manual andrologia botupharma

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MANUAL DE 
ANDROLOGIA 
E MANIPULAÇÃO DE 
SÊMEN EQUINO 
PROF. DR. FREDERICO OZANAM PAPA 
PROF. DR. MARCO ANTONIO ALVARENGA 
DR. JOSÉ ANTONIO DELL’AQUA JR. 
 DR. GABRIEL AUGUSTO MONTEIRO 
MS. YAMÊ F. R. SANCLER-SILVA 
MS. CARLOS RAMIRES NETO 
 
 
2014 
05-12 
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ÍNDICE 
 
 
1. ANATOMIA DO SISTEMA GENITAL MASCULINO EQUINO 04 
 
2. ENDOCRINOLOGIA DA REPRODUÇÃO DO GARANHÃO 05 
 
3. PATOLOGIAS DO SISTEMA REPRODUTIVO DO GARANHÃO 07 
3.1 PÊNIS E PREPÚCIO 07 
3.2.TESTÍCULOS 08 
3.3.EPIDÍDIMO, GLÂDULAS ANEXAS E CONDUTOS ESPERMÁTICOS 10 
 
4. EXAME ANDROLÓGICO 12 
4.1 INTRODUÇÃO 12 
4.2 MATERIAL NECESSÁRIO 12 
 4.3 SEQUÊNCIA DO EXAME 13 
 
5 ULTRASSONOGRAFIA APLICADA AO EXAME ANDROLÓGICO 14 
 5.1 INDRODUÇÃO 14 
 5.2 ANATOMIA ULTRASSONOGRÁFICA DO ESCROTO, 
 TESTÍCULO, EPIDÍDIMO E FUNÍCULO ESPERMÁTICO 14 
 5.3 EXAME ULTRASSONOGRÁFICO DO ESCROTO, TESTÍCULO, 
EPIDÍDIMO E FUNÍCULO ESPERMÁTICO 17 
 
6 ENDOSCOPIA APLICADA AO EXAME ANDROLÓGICO 25 
 
7 COLHEITA DO SÊMEN 28 
7.1 ANÁLISE DO SÊMEN 29 
7.1.1 EXAMES IMEDIATOS 29 
7.1.2 EXAMES MEDIATOS 29 
 7.1.3 CÂMARA DE NEUBAUER 30 
7.2 PADRÕES DE PATOLOGIAS ESPERMÁTICAS 32 
7.3 PRINCIPAIS CAUSAS DAS PATOLOGIAS ESPERMÁTICAS 35 
7.4 MODELO DE LAUDO DE EXAME ANDROLÓGICO 38 
 7.5 CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE SÊMEN DE 
 GARANHÕES DESCRITOS POR VÁRIOS PESQUISADORES 40 
 
8. METODOLOGIA BÁSICA PARA REFRIGERAÇÃO DE SÊMEN 40 
8.1 DILUIÇÃO 40 
8.2 REFRIGERAÇÃO 40 
8.3 INSEMINAÇÃO 40 
 
9. CONGELAÇÃO DE SÊMEN 41 
9.1 INTRODUÇÃO 41 
9.2 MATERIAL NECESSÁRIO 41 
9.3 SEQUÊNCIA PARA CONGELAÇÃO 42 
9.4 LAUDO PARA SÊMEN CONGELADO 45 
3
9.5 PROVAS LABORATORIAIS DE INTEGRIDADE DA MEMBRANA 
 PLASMÁTICA 46 
 9.5.1 COLORAÇÃO SUPRA-VITAL UTILIZANDO EOSINA 46 
 9.5.2 CHOQUE OSMÓTICO 47 
 9.5.3 SONDAS FLUORESCENTES 48 
 
10. TÉCNICAS PARA MELHORAR A QUALIDADE DO SÊMEN FRESCO, 
REFRIGERADO E CONGELADO DE GARANHÕES 49 
 10.1 REMOÇÃO DO PLASMA SEMINAL 49 
 10.2 SELEÇÃO ESPERMÁTICA 51 
 
11. AUTORES 53 
 
12. REFERÊNCIAS 55 
 
ANEXO 1- MONTAGEM DA BOTUFLEX PASSO A PASSO 56 
 
ANEXO 2- MONTAGEM DA BOTUBOX PASSO A PASSO 57 
 
ANEXO 3- MONTAGEM DA BOTUTANIER PASSO A PASSO 58 
 
ANEXO 4-COMO UTILIZAR O BOTU-IA 59 
 
ANEXO 5- COMO MONTAR A VAGINA ARTIFICIAL 60 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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2. ENDOCRINOLOGIA DA REPRODUÇÃO DO 
GARANHÃO 
 
Para que os testículos possam produzir espermatozóides de maneira contínua é 
necessário que o eixo hipotálamo – hipófise – gônadas, esteja em sincronia, de tal forma 
que os hormônios envolvidos para esta finalidade sejam liberados em quantidades 
adequadas. 
O hipotálamo é uma região cerebral localizada no diencéfalo, responsável pela 
liberação de GnRH. Este hormônio peptídico via sistema porta hipofisário vai até a 
hipófise, onde é reconhecido pelas células lá presentes desencadeando a secreção das 
gonadotrofinas (FSH e LH) que através corrente da sanguínea se dirigem até os testículos, 
resultando na produção de esteróides (estrógeno e testosterona), que participam da 
formação dos espermatozóides. 
Os hormônios envolvidos na reprodução são liberados através de retroalimentação 
positiva ou negativa, conforme a necessidade. Sua produção é estimulada ou inibida, de 
maneira a se manter concentrações adequadas para a plena produção espermática. 
Nos testículos há a presença de dois tipos de células. As células de Leydig que 
produzem testosterona pelo estímulo do LH, testosterona esta que é “ligada” por uma 
proteína ligadora de andrógenos (ABP) a luz das células de Sertoli (estimulada pelo FSH) 
produtoras da ABP e responsáveis pelo controle da espermatogênese. 
Conforme há um aumento das concentrações de testosterona circulante, ocorre 
uma retroalimentação negativa no hipotálamo resultando numa diminuição dos pulsos de 
liberação de GnRH desencadeando uma menor liberação de gonadotrofina (LH) que 
diminui a produção de testosterona pelos testículos. Quando existe a necessidade de uma 
maior produção deste hormônio ocorre uma retroalimentação positiva e os níveis 
testosterona são novamente restabelecidos. 
Outro hormônio que participa dos processos de regulação da secreção de GnRH é 
a inibina produzida pelas células de Sertoli, ela promove uma maior ou menor liberação dos 
pulsos de GnRH que diminuem ou aumentam a secreção do FSH afetando a produção da 
ABP e da própria inibina. 
É de grande importância o conhecimento deste mecanismo para um bom 
diagnóstico de alterações reprodutivas que possam vir a afetar o macho prejudicando sua 
função reprodutiva e qualidade espermática. 
Segue abaixo o esquema do eixo hipotálamo-hipófise-gônadas. 
 
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NEUROENCDOCRINE AND ANATOMY AND FUNCTION. Proposed positive (+) 
and (-) feedback control of hormone production and release in the stallion. VNO, 
Vomeronasal organ: GnRH, gonadotropin-releasing hormone: LH, luteinizing hormone; 
PRL prolactin; FSH, follicle-stimulating hormone; T, testosterone; E, estrogens; I, 
inhibin; A, activin. Potencial external influences on hypothalamic secretion are also cited. 
(Adaptado de Pickett, B.W., Amann, R.P., McKinnon, A.O., et al: Management of the 
stallion for maximum reproductive efficiency. II. Animal Reproduction Laboratory 
General Series Bulletin nº 05, Fort Collins, CO: Colorado State University,1989,p1) 
(Equine Breeding Management and Artificial Insemination, Juan C. Samper, second 
edition). 
 
 
 
 
 
 
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3. PATOLOGIAS DO SISTEMA REPRODUTIVO DO 
GARANHÃO 
 
3.1 PÊNIS E PREPÚCIO 
 
Fimose 
 
Incapacidade de expor o pênis, podendo ser congênito ou adquirido, por traumas ou 
infecções. Tratamento: cirúrgico. 
 
Parafimose 
 
Dificuldade de retração do pênis, principalmente devido a lesões de medula, lesões 
do músculo retrator do pênis, estenose. Tratamento: limpeza de lesões no pênis, compressas 
de água fria, aumento do diâmetro do óstio prepucial. 
 
Balanopostite 
 
Inflamação do pênis (balanite) e prepúcio (postite), frequentemente ocorre 
simultaneamente balanopostite. Agentes causadores: P. aeroginosa, Klebsiella 
pneumoniae, Streptococcus spp, Staphilococcus spp., B. abortus, Mycoplasma, 
Ureaplasma, Chlamydia, Protozoa , Vírus, , Sendo mais comum em garanhões as lesões 
parasitárias causadas por Habronema, miíases ou traumatismos. Tratamento: Retirada da 
causa, tratamento antibacteriano (infecções secundárias) com antibióticos sistêmicos de 
eliminação pela urina, ivermectina (infecções parasitárias), organofosforado 
(habronemose). 
 
Hematoma peniano 
 
Geralmente devido a ruptura da túnica albugínea, por traumas no momento da 
cópula, frequentemente o hematoma ocorre no dorso do pênis, a identificação da patologia 
é dada pela inspeção e palpação. Tratamento: o tempo de recuperação esta diretamente 
envolvido com a evolução do quadro, hidroterapia (ducha 3 x ao dia), punção se necessário, 
colocar suspensório, antiinflamatórios não esteroidais, antibioticoterapia 
 
Edema prepucial 
 
Traumatismos, picada de insetos ou ofídios. Tratamento: baseado nos agentes 
causadores. 
 
