria dos extrativos não são substâncias essenciais à estrutura da madeira. Vários estudos sobre o assunto, ressalta a utilização dos extrativos da madeira em substituição as substâncias petroquímicas.
	Parte dos extrativos é denominada resina, um termo que não caracteriza todas as substâncias químicas. A resina tem sido considerada como uma mistura de diferentes substâncias, onde a presença de terebentina inibem a cristalização. As seguintes classes de substâncias podem ser atribuídas aos componentes da resina:
Terpenos;
Lignans;
Estilbenos;
Flavonóides, e outras substâncias aromáticas.
	Segundo BROWNING (1975) e SJÖSTRÖM (1993), citados por LIMA (1996), os extrativos são constituídos por grupos de substâncias tais como, taninos, gomas, amidos, gorduras, resinas e fitosteróis. Outros podem ser removidos com água fria ou quente, ou ainda com solventes orgânicos, tais como, etanol, tolueno, acetona ou diclorometano. Esses extrativos são responsáveis por determinadas características organolépticas, como a cor, o desenho, o cheiro, o gosto, a resistência natural ao ataque de organismos destruidores da madeira, etc.
Terminologia:
	
Extrativos- Extrativo é um termo técnico não convencional empregado pelos químicos de madeira estrangeiros para agrupar as substancias orgânicas de baixo peso molecular solúveis em solventes orgânicos neutros encontrados na madeira. As substâncias que compõe os extrativos apresentam larga diversidade estrutural e química, cujo papel da maioria é desconhecido. Outros termos também são adotados como substâncias estranhas já em desuso, ou micromoleculares naturais ou substâncias especiais, dependendo da área técnica de investigação.
Ocorrência dos extrativos: Os extrativos ocorrem naturalmente ou por indução causados por fatores bióticos e abióticos. Os extrativos que ocorrem naturalmente são biossintetizados em condições normais de crescimento. Os extrativos induzidos, seja qual for o fator indutor, são enquadrados como exudatos celulares e exudatos extracelulares.
Exudatos celulares: São exudatos encontrados nas próprias células.
Exudatos extracelulares: São exudatos que ocorrem fora do espaço celular, acumulando geralmente em bolsões entre anéis de crescimento ou em canais intercelulares cujo o produto teve origem do epitélio.
CLASSIFICAÇÃO DOS EXUDATOS
RESINA- Para melhor entendimento as resinas podem ser classificadas em Óleo resina e Resinas Naturais.
ÓLEORESINA- Constituído essencialmente por uma solução de ácidosresínicos em terebintina, que exuda quando há ruptura nos canais resiníferos, apresentando-se com característica hidrofóbica, solúvel em solventes orgânicos neutros não polares, tais como: Éter etílico, hexano, éter de petróleo, etc. Constituídos essencialmente por terpenóides que sob destilação fornece os ácidos resínicos e terebintina, com ocorrência principalmente em coníferas do hemisfério norte. Alguns exemplos podem ser vistos abaixo.
Pinus palustris (EUA)
Pinus elliottii (EUA)
Pinus pinaster (França, Itália, Portugal, Espanha, Grécia, etc.)
Pinus halopensis (França, Itália, Portugal, Espanha, Grécia, etc.)
Pinus caribeae var. Hondurensis (América Central)
Pinus oocarpa (Améwrica Central)
RESINAS NATURAIS- São resinas mais ou menos solúveis em solventes orgânicos neutros, em óleos vegetais e totalmente solúvel em água. Apresentam composição terpênica, algumas vezes incolor e as vezes de cor marrom clara, fundindo-se a 100 oC. Geralmente estas resinas são de ocorrência natural, também podendo ser originárias de injúrias (Auracária angustifolia). Outro exemplo é o óleo de copaíba rico em sesquiterpenos. Duas espécies são citadas abaixo de ocorrência na América do Sul.
Copaifera multifuga
Copaifera longdorfii
GOMA- Secreção viscosa naturalmente exudada ou sob incisão ou infecção geralmente incolor, não tóxica, sem odor, usualmente sem sabor, e quando seca ou exposta ao ar se torna endurecida apresentando-se como uma massa vítrea. Este material é rico em carboidratos. Um exemplo é a goma arábica extraída da pequena árvore da espécie Acacia senegal originária do Sudão, utilizada 2000 AC para fabricação de tintas. Abaixo segue uma listas de gêneros e espécies mais freqüentes.
Acacia, Astrogalus, Sterculia, Prunus, Aegle, Afzelia, Albizia, Aleurites, Anarcardium, Anogeissus, Banhinia, Berlinia, Buchanania, Brachychiton, Caesalpinia, Cedrela, Ceiba, Ceratonia, Chloroxylon, Citrus, Combretum, Cordyla, Elaeodendron, Feronia, Flindersia, Garuya, Grevillea, Hakea, Khaya, Lagerstroenia, Lannea, Mangifera, Mélia, Pithicolobium, Propis, Pseudocedrela, Puya, Sapota, Sclerocarya, Sloanea, Soymida, Spondias, Sterculia, Terrieta, Terminalia.
KINO- Kino é uma palavra de origem Indiana, (Árvore de Kino) muito confundido com goma. Kino apresenta com consistência viscosa, similar ao mel de abelhas variando sua tonalidade até o vermelho. É rico em proantocianiidina (Tanino condensado) e solúvel em água, álcool e em solventes alcalinos. Geralmente o kino é produzido por injúrias. En nossa região o eucalipto é maior exemplo. Abaixo são listados alguns gêneros e espécies que produzem Kino.
Butea frondosa, Pterocarpus marsupium, Eucalyptus spp, Acacia, adausonia, Angphora, Baloghia, Berlinia, Bombax, Brachystegia, Butea, Casuarina,Ceratopetalum, Coccloba, Croton, Derris, Dipteryx, Eugenia, Jatropha, Lonchocarpum, Macaranga, Machaerium, Mezoneurum, Milletia, Myrricia, Myristica, Parkia, Prosopis, Pterocarpus, Rhizophora, Shinopsis, Shizomeria, Sebania, Spermolepis, Xylia.
Látex- Látex é uma suspensão coloidal ou emulsão insolúvel em água, de cor amarela, vermelha e incolor. Geralmente tipicamente branca (leite) produzida na estrutura interna secretoras conhecido como canais laticíferos.. A composição é essencialmente terpênica, sendo também encontrados proteínas, enzimas proteolíticas, óleo essencial, mucilagem entre outros componentes. O látex se apresenta nas formas de borracha, chicle, e gutta percha, que é obtida da incisão da casca de um grande número de espécies de angiospermas. Segue lista abaixo:
Achros zapota, Dyera castulata, dão origem ao chicle
Guta percha- Rico em isoprenos
Heea brasiliensis- Látexm ( Boracha)
Mana-Mana é obtido através da incisão da casca de algumas árvores (Fraxinus ornus) com características líquida que quando seco apresenta-se como uma massa mole e opaca. Mana são solúveis em água e largamente solúvel em álcool contendo grande quantidade de manitol.
Âmbar- Resina fossilizada contendo terpenóides não voláteis progressivamente oxidados e polimerizados ao longo do tempo, ao ponto se resistirem ao ataque químico e microbiológico. Ocorrem em algumas regiões do mundo originário do período Cretáceo e Terciário (70 a 2 milhões de anos atrás) Na região do Báltico o âmbar surgiu das florestas de Araucária. Considerado muitas vezes como pedra semi-preciosa, apresenta variações de tonalidade dependendo de sua origem.
Balsamo- São exudatos resinosos com fragrante aroma, sabor amargo, com mais de 60% de ac. Benzóico, cinâmico e seus ésteres correspondentes. Obtido através da incisão da casca. São semitransparentes, semi fluído e de cor amarela-marrom.
Açúcar de maple- Do Acer saccharum e A. Nigrum, também conhecidos por Maple (|Hemisfério Norte) o açúcar é obtido pela perfuração na base do tronco da árvores, de maneira a atingir o alburno, tendo composição majoritária de sacarose, produto originário da transformação do amido, muito comum no alburno destas espécies.
 CLASSIFICAÇÃO DOS EXTRATIVOS
	Os extrativos, de acordo com cada autor, tem sido classificados em vários grupos, com base principalmente nas suas características estruturais, nas suas propriedades físicas, quanto a sua solubilidade, e ainda de acordo com a família ou gênero botânico. Uma classificação com base nas suas características estruturais é apresentada na figura 2.
FIGURA 2 - CLASSIFICAÇÃO DOS EXTRATIVOS
Fonte: FENGEL & WEGENER (1984)
2.1 TERPENOS E TERPENÓIDES
	
