MANUAL DE LABORATRIO DE FISIOLOGIA VEGETAL 2005

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RELAÇÕES RELAÇÕES RELAÇÕES RELAÇÕES 
HÍDRICASHÍDRICASHÍDRICASHÍDRICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“DETERMINAÇÃO DO CONTEÚDO RELATIVO DE ÁGUA (C.R.A.) 
E DO DÉFICIT DE SATURAÇÃO DE ÁGUA (D.S.A.) EM DISCOS DE 
FOLHAS” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A água é o principal constituinte das células vegetais, podendo chegar até 97%, como é o caso das 
folhas de alface. Ela possui uma série de características que a tornam meio fundamental para a manifestação 
de todos os fenômenos físicos, químicos e biológicos essenciais para o desenvolvimento das plantas. Nos 
tecidos lenhosos e nos órgãos dormentes o conteúdo de água cai abaixo de 80%. Em algumas sementes secas 
o conteúdo de água pode ser de apenas 5%. As sementes maduras de algumas plantas (ex. Amaryllis e Crinum 
spp.) tem alto teor de água (normalmente acima de 70%), o que lhes possibilita germinarem sem suprimento 
de água. 
O método usual para a determinar o conteúdo de água consiste em secar o material em estufa até 
peso constante. Deve-se tomar cuidado para evitar carbonização, o que acarretará perda de matéria seca, razão 
pela qual em geral se usam temperaturas relativamente baixas (inferiores a 85%). Uma pequena quantidade de 
água, associadas a substâncias orgânicas (água de ligação), não e removida por esse processo. O conteúdo de 
água pode ser expresso em porcentagem de peso fresco ou de peso seco. Geralmente se usa porcentagem de 
peso fresco, mas algumas vezes é preferível usar porcentagem de peso seco, especialmente quando o conteúdo 
de água é elevado, uma vez que em tais casos, grandes variações de quantidade de água presente podem 
causar pequenas alterações no teor expresso como porcentagem de peso fresco. Por outro lado, o conteúdo de 
água representado como porcentagem de peso seco pode algumas vezes ser mal interpretado, porque se a 
matéria seca é alterada, por exemplo, como o resultado de acumulo ou consumo de produção de reserva, o 
conteúdo de água por unidade matéria seca se alterará se a quantidade real de água presente permanecer 
constante. 
O conteúdo de água de uma planta é bastante variável e muda muito com as flutuações de umidade 
do solo e do ar. Em muitos casos a transpiração excede a absorção de água durante a maior parte do dia e o 
teor de água diminui. A noite a situação se inverte. Desse modo uma planta reabastece durante a noite, os 
tecidos que perderam água durante o dia anterior. Em cactus, como por exemplo, em Opuntia cujos estômatos 
se fecham durante o dia ocorre o contrario. 
De modo análogo, o conteúdo de água do tronco de uma árvore decídua em regiões temperadas se 
eleva durante o inverno, quando a transpiração é baixa, e diminui no verão, quando a transpiração é alta. Isto 
tem conseqüências importantes na industria da silvicultura, quando os troncos de madeira são transportados 
flutuando rio abaixo; os que têm água são mais densos do que os que tiver sua água parcialmente substituída 
por ar. 
O conteúdo relativo de água (CRA), é a quantidade de água de um tecido comparada com a 
quantidade que ele poderá reter sem infiltração nos espaços aéreos. A (CRA) de uma folha é medido 
tomando-se seu peso da matéria fresca (PMF1) e a seguir colocando-a para flutuar na água, preferivelmente à 
luz, e depois, pesando-a novamente (PMF2) depois de enxugar a água superficial. O peso da matéria seca 
(PMS) é então determinado conforme descrito acima e o seu CRA calculado a partir da fórmula: 
 
CRA = PMF1 – PMS 
 
 PMF2 – PMS 
 
Assim, o valor máximo do CRA é a UNIDADE, freqüentemente o CRA é expresso como 
porcentagem do conteúdo máximo de água, multiplicando-se o valor obtido na fórmula acima por 100. O 
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déficit de saturação de água (DSA) é o termo algumas vezes aplicado á diferença entre CRA, expresso como 
porcentagem e 100, isto é: 
 
DSA= 100 – CRA (%) 
 
 
 
 
2. OBJETIVO 
 
Determinar o conteúdo relativo de água (CRA) e o déficit de saturação de água (DSA) de discos de 
folhas de várias espécies vegetais. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Placas de petri 
• Furador de rolhas 
• Estufa de ventilação forçada de ar 
• Balança 
• Câmara iluminada (bancada iluminada) 
• Folhas de espécies vegetais sugeridas pelo instrutor. 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Retire (corte) 50 discos (2 cm de diâmetro) de uma folha de cada uma das espécies sugerida pelo 
instrutor e pese-a imediatamente, anotando o peso da matéria fresca inicial (PMF1). Coloque-as em uma placa 
de petri com água e leve-as para baixo da bancada iluminada, deixando-as ai por um período de 10 horas. 
Após esse período, pese-os novamente (PMF2) depois de enxugar a água superficial. Determine o peso da 
matéria seca (PMS) após colocá-los por 24 horas em estufa de ventilação forçada com temperatura de 80 0C 
+/- 5ºC. 
Com os resultados das pesagens, calcule o conteúdo relativo de água (CRA) e o déficit de saturação 
de água (DSA) de cada folha e construa uma tabela mostrando as espécies utilizadas e os respectivos 
resultados. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Defina CRA e DAS. 
2. Por que na determinação do Peso da Matéria Seca (PMS) usa-se a estufa com temperaturas mais ou 
menos 800C? 
3. Qual a diferença em se determinar o conteúdo de água em termo de porcentagem de peso da matéria 
seca ou porcentagem de peso da matéria fresca? 
4. Qual a importância do conhecimento do conteúdo de água para Silvicultura? 
5. Determine o C.R.A. de uma folha determinando espécie vegetal sabendo-se que o peso da folha após 
a sua retirada da planta era de 1,05g; o peso após ressaturação era de 1,15g e o peso após 48 horas 
em estufa de ventilação forçada era de 0,05g. Indicar o C.R.A. em porcentagem. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“PLAMASMÓLISE, TURGESCÊNCIA E EFEITO DE SUBSTÁNCIAS 
TÓXICAS SOBRE A PERMEABILIDADE DAS MEMBRANAS 
CELULARES” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Quando se coloca uma célula vegetal numa solução, ela ganhará ou perderá água, conforme seu 
potencial hídrico seja menor ou maior do que o potencial hídrico da solução externa. Se o potencial da célula 
for maior do que o da solução externa, ela perderá água, e o protoplasma, com o vacúolo irão contrair-se, até 
separar-se da parede celular. Esse fenômeno denomina-se plasmólise. O fenômeno inverso chama-se 
Deplasmólise. Eles só ocorrem por existir uma permeabilidade diferencial (Permeabilidade seletiva ou 
semipermeabilidade) que mantém as duas fases - SOLUÇÃO EXTERNA e SOLUÇÃO INTERNA - 
separadas. A membrana celular deixa a água passar livremente, mais impede em maior ou menor grau a 
passagem dos solutos, e isso faz com que as fases, externas e interna se conservem individualizadas. É certo 
que o vacúolo funcionam como um todo, em suas relações hídricas. 
Se as membranas plasmáticas, cuja integridade física é essencial para a manutenção da 
permeabilidade, forem danificadas por agentes químicos e físicos, os solutos terão livre trânsito e se 
distribuirão no meio aquoso (EXTERNO e INTERNO) por difusão. As células e organelas perderão, portanto 
a capacidade de reter solutos contra o gradiente de concentração (Potencial eletroquímico, mais 
precisamente). A parede células das células vegetais, por outro lado não oferecem restrições à passagem de 
água e solutos (exceto moléculas muito grandes). Como os microsporos e microcapilares de sua estrutura 
estão cheios de água, retida com grandes forças mátricas, moléculas gasosas não a atravessam. No tecido que 
perde água por evaporação (TRANSPIRAÇÃO), as paredes celulares estarãohidratadas, já que o fluxo de 
água se dá do vacúolo para a parede celular. Grandes tensões desenvolvem-se assim nas células, podendo 
levar à ruptura e desorganização da estrutura protoplasmática e consequentemente morte. 
 
2- OBJETIVOS 
 
a) Observar os processos de plasmólise, deplasmólise e turgescência em células de tecido foliar. 
b) Verificar o efeito do álcool etílico sobre a permeabilidade das membranas celulares. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Solução de sacarose a 0,25M • Álcool etílico 
• Microscópios • Lâmina de barbear 
• Tiras de papel filtro • Estilete e bastão de vidro 
• Pinça de ponta fina • Folha de Zebrina pendula 
• Água destilada 
• Lâminas e lamínulas de vidro para microscopia 
 
