Cópia de Exame parasitológico de fezes

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Exame parasitológico de fezes (EPF)
Grande importância para o diagnóstico de parasitoses intestinais, causadas por helmintos e protozoários
EPF não é o nome de uma técnica, e sim do pedido para a realização de um exame de fezes em busca de parasitos
Grande desafio do diagnóstico na parasitologia é a baixa sensibilidade das técnicas quando não realizadas corretamente
Falta de conhecimento sobre a coleta da amostra, os fundamentos de conservação e da execução do método, levam freqüentemente a resultados falso-negativos!!!
Exame parasitológico de fezes (EPF)
Indicação de anti-helmínticos sem solicitar EPF para verificar a real necessidadeOutro erro
O profissional responsável por escolher a técnica deve ter claramente delimitado o objetivo do exame
Técnica capaz de detectar o maior número possível de espéciespacientes assintomáticos
Existem técnicas preferenciais para a busca de determinadas estruturas
É fundamental que o médico indique a suspeita clínica e, se possível, a técnica desejada
Exame parasitológico de fezes (EPF)
Tem como objetivo diagnosticar os parasitos intestinais, por meio da pesquisa das diferentes formas parasitárias que são eliminadas nas fezes.
O exame macroscópico permite a verificação da consistência das fezes, do odor, da presença de elementos anormais, como muco ou sangue, e de vermes adultos ou partes deles.
O exame microscópico permite a visualização dos ovos ou larvas de helmintos, cistos, trofozoítos ou oocistos de protozoários. Pode ser quantitativo ou qualitativo.
Exame parasitológico de fezes (EPF)
A grande maioria dos métodos é apenas QUALITATIVO = apenas indica a presença do parasita ou não
Existem métodos QUANTITATIVOS (Kato-Katz) = se faz a contagem dos ovos nas fezes, permitindo, assim, avaliar aintensidade do parasitismo.
rotinaMétodos QUALI
pouco utilizados, pois a dose dos medicamentos antiparasitária não leva em conta a carga parasitária e sim o peso corporal do paciente. Estudos epidemiológicos e/ou controle de curaMétodos QUANTI
Coleta da amostra
Deve ser colhida sem contato com o vaso sanitário
pinicoUtilizar recipientes limpos, isentos de água (pode conter microorganismos de vida livre), urina (destrói a mobilidade e os trofozoitas) ou outro material que possa contaminar
Jornais e outros tipos de papéis também devem ser evitados a fim de não contaminar
Transferir a amostra para o frasco coletor cedido pelo laboratório
Coleta da amostra
Identificar o frasco com letra legível, indicando nome do paciente lápis (não borrar com o conservante), data e hora da coleta
Tempo de entrega do material depende da suspeita clínica
Fezes diarreicas – Giardia 30 min – estrongiloidíase com exame de larvas vivas imediatamente após a emissão das fezes
De preferência – coleta pela manhã no laboratório ou enviada rapidamente
Caso não seja possível enviar imediatamente o material será necessário conservar o material
Conservantes
MIF (mercúrio, iodo e formol) – mais popular
Formol 10% - proibição do mercúrio
Formol tamponado
SAF (acetado de sódio, ácido acético glacial, formol e água destilada) – bom para trofozoítos em fezes diarreicas
Embrulhar em papel e armazenar na geladeira (5-10ºC) ou isopor com gelo – até 48hs
Conservantes
Colocar o conservante, a amostra, homogeneizar bem e colocar mais conservante
Quando são feitas várias coletas em dias alternados, elas podem ser misturadas no mesmo recipiente
Cuidados fundamentais
Usar luvas
Trabalhar com calma, identificando corretamente
evita falso-positivosUsar material descartável
Escolha do método
Não existe um método capaz de diagnosticar, ao mesmo tempo, todas as formas parasitárias.