Laceração prepucial 
 
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Lesões traumáticas no prepúcio, dependendoda extensão e tempo de evolução, 
deve ser realizada a sutura com plastia local para evitar alterações no óstio prepucial, se o 
tempo de evolução for maior que 24 horas ferida já contaminada tratamento tópico 
(limpeza, agentes desinfetantes, ducha e repelentes), cicatrização por segunda intenção. 
 
3.2 TESTÍCULOS 
 
Degeneração testicular 
 
Condição adquirida decorrente de fatores que afetam a homeostase testicular. 
Muitos deles envolvendo alterações da termorregulação testicular como picos febris, o 
processo de degeneração são classificados em graus I, II e III, quanto maior o grau maior a 
severidade da patologia. Podem também ser de origem medicamentosa (Anabolizantes e 
corticoesteróides). O prognóstico é bom a não ser nos casos onde já houve perda de massa 
testicular e formação de tecido conjuntivo. Tratamento: retirada da causa e tempo mínimo 
de 60 dias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Hipoplasia e aplasia testicular 
 
 A aplasia testicular é a ausência de um ou dos dois testículos é de rara incidência. 
Já a hipoplasia (diminuição do tamanho testicular) uni ou bilateral é mais comumente 
encontrada. Ambas as patologias são de origem genética, causadas por um gene recessivo 
de penetrância incompleta. Tratamento: como é patologia de origem genética deve-se 
afastar o animal da reprodução. 
Para se diferenciar um quadro de hipoplasia testicular de uma degeneração 
necessita-se de uma anamnese bem detalhada. Nos casos de degeneração os testículos 
tinham tamanho normal, nas hipoplasias sempre foram pequenos e as alterações do 
ejaculado não se alteram como no caso da Degeneração Testicular. 
 
Orquite 
 
Frequentemente causada por uma infecção ou traumatismo e associada a 
epididimite. 
Aguda: aparecimento súbito, presença de aumento de temperatura local, dor, 
aumento de volume, perda da função, animal se locomove pouco. Causas infecciosas mais 
comuns nos equinos são: P. aeroginosa, Klebsiella pneumoniae, Streptococcus spp, 
Staphilococcus spp., B. abortus, E. coli, Mycoplasma , Ureaplasma , Chlamydia, 
Protozoa, Vírus. Tratamento: Ducha, antiinflamatório sistêmico (Sulfa +Trimetropin, 
Enrofloxacina). 
Crônica: aumento de volume, alteração da consistência e perda da sensibilidade 
dolorosa acentuada. 
 
Neoplasias testiculares 
 
Os tumores testiculares são raros, os mais comumente diagnosticados em 
garanhões são os seminomas (de células germinativas), sendo encontrados também os 
tumores das células intersticiais (células de Leydig) e os tumores das células de Sertoli. 
Diagnóstico: Acomete idosos, superfície dura e irregular, lesões circulares a 
Ultrassonografia. Tratamento: retirada cirúrgica do testículo afetado. 
 
Hérnia inguino-escrotal 
 
Presença de conteúdo abdominal na bolsa escrotal, pode haver presença de alças 
sem prejuízo do trânsito intestinal, entretanto pode ocorrer o encarceramento das alças com 
parada do trânsito intestinal. Testículo aumentado e frio, dor aguda e intensa. Tratamento: 
cirúrgico com retirada do testículo do lado acometido e fechamento do anel. 
 
Rotação testicular 
 
O testículo afetado mantém seu posicionamento horizontal em relação ao eixo 
crânio-caudal do animal, porém com giro de 180o observado pela alteração de localização 
da cauda do epidídimo em relação à parede abdominal. Tratamento: depende do grau de 
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rotação, podendo dispensar intervenção desde que não haja interferência na qualidade 
seminal do garanhão ou exigir o reposicionamento do testículo com utilização de sedação 
ou até procedimento cirúrgico. 
 
Torção Testicular 
 
No testículo afetado, observa-se um giro no eixo longitudinal de modo que nos 
casos de torção de 90° a cauda do epidídimo estará em posição lateral ou medial e nos 
casos de torção de 180° a cauda do epidídimo estará em posição cranial. Dependendo do 
grau de torção pode haver comprometimento circulatório e, nesses casos, o tratamento é 
cirúrgico com a retirada do testículo afetado. 
 
3.3. EPIDÍDIMO, GLÂNDULAS ANEXAS E CONDUTOS 
ESPERMÁTICOS 
 
EPIDÍDIMO: 
 
a) Defeitos congênitos: 
• Aplasia Segmentar: todo ou parte do epidídimo, vasos deferentes ou vesículas seminais 
podem estar ausentes. 
• Hipoplasia : geralmente acompanha a hipoplasia testicular. 
 
b) Granuloma Espermático: obstruções congênitas dos ductos e se encontram na 
cabeça do epidídimo. Os granulomas podem alcançar tamanho suficiente para obstruir 
outros tubos eferentes. 
 
c) Espermatocele: Dilatação cística do conduto do epidídimo, com acúmulo de 
espermatozóides. Oclusão congênita ou adquirida. As espermatoceles progridem para 
granulomas. O esperma condensado na espermatocele ou no granuloma tem uma cor 
amarela e de consistência caseosa como pus na infecção por Corinebacterium spp. 
 
d) Epididimite: Esta afecção às vezes coexiste com a orquite. A fibrose inflamatória 
produz na fase crônica, o endurecimento e aumento de volume do epidídimo, sobretudo do 
corpo. Pode haver aderência entre as capas parietal e visceral da túnica vaginal com 
obliteração parcial ou total. Epididimites: mais frequente na cauda. 
Infecções do epidídimo pelos agentes=> Strep Beta Hemolítico, P. aeroginosa, Klebsiella 
pneumoniae, Streptococcus spp, Staphilococcus spp., B. abortus, Mycoplasm , Ureaplasma 
, Chlamydia, Protozoa , Vírus. 
Sintomas: podem ser agudos ou crônicos como dor, temperatura elevada, sensibilidade, 
tumefação da cauda do epidídimo. Nódulos no conduto deferente, facilmente perceptíveis à 
palpação=>obliteração=>azoospermia. 
Quando os dois condutos estiverem afetados. 
Geralmente a infecção atinge=>testículos e as vesículas seminais. Diminui a libido pelo 
componente dor, podendo haver piospermia. 
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Diagnóstico: exame bacteriológico, Ultrassonografia alterações a palpação. 
Prognóstico: grave por agentes específicos , reservado devido obliteração dos condutos e 
aspermia. 
Tratamento: Específicos: sulfa+ trimetropin , Cloranfenicol . 
 
CONDUTOS ESPERMÁTICOS: 
 
a) Espermiostasia: Azoospermia de origem excretora, devido obliteração total ou 
parcial das vias espermáticas, cuja etiologia pode ser: traumática, infecciosa e hereditária. 
Lesões: cabeça epidídimo bastante espessa e saliente, o corpo é duro e com superfície 
irregular, cauda distendida e saliente na base do testículo. Ao corte estas estruturas 
apresentam material caseoso, seco, branco, aglomerado celular denso: numerosos 
espermatozóides alterados e ou anormais, restos células epiteliais e grandes células 
macrófagas. 
Patogenia: Com o estreitamento das vias, congênito ou adquirido, o sêmen não pode ser 
expulso e se acumula nos segmentos do epidídimo e depois nos tubos seminíferos inclusive 
provocando alteração na espermatogênese. Geralmente ocorre espermofagia . 
Sintomas: fertilidade baixa em 1 ou 2 anos , instalando-se a seguir a esterilidade. A libido é 
mantida, a ejaculação é mínima e constituída por secreções vesico-uretrais 
Prognóstico: negativo. Os de origem hereditária devem ser descartados. Unilaterais de 
outras origens devem sofrer castração do testículo afetado. 
 
b) Fístula Uretral: Traumas na porção do pênis=>hemospermia grave. 
Diagnóstico: Exame de sêmen e Endoscopia. 
Tratamento: Cauterização, Cirurgia e Tratamento com antibióticos e sulfas. 
 
GLÂNDULAS ANEXAS: 
 
a) Vesiculite: Inflamação aguda e crônica. 
Causa de perda econômica prematura em touros: redução da qualidade do sêmen e da 
motilidade pós-descongelação. 
Idade pode ser fator predisponente . 
Causa: Bactérias, Vírus, Chlamydia, Fungos e Protozoários, Staphilococcus spp., 
Streptococcus spp., Escherichia coli, Leptospira interrogans , Proteus mirabilis , Clamydia 
psittaci, Candida guilliermondii, Pseudomonas aeroginosa, Klebsiella pneumoniae, 
Ureaplasma. 
Em geral não apresenta dor (micção, defecação e ejaculação). Sêmen: piospermia, sem 
alteraçãoda motilidade imediata, havendo diminuição da viabilidade após algum tempo. 
Palpação: difícil diagnóstico de vesiculite, abscedação: rara, Ultrassom: difícil diagnóstico 
pelas características da vesícula seminal => antes da cobertura repleta (anecóica), após 
ejaculação => vazia. 
Tratamento clínico: antibioticoterapia sistêmica após antibiograma, muitos antibióticos não 
conseguem penetrar na luz da glândula em concentração terapêutica. Antibióticos precisam 
ter alta solubilidade em lipídeos, baixo peso molecular, afinidade por proteínas plasmáticas, 
pKa alto, pH alto (Sulfa +Trimetropin, Enrofloxacina, Cloranfenicol). 
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Endoscopia: lavagem (5x) da glândula com solução salina e antibióticos (ticarcilina sódica 
ou ampicilina sódica). 
Remoção Cirúrgica: não é usada rotineiramente, podendo apresentar complicações pós-
operatórias como: hemorragias, infecções e lesões nos nervos pélvicos (ligados à ejaculação). 
 
