Apostila Aulas Práticas (experimentos) Fisiologia Vegetal

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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
INSTITUTO DE BIOCIÊNCIAS, LETRAS E CIÊNCIAS
EXATAS
FISIOLOGIA
VEGETAL
APOSTILA DE AULAS PRÁTICAS
Departamento de Zoologia e Botânica
Responsável: Profa. Dra. Elenice de Cássia Conforto
Assistente: Bióloga Regiane Peres Andreoli
São José do Rio Preto, SP, 2014
UNESP-IBILCE-DZB-Fisiologia Vegetal 2
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Instruções Gerais e aplicáveis para TODAS as aulas do semestre
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1- O trabalho em Laboratório requer atenção com o uso de vidrarias, reagentes, equipamentos e
demais materiais, para não provocar danos ao patrimônio, à si mesmo ou a terceiros.
2- Durante a permanência no local, não consumir alimentos ou bebidas (exceto água), não fazer
uso do celular e, principalmente, não perder tempo com conversas alheias à disciplina em estudo. 
3- Organizar sua bancada ao final dos trabalhos: descartar os restos de materiais (biológicos ou
não) no LIXO, e nunca na PIA; materiais perfurocortantes devem ser depositados nos frascos
disponíveis na bancada de lavagem de materiais; a mesa do microscópio deve estar limpa e posicionada
na posição mais baixa, sob a lente de menor aumento.
4- As aulas são desenvolvidas por CINCO grupos, formados dividindo-se o número de alunos
presentes por CINCO. Portanto, o número de GRUPOS é fixo, ao passo que o número e os próprios
elementos, NÃO. Elementos ´sobrantes´ devem transferir-se espontaneamente para outro grupo, sem
necessidade de solicitação da professora. 
5- Cada grupo executará o(s) experimento(s) enumerado(s) na sua bancada. O Roteiro deve ser
consultado antes do início do experimento e sempre que surgir dúvidas; se o grupo não chegar a um
consenso, somente então chamem a professora ou a técnica para auxiliá-los. 
6- A dinâmica da aula e o modo de avaliação das atividades realizadas são feitas de duas
formas diferentes: 
Aulas 1, 4 e 5: Versam sobre Crescimento e Desenvolvimento, e são realizadas antes mesmo do estudo
teórico porque a obtenção dos Resultados leva um número variável de dias ou semanas. No total, serão
realizados 15 experimentos.
A Avaliação destas atividades será por meio de Relatórios. A Apresentação dos Resultados
seguirá um cronograma próprio, já distribuído.
Aulas 2, 3 e 6: Versam sobre Biofísica e Bioquímica, cujos resultados são obtidos ao final das
montagens. No total, serão realizados 20 experimentos.
A Avaliação será por meio do conteúdo (e não da forma) das Apresentações, realizadas na
segunda parte da aula prática.
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Instruções Específicas para as Aulas 1, 4 e 5 – Crescimento e Desenvolvimento
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1. Esquema de Trabalho: A professora fará uma leitura explicativa, junto com os alunos, sobre todos os
procedimentos de cada experimento. Após realização das suas atividades, considere-se dispensado. 
2. Montagem Padrão: O procedimento referido para todos os experimentos onde se utilizam placas de
Petri ou caixas plásticas para germinação (Gerbox) é o seguinte: 
(1) Forrar a parte inferior da placa/caixa com 2 folhas de papel de filtro; 
(2) Umedecer com a solução indicada e nas quantidades recomendadas (*)
(3) Tampar com filme plástico (**); 
(4) Fazer vários furinhos no plástico (***); 
(5) Tampar com a metade superior da placa/caixa.
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(*) Não havendo especificação, o padrão é a água destilada, volume de 6 mL para sementes de
alface e 10 mL para as demais. 
(**) Possibilita manter o experimento por até 5 dias sem irrigação adicional quando deixado em
temperatura ambiente; sob outras condições, deve ser reidratado periodicamente.
(***) Permite a realização de trocas gasosas.
Será considerada germinada a semente que, independentemente do seu tamanho, apresentar
protrusão de uma radícula com ao menos 2 mm de comprimento. A semente germinada atinge o status
de plântula quando apresentar folhas primárias/cotiledonares expandidas o suficiente para serem
observadas. 
3. Manutenção do Experimento: uma vez montado o experimento, a responsabilidade pela sua
manutenção passa a ser do grupo executante. Experimentos perdidos por falta de cuidados não serão
repetidos.
4. Elaboração dos Relatórios: Para cada experimento, elaborar um relatório digitado, SEM CAPA (para
economizar papel), conforme as seguintes instruções: 
(1) Nome e sobrenome dos elementos do grupo (em sequencia, sem mudar de linha);
(2) Número e Nome do Experimento; 
(3) Resultados: apresentados na forma de Tabelas OU Gráficos OU Figuras (OU SEJA, nunca se
apresentam os mesmos dados sob diferentes formas!);
(4) Discussão: sempre realizada com uso da bibliografia DIFERENTE da Apostila;
(5) Referências Bibliográficas: Autores e título são obrigatórios; nome do periódico, volume, etc, etc,
podem ser substituídos pelo site de onde foram retirados.
Os relatórios, obrigatoriamente IMPRESSOS, podem ser entregues assim que os experimentos
forem sendo finalizados ou até a data limite de 10/DEZEMBRO. Estes serão devolvidos dia 17 de
dezembro, corrigidos e com a nota já atribuída. Todas as sugestões/correções serão incorporadas para
elaboração de uma nova versão, que será entregue junto com a primeira, até dia 07/JANEIRO. A versão
corrigida ficará depositada na pasta da disciplina, no xerox do IBILCE, à disposição de todos. 
A inobservância dos prazos acarretará em perda de nota para todo o grupo: UM ponto por dia
de atraso.
Tabelas e Figuras: Obrigatoriamente devem seguir os padrões de apresentação adotados para os
artigos científicos, a saber: 
(1) Possuir chamada dentro do texto;
(2) Conter numeração e legenda;
(3) A Legenda deve ser autoexplicativa (ainda que fique longa), e posicionada corretamente:
ANTES da Tabela ou ABAIXO da Figura;
(4) Tabelas devem conter apenas linhas HORIZONTAIS, e somente as estritamente necessárias
para a separação dos elementos de texto. 
Recomenda-se a leitura de um artigo científico para localizar os elementos acima citados. A
presença de erros que seriam evitados com a simples leitura destas Instruções acarretará em
decréscimo na nota.
As Figuras podem ser elaboradas com uso de programa de computador de sua preferência ou
mesmo em papel milimetrado, desde que respeitadas as proporções. 
5. Apresentação dos Resultados: Todas as instruções necessárias constam na Programação da
Disciplina entregue no primeiro dia de aula.
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AULA 1 – CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO 
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1. Ação da Giberelina sobre o desenvolvimento da abobrinha 
(Cucurbita pepo L.) cultivar Caserta
Preparo Prévio: plantio de abobrinhas, que devem apresentar, para uso no experimento, os cotilédones
totalmente expandidos (isto demora, em média, 7 dias após o plantio). Preparo da solução de GA 3 500
ppm. Transplantio de 6 mudas, divididas em dois canteiros.
Atividades durante a Aula:
Nos cotilédonesexpandidos, aplicar cuidadosamente com auxílio de um pincel, sobre toda a
superfície superior e inferior:
Lote 1: Água destilada + espalhante adesivo.
Lote 2: GA3 a 500 ppm + espalhante adesivo.
As plantas receberão irrigação automática 2 vezes ao dia; no entanto, recomenda-se uma visita
diária ao local, para verificar se não houve entupimento do sistema, bem como fazer a remoção de
plantas invasoras.
Após 1 semana, se os cotilédones ainda estiverem presentes, o produto será reaplicado. Não há
necessidade de continuar as aplicações, ainda que os cotilédones persistam. Semanalmente, medir o
comprimento da parte aérea (PA) de todas as plantas do seu canteiro de observação. Observem que
Comprimento é diferente de altura:
Comprimento: distância entre o colo e o meristema apical;
Altura: distância entre o colo e o ápice da planta (em plantas prostradas, a altura é muito menor
que o comprimento; em árvores, se estiver ventando ou se as folhas estiverem murchas e voltadas para
baixo, a altura variará de um momento para outro).
Observar também o hábito da planta (ereto, prostrado), e se há surgimento de gavinhas. 
Quando surgirem os primeiros botões florais, anotar a data. Na próxima semana, já será possível
realizar a contagem do número de botões masculinos e femininos de cada tratamento ( jamais usar o
termo ´flor macho e flor fêmea`!!!!!!). Pesquisar previamente sobre o aspecto destes botões florais, para
diferenciá-los com segurança. Realizar nova contagem na semana posterior, quando o experimento será
encerrado. 
Não é necessário colocar os dados brutos no relatório: para os dados de comprimento, colocar
apenas o valor médio obtido para todas as plantas do canteiro, a cada semana de observação. Para os
botões florais, indicar o número total observado e a porcentagem de estruturas masculinas e femininas a
cada semana. 
Discutir eventuais mudanças morfológicas apresentadas, e interpretar os resultados com auxílio
de bibliografia.
2. Ação do Etileno sobre o desenvolvimento da abobrinha
 (Cucurbita pepo L.) cultivar Caserta
Preparo Prévio: plantio de abobrinhas, que devem apresentar, para uso no experimento, os cotilédones
totalmente expandidos (isto demora, em média, 7 dias após o plantio). Preparo da solução de Ethrel 500
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ppm |(indicar no Relatório como ocorre a liberação do hormônio contido nesta solução). Transplantio de
6 mudas, divididas em dois canteiros.