	Os terpenos de acordo com LOBO (1976, p. 95), são substâncias que tem uma relação estrutural com a unidade molecular do isopropeno. Segundo FENGEL & WEGENER (1984, p. 184), os terpenos e seus derivados são grupos de substâncias na qual são encontrados tanto em plantas como em animais. Eles descrevem, que de acordo com CODELL (1974), mais de 4000 diferentes tipos de terpenos tem sido isolados e identificados. Segundo esses autores, oleoresinas e outras secreções de plantas contém terpenos, onde estes são classificados segundo sua cadeia carbônica. De acordo com o número de unidades de isoprenos (cinco moléculas de carbono - 5C), os terpenos subdivide-se nas seguintes classes (figura 3): monoterpenos (2 unidades de isopreno), sesquiterpenos (3 unidades de isopreno), diterpenos (4 unidades de isopreno), sesterterpenos (5 unidades de isopreno), triterpenos (6 unidades de isopreno). 
	Os extrativos de coníferas contém todas as classes de terpenos, com exceção dos sesterterpenos, na qual é uma classe muito rara. Em folhosas estão mais presentes os terpenos com um número de unidades de isopreno mais elevados, principalmente os triterpernos e politerpenos encontrados no látex de espécies do gênero Hevea. 
	Os monoterpenos podem ser subdivididos em substâncias acíclicas, monocíclicas e bicíclicas. Todos os tipos podem ser encontrados em frações voláteis isolados de coníferas por destilação. O óleo volátil da madeira (terebentina) consiste de monoterpenos. Os mais importantes destes são o (- e (-pineno, na qual estão obviamente presentes nas coníferas, porém, o (3-careno, camfeno, mircenoo e (-felandreno são também encontrados. Embora a composição da terebentina ser vista como uma característica química para as espécies, variações entre populações e entre árvores devem ser também consideradas. A variabilidade da composição é atribuída a fatores ambientais, tanto quanto a hereditariedade. Deste modo o (-pineno de Pinus balfouriana varia entre 96,6 e 81% em diferentes regiões dos Estados Unidos da América do Norte.
FIGURA 3 - ESTRUTURA BÁSICA DE VÁRIOS TERPENOS
	Mais raros são aqueles monoterpenos que consiste de 7 anéis na qual podem ser definidos como derivados de tropolenos, tais como ácido tújico, tujaplicina e tujaplicinol, encontradas apenas em espécies da família Cupressaceae.
	O ácido citronelde Thujopsis dolabrata e Chamaecyparis taiwanensis é responsável pela resistência de suas madeiras ao ataque de térmitas.
	Adicionalmente (óleos voláteis) são encontradas sesquiterpenos. Entre eles estão as substâncias de estrutura acíclicas farnesil e nerolidol, monocíclica germacreno, bicíclicas cadineno, cadinol mutoleno, e os mais complexos longifoleno, longipineno e longicicleno. Estas substâncias foram detectadas em espécies de Pinus e Spruce. Em pinus e pseudotsuga tem sido também encontrados sesquiterpenos, tais como, cariofileno e sibireno. Derivados de tropoleno conhecidos como noticatina e hidronoticatinol foram isolados dos extrativos das espécies do gênero Cupressus, Chamaecyparis e Juniperus. Um sesquiterpenóide, ocidenol, não comum de Thuja koaaiensis foi também identificado. A quantidade de sesquiterpenos corresponde 1 a 5% da porção dos monoterpenos de coníferas. 
	Oleoresina de coníferas contém uma relativamente alta percentagem de diterpenos e ácidos diterpenóidicos, assim como óleos, ácidos graxos e álcoois. Os diterpenos consiste de hidrocarbonetos (tumbergeno, pimaradieno), óxidos (manoilóxido), álcoois (abeinol, pimarinol, larixol), e aldeídos (levopimarol). Os ácidos resínicos são, em sua maioria, substâncias tricíclica, e estão presentes na maioria das coníferas das zonas temperadas do globo terrestre. A quantidade total gira em torno de 0,2 - 0,8% (baseado no peso seco da madeira). Uma variação da fração de ácido resínico pode ser observada entre o cerne e alburno de determinadas espécies.
	FENGEL & WEGENER (1984), cita que, EKMAN et al. (1978), traçaram a distribuição radial dos ácidos resínicos da espécie Picea abies. Eles encontraram um decréscimo na quantidade dos ácidos levopimárico, palústrico, abiético, e neoabiético, na direção alburno-cerne, e uma distribuição inversa para o ácido diidroabiético, enquanto que a concentração dos ácidos isopimárico, sandaracopimárico, e pimárico, permaneceram constantes. Um ligeiro acréscimo da porcentagem de ácidos resínicos e álcoois diterpenos, em direção da copa, foi observado. 
	Alguns dos mais raros diterpenos também foram isolados de certas coníferas. A maioria deles são o ácido imabertiânico de Pinus lambertiana, taxusina de Taxus baccata, ácido anticopálico de Pinus monticola, ácido estróbico de Pinus strobus (casca) e Pinus quadrifolia, e ácido mercusínico de Pinus merkusii. Existem também diterpenos com anéis fenólicos, tais como, ferruginol e o ácido podocárpico. Ferruginol é uma substância extraída de cerne de Cryptomeria japonica, e é obviamente responsável pela necessidade de branqueamento da polpa produzida desta espécie. O ácido podocárpico é uma substância fungicida presentes em algumas espécies da família Podocarpaceae.
	O sistema de anel tricíclico é obviamente mais estável, e tem sido observado em estudos de fósseis de espécies de madeiras. 
	Os triterpenos podem também serem encontrados nas coníferas. A maioria deles tem uma estrutura esterana e deve ser designado como esteróides. O esqualeno é o precursor para os triterpenos cíclicos, e podem ser encontrados em muito pouca quantidade nas madeiras de coníferas. Outro triterpeno encontrado em coníferas é o serratenediol, na qual consiste de 5 anéis. A principal substância do grupo dos esteróides em coníferas é o (-sitosterol. Em menor quantidade estão a campesterol, sitostanol, cicloartenol, e citrostadienol. A maioria dos triterpenóis e esteróis são esterificado com ácidos graxos. Os esteróis estão principalmente concentrados em células de parênquima radial, enquanto oleoresina de canais resíniferos, contém uma porção insignificante dessas substâncias.
	Alguns monoterpenos são constituintes de oleoresinas de espécies de madeiras tropicais. Um dos representantes mais proeminentes é a cânfora da espécie Cinnamomum camphora. 
	Os sesquiterpenos são raros em folhosas de zonas temperadas. Derivados de cadaleno e calameno foram isolados de várias espécies de ulmeros, além desses, mansonos também foram detectados nas mesmas espécies, que na qual são substâncias quinóide características em cerne de Mansonia altissima. Os sesquiterpenos foram encontradas em muitas espécies de folhosas tropicais. 
	Os diterpenos parecem amplamente distribuídos entre as coníferas, contudo vários diterpenóides tem sido encontrados em espécies de folhosas tropicais.
	Os triterpenos estão presentes em grande variedade em muitas folhosas de zonas temperadas e tropicais. Em Betula spp, esqualeno e metil betulinato acetilado já foram isolados. Nos extrativos de várias espécies do gênero Quercus, triterpenos como betulina, friedelina, taraxerol, (-, (-amirina, etc., tem sido identificados. Algumas dessas substâncias parecem ser específica para uma espécie, como é o caso do gilvanol para Quercus gilva.	O número de triterpenos detectados em espécies tropicais é relativamente alto. A maioria deles são as amirinas do látex de espécies do gênero Hevea, ácido simaresinolica em Sumatra benzoin, e o ácido elemólico em resinas da espécie elemi. 
	Assim como nas coníferas, as folhosa também contém esteróides. Em espécies de Betula, Populus, Quercus, e Ulmus, principalmente esteróide (-sitosterol foi encontrado. A composição da fração de esteróides de Quercus alba é 85% de (-sitosterol, 7% de estigmasterol, 3% de campesterol e vestígio de diidro-(-sitosterol. Em Ulmus rubra 0,02% são de esteróides livres e 0,005% de esteróides esterificados. Os esteróides livres consiste 88% de (-sitosterol, 7% de estigmasterol, 3% de campesterol, 2% de citrostadienol e 1% de colesterol. Alguns dos esteróides presentes em madeiras são esterificados via ácidos graxos.
 
2.2 SUBSTÂNCIAS ALIFÁTICAS
	Dentre as substâncias alifáticas podem se destacar os ácidos graxos, álcoois alifáticos, ceras, e graxas. Graxas são definidas como ésteres de ácidos carboxílicos tal como os glicerídeos, enquanto que as ceras são ésteres de ácidos de origem de álcoois de extensas cadeias carbônicas. Estas duas classes de substâncias são extraídas da madeira com solventes orgânicos apolares. O conteúdo de graxas gira em torno de 0,3 - 0,4%, enquanto que as ceras variam entre 0,08 - 0,09% (baseados no peso seco da madeira), como determinados nas espécies Picea abies e Oinus sylvestris. Ácidos carboxílicos e álcoois livres, também são encontrados em extrativos, contudo a maioria dos ácidos estão combinados entre si. A maioria dos glicerídeos (graxas) e triglicerídeos são dominantes quando comparados com mono e diglicerídeos. A porcentagem de ácidos graxos livres é consideravelmente alta tanto no cerne como no alburno. Mais de 20 tipos diferentes de ácidos graxos já foram identificados em várias coníferas. Em geral eles são ácidos saturados, monoênico, diênico, e triênico com 16 - 22 átomos de carbono. 
	Os principais álcoois encontrados em Picea abies e Pinus sylvestri são 1-docosanol (álcool bênico) e 1-tetracosanol (álcool lignocérico). Grandes quantidades de 1-pentacosanol e 1-octacosanol foram identificados em óleos de pinos do sul dos Estados Unidos. A maioria dos álcoois graxos são esterificado com o ácido ferúlico. SWAN (1968), citado por FENGEL & WEGENER (1984), observou uma variação sazonal da composição total dos ácidos graxos em espécies de abeto com a presença de ácidos com cadeias menores durante o início do verão, e um aumento de ácido linolênico durante o período do inverno. Porém EKMAN et al. (1979), não encontrou nenhuma variação dos ácidos graxos na mesma espécies durante diferentes estações do ano.
	As angiospermas também contém graxas, ceras, ácidos graxos e álcoois similares aos das coníferas. A maioria dos ácidos graxos isolados de espécies do gênero Betula, Populus e Quercus estão na forma de triglicerídeos. O extrato etérico de Betula verrucosa apresenta 30 - 40% de triglicerídeos, principalmente do ácido linoleico e lignocérico.
	A saponificação dos triglicerídeos de Quercus alba fornece 75% de linoleico, 10% de esteárico, e 10% de ácido palmítico. Uma composiçãosimilar foi também encontrada em Tilia cordata (50% linólico, 15% oleico, 6% palmítico, 3% linoleico). O ácidos ciclo-propênico foi detectado em várias espécies de Tilia. A porção de ácidos graxos livres em espécies de Betula corresponde a 5-10% dos ácidos graxos combinados, a metade deles são ácidos linoleico, seguido de palmítico e lignocérico com uma quantidade de 7-17%.
	Ácidos linoleico é também o principal ácido graxos de Betula verrucosa, Populus tremula e Populus tremuloides. Álcoois saturados ou não saturados normais, esteróis e álcoois poliprênico são álcoois alifáticos. Em Quercus alba, os ésteres do ácido ferúlico e os álcoois tetracosílicos, são também substâncias majoritárias.
2.3 SUBSTÂNCIAS AROMÁTICAS
 