 
 
4. EXAME ANDROLÓGICO 
 
4.1 INTRODUÇÃO 
 
O exame andrológico reflete as atuais condições reprodutivas de um macho. O 
potencial reprodutivo do animal deve ser verificado sempre antes do inicio da estação de 
monta, para diagnóstico de sub ou infertilidade, na ocorrência da puberdade, para realizar a 
criopreservação de sêmen, antes de comercializações, etc. 
A avaliação andrológica consiste na observação das condições semiológicas, bem 
como as condições de sanidade, alterações genéticas, saúde geral, deficiências na cópula 
por alterações locomotoras ou alterações do sistema genital (impotência coeundi) e 
problemas espermáticos (impotência generandi). 
O laudo de um exame andrológico nunca é definitivo (para o resto da vida 
reprodutiva). Deve-se levar em consideração que o animal logo após o exame pode vir a 
sofrer de alguma patologia que leve a depreciações de sua qualidade espermática, por isso o 
laudo não deve ser emitido com uma validade superior a 60 dias (tempo de duração da 
espermatogênese e do trânsito epididimário). 
 
 
4.2. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
A) Ficha para anotações + caneta 
B) Paquímetro 
C) Luva de palpação 
D) Vagina artificial 
E) Copo coletor 
F) Microscópio 
G) Mesa aquecedora (37°C) 
H) Lâminas e lamínulas 
I) Câmara de Neubauer 
J) Vidraria (proveta de 100 mL, tubo de ensaio, Becker) 
K) Pipeta de Sahli ou micropipeta de 20 µl ou palheta de 0,5 mL 
L) Corantes para patologia espermática 
 
 
 
 
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4.3. SEQUÊNCIA DO EXAME 
 
A) Identificação do animal: 
• Nome, registro, idade, raça 
 
B) Identificação do proprietário: 
• Nome, endereço, telefone, nome da propriedade 
 
C) Exame do animal: 
 
• Anamnese (animal estabulado ou a campo, quanto tempo se cobrir, doenças 
anteriores, medicamentos aplicados, informações sobre a fertilidade) 
• Exame clínico geral (verificação dos parâmetros respiratório, cardíaco, digestivo, 
aprumos, sensibilidade na coluna e membros) 
• Exame clínico específico do aparelho reprodutivo (padrões normais) 
 
Prepúcio – sem nenhuma alteração, edema, lesões etc. 
 
Pênis – sem nenhuma alteração, escaras, edema, hematoma, forma. 
 
Glândulas anexas – Palpação retal e avaliação ultrassonográfica (somente deverá ser 
realizada a palpação retal se ficar constatado quadro de piospermia ou hemospermia e 
esta deve ser realizada com o animal devidamente sedado e contido). 
 
Testículos e Bolsa escrotal – Observa-se bem o escroto, se não há feridas, bernes, edema, 
varicocele (dilatações vasculares), então se palpa os testículos que no equino têm a 
forma ovóide e posicionamento horizontal em relação ao animal. Devem ter mobilidade 
dentro da bolsa, ausência de dor a palpação, simetria, consistência fibroelástica. Devem 
ser feitas mensurações individuais de cada testículo, que demonstram com maior 
exatidão a verdadeira massa testicular, devendo ser realizadas com o auxílio de um 
paquímetro. Comprimento normal varia entre 5 e 12cm (do pólo proximal até o pólo 
distal do testículo), largura normal varia entre 4 e 8 cm (medida latero-madial, na 
porção média do testículo), altura normal varia entre 4 e 8 cm (medida infero-superior, 
na porção média do testículo). 
 
 Epidídimos – Devem ser palpados verificando sua presença, sensibilidade, forma e 
localização (cabeça acoplada ao polo cranial, corpo localizado na face medial dos 
testículos e cauda geralmente bem definida na região caudal dos testículos, apresentado 
consistência fibro-eslástica de tamanho variando de 1x1 à 3x3, conforme idade do 
animal e frequência de ejaculados). 
 
 
 
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5. ULTRASSONOGRAFIA APLICADA AO EXAME 
ANDROLÓGICO EM GARANHÕES 
 
5.1 INTRODUÇÃO 
A ultrassonografia é um método diagnóstico não invasivo que fornece importantes 
informações sobre a arquitetura interna de órgãos. Embora o exame ultrassonográfico do 
trato reprodutivo de éguas seja utilizado há mais de 30 anos, este exame não é 
rotineiramente utilizado na avaliação dos órgãos genitais de garanhões durante o exame 
andrológico, sendo somente requerido quando há suspeita de algum processo patológico 
específico. 
A ultrassonografia do trato reprodutivo de garanhões é uma excelente ferramenta no 
diagnóstico de inúmeras condições patológicas como granuloma espermático, epididimites, 
criptorquidismo, varicocele, estruturas císticas do epidídimo, aumento da espessura da 
túnica vaginal e neoplasias testiculares. Além disso, este exame permite aferições exatas de 
medidas tais como altura, largura e comprimento, bem como área transversal e 
circunferência na parte mais larga de cada testículo, medidas estas utilizadas para estimar 
volume testicular e produção diária de espermatozóides. 
 
5.2 ANATOMIA ULTRASSONOGRÁFICA DO ESCROTO, 
TESTÍCULO, EPIDÍDIMO E FUNÍCULO ESPERMÁTICO 
 
Um garanhão normal possui dois testículos localizados na região inguinal, cada um 
com formato elipsóide, orientados longitudinalmente no eixo horizontal com um cordão 
espermático localizado crânio-dorsal (LOVE, 1992; TURNER, 1998). O funículo 
espermático é recoberto pela túnica albugínea e contém a artéria testicular, plexo 
pampiniforme e ducto deferente (Figura 1). 
A artéria testicular forma ramificações sobre a superfície do testículo, que se 
estendem para o parênquima testicular e retornam no plexo pampiniforme do funículo 
espermático para o abdômen (TURNER, 1998). A região cranial do testículo é 
ligeiramente mais elevada do que a porção caudal (LOVE, 1992). 
O sangue é drenado do testículo pela veia central, podendo este vaso, muitas vezes, 
ser visualizado no corte transversal (Figura 2), especialmente em testículos maiores 
(LOVE, 1992). A veia central atravessa a túnica albugínea, ramificando-se para a formação 
do plexo pampiniforme. 
 
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Figura 1- Representação esquemática da orientação do testículo, epidídimo, funículo espermático e estruturas 
ultrasonográficas importantes. 
 
A avaliação ultrassonográfica de estase venosa dentro dos vasos do funículo 
espermático, pode ter significado clínico na avaliação do suprimento sanguíneo testicular 
(LOVE, 1992). Distensão anormal das veias do plexo pampiniforme é rara em garanhões, 
sendo esta condição denominada varicocele (CHENIER, 2009). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Veia central 
Ducto 
Deferente 
Artéria 
Testicular 
Túnica 
Albugínea 
Cauda do 
Epidídimo 
Funículo 
Espermático 
Cabeça do 
Epidídimo 
Corpo do 
epidídimo 
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Figura 2 – O esquema à esquerda demonstra como o transdutor linear (5 MHz de frequência) foi colocado no testículo 
para avaliação da veia central. Na imagem ultrassonográfica (direita) de um testículo normal (corte transversal), a veia 
central aparece como uma estrutura anecóica com formato circular (seta). 
 
O epidídimo é um órgão alongado, enovelado, localizado na superfíciedo testículo 
(SULLIVAN et al., 2005). Ele pode ser dividido anatomicamente em três segmentos: 
cabeça, intimamente ligada à região crânio-dorsal do testículo; corpo, que se encontra 
horizontalmente disposto na superfície dorso-lateral do testículo; cauda, responsável pelo 
armazenamento dos espermatozóides, formado por um ducto epididimário com a forma 
cilíndrica que se estende na região caudal do testículo (LOVE, 1992) que com auxílio do 
ligamento espesso (ligamento da cauda do epidídimo), mantêm-se firmemente fixado ao 
testículo. O ducto deferente é uma continuação do ducto da cauda do epidídimo (TURNER, 
1998). 
A túnica albugínea é uma forte cápsula fibrosa que está intimamente associada com 
a superfície do testículo, produzindo delicada compressão do parênquima testicular. Os 
septos que se estendem no parênquima, a partir do interior da cápsula, não juntam para 
formar um mediastino visivelmente distinto (DYCE et al., 2005). Por isso, no garanhão não 
é possível a distinção do mediastino testicular presente em outras espécies, como em 
humanos, bovinos, suínos e caninos (CARTEE et al., 1986). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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A túnica vaginal visceral está intimamente justaposta à túnica albugínea em torno 
do testículo, epidídimo e funículo espermático. A próxima camada externa é a túnica 
vaginal parietal que é a continuação do peritônio parietal. Entre as duas camadas vaginais 
existe uma pequena quantidade de líquido peritoneal (TURNER, 1998). 
 
5.3 EXAME ULTRASSONOGRÁFICO DO ESCROTO, TESTÍCULO, 
EPIDÍDIMO E FUNÍCULO ESPERMÁTICO 
 
O exame ultrassonográfico desta região normalmente é realizado com o animal em 
estação e devidamente contido, tendo em vista que o examinador deverá colocar-se em uma 
posição potencialmente perigosa em frente aos membros pélvicos do garanhão. A maioria 
dos garanhões são mais facilmente manipulados após a colheita de sêmen, pois eles estão 
mais relaxados e toleram melhor a manipulação (LOVE, 1992; TURNER, 1998; 
CHENIER, 2009). 
O transdutor linear ou setorial de 5.0 ou 7.5MHz irá fornecer imagens de boa 
qualidade para avaliação dos órgãos genitais externos (TURNER, 1998; CHENIER, 2009). 
A utilização de transdutor convexo ou linear fornece imagem de melhor qualidade para 
avaliação do epidídimo (CHENIER, 2009). A aplicação de gel no local ou a utilização de 
um distanciador (standoff pad), melhoram a qualidade da imagem por aumentarem o 
contato com a pele (LOVE, 1992). 
Para realização do exame dos testículos o examinador deve posicionar-se 
lateralmente ao animal em estação, empurrando o testículo contralateral dorsalmente, 
facilitando assim, a apreensão do funículo espermático do testículo a ser examinado (Figura 
4). 
Após manter o testículo na posição ventral do escroto a probe é colocada na posição 
vertical, iniciando o escaneamento da região cranial para região caudal (LOVE, 1992). 
 