Atividades durante a Aula:
Nos cotilédones expandidos, aplicar cuidadosamente com auxílio de um pincel, sobre toda a
superfície superior e inferior:
Lote 1: Água destilada + espalhante adesivo.
Lote 2: Ethrel a 500 ppm + espalhante adesivo.
As plantas serão automaticamente irrigadas, 2 vezes ao dia. No entanto, recomenda-se uma
visita diária ao local, para ver se não houve entupimento do sistema e remoção de plantas invasoras.
Após 1 semana, se os cotilédones ainda estiverem presentes, o produto será reaplicado. Não há
necessidade de continuar as aplicações, ainda que os cotilédones persistam.
Semanalmente, medir o comprimento da parte aérea (PA) de todas as plantas do seu canteiro de
observação. Observem que Comprimento é diferente de altura:
Comprimento: distância entre o colo e o meristema apical;
Altura: distância entre o colo e o ápice da planta (em plantas prostradas, a altura é muito menor
que o comprimento; em árvores, se estiver ventando ou se as folhas estiverem murchas e voltadas para
baixo, a altura variará de um momento para outro).
Observar também o hábito da planta (ereto, prostrado), e se há surgimento de gavinhas. 
Quando surgirem os primeiros botões florais, anotar a data. Na próxima semana, já será possível
realizar a contagem do número de botões masculinos e femininos de cada tratamento ( jamais usar o
termo ´flor macho e flor fêmea`!!!!!!). Pesquisar previamente sobre o aspecto destes botões florais, para
diferenciá-los com segurança. Realizar nova contagem na semana posterior, quando o experimento será
encerrado. 
Não é necessário colocar os dados brutos no relatório: para os dados de comprimento, colocar
apenas o valor médio obtido para todas as plantas do canteiro, a cada semana de observação. Para os
botões florais, indicar o número total e a porcentagem de estruturas masculinas e femininas a cada
semana. 
Discutir eventuais mudanças morfológicas apresentadas, e interpretar os resultados com auxílio
de bibliografia.
3. Efeito do Etileno sobre os folíolos de sibipiruna 
(Caesalpina peltophoroides, Benth)
Preparo Prévio: solução de Ethrel a 100ppm. No relatório, indicar como o Ethrel libera o etileno.
Atividades durante a Aula:
Solicitar ajuda da técnica para efetuar a coleta das folhas. Não utilizar as folhas muito jovens
(têm um aspecto oleoso) pois isto induz uma outra fonte de variação que não é desejada. Para este
experimento são necessárias 10 folhas.
 Remover os folíolos basais das folhas deixando intactos 10 folíolos e tomando cuidado para que
fique com um pecíolo de ao menos 5 cm de comprimento (caso contrário, já escolham outra folha). 
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Colocar a água destilada e a solução de Ethrel em 2 cubas; mergulhar as folhas, cobrir com a
telinha de sombrite e colocar as pedrinhas em cima, para que as folhas fiquem totalmente mergulhadas
nos líquidos, durante 3 minutos. 
Cortar a extremidade do pecíolo, e logo em seguida colocar as folhas em vidros contendo água
de torneira (identificar as folhas do controle e as do tratamento), deixando os vidros sob luz branca
contínua. Verificar diariamente o nível de água nos vidros, e completar se necessário. Manipular o
material com cuidado, para não causar queda dos folíolos.
 Após 7 dias e 10 dias, contar o número de folíolos presos à planta (de zero a 10). Em cada
folíolo, avaliar, visualmente, se houve uma baixa retenção de foliólulos no eixo (de 0 a 50%) ou alta
retenção (de 50 a 100%). 
Considerando o número inicial de 10 folíolos por folha como 100%, determinar a porcentagem de
permanência dos folíolos nas folhas, e a porcentagem de folíolos com alta ou baixa retenção de
foliólulos. Discutir os resultados com auxílio de bibliografia.
Observações: 
1) FOLHA é o eixo principal; FOLÍOLO são as divisões do limbo e FOLIÓLULO são as divisões do
folíolo. 
 2) A turma de quinta-feira deve colocar a solução de Ethrel de volta no frasco, para uso no dia seguinte.
Após o uso pela turma de sexta-feira, a solução será corretamente descartada pela técnica.
4. Ação da Giberelina no desenvolvimento de alface 
(Lactuca sativa L) cultivar Verônica.
Preparo Prévio: Colocar cerca de 80 sementes de alface em placas de Petri, e levar para o germinador
por 48 h. Preparo das soluções de ácido giberélico nas seguintes concentrações: 50, 400 e 1000 ppm
(1000 ppm= 10 mg/ 10 mL de água destilada).
Atividades durante a Aula:
Preparar 4 placas de Petri (montagem padrão, com 10 mL de solução), usando água destilada e
cada uma das soluções indicadas. Colocar 10 plântulas com radícula entre 6 a 8 mm em cada placa.
Deixar sob iluminação contínua e cuidar da reidratação com água destilada. 
Após 7 dias, medir o comprimento da parte aérea e da raiz principal (acima e abaixo da região
do colo, respectivamente). 
Os dados brutos não devem fazer parte do relatório; devem ser apresentados os valores da
média e o desvio-padrão para cada tratamento. O grupo pode optar por uma tabela ou uma figura de
barras (neste caso, indicando no eixo y o comprimento do órgão e, no eixo x, a concentração de GA
utilizada; colocando os valores pararaiz e parte aérea na mesma figura).
 Discutir os resultados com auxílio de bibliografia.
5. Efeito do Ácido Abscísico e da Giberelina sobre a germinação de
 rabanete (Raphanus sativus)
Preparo Prévio: soluções de ABA a 5 e 50 ppm; soluções de GA3 a 20 e 40 ppm.
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Atividades durante a Aula:
Separar 3 lotes de 60 sementes, e realizar a montagem padrão em caixas plásticas para
germinação (Gerbox), umedecida com 15 mL de água ou de solução de ABA. Manter as placas sob luz
contínua. Cuidar para que o material esteja sempre hidratado, adicionando água destilada nas placas.
Após 7 dias, contar o número de sementes germinadas em cada tratamento, e fazer o descarte. 
Nas placas com ABA, as sementes não germinadas serão lavadas da seguinte maneira: (a)
colocar as sementes em béquer com água destilada; (b) agitar durante alguns segundos; (c) descartar a
água; (d) repetir o processo até completar CINCO lavagens. 
 Dividir as sementes lavadas em 3 lotes, colocando um deles em placas de Petri (montagem
padrão) com 10 mL de água destilada; em outra, 10 mL de GA3 20 ppm e na terceira, 10 mL de GA3 40
ppm. Deixar o material sob luz contínua e mantê-lo hidratado. Após 7 dias, verificar a ocorrência da
germinação. 
 Expressar os resultados em termos de porcentagem de germinação por tratamento, através de
uma Tabela ou um Gráfico. Discutir os resultados com auxílio de bibliografia pertinente.
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Instruções Específicas para as Aulas 2, 3 e 6 – Biofísica e Bioquímica
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1. Reler as Instruções Gerais (pg 1).
2. Materiais Necessários: os específicos para o seu experimento estarão dispostos na sua bancada, e
os materiais de uso comum ficarão na bancada do retroprojetor.
3. Esquema da Aula: As aulas estão divididas em Temas, os quais são desenvolvidos em Subtemas,
desenvolvidos em um ou mais experimentos. Prestem atenção a esta hierarquia, para contextualizar o
assunto da aula. 
Cada experimento está dividido em: Título; Objetivos; Preparo Prévio; Atividades para a Aula;
Perguntas a serem respondidas. 
4. Sequência das atividades: até as 16:15h, os grupos deverão executar os Experimentos; fazer o
intervalo (no horário conveniente, de acordo com a dinâmica dos seus experimentos) e também preparar
uma Apresentação que englobe os seguintes aspectos: 
(a) Número, Nome e Objetivos do Experimento; 
(b) Breve descrição da Metodologia, enfatizando os aspectos mais relevantes quanto ao cuidado na
preparação dos mesmos;
(c) Resultados e Discussão: os resultados devem ser apresentados e discutidos assim que
possível. As questões apresentadas ao final servem para guiar esta discussão, e não
constituem um tópico à parte: `Agora vamos responder às perguntas....`. Outras questões
podem ser levantadas pelo grupo, sendo discutidas junto com os Resultados. 
Observem que nem todos estes elementos deverão estar escritos na Transparência; p.ex., a
Metodologia deve ser demonstrada com a distribuição dos materiais empregados (folhas, sementes,
outros); os Resultados devem ser demonstrados com uso de réplicas, fotografias do experimento
montado ou de gráficos elaborados à medida que se comentam os resultados. Usem a improvisação e a
imaginação! 
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Às 16:00h a professora sairá da sala para o próprio intervalo; portanto, esclarecer todas as
dúvidas ANTES desse horário. Às 16:20h daremos início imediato às Apresentações. Será seguida
estritamente a ordem da Apostila, e a professora encaminhará as discussões. É importante que os
membros do grupo se revezem e se auxiliem. 
 
Cada apresentação terá obrigatoriamente duração entre 10 a 15 minutos, ou seja, não
deve ser muito curta ou excessivamente longa, para não quebrar o ritmo da aula.
Nesta atividade, a avaliação será feita durante as Apresentações, não havendo entrega de
relatório; assim, cada aluno deverá anotar o que julgar conveniente. 