	Taninos, estilbenos, lignanas, flavonóides, e quinonas, compõe algumas das classes das substâncias aromáticas (fenois) encontradas na madeira. Os extrativos são freqüentemente constituídos de substâncias de baixo peso molecular, no entanto, eles apresentam também substâncias macromoleculares, como é o caso dos taninos (D’ALMEIDA, 1988 e PANSHIN & DE ZEEUW, apud LIMA, 1996, p. 32). Estes podem ser subdivididos em taninos hidrolizáveis e não hidrolizáveis ou condensáveis. Freqüentemente os taninos hidrolizáveis subdividem-se em galotaninos que produz, após hidrólise, o ácido gálico, e elagitaninos que produz após hidrólise, o ácido elágico. Ácidos elágicos e seus derivados, e glicosídeos de ambos, são substâncias de taninos extraídos de espécies de Eucalyptus. Os galotaninos foram encontrados em cerne e alburno de Quercus alba e Quercus rubra. 
	Comparados aos taninos condensáveis, os taninos hidrolizáveis ocorrem menos freqüentemente em madeiras. No entanto, com exceção de espécies do gênero Quercus, Castanea e Eucalyptus, taninos hidrolizáveis tem sido encontrados em espécies do gênero Terminalia, Phyllantus, e Caesalpinia, mas a maioria das angiospermas arbóreas, contém taninos não hidrolizáveis. 
	Os esqueletos básicos dos taninos condensáveis são as catequinas (flavan-3-ols) e leucoantocianidinas (flavan-3,4-diols). Estas substâncias pertencem ao grupos dos flavonóides. Muitos destes estão isoladamente presentes em extrativos de madeiras.
Terminologia:
Suberina: Material fenólico depositado em tecidos alternandos por camadas de ácidos graxos. A suberina ocorre associada às longas cadeias de ácidos graxos di ou multifuncionais , tipicamente com cadeia carbônica a partir de C-16 a C-28. Exemplo: ácidos (-hidroxi ou ácido dicarboxílicos com cadeias com presença de (C=C, CHOH, epóxidos, etc.). É principalmente encontrado em tecidos da periderme de materiais não-madeireiros ( beterraba, batata doce, cascas de árvores, folhas) e em geral monocotiledôneas como bambu, palmas, cana-de-açúcar, etc., podendo alcançar um teor entre 40-50 %. Um exemplo de suberina pode ser vista na figura abaixo.
Taninos
Taninos são polifenóis soluvéis em água com peso molecular entre 500 a 3000, de ocorrência ampla entre as espécies do reino vegetal. Os taninos em presença de sal ferrico transformam-se em cor azul, precipita alcalóides, proteínas, o que caracteriza sua propriedade tanificante, convertendo pele em couro. Os taninos são classificados em Hidroluzáveis, condensadso, florotaninos e estilbênicos.
taninos hidrolizáveis: São substâncias constituídas por ácido gálico e elágicos (Galotaninos e Elagitaninos), formando ligações com uma unidade de glicose localizada no centro da molécula. O tratamento deste taninos em meio ácido produz através de hidrólise o ácidos. gálico e elágico.
ORIGEM BIOSSINTÉTICA DESTES ÁCIDOS:	Em todos os casos a via metabólica a via metabólica do a´cido chiquímico é responsável pela formação dos taninos, porém com significativas diferênças com relação ao precursor de cada tanino que assumem estruturas moleculares diferenciadas.
Figura. Formação do tanino gálico
Figura. Formação do Galoelagitanino e de elagitanino
Taninos condensados: Taninos condensados são classificados em taninos doa tipos proantocianidinicos contendo unidades flavonoídicas dfo tipos flavan-3-ol e flavan-3,4=-diols, floroglucionol e estilbênicos.
Figura. Formação e estrutura dos taninos condensados
Figura. Exemplo de florotanino
Figura . Tanino estilbênico
2.4 CARBOIDRATOS
	Os carboidratos pertencem a uma outra classe de substâncias encontradas nos extrativos da madeira, e eles podem estar agrupados em diferentes classes, dependendo da sua natureza estrutural, como por exemplo os monossacarídeos (glicose, manose, galactose, frutose, xilose, etc), dissacarídeos (sacarose), e os polissacarídeos (Amilose-Amido), sendo estes últimos uma categoria de substâncias de alto peso molecular. DIETRICHS (1964), citado por FENGEL & WEGENER (1984), encontrou em coníferas alta porcentagem de açúcares simples no floema e nos limites de floema com xilema, decrescendo rapidamente seu conteúdo em direção aos limites do cerne e alburno. Em cerne de Spruce somente um baixo conteúdo de manose foi detectado. Segundo FENGEL & WEGENER (1984), os principais açucares encontrados em folhosas são: glicoses, frutose e sacarose. 
	Vários métodos têm sido empregados para se determinar a presença de açucares na madeira. De acordo com BROWNING (1967, p. 608), a cromatografia de camada delgada constituí num eficiente método para separar os açucares. Este método foi empregado por BROEKER & SIMATUPANG (1973), citados por SIMATUPANG et al. (1994, p.37) para detectar açúcares inibidores da cura do cimento “Portland”. Segundo ele, essas substâncias reagem na presença do cimento, instabilizando a cura do mesmo.
2.5 GLICOSIDEOS, ESTERÓIDES E SUBSTÂNCIAS NITROGENADAS
	As outras substâncias encontradas em extrativos da madeira são os glicosídeos, esteróides, e as substâncias nitrogenadas. Nos glicosídeos se destacam a sapogenina e a saponina. Alguns esteróides são hormônios, tais como os fitosteróis. Enquanto as substâncias nitrogenadas estão incluídos os alcalóides, aminoácidos, e proteínas que detém alto peso molecular. Este último, segundo FENGEL & WEGENER (1984) foram encontrados em xilema e outros tecidos das espécies de Eucalyptus sp, Quercus robur, Betula alba, e Fagus sylvatica.
3- FORMAÇÃO E FUNÇÃO DOS EXTRATIVOS
Todos os compostos formados na madeira originam-se da fotossíntese. Os extrativos são resultados de modificações sofridas pelos carboidratos no processo fisiológico da árvore. Os locais de formação e posterior deslocamento para um local definitivo na madeira dependem da função do extrativo. Se o extrativo consiste numa substância de reserva, seu teor atinge um valor máximo pouco antes de se iniciar a estação desfavorável e passa pelo seu mínimo ao final desta estação.
	Os alimentos de reserva da planta se localiza nas células parenquimatosas, principalmente do raio, onde podem-se deslocar no sentido radial para atender as necessidades de células com deficiência em nutrientes e em energia.
	Os terpenos e os ácidos resinosos possuem função de proteção e são produzidos pelas células epiteliais parenquimatosas, que circundam o canal de resina nas madeiras de coníferas. Canais de resinas são extremamente comuns em espécies de Pinus, principalmente em Pinus elliottii.
	As células epiteliais produzem a resina e por extrusão esta resina é lançada no canal de resina contribuindo para se gerar uma pressão osmótica que causa o fluxo da mesma. As resinas se encaminham para as partes feridas das árvores com a finalidade de criar uma barreira à penetração dos agentes estranhos, principalmente microrganismos.
	Os monoterpenos causam na resina uma diminuição da viscosidade para que ela flua até a ferida, e quando a alcança, e entram em contato com o ar, os monoterpenos se volatilizam. Sobre a ferida fica então uma resina viscosa rica em ácidos resinosos (diterpenos), que é chamada oleoresina ou simplesmente resina.
	Quandoocorre a transformação do alburno para cerne na madeira de conífera, as células perdem a vitalidade e o teor de umidade do cerne passa a cair. Para evitar um ressecamento e trincamento desta região, a árvore passa encher este cerne de ácidos resinosos que passam a ocupar os vazios deixados. Nas folhosas, ocorre um fenômeno semelhante que é obstrução de vasos por intrusão de tiloses formadas pelas células parenquimatosas adjacentes. Neste caso, porém, as substâncias não são ácidos resinosos, mas sim gorduras e óleos.
	A função dos ácidos resinosos, no caso, é mais de proteção física. Entretanto, os cernes de muitas árvores, mostram excepcional resistência ao ataque de microrganismos devido a presença de extrativos do tipo polifenóis. A remoção dos polifenóis da madeira para análise é difícil, recomendando-se extração com acetona para se obter relativo sucesso. Na maioria das espécies se formam e localizam na casca, e podem migrar para o interior da madeira.
	Algumas espécies como quebracho e o carvalho chegam a ter 2 a 20% de taninos na madeira, o que auxilia na defesa contra ataque de insetos e fungos. Outras espécies como a acácia negra possui elevado teor de tanino (aproximadamente 20%) na casca. 
	Alguns extrativos são altamente importante no metabolismo da árvore enquanto outros, que compõem uma grande parte, não apresentam nenhuma função aparente.
4-LOCALIZAÇÃO DOS EXTRATIVOS
4.1 EXTRATIVOS DE CONÍFERAS
4.1.1 Canais de resina
	Muitas madeiras de gimnosperma contêm canais resiníferos, tanto na direção axial como radial. As resinas que são geradas pelas células epiteliais que delimitam os canais intercelulares (canais de resinas) são também conhecidas como oleoresinas. O oleoresina dos canais resiníferos do alburno estão freqüentemente sob alta pressão e podem ser exudadas rapidamente em pontos de injurias no tronco da árvore. O diâmetro dos canais resiníferos em espécies do gênero Abies, Larix e Picea é de 30-100 (m, enquanto que canais mais largos são encontrados nas espécies do gênero Pinus (10-160 (m), alcançando 300 (m ocasionalmente.
	Cerca de 50% de oleoresina de spruce consiste de ácidos resinosos, 20 - 30% são monoterpenos voláteis, e o restante, terpenóides e ésteres de ácidos graxos. O oleoresina de pinho contém maior porcentagem de ácidos resinosos (70 - 80%) 	que o oleoresina de spruce. 
 