18
 
Figura 5 – Exame ultrassonográfico dos testículos e epidídimos. 
 
 
O funículo espermático é mais facilmente visualizado pela colocação da probe na 
posição horizontal, bem próximo ao testículo (Figura 6). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19
 
Figura 6 – Exame ultrassonográfico do funículo espermático. 
 
O plexo pampiniforme apresenta-se como uma imagem manchada heterogênea, e a 
artéria testicular é identificada em cortes (CHENIER, 2009) com aspecto de queijo suíço 
(LOVE, 1992; Figura 7). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20
Figura 7 – O esquema à esquerda demonstra como o transdutor linear (5 MHz de frequência) foi colocado para avaliação 
do funículo espermático. Na imagem ultrassonográfica (direita) a artéria testicular é identificada como estruturas 
anecóicas em cortes (seta branca), e o plexo pampiniforme como uma estrutura heterogênea envolvendo a artéria (seta 
preta). 
 
Em um posicionamento transversal é possível distinguir vasos sanguíneos do 
funículo espermático e a cabeça do epidídimo. A veia central pode ser vista em alguns 
casos e não deve ser considerada patológica. À medida que a probe é deslocada 
caudalmente os vasos do funículo espermático são perdidos de vista, e a veia central torna-
se mais reduzida em diâmetro (LOVE, 1992; Figura 8). 
 
 
Figura 8 – O esquema à esquerda demonstra como o transdutor linear (5 MHz de frequência) foi colocado no testículo 
para avaliação da veia central. Na imagem ultrassonográfica (corte longitudinal), a veia central aparece como uma 
estrutura anecóica (setas), que diminui em diâmetro à medida que segue para a região caudal. 
 
O corpo do epidídimo pode ser mais identificado na superfície dorso-lateral do testículo, 
sendo, melhor observado quando, colocado em contraste com os vasos do funículo espermático, e 
torna-se menos perceptível quando a probe é deslocada caudalmente (LOVE, 1992; Figura 9). Duas 
manchas brancas (reflexo especular) são observadas na região dorsal e ventral da superfície do 
corpo do epidídimo (LOVE, 1992). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21
 
Figura 9 – O esquema à esquerda demonstra que o transdutor linear (5 MHz de frequência) foi colocado na superfície 
dorso-lateral do testículo para avaliação do corpo do epidídimo. Na imagem ultrassonográfica o corpo do epidídimo 
(setas) apresenta-se hipoecóico em relação ao parênquima testicular normal. 
 
A cauda do epidídimo é identificada quando a probe é colocada na posição caudal 
ao testículo com os feixes voltados na direção cranial (Figura 10). O lúmen do ducto 
epididimário pode ser visualizado na cauda do epidídimo, devido ao seu maior tamanho 
nesse local. A textura do epidídimo varia de anecóica para hipoecóica com relação ao 
parênquima testicular (TURNER, 1998). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
22
 
23
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
24
 
Figura 10 – O esquema demonstra como o transdutor linear (5 MHz de frequência na imagem à esquerda e 7,5 MHz de 
frequência na imagem à direita) foi colocado para avaliação da cauda do epidídimo. Na imagem ultrassonográfica, 
observa-se a cauda do epidídimo (setas) hipoecóica em relação ao parênquima testicular. A presença de líquido na 
cavidade vaginal facilita o exame. 
 
Em certas posições é possível visualizar ramos da artéria testicular (Figura 11), 
sendo esses vasos maiores e mais proeminentes próximo à cauda do epidídimo. O 
parênquima testicular normal possui textura homogênea (LOVE, 1992). 
25
 
Figura 11 – O esquema à esquerda demonstra como o transdutor linear (5 MHz de frequência) foi colocado no testículo, 
possibilitando a vizualização dos ramos da artéria testicular (setas). 
 
 
7. ENDOSCOPIA APLICADA AO EXAME ANDROLÓGICO 
EM GARANHÕES 
 
Classicamente a avaliação reprodutiva de garanhões tem sido realizada com a associação de 
exames do sistema reprodutivo em conjunto à avaliação do sêmen. Ao longo de vinte anos um 
grande número de métodos diagnósticos se tornaram disponíveis para facilitar essa avaliação. Esses 
métodos permitem uma análise mais crítica da capacidade reprodutiva desses animais, como a 
endoscopia que permite uma avaliação mais detalhada do trato genital interno. 
O exame endoscópico do trato genital interno de garanhões revela anormalidades murais e 
luminais indetectáveis por outros meios. É um importante procedimento para diagnóstico e 
tratamento de algumas afecções do trato reprodutivo interno de garanhões, e é indicado na 
investigação de certas perturbações na qualidade seminal, particularmente: hemospermia 
piospermia. 
Para a realização do examecompleto do trato urogenital de garanhões, incluindo a 
visualização da uretra peniana, uretra pélvica, glândula vesicular e bexiga urinária, é indicada a 
utilização de videoendoscópio flexível de no mínimo 100 cm de comprimento e com um diâmetro 
não maior do que 10 mm. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
26
O exame é realizado com o cavalo em estação, devidamente contido e sedado. Antes do 
procedimento o pênis deve ser higienizado com água corrente ou solução fisiológica, para 
minimizar a contaminação do trato urinário, e a utilização de luvas estéreis é recomendada aos que 
manuseiam o equipamento. São necessárias no mínimo três pessoas para a realização do exame: a 
primeira deve segurar a cabeça do cavalo e prezar pela segurança das demais; a segunda é 
responsável por segurar o pênis, inserir o endoscópio na uretra e progredir caso necessário; e a 
terceira a responsável por manipular o aparelho, injetar ar e outras substâncias quando pertinente. 
A progressão do endoscópio no interior da uretra deve ser cuidadosa, de forma lenta e 
suave, para permitir um exame minucioso, e minimizar traumas que possam alterar a aparência da 
mucosa. O pênis pode ser manuseado com auxílio de uma compressa e tração constante deve ser 
aplicada. Após a introdução do endoscópio a distensão da uretra com ar é necessária para uma 
melhor visualização do lúmen e estruturas adjacentes e uma breve inspeção de toda uretra deve ser 
realizada, antes que apareçam áreas de hiperemia causadas pela presença do aparelho, que possam 
ser confundidas com processos inflamatórios pré-existentes. 
A mucosa uretral possui coloração rósea pálida, e contém numerosas dobras longitudinais. 
Sua aparência e a técnica de avaliação são semelhantes as do esôfago. A vascularização do tecido 
submucoso torna-se mais evidente conforme o endoscópio progride em direção à bexiga. Quando o 
aparelho alcança o arco isquiático, o operador consegue perceber o trajeto curvilíneo que o 
equipamento realiza e a imagem endoscópica torna-se invertida. Ocorre um alargamento da uretra e 
as aberturas dos múltiplos ductos das glândulas bulbouretrais podem ser visualizadas em duas 
fileiras ao longo do teto da uretra pélvica, que na imagem endoscópica, situa-se ventralmente. 
Imediatamente após estas aberturas encontra-se uma elevação da mucosa, que consiste no colículo 
seminal. Este é o local onde terminam os ductos deferentes e se abrem as glândulas vesiculares. 
Quatro aberturas podem estar presentes, quando os ductos das glândulas vesiculares e dos ductos 
deferentes se abrem de maneira independente. Duas aberturas são vistas quando ocorre união prévia 
de um ducto deferente e um ducto da vesícula seminal correspondente, formando um ducto comum, 
denominado ducto ejaculatório (Figura 1 A, B e C). 
As aberturas das glândulas vesiculares podem ser canuladas neste local com um cateter de 
polietileno de pequeno diâmetro, permitindo a coleta de amostra do conteúdo dessas glândulas, bem 
como a instilação de medicamentos no interior das mesmas . 
 
27
 
 
FIGURA 1. A) Ilustração das quatro glândulas sexuais acessórias presentes no garanhão. B) 
Esquema das aberturas das glândulas sexuais acessórias na uretra pélvica visualizadas por 
endoscopia. Em azul as aberturas dos ductos das glândulas bulbouretrais, em verde as aberturas dos 
ductos da próstata, em vermelho e amarelo o colículo seminal, local onde se abrem os ductos 
ejaculatórios (formado pela união dos ductos das vesículas seminais às ampolas dos ductos 
deferentes). C) Esquema de um corte transversal do colículo seminal. Em vermelho os ductos das 
vesículas seminais, em amarelo os ductos das ampolas dos ductos deferentes e em azul o resquício 
do útero masculino. 
 
A endoscopia é o exame de eleição para estabelecimento do diagnóstico definitivo de 
vesiculite seminal, uma vez que permite a visualização do lúmen da glândula e a coleta de amostras 
para cultura bacteriana e antibiograma. Além disso, a endoscopia também é uma ferramenta útil no 
diagnóstico da causa de hemospermia gerada por defeitos uretrais, como fissuras, ulcerações, 
constrições, e varicosites, bem como uretrite, que são diagnósticos diferenciais de vesiculite 
seminal. Essas lesões comumente localizam-se na região do arco isquiático ou imediatamente antes 
dela. Geralmente os defeitos uretrais possuem comunicação com o estrato cavernoso ou esponjoso e 
podem ser melhor observados após estímulo sexual, uma vez que há o preenchimento desses tecidos 
por sangue. 
Dentre as quatro glândulas sexuais acessórias, apenas a vesícula seminal possui acesso 
endoscópico (Figura 2 A e B), devido ao seu ducto complacente e amplitude do lúmen. A lavagem 
do lúmen vesical seguido de infusão de antibiótico específico é uma opção de tratamento de 
vesiculite seminal no garanhão (Figura 2 C e D). 
 