4. PROCEDIMENTOS 
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 Com o auxilio de uma lâmina de barbear e uma pinça remova alguns fragmentos 
da epiderme inferior de urna folha de Zebrina (de preferência sobre a nervura principal). Coloque-os em uma 
lâmina com uma gota de água destilada, cobrindo com a lamínula, e observe ao microscópio. Substitua a água 
secando com papel de filtro, por uma solução de sacarose 0,25M. Observe como o protoplasma se desloca da 
parede celular em conseqüência da sua diminuição de volume. Este fenômeno chama-se PLASMÓLISE. 
Substitua novamente a solução de açúcar por água destilada, se não houver mudança alguma, repita o 
procedimento com células plasmolisadas recentemente. 
Depois de provocar plasmólise num fragmento de epiderme de Zebrina segundo a técnica usada 
anteriormente, trate-o com uma ou duas gotas de álcool. Observe o que acontece com o pigmento vermelho 
do vacúolo (ANTOCIANINA). 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Defina plasmólise e deplasmólise. 
2. Desenhe uma célula normal e uma plasmolisada. 
3. Qual o pigmento vermelho nas células de Zebrina e onde se localiza? 
4. Que é que sai da célula durante a plasmólise, água ou suco celular? Qual é a evidência para sua 
conclusão. 
5. Por que a sacarose e não outro soluto qualquer é utilizado para provocar o fenômeno da plasmólise? 
6. Por que o pigmento não saiu das células quando houve plasmólise e saiu quando as células 
plasmolisadas foram tratadas com álcool? 
7. Por que quando se quer determinar plasmólise em células utiliza-se solução de sacarose ou de 
carbonato de cálcio e nunca substâncias tais como éter e acetona? 
8. Por que células de uma folha não se plasmolisam quando a folha murcha? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL OSMÓTICO (ΨΨΨΨos) DE TECIDOS 
VEGETAIS PELO MÉTODO PLASMOLÍTICO” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Este método baseia-se no fato de que, numa célula em condição de “plasmólise incipiente” à 
solução plasmolisante externa e o suco celular têm a mesma pressão osmótica (pi). Sendo a pressão de parede, 
neste ponto igual a zero (e desprezando o valor da pressão mátrica), tem-se que os valores de dos potenciais 
hídricos da solução externa e do suco celular são também iguais. 
O problema, para ocaso de uma única célula, resume-se então em encontrar uma solução que cause 
a plasmólise incipiente (estado fisiológico no qual a pressão da parede começa a eqüivaler a zero). Para o caso 
de tecidos, considera-se que a plasmólise incipiente se manifesta quando 50% das células estão plasmolisadas. 
 
2. OBJETIVO 
 
Determinar a pressão osmótica de um tecido foliar empregando o método plasmolítico. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Solução de sacarose 0,08 – 0,10 - 0,12 - ........... 0,26M 
• Lâminas e lamínulas 
• Papel absorvente 
• Microscópios 
• Folha de Zebrina pendula 
 
4. PROCEDIMENTOS 
 
Coloque algumas gotas de cada uma das soluções de sacarose separadamente em cada lâmina. 
Tome, em cada uma 2 ou 3 fragmentos de epiderme de Zebrina. Após 20 a 30 minutos examinar no 
microscópio os pedaços correspondentes a cada solução, contando o número de células vermelhas túrgidas e 
células vermelhas plasmolisadas. Determine a porcentagem de células plasmolisada para cada solução. 
Construa um gráfico em que na abcissa estão as concentrações das soluções e nas ordenadas, a porcentagem 
de células plasmolisadas. Identifique a solução equivalente à plasmólise incipiente. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Defina plamólise incipiente. 
2. Por que a plasmólise incipiente pode ser utilizada para determinar a pressão osmótica (pi) de um 
tecido? Por que a plasmólise qualquer não poderia ser utilizada para medir esse parâmetro? 
3. Qual é a pressão omótica das células do material usado, em MPa, a 20oC? 
4. Por que em plasmólise incipiente, a pressão osmótica da célula é igual à pressão osmótica da solução 
externa? 
5. Na determinação da pressão osmótica das células de Zebrina pelo método plasmolítico você chegou 
a um valor equivalente a uma solução 0,12M da sacarose: 
a) Qual é o valor da pressão de parede das células em plasmólise incipiente? 
b) Qual é o potencial hídrico das células nessa mesma condição? 
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6. A pressão osmótica da célula em plasmólise incipiente tem o mesmo valor que a pressão osmótica da 
célula em sua condição inicial? Explique. O que seria necessário para corrigir o valor da primeira 
para que ela eqüivalesse ao valor da segunda? 
7. Quais são as principais vantagens e desvantagens deste método para determinar a pressão osmótica 
do tecido? 
 
 
Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL HÍDRICO ( ΨΨΨΨw) DE TECIDOS 
VEGETAIS PELO MÉTODO DENSIMÉTRICO OU SCHARDAKOW” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
O método tem como princípio, a medição da transferência de água líquida entre amostras de tecido 
vegetal e soluções testes de pressão osmótica conhecidas. No método de Schardakow, a transferência é 
determinada pela mudança de densidade das soluções testes. A densidade das soluções aumentará, diminuirá 
ou permanecerá invariável, conforme o tecido tenha potencial hídrico maior, menor ou igual ao da solução. 
 
2. OBJETIVO 
 
Determinar o potencial hídrico de um tecido foliar mediante o método densimétrico. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Soluções de sacarose de 0,05 – 0,10 - 0,15 – 0,20 - ....... 0,50M 
• Tubos de ensaio grandes (10) 
• Tubos de ensaio pequenos (10) 
• Azul de metileno (cristais) 
• Pipetas de ponta capilar (pipeta Pasteur) 
• Tesoura ou lâmina de barbear 
• Pinça(1) 
4. PROCEDIMENTO 
 
Tome 2ml de cada uma das soluções de sacarose 0,05 – 0,10 – 0,15 – 0,20 - .......0,50M, em tubos 
de ensaio grandes. Tome também a mesma série paralela de soluções em tubos de ensaio pequenos. Do 
material indicado pelo Instrutor, tome pequenos fragmentos (cortados com lâmina de barbear ou tesoura) e 
coloque-os em cada um dos tubos de ensaio grande até nivelar os 2ml das soluções de sacarose. Após 1 hora, 
coloque um pequeno cristal de azul de metileno em cada tubo grande, a fim de colorir as soluções que 
estiverem em contato com os fragmentos. 
Com uma pipeta de ponta capilar, tome um pouco de cada solução colorida e solte lentamente uma 
gota no meio da solução de igual concentração que permaneceu sem fragmentos nos tubos de ensaio 
pequenos, observe, contra uma fonte de iluminação, se a gota se desloca para cima, para baixo, ou permanece 
mais ou menos estacionária (segundo seja o potencial hídrico do material estudado, superior, inferior, ou igual 
da solução em que está submerso). Caso a gota colorida não estacione em qualquer das soluções, pode-se 
repetir o ensaio, utilizando-se uma série de soluções cujas concentrações sejam intermediárias entre as 
concentrações em que a gota desceu e subiu, respectivamente. Determine o potencial hídrico do tecido, em 
MPa, consultando a tabela apropriada que relaciona as molaridades das soluções de sacarose e suas pressões 
osmóticas. 
5. QUESTIONÁRIO1. Qual é o fundamento de método de Schardakow de determinação do potencial hídrico em tecidos 
vegetais? 
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2. Porque o método de Schardakow de determinação do potencial hídrico é também denominado de 
método densimétrico? 
3. Em folhas de Zebrina pendula encontrou-se, pelo método densimétrico um potencial hídrico de – 
0,3MPa. Em plasmólise incipiente o mesmo apresentou uma pressão osmótica de +0,2 MPa. 
Considerando que não tenha havido alteração no volume celular, pergunta-se: 
a) Qual a pressão de turgescência (P) do tecido (potencial de pressão)? 
b) Este tecido absorveria água, se colocado em água pura? Porque? 
4. Você pode com esse método, determinar o valor da pressão osmótica das células? Explique. 
5. Quais são as vantagens e desvantagens do método densimétrico na determinação do potencial hídrico 
em tecidos vegetais? 
6. Qual é a função do azul de metileno nestes exercícios? Se fosse tecido de beterraba haveria 
necessidade desse corante? 
 
 
 
 
 
 
 
Pressões osmóticas (pi) de soluções molares de sacarose, à 20º C, em BARS. 
 
Molaridade 
(M) 
 
SEGUNDAS DECIMAIS 
0,00 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0,08 0,09 
0,0 0,00 0,26 0,54 0,80 1,07 1,34 1,61 1,87 2,14 2,41 
0,1 2,67 2,95 3,21 3,47 3,75 4,01 4,27 4,54 4,81 5,08 
0,2 5,36 5,64 5,94 6,22 6,50 6,79 7,07 7,36 7,65 7,94 
0,3 8,23 8,52 8,82 9,12 9,41 9,70 10,00 10,33 10,64 10,94 
0,4 11,24 11,55 11,85 12,26 12,56 12,87 13,17 13,47 13,88 14,18 
0,5 14,49 14,79 15,20 15,50 15,80 16,21 16,61 16,92 17,32 17,63 
0,6 18,03 18,34 18,74 19,15 19,45 19,85 20,26 20,67 20,97 21,37 
0,7 21,78 22,18 22,59 23,00 23,40 23,70 24,11 24,62 25,02 25,43 
0,8 25,83 26,34 26,74 27,15 27,55 27,96 28,36 28,77 29,17 29,68 
0,9 30,09 30,59 31,10 31,50 32,01 32,52 33,02 33,53 34,04 34,54 
1,0 35,05 35,56 36,16 36,67 37,18 37,68 38,19 38,70 39,30 39,81 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“DEMONSTRAÇÃO DA OSMOSE NA CÉLULA DE TRAUBE” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
As membranas de permeabilidade diferencial são de diversas naturezas. Nos primeiros estudos 
sobre os fenômenos osmóticos empregavam-se membranas inorgânicas aderidas à parte interior de cápsulas 
de argila ou porcelana que são permeáveis à água e impermeável a solutos de peso molecular elevado, 
conseguindo-se desta maneira um osmômetro perfeito. 
A membrana de Traube, formada pela combinação química do CuS04 com K4Fe (CN)6, é 
facilmente observada em laboratório, quando esses dois compostos reagem em meio aquoso. Quando um 
cristal de ferrocianeto é adicionado à uma solução de sulfato de cobre, nota-se facilmente a formação contínua 
de membranas através do rompimento (absorção de água além do limite da resistência da membrana) e 
aumento de tamanho, quando ocorre a combinação dos dois solutos, ao entrarem em contato. 
 