4.1.2 Resina em células de parênquima
	Mais de 95% das células de parênquima, em gimnospermas, estão associadas com o raio da madeira (parênquima radial). No alburno, essas células mantém suas funções vitais até que este seja transformado em cerne. A atividade respiratória das células vivas do parênquima implica em consumo de oxigênio e liberação de CO2.
	A resina nas células de parênquima é composta principalmente de ésteres de ácidos graxos (gorduras e ceras) e esteróides. Quando a madeira é cozida para fabricação de polpa, estas substâncias permanece encapsulada dentro das células de parênquima, enquanto que o oleoresina se torna dispersa no licor. Isto é particularmente verdadeiro no caso das células do parênquima de abeto, que possuem pontuações diminutas e paredes celulares rígidas. Células de parênquima de pinho possuem pontuações maiores e liberam suas resinas mais prontamente. O conteúdo de resinas de polpas produzidas por processo sulfito ácido, de abeto, pode ser reduzido através dos fracionamento das fibras. A situação é diferente no caso de polpa de pinho nas quais o conteúdo de células de parênquima é mais baixo.
	As células dos raio das madeiras de gimnospermas chegam a conter 20% de seu peso como extrativos.
 	
4.1.3 Extrativos do cerne
	Com a morte da maioria das células de parênquima, inicia-se a formação do cerne, e muitas mudanças químicas ocorrem. Como conseqüência, grandes quantidades de extrativos são geradas, as quais penetram através do cerne incluindo os traqueídeos. Nesse período a síntese de substâncias fenólicas específicas, com características fungicidas e o conteúdo de extrativos, pode elevar-se de 4 para 12-14%, nas espécies do gênero Pinus. A maioria dos polifenóis estão localizados no cerne.
4.2 EXTRATIVOS DE MADEIRAS DE FOLHOSAS
	As resinas de madeiras de folhosas estão localizadas nas células de parênquima do raio que estão conectados com os vasos. Ela consiste de gorduras, ceras e esteróides. A acessibilidade das substâncias de impregnação depende das dimensões dos poros bem como da estabilidade mecânica das células do parênquima do raio. Variações consideráveis ocorrem entre espécies diferentes. Por exemplo, a acessibilidade da resina na bétula é mais baixa do que no álamo. O cerne das folhosas é rico em polifenóis e em extrativos gordurosos que formam as tiloses.
5 RELAÇÃO ENTRE OS EXTRATIVOS E O COMPORTAMENTO DA MADEIRA
	Vários estudos tem mostrado que a capacidade de cura do cimento na presença da madeira, é determinada pela composição química desse material vegetal. De acordo com SANDEMANN & SHMITZ (1966), citados por SIMATUPANG et al. (1978, p. 11), os extrativos da madeira são os principais responsáveis pela inibição da cura do cimento. Seus princípios ativos são as substâncias fenólicas e também os carbohidratos livres. 
	Segundo ainda SIMATUPANG et al. (1978, p. 11), espécies de folhosas tropicais apresentam influência negativa mais pronunciada na cura do cimento. Os estudos de determinação da concentração máxima dessas substâncias inibidoras, mostram, que por exemplo no caso dos açucares, seu efeito é influenciado pela concentração baseada no peso do cimento. Uma concentração abaixo de 0,1% de glicose, melhora as propriedades da chapa, e uma concentração de 0,125% de amido, produz um alto efeito inibidor, comparável a uma concentração de 0,25% de glicose. Esses efeitos podem também ser observados com sacarose e xilose. 
	Uma madeira recém abatida, contém maior quantidade de amido do que aquela abatida já há algum tempo, o que a torna menos própria ao uso na manufatura de chapas com partículas excelsior (SANDERMANN & SCHMITS 1966, apud SIMATUPANG et al. 1978, p. 12). Deixando a madeira armazenada durante um determinado período, o conteúdo de amido, sacarose, glicose e frutose decrescem (SCHWARZ & SIMATUPANG 1977, apud SIMATUPANG et al. 1978, p. 12). Isto foi aplicado por LEE (1984), quando ele estocou toras de pinus por um período de seis a oito semanas para provocar uma redução do conteúdo dos açucares e também da umidade. 
	Outros açucares como manose, galactose e arabinose também estão presentes no composto madeira-cimento. Na secagem das partículas, ocorre a migração desses açucares em direção a superfície, conforme FISCHER (1974), citado por MOSLEMI & AHN (1980, p. 77). Estes dois autores citam que a inibição da cura do cimento, ocorre face a formação cristalina dos açúcares, afetando desta maneira a possível interação entre a madeira e o cimento, e, a interação interna do próprio cimento, o que segundo WEATHERWAX & TARKOW (1964), citados também por MOSLEMI & AHN (1980, p. 77), resulta em chapas de qualidades inferiores.
	WEATHERWAX & TARKOW (1964) mediu a influência de substâncias inibidoras da cura do cimento, as quais, segundo ele, são: hemiceluloses, açúcares simples, substâncias fenólicas, ácidos carboxílicos e gomas.
	De acordo com NICHOLAS (1973), a maioria das espécies de madeira nativas dos Estados Unidos usadas em ambientes marinhos apresentam suscetibilidade ao ataque de organismos marinhos destruidores da madeira. Segundo o mesmo autor, existem um pequeno número de espécies que apresentam características contrária, ou seja, apresentam resistência natural ao ataque das brocas marinhas. Entre elas estão espécies nativas da América do Sul e Central, Greenheart e Angelique, e a espécie Syncarpia laurifolia da Austrália. Apesar das espécies poderem resistirem longos períodos de tempo em alguns ancoradouros, em outros elas são atacadas. Um exemplo é espécie de Greenheart usada no ancoradouro de Liverpool (Inglaterra), onde ainda foram encontradasem boas condições após 80 anos. Porém em Salem, também na Inglaterra ela foi atacada apenas em 4 anos, e em Java e na Índia após um período de 5 a 10 anos.
	Segundo NICHOLAS (1973), existe uma correlação entre a o conteúdo de sílica da madeira e a resistência dela ao ataque de organismos marinhos. Madeiras com alto teor de sílica, salvo raras exceções, são mais resistentes do que aquelas com um menor teor. Blocos de pinos do sul dos Estados Unidos foram impregnados com sílica para se testar a resistência ao ataque de organismos destruidores. Estes foram atacados após dois anos, enquanto que, aqueles que não foram tratados, duraram apenas 3-6 meses. De acordo com SILVA & HILLIS (1980), citados por BURGER & RICHTER (1991), a durabilidade natural das madeiras que contém sílica, deve ser atribuída muito mais a presença de alcalóides, que comumente apresentam-se simultaneamente. Esta afirmação é também descrita por NICHOLAS (1973), onde ele descreve que algumas madeiras resistentes não apresentam altos teores de sílica, e freqüentemente, sua resistência é atribuída ao teor de alcalóides presentes.
	Usualmente, de acordo com BURGER & RICHTER (1991), a presença de substâncias especiais no lenho produz uma coloração mais acentuada, e é por isso que madeiras escuras são em geral mais duráveis. Essas substâncias aumentam a durabilidade da madeira, devido ao seu efeito tóxico que freqüentemente apresenta sobre os organismos xilófagos. 
	MARQUES, MACEDO E ROCHA (1991), estudando a dinâmica populacional dos Scolytidae em povoamentos puros, utilizaram quatro tipos substâncias atrativas em armadilhas para coleta dos insetos da referida família. As substâncias eram: álcool etílico, extrativo da madeira mais álcool etílico, extrativo da madeira mais álcool-benzeno, extrativo da madeira solúveis em água quente. A espécie utilizada para obtenção dos extratos foi Pinus sp. A substância ou combinação que atraiu um maior número de insetos foi extrativo da madeira mais álcool etílico, enquanto que o extrato de madeira solúvel em água quente foi a que menos atraiu. Assim sendo, os autores concluíram que o álcool etílico foi de fundamental importância para coleta dos insetos, e que os extrativos solúveis em água quente inibiram a presença dos mesmos.
	Papel absorvente produzido através do processo de polpação sulfito, podem, com o seu armazenamento, perder sua capacidade de absorver. De acordo com LIBBY et al. (1980), aparentemente esta perda de absorvencia se deve a uma migração, através de todo o papel, de alguns tipos de extrativos presentes somente nos tecidos do parênquima radial. De acordo com esses autores, com freqüência, durante a produção de pasta mecânica da espécie Pinus bansiana, recém abatida, ocorre excessiva formação de espuma, e quando isto acontece, o resultado é um papel de baixa qualidade. Porém, quando a madeira da referida espécie não é recém abatida, a espuma ocorre em menor quantidade. Não se conhece ao certo todos os fatores que originam esta mudança. A formação da espuma depende, em parte, da temperatura da água do moinho, e de sua ação sobre as substâncias extrativas, como os componentes da parede celular da madeira verde. Uma lignina solúvel é parcialmente responsável pela espuma. A resina em quantidades apreciáveis também pode ser isolada da espuma, e, em menor quantidade, estão presentes também outras substâncias, como os carboidratos.
	MACLEAN & GARDNER, citados por LIBBY et al. (1980), demonstraram que substâncias orgânicas que formam complexos com ferro, podem participar da corrosão dos digestores durante o processo alcalino de obtenção de polpa. A corrosão gerado pelo cedro vermelho (Thuja plicata), quando tratado pelo processo Kraft, é causado por uma substância presente nos extrativos da madeira, conhecido como tujaplicina, que possui em sua molécula um anel de sete carbonos, porém no processo alcalino, essa substância é inativa. Não obstante, devido a sua volatilidade com o vapor, poderá causar corrosão durante a operação de enchimento do digestor, ou em qualquer prehidrólises onde se use vapor. Outro tipo de substância, é uma fração fenólica que é altamente estável em álcali, pode causar corrosão durante o processo de polpação. Os grupos fenólicos do catecol são muitos corrosivos para o aço, devido as condições usadas nos processos alcalinos de obtenção de polpas. A taxofolina, um derivado do catecol da espécie Pseudotsuga taxifolia, é uma substância que também pode causar corrosão. Existem certos aços, como o aço inoxidável 316, que são altamente resistentes a esses efeitos corrosivos.
	A ação do ácido nítrico sobre a arabinogalactana, que está presente nos extrativos da espécie Larix occidentalis (8 - 18% sobre o peso seco da madeira), pode proporcionar altos rendimentos de ácido múcico, onde se esperava que esse extrativo pudesse ser um subproduto de alto valor comercial, mas isso não se realizou. Quando se trata uma madeira com alto teor de arabinogalactana, pelo processo alcalino, se consome uma quantidade indevida de álcali. O meio alcalino causa degradação dos polissacarídeos da madeira, com a formação de ácidos orgânicos que passam aos licores negros em forma de sais de sódio. 
	Fica evidente, através dos exemplos mencionados, que quando se for utilizar uma nova espécie de madeira (especialmente madeiras de alta densidade) na produção de polpa, um estudo das substâncias presentes nos extrativos, é de indispensável realização. Esses estudos são extremamente interessantes quando vai se explorar madeiras tropicais. Estas investigações revelaria se qualquer de suas substâncias (presentes nos extrativos) poderiam interferir nos processos de obtenção de polpa.
 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
BURGER, L. M.; RICHTER, H. G. Anatomia da Madeira. Editora Nobel. 1991. São Paulo. 1991. 154 p.
FENGEL, W. A. & WEGENER, G. WOOD: Chemestry, Ultrastructure, Reaction. Walter de Gruyter. New York. 1984. 
HACHMI, M. & CAMPBELL, A. G. Wood-Cement Chemical relationships. IN: 40 International Inorganic-Bonded Wood and Fiber Composite Materials Conference. Washington, 1994. P. 43-47.
LEE, A. W. C. Physical and mechanical properties of cement bonded southern pine 
 excelsior board. Forest Products Journal. v. 34, n. 4, p. 30-34, 1984.
LIBBY, C. E.; et al. Ciencia y tecnología sobre pulpa y papel. Compañia Editora Continental S.A. México. P. 102-111.
LIMA, T. G. Variação nos sentidos radial e longitudinal de algumas propriedades das madeiras de Eucalyptus microcorus F. MUELL e Eucalyptus pilulares SM. Viçosa, 1996. Dissertação (Mestrado em Ciências Florestais) - Universidade Federal de Viçosa
LOBO, A. M. Biossíntese de Produtos Naturais. Metabolismo Secundário. Universidade Nova de Lisboa. Área das Ciências Exatas e Tecnológicas. Lisboa, 1976. 201 p.
MARQUES, E. N.; MACEDO, J. H. P.; ROCHA, M. P. Determinação da dinâmica populacional de Scolytidae em povoamentos puros - I parte: Teste de atrativos. IN: ANAIS do III Congresso Florestal e do Meio Ambiente do Paraná. 1991. Curitiba. P. 287-293.
MARRA, A. A. Technology of Wood Bonding: Principles in Practice. Ed. Van Nostrand Reinhold. New York, 1992. p. 146-153.
MOSLEMI, A. A. ; AHN, W. Y. SEM Examination of Wood-Portland Cement Bonds. Wood Sciencie. V. 13(2), 1980. p. 77-82.
NICHOLAS, D. D. Wood deterioration and its prevention by preservative treatments. Degradation and protection of wood. Vol I. Syracuse University Press. 1973. New york. 380 p.
SIMATUPANG, M. H.; LANGE, H.; KASUM, A.; SEDDIG, N. Influence of wood species on the setting of cement and gypsum. 
SIMATUPANG, M. H. ; SCHWARZ G. H. ; BRÖBER F. W. Small scalle Plants For The Manufacture Of Mineral-Bonded wood Composites. IN: Eighth World Forestry Congress. Jakarta, 1978, 21p.
WEATHERWAX, R. C. & TARKOW, H. Effect of wood on setting of Portland cement. Forest Product Journal. V. 14(12). 1964. p. 567-570.MÉTODOS E REAÇÕES UTILIZADOS NOS LABORATÓRIOS DE QUÍMICA DA MADEIRA
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ACETILAÇÃO
	Inicialmente, dissolver 300mg de lignina em 5ml de piridina, em seguida, adicionar 5ml de anidrido acético, ou usar a proporção (1:1) durante 48 horas. Depois, a lignina deve ser recuperada, por precipitação, da mistura reacional em éter etílico e lavada cuidadosamente com este mesmo solvente. Posteriomente, secar a frio em um dessecador de vidro, com KOH sob pressão reduzida durante três dias. 
CINZA NA MADEIRA
	A cinza na madeira representa o resíduo proveniente da calcinação da madeira a 575 ( 25ºC por 3 horas ou mais. Esta determinação não é, necessariamente, quantitativa e estima o teor de sais minerais da madeira.
Aparelhagem
1.	Recipiente de porcelana ou 	platina; 
2.	Mufla com temperatura 	controlada para 575 
Procedimento
1.	Retirar e preparar as amostras de acordo com a norma ABCP M1/68.
2.	Utilizar a fração que atravessa a peneira número 16 (malha 40 ASTM).
3.	Determinar a umidade conforme especifica a norma ABCP M2/68.
1.	Aquecer o cadinho com tampa a 575 
2.	Pesar diretamente no cadinho o equivalente a 5g a.s. da serragem.
3.	Incinerar, inicialmente, utilizando bico de Bunsen, ou colocando o cadinho na abertura da mufla até combustão completa (ausência de chama).
4.	Transferir o cadinho para o interior da mufla e calcinar durante 3 horas ou mais, se necessário, até se verificar a ausência total de partículas de carvão na amostra.
5.	Retirar da mufla, esfriar em dessecador até temperatura ambiente. Pesar com precisão de 0,1mg.
6.	Repetir a calcinação até peso constante.
Resultados
1.	O teor de cinza expresso em porcentagem do peso da amostra seca em estufa, calcula-se pela seguinte fórmula:
 