Lembre-se que você realizou apenas UMA ou duas montagens, mas a aula terá pelo menos
CINCO; assim, esta atividade não será pontuada pelo desempenho didático, mas pelo empenho do
grupo no sentido de alcançar (para si) e transmitir (aos colegas) o conhecimento sobre o assunto.
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AULA 2 – PRINCÍPIOS BÁSICOS; OSMOSE.
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ENERGIA LIVRE 
06. Energia Livre, parte 1: DEMONSTRAÇÃO EM SÓLIDOS 
Objetivos: Demonstrar a existência da Energia Livre na forma de carga elétrica, e como esta é
minimizada (adsorvida). 
 
Preparo Prévio: soluções de eosina e azul de metileno (não há uma concentração específica; basta
apenas resultar numa boa coloração).
a) Preparar 2 funis de vidro com um chumaço de algodão no fundo, apoiando cada um deles sobre um
béquer. Colocar terra seca nos funis até sua borda.
b) Regar a terra de um dos funis com a solução de azul de metileno, e o outro, com a solução de eosina.
Adicionar os líquidos cuidadosamente, em pequenas quantidades e bem no centro do funil, aguardando
sua total absorção. Continuar a colocar líquido até que o mesmo comece a escorrer na extremidade do
funil. Verificar o que ocorre em cada caso e guardá-los para a apresentação. 
c) Colocar parte das soluções em placas de Petri. Utilizar as tiras de papel de filtro, colocando apenas a
extremidade do papel em contato com a solução, e mantendo-o bem firme na vertical. 
d) Aguardar pacientemente a subida do líquido, até certificar-se que não há mais subida de material.
Anotar a altura que a solução alcançou. 
Repetir o procedimento com outras quatro tiras de papel para distribuí-las aos demais grupos, no
momento adequado apenas entregue o material aos outros grupos: as explicações serão dadas pelo
apresentante do experimento.
Para a discussão dos resultados, além de comentar a relação entre a terra e a celulose, deve-se ter
um conhecimento prévio sobre os corantes utilizados. Leiam as informações abaixo, discutam entre o
grupo e, se após isto houver dúvidas, chamem a professora.
Independentemente do pH, em água podemos observar a coloração típica dos corantes: alaranjado
para a Eosina e azul para o Azul de Metileno, pois a água faz com que os mesmos sejam dissolvidos.
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Na Eosina, o “íon da cor”, ou seja, seu princípio ativo, é um ânion (por isso o denominaremos como
E -), e no caso do azul de metileno, o íon da cor é um cátion (AM+).
Questões a serem Respondidas:
(a) Quando a terra foi ´lavada´ com os corantes, o que foi removido junto com a água?
(b) O resultado é o mesmo para os dois corantes?
(c) O que aconteceria se continuássemos regando o solo com o AM+?
(d) Qual a relação evidente entre as cargas presentes na superfície do solo e na celulose?
(e) No tecido vegetal intacto, como as cargas da celulose são adsorvidas?
Observação: Ao mostrar os funis de terra para a classe, usar um fundo branco para que todos possam,
de fato, observar a cor. 
07. Energia Livre, parte 2: DEMONSTRAÇÃO EM LÍQUIDOS
Objetivos: Demonstrar a existência da Energia livre naforma de tensão superficial e como esta é
utilizada para realizar trabalho. 
a) Proceder à montagem do dinamômetro (com auxílio da professora ou da técnica). Pesar cada anel
separadamente (pequeno, médio, grande), anotando o valor indicado na ‘balancinha’. A unidade de
medida é gramas/força (gf). 
b) Preparar a bandeja com água de torneira. Mergulhar o anel de arame pequeno e suspendê-lo
lentamente, observando-o até que fique livre da coluna de água. Neste momento, percebe-se um
´tranco' na balancinha. Para ter certeza do valor imediatamente anterior ao ´tranco´, repita o
experimento e desta vez observe o marcador da balancinha. 
c) Realizar o experimento com os demais anéis disponíveis.
d) Colocar 6 gotas de detergente na água, misturar levemente (evitando formar espuma), mergulhar
lentamente o anel pequeno e depois suspendê-lo, até que se desprenda da coluna de água. Novamente,
ler na balancinha o último valor sustentado. Repetir com os anéis restantes. 
e) Calcular a quantidade de trabalho realizado em cada situação, ou seja: (Peso Total verificado em ´b´ -
Peso verificado em ´a´) e (Peso Total verificado em ´d´ - peso verificado em ´a´). Elaborar um gráfico de
barras indicando o tamanho no anel (pequeno, médio ou grande, no eixo x) versus o trabalho realizado
(eixo y) no procedimento (b) e no (d).
f) Para comprovar o efeito estudado na `Teoria das Superfícies´, calcular a quantidade de trabalho, por
unidade de área, que cada anel realizou. Para isso, meçam o diâmetro dos anéis; calculem sua área
(qual é a fórmula para isso?); dividam a quantidade de trabalho pela área. Calculem o trabalho realizado
na água pura, e o realizado na água com detergente. Montar uma Tabela para indicar estes valores.
Questões a serem respondidas:
(a) Qual anel realiza mais trabalho? Porquê?
(b) Como explicar o efeito do detergente?
(c) Qual anel realiza mais trabalho por unidade de área? Porquê?
(d) Como podemos transpor este resultado para as células vegetais?
(e) Existe algum local no vegetal em que exista o final de uma coluna de água, e que use a tensão
superficial como fonte de energia para realizar trabalho?
Observação: Antes de apresentar os resultados, mostrar e explicar o funcionamento do dinamômetro
para a sala.
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A CÉLULA VIVA
Os experimentos 08 e 09 são complementares; ambos serão realizados com uso de
cortes paradérmicos da superfície inferior da Tradescantia mas com aplicação de diferentes
soluções. 
Comecem fazendo uma série de cortes paradérmicos (paralelos) na superfície inferior, evitando
a região das nervuras, sempre com uso de lâmina inoxidável nova. Os cortes devem ser imediatamente
transferidos para uma placa de Petri com água de torneira, sobre um fundo claro; aguardar pelo menos
cinco minutos e proceder à seleção macroscópica do material.
O corte ideal é aquele que tem a espessura da epiderme foliar, onde podem ser visualizadas as
células com o vacúolo completamente preenchido por antocianina, de cor maravilha. 
Um corte muito fino será transparente, contendo apenas a parede celulósica, e portanto, não
atendendo aos requisitos da matéria, onde nos propomos a estudar o Tecido Vivo. Por outro lado, um
corte muito espesso, onde é a observada a presença de células do parênquima clorofiliano, também não
será adequado, pois muitos efeitos serão observados a partir do comportamento do vacúolo central, o
qual é mais bem identificado nas células epidérmicas. 
A partir do material selecionado, montar as lâminas, sempre colocando dois cortes em cada
uma, cobrindo-os com a água da placa de Petri (ou outra solução indicada) e recobrindo com lamínula.
Enxugar o excesso de líquido da lâmina para não danificar os microscópios. No aumento de 40x, pelo
menos 50% do corte deve apresentar as células epidérmicas conforme descritas previamente.
Caso seu material esteja ruim, recomece o experimento, senão o resultado final será
igualmente ruim! Separar ao menos 8 cortes BONS para uso no experimento.
08. PERMEABILIDADE SELETIVA DA PLASMALEMA (Parte 1) (Ler as instruções prévias)
Objetivo: Comparar a Permeabilidade de Membrana Viva com a Permeabilidade da Membrana
Celulósica. 
Preparo Prévio: soluções de sacarose 0,4 M e 1,0 M (peso molecular da sacarose: 342)
a) Fazer cortes paradérmicos da face inferior de folhas de Tradescantia, segundo as instruções; colocar
os cortes em placa de Petri com água de torneira por 10 minutos, montar uma lâmina com pelo menos
dois cortes e observar as células epidérmicas e as células-guarda. Esquematizar parte do tecido,
preparando também uma transparência. Guardar este material para comparação futura.
b) Transferir parte dos cortes para uma placa de Petri com as soluções de sacarose a 0,4 M e 1,0 M,
agitando bem o frasco antes de retirar a solução. Deixar o material por 20 minutos (agitar a placa de
vez em quando para homogeneizar a solução). Montar uma lâmina de cada solução, com 2 cortes em
cada lâmina, usando a própria solução da placa. Usar os dois microscópios da bancada para fazer a
observação simultânea.
Observar o material, fazer novos esquemas mostrando os resultados, e explicar o que
aconteceu ao tecido (células epidérmicas e células-guarda) em cada caso. Guardar estas lâminas para
comparação futura.
c) Calcular o potencial hídrico de cada solução (os elementos necessários para isto estão na bancada;
consultar a Apostila para relembrar como faz o cálculo).
d) Retirar os cortes que restaram nas placas de Petri, e transferi-los, separadamente, para placas
contendo água de torneira (identificar o tratamento prévio dos cortes). Após 10 minutos, montar novas
lâminas. Observar e esquematizar os resultados.
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Questões a serem respondidas:
(a) Como é calculado o potencial hídrico de uma solução?
(b) Quais são as partes da célula vegetal que perdem água, para atingir o equilíbrio com o meio?
(c) A sacarose é capaz de entrar na célula vegetal? Por quê?
(d) Nas lâminas montadas em `b´, você observou o fenômeno de Plasmólise. Explique-o para a
classe.
(e) Compare a diferença da intensidade do fenômeno da plasmólise e explique as causas.
(f) Na lâmina ´d` você observou o fenômeno da Deplasmólise. Explique-o para a classe.