2. OBJETIVOS 
 
Observar o processo de osmose e o crescimento osmótico da célula de Traube. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Solução de CuSO4 a 2% 
• Cristal de K4Fe (CN)6 
• Tubo de ensaio (1) 
 
4. PROCEDIMENTOS 
 
Coloque no tubo de ensaio 10mL de solução de sulfato de cobre e adicione um cristal de 
ferrocianeto de potássio. Ponha o tubo num lugar firme e sem tocar nele ou movê-lo, observe o que acontece 
no período de 1 hora. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Escreva a reação química que esta envolvida na formação da célula artificial de Traube. Qual é a 
constituição química da membrana? 
2. Que substância existe dentro e fora da célula de Traube? 
3. Qual é a substância que atravessa a membrana? Qual é a evidência de sua resposta? 
4. Que aconteceria se a membrana de Traube fosse permeável aos íons cobre? 
5. Durante a formação da célula de Traube, as membranas se rompem e se refazem continuamente até 
que o processo se detém. Qual a causa da paralisação do processo? 
6. Por que a célula artificial de Traube se presta para demonstrar o fenômeno osmose? 
7. Por que as células vegetais não se rompem quando colocadas em água destiladas, mesmo sabendo-se 
que a sua concentração de soluto (meio interno) é maior que o lado de fora (meio externo)? 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“SUDAÇÃO OU GUTAÇÃO” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Além da perda d’água em forma de vapor (transpiração), as plantas herbáceas, em certas situações, 
podem perder água na forma líquida (sudação ou gutação). Ao longo das margens das folhas dessas plantas 
existem poros de abertura fixa, associados com um tecido parenquimatoso modificado (epitema) - os 
hidatódios. Quando sobre pressão no xilema, a chamada pressão radicular, a água é forçada a sair através 
dos hidatódios na forma de gotas (GUTAÇÃO). 
 
2. OBJETIVOS 
 
Estudar as condições necessárias para a ocorrência do fenômeno da gutação ou sudação. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• 2 vasos (de plástico ou papel parafinado, pequenos) com 2 ou 3 plantinhas de milho em cada um 
• Solução de sal de cozinha (NaCl) a 5% 
• Campânula ou cuba de vidro 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Obtenha dois vasos pequenos com 2 ou 3 plantinhas de milho de 5cm ou mais. Regue um dos vasos 
com solução de sal de cozinha a 5% e outro com água. Cubra ambos com uma campânula ou cuba de vidro. 
Observe as margens das folhas durante duas ou três horas. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Por que não houve sudação no vaso irrigado com sal? 
2. Qual é a força responsável pela sudação, e como essa força se origina na planta? 
3. Por que há necessidade de cobrir as plantas com campânula? 
4. Descreva a estrutura típica de um hidatódio, fazendo um desenho e nomeando devidamente os 
tecidos existentes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“CONSTRUÇÃO E USO DE UM OSMÔMETRO” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A osmose é a difusão de moléculas de água através de uma membrana seletivamente permeável – 
uma membrana que permite o movimento de água mais inibe a passagem de solutos. Na ausência de outras 
forças, o movimento da água por osmose é de uma região de concentração de solutos mais baixa (meio 
hipotônico) para uma região de concentração de solutos mais alta (meio hipertônico) e, portanto de uma 
região de maior potencial hídrico para uma região de menor potencial hídrico. 
É importante enfatizar que na osmose, a difusão da água através de uma membrana semi-permeável 
ocorre tanto da solução hipotônica para a hipertônica quanto no sentido inverso. A pressão de difusão da água, 
porém, é maior no sentido da solução hipotônica para a hipertônica. A tendência da água de mover-se através 
da membrana, devido aos efeitos dos solutos sobre o potencial hídrico (ΨW) (a energia potencial da água) é 
chamado potencial osmótico ou potencial dos solutos (Ψos), que é sempre negativa. 
 
2. OBJETIVOS 
 
O objetivo desta prática é construir um osmômetro e observar o fenômeno da osmose. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Fita de diálise de 15 cm. 
• Pipeta graduada de 1,0 mL. 
• Elástico ou liga de borracha. 
• Solução de Sacarose 25 % 
• Solução de corante azul de metileno 1 % 
• Becker de 1,0 L 
• Tesoura. 
• Suporte para pipeta. 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
 
 Coloque uma fita de diálise de 15 cm em um recipiente com água destilada por aproximadamente 1 
hora. Após esse período, arrume a fita de diálise em forma de saco, vendando completamente um dos seus 
lados. Em seguida, adiciona uma solução de sacarose 25 % juntamente com 3 gotas de azul de metileno no 
saco de diálise e posteriormente coloque a ponta da pipeta graduada na abertura do saco e vede (amarre) com 
elástico ou liga de borracha. Prenda a pipeta no suporte e mergulhe o saco de diálise coma solução de 
sacarose em um Becker contendo água destilada. Marque o nível inicial na pipeta e observe o resultado depois 
de aproximadamente 1 hora. Faça um desenho esquemático do resultado encontrado e discuta-o. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. O que é osmose? 
2. Qual a finalidade de se colocar o corante azul de metileno nessa experiência? 
 12
3. Por que ocorreu uma elevação da coluna líquida na pipeta? 
4. Qual a diferença entre uma substância que se move a favor de um gradiente de concentração e uma 
substância que se move contra esse gradiente? 
5. Em termos de concentração de solutos e potencial hídrico, qual a diferença entre soluções isotônicas, 
hipotônicas e hipertônicas? 
6. O potencial hídrico de uma célula X é igual a – 0,4 MPa e de uma célula Y é igual a – 1,8 MPa. Se 
estas células forem colocadas em contato tão íntimo, observa-se um movimento de água de uma para 
outra. Qual será o sentido do movimento da água? Justifique sua resposta. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TRANSLOCAÇÃO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“RECUPERAÇÃO DE TURGESCÊNCIA EM RAMOS CORTADOS” 
 
1. INTRODUÇÃO 
A translocação de água no xilema, das raízes para a parte aérea, requer segundo a teoria de Dixon, 
que a coluna d’água permaneça íntegra, continua. Se a coluna se romper (cavitação), o fluxo de água cessará 
no vaso particular em que ocorrer a ruptura. A água nesse caso deve de algum modo contornar a bolha para 
haver movimento. Considera-se que a coesão da água é suficientemente elevada para não haver ruptura e 
manter assim a continuidade da coluna líquida. 
Por outro lado, a coluna pode separar-se por ventura entrar ar nos vasos do xilema (embolia). 
Normalmente isso não se verifica, dado à impermeabilidade dos vasos lenhosos, mesmo sob as altas tensões a 
que podem estar submetidos. Todavia, nos ramos cortados o ar penetra rapidamente nos vasos, interrompendo 
a continuidade da coluna líquida e interpondo uma grande resistência ao fluxo. 
 
2. OBJETIVO 
 
Verificar o papel da presença de ar nos vasos, na translocação de água pelo xilema. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
• Trompa de vácuo (ou bomba de vácuo) – lâmina de barbear 
• Frasco de quítazato (Becker de 600ml) – ramos de plantas adequadas 
• Massa plástica moldável 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Obtenha quatro ramos ou menos iguais de tomateiro, feijoeiro, caruru de porco, quebra pedra ou 
outra planta qualquer sugerida pelo instrutor. Deixe-os murchar durante uma ou duas horas sobre mesa do 
laboratório. Quando os ramos estiverem “tombando” por falta de turgescência, submeta-os aos seguintes 
tratamentos. 
 
1 . Mergulhe a base do primeiro em um copo contendo água. 
2 . Corte cerca de 5cm da base do segundo e mergulhe a extremidade cortada em um copo contendo água, 
como no caso anterior. 
3 . Mergulhe em água a base do terceiro, corte cerca de 5cm (debaixo d’água) e deixe-o absorvendo água. 
4 . Coloque a base quarto num frasco para vácuo (quítazato) contendo água até pela metade, tampe bem a 
boca do frasco com “massa plástica” (com cuidado para não quebrar ou amassar o caule), aplique vácuo 
durante 5-10 minutos, desligue o vácuo e deixe o ramo absorvendo a água do próprio frasco. 
Observe os quatro tratamentos continuamente durante uns 30 minutos. Explique detalhadamente as 
diferenças encontradas. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Dentro dos tratamentos aplicados, quais os ramos que recuperaram a turgescência mais rapidamente? 
2. Como você explica as diferenças na velocidade de recuperação da turgescência? 
3. Como você poderá correlacionar esse fenômeno com a teoria coeso-tenso-transpiratória de Dixon? 
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4. Tendo em vista suas observações, que recomendação você faria a um floricultor quando ao período 
do dia mais indicado para cortar ramos de flores? Que explicação você daria para justificar sua 
recomendação? 
5. Como você trataria um ramo de flores para conservá-lo túrgido por mais tempo? 
 
 
 
 
 
Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
DESENVOLVIMENTO DE TENSÕES INTERNAS DE ÁGUA EM 
PLANTAS . 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Durante o dia, a absorção de água pelo sistema radicular não compensa a perda de água pela 
transpiração nas folhas, o que provoca diminuição do potencial hídrico nestas. Uma vez que nos elementos 
dos vasos do xilema a água deve manter-se coesa (Teoria de Dixon), a queda do potencial hídrico nas folhas é 
transmitida para os elementos dos vasos (xilema), originando tensões internas. A contração dos troncos de 
muitas espécies florestais, durante o dia, é uma prova de que se encontram sob tensão. Qualquer fator que 
promova mais rápida perda de água do que absorção, ou que reduza a absorção (falta de água no solo, por 
exemplo) leva ao desenvolvimento de tensões internas de diferentes magnitudes. Essas tensões podem 
alcançar magnitudes bastante baixas (valor negativo), o que pressupõe uma alta resistência mecânica dos 
vasos, impedindo o seu colapso. 
 
