Guia de Anestesia e Analgesia para Ratos e Camundongos - UFRGS, 2016

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL 
INSTITUTO DE CIÊNCIAS BÁSICAS DA SAÚDE 
CENTRO DE REPRODUÇÃO E EXPERIMENTAÇÃO DE ANIMAIS DE LABORATÓRIO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
GUIA DE ANESTESIA E ANALGESIA PARA RATOS E 
CAMUNDONGOS. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2016 
 
 
 
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SUMÁRIO 
 
INTRODUÇÃO ............................................................................................................................. 3 
1. Considerações Pré-anestésicas .............................................................................................. 4 
2. Anestesia .................................................................................................................................. 5 
2.2 Anestesia injetável .................................................................................................................. 6 
2.2 Anestesia Inalatória ............................................................................................................. 10 
2.3 Anestesia Local .................................................................................................................... 10 
3. Analgesia ............................................................................................................................... 12 
4. Recuperação Anestésica ....................................................................................................... 17 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...................................................................................... 18 
 
 
 
 
 
 
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INTRODUÇÃO 
 
O objetivo deste guia é promover por meio de literatura especializada na área da Ciência de 
Animais de Laboratório, informações que promovam o bem-estar animal e a qualidade da pesquisa por 
meio de orientações gerais sobre o uso de anestésicos e analgésicos que atendam os protocolos de 
pesquisa e assegurem conforto aos animais. 
Conforme a Diretriz Brasileira para o Cuidado e a Utilização de Animais em Atividades de Ensino 
ou Pesquisa Científica - DBCA (2), pesquisadores e professores são responsáveis por todas as questões 
relacionadas ao bem-estar dos animais utilizados em ensino e pesquisa e devem agir de acordo com as 
exigências desta diretriz. Essa responsabilidade se inicia quando os animais são alocados em um biotério 
de experimentação para uso em um projeto e se finaliza com o término do mesmo. O papel do médico-
veterinário é orientar, promover e assegurar conforto e saúde aos animais em todos os seus aspectos éticos 
e legais. 
Procedimentos cirúrgicos ou que induzam dor devem ser realizados por meio de protocolos 
anestésicos adequados e de correto planejamento cirúrgico (pré, trans e pós-operatório). Pesquisadores que 
realizam cirurgias devem possuir treinamento específico para que as técnicas propostas sejam executadas 
corretamente, garantindo menor tempo cirúrgico e menos complicações trans e pós-operatórias. 
A seleção do protocolo anestésico e analgésico é de grande interesse tanto para o animal, quanto 
para o pesquisador e dependerá de muitos fatores, tais como: espécie, idade, linhagem, tipo e nível de dor, 
efeitos prováveis de um agente em particular em órgãos específicos ou sistemas, natureza e duração da 
cirurgia ou procedimento que induza dor, etc. (8). Lembre-se que a dor e o desconforto (distress) não são 
avaliados facilmente em pequenos roedores e, portanto, todos os pesquisadores devem considerar que 
animais sentem dor de forma similar a humanos, a não ser que haja evidência científica do contrário 
(1,2,8). 
Segundo a DBCA, o período pós-operatório deve obrigatoriamente proporcionar conforto e 
analgesia para o animal sempre que a dor não for o escopo do protocolo experimental. Deve-se dar 
atenção à hidratação, alimentação, higiene, temperatura e ao controle de infecções. Se um animal 
apresentar sinais clínicos compatíveis com dor intensa e resistente a tratamento analgésico prescrito pelo 
médico veterinário ele deverá ser submetido à eutanásia. Para as cirurgias em que não houver recuperação, 
o animal deve permanecer anestesiado até a eutanásia (ponto final experimental). 
 
 
 
 
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1. Considerações Pré-anestésicas 
 