Observações: 
1- Enfatizar para a sala como se faz um bom corte de folha de Tradescantia. 
2- Há fotografias para ilustrar as montagens; no momento oportuno, apenas entreguem as fotos,
pois as explicações serão dadas pelo apresentante do experimento.
09. PERMEABILIDADE SELETIVA DA PLASMALEMA (parte 2) (Ler instruções prévias na pg 10)
Objetivo: Examinar detalhes da permeabilidade seletiva da plasmalema. 
 
Preparo Prévio: solução de uréia 0,4 M (peso molecular da ureia: 36,5) 
a) Fazer cortes paradérmicos da face inferior de folhas de Tradescantia, segundo as instruções; colocar
os cortes em placa de Petri com água de torneira por 10 minutos, montar uma lâmina com pelo menos
dois cortes e observar as células epidérmicas e as células-guarda. Esquematizar parte do tecido,
preparando também uma transparência. Guardar este material para comparação futura.
b) As montagens com uréia serão feitas diretamente em 2 lâminas. 
Colocar os dois cortes de tecido entre lâmina e lamínula primeiro com água; em seguida, lavar
várias vezes o material com a solução de uréia, adotando o seguinte procedimento: encher a pipeta de
ponta capilar com a solução; colocar o líquido numa extremidade da lamínula e sugar com papel de filtro
na outraextremidade; repetir o procedimento usando 4 pipetas cheias de solução.
c) Usar os dois microscópios da bancada. Observar o material a cada 3 minutos, sem movimentar a
lâmina e sempre deixando a lâmpada desligada entre as observações. Fazer esquemas demonstrando
o que está sendo observado.
d) Calcular o potencial hídrico da água e da solução de uréia (os elementos necessários para isto estão
na bancada; consultar a Apostila para relembrar como faz o cálculo).
e) Comparar os resultados obtidos nas montagens (a) e (b). 
f) Conversem com o grupo do experimento 08 para saber o que aconteceu (eles usaram sacarose).
Questões a serem respondidas:
(a) Como é calculado o potencial hídrico de uma solução?
(b) Quais são as partes da célula vegetal que perdem água, para atingir o equilíbrio com o
meio?
(c) Na lâmina ´b´, você observou uma série de eventos, que deverão ser explicados para a sala,
começando pela Plasmólise, e passando em seguida para a Deplasmólise, que aconteceu de modo
Espontâneo (ou seja, sem necessidade da troca de solução). Explique o motivo.
(d) Reforçar, para a sala, porque é inadequado discutir os experimentos (08) e (09) com base na
CONCENTRAÇÃO das soluções.
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UNESP-IBILCE-DZB-Fisiologia Vegetal 12
OSMOSE
10. OSMOSE EM TECIDO VEGETAL
Objetivos: Comprovar, macroscopicamente, as variações na dimensão da célula em função do fluxo
osmótico (endosmose ou exosmose). 
P reparo Prévio : solução de sacarose 1,0 M.
a) Com uso do furador, cortar 10 cilindros de batata com 3 cm de comprimento (medir cuidadosamente
CADA cilindro), removendo a casca das extremidades e cuidando para que estas estejam bem
paralelas. Com uso do paquímetro (se não souber usar, peça ajuda), medir o diâmetro (que será igual
para todos os cilindros!) e calcular o volume inicial.
b) Colocar 5 cilindros em água de torneira, dentro de um recipiente de vidro, mantendo-os totalmente
cobertos. 
c) Colocar 5 cilindros em solução de sacarose 1,0 M (agitar a solução antes de tirá-la do frasco).
Calcular o potencial hídrico desta solução (relembrar a fórmula com uso da Apostila).
d) Para as duas montagens, aguardar 40 minutos. No caso da solução de sacarose, é necessário agitar
o sistema de vez em quando, para homogeneizar a solução. No final, medir o comprimento e diâmetro
de todos os cilindros e calcular o volume final de cada um.
e) Calcular a porcentagem média de aumento de volume:
 
 volume médio inicial ------------------ 100%
 volume médio final ------------------ x %
x= (volume final x 100%) / volume inicial)
o que exceder 100% é o incremento (indicado com valor positivo) e o que ficar abaixo de 100% é
redução (indicar com sinal negativo.
f) Montar um gráfico com o potencial hídrico das soluções (eixo x) versus porcentagem média de
aumento de volume (eixo y). 
 
Questões a serem Respondidas:
(a) Qual o motivo da variação do volume final após o tratamento?
(b) Qual a relação entre este experimento e o de número 08?
(c) Como poderíamos calcular o potencial hídrico do tecido de batata, com uso de soluções de
sacarose? 
 Observações:
1- Manter o material dentro das soluções de origem, para uso na Apresentação.
2- Preparar uma placa de vidro com as indicações: Tamanho inicial, Água Pura (Ψ = 0) e Sacarose (Ψ =
valor medido); 
3- Quando começar a apresentação, um elemento do seu grupo rapidamente fará o corte de cilindros
para ilustrar o tamanho inicial dos mesmos, e um outro colocará um cilindro dos tratamentos Água e
Sacarose no lugar determinado;
4- No momento adequado, cada elemento do grupo apenas entrega uma placa para os colegas dos
demais grupos, a explicação será feita pelo apresentador do experimento.
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UNESP-IBILCE-DZB-Fisiologia Vegetal 13
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AULA 3 – ABSORÇÃO E PERDA DE ÁGUA
O Ministério da Fisiologia Vegetal adverte: dias nublados ou chuvosos não são os ideais para 
a realização destes experimentos. Mas serão feitos, ainda que sob tais condições!
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ABSORÇÃO DE ÁGUA EM PLANTAS CORTADAS
11. ABSORÇÃO DE ÁGUA 
Objetivos: Demonstrar a relação entre transpiração e a subida da coluna de mercúrio; mostrar a
importância da raiz; discutir sobre as condições do ambiente e da própria planta que podem aumentar ou
diminuir a velocidade da subida da água.
a) Será montado um sistema contínuo: mercúrio (cuba menor) – água de torneira (cuba maior) – capilar
de vidro cheio de água (de torneira) – mangueira cheia de água – ramo de planta bem enfolhado.
Observar a Ilustração 1 e ler cuidadosamente as instruções da montagem. 
 
FIGURA 1: MONTAGEM DO EXPERIMENTO 11.
Ilustrador: Prof. Dr. Sérgio Vicente Motta.
b) Escolher um ramo de planta que posa se adaptar ao diâmetro da borracha. Levar o ramo para o
laboratório, e fazer novo corte no caule, DENTRO da pia cheia de água (no fundo do laboratório). Pegar
o tubo de vidro unido à borracha e mergulhar na água, cuidadosamente, iniciando pela parte de vidro,
inclinando lentamente o conjunto, e depois apertar a borracha para tirar todo o ar do seu interior, de
modo que o conjunto fique totalmente preenchido com água. Adaptar, então, o ramo à borracha, sempre
mantendo todo o sistema dentro da água.
CONFORTO, E.C., 2014
UNESP-IBILCE-DZB-Fisiologia Vegetal 14
c) Tirar o sistema da água, tampando o final do capilar com o dedo. Mergulhar a extremidade do tubo de
vidro na cuba contendo água: agora a extremidade do tubo pode ser liberada. Estes procedimentos
visam evitar a formação de qualquer bolha de ar no sistema. 
d) Encaminhar o final do capilar até a cuba pequena, contendo o mercúrio, e colocar o tubo dentro deste.
e) Prender o ramo no suporte, com as duas garras disponíveis. Deixar todo o conjunto sobre a bancada,
e observar continuamente. Escolher a melhor opção para anotar o resultado (o grupo facilmente vai
conseguir optar): anotar o tempo utilizado para a coluna de mercúrio subir 2 cm (p.ex.), ou, quantos cm a
coluna subiu em 1 minuto (p.ex.). 
Observação: NÃO MANUSEAR O MERCÚRIO, pois é tóxico à pele e mancha metais, inclusive ouro!
 
Questões a serem respondidas:
(a) Qual a fonte de energia (força motora) para a subida da coluna de água?
(b) Porque é importante impedir a formação de bolhas de ar no sistema?
(c) Uma vez que ocorre a absorção de água mesmo sem a presença da raiz, isto significa que este
órgão não é imprescindível?
(d) Como este experimento poderia ser realizado, se não dispuséssemos do mercúrio, capilar de
vidro, etc?
DETERMINAÇÃO DA PRESENÇA E NÚMERO ESTOMÁTICO 
E OCORRÊNCIA DE TRANSPIRAÇÃO.
Os experimentos 12 e 13 deverão ser realizados com a mesma folha, utilizando-se material em
bom estado fitossanitário, de uma planta exposta ao sol no momento das observações. Não utilizar folhas
pilosas, pois dificulta a realização do experimento 13. 
12. OBSERVAÇÃO DA OCORRÊNCIA DE TRANSPIRAÇÃO
Objetivos: Demonstrar a Transpiração Estomática e a Transpiração Cuticular; relacionar a presença de
estômatos (anatomia) com a transpiração (função). 