Vesículas 
Seminais 
Bulbouretrais 
Próstata 
Ampolas 
A B C 
28
 
 
 
FIGURA 2. A) Imagem endoscópica do momento em que a abertura de um dos ductos ejaculatórios 
é cateterizada para posterior introdução do endoscópio na vesícula seminal. B) Aspecto de uma 
vesícula seminal normal. C e D) Aspecto de duas vesículas seminais apresentando conteúdo 
purulento decorrente de vesiculite seminal. 
 
 
7. COLHEITA DO SÊMEN 
 
A colheita do sêmen é efetuada por auxílio de vagina artificial, onde o animal deve 
ter um condicionamento prévio para que este monte em uma égua em cio ou em manequim. 
 
• Colheita com vagina artificial: a vagina artificial modelo Botucatu é composta de um 
tubo rígido, uma mucosa de látex, um copo coletor protegido de luz e alterações de 
temperatura. (Anexo1). A vagina deve preenchida com água quente, para permanecer 
com temperatura de 42-45°C para colheita. O animal condicionado saltando sobre o 
manequim, deve ter o pênis desviado e introduzido na vagina artificial. A constatação 
da ejaculação pode ser verificada com as seguintes características: 
• Movimento da cauda para cima e para baixo, contração dos músculos perianais, 
sapatear e fluxo pulsátil uretral da ejaculação. 
 
 
 
29
7.1. ANÁLISE DO SÊMEN 
 
7.1.1 EXAMES IMEDIATOS 
 
Logo após a colheita o sêmen deve ser analisado segundo suas características 
macro e microscópicas. 
 
• Volume = Podendo variar de 20 á 100ml 
• Cor = desde branco acizentado até um branco leitoso. 
• Densidade = Varia do tipo aquoso até leitoso e está diretamente relacionado 
com a concentração espermática 
• Odor = “Sui-generis” 
• Motilidade espermática = Se faz uma pequena gota de sêmen entre lâmina e 
lamínula aquecidas a 37°C e realiza-se a visualização em microscópio com 
aumento de 200 vezes. A motilidade espermática é analisada segundo uma 
escala de porcentagem variando de 0 a 100% (Motilidade Total=MT, 
porcentagem de células móveis). Caso a amostra esteja muito concentrada 
deve-se realizar uma diluição em meio diluidor (por ex. Botu-sêmen), esta 
diluição pode ser 1:1 ( Motilidade ideal ≥ 70%) 
• Vigor espermático = Concomitantemente com a motilidade espermática se 
avalia o vigor espermático na escala de 0 a 5 (velocidade com que o 
espermatozoide se desloca, quanto maior a velocidade maior o valor). 
(Vigor ideal ≥ 3) 
 
 
7.1.2. EXAMES MEDIATOS 
 
São realizados no momento da colheita, entretanto podem ser analisados 
posteriormente. 
 
• Concentração espermática = Retira-se do volume ejaculado uma 
alíquota de 20µl utilizando-se uma pipeta de Sahli ou micropipeta e coloca-se 
em um tubo de ensaio contendo 1ml de água destilada aquecida ou 1 gota de 
sêmen em 19 gotas de água destilada. Após boa homogeneização, monta-se 
uma Câmara de Neubauer (ver esquemas), preenchendo seus 2 retículos, 
conta-se todos os espermatozoides presentes em 5 quadrados de cada retículo 
(vide exemplo), sendo que a variação entre cadauma dos lados da câmara 
(retículos) não pode ser mais que 10% (se for maior repete-se a operação). 
Após a operação calcula-se a média aritmética, o valor encontrado é 
representado pela letra (n). 
 
 
30
7.1.3 CÃMARA DE NEUBAUER 
 
 
31
A concentração espermática média para um garanhão adulto colhido na vagina 
artificial é de 0,1-0,2x109 espermatozóides por ml. (100 a 200 milhões/ml) 
 
Ex:. De um dos lados da Câmara de Neubauer = Retículo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Neste exemplo temos 12 espermatozóides azuis que deverão ser contados para 
efeito de cálculo, os mesmos localizam-se nos quadrados cinzas e sobre as linhas, relativos 
aos cinco quadrados representados, levando-se em consideração o posicionamento da 
cabeça. Espermatozóides que apresentam apenas a cauda dentro do quadrado não são 
contados. 
Após a contagem das células espermáticas (n),utilizamos a seguinte fórmula para 
cálculo da concentração espermática. 
 
 Concentração espermática = espermatozóides/mm3
 
 
 
 
 
n = Número médio de células contadas nos dois lados da Câmara de Neubauer 
 
 = Altura entre a lamínula e a Câmara de Neubauer em mm 
 
 * 5 = Média ( ) de 5 quadrados de 1º retículo + 5 quadrados do 2º retículo 
 
5 x = 5 quadrados contados x a área do quadrado mm2 
 
 = Diluição realizada (1 gota de sêmen em 19 gotas de água dest. ou 10µL de 
sêmen em 190µL de água dest.) 
 
O resultado encontrado é referente a concentração de espermatozóides no 
ejaculado por mm3, para converter esse dado para mL, basta multiplicá-lo por 103 (1000). 
1 
10 
1 
 20 
1 
25 
1 
25 
 Contáveis 
 Não contáveis 
= 
Esquema da contagem dos sptz : 
diagonal (quadrados pretos) ou 
cantos + centro (círculos azuis). 
1 
10 25 
x 
5* 
*
x 
1 
 20 
n 
 x 
32
 
Ex:. Foram contadas 100 células de um lado câmara=retículo (em cinco 
quadrados) e 104 células do outro lado (variação entre os lados menor que 10%), tira-
se a média aritmética, o n = 102 (espermatozóides), colocando-se na fórmula, 
adotando a diluição de 1/20, temos: 
 
 
Concentração espermática = , resolvendo a equação 
 
 
 
 
 
Concentração espermática = 102 x 103 espermatozóides por mm3, convertendo 
para ml (x103), a concentração espermática desse touro foi de 102 x 106 espermatozóides 
por ml. 
“Dica” Sempre que a diluição efetuada for de 1/20, basta multiplicar o n (número 
médio contado nos retículos) por milhão (106 )e tem-se direto a concentração por ml. No 
exemplo passado n = (102) multiplicado por 106, tem-se 102 x 106 espermatozóides por 
ml. (102 milhões/ml) 
 
 
 
• Preparo de material para análise de Patologia espermática = 
Coloca-se uma gota de sêmen em uma lâmina e realiza-se um esfregaço, fixa-
se o esfregaço em metanol e cora-se a lâmina com corantes Ex:. Karras 
modificado por Papa et al. (1998) (2 minutos no Rosa Bengala, lava-se a 
lâmina em água corrente fraca, então põe-se 1 min no Tanino, lava-se 
novamente e 30 segundos no Azul Vitória, lava-se a lâmina, deixa secar, 
observa-se em microscopia de luz (óptica) aumento de 1000x). Conta-se 200 
células, percorrendo a lâmina de forma homogênea como mostra o esquema 
abaixo e classificando os espermatozóides conforme suas patologias, obtendo 
no final as porcentagens de espermatozóides normais e de cada patologia. 
 
 Esquema de como se deve percorrer a lâmina para leitura de patologia 
espermática. 
 
 
 
 
 
 
 
7.2 PADRÕES DE PATOLOGIA ESPERMÁTICA 
 
As patologias espermáticas são divididas em Defeitos Maiores, relacionados com a 
infertilidade e Defeitos Menores não interferem diretamente sobre a fertilidade. 
 
1 
10 
x 
5 
25 
x 
1 
20 
102 
33
• DEFEITOS MAIORES 
 
1. Acrossomo: 
2. Patologia da cabeça: 
Subdesenvolvida .............................................................. 
Isolada patológica ............................................................ 
Estreita na base................................................................ 
Piriforme.......................................................................... 
Pequena anormal ............................................................. 
Contorno anormal ............................................................ 
“Pouch formation” ........................................................... 
3. Gota proximal: 
4. Formas teratológicas: 
5. Defeito de peça intermediária: 
(Desfibrilação, fratura, edema, pseudogota) ........................ 
6. Patologia da cauda: 
 Fortemente dobrada ou enrolada......................................... 
 Dobrada com gota.............................................................. 
 Enrolada na cabeça............................................................ 
7. Formas duplas: 
 
 
 
• DEFEITOS MENORES 
 
1. Patologia da cabeça: 
 Delgada ............................................................................ 
 Gigante, curta, larga, peq. normal.................................... 
 Isolada normal................................................................... 
2. Patologia da cauda e implantação: 
 Retro e abaxial, oblíquo..................................................... 
 Dobrada ou enrolada......................................................... 
3. Gota Citop. Distal: 
 
 
Esquema das patologias espermáticas encontradas: 
 
 
35
D5 = disforme 
D6a e b = ruturada 
D7 = repregueada 
D8 = tipo axial 
D9a e b = tipo fibrilar 
E) = Cauda 
E1 = gota proximal 
E2 = gota distal 
E3 = gota presa na cauda 
E4 = gota presa na PI 
E5 = fortemente dobrada 
E6 = espiraliforme 
E7 = enrolada cabeça 
E8 = rudimentar 
F) = formas duplas 
Elementos figurados do sêmen 
(Modificado de Mies Filho,1982). 
 
a) espermatozóides normais 
b) gotas livres 
c) anormalidades primárias 
d a h) anormalidades secundárias 
d) cabeças isoladas 
e) gotas proximais 
f) gotas distais 
g) cauda dobrada com gota 
h) acrossomas livres 
i) formações ciliares (medusas) 
k) células epiteliais de descamação 
l) células linhagem espermática = 
casos de degeneração testicular 
m) hemácias 
n) piócitos 
 
