MICROBIOLOGIA CLÍNICA NOVA

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Introdução à Microbiologia Clínica 
 
 
Prof. Bruno Ferreira 
brsouzaferreira@hotmail.com 
(21) 976442933 
 
mailto:brsouzaferreira@hotmail.com
CONSIDERAÇÕES 
Estudo da vida 
GERAIS 
 BIOLOGIA - 
 MICROBIOLOGIA - Estudos dos seres microscópicos 
 
 
Região 
 
 
 Flora comensal 
 
Agentes potencialmente 
Patogénicos 
 
Pele 
 
- Staphylococcus coagulase negativa 
- Propionibacterium spp. 
- Corynebacterium spp. 
 
- S. pyogenes 
- S.epidermidis 
- S.aureus 
 
Olhos (conjuntiva) 
 
 Streptococcus viridans 
 Staphylococcus coagulase negativa 
 Difteróides spp. 
 
- S.pneumoniae 
- S.aureus 
- H.influenzae 
- N.meningitidis 
 
Vias aéreas superiores 
(Fossas nasais e 
nasofaringe) 
 
- Streptococcus viridans 
- Staphylococcus coagulase negativo 
- Corynebacterium spp. 
- S. pyogenes 
- S.pneumoniae 
- S.aureus 
- H.influenzae 
 
Aparelho intestinal (intestino 
grosso e delgado) 
 
- Lactobacillus spp. 
- Enterococcus spp. 
 Anaeróbios 
 Enterobactereaceas spp. 
- Vibrions sp. 
- Salmonella spp. 
- Campylobacter spp. 
- E.coli invasora/clássica 
- Shigella spp. 
- Yersinia spp. 
- Aeromonas hydrofilas/ caviae 
 
Aparelho urinário 
(bexiga) 
(*Uretra) 
 
- Staphylococcus epidermidis 
- Difteróides spp. 
- Lactobacillus spp 
- Enterococus. 
 *Leveduras sp. 
 *Neisserias sp. 
 Entecococcus spp. 
 Enterobactereaceas spp. 
 S. saprophyticus 
 
 
 Aparelho reprodutor 
(Vagina) 
- Lactobacillus spp. 
- Streptococcus spp. 
- Bacteróides spp. 
- Difteroides spp. 
- Haemophylus sp. 
- Candida sp. 
- N. Gonorrhoeae 
- Clamydias sp. 
- S. agalactius 
ETAPAS NO DIAGNÓSTICO MICROBIOLÓGICO 
 AMOSTRA 
CULTURA 
GRAM 
 POSITIVO NEGATIVO 
 CATALASE 
 Estreptococcu sp. 
 Enterococcu sp. 
Negativo 
 Est.aureus 
 COAGULASE 
Positivo 
Positivo Negativo 
 Estafilococus 
coagulase negativa 
 OXIDASE 
Positivo Negativo 
 Não fermentadores Enterobacterias 
 Pseud. Aeruginosas 
 Acinetobacter sp.*- 
 Vibrio colorrae 
 Aeromonas sp. 
 Proteus mirabilis 
 E. coli 
 Kleb. pneumonie 
 Enterobacter 
Fase Pré Analítica: Coleta de Amostra 
Manipulação de Espécimes Clínicos 
 
 
 
 
A) Bicos de Bunsen e Mecker 
 
B) Fluxo Laminar (Filtro HEPA) 
 
Bicos de Bunsen e Mecker 
 
 
 
 
Fluxo Laminar 
Classe I 
 Dispositivo parcial de contenção. 
Projetado para operações de 
pesquisa com baixos e moderados 
agentes de risco etiológico. São 
apropriadas para trabalhar com 
agentes que requerem 
Biossegurança Nível 1, 2 ou 3. 
 
Meios de Cultura 
 
 
 Sólidos: contém agentes solidificantes, principalmente ágar (cerca de 1 a 
2,0%); 
 
 Semi-sólidos: quando a quantidade de ágar é de 0,075 a 0,5 %, dando uma 
consistência intermediária. Ex.: Meio SIM (sulfeto, indol e motilidade) 
 
 Líquidos: sem agentes solidificantes, apresentando-se como um caldo. 
DE ACORDO COM O ESTADO FÍSICO 
De acordo com o objetivo da utilização 
 Meios básicos  São os de uso geral  podem ser usados como base no preparo de 
outros meios. 
 Meios Enriquecido/Rico  A adição de sangue/ soro/ extratos de tecidos animais, 
vegetais ou minerais 
 Meio de Enriquecimento  Incrementa o crescimento de certas espécies 
bacterianas ao mesmo tempo que inibe microrganismos que não sejam de interesse. 
 Ex.:Caldo GN e Caldo tioglicolato 
Moura não especifica a diferença do 
meio rico para o enriquecido 
 Meios Diferenciais  A incorporação de certos reagentes ou substâncias no 
meio resulta em um crescimento ou reação diferenciada. 
 