Alguns métodos são mais gerais, permitindo o diagnóstico de vários parasitos intestinais, outros são métodos específicos, indicados para um parasito em especial.
método de Hoffman, Pons e Janer e o os métodos de centrifugação (MIFC, Ritchie e Coprotest).Métodos gerais
Na maioria dos pedidos de EPF, a suspeita clínica não é relatada, e o exame é feito por um dos métodos gerais, acima citados.
o EPF ficará mais completo, pois será feita a pesquisa dos vários parasitos intestinais e não apenas daquele solicitado. método específico e método geral devem ser executados Quando é solicitada a pesquisa de um parasito que exige a execução de um método específico
Escolha do método
Execução de vários métodos com cada amostra fecal
um método geral
um específico para larvas de helmintos
um específico para cistos de protozoários.
Procedimento é inviável - quantidade insuficiente de fezes, ou pelo elevado número de exames a serem realizados por dia
contribuiria para que o EPF fosse o mais exato possível.Interação médico-laboratório
Automação – ainda não é uma realidade na parasitologia
Testes imunológicos
Testes moleculares
Escolha do método
Imunoenzimáticos - EIA ou ELISA
Entamoeba histolytica/ dispar
Giardia lamblia
Cryptosporidium
Imunofluorescentes-IFAs
Cyclospora
Isospora
PCR
detecção e subtipagem
Cryptosporidium
Escolha do método
A fim de obter mais qualidade no EFP, devemos sempre ter em mente que
1. algumas espécies de parasitos só são evidenciadas por técnicas especiais;
2. um exame isolado, onde o resultado é negativo, não deve ser conclusivo, sendo recomendável a sua repetição com outra amostra;
3. a produção de cistos, ovos ou larvas não é uniforme ao longo do dia ou do ciclo do parasito.
Métodos
Exame de fezes direto a fresco
Técnicas de concentração - Muitas vezes o número de formas parasitárias eliminadas com as fezes é pequeno, havendo necessidade de recorrer a processos de enriquecimento para concentrá-las.
Espontânea ou por centrifugação
Flutuação ou sedimentação
Técnicas para buscas de larvas
Existem diversas técnicas semelhantes, baseadas no mesmo fundamento, com nome diferente
Um método será mais ou menos utilizado na rotina do EPF, quando, além de permitir o diagnóstico de vários parasitos intestinais, é também de fácil execução e pouco dispendioso.
Helmintos - Formas evolutivas eliminadas via anal
OVOS
Ascaris lumbricoides
Trichuris trichiura
Enterobius vermicularis
Ancylostoma duodenale
Necator americanus
Taenia solium
Taenia saginata
Hymenolepis nana
Schistosoma mansoni
Protozoários - Formas evolutivas eliminadas via anal
CISTOS/TROFOZOÍTOS
Giardia lamblia
Entamoeba histolytica/E. dispar
Entamoeba coli
Endolimax nana
Iodamoeba bütschlii
Chilomastix mesnili
Blastocystis hominis (apenas cisto)
Método direto
Procedimento simples
Permite visualizar trofozoítos vivos
Obtida diretamente da amostra fecal, sem conservante, pouco material (falso-negativo)
mais amostra, maior sensibilidadeMétodos de concentração são melhores
Método direto
Recolhe-se uma porção bem pequena (cabeça do palito de fósforo) e coloca-se sobre a lâmina
Adiciona-se salina
Homogeiniza
Coloca lamínula
Análise em microscópio em 10 e 40X
Processos de concentração
Sedimentação espontânea: método de Hoffman, Pons e Janer, também conhecido como método de Lutz. Permite o encontro de ovos e larvas de helmintos e de cistos de protozoários;
Sedimentação por centrifugação: método de Blagg (também conhecido por método de MIFC), método de Ritchie, Coprotest. Usados para a pesquisa de ovos e larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoários;
Flutuação espontânea: método de Willis. Indicado para a pesquisa de ovos leves (principalmente ancilostomídeos);
Centrífugo-flutuação: é o teste de Faust. Usado para a pesquisa de cistos e alguns oocistos de protozoários, permitindo, também, o encontro de ovos leves.
Concentração de larvas de helmintos por migração ativa, devido ao hidrotropismo e termotropismo positivos:método de Baermann-Moraes e método de Rugai. Indicados para a pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis.
Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
Método de concentração
Cistos, oocistos, ovos ou larvas
Procedimento:
Colocar aproximadamente 2g de fezes em um frasco de Borrel (pode ser substituído por copo plásticodescartável), com cerca de 5mL de água, e triturar bem com bastão de vidro (ou "palito de picolé").
Acrescentar mais 20mL de água.
Filtrar a suspensão para um cálice cônico de 200 mL de capacidade, por intermédio de tela metálica ou de náilon com cerca de 80 a 100 malhas por cm2, ou gaze cirúrgica dobrada em quatro; os detritos retidos são lavados com mais 20mL de água, agitando-se constantemente com o bastão de vidro, devendo o líquido da lavagem ser recolhido no mesmo cálice.
Completar o volume do cálice com água.
Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
Deixar essa suspensão em repouso durante 2 a 24 horas
Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
Existem duas técnicas para se colher o sedimento para exame:
a. introduzir uma pipeta obliterada pelo dedo indicador até o sedimento contido no fundo do cálice, retirar o dedo e deixar subir uma pequena porção do sedimento; recolocar o dedo e retirar a pipeta;
b. desprezar o liquido sobrenadante cuidadosamente, homogeneizar o sedimento e colher uma gota do mesmo (esse procedimento é melhor, pois a gota colhida é mais representativa do sedimento).
Colocar parte do sedimento numa lâmina com uma gota de lugol e fazer um esfregaço.
O uso de lamínulas é facultativo. Examinar com as objetivas de 10x e 40x. Deve-se examinar, no mínimo, duas lâminas de cada amostra.
Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
Método mais utilizado
Barato
Sensível para cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos
Desvantagem: demorado
Coprotest – formol 10% - facilita o procedimento – paciente coleta já com o conservante e homogeiniza por 2 minutos – o laboratorista somente continua o procedimento anterior
Paratest – formol 5% com sistema de filtragem – eficiência reduzida devido a quantidade pequena de amostra
Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou “formol-éter”
Baseia-se na sedimentação forçada pela centrifugação
Ovos e larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoários
Procedimento:
Colher as fezes recém-emitidas em liquido conservador de MIF.
Homogeneizar bem.
Filtrar a suspensão de fezes em gaze dobrada em quatro ou em filtro descartável, num copo plástico descartável.
Transferir 1 a 2mL do filtrado para um tubo cônico de centrifugação, com capacidade para 15mL
Acrescentar 4 a 5mL de éter sulfúrico e agitar vigorosamente (importante para desengordurar o material).
Centrifugar por um minuto a 1.500rpm.
Se formarão 4 camadas – no fundo está o sedimento com os parasitos
Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou “formol-éter”
Com o auxílio de um bastão, descolar a camada de detritos da parede do tubo.
Inverter o tubo para desprezar o liquido, mantendo-o com a boca voltada para baixo, até limpar a parede do mesmo, utilizando um bastão de vidro (ou palito de picolé) contendo algodão na extremidade.
Inverter o tubo em uma lâmina, deixando escoar todo o sedimento. Se a quantidade de sedimento for excessiva, utilizar uma pipeta para colhê-lo e preparar as lâminas.
Colocar uma gota de lugol
Cobrir com lamínula e examinar com as objetivas de 10 e 40X em “zig-zag”
Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou “formol-éter”
Método dos mais recomendados
Rápido
Fácil
Sensível
Desvantagem: necessita de centrífuga
Centrífugo-flutuação ou Método de Faust
Indicado para pesquisa de cistos de protozoários; ovos leves de helmintos podem ser detectados algumas vezes
Procedimento
Diluir 10g de fezes em 20mL de água filtrada.
Homogeneizar bem.
Filtrar através de gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e transferir para um tubo de centrífuga.
Centrifugar por um minuto a 2.500rpm.
Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento em água.
Repetir as operações 4 e 5 mais duas ou três vezes, até que o líquido sobrenadante fique claro.