 % de C = ( Pc / P) x 100
Onde:
C	=	Teor de cinza em 		percentagem
Pc	=	Peso de cinza
P	=	Peso da amostra seca em 		estufa
DESACETILAÇÃO
 
	Dissolver 100mg de lignina em NaOH 0,5 N a 2-5ºC e deixar em repouso por 48 horas. A solução deve ser neutralizada em amberlite IR (120) (H+) e concentrada.
DETERMINAÇÃO DE METOXILA (Método Seizel)
 
Produtos
1.	Cristais de fenol
2.	Fósforo vermelho
3.	Ácido iodídrico d=1.7
4.	Amido e bicarbonato de sódio 	= 1:1
5.	Solução de acetato de sódio + 	ácido acético
6.	Bromo
7.	Acetato de sódio cristalino 	Iodeto de potássio
8.	Amido
9.	Solução de tiossulfato de 	sódio N/10
10.	CO2 ou N2
Aparelhagem
1.	Recipiente para a lignina 	(cápsula gelatinosa ou um 	pequeno tubo de vidro com 	uma das extremidade 	fechada);
2.	Aparelho para determinação 	de metoxila;
3.	Pipeta de 5ml;
4.	Espátula;
5.	Pipeta de 10ml;
6.	Pissete;
7.	Vidro de relógio de 6cm de 	diâmetro;
8.	Bureta de 50ml (1/100ml).
Procedimento A
	No balão (K), como mostra a Figura 11, adicionar uma porção reduzida de fósforo vermelho, utilizando apenas a ponta de uma espátula, alguns cristais de fenóis, 0.5ml de anidrido acético e logo depois 10ml de ácido iodídrico (d=1.7). O balão deve ser conectado ao resto do aparelho, já com o condensador refrigerado pela circulação de água. Também deve ser controlada a vazão de CO2 ou N2 em, aproximadamente, 30 borbulhas por minuto.
	Deixar refluxar o conteúdo deste balão por 30 minutos em banho de óleo, à temperatura de ebulição do sistema (140-150(C), e depois deixar esfriar, utilizando a corrente de CO2.
Procedimento B
	