 Ex: Lactose (–) e Lactose (+). 
CLED 
A. sangue 
EMB, Levine ou 
Teague 
Manitol Salgado 
 Meios Seletivos  A adição de substâncias químicas específicas inibe o 
crescimento de um grupo de bactérias sem agir sobre outras. 
 
Ex1: cristal-violeta  impede o crescimento de gram-positivos, sem afetar o 
desenvolvimento das gram-negativas. 
Ex2: alguns antibióticos podem inibir um grupo e não outro. 
 
http://www.centralina.mg.gov.br/saude/hanseniase/hanseniase.jpg
 Ágar EMB 
Eosina Azul de Metileno 
 
Meio Diferencial para 
Bacilos Entéricos 
Gram-Negativos 
Ex.: Escherichia coli 
 
Corantes inibem bactérias 
Gram-positivas 
 Meio Thayer-Martin 
 
(Ágar chocolate + nistatina (ou 
trimetoprim), vancomicina e 
colistina 
Ágar Sangue 5% 
 
Meio Rico e Diferencia os Gram-
Positivos (Streptococcus) de acordo 
com a hemólise 
 Ágar Manitol Salgado 
 
Isolamento seletivo de estafilococos 
e para a detecção de Staphylococcus aureus 
 
OBS: Também usado na indústria alimentícia 
para o isolamento e identificação de 
estafilococos em líquidos e produtos lácteos, 
carnes e 
derivados, incluindo conservas e pescados 
“Swarmig” do Proteus 
Meios Principais Microrganismos Isolados 
Agar sangue Streptospp, Enterococcus, S.aureus, Enterobacteriaceae 
CLED Enterobacteriaceae, Strepto, S.aureus 
Agar Manitol Stafilococos coagulase negativa, S.aureus 
Caldo BHI Enriquecimento de G+ e G- 
Verde-Brilhante** Enterobacteriaceae 
Mueller-Hinton G+ e G- 
Thayer-Martin Neisseria spp. 
Agar Chocolate Haemophilus, Neisseria spp 
Agar Manitol Stafilococos coagulase negativa, S.aureus 
Caldo BHI Enriquecimento de G+ e G- 
Tioglicolato Suplementado Anaeróbios/ Aeróbios / Facultativos 
Semeadura de Espécimes Clínicos 
 Técnicas de semeadura: 
 
A) Semeadura quantitativa com alça calibrada; 
 
B) Semeadura por esgotamento; 
 
Semeadura Quantitativa com Alça Calibrada 
 
Semeadura Quantitativa Com Alça Calibrada 
 
 Urina: Semeado em CLED 
 
 Amostras Respiratórias - secreção traqueal, lavado broncoalveolar (LBA) 
e escarro: Semeadas em AS, ACHO e MacConkey 
SEMEADURA POR ESGOTAMENTO 
 A amostra é semeada na superfície do meio solidificado com alça 
bacteriológica, em movimentos de zigue-zague, para esgotar a população, 
assim, em algumas regiões do meio após a incubação, colônias 
individualizadas estarão presentes. 
Cultura de Ponta de Cateter 
• Semeadura: utilizar o método de Maki et al.; 
 
• Rolar o cateter sobre a superfície da placa de Ágar Sangue 
 
• Realizar ID e TSA do micro-organismo 
 que apresentar 
 crescimento superior 
 a 15 UFC cateter. 
Incubação 
 Estufa Bacteriana: 35°C +- 2°C 
 
 Estufa de BK: 37°C +- 2°C 
 
 Overnight (18-24horas) 
 