 
7.3 Principais causas das patologias espermáticas 
 
A) CABEÇA 
Acrossomo = As alterações no acrossomo como: forma irregular, enrugado ou 
destacado, podem ser devido ao choque térmico, manipulação indevida ou senilidade. 
A presença de um grânulo no acrossomo, o denominado Knobbed sperm, pode 
ser origem hereditária ou relacionado a degeneração testicular e está ligado diretamente 
com a infertilidade do animal quando encontrado em grande quantidade. 
O Pouch formation, (diadema defect) caracterizado pela presença de vacúolos na 
região equatorial da cabeça não mais no acrossomo, formando um colar na cabeça do 
espermatozóide são invaginações da membrana nuclear devido a rarefação da cromatina, 
apresentam relação direta com a presença de hipoplasia ou degeneração testicular. 
Alterações na forma da cabeça como: estreita na base, piriforme, lanciforme, 
anã, são patologias de origem testicular podendo ser oriundas de hipoplasia ou degeneração 
testicular. Sendo mais comum em cavalos cabeças subdesenvolvidas nos casos de 
Degeneração Testicular, 
 
 
 36
B) COLO 
Defeitos de inserção como: Abaxial, paraxial e retroaxial são devido a presença 
de “goteira”, falhas na formação do espermatozoide. A localização da “goteira” definirá o 
tipo da inserção. A inserção abaxial (mais encontrada nos equinos e considerada como 
normal para cavalos), pode não afetar a fertilidade, poiso espermatozoide tende a se 
adaptar com o movimento e conseguir um deslocamento compatível com a fertilização. As 
inserções paraxial e retroaxial apresentam uma maior relação com a infertilidade pois 
impossibilitam o deslocamento necessário do espermatozoide para a fecundação. 
Gotas citoplasmáticas proximais ou distais são restos de citoplasma que são o 
nutriente do espermatozoide durante o trânsito epididimário. O espermatozoide durante sua 
maturação pelo epidídimo permanece três dias na cabeça do epidídimo ainda com a 
presença da gota, posteriormente fica um dia no corpo e finalmente seis dias na cauda onde 
deve se desprender desta gota; teorias afirmam que existem enzimas ativadoras no 
epidídimo, que dissolveriam a gota. A presença de gotas em grade quantidade pode ser 
devido: 1) animal imaturo, que começou a produção a pouco tempo, nestes casos colheitas 
seriadas resolvem, um animal que está há muito tempo em descanso sexual também pode 
vir a apresentar gotas, devido a um diminuição no trânsito epididimário, da mesma forma 
colheitas periódicas levam ao desaparecimento da patologia; 2) disfunção epididimária 
devido a alterações de temperatura (deficiência na termorregulação) levando a um 
desequilíbrio iônico Na+ e K+, causando alterações no ciclo de maturação; 3) degeneração 
testicular, levando a disfunção epididimária; 4) hipoplasia testicular, por se tratar de uma 
patologia hereditária a gota sempre irá aparecer no ejaculado. 
 
C) PEÇA INTERMEDIÁRIA 
Corkscrew defect (defeito em saca rolha), devido a degeneração do plasmalema, 
afetando a região das mitocôndrias que fica com aspecto rugoso, podendo dificultar a saída 
da gota e mais grave afetando a conformação das microfibrilas que podem se soltar 
patologia vista em animais idosos. 
Cabeça destacada (isolada), “goteira” rasa quando se forma podendo ser 
decorrente de problema de inserção paraxial ou de origem genética. 
Forma duplas da PI e/ou cauda, origem hereditária. 
 
D) CAUDA 
Enrolada, fortemente enrolada, dobrada e fortemente dobrada, são devidas a 
uma diminuição no número de microfibrilas 3 ou 4 (Dag defect) neste caso sendo de caráter 
hereditário, estes animais apresentam elevado nível de Zn no sêmen. Outra causa da 
apresentação de defeitos de cauda no espermatozóides pode ser devido a choque osmótico 
ou térmico e disfunções de epidídimo. 
 
E) OUTRAS ANORMALIDADES 
Aglutinação de cabeça (head aglutination), os espermatozóides chegam em 
blocos ao epidídimo, e neste local há presença de antiaglutininas que promovem a 
separação das células, uma disfunção epididimária pode levar ao desenvolvimento desta 
patologia. 
 
 37
Espermatozóides subdesenvolvidos, animais imaturos ou processos interferindo 
na espermatogênese (de animais maduros) havendo a liberação no ejaculado de células 
primordiais espermatócitos, espermatogônias, espermátides. 
Medusa, restos ciliares do epidídimo por disfunção epididimária, geralmente nos 
casos de recuperação de degeneração testicular. 
Pseudogota, semelhante a gota citoplasmática, porém situada na porção média da 
PI, e apresentando tamanho maior que a gota tradicional devido ao envolvimento de 1 ou 2 
camadas de mitocôndrias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7.4 MODELO DO LAUDO DE EXAME ANDROLÓGICO 
 
 
 
 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA - 
BOTUCATU 
Dep. de Reprodução Animal e Radiologia Veterinária 
18618 - 000 - Botucatu/ SP - Rubião Junior - Fone/FAX (14)6802 6249/6326 
 
 CERTIFICADO ANDROLÓGICO 
A.) IDENTIFICAÇÃO DO REPRODUTOR 
Nome: Raça: Idade: Registro: 
Proprietário: Propriedade: 
Endereço: 
B.) EXAME CLÍNICO 
1. Histórico: 
2. Geral: 
3. Sistema Genital - Prepúcio: Pênis: 
Testículos: Esquerdo Direito 
Dimensões (comp., larg. alt.)cm 
Simetria 
Forma 
Posição 
Consistência 
Sensibilidade Dolorosa 
Mobilidade 
Epidídimo 
Genitália interna: 
4. Comportamento sexual (libido): 
C.) ESPERMIOGRAMA 
I. Método de coleta: Vagina Artificial Data: Horário: 
II. Características do ejaculado: 
1. Volume ejaculado : ml 5. Motilidade : 
2. Cor : 6. Vigor (0-5) : 
3. Aspecto : 7. Concentr. (x106/mm3) : 
4. Turbilhonamento : - 8. Total esperm. (x109) : 
III. Características morfológicas (anexo I): 
a. Defeitos maiores: % b. Defeitos menores: % Total: % 
IV. Outros elementos: 
 Não detectados 
(1. Medusa, 2. Células primordiais, 3. Células gigantes, 4. Leucócitos, 5. Hemácias, 6. 
Células epiteliais, 7. Cristais de urina, 8. Bactérias.) 
 
D.) OBSERVAÇÃO: 
E.) CONCLUSÃO: 
 ------------------------------------------------ 
Local, ........... Data, .../..../...... Méd. Veterinário Responsável 
 CRMV 
fmvz-unesp 
 
fmvz-unesp 
 
 40
7.6 CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE SÊMEN DE 
GARANHÕES DESCRITOS POR VÁRIOS PESQUISADORES 
 
Características Dowsett and Pattle Pickett et al Jasko et al 
Espermatozóides 
normais (%) 
Não relatado 51 ( 15 ) 52.5 (20.1 ) 
Cabeças anornais 7.1 (5.9 ) 9 ( 8 ) 6.4 ( 6.9 ) 
Cabeças destacadas 2.6 ( 4.8 ) 5 ( 6 ) 1.3 ( 1.7 ) 
Gota citoplasmatica 
proximal 
13.1 ( 10.3 ) 3 ( 5 ) 15.5 ( 11 ) 
Gota citoplasmatica 
distal 
8.1 ( 11.7 ) 3 ( 4 ) 13.5 ( 11.4 ) 
Peça intermediária 
anormal 
Não relatado 11 (11) 7.4 ( 7.1 ) 
Cauda anormal 10.9 ( 9.2 ) 20 (13 ) 2.4 ( 3.9 ) 
 
 
8. METODOLOGIA BÁSICA PARA REFRIGERAÇÃO DE 
SÊMEN 
 
8.1 DILUIÇÃO: 
 
• Diluir sêmen com meio á base de Leite (BotuSêmen/Botupharma), contendo como 
antibióticos de preferência uma associação de Amicacina e Penicilina cristalina, 
podendo ser utilizada a gentamicina. 
• Diluir no mínimo o sêmen fresco com 2 partes de meio (Ideal 3:1 Meio: Sêmen). 
• Utilizar dose inseminante com 1 bilhão de espermatozóides viáveis. 
• Diluir a uma concentração entre 20 e 50 de milhões de espermatozoides por mL. 
• Envasar em recipiente plástico BOTU-IA (Botupharma) (ANEXO 4) com a menor 
quantidade de ar possível. 
• OBS: Para garanhões que não refrigeram bem a utilização do diluente BotuTurbo 
(Botupharma) é uma opção adequada, devendo com este diluente o transporte ser 
realizado a 5°C. 
 
 
8.2 REFRIGERAÇÃO: 
 
• Colocar em recipiente adequado. Lembrando-se que quando do resfriamento até 5°C 
deve-se utilizar Containers adequados como o Equitainer ou seus similares nacionais 
Botutainer (Anexo3) e Botuflex (Anexo1), seguindo regras indicadas pelo fabricante 
para montar o sistema. Este sistema permite manter a temperatura de 5°C por um 
período máximo de 48 horas 
As inseminações com sêmen fresco devem ser realizadas utilizando-se entre 500 a 
1000x106 sptz viáveis. 
 
As amostras com sêmen refrigerado devem conter 1000x106 sptz viáveis . 
 