Preparo prévio do papel de cobalto: tiras retangulares de papel de filtro foram mergulhadas em solução de
CoCl2 5% durante alguns minutos. Com uma pinça, foram retiradas e colocadas embandeja de alumínio e
levadas à estufa para secagem. Para mantê-las bem secas, permanecem em frascos fechados, junto com
grânulos de sílica gel.
a) Pegar, com a pinça, uma folha de papel de cobalto e, s em destacar a folha da planta , colocá-lo em
contato com a face inferior da mesma; recobrir ambos os lados da folha, usando uma placa de vidro em
cima e outra em baixo. Determinar o tempo necessário para que o papel mude de cor (de azul para
esbranquiçado). Anotar com uma caneta, na placa de vidro, o molde do papel e as áreas em que ocorreu
a mudança de cor.
b) Repetir o experimento com a face superior desta mesma folha. Copiar o molde das placas de vidro em
uma transparência, incluindo a informação do tempo necessário para tais mudanças.
13. VERIFICAÇÃO DA PRESENÇA E DO NÚMERO DE ESTÔMATOS
Objetivos: Observar a localização dos estômatos; discutir sobre sua função e os ritmos diários de
fechamento e abertura. 
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a) Após realizar o Experimento 12 e, com a folha ainda presa à planta, passar sobre a folha UMA (01)
camada FINA de esmalte incolor, de aproximadamente 0,5 cm de largura, na face superior. Na outra face,
aplicar também UMA (01) FINA camada, cuidando para que não coincida com a área esmaltada da face
superior (pois isto dificulta a posterior remoção da película). Retirar a folha, levar para o laboratório,
esperar secar (colocar em geladeira acelera a secagem), e retirar as películas cuidadosa e
pacientemente, com uso de pinça.
b) Montar lâminas com as películas (cobrindo-as com água de torneira e lamínula); observar ao
microscópio a presença de estômatos. Contar o número presente no campo observado (usar o maior
aumento possível sem uso de óleo de imersão).
Incluir a informação sobre o número estomático na transparência. 
Questões a serem respondidas;
(a) Comparadas a face inferior e superior da folha, houve diferença quanto ao número de estômatos?
E quanto ao grau de abertura dos mesmos?
(b) Ainda que os estômatos estejam fechados, vai ocorrer mudança na coloração do papel?
(c) Se este experimento fosse realizado de manhã, ou num dia com as condições climáticas opostas
às de hoje, o resultado do experimento 12 poderia ser diferente? Por quê?
EFEITO DA COBERTURA VEGETAL SOBRE O MICROCLIMA
14. UTILIZAÇÃO DE TERMOHIGRÔMETRO DIGITAL
Objetivo: Demonstrar a importância das plantas como agentes modificadores do microclima. 
a) Após informar-se como funciona o termohigrômetro digital, ir a campo para fazer medidas da
Temperatura e Umidade Relativa do ar no interior da copa da árvore, e a uma distância de cerca de 0,5 m
dela.
b) Realizar medidas sob uma copa bem enfolhada e outra sob uma copa com poucas folhas. É importante
que o sensor do aparelho e o operador fiquem o mais próximo possível do interior da copa durante as
medidas. Naquelas realizadas fora da copa, cuidar para que o vento não atinja o sensor (o que alterará as
medidas). Fazer sempre 3 a 4 medidas em cada situação, trabalhando depois com o valor médio das
leituras, pois dificilmente o aparelho mostrará um valor fixo, haverá sempre pequenas oscilações.
c) Calcular, para cada planta estudada, a variação causada sobre a T e a UR do ar. Considerar sempre o
valor fora da copa como sendo o padrão, ou seja, equivalente a 100%, montando uma regra de três
simples:
 Fora da copa …......................... 100%
 Dentro da copa ….................. x%
o que exceder 100% é incremento (indicar com sinal positivo) e o que ficar abaixo de 100% é redução
(indicar com sinal negativo). Elaborar uma tabela com os dados.
Questões a serem respondidas:
(a) As plantas conseguem modificar o microclima?
(b) Quais copas foram mais ou menos eficientes? Por quê?
(c) Se este experimento fosse realizado de manhã, ou sob outras condições climáticas, quais os
resultados esperados?
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ECOFISIOLOGIA DA TRANSPIRAÇÃO: COMPARAÇÃO DA VELOCIDADE DE TRANSPIRAÇÃO EM
PLANTAS DE DIFERENTES HABITATS
Objetivos: Identificar as adaptações morfológicas que as folhas dispõem para manter o balanço hídrico
adequado em diferentes ambientes. 
Utilizar sempre folhas em bom estado fitossanitário (sem sinais de ataque de herbívoros ou
patógenos) e maduras (não usar folhas jovens nem as senescentes). Guardar as folhas utilizadas para
entregar para a sala durante a apresentação no momento adequado, apenas entregando um exemplar
em cada bancada: as explicações serão dadas pelo apresentante do experimento.
Este experimento será realizado por 2 grupos:
Parte 1: Experimentos 15 e 16. Somente o grupo que realizar estes experimentos explicará sobre
a técnica de pesagem, cálculo, etc. 
Parte 2: Experimentos 17 e 18. 
15. EXPERIMENTO COM AGUAPÉ
Características desta espécie: Planta aquática; folhas tenras; presença de aerênquima.
a) Pegar 4 a 5 folhas de aguapé (Eichornia sp). Anotar o peso inicial do lote, tirá-las da balança e colocá-
las no ´varal´ para que ambas as superfícies fiquem em contato com o ambiente. 
b) Repetir as pesagens em intervalos de 10 minutos, durante 30 minutos. No momento das pesagens as
folhas podem ser empilhadas, mas depois devem ser penduradas novamente.
c) Calcular a porcentagem de perda de peso em cada avaliação:
. determinar a quantidade de água perdida (peso inicial menos o peso atual);
. fazer uma regra de três simples:
 peso inicial --------------------------------- 100%
 peso perdido após 10 minutos (mg) --------- x %
repetir o cálculo para 20 e 30 minutos.
d) Montar uma Tabela com os resultados deste experimento e do próximo.
16. EXPERIMENTO COM Duguetia
Características desta espécie: Planta típica de cerrado, onde o solo é ácido e pobre em nutrientes, sendo
adequado o desenvolvimento de raízes profundas; folhas coriáceas e pilosas.
Realizar todos os procedimentos anteriormente indicados para o aguapé. A discussão deverá
acontecer de modo comparado entre as duas plantas estudadas.
Questões a serem respondidas:
(a) O habitat de cada uma impõe algum tipo de restrição hídrica?
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(b) Quais as especializações (anatômicas e fisiológicas) que a planta dispõe para atender a esta
restrição?
(c) As especializações conseguem sobrepor o estresse causado pela retirada da folha da planta? 
Ao final da apresentação do próximo grupo, faremos uma discussão conjunta sobre o comportamento das
4 plantas estudadas. 
17. EXPERIMENTO COM Hibiscus
(Leiam antes TODAS as instruções do início da pg 16)
Características desta espécie: Planta de jardim, mesófita, recebe radiação solar direta apenas em alguns
horários do dia.
a) Pegar 4 a 5 folhas de Hibiscus e, no laboratório, remover os pecíolos. Anotar o peso inicial do lote, tirá-
las da balança e colocá-las no ´varal´ para que ambas as superfícies fiquem em contato com o ambiente.
b) Repetir as pesagens em intervalos de 10 minutos, durante 30 minutos. No momento das pesagens as
folhas podem ser empilhadas, depois devem ser penduradas novamente.
c) Calcular a porcentagem de perda de peso em cada avaliação:
. determinar a quantidade de água perdida (peso inicial menos o peso atual);
. fazer uma regra de três simples:
 peso inicial --------------------------------- 100%
 peso perdido após 10 minutos (mg) --------- x %
repetir o cálculopara 20 e 30 minutos.
d) Análise dos Dados: montar uma Tabela com os resultados deste experimento e do próximo. 
18. EXPERIMENTO COM FORTUNA (Kalanchoe sp.)
Características desta espécie: Planta suculenta da família das crassuláceas, que realizam o Metabolismo
Ácido (procurem na Apostila teórica, no capítulo da Fotossíntese, qual a principal característica destas
plantas).
Realizar todos os procedimentos anteriormente indicados para o Hibiscus. A discussão deverá
acontecer de modo comparado entre as duas plantas estudadas.
Questões a serem respondidas:
(a) O habitat de cada uma impõe algum tipo de restrição hídrica?
(b) Quais as especializações (anatômicas e fisiológicas) que a planta dispõe para atender a esta
restrição?
(c) As especializações conseguem sobrepor o estresse causado pela retirada da folha da planta? 
Ao final, organizaremos no quadro branco uma escala crescente de eficiência de restrição da perda de
água comparando as 4 plantas estudadas. 
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AULA 4 – CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO 
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19. Ação de Auxina sobre a germinação de pepino (Cucumis sativus).
Preparo Prévio: Soluções de 2-4 D (ácido diclorofenoxiacético) nas concentrações de 0,01; 1; 10 e 100
ppm.
Atividades durante a aula:
Manipular as sementes com uso de luvas de látex, pois elas estão embebidas em fungicida.
Separar 5 lotes de 15 sementes de pepino e montar 5 placas de Petri (montagem padrão), com uso de
10 mL de água destilada (controle) e as quatro soluções (tratamentos). Manter sob luz contínua.
O experimento dura 7 dias, mas deve ser avaliado após 5 dias quanto à necessidade de
reidratação. Após 7 dias, contar o número de sementes germinadas. Usar luvas de látex e manipular o
material para medir o comprimento da raiz principal e da parte aérea (logo acima do colo). Calcular o
valor da porcentagem de germinação, e apresentar em uma tabela.
Calcular a média das medidas das variáveis biométricas e apresentar em figura de barra
(comprimento no eixo y e concentração de 2-4D no eixo x). Colocar lado a lado o comprimento da raiz e
o da parte aérea. Com auxílio da bibliografia, discutir a influência deste tipo de auxina quanto à
porcentagem de germinação e aspecto das plântulas. 