Na parte W do aparelho adicionar uma solução de amido/bicarbonato de sódio. O recipiente de absorção V1 deve ser completado com 10ml de uma solução de acetato de sódio e ácido acético. Em V1 adicionar 12 gotas de bromo e promover a passagem de 1/3 partes do volume de V1 para V2, de maneira que o recipiente V1 mantenha o dobro do volume de V2. Após isso, o aparelho estará apto para o trabalho.
	Pesar 20-30mg de lignina ((0,02mg) em um pequeno recipiente de vidro e colocar no interior do balão.
1
	Aqueçer rapidamente o balão (140-150(C), mantendo a água fria em circulação no condensador durante 45 minutos. Depois, retirar o produto e transportar quantitativamente (completamente) para um erlenmeyer. Em seguida, adicionar 2 porções prontas de acetato de sódio na ponta de uma espátula e algumas gotas de ácido fórmico até a solução se tornar totalmente transparente. Nesse momento, adicionar 1g de KI e deixar o recipiente tampado com um vidro de relógio por 5 minutos em ausência de luz. Após este procedimento, titular com tiossulfato de sódio N/10. O conteúdo reacional do balão poderá ser utilizado para 5 determinações.
A Figura 1 se encontra no 	anexo.
ISOLAMENTO DE CELULOSE POR ÁCIDO NÍTRICO
Aparelhagem
1.	Manta de aquecimento; 
2.	Chapa de aquecimento;
3.	Funil de vidro simples;
4.	Funil de placa perfurada;
5.	Becher;
6.	Kitassato.
Reagente
1.	Ácido nítrico absoluto.
2.	Álcool etílico (etanol) P.A.
3.	Solução de ácido acético 1%.
4.	Solução de NaOH a 4%.
Procedimento
1.	Refluxar 5g de madeira moída por 1 hora em uma solução alcoólica de ácido nítrico de densidade 1,4.
2.	Filtrar o material e cozer com água quente destilada durante 30 minutos.
3.	Extrair o resíduo por uma solução aquosa de NaOH (4%) durante 40 minutos. Este resíduo deve ser lavado com água destilada, depois com ácido acético e novamente com água. Posteriormente, deve ser levado a estufa (105
4.	Passar a celulose para um papel fino e pesar em balança analítica.
ATENÇÃO: Preparar a solução em capela, na proporção de 100ml de etanol e 25ml de ácido nítrico. O etanol pode ser substituído pela água.
LIGNINA DE BJÖRKMAN
Procedimento
1.	Moer a madeira.
2.	Homogeneizar as partículas para 40 mesh.
3.	Extrair com acetona ou outro solvente.
4.	Extrair com NaOH 1%.
5.	Secar até peso constante com anidrido fosfórico e cloreto de cálcio em um dessecador de vidro.
6.	Moer a seco no moinho de bolas por uma semana.
7.	Extrair com dioxano (800 ml/42ml de água) por 4 dias sob agitação magnética.
8.	Filtrar a solução de dioxano em um funil de porcelana, utilizando papel de filtro, por duas vezes consecutivas.
9.	Evaporar a solução a 40
Obs. 
Antes de iniciar a filtração da solução de dioxano, deve-se embeber, previamente, o papel de filtro com o mesmo solvente. O balão para evaporação deve ser pesado vazio, após a evaporação, com o resíduo. A evaporação tem que ser total, e a amostra totalmente seca até não mais apresentar solvente.
10.	Após a evaporação da solução, adicionar 100 ml de ácido acético/água 9:1 para dissolver a lignina. Esta solução deve ser misturada no próprio evaporador, sem qualquer aquecimento para evitar a formação de Ester.
Obs. 
Preparar, pelo menos, 200ml de ácido acético. Usar 10ml para limpar os funis.
11.	Após dissolver o material por completo, filtrar, primeiramente, em um funil de vidro sinterizado de placa porosa número 5, e depois no funil número 4.
12.	Transferir a solução de ácido acético filtrada para um funil de separação. Gotejar a solução em uma porção de 1600ml de água destilada, ou 10 X o volume da solução de ácido acético usada, sempre com agitação.
13.	Filtrar a solução aquosa em um funil de porcelana com um papel de filtro.
14.	Recolher este material filtrado em uma placa de petri, pesando-a em seguida.
15.	Este material deve permanecer durante 3 dias em um dessecador de vidro com KOH até peso constante.
16.	Após seco, dissolver em uma solução de 1,2-dicloroetano + etanol (2:1), não mais do que 100ml. 
17.	Gotejar em éter etílicopor duas vezes, alternado com duas operações de centrifugação. A lavagem constitui a última etapa e deve ser com éter de petróleo.
Obs. 
O éter etílico, antes de usado, deve ser tratado com sulfato férrico (solução saturada).
18.	Agitar uma solução com éter em um funil de decantação.
19.	Recolher a solução de sulfato ferroso, após agitação, transferir o éter para um grande balão contendo cloreto de cálcio, deixar por um dia em cloreto de cálcio e passar para outro balão com NaOH e deixar em repouso por mais de um dia.
Obs. 
Se precisar fazer uma destilação fracionada do éter, para eliminar H2O, não agite. A presença de peróxido pode tornar o ambiente extremamente explosivo.
LIGNINA DIOXANO
Material
	
a.	X g de madeira;
b.	200ml (dioxano/H2O): 9/1 	180ml de dioxano e 20ml de 	H2O;
c.	Um balão de 1000 ml com três 	saídas;
d.	Um condensador de bolas;
e.	Funil de decantação de 200ml;
f.	1,46mg HCl 
Procedimento
Adicionar, lentamente, em um balão de 1000ml com três saídas e contendo amostra de lignina, uma solução de dioxano e H2O 9:1 + HCl. A mistura reacional adquirida, deve ser aquecida por uma chapa de aquecimento a 90-95ºC, em atmosfera de nitrogênio, por um período de 0,5-48 horas. Em seguida, deixar esfriar a mistura reacional ainda em atmosfera de N2, depois de filtrada e lavada em um funil de Büchner com 12ml da mesma solução. O extrato (solução ácida) deve ser concentrado, em um evaporador rotatório, até o momento em que um material de natureza viscosa aparecer no balão. Precipitar este material em um grande volume de H2O destilada sob agitação permanente. O precipitado deve ser separado por centrifugação, decantação e, em seguida, lavado totalmente com H2O, por três vezes, usando centrifugação. A amostra, em seguida, deverá ser seca em um dessecador com anidrido fosfórico sob vácuo.
LIGNINA DE KLASON
Aparelhagem
a.	Placa de aquecimento com 	agitador mecânico;
b.	Vidro de relógio;
c.	Becher de 100ml e ou um 	erlemmeyer; 
d.	Pipetas;
e.	Cadinho de porcelana;
f.	Estufa ou dessecador de vidro;
g.	Balança analítica.
Reagente
a.	Ácido Sulfúrico
Procedimento
1.	Após o fim da extração no extrator de soxhlet, retirar a madeira de dentro do cartucho de papel filtro e passar para um vidro de relógio, para então deixar secar ao ar.
2.	Transferir 300mg de amostra seca ao ar para um becher de 100ml, e adicionar, lentamente, com agitação, 3 ml de ácido sulfúrico a 72%.
3.	A amostra deve ser homogeneizada por agitação contínua durante 1 minuto. Conservar a mistura por 1 hora entre 25 e 30
4.	Transferir o material para um balão de 250ml e diluir a solução de ácido sulfúrico, adicionando 84ml de água destilada.
5.	Ferver por 4 horas, usando condensador de refluxo, ou mantendo o volume constante por adição ocasional de água quente ao frasco. Deixar em repouso para sedimentação da lignina. Retirar a solução por meio de pipeta.
6.	Lavar a lignina com 500ml de água destilada quente. Retirar a solução por meio de pipeta.
7.	Transferir a lignina para um cadinho de porcelana tarado, e secar em estufa a 105ºC ou em dessecador de vidro com anidrido fosfórico até peso constante.
8.	Pesar o cadinho com a lignina. 
9.	Proceder a análise por duas vezes. 
10.	Deve ser realizado duas pesagens com variação de 0,2mg.
 
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LIGNINA DE WILLSTÄTTER OU DE ÁCIDO CLORÍDRICO
Procedimento
1.	Tratar 1g de madeira moída (partículas superiores a 40 mesch) com 20ml de ácido clorídrico (40 - 42%), sob temperatura de 1 a 5ºC.
2.	A suspensão obtida deve ser agitada freqüentemente, durante 2 horas, à temperatura ambiente. Após esse processo, adicionar gelo picado (cerca de 6,5g). Em seguida, a solução deve permanecer em repouso, durante 18 horas, à temperatura ambiente. 
3.	Logo após, adicionar 6,5ml de água destilada e centrifugar a mistura final. Lavar o precipitado formado com ácido clorídrico (1:1; 20ml), depois com água destilada e centrifugada.
4.	Aquecer a lignina (resíduo proveniente da centrifugação) em 20ml de água destilada, à temperatura de ebulição, com gradual adição de carbonato de sódio, até neutralização do PH da solução.
5.	O precipitado deve, então, ser removido por centrifugação e, novamente, tratado com 20ml de água destilada em ebulição, por 10 minutos e, então, centrifugado. Este último processo deve ser repetido 3 vezes. 
METILAÇÃO DE HIDROXILA FENÓLICA
	Em um balão, em gelo, dissolver 2g de p-toluilsulfonil metilnitrosamida em 30ml de éter etílico, em seguida adicionar 10 ml de uma solução de etanol (96%) e KOH a 4% (w\v), deixando em banho de gelo durante 5 minutos. Com o aparecimento de um precipitado amarelo, torna-se necessário adicionar mais etanol para dissolvê-lo.
	Em seguida, destilar a mistura reacional em banho-maria a 40SYMBOL 176 \f "Symbol"C para liberação de diazometano-éter. O destilado deve ser recolhido em um erlenmeyer contendo 1g de lignina, dissolvida em uma solução de dioxano-metanol (10:2 v/v) resfriado a 0SYMBOL 176 \f "Symbol"C. Após 40 horas, à 4SYMBOL 176 \f "Symbol"C, evaporar a solução e dissolver o resíduo em 10ml de dioxano. A lignina deve ser precipitada em éter etílico e recuperada por centrifugação.
Obs. 
Material reacional é explosivo e não deve ser agitado. O uso de aparelho de vidro com juntas esmerilhadas deve ser evitado. 
METILAÇÃO TOTAL
	Dissolver 200mg de lignina em 15ml de dioxano a 96%(v/v) concentração comercial, acrescentar 3g de soda moída em 2ml de sulfato de metila. Após 4 horas de agitação, à temperatura ambiente, neutralizar a mistura com HCl 1N. Precipitar, então, a lignina inteiramente metilada em éter etílico e, depois, recolher por centrifugação.
Obs.
O sulfato de metila requer cuidados especiais, não devendo entrar em contato com a pele.
OXIDAÇÃO DA LIGNINA COM NITROBENZENO
Objetivo e campo de aplicação
	