 Líquidos biológicos e cateter: 72 Hs 
 
 Hemoculturas: 5 Dias 
 
 Amostras variadas: 48 Hs 
 
 
Disciplina: Microbiologia Geral 
 
Colorações usadas em 
Bacteriologia 
 
 
Método de Gram 
 
Método de Ziehl-Neelsen 
 
Método de Albert-Laybourn = Azul de Metileno de Loeffler 
 
Método de Fontana-Tribondeau (Impregnação pela prata) 
 
Método de coloração da Tinta da China ou Nigrosina/Índia/ Nankin 
 
 
 
Métodos de Colorações 
Coloração de Gram 
 Exame sugestivo que avalia as características morfotintoriais das 
bactérias. 
Resultado quanto a coloração Siglas 
Cocos Gram Positivo CGP 
Cocos Gram Negativo CGN 
Bastonetes Gram Negativo BGN 
Bastonetes Gram Positivo BGP 
Cocobacilo Gram Negativo CBGN 
Cel. Leveduriformes C.L. ( ou Leveduras) 
Resultados quanto aos Arranjos 
Cocos Gram Positivo Isolados / Pares / Tétrades / Agrupados 
Cocos Gram Negativo Isolados / Pares 
Bastonetes Gram Negativo 
Bastonetes Gram Positivo ( Finos / Grossos / Coryneforme)* 
Cocobacilo Gram Negativo 
Cel. Leveduriformes 
Características Tintoriais 
Gram:_________________________ Gram:_________________________ 
Gram:_________________________ Gram:_________________________ 
Gram:_________________________ Gram:_________________________ 
Gram:_________________________ Gram:_________________________ 
Gram:_________________________ 
Coloração de Ziehl-Neelsenou BAAR 
 Parede celular rica em lipídios (hidrofóbica); 
 
 Resistência a desinfetantes e corantes; 
 
 Bacilo Álcool-Ácido Resistente. Uma vez corados, não perdem a coloração com 
soluções ácidas; 
 
Coloração de Ziehl-Neelsen ou BAAR 
Específico para: Mycobacterium tuberculosis, M. leprae, Nocardia ssp. (BGP) 
Número Total 
de 
Campos 
Observados 
Número de bacilo 
álcool-ácido 
resistente observados 
por campo 
Resultado 
100 Não foram encontrados Negativo 
100 
Até de 1 BAAR por 
campo 
Positivo (+) 
50 
De 1 a 10 BAAR por 
campo 
Positivo (++) 
20 
Mais de 10 BAAR por 
campo 
Positivo (+++) 
Cocos Gram Positivos 
 Staphylococcus ssp. – CGP Agrupados 
 Streptococcus ssp. – CGP em Cadeias 
 Enterococcus ssp. – CGP aos Pares 
 
• Catalase: A enzima catalase decompõe H2O2 em água e O2 e, desta 
forma, distinguir os grupos estafilococos e estreptococos. 
 
 
• Coagulase: Capacidade de coagular o plasma através da enzima 
coagulase. A coagulase estafilocócica se apresenta em duas formas: 
coagulase ligada (reagente em lâmina)e coagulase livre (plasma colhido 
em EDTA). 
Cocos Gram Positivos 
2 H2O2 2 H2O + O2 (Bolha de Gás) 
Catalase Converte H2O2 em Oxigênio e Água 
Cocos Gram Positivos 
 Coagulase 
 
 Teste usado para identificar Staphylococcus aureus e diferenciá-lo da 
maioria das espécies de estafilococos. 
 
 Coagulase de estafilococos: proteína com atividade protrombina 
 
 Coagulase converte fibrinogênio em fibrina (há formação de coágulo 
visível) 
 
 Dois testes: 
 
1) Ligada ou “Fator Clumping” (teste feito com lâmina); 
 
2) Livre (teste feito com tubo); 
Coagulase Ligada ou “Fator Clumping” (teste em lâmina) 
Micro-
organismos 
Catalas
e 
Coagulas
e 
DNAs
e 
UR
E 
Manit
a 
Nov Pol 
Pigment
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S.aureus + + + + + S R Variável 
S.saprophytic
os 
+ - - + - R S Variável 
S.epidermidis + - - + - S R Variável 
S.warneri + - - + - S S Variável 
 Cocos Gram Positivos / Catalase Positiva 
 