O planejamento geral de um protocolo anestésico baseia-se nos recursos disponíveis, no 
treinamento das pessoas envolvidas, no monitoramento constante dos animais durante todo o 
procedimento e, principalmente, na condição clínica dos animais. 
Para reduzir o risco anestésico e prevenir complicações na recuperação é fundamental que os 
animais sejam previamente avaliados clinicamente para averiguar seu estado de saúde. O 
acompanhamento regular dos roedores no projeto de pesquisa permite a familiarização com os padrões 
normais da espécie. Isso torna a avaliação clínica mais eficiente e permite detectar de forma precoce 
alterações nos animais. Na tabela 1 estão sumarizados os principais parâmetros fisiológicos de ratos e 
camundongos. 
 Tabela 1 – Parâmetros fisiológicos do rato e do camundongo9. 
Parâmetro Rato Camundongo 
Peso corporal (adulto) (g) 250-520 28 - 40 
Temperatura corporal (°C) 35,9-37,5 36,5 – 38 
Frequência respiratória (mov.min
-1
) 70-150 80-230 
Frequência cardíaca (bat.min
-1
) 250-600 500-700 
Consumo alimentar 5-6g/100g de peso vivo/dia* 12-18g/100g de peso vivo/dia 
Necessidade hídrica 10-12 ml/100g de peso vivo/dia 15 ml/100g de peso vivo/dia 
 *O consumo alimentar em ratos varia drasticamente entre as linhagens e colônias. Fonte: HANKENSON (2013). 
Aqueles animais que são transportados entre biotérios devem aclimatar no novo alojamento por 
um período mínimo de 72h a fim de reduzir o estresse do transporte e do novo ambiente (4). Outros 
cuidados pré-anestésicos importantes incluem a não realização de jejum sólido e hídrico (roedores não 
vomitam) e o cálculo adequado da dose e do volume dos fármacos a serem administrados em relação ao 
peso corporal de cada animal (4,5). 
É importante fornecer uma fonte de aquecimento desde a indução anestésica até a recuperação, 
pois os roedores possuem grande superfície corporal em relação à sua massa, perdendo calor rapidamente 
(4). Bolsas e/ou colchões térmicos, bem como lâmpadas incandescentes a uma distância segura podem ser 
utilizados como fontes de calor, mas tenha atenção para evitar queimaduras no animal. 
 
 
 
 
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2. Anestesia 
 
A anestesia consiste na perda parcial ou total dos reflexos sensoriais e motores. A dose e a 
duração do efeito esperado dos anestésicos variam conforme a linhagem dos roedores, a via de 
administração, a idade, o sexo, o peso, o temperamento, a associação entre fármacos, as características de 
cada substância empregada e o estado de saúde dos animais (4). Os pesquisadores devem estar aptos a 
verificar o plano anestésico de cada animal para evitar sub ou sobredosagem anestésica (4). 
A medicação pré-anestésica (MPA), embora amplamente utilizada em outras espécies, em 
pequenos roedoresé pouco frequente. Ela consiste na administração de analgésicos, sedativos, 
anestésicos, etc. antes da indução anestésica e seus objetivos principais são: facilitar o manuseio do 
animal, promover indução e recuperação anestésica suave, reduzir a dose do anestésico geral e fornecer 
analgesia no trans-operatório (Tabela 9). Na tabela 2 estão listados alguns fármacos sedativos e 
anestésicos utilizados como MPA, bem como as doses para cada espécie. 
Após a aplicação da MPA o animal deve ser mantido em ambiente silencioso, calmo, com baixa 
luminosidade, controle de temperatura e mínima circulação de pessoas. Tenha em mente que ruídos, 
movimentações e odores retardam os efeitos da MPA. Por isso, mantenha, preferencialmente, o animal 
sozinho, aquecido e em gaiola limpa - mas com uma pequena quantidade da maravalha da gaiola de 
origem. Tais recomendações em relação ao ambiente e à circulação de pessoas se aplicam aqueles animais 
que não receberem MPA e forem anestesiados diretamente. 
Tabela 2 – Dose de medicações pré-anestésicas para ratos e camundongos5. 
Fármaco Rato Camundongo 
Acepromazina
4,5,6 
2,5mg/kg IP/IM 2,5mg/kg IP/IM 
Atropina
4,5
 0,05 mg/kg IP/SC 0,04 mg/kg IP/SC 
Cetamina
4,5,9,10,11
 50-100mg/kg IP 90 - 120 mg/kg IP 
Diazepam
4,5,6 
2,5-5mg/kg IP 2,5-5mg/kg IP 
Midazolam 
4,5,6 
5mg/kg IP 5mg/kg IP 
Medetomidina
4,5
 30-100µg/kg SC, IP 30-100µg/kg SC, IP 
Xilazina
4,5,9,10,11
 1-5mg/kg IP/IM 5-10mg/kg IP/IM 
 IM: intramuscular, IP: intraperitoneal, SC: subcutâneo. 
 
 NOTA: Dentre os fármacos ou medidas de suporte utilizadas durante a manutenção da anestesia cirúrgica (fluidoterapia, oxigenoterapia, etc.) 
estão o uso de bloqueadores neuromusculares (Pancurônio, Vencurônio, Atracúrio). Os bloqueadores neuromusculares em animais são utilizados 
SOMENTE sob anestesia geral e por profissional habilitado, pois é indispensável a intubação orotraqueal, a respiração assistida e o 
monitoramento contínuo do roedor por meio de monitor multiparamétrico (4). A imobilização de um animal apenas com agente bloqueador 
neuromuscular é INACEITÁVEL, pois o bloqueador não possui efeito sedativo ou analgésico (4). O uso de agentes bloqueadores 
neuromusculares não permite que critérios de monitoramento usuais, como padrão respiratório, reflexo flexor e corneal sejam utilizados. 
 