Centrífugo-flutuação ou Método de Faust
Desprezar a água sobrenadante e ressuspender o sedimento com uma solução de sulfato de zinco a 33%, densidade de 1,18g/mL.
Centrifugar novamente por um minuto a 2.500rpm.
Os cistos e alguns oocistos de protozoários e os ovos leves, presentes na amostra fecal, estarão na película superficial. Recolher a película com alça de platina, colocar numa lâmina, acrescentar uma gota de lugol e cobrir com lamínula.
Examinar com as objetivas de 10x e 40 x.
Observação: O material deve ser examinado imediatamente, pois o contato com a solução de sulfato de zinco pode deformar as formas parasitárias, especialmente os cistos de protozoários.
Flutuação espontânea ou Método de Willis
Bom para pesquisa de ovos leves como de ancilostomídeos
Procedimento:
Colocar 10g de fezes em um frasco Borrel (pode ser usado o próprio frasco no qual as fezes foram enviadas).
Diluir as mesmas em solução saturada de açúcar ou sal (NaCl).
Completar o volume até a borda do frasco.
Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato com o líquido.
Deixar em repouso por cinco minutos.
Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, voltando a parte molhada para cima.
Levar ao microscópio e examinar com objetiva de 1ox e 40x.
Método para demonstração de larvas de helminto
Avaliação de larvas de helmintos
Baseado no hidrotropismo e termotropismo das larvas
Necessidade de fezes frescas e sem uso de conservantes
Importante redobrar os cuidados a fim de evitar contaminação no laboratório.
Método de Baermann-Moraes
Necessário ter preparado o aparelho de Baermann –suporte de madeira com orifícios para os funis que serão utilizados
Procedimento
Utilizar 8 a 10g de fezes.
Colocar numa gaze dobrada em quatro ou em uma peneira.
Colocar o material assim preparado sobre um funil de vidro, contendo um tubo de borracha conectado a extremidade inferior de sua haste.
Obliterar o tubo de borracha com uma pinça de Hoffhan e adicionar, ao funil, água aquecida (45°C) em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes.
Deixar uma hora em repouso.
Findo esse tempo, colher 5 a 7mL da água, em um tubo de centrífuga, abrindo-se a pinça.
Centrifugar a 1.000rpm por um minuto.
Colher o sedimento, sem desprezar o liquido sobrenadante e examinar ao microscópio (10x). Caso se detecte a presença de larvas, essas deverão ser coradas com lugol e observadas com a objetiva de 40x, para identificação
Método de Baermann-Moraes
Método de Rugai
Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em uma gaze dobrada em quatro, fazendo uma pequena "trouxa".
Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada para baixo, num cálice de sedimentação, contendo água aquecida (45°C), em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes.
Deixar uma hora em repouso.
Retirar cuidadosamente a trouxa
Colher o sedimento no fundo do cálice, com a ajuda de uma pipeta.
Examinar no microscópio, com a objetiva de 10x.
Corar as larvas com o lugol e observá-las com o maior aumento, para identificação.
Método de Rugai
Método quantitativo – Kato-Katz
Preparar uma solução de verde malaquita (essa solução tem a finalidade de conservar as fezes e clarificar as formas parasitárias), de acordo com a seguinte fórmula: Glicerina 100mL, Água destilada 100mL, Verde-malaquita a 3% 1 mL
Cortar papel celofane semipermeável em pedaços de 24mm por 30mm e deixá-los mergulhados na solução de verde malaquita por pelo menos 24 horas.
Colocar, sobre um papel higiênico, uma porção da amostra de fezes frescas sem conservantes.
Comprimir as fezes com um pedaço de tela meiálica (marca IBRAS - São Bemardo do Campo - no 120 – fios, urdume e trama: 0,091nm) ou similar de náilon. Nesta malha passam ovos de helmintos e detritos menores do que eles.
Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e transferi-las, com o auxílio de um palito, para o orificio (6mm de diâmetro) de um cartão retangular de plástico, colocado sobre uma lâmina de microscopia.
Método quantitativo – Kato-Katz
Após encher completamente o orificio, retirar o cartão,cuidadosamente, deixando sobre a lâmina de vidro.
