RELATORIO CITOLOGIA

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1-Peças e funcionamento do m Microscópio Ópitico Composto (MOC).
Os microscópios ópiticos dispõe de várias peças mecânicas e peças ópiticas. As peças ópiticas possuem vidros especiais denominados de lentes, são elas: lente objetivas, condensador ou diafragma e espelho plano-côncavo ou fonte de luz.
Os microscópios apresentam oculares com aumentos de 10x, as objetivas por serem quatro possuem aumentos diferentes: a menor objetiva tem um aumento 4x, em seguida a outra tem um aumento de 10x, a terceira de 40x e a última que é especial e trabalha com e com um óleo especial, chamado óleo de imersão, tem um aumento de 100x. Que são calculadas com a lente ocular, ou seja, 10x ocular x 4x objetiva= 40x, 10x ocular x 10x objetiva= 100x, 10x ocular x 40x objetiva= 400x, por fim 10x ocular x 100x objetivas=1000x.
A lente ocular, tem a função de aumentar a imagem formada pela objetiva.
A lente objetiva, permite a ampliação da imagem de um objeto qualquer.
Condensador ou diafragma, tem a função de fornecer uma grande quantidade de luz.
Espelho plano-côncavo ou fonte de luz, peça encaixada por baixo do condensador. O espelho quando presente, possui duas faces: uma plana e outra côncava. A face plana, usada nas grandes ampliações e na observação com sistema de imersão, colhe e projeta os raios paralelos e divergentes.
A face côncava colhe e protege os raios convergentes sendo usado nas pequenas ampliações.
 Peças mecânicas: Tubo ou canhão (de dimensões compatíveis com as distâncias focais da ocular e das objetivas); 2. Revólver (câmbio das objetivas, movimento que deve ocorrer sempre no sentido da objetiva de menor para a de maior aumento); 3. Braço ou Estativo; 4. Parafusos macrométricos e micrométricos (dispositivos de focalização / correção de distâncias focais); 5. Sistema Charriot (presilha e parafusos que movimentam a lâmina sobre a platina em sentidos vertical e horizontal); 6. Mesa ou platina (suporte / local de colocação da lâmina com o material); 7. Base ou pé do MOC; 8. Parafuso do sistema condensador (movimenta três peças: condensador, diafragma e filtro, cujas funções respectivas são: condensar, regular e filtrar os raios luminosos provenientes do sistema iluminador).
Observação de células epiteliais da mucosa bucal.
Materiais: Espátula de madeira (descartável), lâminas de vidro, lamínulas, corante azul de metileno (eosinato de azul de metileno e/ou azul de Genciana a 2%), papel de filtro, material da mucosa bucal e microscópio ópitico. 
Procedimento com a espátula de madeira: foi raspado suavemente a mucosa que reveste a bochecha. Espalhado o material contido na ponta da espátula no centro da lâmina de vidro. A seguir, foi colocado uma gota do corante sobre o material coletado (células epiteliais). A lamínula foi segurada com o polegar e indicador da mão direita, de tal maneira que o ângulo diedro que contém o material foi de aproximadamente 45º. E colocada sobre o material, largada bruscamente. O excesso do corante foi enxugado com o papel de filtro. 
 2- Nos foi mostrado cada parte do microscópio ópitico. E tivemos a oportunidade de manuseá-lo, a princípio foi difícil com as objetivas e os parafusos, ora ia muito para frente ora para trás. Mais conseguimos entender como ele funciona. E a experiência é maravilhosa.
O material coletado da mucosa foi observado no MOC nos aumentos de 40 X, 100 X e 400X. Pudemos ver a presença de células epiteliais vistas de frente, de perfil, isoladas e aglomeradas. Uma pequena esfera foi observada no núcleo intensamente corada em azul escuro, de posição central. Depois foi visto o citoplasma aparece corado em azul claro e com a presença de minúsculas granulações inespecíficas. Como já tinha sido visto a forma de manusear o MOC não foi tão difícil observar o material. Mais ainda deu um pouco de dor de cabeça.
3-Materiais: Pecíolo de mamona, ovos cozidos, limão, laranja, abacate, faca bem afiada
Procedimento. Foram feitos cortes dos tipos: transversais, oblíquos, longitudinais medianos e excêntricos e ainda tangenciais. Nos pecíolos de mamonas. O objetivo desses cortes é permitir uma interpretação tridimensional a partir de fatias com duas dimensões. O importante, é que, trabalhando com estes pecíolos macroscópicos, podemos confrontar o exercício mental com a realidade desses cortes (por exemplo, cortes de artérias, veias, ductos de glândulas exócrinas, entre outros órgãos). Em relação aos demais materiais (limão, ovo cozido, abacate), os cortes que são indicados, colocá-los uns ao lado dos outros e fazer uma boa observação e comparação. Cortes de limão/laranja sugerem macroscopicamente cortes de porções secretoras (adenômeros) das glândulas exócrinas. Ovos e abacate sugerem cortes de células. Lembrar ainda que um corte (secção) num plano mediano, é um corte longitudinal no maior eixo separando o lado direito Manual de Estágio do lado esquerdo. Secções (cortes) sagitais / planos sagitais são cortes paralelos ao plano mediano. Uma secção (corte) vertical produzindo o plano frontal, separa a porção anterior da posterior, portanto, é um corte vertical em ângulo reto ao plano mediano. Cortes (secções) transversais ocorrem no menor eixo, com base num ser humano, separa a porção superior da inferior. 