2. OBJETIVO 
 
Demonstrar a existência de tensões internas na planta, através da absorção de corante solúvel em 
água. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Vasos com plantas de girassol ou outra planta sugerida pelo instrutor (6), com comprimento de 
aproximadamente 30 cm. 
• Solução de azul de metileno a 1%. 
• Placas de Petri (6). 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Tome 6 (seis) vasos com plantinhas de girassol, com 30 cm de comprimento, três dos quais tenha sido 
submetidos a déficit hídrico ( 2 tratamentos, sendo 1 com água e outro sem água com três repetições). 
Coloque as plantas com déficit de água em posição horizontal, imergindo a porção mediana na solução de 
azul de metileno a 1% contida na placa de Petri. Com uma lâmina de barbear, corte a haste (caule) da planta, 
mantendo, as secções cortadas submersas na solução de azul de metileno a 1% por um minuto. Retire as 
partes seccionadas e lave-as rapidamente em água de torneira, enxugando-as com papel absorvente. Remova 
as folhas da parte terminal e seccione ao nível do solo a parte inferior. Tome a parte apical e faça cortes 
transversais de 0,5 cm de comprimento. Examine cuidadosamente as superfícies seccionadas (de preferência 
com o auxílio de uma lupa) e determine a presença do azul de metileno nos feixes vasculares. Registre a 
distância máxima, a partir do seccionamento original, em que o mais leve indício do corante é observado em 
qualquer feixe, em direção ao ápice (movimento acrópeto). Proceda da mesma forma para determinar a 
distância do movimento do corante na parte inferior (movimento basípeto). 
Repita o processo para a planta com suprimento abundante de água e em todas as repetições. 
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Apresente seus resultados na forma de desenho esquemático uma secção transversal da haste (caule), 
indicando principalmente os tecidos em que o corante é observado e/ou como tabela e discuta-os. 
 
5. QUESTIONÁRIO. 
 
1. Em que tecido a solução de corante se movimenta? 
2. Caso o sistema fosse puramente físico (sem células vivas), as observações seriam diferentes? 
3. Que ocorreria caso a experiência fosse realizada com plantas submetidas a diferentes graus de 
deficiência hídrica? 
4. Dentre os dois tratamentos utilizados, em qual deles o corante atingiu maior distância, na direção do 
ápice das plantas de girassol? Como você explica sua resposta? 
5. Quando se faz o corte no caule que esteja sob tensão interna de água, o corante sobe mais em direção 
do ápice do que da base? Explique. 
6. Por que se desenvolvem maiores tensões internas de água na planta durante o dia do que durante a 
noite? 
7. Tem-se observado, que o diâmetro dos troncos de certas árvores contraem-se duranteo dia. Como se 
explica esse fato? 
8. Que outro método experimental você poderia usar para provar que a perda de água na planta 
(transpiração) induz o desenvolvimento de tensões internas de água? 
9. Por que aboboreiras apresentam murchas durante o período da tarde, em dias claros de verão, mesmo 
sabendo-se que há boa disponibilidade de água no solo? 
10. Comente um critério fisiológico que você poderia empregar para diagnosticar deficiência de água no 
solo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
 “MEDIÇÃO DA TRANSPIRAÇÃO PELO MÉTODO DO 
POTÔMETRO” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
 A intensidade na troca de gases varia na diferentes formas de vida. Nos vegetais, o intercâmbio de 
gás carbônico e de oxigênio é diretamente proporcional ao vapor de água. Logo, as plantas com altas taxas de 
absorção de CO2 apresentam altas perdas por transpiração, o que torna implícito que elevados consumos de 
água aumentam a produtividade das culturas. 
 A fotossíntese e a respiração envolvem processos químicos complexos, sensíveis e muitas variações, 
diferentemente da transpiração, que é mais simples, controlada principalmente por variáveis físicas ligadas à 
difusão dos gases. Pode-se considerar a transpiração como fluxo de água proveniente de um reservatório de 
capacidade limitada, o solo, a outro de capacidade ilimitada, a atmosfera, sendo a força impulsora o 
gradiente de potencial de água. Se o solo estiver úmido, este gradiente pode cair a zero durante a noite, mas 
com a chegada do dia e a água evaporando das plantas ao ar, haverá decréscimo nos potenciais e o 
conseqüente aumento no gradiente de potencial e no fluxo, desde as raízes até o caule, as folhas e a atmosfera. 
 Apenas uma pequena fração, geralmente menos de 1% da água absorvida, usa-se nas reações 
metabólicas e, portanto, é responsável pelo aumento da biomassa. As perdas de água por transpiração ocorrem 
em qualquer parte da planta exposta à atmosfera externa, ressaltando-se os estômatos, seguidos, em pequena 
escala, da cutícula das folhas. O conjunto solo-planta-atmosfera, em termos práticos, é uma série de 
condutores por onde flui a água com resistências variáveis. 
 Têm-se empregado diversos métodos para a avaliação da transpiração, dentre eles têm o do 
POTÔMETRO DE GANONG, onde uma bolha de ar é introduzida no tubo capilar e o movimento dessa 
bolha, registrado em escala, é usado como indicação da taxa de transpiração. Se o diâmetro do tubo capilar for 
conhecido, pode ser calculada a quantidade de água absorvida em um dado tempo (Q = vazão). 
 Os potômetros de um modo geral, são usados tanto para plantas inteiras como para ramos cortados. 
Quando não se tem o controle da temperatura onde se realizará o experimento, existe a necessidade de um 
potômetro controle, sem plantas, que indicará possíveis mudanças no volume da água devidas às variações da 
temperatura ambiente (gradiente de temperatura). É importante que a água esteja à temperatura ambiente 
antes de se iniciar as medidas. 
 As velocidades de absorção de água de um ramo cortado, no potômetro, não são necessariamente 
iguais às que estariam ocorrendo se o ramo estivesse preso à planta, porque as tensões no xilema e a 
resistência do sistema radicular aos movimentos de água são eliminadas pelo corte. Pode entrar ar em alguns 
vasos do xilema durante o corte, tornando-os não funcionais, aumentando desse modo à resistência global do 
caule. Por essa razão, é desejável, quando possível, usar plantas intactas. Esses experimentos não podem ser 
prolongados, devido à dificuldade de se arejar as raízes convenientemente. 
 Com base no princípio de conservação da massa, onde a massa (ou peso) de um fluido que atravessa 
uma seção qualquer da corrente é sempre a mesma, podemos inferir, também, que o volume de líquido por 
unidade de tempo, que atravessa todas as seções de um fluxo de corrente, tem sempre o mesmo volume. 
A1V1 = Q1 
A2V2 = Q2 
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∴ Quantidades Q1 = Q2 
∴ A1V1 = A2V2 
Q = A . V (área x volume) 
 Ao se iniciar o experimento, como o mesmo não se prolongará por um intervalo de tempo muito 
grande, podemos inferir que a taxa de absorção é igual a taxa de transpiração, e ainda: 
 
Q = A . V 
 
 pi . D2 
 ∴ A = 
 4 
 
 
 
 pi . D2 
 ∴ Q = x V 
 4 
 
 
 pi . D2 . V 
 ∴ Q = 
 4 
 
 
 
 pi . D2 . Vm 
 Q = x 10-6 dm3/seg 
 4 
 
 
 
 pi . D2 . Vm 
 Q = x 10-6 L / seg 
 4 
 
 
 pi . D2 . Vm 
 Q = x µL / seg 
 4 
 
 
 
pi = 3,1416 .... 
 D = Diâmetro do tubo capilar (mm) 
 Vm = velocidade média da bolha de ar (mm/seg) 
 Q = taxa de transpiração = taxa de absorção de água 
 
1. OBJETIVO 
 
Determinar a taxa de transpiração do ramo de uma planta através do método do potômetro de 
GANONG. 
 
2. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Potômetro de GANONG. 
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• Tubo de vidro capilar graduado (Ф = 2 mm). 
• Escala milimétrica. 
• Becker de 1 L. 
• Rolhas de borracha. 
• Funil de separação. 
• Plantas sugeridas pelo instrutor. 
• Cronômetro. 
3. PROCEDIMENTO 
 
Coloque o ramo de uma planta no potômetro de GANONG, preencha o mesmo com água de torneira 
e vede, hermeticamente, o potômetro com as rolhas de borracha. Introduza uma pequena bolha de ar no tubo 
capilar, suspendendo-o temporariamente do Becker com água, de modo a posicioná-la na origem (se 
necessário, afaste a bolha para a extremidade direita do tubo capilar, abrindo, vagarosamente a torneira do 
funil de separação). Anote o deslocamento (em milímetro) da bolha e o tempo (em segundos) gasto nesse 
deslocamento. Repita o experimento, quantas vezes for necessário, deslocando a bolha para a origem e anote 
novamente a distância percorrida (em mm) e o tempo gasto (em segundos), por cada repetição. 
Calcule, a velocidade média ( Vm ), sabendo-se que a velocidade é o espaço dividido pelo tempo e 
após, a transpiração do ramo utilizado no experimento. 
 
 
 V1 + V2 + ... + Vn 
 Vm = 
 n 
 
 
 
 
Vm = velocidade média da bolha de ar. 
V1 = velocidade da bolha na primeira repetição. 
V2 = velocidade da bolha na segunda repetição. 
Vn = velocidade da bolha na repetição n. 
n = número de repetições. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. O que é transpiração e absorção de água pela planta e qual a relação existenteentre esses dois 
processos? 
2. Por que se torna difícil fazer a correlação transpiração/absorção de água pela planta, utilizando-se 
esse método? 
3. Por que as velocidades de absorção de água de um ramo cortado, no potômetro, não são 
necessariamente iguais às que estariam ocorrendo se o ramo estivesse preso a planta? 
4. Explique o mecanismo de transpiração em plantas de grande porte, como por exemplo, as “sequóias 
gigantes” 
5. Construa e analise um gráfico, mostrando o andamento diário da transpiração, absorção e resistência 
estomática, em um dia típico de verão. 
6. Qual a transpiração de um ramo de uma planta herbácea, sabendo-se que o mesmo quando submetido 
ao potômetro de GANONG, foi observado que a bolha de ar do aparelho, levou 5 minutos para deslocar-se 
em 15 cm no tubo capilar de 2 mm de diâmetro? 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“EXSUDAÇÃO DA SEIVA DO FLOEMA” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Quando se corta um caule sadio de abóbora, o floema exsuda rapidamente. A exsudação começa 
com velocidade acima de 1000cm/hora, mas dentro de 2 minutos diminui e pára. Cortando-se uma fatia de um 
milímetro da base do caule da base do caule, o processo se renova. Pode-se repetir a operação por horas, e o 
volume total do exsudado coletado e muitas vezes maior do que o volume do floema do caule que foi 
removido nos cortes sucessivos. 
O fato descrito comprova a existência de pressão (positiva) no conteúdo do floema, e constitui uma 
evidência a favor da hipótese do fluxo de massa. A existência da pressão na seiva do floema é um requisito 
fundamental para a hipótese de Münch (fluxo por pressão). 
 
