Biologia da Conservação e Manejo da Vida Silvestre_Cullen_Rudy_Rudran_e_Valladare -1
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Biologia da Conservação e Manejo da Vida Silvestre_Cullen_Rudy_Rudran_e_Valladare -1


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F. Colocação do folhiço no peneirador; G. raspagem da 
superfície; H. saco de pano que recebe o folhiço peneirado.
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movimentação do material já peneirado (por essa razão a peneiragem deve ser 
feita de pé). Após cada sessão de agitação, os resíduos de folhas restantes 
devem ser jogados fora antes de se adicionar mais material. Depois de termi­
nada a peneiragem do metro quadrado, o saco do peneirador deve ser torcido 
duas vezes, para que não aconteça nenhum escape dos animais através da 
extremidade superior enquanto se enche o saco de amostras com mais mate­
rial. Na passagem do material para o saco de amostras, o conteúdo deve ser 
derramado com cuidado para evitar alta atividade das formigas. O saco de amos­
tras deve ser de pano resistente (morim ou tecido branco de tapeçaria) suficien­
temente grande para conter uma amostra de cada vez (um saco de 30 x 60. cm 
pode receber até 3 kg de folhiço peneirado) e deve ser identificado por letras ou 
números grandes. Após a conclusão, uma observação rápida no saco de amostra 
serve como verificação da atividade das formigas e da consistência da massa de 
folhas, ajudando quanto ao cuidado no transporte dos sacos para a base. O 
fechamento do saco de amostra pode ser feito com um nó com o próprio pano 
do saco, mas um barbante fino amarrado acima do nó ajuda lacrar o conteúdo.
Com a rotulagem prévia dos sacos (de acordo com o número de amostras a ser 
coletadas) os problemas resultantes da rotulagem no campo são minimizados.
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Figura 3. Esquema de um peneirador
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INSETOS COMO INDÍCADORES AMBIENTAIS
A maneira mais conveniente de rotulagem dos sacos de amostra consiste em 
(1) uma marca externa grande e visível no próprio pano, e (2) uma etiqueta 
plástica no interior do saco, com a mesma informação do rótulo externo. Os 
sacos devem ser mantidos à sombra e, durante o transporte, em veículo moto­
rizado devem ser tomados cuidados para evitar o contato das amostras com 
partes quentes, pois o calor pode matar rapidamente os animais da amostra.
Coleta de solo
As amostras de solo deverão ser coletadas no mesmo quadrado onde o folhiço 
foi coletado, em uma área de 10 x 10 cm no canto esquerdo inferior (este 
método é recomendado para coleta de formigas de solo que forrageiam no fo- 
lhiço). Para isso, cinco camadas de solo de 2 cm de profundidade devem ser 
retiradas até uma profundidade de'10 cm. Cada camada deve ser colocada 
num saco individual e todós os 5 sacos de solo deverão ser colocados em um 
único saco.
Armadilhas de queda (\u201cp it fa ll-tr a p \u201d)
Estas armadilhas devem ser colocadas na grade a 1 metro à direita da linha 
base, e enterradas de modo que a margem superior da armadilha esteja no 
nível do solo e seja coberta com um pouco de folhiço. Erascos de polietileno 
de 30 x 45 mm com tampa de pressão de forma indelével devem ser numera­
dos (de 1 a 20) e podem ser usados como armadilhas de queda. Cada frasco 
deve ser preenchido até um terço com uma solução de etilenoglicol: etanol 
92%: formol 40% na proporção de 70:28:2, e com duas'gotas de detergente 
caseiro por litro de solução. As armadilhas devem permanecer no campo por 
aproximadamente 24 horas. Após^este período, os frascos devem ser coletados 
em sequência, tampados e colocados em um único saco plástico para posterior 
separação e identificação em laboratório.
Iscas de solo com sardinha e carboidrato
As iscas devem ser colocadas na grade amostrai! a 2 metros à esquerda da linha 
base. Cada isca deve sér preparada em pedaços de guardanapos de papel claro 
(10 x 10 cm), pois isso permite uma melhor visualização na hora da coleta. 