Fibras: Colocar em uma micro bomba de 45ml de aço inóx o material pré-extraído (700mg), NaOH (10ml) 2 N e nitrobenzeno 1ml. Aquecer a mistura em 170ºC por duas horas e depois esfriar com água fria. Lavar a mistura reacional com água (2ml), para depois, o filtrado, mais o produto da lavagem, serem extraídos com éter (5x50ml). Acidificar o licor extraído a PH 3 com ácido sulfúrico 2 N e extrair novamente com éter (4x50ml).
	Secar o segundo extrato etérico por 24 horas em sulfato de sódio anidro, em seguida evaporar, secar e armazenar em um dessecador de vidro com anidrido fosfórico. Dissolver o resíduo etérico em metanol (10ml), e usar o 3,4,5-trimetilbenzaldeído como referência interna, como padrão, para traçar a curva de calibração que antecede a aplicação da cromatografia de gás. 
Este método também se aplica a amostra pura de lignina. Nitrobenzeno requer cuidados especiais, não devendo entrar em contato com a pele.
PREPARAÇÃO DA MADEIRA LIVRE DE EXTRATIVOS 
	Este método tem por objetivo preparar a madeira livre de extrativos, quando previamente reduzida a serragem. Aplica-se também a outros materiais fibrosos.
Definição
	Extrativos são os materiais solúveis em solventes neutros. Neste método empregam-se o álcool-benzeno, álcool e água quente sucessivamente.
Aparelhagem
1.	Aparelho de extração tipo 	Soxhlet;
2.	Erlenmeyer ou balão de 	1000ml;
3.	Banho-maria;
4.	Equipamento para filtração: 	cadinho de vidro sinterizado 	de porosidade média ou funil 	de Büchener, Kitassato e fonte 	de vácuo.
Reagentes
1.	Solução de álcool-benzeno 	(1:2)
2.	Álcool etílico 95%
Obs. 
Estes solventes podem ser substituidos por AcetonaPA ou destilada.
Amostragem
1.	Retirar e preparar as amostras de acordo com a norma ABCP M1.
 2.	Utilizar a fração que atravessa a peneira número 16 internacional (malha 40 ASTM) e a que fica retida na peneira número 24 internacional (malha 60 ASTM).
Procedimento
1.	A partir da amostra seca ao ar, transferir uma dada quantidade para o tubo de extração, de maneira que a serragem não atinja a extremidade superior do sifão.
A serragem poderá ser colocada:
a.	Em saco de algodão de malha fina, ou cartucho de papel de filtro.
b.	Diretamente no tubo de extração, colocando-se na parte superior um disco de malha fina, e no tubo de descarga do extrator, pequenas buchas de algodão.
2.	Extrair durante 4-6 horas com a solução de álcool-benzeno.
3.	Transferir a serragem ao cadinho filtrante, ou funil de Büchner, remover o excesso de solvente, por sucção, e lavar o tubo de extração e a serragem com álcool.
4.	Proceder a nova extração usando álcool etílico 95% durante 4 horas ou mais, até que o álcool sifonado seja incolor. Remover a serragem e espalhar em camada fina até que todo o álcool se evapore.
5.	Transferir o material para o erlenmeyer ou balão e extrair sucessivamente com 3 porções de 1000ml de água destilada, aquecendo o frasco em cada extração durante 1 hora em banho-maria com água em ebulição.
6.	Filtrar, lavar com 500ml de água destilada quente e deixar o material secar completamente no ar.
7.	Misturar e armazenar em recipiente hermeticamente fecha do. Determinar a porcentagem de unidade de acordo com a norma ABCP M2/71.
PREPARAÇÃO DE SOLUÇÕES PARA DETERMINAÇÃO DO TEOR DE METOXILA
Solução aquosa de amido
	5g de amido para 1 litro de água destilada.
	Procedimento: Agitar a solução durante 5 minutos em aquecimento e depois filtrar em papel de filtro.
Solução 
amido/bicarbonato de sódio
Solução 
aquosa de bicarbonato de sódio
	100g de bicarbonato de sódio para 1 litro de água destilada.
	Juntar 500ml da solução de amido com 500ml de solução de bicarbonato de sódio.
	10g de de acetato de sódio = 85ml de ácido acético.
3,
 
REDUÇÃO COM NaBH4
 
	Dissolver 100mg de lignina em uma mistura de etanol (2ml) e (1ml) de NaOH 0,1N sob condições especiais de atmosfera de nitrogênio. Adicionar 20mg de NaBH4 e 2ml de H2O. Após 2 dias, a solução deve ser acidificada a: 	PH 4 com HCl diluido e, o produto da reação, deve ser precipitado em H2O, centrifugado e depois recentrifugado por 2 vezes com água (2x12ml) e seco a frio.
SAPONIFICAÇÃO DA LIGNINA
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Solução de acetato de sódio e ácido acético
Dissolver 20mg de lignina em NaOH 5% (0,5ml), à temperatura ambiente, em atmosfera de N2, e deixar em repouso durante 24 horas. Precipitar a lignina por acidificação a PH 6-7, depois centrifugar, lavar duas vezes com água e secar a frio.
SOLUBILIDADE DA MADEIRA EM HIDRÓXIDO DE SÓDIO A 1% 
 
1.	Este método, tem por objetivo a determinação da solubilidade em NaOH 1% da madeira reduzida a serragem.
2.	É usado, geralmente, para a determinação do grau de ataque da madeira por fungos e/ou outros agentes de deterioração.
1.	Balança analítica com 	precisão de 1mg;
2.	Estufa com temperatura 	mantida a 105ºC;
3.	Banho-maria com água em 	ebulição;
4.	Equipamento para filtração: 	cadinho de vidro sinterizado, 	50ml de capacidade, 	porosidade média; pesa-filtro; 	Kitassato com anel de 	borracha e fonte de vácuo;
5.	Becher de 250 mg, forma alta;
6.	Pipeta volumétrica de 100ml; 
7.	Vidro de relógio; 
8.	Bastão de vidro.
1.	Hidróxido de sódio 1% (0,25 N). Preparar e padronizar pelos métodos convencionais e ajustar a concentração para 1,0 (% = 0,1%).
2.	Ácido acético 10%.
Amostragem
1.	Retirar e preparar as amostras de acordo com a norma ABCP M1.	
	 
2.	A serragem utilizada será aquela que atravessar uma peneira de nº 16 internacional (malha 40 ASTM).
3.	Determinar a umidade de acordo com a norma ABCP M2 /71.
.	Serão necessárias pelo menos 4g para determinação em duplicata.
Procedimento
1.	A partir da amostra seca ao ar, pesar em um vidro de relógio com aproximação de 1mg, uma quantidade equivalente a 2,0 g 
2.	Transferir para um becher de 200ml e adicionar, com pipeta, 100ml de solução de NaOH; agitar com bastão.
3.	Colocar um becher em banho-maria e cobrir com vidro de relógio. 
4.	Conservar em banho-maria exatamente por uma hora, agitando rapidamente o conteúdo do becher após 10, 15 e 25 minutos do início.
	
5.	Secar em estufa a 105ºC até peso constante.
	
6.	Transferir o cadinho para um pesa filtro previamente tarado, deixar esfriar em um dessecador e, em seguida, pesar.
Resultados
1.	A porcentagem dos produtos solubilizados será dada por:
X% = ( Pi-Pf / Pf) X 100
Onde:
E	=	Porcentagem de produto 		solubilizado
Pi	=	Peso inicial da amostra a.s. 		em g
Pf	=	Peso da amostra após o 		ensaio
2.	Calcular até 0,1% e relatar a classificação da serragem, se esta for diferente da indicada nesta norma.
3.	Os resultados em duplicação não devem variar mais de 5% do valor médio. Com cuidado é possível conservar a variação dentro de 2%.
Obs. 
Este método está de acordo com TAPPI T 4 M-59. Métodos correlatos ASTM D 1109; (Canadá); APPITA P 5 M (Austrália).
UMIDADE DA MADEIRA POR SECAGEM EM ESTUFA 
	Esta norma estabelece o método para a determinação da umidade, através de secagem em estufa a 105 ( 3ºC, na madeira reduzida a serragem.
	A presente norma não deve ser aplicada àquelas madeiras que contenham substâncias voláteis que não a água.
Aparelhagem
1.	Balança analítica com 	precisão de 0,1mg;
2.	Estufa com temperatura 	controlada a 105 ( 3ºC;
3.	Pesa-filtro com tampa 	esmerilhada ou cápsula de 	alumínio com tampa;
4.	Dessecador com desidratante e 	indicador de saturação. 	Recomenda-se alumina ou 	sílica-gel.
Amostragem
	
	As amostras devem ser obtidas segundo a norma ABCP M1. Fazer duas determinações em paralelo.
Procedimento
1.	Aquecer o pesa filtro com a tampa a 105 ( 3ºC, esfriar em dessecador e pesar com precisão de 0,1mg. Repetir a operação até obter o peso constante.
2.	Pesar 1 a 2g da amostra diretamente no pesa filtro previamente tarado, secar em estufa a 105 ( 3ºC por 4 horas. Tampar, transferir para o dessecador e deixar esfriar até temperatura ambiente. Pesar com precisão de 0,1mg. Repetir estas operações até obter peso constante, aquecendo por períodos de 2 horas.
	