2. OBJETIVO 
 
Verificar a existência da pressão (positiva) na seiva do floema. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Álcool etílico comercial 
• Lâmina de barbear 
• Tubo de ensaio grande e folha de abóbora com pecíolo 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Tome um tubo de ensaio contendo álcool comum até cerca da metade da altura. Corte a base do pecíolo 
de uma folha de abóbora usando uma lâmina de barbear, e introduza rapidamente o pecíolo no tubo com 
álcool. Observe, quando a exsudação parar, remova o pecíolo do álcool, corte uma pequena fatia de sua base 
e introduza novamente no álcool. A observação é mais fácil colocando-se o tubo contra a luz. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. De quais regiões do pecíolo se verifica a saída do exsudado? 
2. Por que a saída de exsudado paralisa depois de alguns minutos de ter feito o corte? 
3. Qual é o estado normal da seiva do floema, sob pressão ou sob tensão? Que o levou a essa 
conclusão? 
4. Se a folha estivesse murcha, mesmo assim poderia haver exsudação de seiva do floema? Que relação 
existe entre os dois fenômenos? 
5. Qual é a composição da seiva do floema? 
6. Por que se utiliza álcool para visualizar a saída do exsudado? Por que você não utiliza água 
destilada? 
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7. De que modo os afídeos (pulgões) se alimentam das plantas e que relação tem isso com o estado da 
seiva no floema? 
8. Os vasos Laticíferos da seringueira estão sob pressão ou sob tensão? Justifique. 
9. Você poderia correlacionar a saída do exsudado com o modelo da teoria do fluxo em massa por 
pressão de Münch? 
 
 
 
 
 
 
 
Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“CONSTRUÇÃO DE UM MODELO DA HIPÓTESE DO FLUXO POR 
PRESSÃO DE MÜNCH” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A hipótese do fluxo por pressão, levantada por E. Münch em 1926 é a mais difundida para explicar 
a translocação no floema. Ela implica um mecanismo passivo de transporte no floema e baseia-se num 
modelo real de fácil construção, ou seja, dois osmômetros interligados por um tubo. 
 
2. OBJETIVO 
 
Construir e observar o funcionamento do modelo físico da hipótese do fluxo em massa por pressão 
(hipótese de Münch) 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Sacos de diálise (2), diâmetro 2-3cm, comprimento 15cm (outro tipo sugerido pelo instrutor, por 
exemplo: tripa artificial) 
• Solução de sacarose (25%) 
• Solução de bicromato de potássio (coloração levemente alaranjada) 
• copo (2) 
• Tubo em “U” 2-3mm 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Coloque em água por uma hora duas tiras de tubos de membrana de diálise (ou outro tipo de 
membrana sugerido pelo instrutor) de 15cm de comprimento. Amarre cuidadosamente uma extremidade de 
tiras de maneira a não deixar qualquer vazamento. Encha um dos sacos com solução de sacarose concentrada 
e amarre vigorosamente a outra extremidade na parte terminal de uma vara de vidro em forma de “U”. Encha 
o outro saco de diálise com água de torneira e amarre sua extremidade no outro terminal do tubo em “U”. 
Faça a imersão do saco com sacarose em um copo com água contendo a solução de bicromato de potássio. O 
saco, contendo água, deve estar imerso em um copo com água. Disponha os copos de tal maneira que o que 
receber o saco com água fique num nível superior a 10-15cm do copo com solução de sacarose. Observe o 
sistema em operação durante duas horas. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Como as três partes desse modelo podem ser correlacionados com as partes de uma planta viva? 
2. Qual o papel do bicromato de potássio colocado em água no copo o com saco de sacarose? 
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3. Na hipótese do fluxo em massa de Münch, qual é a força matriz do movimento? Qual razão existe 
para que seja denominada “Fluxo em massa”. 
4. Qual a evidência de que no modelo artificial de Münch, a translocação de solutos orgânicos se dá sob 
pressão e não sob tensão? 
5. No modelo artificial de Münch o transporte de solução de sacarose de uma célula para a outra 
paralisa após algum tempo. Como se explica que, numa planta viva, o fluxo se mantenha sustentado, sempre 
da fonte (folha) para o dreno (raízes, por exemplo)? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
METABOLISMO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“SEPARAÇÃO DE PIGMENTOS DE CLOROPLASTOS POR 
CROMATOGRAFIA EM PAPEL” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Os pigmentos dos cloroplastídeos localizam-se nos tilacóides, associados às porções lipoproteicas 
das membranas. Suas principais funções são a absorção da energia radiante e a transferência desta energia a 
uma série de compostos oxiredutíveis, os quais dão origem ao O2, ATP e NADPH +H+. Dos pigmentos das 
plantas superiores, existentes nos cloroplastídeos, o único que participa diretamente da fotossíntese é a 
clorofila a, enquanto a clorofila b e os caratenóides participam indiretamente, transferindo energia luminosa 
à clorofila a. 
Em virtude das diferentes estruturas químicas que estes pigmentos apresentam, suas cores são 
bastante distintas. A clorofila a é verde-azulada, a clorofila b é verde-amarelada, as xantofilas são 
amarelas e os carotenos alaranjados. Além de suas cores, estes pigmentos apresentam diferentes afinidades, 
quer pela água, quer por solventes orgânicos. 
Uma técnica de separação destes pigmentos é a cromotografia em papel. Essa técnica tem 
revolucionado a separação ou detecção de produtos de reação, a determinação e a identificação de compostos, 
foi desenvolvida por A.J.P. Martin na Inglaterra em 1944. Ela consiste no uso de tiras de papel de filtro como 
suporte de uma fase aquosa, enquanto uma fase móvel orgânica se dirige para o ápice. A separação está 
baseada na partição, líquido-líquido dos compostos. A razão entre a distância percorrida pelos compostos e a 
distância percorrida pela frente do solvente é chamada de valor Rf do composto. 
 
2. OBJETIVO 
 
Separar e identificar alguns pigmentos existentes nos cloroplastídeos, por meio de cromografia de 
papel. 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Folhas deplantas sugeridas pelo instrutor (3) 
• Tesoura 
• Areia lavada 
• Almofariz 
• Acetona 
• Algodão 
• Funil de vidro (1) 
• Tubo de ensaio (1) 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Tome 3 folhas de plantas sugeridas pelo Instrutor. Pique as folhas com uma tesoura e junte os 
pedaços com um pouco de areia num almofariz. Coloque um pouco de acetona e homogenize. Filtre o 
homogenado em algodão com funil de vidro e receba o filtrado num tubo de ensaio. 
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Corte uma tira de papel de filtro de aproximadamente 20 por 4cm, tomando o cuidado de manuseá-
lo o mínimo possível (a gordura da mão atrapalha). Com uma pipeta Pasteur, faça umas 5 a 10 camadas de 
extrato dos pigmentos foliares sobre a origem do cromatograma. As camadas de pigmentos deverão ser 
estreitas e concentradas, devendo-se, portanto ventilar levemente o papel, após espalhar cada camada. Tome 5 
a 10ml de tetracloreto de carbono (solvente) no fundo de cuba. Fixe a tira de papel de filtro numa placa de 
petri e introduza-o no interior da cuba até que a sua extremidade encoste, no solvente, mas sem mergulhar a 
origem. Após 1 a 2 horas identifique os pigmentos, tendo em vista que a clorofila a é verde-azulada, a 
clorofila b é verde-amarelada, o caroteno laranja e a xantofila amarela. 
 
 
 
 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Transcreva a estrutura molecular dos pigmentos dos cloroplastídeos. 
2. Os corotenos podem ser considerados hidrocarbonetos? 
3. Como se pode explicar a separação pela cromatografia de papel com base na estrutura molecular de 
cada composto? 
4. Por que as duas clorofilas não se separam bem por cromatografia em papel? 
5. Caracterize as fases, estacionárias e móvel do sistema e como estarão atuando na separação dos 
pigmentos? 
6. Caracterize “Frente”, “origem” e “Valor Rf” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“PIGMENTOS HIDROSSOLÚVEIS E LIPOSSOLÚVEIS EM 
TECIDOS VEGETAIS” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Além das clorofilas e carotenóides, as plantas contêm outros pigmentos tais como, os flavonóides, 
que constituem uma série de compostos relacionados, solúveis em água, tendo como estrutura básica um 
esqueleto C15 de flavona. Os flavonóides ocorrem universalmente nas plantas superiores, mas são incomuns 
nos Criptógamos. Encontram-se dissolvidos em água no suco celular, tanto de folhas, como frutos, raízes e 
especialmente flores, dando a estas as cores, características. Destes pigmentos, os mais conhecidos são as 
Antocianinas, cada uma delas com uma cor distinta que varia desde o azul ao vermelho, embora alguns 
sejam incolores. Sua coloração é sensível ao pH. Em geral a planta contém vários destes pigmentos. Sua 
presença é importante não só para beleza de flores. Mas, também, como atrativo para insetos polinizadores. 
Além disto, parecem ter função como inibidores de bactérias e recentemente têm sido usadas como 
marcadores por taxonomistas, na classificação das plantas. As Antocianinas ocorrem como glicosídeos, 
formados comumente com uma ou duas unidades de glicose ou galactose. A parte molecular sem o açúcar 
ainda mantém a coloração e se denomina antocianidina. O acúmulo de antocianinas em caules, folhas e frutos 
são estimulados por altos níveis de luz, por deficiências de certos nutrientes (nitrogênio, fósforo, enxofre 
e outros) e por temperaturas baixas. O acúmulo depende de uma certa predisposição de fundo genético. 
 