Para facilitar o trabalho no campo podem ser usadas bisnagas plásticas com as 
substâncias atrativas (óleo comestível retirado de uma lata de sardinha e solu­
ção saturada de açúcar de cana são as mais adequadas), o que facilita a aplica­
ção nos pedaços de papel. Essas iscas atraem quase todas as formigas de solo
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(mas não atraem as especialistas em certos itens alimentares e as cortadeiras por 
exemplo), até Ponerinae grandes como espécies de Pachycondila, Dinoponera, 
O dontom achus e Paraponera. As iscas devem ser coletadas após 1 hora (se 
deixadas mais tempo podem resultar em dominância total de algumas espécies 
de formigas com bom recrutamento, como Pheidole, Camponotus e Solenopsis). 
A coleta das iscas deve ser feita com uma luva (pode ser com um saco plástico 
de 15 x 30 cm envolvendo a mão e contendo externamente uma bola de algo­
dão umedecida com acetato de etila). Após a retirada da isca, o próprio saco 
plástico evertido envolve a isca, servindo de depósito do material coletado. No 
momento da coleta, algumas das folhas sob a isca devem ser pegas junto com a 
isca (algumas espécies de formigas de folhiço são atraídas pelo óleo que impreg­
na o papel por baixo no contato com o solo). Uma outra maneira de coleta é a 
triagem no campo, sobre uma bandeja plástica branca. Toda a isca com o folhiço 
é jogada na bandeja, e os indivíduos de cada espécie são coletados à medida que 
aparecem. Repetições óbvias de exemplares poderão ser desprezadas, já que o 
número de indivíduos por amostra não será importante. Todo o material de cada 
armadilha deve ser colocado em frascos individuais com etanol 90%.
Procura manual aleatória incluindo coleta com \u201crede de bateção\u201d
A coleta manual aleatória pode ser feita ao longo de todo o período de estudo, 
mas é recomendável um mínimo de uma hora durante o dia e uma hora duran­
te a noite. Essa técnica de coleta é a mais subjetiva, e embora não sirva para 
fins comparativos, geralmente adiciona espécies que são pouco coletadas Com 
as técnicas mencionadas anteriormente, como aquelas que fazem ninhos em 
pequenos galhos suspensos acima do solo. A coleta noturna é recomendada 
porque muitas espécies de formigas são principalmente ou exclusivamente 
ativas durante a noite. A coleta aleatória pode ser feita com pinças (exemplares 
maiores) ou com pincel de pelo de marta, embebido no etanol (espécies meno­
res, que .podem ser esmagadas com a pinça). Algumas espécies muito ativas e 
rápidas podem ser atordoadas com jatos de etanol (em bisnaga plástica tipo de 
desodorante), e depois coletadas com pinça ou pincel. Na coleta noturna é 
indispensável o uso de lanternas de testa, deixando as mãos livres para o 
manuseio do material. Por razões de segurança, botas de borracha de cano alto. 
camisas grossas de manga comprida e bonés devem ser usados em trabalho de 
campo durante a noite.
Plantas mirmecófitas também serão procuradas ativamente (dentro e fora da 
área da grade amostrai) e poderão ser identificadas pelas suas domácias (câma-
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ras onde as formigas fazem seus ninhos) ou pela presença conspícua de formi­
gas em suas partes vegetativas (Janzen 1966, 1967, 1969; Bentley 1977; Benson 
1985; Davidson et al. 1989; Fonseca 1991, 1996, 1999). Para cada espécie de 
mirmecófita reconhecida, as formigas envolvidas na relação serão coletadas e 
colocadas em frascos individualizados por planta. Os exemplares de cada ni­
nho devem ser mantidos em frascos separados, mas animais ávulsos podem 
todos ser postos em um único frasco.
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Na coleta com rede de bateção, mais adequada em vegetação herbácea e/ou 
arbustiva, pode ser usada uma rede de 30 çm de diâmetro e 60 cm de profun­
didade (tipo \u201cpuçá\u201d), feita de tecido grosso. A bateção será feita ao longo de 
um transecto linear, com velocidade constante, dos dois lados do transecto, 
atingindo todas as folhas de plantas situadas entre 0,5 e 1,5 m
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