4. O resultado é expresso em porcentagem, pela fórmula:
U= (P-Pas/ P) x 100%
Onde:	
	
U	=	Umidade expressa em 		porcentagem do peso 		inicial da amostra.
P 	=	Peso inicial da amostra.
Pas	=	Peso absolutamente seco da 		amostra.
Obs. 1: 
Os resultados em duplicação não devem diferir mais do que 0,2%.
Se conveniente, expres sar esta determinação em termos de porcentagem absoluta mente seco (a.s.). 
% a. s. = 100 - U
 
OUTRAS SOLUÇÕES
0.1N de KMnO4
6.3216g para 2 litros
0.5N de KMnO4
31.608g para 2 litros
1M de KI
166g para 1 litro
4N de H2SO4
222ml para 2 litros, 5g para 1 litro (agitar durante 5 minutos) aquecer e depois filtrar.
0.1N de Na2S2O2
 
100ml para 1 litro
 OBTENÇÃO DA HOCELULOSE POR CLORAÇÃO
DESLIGNIFICAÇÃO ( TEORIA )
A madeira apresentavariada constituição química. Substâncias orgânicas de baixo peso molecular e substâncias de alto peso molecular. A parede celular sustenta três classes de substâncias de alto peso molecular: celulose, hemicelulose e lignina. Para obtenção da holocelulose (Celulose + hemicelulose) a partir de um material lenhoso livre de extrativos deve-se adotar os procedimentos descritos com base nos conceitos e técnicas utilizadas no processo de deslignificação. Alguns preceitos sobre a deslignificação estão descritos abaixo.
A lignina constitui um grupo de substância de alto peso molecular, formada na parede celular através da polimerização oxidativa. Devido as suas propriedades químicas e físicas, a lignina apresenta-se insolúvel em água (hidrofóbica). Assim, sua solubilização requer a transformação em derivados solúveis. Este processo pode ser desenvolvido por reações químicas, entretanto para tal necessita-se do uso de reagentes específicos e seletivos, de modo evitar formação de produtos indesejáveis, decorrente de reações paralelas envolvendo a celulose e hemicelulose. 
Os constituintes da ligninas sustenta uma unidade fenólica e uma cadeia lateral alifática, que por sua vez estão atrelados aos átomos de carbono, 7, 8 e 9, os quais podem sustentar alguns grupos funcionais de natureza polar: OH, CCOH, CO e CHO).
 Os grupos hidroxílicos (fenólicos e alcoólicos), os quais são alvos preferidos por reagentes face sua propriedades eletrônicas. O hidrogênio fenólico por exemplo apresenta baixa densidade de elétrons (ácido) e é suficientemente capaz de se ligar a um reagente que contenha propriedades básicas (hidróxidos, sulfetos, hipocloritos, etc. ( Fig1 ).
 Figura 1. 
O efeito do oxigênio fenólico (C-4) doador de elétrons por ressonância favorece a formação de sítios de alta densidade eletrônica nas posições orto e para ( C-2, C-4 e C-6) do anel benzênico, respectivamente. Veja como ocorre a formação dos sítios ativos ( Fig. 2).
 
Figura 2. Estruturas canônicas e respectivos sítios reativos do álcool coniferílico
Na metodologia utilizada em nível de laboratório aplica-se o clorito de sódio e ácido acético. No meio reacional, acidez presente, age como catalisador, reduzindo o clorito à hipoclorito, e também ao ácido hipocloroso, que por reações subsequentes da origem ao dióxido de cloro, produzido as formas reativas: hipoclorito, cloreto e dióxido de cloro, que serão os responsáveis direto pela deslignificação. Veja o modelo abaixo.
ClO2 + 4H+ + 5e- Cl- + 2H2O	 
Outras reações paralelas : 2ClO2- + Cl2 2ClO2 + 2 Cl-
2ClO2- + HOCl 2 ClO2 + Cl- + HO-
ClO2- + Cl2 + H2O ClO3- + 2Cl- + 2H+
ClO2 + HOCl ClO3- + Cl- + H+
 
Portanto, nesse meio ácido, estarão presentes formas altamente reativas que podem efetuar tipos de reações susceptíveis com a lignina, encontrando-se um nucleófilo ( hipoclorito ) e um eletrófilo ( dióxido de cloro ). 
O hipoclorito é um íon instável e altamente reativo funcionando como nucleófilo, que desencadeará uma seqüência de reações, estabelecendo ligações com a molécula de lignina. Onde o ataque efetuado acontecerá nos pontos de baixa densidade de elétrons, neste instante verificando-se a influência da estrutura da substância que sofre o ataque. Analisando-se o ataque na hidroxila fenólica, pode-se observar que ocorre abstração de próton, formando um fenolato, que sofrendo rearranjos resulta na quebra de ligações intermonoméricas desmantelando a estrutura da macromolécula, resultando na separação de seus monômeros constitucionais e posterior solubilização ( Fig. 3 ). 
 
 
 Figura 3
Pode ocorrer também se ultrapassado o limite de solubilidade do produto degradado, podendo ocorrer reações de degradação oxidativa, resultando em ácido orgânicos de baixa massa molecular altamente solúveis no solvente usado ( Fig.: 4 )
 
Figura 4
O dióxido de cloro é mais importante nas reações oxidativas dos monômeros, do que no processo inicial de quebra das ligações intermonoméricas. Este por apresentar características específicas, sendo um elétrófilo, funciona de maneira diferente, efetuando ataque diretamente nos anéis. Desta forma, podemos observar que, para uma completa separação da lignina dos outros componentes estruturais da parede celular, deve-se levar o material na presença de reagentes que resumirão a lignina às substâncias solúveis.
OBTENÇÃO DA HOLOCELULOSE POR CLORAÇÃO
A amostra de madeira deve estar completamente livre de extrativos e totalmente seca.
APARELHAGEM
-Funil de Buchner
-Erlemmeyer (250ml)
-Erlemmeyer (25 ml)
-Banho-maria
-Papel de Filtro
-Capela
REAGENTES
-Ácido acético
-Clorito de sódio (80%)
PROCEDIMENTO
	Para 2,5g de amostra deve-se adicionar 8 ml de água destilada quente, 0,5 ml de ácido acético e 1g de clorito de sódio em um erlemmeyr de 250ml. Recomenda-se colocar um erlemmeyer de 25ml invertido no pescoço do frasco que esta o material reacional. A mistura deve ser aquecida em um banho-maria a 70 oC. Após 60 minutos, 0,5ml de ácido acético e 1g de clorito de sódio deve ser adicionado. Após sucessivas horas 0,5ml de ácido acético e 1g de clorito de sódio deve ser readicionados sob agitação. Essa etapa deve ser repetida até as fibras mostrarem-se completamente separadas das lignina. Normalmente são necessários 6 horas de Cloração. Após esse período, a amostra reacional deve ser mantida em repouso sem adição de qualquer reagente durante 24 horas. Esfriar o material e em seguida filtrar ate a cor amarela e odor do dióxido de cloro desaparecerem completamente. Essa etapa deve ser realizada sob vácuo. Recomenda-se por último adicionar acetona e em seguida o material deve ser seco em uma estufa a 105 oC durante 24 horas. O material deve ser esfriado em um dessecador por 1 hora para proceder a pesagem.
Observaçào: O funil deve ser pesado antes de proceder a filtração
OBTENÇÃO DA (-CELULOSE COM EXCLUSÃO DA HEMICELULOSE
	O termo hemicelulose foi introduzido por Schulze (Schulze, E. Ber; 24, 2274 (1891), definido como componente da madeira facilmente hidrolizado com ácidos diluídos em água quente, materiais alcalinos diluídos em água quente ou hidróxido de sódio 5% a frio.
PREPARAÇÃO 
A amostra deve ser preparada a partir da holocelulose. 
APARELHAGEM
-Banho-maria ou chapa de aquecimento
-3 beakers de 250 ml
-Filtro de porosidade média
REAGENTES
-Hidróxido de sódio 17,5% e 8,3%
-Ácido acético 10% (misturar uma parte por peso de ácido glacial com 9 partes de água destilada).
PROCEDIMENTO
Pesar aproximadamente 2g de holocelulose seca e colocar dentro de um beaker de 250 ml e cobri-lo com vidro de relógio.
Medir 25 ml de uma solução 17,5% de NaOH em uma proveta e mante-la a 20oC.
Adicionar 10 ml da solução de NaOH a 17,5% à holocelulose em um beaker de 250 ml e em seguida cobrir com um vidro de relógio mantendo a temperatura de 20 oC em um banho-maria.
Manipular a holocelulose com um bastão de vidro, após 2 minutos promover a maceração até perceber que as partículas estão separadas uma das outras.
Após 5 min. adicionar mais 5 ml de NaOH 17,5% e agitar a mistura rigorosamente com um bastào de vidro até dissolver todo o material
Manter a mistura reacional a 20 oC por 30 min. perfazendo um total de tempo de tratamento de 45 min.
Adicionar 33 ml de água destilada a 20 oC à mistura.
Agitar o material contido no beaker mantendo a temperatura 20 oC durante 1 hora.
Sob vácua filtrar o material reacional em um filtro de porosidade média.