2. OBJETIVO 
 
Observar as classes de pigmentos lipossolúveis e hidrossolúveis em tecidos vegetais, por meio de 
partição em solventes não miscíveis. 
 
3. MATERIAL UTILIZADO 
 
• Homogeinizador (liquidificador) 
• Tubos de ensaio (2) 
• Proveta de 50 ou 100ml (1) 
• Funil separador(1) 
• Funil de vidro(1) 
• Folhas coloridas 
• Acetona a 80% 
• Éter etílico 
• Papel de filtro 
• Musselina (tecido leve e transparente) 
• Pipetas de 5 ou 10ml (2) 
 
4. PROCEDIMENTOS 
 
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Homogenize 10 a 20g de folhas coloridas em 50ml ou 100ml de acetona a 80%. Filtre o 
homogenado através de oito camadas de musselina e filtrando novamente através de duas camadas de papel 
de filtro. 
Tome 20ml do filtrado num funil separador e adicione, escorrendo pelas paredes, igual quantidade 
de éter etílico e igual quantidade de água destilada. Proceda a movimentos leves de rotação no funil 
separador. Observe a separação das camadas. 
Num tubo de ensaio tome por estimativa 5ml da camada inferior e dilua com igual volume de água 
destilada. Proceda da mesma forma com a camada superior. Observe as diferenças. 
 
 
 
 
 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Esquematicamente, mostre a partição de pigmentos lipo e hidrossolúveis nas fases do solvente. 
2. Onde se localizam, na célula, os pigmentos lipossolúveis das plantas? Quais são esses pigmentos? 
3. Em que parte da célula se localizam os pigmentos hidrossolúveis das plantas? Quais são esses 
pigmentos? 
4. Em que parte da célula se localizam os cloroplastídeos? Faça um esquema da célula vegetal, 
mostrando os seus principais constituintes. 
5. Por que podemos afirmar, com certeza, que as antocianinas não participam da fotossíntese? 
6. Por que certos frutos ficam mais vermelhos quando expostos a luz solar? 
7. Certas plantas possuem folhas de cores diferentes do verde. A que se devem essas cores? Onde se 
localizam os possíveis pigmentos? 
8. Se você fizesse um estrato de pétalas de uma flor avermelhada, que tipo de pigmentos seriam 
encontrados ao fazer-se sua separação por partição em solventes? Que aconteceria se você alterasse o 
pH da solução? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“FOTOSSÍNTESE: PROVA DO CONSUMO DE CO2” EM PLANTAS 
TERRESTRES” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Na fotossíntese, a luz (Radiação eletromagnética) é utilizada para transferir elétrons para a redução 
de NADP+ a NADPH2, com a oxidação da água e gerar energia para a formação de ATP, a partir da ADP e 
H2PO4-. Esse “poder assimilador” (elétrons e energia) é usado para reduzir CO2 a carboidratos, com um ganho 
líquido de energia (energia química). O processo como um todo pode ser representado pela equação geral: 
 
 luz 
 CO2 +2 H2O (CH2O)n + H2O + O2 
 cloroplasto 
 
Observa-se que o processo fotossintético compreende (3) três passos principais, a saber: 
 
1. Processo fotoquímico, que resulta na conversão da energia luminosa em energia química pela 
formação NADPH2 e ATP. O processo envolve pigmentos para a absorção da luz (reação biofísica), 
cofatores e enzimas diversas (reações químicas e bioquímicas); os principais pigmentos 
responsáveis, pela absorção de luz são as clorofilas e posteriormente os carotenóides. 
2. Processo físico de transporte, por difusão do CO2 do ar externo até o centro de reação nos 
cloroplastídeos. 
3. Processo bioquímico: relacionados com a redução do CO2 e consta de várias reações enzimáticas. 
Os fatores externos que afetam diretamente a fotossíntese, como a luz, concentração de CO2 e 
temperatura tem efeito seletivo sobre cada um desses processos parciais. O processo fotoquímico é afetado 
apenas por luz. O processo difusivo é função da diferença de concentração de CO2 no ar externo (ou 
turbulento) e no centro de reação dos cloroplastídeos, sendo levemente afetado pela temperatura. Já os 
processos bioquímicos são afetados principalmente pela temperatura. 
O estado hídrico da folha (medido pelo seu potencial hídrico) tem umefeito indireto no processo de 
transporte de CO2 através da abertura dos estômatos, que opõe uma maior ou menor resistência ao fluxo de 
gases e de vapor de água, do interior da folha para o meio externo. Os estômatos são, portanto reguladores 
tanto da fotossíntese quanto da transpiração. Um método simples para determinar o consumo de CO2 em 
plantas terrestres utiliza-se uma solução de vermelho de cresol, que é indicadora do pH. Essa solução tem cor 
púrpura e serve para indicar o teor de CO2 no ar. Quando o CO2 aumenta, a solução torna-se mais ácida e a 
sua cor passa para amarelo (fotossíntese menor que a respiração); quando o CO2 diminui, torna-se mais 
alcalina e sua cor passa para púrpura mais intensa (fotossíntese maior que a respiração). 
 
2. OBJETIVO 
 
Determinar a fotossíntese de plantas terrestres pelo consumo de CO2. 
 
3. MATERIAL UTILIZADO 
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• Tubo de ensaio grande( 4 ) 
• Luminária ( 1 ) 
• Solução indicadora de vermelho de cresol (NaHCO3 – 84mg/L KCl – 7,46g/L: 
vermelho cresol – 10mg/L); pH ajustado à 8,1 
• Suporte para tubos de ensaio ( 1 ) 
• Folhas de plantas terrestres sugeridas pelo Instrutor 
• Rolhas de borracha com fixador de folhas. 
 
 
 
 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Tome 4 tubos de ensaio, munidos de rolha e coloque em cada um 3mL do reagente de cresol. 
Mantenha os tubos abertos durante duas horas para que haja equilíbrio entre o teor de CO2 do meio e da 
solução. Em dois tubos coloque uma ou mais folhas de plantas suspensas com um fixador, tomando cuidado 
para que não entre em contato com a solução. Feche os 4 tubos, enrole completamente, um tubo com folha e 
outro sem folha de papel alumínio (tratamento escuro) e os outros dois devem ficar expostos à luz. Observe o 
que acontece com a solução após duas horas. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. A solução indicadora de vermelho de cresol é bastante vermelha em meio alcalino, e amarela em 
meio ácido. Por que as folhas imprimem coloração amarelada a este tipo de solução quando 
mantidos no escuro? 
2. Escreva a equação geral da fotossíntese? 
3. Faça um desenho esquemático dessa experiência, indicando cada componente (material utilizado). 
4. Por que plantas de sol, quando colocadas a sombra, geralmente morrem? 
5. Como se prepara uma solução indicadora de vermelho de cresol? 
6. Por que a coloração indicadora de vermelho de cresol torna-se avermelhada quando a folha for 
iluminada e torna-se amarela quando a folha é mantida no escuro? Justifique sua resposta. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“FOTOSSÍNTESE: PRODUÇÃO DE O2 EM PLANTAS AQUÁTICAS” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Sabe-se hoje que, na presença de luz, os cloroplastídeos na planta formam um poder redutor o 
NADPH, pela redução do NADP+ e oxidação da água, com liberação de O2. Essa redução envolve a 
transferência de 4 elétrons por molécula de O2 liberada. Esta reação com liberação de O2, que ocorre na 
primeira fase da fotossíntese dá-se o nome da fotólise da água ou reação de Hill. Como a solubilidade do O2 
na água é pequena, a medição da qualidade deste gás desprendido pelas plantas aquáticas dá uma boa 
indicação da intensidade de fotossíntese. 
 
2. OBJETIVOS 
 
a) Demonstrar a fotossíntese de plantas aquáticas pelo desprendimento de O2. 
b) Saber construir um gráfico a partir dos resultados obtidos. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Elódea sp. ou cabomba ou outra planta aquática sugerida pelo Instrutor, recentemente colhida. 
• Becker de 600 mL, tubo de vidro de forma alta. 
• Lâmina de barbear. 
• Tubo de ensaio grande. 
• Bicarbonato de sódio 2% (NaHCO3) 
• Funil de vidro. 
• Refletor com lâmpada de 200W. 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Tome um Becker ou tubo de vidro e encha-o com água da torneira e solução de Bicarbonato de 
sódio 2%, na proporção de 1:1. Tome alguns ramos recém-cortados de Elódea sp ou outra planta sugerida 
pelo Instrutor, coloque-os sob um funil de vidro invertido e mergulhe o conjunto no Becker ou tubo de vidro. 
A haste do funil deve ficar totalmente imersa. Encha com água um tubo de ensaio, tape sua abertura com o 
dedo, inverta-o sobre a haste do funil, retirando o dedo lentamente depois de mergulhado, de modo a ficar 
totalmente cheio de água. Coloque o conjunto ao redor da lâmpada e observe o que acontece com a planta e a 
água do tubo. 
Determine o número de bolhas produzidas por minuto, durante três minutos consecutivos, com a 
planta situada a 90cm da fonte de luz, 30cm e 10cm. Cada vez que a lâmpada for mudada de posição, esperar 
cinco minutos (5”) antes de iniciar nova contagem. Faça um gráfico e uma tabela mostrando os resultados de 
seu experimento, colocando na ordenada o número médio de bolhas por minuto e na abscissa a distância em 
cm. 
5. QUESTIONÁRIO 
 
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1. O que é reação de Hill? Qual é o oxidante natural de Hill? 
2. Qual é o papel da luz e dos cloroplastos na fotossíntese? 
3. Que gás forma as bolhas que se desprendem de um ramo de Elódea iluminado? Que evidências você 
obteve como suporte de sua afirmação? 
4. Por que o aumento de intensidade luminosa faz também aumentar a fotossíntese em Elódea. 
5. Por quem, ao medir-se a taxa de fotossíntese em resposta à variação na intensidade de luz, deve-se 
sempre colocar o tubo contendo Elódea em um copo com água? 
6. Faça um desenho esquemático dessa experiência, indicando cada componente (material utilizado). 
7. Escreva a equação química da fotólise da água. 
 
