Biologia da Conservação e Manejo da Vida Silvestre_Cullen_Rudy_Rudran_e_Valladare -1
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Biologia da Conservação e Manejo da Vida Silvestre_Cullen_Rudy_Rudran_e_Valladare -1


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da vegetação, clima, disponibilidade de recursos e interações interespecificas 
(Greenslade & Greenslade 1971; Andersen 1986a, b; Davidson 1977; Levings 
& Franks 1982; Levings 1983; Majer et al. 1997; Vasconcelos 1998; Silva 1999; 
Dansa & Rocha 1992). Por isso, a família Formicidae pode ser considerada um 
dos melhores grupos de invertebrados para avaliação e monitoramento ambien­
tal (Moraes & Benson 1988; Brown 1991, 1996, 1997, Andersen 1997; Silvestre 
& Brandão 1999; Moutinho 1991; Matos et al. 1994; Andersen 1995; Verhaagh 
1991), considerados por Folgarait (1998) como \u201cengenheiros do .ecossistema\u201d 
pelas suas múltiplas atividades de transformação.
Para estudos de comunidades, o uso de iscas tem facilitado muito a amostragem 
dessa taxocenose (Benson & Brandão 1987; Benson & Harada 1988; Romero & 
Jaffé 1989; Caldas & Moutinho 1993; Castro & Queiroz 1987, Leal et al. 1993; 
Leal & Lopes 1992; Andrade Neto 1987; Menezes 1998; Silvestre 1995), princi­
palmente se combinadas com coletas de amostras de solo, com armadilhas ,de 
queda e amostragens aleatórias no solo e/ou folhiço e na vegetação (Agosti 1997).
Andersen (1997) alerta para o problema da escala amostrai quando se usam 
formigas como bioindicadores, pois os processos ecológicos são nitidamente 
dependentes de escala e os dados obtidos numa escala geralmente não podem 
ser facilmente transportados para outra. Segundo ele, a biologia da conserva­
ção tem o problema de ter uma lacuna na congruência entre as escalas espaciais 
da pesquisa ecológica, envolvendo tipicamente pequenas amostras, e o manejo 
que envolve tipicamente grandes áreas.
Protocolo de campo e principais métodos de captura
A \u201cgrade amostrai\u201d consiste em 20 pontos amostrais dispostos em uma grade 
num transecto aproximadamente linear e tem como intuito facilitar e otimizar
o trabalho de inventário de formigas em uma dada área. A direção do transecto 
deve ser escolhida para incluir o maior número de hábitats diferentes de for­
migas, ou seja, a maior diversidade estrutural e vegetacional (uma vez que luz, 
temperatura, umidade e o acúmulo de folhas parecem ser fatores importantes 
na distribuição da abundância de formigas em uma determinada área) (Francini,
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INSETOS COMO INDICADORES AMBIENTAIS
in prep.). Antes da escolha do transecto, uma inspeção na área deverá ser feita 
para verificar qual o lugar mais adequado. Para facilitar o trabalho, uma linha 
marcada a cada dez metros, presa ao solo por espeques, deverá ser usada como 
referencial. É importante que a vegetação do local seja pisoteada o mínimo 
possível, pois isso irá interferir na qualidade dos dados obtidos. Ao longo da\u2019 
linha, as seguintes técnicas de coleta pontual devem ser aplicadas nos pontos 
previamente marcados:
1 - Metro quadrado de folhiço peneirado, para ser extraído no \u201cExtrator de 
Winkler\u201d [em cada ponto alternado = 10 amostras]
2 - Armadilha de queda [em cada ponto = 20 amostras]
3 - Amostra de solo de 15 X 15 cm em camadas de 1 cm até 10 cm de profun­
didade [em cada ponto alternado = 10 amostras]
4 - Iscas de solo e vegetação, usando sardinha e/ou carboidrato [em cada ponto 
= 20 amostras]
Adicionalmente, após as coletas padronizadas, devem ser feitos o desmonte 
de pelo menos um tronco podre, além de coleta por procura ativa (aleatoria­
mente e/ou usando rede de bateção) por uma hora durante o dia e uma hora à 
noite. Por razões comparativas, o metro quadrado de folhiço e as armadilhas 
de atração devem ser padronizados, considerando que as outras técnicas serão 
incluídas para acrescentar um número adicional de espécies.