Cobrir as fezes com a lamínula de papel celofane embebida na solução de verde malaquita, inverter a lâmina, sobre uma folha de papel absorvente e comprimi-la.
Aguardar uma a duas horas e examinar ao microscópio, contando todos os ovos presentes na preparação.
O número de ovos encontrados no esfregaço fecal, multiplicado por 23, corresponderá ao número de ovos por grama de fezes (OPG).
Situação atual do diagnóstico parasitológico
Médico – às vezes pouco capacitado na indicação do exame, na orientação à coleta de material e na interpretação dos resultados. Pouca confiança no resultado do laboratório. Tratamento prévio.
Paciente – Coleta incorreta, atribui pouca importância à infecção parasitária, questões culturais. Auto-medicação.
Laboratório – exame trabalhoso, pouco padronizado, não automatizado, variabilidade intra e interobservadores, profissional pouco valorizado, qualificação profissional insuficiente, pouco compromisso/envolvimento, sobrecarga, métodos adaptados (não originais)
Informações Importantes na Solicitação
Dados sócio-demográficos (sexo,idade, escolaridade, ocupação, procedência)
Indicação clínica: sintomatologia, investigação diagnóstica, acompanhamento do tratamento, controle de cura, tratamento prévio ao diagnóstico, rotina pré-natal/ pré-operatória.
Questionamentos Importantes na entrega do material
Ingestão prévia de medicação, compostos químicos na semana anterior ao exame
Forma de coleta, tempo de coleta, preservação do material, intercorrências na coleta.
Sensibilidade X Especificidade
SENSIBILIDADE
Um teste é sensível quando seu resultado é positivo em indivíduos doentes. Pouco falso-negativo
ESPECIFICIDADE
Um teste é específico quando seu resultado é negativo em indivíduos não doentes. Pouco falso-positivo
EPF - BAIXA SENSIBILIDADE (muitos falsos negativos) e ALTA ESPECIFICIDADE (poucos falsos positivos)
Causas de negatividade no exame parasitológico
EVITÁVEIS – PROFISSIONAIS
Treinamento
Escolha do método (sensibilidade)
Inadequação do método
Leitura parcial da lâmina
Sobrecarga de trabalho
Causas de negatividade no exame parasitológico
INEVITÁVEIS - BIOLÓGICAS
A) Protozoários - períodos de negatividade
B) Helmintos
infecção unissexual por espécimes machos
fêmeas sexualmente imaturas
após eliminação do verme adulto
carga parasitária leve
irregularidade na postura/eliminação
Controle de qualidade
Treinamento dos profissionais
Controle externo de qualidade:
CONTROL- LAB – SBPC/ML
PNCQ – SBAC
INTERLABORATORIAIS
INTERNACIONAIS: CAP
Controle interno de qualidade
Amostra cega – amostra já processada no dia
Pool de amostras positivas ( COCOTECA® )
Amostras conservadas com parasita único
Lâminas com coloração permanente
Lâminas da rotina.
Laudo final
Reportar todos os parasitas encontrados
Sempre com os nomes científicos: grifados, ou em itálico, ou em negrito
Colocar o estágio de diagnóstico identificado
Exemplo:
Foram encontrados:
Ovos de Hymenolepis nana
Ovos de Hymenolepis nana
Ovos de Hymenolepis nana
Larvas de Strongyloides stercoralis
Larvas de Strongyloides stercoralis
Larvas de Strongyloides stercoralis
Laudo final
Para ausência de parasitos, reportar:
Exemplo
“Negativo - Não foram visualizadas formas diagnósticas de parasitas”
Ou
“Negativo - Não foram visualizadas formas diagnósticas de parasitas, na amostra enviada”
Laudo final
Reportar o(s) método(s) utilizado(s).
Reportar número de amostras analisadas:
Ex. “resultado positivo ou negativo e na Obs. o nº de amostras”
Reportar parasitas que não foram diferenciados
Ex. cistos de Entamoeba histolytica /dispar