 Novobiocina: A suscetibilidade à novobiocina permite distinguir S. 
saprophyticus de outras espécies de estafilococos não-produtores de 
coagulase de importância clínica. A resistência à novobiocina é intrínseca em 
S. saprophyticus e diversas outras espécies de estafilococos, mas é muito 
pouco comum em espécies clinicamente importantes. 
 DNAse: O ácido desoxirribonucléico molecular permite a detecção da 
desoxirribonuclease (DNase) que despolimeriza o DNA. Após a incubação do meio 
com a estirpe do teste, a placa é inundada com ácido clorídrico que, por sua vez, 
provoca a precipitação do DNA polimerizado, tornando o meio . Os organismos 
que degradam o procedimento do DNA produzem uma zona em volta 
da área de crescimento. Este meio é predominantemente utilizado na identificação 
dos estafilococos mas também pode ser utilizado na detecção da atividade de Dnase 
outros microrganismos. 
Streptococcus (CGP Catalase Negativa) 
• Classificação hemolítica (crescimento em AS e ANC Colúmbia) 
Streptococcus alfa-hemolíticos
• Optoquina: Produto químico (cloreto de etil-hidrocupreína) que provoca 
lise da membrana celular da bactéria susceptível. A suscetibilidade a 
este antibiótico permite a diferenciação entre Streptococcus pneumoniae 
(sensível) e outros estreptococos α-hemolíticos (grupo viridans - 
resistentes); 
 
Streptococcus pyogenes (β-grupo A) 
• Amigdalite, 
faringite e tonsilite 
 
• Teste rápido de PYR: 
 determina a atividade da enzima 
Pyrrolidonil arilamidase produzida 
pelo S. pyogenes, mas não pelos demais 
Estreptococos β-hemolíticos. 
 
 
 
 
• PYR positivo: O desenvolvimento de 
uma cor vermelho-cereja indica 
resultado positivo para Streptococcus 
pyogenes ou Enterococcus spp. 
 
• PYR negativo: Uma coloração amarela 
ou alaranjada indica resultado negativo. 
SISTEMA DE AGRUPAMENTO DE LANCEFIELD 
 
Detecção de antígenos através de polissacarídeos de parede celular em: 
 
Grupo A → S.pyogenes Sec. Garganta ou Orofaringe 
Grupo B → S.agalactiae Sec. Vaginal 
Grupo C → S.dysgalactiae 
Grupo D → Enterococcus 
Grupo F → S.mileri 
Grupo G → fazem parte da microbiota 
Streptococcus β-hemolíticos 
(Hemólise Completa) 
• Teste da Citocromo Oxidase; 
• Lactose 
• Tubos de Provas 
 Bioquímicas 
Bastonetes Gram-Negativos (Enterobactérias e 
BGN Não Fermentadores de Glicose (NFG) 
• Citocromo Oxidase: hemoproteína que contém ferro, agindo como 
aceptor artificial de elétrons. 
 
• Teste da Oxidase (Reagente (tetrametil-p-fenileno-diamina): 
baseia-se na capacidade de produção de enzimas oxidativas que 
na presença de oxigênio e de aminas aromáticas reagem 
produzindo um composto colorido (geralmente roxo). 
Ágar Tríplice Açúcar Ferro (TSI) 
 
 
 Meio de triagem que permite visualizar a fermentação de glicose, lactose e 
sacarose, além da produção de gás e H2S (sulfeto de hidrogênio) 
 
 O meio de TSI possui ferro (sulfato ferroso) e enxofre (tiossulfato de sódio). 
 
 Algumas bactérias produzem 
H2S a partir do enxofre presente no 
meio; 
 
 O gás H2S precipita o ferro 
formando pigmentonegro observado 
 na base do tubo 
(Produção de Gás) 
OBS: 
Leitura da Glicose: base do meio 
Leitura da Lactose: ápice do meio 
Cor amarela: acidez (produção de ácidos a partir da 
fermentação do açúcar) 
Cor vermelha: alcalinidade 
Glic + Glic + Glic + Glic - 
Lac + Lac - Lac - Lac - 
H2S + 
 
1. Produção de H2S (sulfeto de hidrogênio): Este teste visa determinar a 
capacidade de produção de íons S-2 a partir do metabolismo bacteriano. 
 
2. Motilidade: O teste visa verificar se a bactéria é móvel ou imóvel. Logo 
pode ajudar na diferenciação de alguns gêneros como por exemplo 
Enterobacter (usualmente +) e Klebsiella (-). 
 