 
Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“DETERMINAÇÃO DO ESPECTRO DE ABSORÇÃO DOS PIGMENTOS 
FOTOSSINTÉTICOS E DO TEOR DE CLOROLAS a, b, (a + b) e RAZÃO 
CLOROFILA a CLOROFILA b EM FOLHAS DE CUPUAÇUZEIRO 
SUBMETIDAS AO SOMBREAMENTO E A PLENO SOL.” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
 As folhas absorvem quase que totalmente as radiações das faixas do azul-violeta e do amarelo-
vermelho, mas transmitem ou refletem quase que toda a radiação da faixa do verde. É nos cloroplastos; 
estruturas anatômicas encontradas nas folhas; que encontramos os pigmentos responsáveis por essa absorção: 
caroteno, xantofila, clorofila a e clorofila b. Cada fóton da radiação absorvida irá excitar uma molécula da 
clorofila ou carotenóide nos tilacóides dos cloroplastos. 
 Pode-se purificar um pigmento e medir, com auxílio de um espectrofotômetro, a sua absorbância 
relativa nos diferentes comprimentos de onda, e assim construir um espectro de absorção. Quando se estuda 
o efeito da luz de diferentes comprimentos de onda (usando quantidades não saturantes) num processo, por 
exemplo, fotossíntese, obtem-se o espectro de ação. O espectro de ação comparado com o espectro de 
absorção do pigmento, ajuda a elucidar a possível participação do pigmento no processo. 
 Os pigmentos dos cloroplastos localizam-se nos tilacóides, associados às porções lipoprotéicas das 
membranas cloroplastidiais. Suas principais funções são a absorção da energia luminosa e a transferência 
desta energia a uma série de compostos oxirredutíveis, os quais dão origem ao O2, ATP e NADPH2. Dos 
pigmentos das plantas superiores existentes nos cloroplastos, o único que participa diretamente da 
fotossíntese, é a clorofila a, enquanto a clorofila b e os carotenóides (caroteno e xantofila) participam 
indiretamente, transferindo energia luminosa à clorofila a. 
 
2. OBJETIVOS 
 
a) Determinar o espectro de absorção dos pigmentos dos cloroplastos de folhas de plantas 
de cupuaçuzeiro cultivado a pleno sol e na sombra. 
b) Determinar o teor de clorofilas a, b, (a + b) e razão Clorofila a / Clrorofila b de folhas 
de plantas de cupuaçuzeiro cultivado a pleno sol e na sombra. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Acetona P.A. 
• Espectrofotômetro (visível) 
• Almofariz com pistilo• Bomba de vácuo 
• Papel alumínio 
• Isopor 
• Gelo 
• Balança semi-analítica 
• Balão volumétrico de 25 mL 
 30
• Plantas de cupuaçuzeiro cultivadas a pleno sol e na sombra 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
 Coletar algumas folhas (3 amostragens de cada planta = repetições), enrolar em papel alumínio, 
identificar e colocar sobre o gelo, dentro de um isopor e levar ao laboratório de Fisiologia Vegetal. A extração 
e o teor dos pigmentos serão feitos pelo método descrito por ARNON, 1949. Pesar 100 mg de cada amostra, 
colocar em um almofariz, contendo acetona 80%, macerar e posteriormente, filtrar a vácuo (repetir essa 
filtração até que o precipitado fique bege) (TODA A EXTRAÇÃO DEVE SER FEITA SOBRE O GELO E 
NO ESCURO). Transfira o sobrenadante para um balão volumétrico de 25 mL e aferir o volume. Utilizando 
esse extrato; denominado extrato cetônico de pigmentos foliares; meça a absorbância nos comprimentos de 
onda na faixa de 390 a 700 nm, leituras a cada 20 nm de intervalo, com o auxílio de um espectrofotômetro. 
Utilize acetona 80% para ajustar o zero de absorbância. Nos pontos de maior absorção, faça leitura a cada 5 
nm. Construa um gráfico com os seus dados, colocando nas abscissas os comprimentos de onda (λ) e nas 
ordenadas, as respectivas absorbâncias (A). Posteriormente, com uma outra alíquota do extrato cetônico, ler 
em absorbância a 644 nm e 662 nm e o branco para zerar o aparelho é acetona 80%. As concentrações de 
clorofila a, clorofila b clorofilas (a + b) e razão Cl a/ Cl b serão determinadas conforme as relações a seguir 
(ARNON 1949) e expressas em mg de Clorofila / g MF: 
 
Clorofila a =(9,78 x A 662 - 0,99 x A 644) x 0,25 
Clorofila b =(21,4 x A 644 - 4,65 x A 662) x 0,25 
Clorofilas (a + b) = (5,13 x A 662 + 20,41 x A 644) x 0,25 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Quais são as faixas de comprimento de onda que os extratos de pigmentos dos cloroplastídeos mais 
absorvem? 
2. Por que a absorbância na região do verde é menor? 
3. Os carotenóides apresentam um espectro de absorção semelhante ao das clorofilas? 
4. Quais são os comprimentos de onda mais absorvidos pelos carotenóides (carotenos e xantofilas)? 
5. Se quisermos quantificar as clorofilas a e b de um extrato cetônico de pigmentos por meio de um 
espectrofotômetro, pode-se utilizar comprimentos de onda na faixa da luz azul? E vermelho? 
Justifique sua resposta. 
6. Qual é o princípio básico do funcionamento de um espectrofotômetro? 
7. Transcreva a estrutura molecular dos pigmentos dos cloroplastos. 
8. Os carotenóides podem ser considerados hidrocarbonetos? Por que? 
9. Em que parte dos cloroplastos se localizam os pigmentos fotossintéticos? Mostre através de uma 
figura esquemática essa localização. 
10. Faça um desenho esquemático de um cloroplastídeo (cloroplasto), mostrando seus principais 
constituintes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 31
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
DETERMINAÇÃO DO PONTO DE COMPENSAÇÃO LUMINOSO EM 
FOLHAS ISOLADAS DE PLANTA SUPERIOR. 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A taxa fotossintética de folhas isoladas pode variar de acordo com a intensidade luminosa, se expostas ao 
ar atmosférico normal (320 ppm de CO2) com exceção das Crassuláceas, que fixam o CO2 mesmo em total 
obscuridade. A intensidade luminosa na qual a fotossíntese é igual a respiração (troca de CO2 entre a folha e o 
meio ambiente é zero) é chamado de ponto de compensação luminoso. Este ponto varia com as espécies, com 
a intensidade luminosa durante o crescimento, com a temperatura e com a concentração de CO2 . Somente 
acima deste ponto pode ocorrer aumento no peso da matéria seca das plantas. 
Um método simples para determinar o ponto de compensação luminoso utiliza-se uma solução de 
vermelho de cresol, que é indicadora de pH. Essa solução tem cor púrpura e serve para indicar o teor de CO2 
no ar. Quando o CO2 aumenta, a solução torna-se mais ácida e sua cor passa para amarelo (fotossíntese menor 
do que a respiração); quando o CO2 diminui, torna-se mais alcalina, e a sua cor passa a púrpura mais intensa 
(fotossíntese maior do que a respiração). Se não ocorrer variação em sua cor, significa que o CO2 do ar 
permaneceu constante (fotossíntese igual à respiração). 
 
2. OBJETIVO 
 
Determinar o ponto de compensação luminoso e verificar o efeito do déficit hídrico sobre a fotossíntese 
de folhas isoladas. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Folhas de plantas sugeridas pelo Professor. 
• Solução indicadora de vermelho de cresol composta de NaHCO3 (84 mg/L) + KCl (7,46 g/L) + vermelho 
de cresol (10 mg/L); ajustando o pH à 8,1. 
• Tubos de ensaio grande. 
• Suporte para os tubos de ensaio. 
• Rolhas de cortiça ou borracha com suporte para as folhas. 
• Papel alumínio. 
• Pipetas graduada de 10 mL. 
• Lâmpada de 200 W. 
• Abajur para colocar a lâmpada. 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
Coloque 2 mL da solução indicadora de vermelho de cresol em todos os tubos de ensaio, fechando-os 
bem com a tampa de cortiça ou borracha. Deixe o primeiro tubo como testemunha. Fixe um segmento de 
folha túrgida, ou a própria folha (dependendo do tamanho) em cada um dos tubos seguintes e coloque-os à 
distâncias de 50, 100, 150, 200 e 250 cm da fonte luminosa. Proceda do mesmo modo com um outro tubo, 
 32
mas enrole-o completamente em papel alumínio (tratamento escuro), colocando-o a 100 cm da fonte. Tome 
num outro tubo um segmento de folha murcha e coloque-o frente à luz forte. Tome um tubo de ensaio que 
contenha apenas a solução indicadora, e sopre-o seguidamente observando a mudança de coloração. 
Após 2 horas ou mais um pouco, observe a coloração da solução indicadora nos diversos tratamentos e 
determine o ponto de compensação luminoso da(s) espécie(s) em estudo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. Que é ponto de compensação luminoso? 
2. Se o ponto de compensação luminoso da planta é 500 lux, o que significa isso? 
3. Por que plantas de sol, quando colocadas à sombra, geralmente morrem? 
4. A solução indicadora de vermelho de cresol é bastante vermelha em meio alcalino, e amarela em 
meio ácido. Por que pedaços de folhas imprimem coloração amarelada a este tipo de solução quando 
são mantidas no escuro? 
5. Plantas mantidas sob intensidade luminosa abaixo do ponto de compensação luminoso não 
sobrevivem. Por que? 
6. Sob um dossel florestal, a intensidade média de luz incidente é de 3.000 lux. Dispõe-se de duas 
espécies arbóreas cujos pontos de compensação de luz são: 
A – 5.000 lux 
B – 1.500 lux 
7. Qual das duas teria condições de germinar e estabelecer-se sob a floresta? Justifique sua resposta. 
8. Determinou-se o ponto de compensação de luz de uma folha a 20ºC; posteriormente o ponto de 
compensação de luz da mesma folha foi determinado a 40ºC. Haveria alguma alteração nos valores 
medidos? Justifique sua resposta. 
 