 
20. Efeito da Auxina sobre o desenvolvimento do feijão decapitado
 (LEVAR PARA A MESMA CASA)
Preparo Prévio: Plantio do feijão com antecedência suficiente para ter o primeiro par de folhas com o
limbo totalmente expandido (contudo, tais folhas ainda não são trifoliadas), e pelo menos o início de
desenvolvimento das folhas trifoliadas. As plantas terão idade entre 14 e 21 dias, dependendo do clima. 
Preparo da solução de ácido indolil-acético (AIA; 10 mg/10 g de lanolina).
Atividades durante a aula:
Em cada um dos três lotes de plantas, identificar o primeiro par de folhas expandidas. Deixar
apenas 1 cm de caule acima do ponto de inserção destas folhas, removendo, com uso de gilete, todo o
material acima disto (ou seja, restante de caule; pecíolo e limbo das folhas trifoliadas). Se tiverem
alguma dúvida, perguntem ANTES de fazerem os cortes. Repetir o procedimento para todas as plantas
da bandeja. 
No primeiro lote, não realizar mais nenhum procedimento. No segundo lote, com auxílio do
cotonete, depositar uma pequena quantidade da pasta de (lanolina+auxina) sobre o local do corte. No
terceiro lote, aplicar apenas a lanolina. 
Manter periodicamente a hidratação do material, sem falta ou excesso de rega (espetar um palito
de madeira para verificar a umidade do solo). Manter as plantas sob iluminação, recebendo sol da
manhã. 
Após 1 semana, observar o aspecto da região cortada. Caso nada tenha acontecido, ou se os
resultados forem muito incipientes, repetir a aplicação dos produtos, e observar novamente, após
intervalos de 4 e de 7 dias. 
Contar o número de gemas que brotaram, e medir o tamanho das folhas resultantes (medir
desde o ponto de inserção no caule até o início do limbo foliar). Anotar os resultados. 
CONFORTO, E.C., 2014
UNESP-IBILCE-DZB-Fisiologia Vegetal 19
Calcular a média dos valores, e apresentar os resultados em uma Tabela. Discutir com auxílio de
bibliografia pertinente e atualizada (a própria Apostila deve ser inicialmente consultada).
21. Efeito dos tratamentos pré-germinativos sobre a germinação das sementes de tamburil 
(Enterolobium contortisiliquum)
 (LEVAR TUDO PARA A MESMA CASA)
Começar o experimento descartando as sementes menores, as incompletamente desenvolvidas,
e aquelas cujo tegumento não estiver intacto. Separar 4 lotes com 25 sementes cada, e submetê-las aos
seguintes tratamentos:
a) controle: sem pré-tratamento;
b) imersão em ácido sulfúrico (15 minutos), seguido por lavagem em água destilada (3 vezes);
c) imersão em água parada por 48 horas (tratamento já realizado);
d) escarificação mecânica com lixa (por toda a superfície da semente, cuidando para não atingir
o endosperma).
Preparar 4 caixas plásticas para germinação (Gerbox) na montagem padrão, colocando 20 mL
de solução de Captan 0,2% (fungicida). Identificar as caixas para receber as sementes tratadas. Em
casa, cuidar para que não fiquem no escuro ou diretamente expostas ao sol. 
Acompanhar os experimentos diariamente para anotar o número de sementes germinadas
(lembrar qual é padrão para considerar uma semente germinada!), removendo-a depois de contabilizada.
Aproveitem para verificar se as sementes não estão secas (neste caso, devem ser molhadas com uma
pisseta com água de torneira) ou fungadas (neste caso, levar a Gerbox para o Laboratório para nova
lavagem das sementes e substituição do papel de filtro). 
Fotografar as caixas a cada 3 dias, no máximo, pois não temos documentação fotográfica
deste experimento.
Após 21 dias o experimento será finalizado, ainda que todas as sementes não tenham
germinado. A pisseta e as caixas deverão ser devolvidas ao Laboratório, sem restos de material. 
Calcular a porcentagem de sementes germinadas em cada tratamento (%G), e o Índice de
Velocidade de Germinação (também chamado de Índice de Velocidade Emergência, sendo, no caso,
designado IVE), com uso da fórmula:
IVG = (N1/D1 + N2/D2 + N3/D3 + ... + Nn/Dn), 
onde N é o número de sementes germinadas na contagem de D dias após a semeadura
Montar uma tabela contendo o valor médio e o desvio-padrão da porcentagem de germinação e
do IVG. A porcentagem de germinação avalia a eficiência geral do tratamento pré-germinativo, enquanto
que o IVG permite observar se o tratamento também ajudou a sincronizar o período de germinação. O
melhor tratamento será o que resultar em maiores valores de %G e IVG. Discutir os resultados com
auxílio de bibliografia.
22. Efeito da Auxina sobre o desenvolvimento vegetal 
(LEVAR PARA A MESMA CASA).
Preparo Prévio: Plantas de milho e de feijão cultivadas aproximadamente durante 21 dias. Solução 1000
ppm de 2,4-D (ácido diclorofenoxiacético) preparada com espalhante adesivo.
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Atividades durante a Aula:
Fora do laboratório, pulverizar 1 planta de milho com (água destilada + espalhante adesivo), que
será o controle, e a outracom solução (1000 ppm de 2,4-D + espalhante adesivo), que é o tratamento. As
plantas devem ser totalmente lavadas com as soluções. Repetir o experimento com as plantas de feijão.
Manter as plantas sob sol da manhã e mantê-las hidratadas sem falta ou em excesso (usem água
de torneira e verifiquem a umidade do solo com uso de um palito de madeira seco). Fazer um registro
fotográfico a cada dois dias. Após 7 dias, fazer a observação final. Discutir os resultados com base na
bibliografia pertinente.
23. Ação da luz sobre o desenvolvimento de plântulas de 
mostarda (Sinapsis alba L.).
Separar 3 lotes de 20 sementes e realizar a montagem padrão, com uso de 15 mL de água de
torneira. Submeter aos tratamentos:
a) escuro contínuo
b) vermelho contínuo
 c) escuro por 48 horas (2 dias) e depois vermelho por 72 horas (3 dias).
A placa do tratamento (c), depois do choque de 3 dias de vermelho, retorna para o escuro por
mais 96 horas (4 dias). A cada mudança de ambiente, os resultados devem ser observados, descritos e
esquematizados. 
O experimento todo é feito, portanto, em um total de 9 dias (o tratamento a fica 9 dias no escuro
e o b fica 9 dias em vermelho), mas lembrar que a reidratação com água destilada é periódica. 
Na observação de 9 dias, desenhar uma plântula de cada tratamento, observando com cuidado
a forma e a cor das mesmas; medir o comprimento da parte aérea e calcular a média. 
Discutir os resultados com auxílio de bibliografia.
 
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 AULA 5 – CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO
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24. Ação da luz e do potencial hídrico sobre a germinação de sementes de alface
 (Lactuca sativa L.) cultivar Grande Rápida.
Procedimento Prévio: solução de manitol a 0,9 M.
Atividades durante a Aula:
Selecionar 4 lotes de 30 sementes. Preparar 4 placas de Petri (montagem padrão) com 10 mL
dos seguintes reagentes, e colocar as placas nos locais indicados: 
a) água destilada; placas no escuro;
b) água destilada; placas sob luz vermelha;
c) solução manitol 0,9 M (potencial hídrico de –8,41MPa); placas no escuro;
d) solução de manitol 0,9 M; placas sob luz vermelha
CONFORTO, E.C., 2014
UNESP-IBILCE-DZB-Fisiologia Vegetal 21
Durante todo o experimento, cuidar para que o material permaneça hidratado. Observar após 07
dias e contar o número de sementes germinadas em cada tratamento.
Em seguida, lavar as sementes não germinadas dos tratamentos (c) e (d), realizando o seguinte
procedimento: (a) colocar as sementes em béquer com água destilada; (b) agitar durante alguns
segundos; (c) descartar a água; (d) repetir o processo até completar CINCO lavagens. 
A seguir, colocar novamente as sementes lavadas para germinar (montagem padrão), com 10
mL de água destilada. Colocar as placas no escuro (lote e) ou luz vermelha (lote f). Observar após 7 dias
e contar o número de sementes germinadas. 
Expressar os resultados em termos de % de germinação e interpretar os resultados com auxílio
de bibliografia.
25. Efeito da Citocinina sobre o desenvolvimento de feijão
(Phaseolus vulgaris L).
Preparo Prévio: Plantas de feijão com folhas primárias maduras e primeira folha trifoliada ainda imatura, o
que leva cerca de 14 dias, cultivadas em câmara de germinação, sob fotoperíodo longo (16 horas), e
temperaturas entre 20 a 24 °C. Solução de BAP (benzil amino purina) 30 ppm (30 mg/ 1000 mL de água
destilada).
Atividades durante a Aula:
Escolher as plantas de tamanho mais uniforme, com um par de folhas primárias maduras (esta
folha tem limbo indiviso) e a 1a. folha trifoliada imatura. Usaremos 2 repetições para cada tratamento,
conforme descritos a seguir:
Planta 1: Controle (sem tratamento e intacta)
Planta 2: cortar a folha trifoliada; aplicar solução de BAP em uma das folhas primárias (na face
inferior e na superior) e deixar a outra sem tratamento. Colocar uma pequena marca de tinta na folha
tratada.