 
 
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2.1 Anestesia injetável 
 
Anestésicos injetáveis são amplamente utilizados em animais de laboratório, por uma série de 
razões, como a facilidade na administração, menos riscos ocupacionais aos pesquisadores, facilidade na 
manutenção de vários animais anestesiados ao mesmo tempo e quando não há equipamento específico 
e/ou operador treinado em anestesia inalatória (4,5). Eles também são indicados em pequenos roedores 
quando o fornecimento da anestesia inalatória por meio de máscara e/ou tubo endotraqueal interfira no 
campo operatório (ex.: cirurgia oral). Dentre as limitações associadas ao uso de anestésicos injetáveis está 
a menor capacidade de ajuste do plano anestésico, a necessidade de pesagem de cada animal para cálculo 
do anestésico e ao fato de aplicações sucessivas de anestésicos injetáveis usualmente estarem associadas a 
um período de recuperação mais prolongado (4,5). 
As vias de administração utilizadas nos procedimentos de anestesia injetável em pequenos 
roedores são: intraperitoneal (IP), intramuscular (IM), intravenosa (IV) e subcutânea (SC). 
NOTA: É crucial pesar os animais para calcular o volume a ser administrado, evitando sub ou 
sobredosagem. 
A via de administração intraperitoneal é a mais comumente utilizada, devido à fácil execução e a 
algumas substâncias serem irritativas pelas vias intramuscular e subcutânea. Por exemplo, a Cetamina, um 
anestésico dissociativo, pode causar necrose tecidual quando aplicada pela via intramuscular, mas é 
utilizada corriqueiramente pela via intraperitoneal sem maiores complicações. As agulhas recomendadas 
para os ratos e os camundongos são as de calibre 22-26G e o local indicado para a aplicação é o quadrante 
abdominal inferior direito do animal É importante conferir que a agulha tenha o comprimento necessário 
para atravessar toda espessura da parede abdominal e penetrar, efetivamente, na cavidade abdominal (11). 
A via intramuscular sempre que possível deve ser evitada devido à massa muscular de ratos e 
camundongos ser pequena e, portanto, propiciar o desenvolvimento de lesões nervosas e atrofia muscular 
após injeções (5,11). Os locais comumente utilizados para aplicação intramuscular são os músculos 
posteriores da coxa e a musculatura paravertebral. Agulhas de pequeno calibre 26 a 30G são 
recomendadas. Substâncias irritantes devem ser diluídas em solução fisiológica 0,9% na proporção 1:1 ou 
1:10 (11). 
A via intravenosa não é utilizada usualmente em pequenos roedores devido à dificuldade de 
acesso venoso e ao número e tamanho limitado de veias periféricas. A veia de mais fácil acesso é a veia 
lateral da cauda. Devido à necessidade de contenção, essa via não deve ser utilizada para indução 
 
 
 
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anestésica, entretanto após a anestesia do animal, esse acesso pode ser realizado para administração de 
outras substâncias durante o procedimento (6). 
A via subcutânea é normalmente empregada para administração de analgésicos, anti-inflamatórios 
e para reposição de fluidos de forma lenta. Em pequenos roedores é de fácil execução, desde que o animal 
esteja contido corretamente. O dorso do animal é o local de eleição para essa via devido ao excesso de 
pele. Naturalmente ao conter o animal pelo método da prega cutânea dorsal ocorrerá a formação de pregas 
na nuca e na região lombossacra. As agulhas recomendadas variam de 26G a 30G para camundongos e 
23G a 26G para ratos. 
Na Tabela 3 estão descritas as vias e os volumes máximos administrados em ratos e camundongos 
de acordo com o peso. Atente-se para o fato de que os volumes estão demonstrados por quilo de peso 
animal, logo você deve realizar uma regra de três para ajustar o volume à massa corporal do roedor. Por 
exemplo, um rato com massa corporal de 300 gramas, deverá receber por via intraperitoneal no máximo 3 
mL. Na Tabela 4 estão sumarizados os principais fármacos utilizados na rotina anestésica de animais de 
laboratório, bem como a dose e o tempo médio de duração da associação proposta. 
 
Tabela 3 – Volume máximo a ser administrado em ratos e camundongos de acordo com o peso do animal 
e a via utilizada. 
Via Volume Nota 
Intraperitoneal (IP) 10 mL / Kg 
Aplicação no quadrante abdominal inferior direito do 
animal. 
Subcutânea (SC) 5 mL / Kg / sítio de aplicação - 
Intramuscular (IM) 
0,05 mL/Kg / sítio de 
aplicação 
- 
Intravenosa (IV) 5 mL/Kg (bolus) 
Soluções aquecidas ou a temperatura ambiente. O 
volume deve sempre ser aplicado lentamente (≥ 3 min.) e 
não exceder 10% do volume de sangue circulante. 
 Fonte: Adaptado de HANKENSON (2013). 
 