Técnica de esfregaço para sangue periférico: 
Procedimento 1. Faça assepsia digital na polpa do dedo mínimo da mão esquerda do “doador” com solução de álcool 70%). Com a lanceta, pique (perfure) a polpa interna da falange do dedo mínimo, espere sangrar (presença da hemorragia), utilize, se possível a segunda gota de sangue, colocando-a na extremidade da lâmina. Faça com uma segunda lâmina, o procedimento do esfregaço. Ao levar a segunda lâmina até a gota de sangue, por capilaridade, o sangue escorre na borda desta lâmina (entre a bordo apical da lâmina de esfregaço e a primeira lâmina, a que você colocou a gota. Faça o esfregaço da direita para a esquerda e com movimento normal (nem rápido, nem lento demais). Não volte com a lâmina. Faça o preparo de duas lâminas. Deixe o sangue distendido secar. A coloração deverá seguir os seguintes passos: 1. A lâmina deve ficar (permanecer) num suporte numa cuba ou na pia. 2. Cobrir o esfregaço com o corante Leishman por cinco minutos (o álcool do corante é o fixador e o eosinato cora estruturas básicas, como Manual de Estágio o citoplasma e o azul de metileno cora estruturas ácidas como o núcleo. 3. Gotejar água destilada sem tirar o corante, com uso da pipeta e/ou conta gotas por sete minutos. 4. Escorrer e lavar com água destilada; 5. Deixar o esfregaço secar ao ar ambiente. 6. Após secagem da lâmina, observe-a no aumento de 1000 X utilizando óleo de imersão (não use lamínula). 7. Observe glóbulos vermelhos em maior número e glóbulos brancos, em roxo e em menor número 
4- Após cortar os materiais citados e observá-los macroscopicamente, pudemos observar cada um dos cortes. Onde nos servira como experiência para dias futuros.
No esfregaço para sangue periférico, foi retirado a amostra de sangue e realizado o procedimento. Que foi muito satisfeito, em vermos como o exame de sangue é realizado, o hemograma.
5- Material MOC, lâmina de fígado por H&E e lâmina de fígado por H + PAS. 
Procedimento: Sempre inicie suas observações utilizando o menor aumento do MOC, isto é, utilize de início a objetiva que aumenta 4 X, logo o aumento inicial será de 40 X. Mude de objetiva, utilize agora a que aumenta 10x. Neste aumento de 100 X você ao observar a lâmina corada por H&E (figura 1) identificará o núcleo em roxo e o citoplasma na coloração róseo. Algumas células do fígado (células hepáticas ou hepatócitos) são binucleadas (apresentam dois núcleos). Utilize também o aumento de 400 X, você observará grânulos de cromatina e nucléolo bem evidente no núcleo dos hepatócitos. Faça o mesmo procedimento com a lâmina corada por H + PAS (figura 2), utilizando os mesmos aumentos. Você não observará o núcleo tão evidente, porém, constata que a coloração do citoplasma é diferente, pois, não foi utilizada a eosina, que cora o citoplasma.Na coloração do H+PAS, há grânulos de coloração vermelho magenta, os quais correspondem ao glicogênio evidenciado pelo PAS, daí a utilização da afirmação PAS+. 
6-. Pudemos perceber que um dado método de coloração é usado para mostrar certos pormenores das células. No fígado corado por H&E no aumento de 400 X, Observou-se em roxo núcleo e em róseo citoplasma das células hepáticas (hepatócitos). No fígado corado por H+PAS, com o aumento de 400 X. Observou-se o núcleo com nucléolo e grânulos vermelhos magenta que correspondem ao glicogênio. 
7-Material: Cebola, Becker, papel alumínio, água, pinça, pincel, gilete ou bisturi, vidro relógio, placa de Petri, tubo de ensaio, bico de Busen. 
Procedimento selecionar uma cebola globosa (por aluno), aparar suas raízes e colocá-la na boca do Becker com água (as pontas das raízes não devem mergulhar na água), o Becker deve ser revestido com papel alumínio (promover artificialmente um ambiente para o geotropismo positivo). Após alguns dias (3 ou 4 dias), cortamos algumas pontas das raízes novas (0,5 cm) da extremidade livre. Para esta espécie de planta, o melhor momento para os cortes é por volta 1:30 h ou então às 22:00 h (nestes horários, a atividade mitótica atinge os mais altos índices e/ou entre 16 /17 h). Pode-se cortar também em outros horários. A seguir, mergulhados as raízes cortadas, utilizando uma pinça ou pincel num tubo de ensaio, com 2 a 3 ml de orceína acética, levamos o tubo de ensaio ao bico de Busen até ferver (2 a 3 minutos). Despejamos o material numa placa de Petri e com a pinça ou pincel conduzimos as raízes (2 ou 3 raízes) para cada lâmina. Pingamos sobre cada raiz uma gota de orceína acética fria e deixamos em repouso durante 5 minutos. Colocamos uma lamínula sobre o material e, com o uso de papel de filtro, pressionamos a lamínula com cuidado para esmagar a raiz. Com este método, o meristema apical da raiz de cebola sofre dissociação das células e os cromossomos são intensamente corados, mantendo-se na posição esperada para cada Manual de Estágio fase da mitose e também da interfase.
8- Com um pequeno fragmento do tecido entre a lâmina preparada e a lamínula pudemos visualizar e fazer uma pequena pressão com o polegar. Utilizamos este método de forma a obter uma melhor visualização das células, pois o esmagamento faz com que haja uma separação das células acompanhada pela formação de uma fina camada que é facilmente atravessada pela luz.