Planta 3: proceder como na planta 2, porém tratar somente metade da folha (ou seja, somente um
lado da nervura principal), em ambas as faces, deixando a outra metade sem tratamento. Colocar uma
pequena marca de tinta no lado tratado. 
Cuidar da hidratação do material (com água de torneira) tomando cuidado para não molhar as
folhas. No caso das plantas 2 e 3 também será necessário REMOVER todas as folhas que forem
aparecendo; por isso, o experimento deve ser monitorado A CADA DOIS DIAS, NO MÁXIMO. As plantas
ficarão nas câmaras de germinação (Laboratório de Sementes, no andar superior deste prédio).
Após 7 dias, coletar os dados e repetir o tratamento, reavaliando os efeitos após mais 7 dias. 
Para a coleta de dados, COM MUITO CUIDADO PARA NÃO DANIFICAR AS PLANTAS, fazer o
molde das DUAS folhas primárias sobre uma folha de sulfite (anotando os dados corretamente, sem
confundir as folhas/parte da folha tratada ou não). No mesmo sulfite, fazer um quadrado de 2 cm de lados;
recortar o quadrado e os moldes foliares, e pesar em balança de precisão (combinaremos uma data para
esta pesagem, pois o Laboratório de Fisiologia Vegetal não dispõe de tal balança). Estimar a área foliar:
4 cm2 ..................................................... peso conhecido
área foliar desconhecida (X) ............... peso conhecido
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GUARDAR OS MOLDES FOLIARES (identificados por tratamento e idade), para o caso de
precisar repetir a análise dos dados.
Comparar os resultados obtidos a cada semana, em cada tratamento, elaborando uma tabela ou
gráfico de barras. Discutir o resultado com auxílio de bibliografia pertinente.
26. Efeitos dos comprimentos de onda na germinação de 
alface (Lactuca sativa) Grande Rápida.
Separar 12 lotes de 20 sementes, e realizar a montagem padrão, usando 15 mL de água de
torneira. 
Colocar 3 placas sob luz vermelha (Lâmpadas fluorescentes sobre duas folhas de papel-celofane
vermelho), 3 sob luz vermelho-distante (Lâmpadas incandescentes sobre duas folhas de celofane
vermelho e duas de celofane azul, em qualquer ordem), 3 no escuro (em placas pretas ou em placas
comuns, embaladas com papel-alumínio e mantidas dentro de caixas de papelão; em qualquer hipótese,
estas ainda serão colocadas sob a mesinha de ferro) e 3 como controle, sob luz contínua. 
Observar os resultados após 5 dias, contando o número de sementes germinadas em cada placa
de cada tratamento. Calcular a porcentagem de sementes germinadas em cada placa, e fazer a média
das repetições para o mesmo tratamento. 
Colocar os resultados em uma tabela e interpretar os resultados com auxílio de bibliografia
pertinente.
27. Efeito da Citocinina sobre os folíolos de 
sibipiruna (Caesalpina peltophoroides Bent.)
Preparo Prévio: solução de cinetina 100 ppm (10mg/100 mL de água destilada).
Atividades durante a Aula:
Solicitar ajuda da técnica para realizar a coleta das folhas de sibipiruna. Não utilizar as folhas
muito jovens (têm um aspecto oleoso) pois isto induz uma outra fonte de variação que não é desejada.
Para o experimento, serão utilizadas 10 folhas.
 Remover os folíolos basais das folhas deixando intactos 10 folíolos e tomando cuidado para que
fique com um pecíolo de ao menos 5 cm de comprimento (caso contrário, já escolham outra folha).
Colocar a água destilada e a solução de cinetina em 2 cubas; mergulhar as folhas, cobrir com a telinha
de sombrite e colocar as pedrinhas em cima, para que asfolhas fiquem totalmente mergulhadas nos
líquidos, durante 3 minutos. 
Cortar a extremidade do pecíolo, e logo em seguida colocar as folhas em vidros contendo água
de torneira (identificar as folhas do controle e as do tratamento), deixando os vidros sob luz contínua.
Verificar diariamente o nível de água nos vidros, e completar se necessário. Manipular o material
com cuidado, para não causar queda dos folíolos.
 Após 7 e 10 dias contar o número de folíolos presos à planta (de zero a 10). Em cada folíolo,
avaliar, visualmente, se houve uma baixa retenção de foliólulos no eixo (de 0 a 50%) ou alta retenção (de
50 a 100%). 
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Considerando o número inicial de 10 folíolos por folha como 100%, determinar a porcentagem de
permanência dos folíolos nas folhas, e a porcentagem de folíolos com alta ou baixa retenção de
foliólulos. Discutir os resultados com auxílio de bibliografia.
Observações:
1. FOLHA é o eixo principal; FOLÍOLO são as divisões do limbo e FOLIÓLULO são as divisões do folíolo.
2. A turma de quinta-feira deve colocar a solução de cinetina de volta no frasco, para uso no dia
seguinte. Após o segundo uso, a solução será corretamente descartada pela técnica.
28. Interação entre plantas
Preparo Prévio: extratos de folhas de pata-de-vaca, murta e pinus: 10 g de folhas frescas liquidificadas
com 40 mL de água destilada, e peneirado em malha fina. 
Atividades durante a aula:
Separar 4 lotes com 30 sementes de cada uma das plantas: alface; mostarda e rabanete (12
lotes). 
Preparar 12 placas de Petri: 3 na montagem padrão e 3 com uso dos extratos como liquido,
usando 15 mL de cada um. Colocar os 3 tipos de sementes sob os 4 tipos de tratamento (controle e três
extratos).
Deixar sob luz branca contínua, durante 7 dias, observando a necessidade de reidratação. Ao
final, contar o número de sementes germinadas e calcular a porcentagem de germinação. Se formarem
plântulas, calcular a porcentagem destas. 
Discutir o resultado com uso de bibliografia pertinente.
 
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AULA 6 – FOTOSSÍNTESE
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PIGMENTOS ENVOLVIDOS NA FOTOSSÍNTESE
 Os experimentos 29 e 30 tem por objetivos identificar os pigmentos fotossintéticos pela sua
coloração a olho nu (devido ao comprimento de onda que refletem) e discutir suas funções. 
Para isto, serão obtidos extratos contendo a mistura de pigmentos foliares, utilizando-se
diferentes agentes para extração. Os extratos serão depois submetidos a uma Cromatografia, que é um
método físico-químico de separação fundamentado na migração diferencial dos componentes de uma
mistura, que ocorre devido a diferentes interações entre duas fases imiscíveis: a fase móvel (extrato de
pigmentos) e a fase estacionária (papel e giz, conforme será descrito a seguir). A interação dos
componentes da mistura com estas duas fases é influenciado por diferentes forças intermoleculares,
incluindo iônica, bipolar, apolar, e efeitos específicos de afinidade e solubilidade. 
29. SEPARAÇÃO DOS PIGMENTOS FOTOSSINTÉTICOS: CROMATOGRAFIA DE PAPEL
(LER O TEXTO PRÉVIO)
A metodologia empregada a seguir é bastante simples e emprega materiais baratos e de fácil
obtenção. Porém, a cromatografia se descolore poucas horas após a finalização do experimento;
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portanto, para conservá-la por mais tempo, é necessário sobrepor papel contact sobre os dois lados do
papel de filtro.
Preparo prévio: para a obtenção do extrato, foram utilizadas folhas de hibisco, das quais foram excluídas
a nervura central (com uso de tesoura), cortadas em pedaços menores e colocadas em água (de torneira)
fervente, com uma pitada de CaCO3 (que neutraliza os ácidos celulares, evitando que o Mg seja retirado
do núcleo da clorofila), durante 3 minutos. 
Em seguida, as folhas foram transferidas (sem restos de carbonato) para um béquer com álcool
etílico quente, em banho-maria, até perderem o máximo de sua cor verde. O extrato foi filtrado em gaze e
está pronto para o uso. 
a) Agitar bem o frasco com o extrato. Colocar parte numa placa de Petri e mergulhar nesta a base de
uma tira de papel de filtro. Segurar o papel de modo bem firme, na vertical, e aguardar pacientemente a
subida do extrato. 
b) Repetir o experimento com 5 tiras (preparando UMA de CADA vez, sempre agitando a placa antes do
seu uso); no momento adequado, estas serão apenas entregues aos grupos, e as explicações serão
dadas pelo apresentante do experimento.
c) Levar as tiras para secar fora do laboratório. 
d) Quando estiverem bem secas, fazer a revelação da cromatografia, usando o frasco contendo álcool
metílico. Introduzir a extremidade do papel onde estão os pigmentos de modo que somente toquem a
superfície do álcool. Aguardar a separação dos pigmentos, e esquematizar em que sequência eles se
separaram. 
e) Consultar a Apostila para identificar, através da cor, os pigmentos separados. 
30. SEPARAÇÃO DOS PIGMENTOS FOTOSSINTÉTICOS: CROMATOGRAFIA DE GIZ
Preparo Prévio: para a obtenção do extrato, as folhas de hibisco foram trituradas em liquidificador com
álcool etílico, e depois filtradas em gaze. 
a) Pingar 10 gotas do extrato a 2 cm da base maior do giz. O ponto de aplicação deve ser bem reduzido,
para concentrar mais o produto. 
b) Aguardar a secagem do giz.
c) Colocar a base maior do giz dentro de um vidro contendo acetona, mas sem mergulhar nela a parte
que contém o extrato. Tampar o frasco e aguardar a subida e separação dos pigmentos.
d) Repetir o experimento com 5 gizes, que serão entregues aos grupos no momento adequado.