 
 
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Tabela 4 – Doses de fármacos anestésicos injetáveis para ratos e camundongos4,5. 
Fármaco Dose RATO Dose CAMUNDONGO Tempo de Duração Indicação /Comentários 
Cetamina + Xilazina* 
75-100 mg/kg (C) + 
5-10 mg/kg (X) IP 
90-150 mg/kg (C) + 
8 – 16 mg/kg (X) IP 
30-45minutos duração. 
Suplementação com 1/3 da 
dose de Cetamina. 
Recomendada para anestesia cirúrgica em pequenos 
roedores. Essa associação gera hiperglicemia decorrente do 
aumento da produção hepática e da redução dos níveis de 
insulina. Promove aumento da pressão intraocular e redução 
da motilidade gastrointestinal. 
Cetamina + 
Diazepam* 
75mg/kg (C) + 5mg/kg 
(D) IP 
100mg/kg (C) + 5mg/kg (D) 
IP 
20-30 minutos de anestesia 
leve. 
Recomendada para pequenos procedimentos que requeiram 
anestesia leve ou imobilização (ex. coleta de sangue). 
Mínima depressão respiratória e cardiovascular. Hiperacusia 
(sensibilidade exacerbada a estímulo sonoro) pode ocorrer 
com baixa dose de quetamina (40mg/Kg) associada a 
diazepam (5mg/Kg). 
Antagonista do diazepam: Flumazenil. 
Cetamina + 
Midazolam* 
75mg/kg (C) + 5mg/kg 
(M) IP 
75mg/kg (C) + 5 mg/kg 
(M) IP 
20-30 minutos de anestesia 
leve. 
Recomendada para pequenos procedimentos que requeiram 
anestesia leve ou imobilização. Mínima depressão 
respiratória e cardiovascular. Antagonista do midazolam: 
Flumazenil. 
Cetamina + Xilazina+ 
Acepromazina* 
40mg/kg (C) + 2,5mg/kg 
(X) + 0,75mg/kg (A) IP 
70 – 100mg/kg (C) + 5-
10mg/kg (X) + 1-3mg/kg 
(A) IP 
25 minutos de anestesia. Anestesia cirúrgica5. Adicionar analgésico ao protocolo 
Cetamina+ Xilazina + 
Midazolam 
75mg/kg (C) + 3mg/kg(X) 
3mg/kg (M) 
75mg/kg (C) + 3mg/kg(X) 
3mg/kg (M) 
35-40 de anestesia cirúrgica. Imobilização / anestesia leve 
 
 
 
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Fármaco Dose RATO Dose CAMUNDONGO 
Tempo de Duração 
Anestésica (min) 
Indicação /Comentários 
Pentobarbital* 
20-40mg/kg IV 
40-60/kg IP 
20-40mg/kg IV 
40-60/kg IP 
45 minutos de anestesia 
cirúrgica. 
Potente indutor do sistema enzimático microssomal 
hepático. Hiperexcitabilidade e hiperalgesia na indução e 
recuperação anestésica. Não disponível comercialmente no 
Brasil. 
Propofol 10 mg/kg IV 26mg/kg IV 5 minutos Anestesia cirúrgica. Pode ser usada em infusão contínua. 
Tiopental* 
 
20-40mg/kg IV 
 
 
20-40mg/kg IV 
 
5 – 10 minutos de anestesia. 
Recomendável administrar em associação com anestésico 
local pela via IP em cirurgias terminais. Produz aumento da 
frequência cardíaca (depressão vagal) e depressão 
respiratória; pobre ação miorrelaxante, ausência de analgesia 
e é irritante pela via IP. 
Fármaco amplamente utilizado para realização de 
eutanásia em associação à Lidocaína pela via IP. 
Tiletamina + 
Zolazepam8* 
20-40mg/kg IP - 
15-25 minutos de anestesia 
leve. 
Observar que a dose é referente à mistura vendida. O uso 
isolado da associação não é recomendada para 
camundongos. Indicada para contenção química de ratos. 
*Idealmente adicionar um analgésico a esse protocolo 
 
 
 