 
 42
G) Câmara de Neubauer 
H) pipeta de Sahli ou micropipeta de 20 µl (10 a 100 µL) 
I) álcool polivinílico ou bolinhas de metal ou vidro para lacrar palhetas 
J) diluente para congelação (BOTUCRIO®) 
K) uma geladeira (no local) a 5°C para estabilização 
L) termômetro 
M) caixa de isopor 37 a 45L (45cm Comprimento x 36cm Largura x 38cm Altura) 
N) grade para as palhetas (local onde são colocadas as palhetas p/ estabilização), (modelo 
Botupharma) 
O) suporte para manter a grade de palhetas acima do nível do N2 (modelo Botupharma) 
P) botijão de N2 (no local) 
Q) Banho-Maria 
 
 
9.3 SEQUÊNCIA PARA CONGELAÇÃO 
 
a) PREPARO DO LABORATÓRIO 
 
Antes de iniciara colheita do sêmen para congelação, preparar os materiais no 
laboratório ou sala onde será realizada a congelação. Aferir a geladeira se está entre 4 e 
6°C, podendo também utilizar o sistema (Botutainer ou Botuflex para refrigeração a 
5ºC). Descongelar os diluentes e colocá-los no banho Maria a 37°C, separar um tubo de 
ensaio ou Eppendorf com 19 gotas de água destilada ou 190µL de água destilada para a 
concentração espermática que será acrescida de uma gota (01) ou 10 µL de sêmen 
respectivamente, caracterizando uma diluição de 1:20 (uma parte de sêmen para 19 partes 
de água destilada). 
 
 
b) COLHEITA DO SEMÊN 
 
O sêmen pode ser colhido com a vagina artificial, modelo (modelo Botupharma) . 
- Análise dos parâmetros macro e microscópicos do sêmen. 
 
- Cálculo do número de palhetas a serem congeladas: Cada palheta deve conter 100 
milhões de espermatozoides viáveis. Desta forma para o cálculo do número de 
palhetas basta dividir por 100 o número total de espermatozoides viáveis do 
ejaculado. 
 
- Ex: Um ejaculado de 50 mL com motilidade total de 80% e concentração 
espermática de 100 milhões por mL. Total de espermatozoides viáveis neste 
ejaculado: 50 mL x 100 milhões x 80% = 4 bilhões de espermatozoides viáveis 
dividido por 100 milhões = 40 palhetas. 
 
 
 
 43
- Centrifugação: deve ser feita para eliminar o plasma seminal, com sêmen diluído 
na proporção de 1:1 com BotuSemen (Botupharma) 600xg ou 2200 rpm por 10 
minutos (Ex. centrífuga da Fanem/Baby/n°2 por 10 minutos). 
 
- Cálculo do volume final de ressuspensão: cada palheta contém 0,5mL, ou seja, 
multiplicar o número de palhetas por 0,5 que é o volume final da suspensão com o 
diluente de congelação. 
 
- Ressuspensão: Após a parada da centrífuga, o sobrenadante de cada frasco deve ser 
imediatamente desprezado e os “pellets” devem ser ressuspendidos no diluidor de 
congelação Botu-Crio® (Botupharma), previamente aquecido e calculado. 
 
- Envasamento: Deve ser feito em palhetas de 0,5 mL. 
 
- Estabilização: 20 minutos em refrigerador a 5 oC. 
 
- Resfriamento rápido: 15 a 20 minutos em vapor de nitrogênio, mantendo entre 3 e 
6 cm acima do nível do nitrogênio líquido, em caixa isopor térmica tampada (37 a 
45 litros). 
 
- Congelação: imersão das doses no nitrogênio líquido. 
 
- Descongelação: Sempre se retira uma palheta da partida congelada para avaliação 
do procedimento. Esta palheta pode ser descongelada em Banho-maria a 46°C por 
20 segundos e em seguida imergir a 37 ºC. Aguardar de 1 a 2 minutos pós 
descongelação a temperatura de 37 ºC para avaliação definitiva. Colocar o conteúdo 
de uma dose (0,5 ou 0,25 mL) num eppendorf de 1,5 a 2,0 mL e mantê-lo no 
Banho-seco a 37ºC ou sobre a mesa aquecedora para análise dos parâmetros. 
 
- Análise do sêmen pós-descongelação: Retirando-se a palheta do Banho-maria, 
deve-se secá-la bem com pano ou toalha de papel, para evitar que alguma gota de 
água entre em contato com o sêmen, posiciona-se a bolha para ponta da palheta e 
corta-se com uma tesoura na porção onde se localiza o lacre (álcool polivinílico). 
Verifica-se a motilidade, vigor, a concentração e faz-se um esfregaço, para análise 
da patologia espermática ou utiliza-se uma preparação com 40µl de solução de 
trabalho para fluorescência com 10µl de sêmen. Caso não possua microscópio de 
epifluorescência, a amostra congelada poderá ser enviada a Faculdade para análise. 
 
 
Recomenda-se os seguintes requisitos para que uma dose congelada esteja 
apta inseminação artificial. 
 
Motilidade total ≥ 50% Vigor ≥ 3 
Porcentagem de patologia espermática aceita: 
Defeitos menores ≤ 20% Defeitos maiores ≤ 20% 
Defeitos Totais ≤ 40% 
 
 44
CUIDADOS NA INSEMINAÇÃO COM SÊMEN CONGELADO 
 
• Programe o momento da ovulação com hCG e ou GnRH (deslorelina). 
 
• Inseminar entre 12 horas antes até no máximo 6 horas após a ovulação. 
 
• Não diluir a dose inseminante, pois isto pode ser altamente lesivo e provocar 
dano osmótico. 
 
• Sempre que houver dúvidas sobre a manipulação do sêmen pós-descongelação, 
consulte um profissional mais experiente para orientá-lo (a). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
fmvz-unesp 
Espermatozóides vermelhos: Membrana Citoplasmática lesada 
Espermatozóides brancos: Membrana Citoplasmática íntegra 
Espermatozóides com caudas enroladas: Membrana Citoplasmática íntegra. 
Espermatozóides com caudas retas: Membrana Citoplasmática lesada. 
Obs. Não esquecer as caudas dobradas ou enroladas ejaculadas. Fazer o teste com formol-salina 
para descartar os espermatozóides com defeitos ejaculados. 
 
 
 49
10. TÉCNICAS PARA MELHORAR A QUALIDADE DO 
SÊMEN FRESCO, REFRIGERADO E CONGELADO DE 
GARANHÕES 
 
Na espécie equina a seleção dos reprodutores é realizada através de avaliações 
fenotípicas, como a conformação do animal e sua performance atlética, diferente da espécie 
bovina onde se avalia os parâmetros reprodutivos para que um touro se torne reprodutor. 
Desta forma existe muito interesse em reproduzir garanhões que são considerados 
subférteis. 
 Diante disso, foram desenvolvidas várias técnicas visando aumentar a qualidade 
seminal de garanhões ou então a sua resistência à refrigeração e congelação. São exemplos 
destas técnicas a remoção do plasma seminal e a seleção espermática. 
 
10.1 REMOÇÃO DO PLASMA SEMINAL 
 
 O plasma seminal dos garanhões com baixa resistência espermática à refrigeração 
possui fatores deletérios à viabilidade espermática, sendo necessário nestes animais realizar 
a remoção do plasma seminal, para aumentar a qualidade do sêmen após a refrigeração. 
Estudo realizado por Ramires-Neto et al. (2012) demonstrou que quando se remove o 
plasma seminal de garanhões com baixa resistência espermática à refrigeração, aumenta-se 
a qualidade seminal após 24 horas de refrigeração à 15oC. 
Existem diversas técnicas para se concentrar espermatozoides do ejaculado de 
garanhões, sendo a mais comumente utilizada é a centrifugação. Contudo, estudos 
demonstraram haver efeitos deletérios da centrifugação sobre a viabilidade dos 
espermatozoides, uma vez que a força e tempo de centrifugação podem interferir 
negativamente na motilidade, integridade e taxa de recuperação espermática. 
Para realizar a remoção do plasma seminal através da centrifugação convencional o 
sêmen deve ser acrescido de diluente a base de leite desnatado na proporção 1:1. 
Posteriormente realiza-se o processo de centrifugação. A melhor intersecção entre tempo e 
força de centrifugação que apresenta maior taxa de recuperação espermática com 
espermatozoides íntegros é 600xg durante 10 minutos. 
Posteriormente a centrifugação, o sobrenadante deve ser desprezado utilizando um 
cateter acoplado a uma seringa ou uma bomba de vácuo e o pellet ressuspendido com o 
meio extensor desejado. Sempre que houver uma compactação muito grande do pellet 
formado deve-se diminuir nas coletas futuras a força de centrifugação ou utilizar de outras 
técnicas como a filtração e o cushion visando minimizar o excessivo empacotamento dos 
espermatozoides. 
Uma alternativa para remover plasma seminal do ejaculado, minimizando as lesões 
aos espermatozoides, é a centrifugação com cushion. Este método visa maximizar a 
recuperação de espermatozoides de sêmen centrifugado de garanhões, pois utiliza forças de 
 
 51
movimentos leves tocando o filtro em uma placa de petri de 15 cm (B) e devido ao tamanho 
dos poros e a capilaridade, os espermatozoides ficam retidos no filtro e o plasma seminal 
passa através dele (C) . 
 
 
10.2 SELEÇÃO ESPERMÁTICA 
 
A seleção espermática é uma técnica que vem sendo largamente utilizada para 
aumentar a qualidade e fertilidade do sêmen fresco de garanhões e a resistênciade seus 
espermatozoides à refrigeração e congelação. Esta técnica consiste em separar os 
espermatozoides com motilidade progressiva e sem alterações de morfologia do resto do 
ejaculado e para isso é realizado uma centrifugação em gradiente de densidade. 
Previamente à seleção espermática, um total de 1 x 109 espermatozoides devem ser 
concentrados em 5 mL de diluente comercial à base de leite desnatado, para isso pode-se 
utilizar a centrifugação convencional, a centrifugação com cushion ou a filtração em 
SpermFilter. 
Após isso, 5 mL do gradiente de densidade (Equipure ou Androcol) deve ser 
adicionado em um tubo falcon de 15 mL. Os 5 mL com o sêmen concentrado deve ser 
cuidadosamente adicionado neste mesmo tubo, acima do gradiente de densidade. Para isso, 
pode-se utilizar um pipeta pauter, deslizando vagarosamente o sêmen através das paredes 
do tubo. É realizada uma centrifugação de 400 xg por 20 minutos e após isso os 
espermatozoides sem alterações morfológicas e com motilidade progressiva ficam 
depositados no fundo do tubo falcon. O restante do ejaculado fica retido acima do gradiente 
de densidade. Com o auxilio de uma pipeta de 1mL deve-se remover o pellet com os 
espermatozoides selecionados e diluí-lo com o meio apropriado. 
 