Questões a serem respondidas;
(a) Qual a ordem de separação dos pigmentos em cada cromatografia?
(b) Ambas tem a mesma eficiência para separar os pigmentos?
(c) Qual a função de cada grupo de pigmentos (Clorofilas e Carotenoides)?
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IDENTIFICAÇÃO DO PRODUTO PRIMÁRIO DA FOTOSSÍNTESE
Objetivos: Identificar a natureza química do composto produzido pela fotossíntese; relacionar clorofila e
fotossíntese, e evidenciar o papel da luz na formação do produto fotossintético.
31. ESTUDO COM FOLHAS VARIEGADAS.
a) Será utilizado o Coleus. Escolher as maiores folhas e em bom estado fitossanitário; observar o
padrão de distribuição da região albina e da clorofilada. Não utilizar folhas muito pequenas. 
b) Colocar as folhas durante 1-2 minutos em água (de torneira) fervente, e em seguida em álcool etílico
95% em ebulição (em banho-maria), até a retirada total da clorofila. Utilizar os pegadores de madeira, e
trabalhar como todo o cuidado para evitar queimaduras.
c) Colocar as folhas em uma placa de Petri contendo lugol (KI + I2 em partes iguais) e verificar o padrão
de coloração. Comparar com a distribuição verificada em (a). Esquematize estes resultados em uma
transparência.
Questões a serem respondidas:
(a) Qual substância é evidenciada pelo iodo?
(b) Há relação entre a região corada e a distribuição de clorofila?
(c) Como este experimento poderia ser realizado caso não dispuséssemos deste mesmo tipo de
planta?
PAPEL DO CO2 NO PROCESSO FOTOSSINTÉTICO
32. ESTUDO COM PLANTAS AQUÁTICAS
Objetivos: Demonstrar que o dióxido de carbonoé insumo essencial para a fotossíntese.
Preparo Prévio: Solução de bicarbonato de potássio 0,1% e solução diluída de fenolftaleína.
a) Encher parcialmente 4 tubos de ensaio com a mesma quantidade de solução. Em dois deles colocar
ramos de Egeria densa (secando levemente as plantas antes de colocar no tubo, e utilizando a parte
mais jovem do ramo) e deixar dois sem a planta. Arrolhar todos os tubos. 
b) Levar um tubo com planta e um sem planta para fora da sala de aula, deixando sob iluminação
natural. Os outros tubos serão colocados no escuro. 
c) Após 30 minutos, remover as plantas de todos os tubos (luz e escuro) e adicionar 10 gotas de solução
de fenolftaleína ao tubo, agitando bem. Observar a coloração resultante. Caso o resultado seja
insatisfatório, recoloque as plantas nos seus locais de início e aguarde mais 30 minutos.
d) Indicar no quadro o resultado obtido:
TUBO TRATAMENTO COLORAÇÃO OBSERVADA
Tubo 1 Com folha no claro
Tubo 2 Sem folha no claro
Tubo 3 Com folha no escuro
Tubo 4 Sem folha no escuro
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e) Remover as plantas dos tubos, colocar as rolhas e guardar para uso na apresentação. Exibir os tubos
contra um fundo branco, caso contrário não será possível para os colegas observarem a cor. 
Informações Adicionais:
O entendimento deste experimento requer alguns conhecimentos prévios sobre a Fenolftaleína
e reações que acontecem com o bicarbonato.
1- A fenolftaleína é um indicador de pH, que fica incolor em pH ácido e rosa em pH básico.
2- As reações químicas associadas são: 
1) O bicarbonato se dissolve na água: 
NaHCO 3 ⇔ [Na +] + [HCO 3 –]
2) O íon carbônico (HCO 3 –) altera o pH do meio, causando a dissociação da água:
 H2O ⇔ [H + ] + [OH –]
3) O Na + é neutralizado pelo OH – resultante da dissociação da água:
 [Na +] + [OH – ] ⇔ NaOH
4) O íon carbônico é neutralizado pela hidroxila:
 [HCO 3 –] + [H + ] ⇔ H2CO 3 ⇔ H2O + CO 2 
Quando o dióxido de carbono é consumido (na luz), há uma diminuição na acidez do tubo, que
pode ser observada através da medição do pH ou por método colorimétrico (como o que utilizamos).
Porém, no escuro, a planta vai liberar CO2, deslocando o equilíbrio da equação (4) para a esquerda, ou
seja, aumentando a acidez no tubo.
 Sem adição de planta, o pH e a coloração obviamente permanecem inalterados,
independentemente da iluminação ou sua falta.
Questões a serem respondidas:
(a) Sob a luz, o pH do meio aumenta ou diminui?
(b) O que isto tem a ver com o consumo de CO 2 ?
(c) O que aconteceria com uma planta deixada permanentemente no escuro?
METABOLISMO ÁCIDO
33. COMPARAÇÃO DO pH DO SUCO DE PLANTA CAM NO CLARO E NO ESCURO
Objetivos: Discutir as estratégias das plantas para a superação do dilema: ganho de CO2 e concomitante
perda de água.
Preparo Prévio: um lote de folhas de fortuna foi colhido às 8:00 horas – representando o metabolismo
noturno, e outro lote foi coletado às 14:00 horas – representando o metabolismo diurno. 
 O lote do metabolismo noturno já foi processado, e o do metabolismo diurno será processado
agora, de modo semelhante.
a) Limpar bem as folhas, e retirar a nervura central com uso de tesoura. Colocar os limbos foliares sobre
a gaze, que está apoiada num recipiente contendo água fervente, a fim de receber este vapor até que as
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folhas se tornem amarronzadas e macias. Quando estiver pronto, o material será espremido com
espremedor de alho, para coleta do suco celular em um béquer.
b) Identificar 2 tubos de ensaio para receber o suco celular do metabolismo noturno e 2 para o diurno
(1,5 mL em cada tubo).
c) Em um par (diurno, noturno), colocar UMA (01) pitada de fenolftaleína DENTRO do suco, evitando
que ele se espalhe pelas paredes do tubo. Agitar bem. Qual é o papel da fenolftaleína?
 
d) Titular cada tubo (diurno, noturno), com adição bem lenta de KOH 0,1 M, tendo o cuidado de agitar
bem o frasco após a adição de 4-5 gotas da solução.
e) Proceder deste modo até que ocorra a virada de pH (demonstrada pela mudança da cor do suco);
suspender imediatamente o procedimento e anotar a quantidade utilizada em cada tubo.
f) Com uso do pHmetro que está na bancada (se tiverem dúvidas sobre o uso, consultem a professora
ou a técnica), medir o pH de cada um dos tubos que não foram titulados e não receberam fenolftaleína.
Anotar os resultados.
 
Questões a serem respondidas:
(a) Porque houve variação do pH ou da quantidade de KOH empregado? 
(b) Se o material que vocês prepararam tivesse sido coletado às 18 horas, qual seria o resultado
encontrado, e por quê?
(c) Estas plantas são eficientes para resolver a necessidade de restringir a perda de água sem
restringir a absorção de dióxido de carbono?
(d) Se este mecanismo é tão eficiente, porque as demais plantas também não fazem uso dele?
EFEITO DA LUZ SOBRE O CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO DO VEGETAL
Este experimento é de grande importância em nosso curso pois, além de ser o último
experimento da última aula prática, ele fará uma transição entre o conteúdo da disciplina, que adotará
uma outra abordagem teórica daqui em diante. 
Leiam o texto a seguir, para compreenderem o experimento, os resultados, e serem capazes de 
responder às questões propostas e discutir os resultados com a sala.
*********
A planta precisa de insumos ambientais para promover seu Crescimento, ou seja, o aumento da
área foliar, altura da planta, número de raízes, produção de matéria fresca, etc, e também para promover
o seu Desenvolvimento, ou seja, adquirir funções especializadas (folhas precisam atingir a maturidade
fotossintética; caules e raízes, quando for o caso, precisam realizar o crescimento secundário; é preciso
ocorrer a floração e a frutificação). Além dos insumos como água, gás carbônico e elementos minerais,
como vistos até o momento, a planta precisa de responder aos sinais ambientais, dos quais a Luz é um
dos principais.
Já estudamos que a Luz é a fonte de energia para a fotossíntese. Na ausência desta, as plantas
conseguem apenas realizar o processo de respiração. Estas reações são quimicamente opostas: pela
primeira, são sintetizados compostos de reserva (redução), e pela segunda, estes compostos são
quebrados para liberação de energia (oxidação). Plântulas originadas de sementes germinadas e
mantidas no escuro conseguem apenas realizar a respiração, e o aumento em seu peso é causado pelo
ganho de água. Seu tempo de vida é condicionado pela quantidade de reservas do endosperma da
semente; assim que esta se exaurir, a planta começará a morrer.
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Além disso, o desenvolvimento normal da planta depende da ativação de outros fotorreceptores,
sendo que a planta crescida no escuro apresenta uma série de comportamentos que são denominados de
´estiolamento´. Este tipo de crescimento é causado porque o escuro impede que o metabolismo normal
da planta seja desencadeado; portanto, plantas cultivadas totalmente no escuro não crescem para
“PROCURAR” a luz !!!!! elas crescem do único modo que lhes é possível, em vista da ausência de
estímulos luminosos. 
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A forma como as plantas absorvem e processam estas informações vindas da luz serão vistas
com mais detalhe nos próximos capítulos da disciplina. Neste momento, o objetivo dos experimentos