 
 
 
Espécie 50cm 100cm 150cm 200cm 250cm Murcha Escuro 
Grama 
 
 
Capim Colonião 
Samambaia 
 
 
Cacau 
 
 
Café 
 
 
Acássia 
 
 
Obs: verificar com o auxílio de um luxímetro quando vale em lux cada distância. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 33
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
 “ATIVIDADE DESHIDROGENATIVA EM SEMENTES DE MILHO 
(Zea mays) E ATIVIDADE DE CATALASE EM TUBÉRCULOS DE 
BATATINHA (Solanum tuberosum L.)” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A degradação enzimática da molécula de glicose na respiração é fundamentalmente um processo de 
oxidorredução, em que o carbono é oxidado do nível de (CH2O) a CO2 e o oxigênio é reduzido de O2 a H2O. 
Portanto, enzimas do grupo das oxirredutases, incluindo principalmente deshidrogenases e oxigenases, 
atuam emdiversos passos metabólicos da seqüência degradativa. Além de oxirredutases, outras enzimas 
participam do processo respiratório em plantas. 
Alguns corantes agem como aceptores de hidrogênio, mudando de cor com a sua redução. Sais de 
tetrazólio (TTC), incolores quando oxidados, produzem sais de formazana insolúveis e coloridos, quando 
reduzidos. 
Com o uso de sais de tetrazólio, que são aceptores de hidrogênio, é possível verificar a presença “in situ” 
da atividade de deshidrogenases, pois as formazanas precipitam-se onde ocorre essa atividade. A presença de 
deshidrogenases ativas é considerada sinal de vitalidade do tecido vegetal. As enzimas deshidrogenases 
catalisam reações bioquímicas do tipo: 
 
B H2 + A+ B+ + AH2 
 (substrato reduzido) (aceptor oxidado) (produto oxidado) (aceptor reduzido) 
 
Durante a respiração, pode haver formação de peróxido de hidrogênio (H2O2), que é tóxico para as 
células. Sabe-se que esta substância é um potente inibidor de muitas enzimas, devendo existirportanto um 
mecanismo enzimático nos tecidos que promova sua destruição. Há evidências de que as células geralmente; 
contém enzimas chamadas catalases, que utilizam H2O2 como substrato: 
 
2 H2O2 CATALASE 2 H2O + O2 
 
Outras funções de catalases nas plantas superiores ainda não estão bem definidas ou determinadas. 
 
 
2. OBJETIVOS 
 
a) Verificar a presença e localização da atividade de deshidrogenases em sementes de milho. 
b) Determinar a presença e observar a atividade de catalases em tubérculos de batatinha. 
 
3. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
• Sementes de milho, embebidas durante 12-24 horas, em água corrente de torneira. 
• Tubos de ensaio (2) ou pequenos frascos de boca larga. 
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• Solução a 1% de cloreto de 2,3,5-trifenil-tetrazólio (TTC). 
• Lâmina de barbear. 
• Água oxigenada a 20 volumes. 
• Placa de Petri (1). 
• Tubérculo de batatinha. 
 
 
 
 
 
 
 
 
4. PROCEDIMENTO 
 
 Tome 10 sementes de milho embebidas de véspera e ponha em água fervente (100ºC), deixando aí 
por 5 minutos. Com uma lâmina de barbear, corte cada semente longitudinalmente, num plano perpendicular 
às faces chatas, expondo o eixo maior do embrião. Faça o mesmo com outro lote de sementes embebidas, mas 
que não sofreram fervura. Conserve os lotes separados. Emirja as sementes cortadas em solução de TTC. 
Utilize solução bastante para cobrir as sementes. Observe as mudanças de cor que ocorrem com tempo. Faça 
um esquema da distribuição da coloração vermelha nas sementes vivas (tome casos típicos se por ventura 
houver diferenças entre as sementes). 
 Usando uma placa de Petri, cubra uma fatia fina de tubérculo de batatinha com uma solução diluída 
(30:1) de peróxido de hidrogênio 20 V. A evolução de bolhas de oxigênio denota a presença da catalase. 
Repita a operação com uma fatia de batatinha que tenha sido anteriormente fervida por 5 minutos. Interprete 
os resultados. Faça um desenho esquemático dos seus resultados. 
 
5. QUESTIONÁRIO 
 
1. O teste do TTC é específico para determinar a atividade de que tipo de enzima? Por que? 
2. Por que o teste do TTC pode ser usado para indicar a vitalidade de sementes? 
3. Quando sementes de milho divididas ao meio são colocadas em solução de TTC (incolor), apareceu 
coloração vermelha em certas regiões das sementes. Que tipo de reação é essa? Em que regiões da 
semente apareceu a coloração? 
4. Zonas meristemáticas de raízes vivas apresentam reação positiva ao teste do TTC. Partes suberosas 
de raízes velhas dão resultado negativo ao mesmo tipo de teste. Explique esses resultados. 
5. Dê o nome de pelo menos três (3) deshidrogenases que você conhece e por que o teste do TTC se 
presta muito bem para determinar a atividade dessas enzimas? 
6. Escreva a equação geral para a ação de uma deshidrogenase. 
7. Dê a reação da catalase, indicando o substrato e o produto dessa reação. 
8. Cobrindo-se fatias de batatinha com água oxigenada, observa-se maior evolução de bolhas de 
oxigênio nos tecidos da periferia do que nos tecidos internos. Por que? 
9. Que diferenças existem entre catalase e deshidrogenase quanto às reações que catalisam? 
10. Explique a principal diferença entre enzimas “pré-existentes” e sintetizadas “de novo”. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 35
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Prof. Dr. Roberto Cezar Lobo da Costa 
 
“ATIVIDADE DA REDUTASE DO NITRATO EM FOLHAS PLANTAS 
SUPERIORES SUBMETIDAS AO ESTRESSE HÍDRICO” 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
O nitrogênio inorgânico é normalmente absorvido pelas plantas na forma de nitrato (NO3-), embora 
sob certas circunstâncias, íons amônio(NH4+) possam ser assimilados. A seqüência global da absorção do 
nitrogênio inorgânico no material orgânico pode ser resumida nas seguintes seqüências de reações: 
a) Redução do nitrato, via nitrito à amônio 
b) Assimilação de amônia no glutamato 
c) Transaminação do glutamato para aminoácidos 
d) Síntese de outros aminoácidos. 
Além disto, um número de bactérias e microorganismos simbióticos são capazes de reduzir o N2 
atmosférico a amônio. No caso das leguminosas, e outras plantas superiores o microorganismo fixador de 
nitrogênio é encontrado nos nódulos das raízes. 
Para a maioria das plantas no seu meio ambiente natural, o nitrato é a fonte usual de nitrogênio. O 
nitrato tem que ser transformado em amônio antes que possa se combinar com os compostos de carbono, de 
modo a formar os vários componentes nitrogenados da célula. O processo é conhecido como redução 
assimilatória do nitrato para diferencia-lo da redução do nitrato (tipo respiratório) feito por vários tipos de 
bactérias, as quais, sob micro-aerofilia ou condição anaeróbias, usa nitrato como um aceptor de elétrons no 
lugar do oxigênio molecular. Pode-se estimar que as plantas assimilam 1010 toneladas de nitrato por ano. 
A redução assimilatória do nitrato ocorre nas plantas superiores, algas e várias bactérias, fungos e 
leveduras. O processo pode ser resumido do seguinte modo: 
 (+5) (+3) (-3) 
 NO3¯ 2e- NO2¯ 6e¯ NH4+ 
 RN RNi 
Isto envolve a participação seqüencial de duas metaloprotéinas – redutase do nitrato e redutase 
do nitrito. A fonte fisiológica de elétrons é a piridina nucleotídeo reduzido ou ferredoxina reduzida, isto vária 
de acordo com o tipo de enzima. O ATP não é necessário para a redutase do nitrito ou nitrato. Ambas as 
reações ocorrem com decréscimo de energia livre. 
Em eucarióticos, a redutase do nitrato é um complexo enzimático (PM ~ 200 – 300.000 D), 
possuindo flavina (FAD), grupo heme (citocromo b557) e molibdênio. Elétrons provenientes do NAD(P)H (da 
fotossíntese ou oxidação dos carboidratos) são transferidos para o nitrato através da cadeia enzimática de 
transporte de elétrons: 
 
 NAD(P)H NO3¯ 
 [FAD cit. b Mo] 
 
 NAD(P)+ NO2¯ + H2O 
 
Em algas e tecidos fotossintéticos, a redutase do nitrato parece estar localizada no citoplasma ou 
fracamente ligada à membrana externa do cloroplasto. 
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A enzima apresenta uma alta taxa de regeneração protéica e esta presente em altos níveis quando as 
células são alimentadas