 
 53
11. AUTORES 
 
Prof. Dr. Frederico Ozanam Papa - Professor Titular do 
Departamento de Reprodução Animal e Radiologia Veterinária da 
FMVZ, UNESP Botucatu - SP- PhD e Pós-Doutorado em 
Reprodução Animal - Hannover- Alemanha. 
Email: papa@fmvz.unesp.br 
 
Prof. Dr. Marco Antonio Alvarenga - Professor Adjunto do 
Departamento de Reprodução Animal e Radiologia Veterinária da 
FMVZ, UNESP Botucatu - SP PhD em Reprodução Animal - Pós -
Doutorado-Universidade do Colorado - USA 
Email: malvarenga@fmvz.unesp.br 
 
Dr. José Antonio Dell'Aqua Junior - Médico Veterinário, 
Mestrado, Doutorando e Pós-Doutorando na área de Reprodução 
Animal FMVZ, UNESP Botucatu - SP 
Email: dellaquajunior@uol.com.br 
 
Dr. Gabriel Augusto Monteiro - Médico Veterinário, Residência, 
Mestrado, Doutorado e Pós-doutorando na área de Reprodução 
Animal FMVZ, UNESP Botucatu - SP 
Email: monteiroga@yahoo.com.br 
 
Ms. Yamê F. R. Sancler da Silva - Médica Veterinária, Residência, 
Mestrado e Doutoranda na área de Reprodução Animal FMVZ, 
UNESP Botucatu - SP 
Email: yamefrabe@gmail.com 
 
Ms. Carlos Ramires Neto - Médico Veterinário, Mestrando na área 
de Reprodução Animal FMVZ, UNESP Botucatu - SP 
Email: carlosramiresneto@hotmail.com 
 
 
 
 
 
É VEDADA A CÓPIA OU MESMO UTILIZAÇÃO EM CURSOS 
DE REPRODUÇÃO EQUINA DESTE MANUAL, SEM PRÉVIA 
AUTORIZAÇÃO DOS AUTORES. 
 
 55
11. REFERÊNCIAS 
 
McKINNON, O.J. ; VOSS, J.L. Equine Reproduction, Lea & Febiger, 
Philadelphia,London, 1993. 
MIES FILHO, A. Reprodução dos Animais, 6ª Edição Sulina, Porto Alegre-RS. 
CARTEE, R.E.; POWE, T.A.; GRAY, B.W.; HUDSON, R.S.; KUHLERS, D.L. 
Ultrasonographic evaluation of normal boar testicles. Am J Vet Res, v.47, n.12, p.2543-
2544, 1986. 
CHENIER, T.S. Anatomy and physical examination of the stallion. In SAMPER, C.S. 
Equine breedins management and artificial insemination. 2 Ed, p.1-17, 2009. 
DYCE, K.M.; SACK, W.O.; WENSING, C.J.G. Tratado de anatomia veterinária, 3 ed, 
2005, 567p. 
HAFEZ, E. S. E., HAFEZ, B. In: Reprodução Animal. 7.ed. Barueri:Manole, 2004 
LOVE, C.C. Ultrasonographic evaluation of the testis, epididymis, and spermatic cord of 
the stallion. Vet Clin North Am Equine Pract. n.8, v.1, p.167-182, 1992. 
PAPA, F.O.; ALVARENGA, M.A.; CARVALHO, I.M.; BICUDO, S.D.; RAMIRES, 
P.R.N.; LOPES, M.D. Coloração espermática segundo karras modificado pelo emprego do 
barbatimão (Stryphnodendrum barbatiman). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e 
Zootecnia, v.40, p.115-23, 1988. 
PAPA, F.O., MELO, C.M.; FIORATTI E.G.; DELLA’QUA, J.A.; ZAHN, F.S.; 
ALVARENGA, M.A. Freezing of stallion epididymal sperm. Animal Reproduction 
Science, v.107, p.293-301, 2008. 
SAMPER, J.C. Management and fertility of mares bred with frozen semen. Animal 
Reproduction Science, v. 68 p. 219-228, 2001. 
RAMIRES NETO, C.; MONTEIRO, G. A. ; SOARES, R. F. ; PEDRAZZI, C. ; 
DELL`AQUA, J.A.; PAPA, F. O.; ALVARENGA, M.A. Effect of Removing Seminal 
Plasma Using a Sperm Filter on the Viability of Refrigerated Stallion Semen. Journal of 
Equine Veterinary Science, v. 33, p. 40-43, 2012. 
SAMPER, J.C; PYCOCK, J.F.; MCKINNON, A.O. Current Therapy in Equine 
Reproduction.1st.Ed, Saunders, Philadelphia, PA, 2007. 
TURNER, R.M. Ultrasonography of the genital tract of the stallion. In: REEF, V.B. Equine 
Diagnostic Ultrasound. 446-479, 1998. 
SULLIVAN, R.; SAEZ, F.; GIROUARD, J.; FRENETTE, G. Role of exosomes in sperm 
maturation during the transit along the male reproductive tract. Blood Cells, Molecules, & 
Diseases, v.35, p.1-10, 2005. 
TURNER, R.M. Ultrasonography of the genital tract of the stallion. In: REEF, V.B. Equine 
Diagnostic Ultrasound. 446-479, 1998. 
 
ACONDICIONAR AS DOSES DE 
SÊMEN DENTRO DA BOTUFLEX 
COLOCAR O GELO NA BOTUFLEX 
TEMPERATURA= 15ºC UTILIZE 1 
GELO 
IMPORTANTE UTILIZAR GELOS PREVIAMENTE 
 CONGELADOS POR NO MÍNIMO 48 HORAS 
TEMPERATURA= 5ºC 
UTILIZE 2 GELOS 
ACOPLAR A TAMPA 
INTRODUZIR A BOTUFLEX 
NA CARTOLINA 
BOTUFLEX NA CARTOLINA 
PRONTA PARA ENVIO 
ANEXO 1- MONTAGEM DA BOTUFLEX PASSO A PASSO 
PPASSA PASSO PASSO 
 
 58
 
ANEXO 3 - MONTAGEM DA BOTUTAINER 
PASSO A PASSO 
COLOCAR O RECIPIENTE TERMO 
PROTETOR DENTRO DA BOTUTAINER 
COLOCAR OS GELOS DENTRO DA 
BOTUTAINER 
 
IMPORTANTE UTILIZAR GELOS PREVIAMENTE 
 CONGELADOS POR NO MINIMO 48 HORAS 
ACONDICIONAR AS DOSES DE SEMEN 
DENTRO DO RECIPIENTE TÉRMICO 
DOSES DE SEMEN E GELOS 
ACONDICIONADOS DENTRO DO 
RECIPIENTE TÉRMICO 
BOTUTAINER FECHADO E PRONTO 
PARA ENVIO DO SEMEN 
ANEXO 4 COMO UTILIZAR O BOTU-IA? 
FAÇA A DILUIÇÃO DO SEMEN 
COM O DILUENTE UTILIZANDO A 
GRADUAÇÃO DO BOTU-IA 
QUANDO SE UTILIZA O BOTU-IA PARA 
TRANSPORTE DE SEMEN, PODE-SE RETIRAR O AR 
EXCEDENTE DO FRASCO 
NO MOMENTO DA INSEMINAÇÃO 
CORTE A PONTA DO BOTU-IA 
ACOPLE A PONTA DO BOTU-IA 
NA PIPETA 
 
COM A PIPETA NO INTERIOR DO UTERO DA ÉGUA POSICIONE O BOTU-IA PARA CIMA E 
PRESSIONE O FRASCO PARA INTRODUZIR O SÊMEN. 
 ANEXO 5 COMO MONTAR A VAGINA ARTIFICIAL 
 
 
FIGS.3 e 4) INTRODUZIR A MUCOSA DE PLÁSTICO EXTERNAMENTE A MUCOSA 
DE LATEX E PRENDÊ-LA. 
FIG.2) INTRODUZIR A MUCOSA DE 
LATEX NO TUBO RÍGIDO E 
PRENDÊ-LA COM ANÉIS (N°4,FIG.1), 
PARA QUE NÃO VAZE A ÁGUA. 
 
7 
 
2 
1 
 
6 
 
4 
 
2 
3 
 
4 5 
FIG.1) COMPONENTES DA V.A.: (1) 
Tubo Rígido, (2) Mucosa de Latex, (3) 
Mucosa Plástica, (4) Anéis de Latex, (5) 
Camisa interna, (6 e 7) Copo coletor e 
tampa respect. 
FIGS.5 e 6) ACOPLAR O COPO COLETOR NA MUCOSA PLÁSTICA, FIXANDO-A 
COM A TAMPA. 
Obs. CORTAR DOIS (2) ANÉIS DA MUCOSA DE LATÉX APROX. 4 CM, PARA FIXÁ-
LA NO TUBO RÍGIDO (nº4, FIG.1). 
 ANTES DE FIXAR O COPO COLETOR NA MUCOSA PLÁSTICA, INTRODUZIR A 
CAMISA PLÁSTICA DENTRO DO COPO (nº5 FIG.1). 
.