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2.2 Anestesia Inalatória 
 
Nesta modalidade de anestesia o agente anestésico é inalado pelo animal, normalmente, por meio 
de uma câmara de inalação ou máscara facial. Entre as vantagens da anestesia inalatória quando 
comparada aos anestésicos injetáveis estão: o maior controle do plano anestésico, o mínimo metabolismo 
hepático e renal e um despertar rápido e tranquilo da anestesia (5). Como desvantagens há a necessidade 
de equipamento específico, de monitoramento do plano anestésico constantemente, de exaustão adequada 
da sala de anestesia e de pessoal habilitado (4). 
Como citado existem dois métodos de indução anestésica com agentes inalatórios para roedores. 
O primeiro é através do uso de algodão embebido de anestésico dentro de uma câmara de inalação 
transparente. Neste método a concentração de anestésico oferecida ao animal não é conhecida e nem 
controlada, desse modo o plano anestésico do animal é baseado na inspeção do animal através da câmara 
de inalação. A outra opção é a utilização de máscara facial ou câmara de indução conectada a um 
vaporizador calibrado onde a quantidade do anestésico administrado é conhecida. Em ambos os métodos é 
importante haver um sistema de exaustão adequado na sala para minimizar a exposição do pesquisador aos 
anestésicos e riscos ocupacionais que esta exposição acarreta (4,5). Uma vez o animal induzido e/ou 
anestesiado ele deve ser retirado da caixa e mantido anestesiado obrigatoriamente mediante o uso de 
máscara e/ou tubo traqueal conectado ao aparelho de anestesia inalatória (4). A intubação orotraqueal não 
é rotineiramente empregada em procedimentos cirúrgicos envolvendo pequenos roedores, somente em 
casos específicos como em cirurgias intratorácicas. 
 Na Tabela 5 estão citados os principais agentes inalatórios utilizados em animais de laboratório. 
Tabela 5 – Anestésicos inalatórios utilizados em pequenos roedores3,4,5,7,10,12. 
Fármaco Dose RATO 
Dose 
CAMUNDONGO 
Tempo de Duração Indicação /Comentários 
Isoflurano* 
3-4% indução 
1-2% manutenção7 
3-4% indução 
1-2% manutenção7 
Recuperação rápida 
após o término do 
fornecimento. 
Mantém funções cardiovasculares melhor que 
outros agentes inalatórios 4 
Ideal para experimentos toxicológicos, devido 
à baixa metabolização hepática e renal4. 
Halotano* 
 
3-4% indução 
1-2% manutenção7 
3-4% indução 
1-2% manutenção7 
Recuperação rápida 
após o término do 
fornecimento. 
Produz mais efeitos cardiopulmonares quando 
comparado a outros agentes inalatórios4. 
*Adicionar um analgésico conforme o nível de dor esperado 
 
 
 
 
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2.3 Anestesia Local 
 
Os fármacos com ação anestésica local (Tabela 6) reduzem a percepção dolorosa no sítio 
(bloqueio local) ou na região (bloqueio regional) da intervenção cirúrgica. Em pequenos roedores sua 
utilização é associada aos fármacos que promovam anestesia geral ou sedação intensa (4). O uso de 
anestésico local reduz a dose do anestésico geral diminuindo o risco de óbito cirúrgico e melhorando o 
controle da dor no trans e pós-operatório. 
Tabela 6- Anestésicos locais mais utilizados em pequenos roedores
3,4,5,7,10,12. 
Fármaco 
Dosagem 
ROEDORES 
Tempo de Duração Indicação /Comentários 
Cloridrato de 
lidocaína 
1-3 mg/Kg (não 
exceder 7mg/Kg), diluir 
a 0,5% 
Rápido início de ação, 
porém curta duração (< 60 
minutos) 
Apresentam boa penetração tecidual. 
Também é utilizado em mucosas e a 
solução é estável à temperatura ambiente. 
A utilização de lidocaína com 
vasoconstritor em pequenos roedores não 
é recomendada. 
Cloridrato de 
bupivacaína 
1-2 mg/Kg (não 
exceder 5mg/Kg) 
Início de ação lento (> 30 
minutos), mas longa duração 
(até 6 horas) 
Estável a temperatura ambiente e é cerca 
de 4 vezes mais potente que a lidocaína. 
 
 
 
 
 
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3. Analgesia 
 
Melhorar o controle da dor é um importante objetivo no uso de animais de laboratório (4). 
Segundo o item 6.3.2 da Diretriz Brasileira para o Cuidado e a Utilização de Animais para Fins Científicos 
e Didáticos, pesquisadores e professores devem considerar que animais sentem dor de formasimilar a 
humanos. Decisões relacionadas ao bem-estar dos animais devem ser baseadas nessa premissa. 
Pesquisadores, professores, alunos e técnicos devem prever, avaliar e tomar todas as medidas possíveis 
para evitar ou minimizar a dor e o desconforto (distress) dos animais durante o curso do projeto. 
O processo doloroso não tratado aumenta a secreção de catecolaminas, provoca baixa de 
imunidade e estresse, os quais adicionam uma nova variável ao experimento (9,11), podendo alterar os 
parâmetros fisiológicos e influenciar na coleta de dados. Por isso, o alívio da dor é de grande interesse 
tanto do animal quanto do pesquisador (4,5,6). 
Para promover uma analgesia efetiva, é essencial identificar a dor, saber quando ela ocorre, qual 
sua duração e como ela responde à terapia analgésica, bem como as vantagens e desvantagens dos 
diferentes métodos de controle da dor (5). O protocolo anestésico pode incluir um ou mais fármacos 
analgésicos (analgesia multimodal), de acordo com o procedimento que será realizado. Esta escolha é 
baseada no grau de severidade do procedimento. A analgesia multimodal é o tratamento da dor através de 
diferentes analgésicos, objetivando uma analgesia mais efetiva. A dor pós-operatória surge da ativação de 
múltiplas vias, mecanismos e sistemas de transmissão, por isso a administração de uma única classe de 
analgésico pode falhar na supressão e no controle de todos os mecanismos envolvidos na condição 
dolorosa, ainda que altas doses sejam utilizadas. 
A analgesia preemptiva, por sua vez visa bloquear ou reduzir a dor subsequente a estímulos 
dolorosos, pois evita o estabelecimento da sensibilização central pela incisão cirúrgica e pelo processo 
inflamatório pós-operatório. Os diferentes fármacos com ação analgésica, como opióides (morfina, 
buprenorfina, tramadol, etc.), inibidores NMDA (cetamina, dextrometorfano, etc.), anti-inflamatórios não-
esteroidais (meloxicam, cetoprofeno, flunixin, etc.) e anestésicos locais (lidocaína, bupivacaína, etc.), são 
administrados no período pré-operatório, para auxiliar no controle da dor pós-operatória de forma mais 
eficaz (3,5,11,12). O controle da dor no pós-operatório continua sendo importante e será mais fácil de 
ser manejado naqueles animais que receberam analgesia preemptiva. (5). 
 