As anotações de campo deverão incluir os seguintes dados: data da coleta; 
caracterização geral do hábitat na data da coleta; micro-hábitat no ponto amos­
trai; tipo e densidade do folhiço; presença de raízes; umidade do solo e do 
folhiçb; inclinação do terreno e exposição dos locais. Adicionalmente poderão 
ser feitas fotografias do dossel, com objetiva de 180° (Anderson 1964a, 1964b, 
1964c, 1970; Burger 1972, 1976; Becker et al. 1989; Barrie et al. 1980) que 
fornecerão informações preciosas relacionadas ao microclima de cada um dos 
20 pontos de coleta.
A etiquetagem adequada de todos os frascos e amostras é de extrema importân­
cia, sendo que a maior parte poderá ser feita antes da ida ao campo. Os sacos 
para o folhiço peneirado, assim como os de solo, devem ser marcados com 
números grandes, correspondentes aos pontos na linha de amostragem; o 
mesmo vale para ós frascos de coleta de material das armadilhas de atração e 
de queda. Além disso, todos os frascos (incluindo os de coleta manual aleató­
ria) deverão incluir uma etiqueta interna com toda a informação respectiva. Para 
preservação dos exemplares, o melhor líquido de preservação é o etanol 90%.
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ANDRÉ VICTOR LUCCI FREITAS
RONALDO BASTOS FRANCINI
KEITH S. BROWN JR
Aniostras de folhiço [protocolo adaptado de Agosti (1997)]
A amostra de um metro quadrado deve ser retirada com o auxílio de um gaba­
rito quadrado desmontável (pode ser feito de cordão de náilon colorido e pre­
so nos quatro vértices por espeques de arame fino, como varetas de guarda- 
chuva, ou por espetos de bambu) para delimitação da área (Fig. 2a, b). A coleta 
deve ser feita próxima à linha base da grade amostrai (por exemplo, a linha do 
lado esquerdo deve ficar a aproximadamente 1 m da linha base).
Para evitar uma grande evasão dos organismos do folhiço, a coleta da massa de 
folhas do quadrado amostrai deve ser feita das partes externas para o centro e 
colocada no saco-peneirador o mais rápido possível (Fig. 2c, d). Por razões de 
conveniência e para não interferir muito qom o material peneirado, o saco- 
peneirador (\u201cSiftei\u25a0\u201d) deve ser longo (120 cm), de forma que o material coletado 
fique apoiado no solo, enquanto o resto do material está sendo peneirado. Um 
bom peneirador pode ser feito com um balde plástico (aprox. 40 cm de diâme­
tro) com o fundo cortado (Fig. 3). O fundo deve ter uma rede de fios de náilon 
monofilamento grosso espaçados em 20 mm (inseridos em orifícios feitos com 
prego aquecido), e um saco de pano deve ser preso externamente ao fundo do 
balde (a conexão com o balde deverá ser de tecido forte, como lonita, e o final, 
de tecido fino, como tela de náilon). O saco de pano deve ter uma extremidade 
afilada de uns 20 cm de diâmetro, de forma a concentrar o material peneirado, 
e possibilitando o fechamento com um nó, impedindo que o saco seja inadver­
tidamente aberto durante o processo de peneiragem.
A peneiragem deve ser efetuada perto do lugar de onde o material está sendo 
coletado, minimizando assim o escape de muitas das formigas que simples­
mente caem. O peneirador deve ser agitado logo que estiver cheio até a metade. 
Não há nenhuma maneira padrão de agitar o peneirador, mas ela deve ser feita 
com movimentos laterais e verticais. Observe o conteúdo e certifique-se de que 
todo o material tenha sido girado ao redor diversas vezes. Em condições secas, 
a peneiragem não deve ser prolongada, pois a maioria das formigas cai para o 
saco quase imediatamente, e a agitação prolongada adiciona mais restos que 
podem dificultar a extração. Em circunstâncias úmidas, a peneiragem deve ser 
mais prolongada, pois muitas formigas que aderem às folhas molhadas demo­
ram mais, a cair, no entanto, o folhiço não deve ser coletado se estiver muito 
molhado, com gotas de água visíveis.
Durante todo o processo de peneiragem, é desejável que a parte mais inferior 
do saco descanse sobre o solo (principalmente em locais muito úmidos, onde 
o material peneirado tende a formar uma massa compacta), diminuindo a
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INSETOS COMO INDICADORES AMBIENTAIS
Figura 2.A. Sequência de coleta de folhiço para separação nos extratores de Winkler; A, 
B. Demarcação do metro quadrado; C, D. Junção do folhiço no centro da área demarca­
da (com auxílio de luvas); E,
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