 
 
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A Tabela 7 lista os procedimentos conforme a intensidade do estímulo doloroso e sugere 
protocolos analgésicos para cada nível de dor esperada. Além disso, está disponível no site da Comissão 
de Ética para Uso de Animais desta Universidade o grau de severidade de procedimentos envolvendo 
animais em pesquisa (http://www.ufrgs.br/ceua/docs-e-formularios/guia-de-severidade). 
 
Tabela 7- Exemplos de procedimentos realizados em roedores, classificação conforme o estimulo 
doloroso causado e sugestão de protocolo analgésico a ser adotado associado à anestesia geral. Em caso de 
dúvida fazer analogia a escala de dor humana (3). 
Dor leve a moderada
 
Dor Moderada
 
Dor moderada a severa
 
 Colocação de cateter 
vascular 
 
 Colocação de brinco 
 
 Implantação superficial de 
tumor 
 
 Procedimentos Oculares 
 
 Injeções múltiplas 
 Laparotomia 
 
 Tireoidectomia 
 
 Cesariana 
 
 Transferência de embrião 
 
 Hipofisectomia 
 
 Timectomia 
 
 Acesso à veia porta 
 
 Colocação de bomba 
osmótica 
 
 Colocação de implante 
intracerebral 
 
 Modelos com indução de 
tumores 
 Laparatomia exploratória 
 
 Toracotomia 
 
 Transplante de Órgãos 
 
 Procedimentos na coluna 
vertebral 
 
 Procedimentos de Queimadura 
 
 Modelos de trauma 
 
 Procedimentos Ortopédicos 
 
 Ligação do ceco e punção 
 
 Modelos com indução de tumores 
invasivos. 
 
 Transplante de órgão com 
rejeição. 
Anestesia local associada à 
AINEs (carprofeno ou 
meloxicam) ou a buprenorfina. 
Anestesia local associada à AINEs 
(carprofeno ou meloxicam) e a 
buprenorfina / tramadol. 
Anestesia local associada à AINEs 
(carprofeno ou meloxicam) e a 
opióides (morfina / tramadol / 
buprenorfina). 
A analgesia é necessária por no 
mínimo três dias consecutivos. 
 
Algumas vezes mesmo adotando os protocolos de dor para o grau de severidade do procedimento 
experimental, alguns animais podem apresentar alterações sugestivas de dor nos dias seguintes após a 
cirurgia. Na tabela 8 estão sumarizados alguns sinais clínicos que podem indicar dor em roedores. No site 
http://www.molecularpain.com/content/supplementary/1744-8069-7-55-s1.pdf está disponibilizada uma 
 
 
 
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escala de reconhecimento facial para avaliação da dor que pode ser utilizada como subsídio para o 
reconhecimento da dor em ratos. 
Tabela 8- Sinais clínicos que podem indicar dor em roedores 
SINAL DESCRIÇÃO 
APARÊNCIA ANORMAL 
“Pelo bagunçado”, piloereção (pelos arrepiados), cifose vertebral (postura 
“arqueada”), cromodacriorreia (secreção avermelhada ao redor dos olhos e 
narinas). 
ALTERAÇÃO 
COMPORTAMENTAL 
Diminuição do comportamento exploratório (padrão motor) e do consumo de 
alimento e ingestão de água (padrão alimentar). 
“PROTEÇÃO” 
Alteração postural para evitar que a região do corpo que dói seja manipulada ou 
toque a caixa de alojamento. 
AUTO-MUTILAÇÃO 
Cuidado excessivo com alguma região do corpo (lambedura, mordidas, coceiras, 
etc.) 
VOCALIZAÇÃO Quando a área de algia (dolorosa) é manipulada / palpada. 
MUDANÇAS NO 
COMPORTAMENTO DA 
ESPÉCIE 
Caminhar com a cauda ereta (camundongos), cifose vertebral, espasmos e/ou 
contrações musculares, agressividade, letargia, ansiedade. 
 
Fonte: PATRICK & VILLANO (2013). 
 
A frequência de observação dos animais normalmente será determinada pelo grau de invasividade 
da manipulação e deve ser realizada de tal forma que a dor e/ou desconforto dos animais possam ser 
detectados precocemente. Cinco minutos de observação para cada animal, parece ser o tempo mínimo para 
a identificação de comportamentos dolorosos (8). Uma vez identificados sinais condizentes com dor e/ou 
desconforto o pesquisador deve agir imediatamente. 
Os anti-inflamatórios não esteroidais (AINEs) e os opióides são os principais grupos de fármacos 
utilizados de forma rotineira para controle da dor. Os AINEs são efetivos para o tratamento de dor leve a 
moderada. Estas substâncias agem inibindo a produção enzimática de prostaglandinas, mediadores 
celulares liberados em reposta à lesão tecidual, que afetam os nociceptores. A metabolização desses 
fármacos é hepática e renal (5). Entre os efeitos adversos do uso estão: aumento do tempo de coagulação 
(9), distúrbio gastrointestinal e nefrotoxicidade. Esses efeitos são mais comuns quando a medicação é 
utilizada por mais de três dias consecutivos (5). 
Opióides como a morfina, meperidina, butorfanol, buprenorfina, pentazocina e fentanil agem 
ligando-se aos receptores do córtex e da medula espinhal. São imprescindíveis para o tratamento de dor 
 
 
 
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moderada a severa sendo associados a AINEs. Como efeitos adversos dos opióides podemos citar 
sonolência, redução da motilidade gastrointestinal, náusea, depressão respiratória (1). Cabe ressaltar que 
esses efeitossão raros em pacientes que estão em processo doloroso. 
Nas Tabelas 9 e 10 estão listados, respectivamente, os principais AINES e opióides utilizados em 
ratos e camundongos, bem como a dose, a via e os intervalos de administração. 
 
Tabela 9 – Dose de fármacos anti-inflamatórios para ratos e camundongos 3,4,5,7,10,12. 
Fármaco 
Dose /Via de 
administração 
RATO 
Dose/ Via de 
administração 
CAMUNDONGO 
Intervalo de administração 
Aspirina
 
100 mg/kg VO 120 mg/Kg
 
 VO 
04/04 horas. Não alivia dor visceral ou 
dor aguda. 
Cetoprofeno 
 
5 mg/kg SC, VO
 
 
 
5mg/kg SC, VO
 
 
12-24 horas de analgesia. Período 
máximo de uso 3 dias consecutivos. 
Carprofeno 
(Rymadil
®
)
 
5 mg/kg SC 5 mg/kg SC 
24 horas de analgesia Indicação dor 
aguda. Período máximo de uso 3 dias 
consecutivos. 
Dipirona
 
50-600mg/kg SC/IV/IP - 12/12 horas 
Flunixin 
meglumine 
(Banamine
®
)
 
2,5 mg/kg SC 2,5 mg/Kg SC 12/12 horas ou 24/24 horas 
Ibuprofeno
 
30mg/kg VO 40mg/kg VO 24/24 horas. 
Meloxicam 
(Maxican 0,2% 
®
)
 
1 mg/kg SC/VO 5 mg/kg SC / VO 
24/24 horas. Período máximo de uso 3 
dias consecutivos. 
Paracetamol 
(Tylenol
®
) 
100-300mg/kg VO
 
100-300mg/kg VO 4/4 horas. 
 
 
 
 
 
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Tabela 10 – Dose de fármacos opióides para pequenos roedores 3,4,5,7,10,12. 
Fármaco 
Dose /Via de 
administração 
RATO 
Dose/ Via de administração 
CAMUNDONGO 
Intervalo de administração 
Buprenorfina*
 
0,01-0,05 mg/kg SC / IV
 
 
0,1-0,25mg/kg VO 
 
0,05-0,1mg/kg SC
 
 
 
8 - 12 horas de analgesia 
Butorfanol
 
1-2mg/kg SC 1-2mg/kg SC 4/4 horas 
Codeína
 
20 mg/kg SC 50 mg/kg SC 4 /4 horas 
Fentanil
 
0,16 mg/kg SC 
 
0,0125-1 mg/kg IP 
Utilização transoperatória. Em 
ratos produz até 2 horas de 
analgesia pós-operatória. 
Morfina 
 
2,5-10 mg/kg SC 2,5-10 mg/Kg SC Até 3-4 horas de analgesia 
Meperidina
 
10-20mg/kg SC / IM 10-20mg/kg SC / IM Até 3 horas de analgesia 
Metadona
 
0,5-3mg/kg SC - 
Intervalo não estabelecido. 
Reaplicar conforme a necessidade 
do animal. 
Oximorfona
 
0,2-0,3mg/kg/ SC 0,15 mg/kg/ SC 6-12 horas de analgesia 
Tramadol 5-12,5mg/kg SC/IP 12,5mg/kg SC/IP 8/8 horas 
*Não disponível no Brasil 
 
 
 
 
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4. Recuperação Anestésica 
 
 A recuperação anestésica é um momento crítico do procedimento experimental, por isso o grupo 
de pesquisa deve padronizar a conduta e o tempo destinado a esse período. É fundamental que a(s) 
pessoa(s) envolvida(s) nessa fase do protocolo experimental tenha(m) treinamento e autonomia para 
decidir (em) em nome do grupo de pesquisa. 
Abaixo seguem alguns requisitos básicos para monitorização dos animais durante a recuperação 
anestésica: 
 
 A sala de recuperação anestésica deve ser silenciosa, aquecida (>25ºC), com baixa 
luminosidade e mínimo trânsito de pessoas. 
 
 As gaiolas devem abrigar os animais de forma individual, para impedir que os animais 
retornem em tempos diferentes da anestesia e se machuquem, bem como promover conforto 
(materiais macios, cama limpa e em abundância). 
 
 Monitoração em intervalos regulares dos parâmetros fisiológicos (respiratórios, 
cardiovasculares, excreção, temperatura, etc.) dos animais. 
 
 Aquecimento corporal até o retorno da capacidade de termorregulação (Tabela 1). 
 
 Fluido aquecido (37ºC) e oxigenoterapia sempre que necessário, bem como fármacos 
descritos no protocolo experimental e/ou a critério do médico veterinário. 
 
 Inspeção e limpeza da ferida cirúrgica. 
 
 Assegurar que o animal alcance o alimento e o bebedouro após retorno da anestesia (pode-
se colocar 1-2 pellets no chão da gaiola e bicos de bebedouros mais longos) 
 
 
 
O retorno do animal ao biotério de alojamento deve ocorrer SOMENTE após o roedor estar 
ativo, alerta e, preferencialmente, se alimentando. 
 
 
Nos dias subseguintes ao procedimento cirúrgico e/ou anestésico inspecione diariamente seus 
animais e comunique imediatamente o médico veterinário sobre alterações e/ou intercorrências. Mantenha 
a administração dos fármacos nos intervalos corretos e antes de aplicá-los sempre confira: NOME DO 
MEDICAMENTO, IDENTIFICAÇÃO DO ANIMAL, HORÁRIO, VIA e DOSE para não ocorrerem 
equívocos. 
 
 
 
 
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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
1. CARBONE, L. Pain in Laboratory Animals: The Ethical and Regulatory Imperatives. Plos One, v. 
6, n. 9, p.1-6, 2011. 
2. DIRETRIZ BRASILEIRA PARA O CUIDADO E A UTILIZAÇÃO DE ANIMAIS EM 
ATIVIDADES DE ENSINO OU DE PESQUISA CIENTÍFICA – DBCA. Disponível em: 
http://www.mct.gov.br/upd_blob/0238/238684.pdf Acesso em 5 de Fevereiro de 2016. 
3. DUKE UNIVERSITY & MEDICAL CENTER. Guidelines for Rodent Analgesia. Disponível em: 
http://vetmed.duhs.duke.edu/GuidelinesforRodentAnalgesia.html . Acesso em 15 de Setembro de 
2015. 
4. FISH, E.R., BROWN, M.J., DANNEMAN, P.J, KARAS, A.Z. Anaestesia and Analgesia for 
Laboratory Animals, 2
nd 
ed. Elsevier:Oxford, 2008. 
5. FLECKNELL, P. Laboratory Animal Anaesthesia. 3ed. 2009. 
6. HANKENSON, F. CLAIRE. Critical care management for laboratory mice and rats. CRC:Boca 
Raton, Flórida, 2014. 
7. HEDRICK, H. The Laboratory Mouse. 2nd ed. Elsevier:Oxford, 2012. 
8. INSTITUTE OF LABORATORY ANIMAL RESEARCH. Guide for the care and use of 
laboratory animals, 8 ª ed.- Porto Alegre: EDIPUCRS, 2014. 
9. LEE-PARRITZ, D. Analgesia for rodent experimental surgery. Israel Journal of Veterinary 
Medicine, v. 62, n.3-4, 2007. 
10. PATRICK, S. & VILLANO, J. The Laboratory Rat. 2nd ed., CRC:Boca Raton, Flórida, 2013. 
11. MURRAY, K.A.; PEKOW, C.,BORKOWSKI, G.L. Laboratory animals: rodent anesthesia & 
analgesia. In: Laboratory Animal Medicine and Science – Series II., Health Sciences for 
Educational Resources University of Washington, 2000. 
12. RODENT ANESTHESIA AND ANALGESIA. Disponível em: 
https://animalcare.ubc.ca/anesthesia_analgesia.html . Acesso em 15 de setembro de 2015.