3. Produção de Indol: Este teste tem como princípio determinar a 
habilidade de um microrganismo em produzir indol a partir da molécula 
de triptofano. E ajudar na diferenciação de alguns gêneros de bactérias 
como, por exemplo: E. coli (usualmente +) do grupo Klebsiella-
Enterobacter (-). 
1) Produção de H2S 2) Motilidade 3) Produção de Indol 
A) Negativo A) Móvel A) Indol Negativo 
B) Positivo B) Imóvel B) Indol Positivo 
 
 Citrato de sódio é um sal de ácido cítrico componente orgânico encontrado 
como um dos metabólitos no ciclo de Krebs. 
 
 Este teste visa determinar se um microrganismo é capaz de utilizar citrato 
como uma única fonte de carbono para o seu metabolismo, resultando em uma 
alcalinidade no meio. 
 
 As bactérias citrato positivas crescem usando sais de amônia (N2) como fonte 
de nitrogênio, liberando amônia e consequentemente deixando o meio alcalino. 
O indicador de pH é o azul de bromotimol, que em meio ácido fica amarelo e em 
meio básico, azul. 
Citrato de Sódio Produtos Metabólicos Alcalinos 
Azul de Bromotimol 
pH 7,6 Azul 
Azul de Bromotimol 
pH 6,9 Verde 
Enzima 
Este teste verifica a habilidade de um 
microrganismo em utilizar a ureia, 
formando duas moléculas de amônia 
pela ação da enzima urease 
 
Ureia 2 NH3 + CO2 + H2O) 
Ágar Ureia de Christensen 
Descarboxilação da Lisina 
 Este teste visa determinar a capacidade de descarboxilar a lisina, por 
ação da enzima lisina descarboxilase. 
OBS: Indicador de pH é púrpura de Bromocresol 
Sem inoculação Positivo Negativo 
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Gás em 
Glicose + + + + + + V + + - - - + + + - - - - 
Lactose V + + + + + - - - - - - - - - - - - - 
Sacarose V + + + + + + - + - - - - - - - - - - 
H2S - + - - - - - + + - - - + + + - - - - 
Indol + - - + - - - - + V V - - - - - - - - 
Motilidade V + - - + + + + + - - - + + + + - + + 
Citrato - + + + + + + + V - - - + V V + + + + 
Ureia - - + + - V - + - - - - - - - - - - - 
Lisina V - + + + - + - - - - - + + + - - + + 
Arginina V + - - - + - - - - - - V V V + - - - 
Ornitina V - - - + + + + + - - + + + + - - - - 
DNAse - - - - - - + V V - - - - - - - - + - 
Teste de Suscetibilidade aos Antimicrobianos 
Preparo do inóculo bacteriano: 
 
Objetivo: Obter uma turvação correspondente a 0,5 da escala de 
McFarland (≈1,5 x 10 8 UFC)/mL). 
 
O inóculo bacteriano pode ser obtido por meio do método de crescimento 
ou da suspensão direta da colônia. Independentemente do método de 
preparação do inóculo, antes da inoculação das placas, a turbidez da 
suspensão bacteriana deve ser mensurada com o auxílio de um 
turbidímetro ou de um cartão com listas. 
 Método da suspensão da colônia direta: 
 
 Com o auxílio de uma alça bacteriológica ou swab, transferir 3 a 4 colônias 
com a mesma morfologia e inoculá-las em 3 a 4 mL de caldo de TSB, 
solução fisiológica a 0,9%, ou caldo de Müeller-Hinton; 
 
Comparar o inóculo com a escala 0,5 de McFarland; 
 
Esse método é habitualmente utilizado para culturas com no máximo 24 
horas de crescimento provenientes de meios não seletivos. 
 Inoculação da placa 
 
Dentro de 15 minutos após o ajuste do inóculo, proceder à semeadura 
intoduzindo um swab estéril na suspensão bacteriana ajustada a 0,5 da 
escala de McFarland, comprimir o swab contra a parede interna do tubo 
para retirar o excesso do inóculo e semear a superfície do ágar em três 
direções diferentes; 
Deixar a placa semeada secar por 5’ à TA, para que o inóculo seja 
completamente absorvido pelo ágar antes de aplicar os discos. Não 
ultrapassar o período de 15’ entre a semeadura e a colocação dos discos. 
Caso o disco seja colocado com a placa ainda muito molhada, poderá 
ocorrer o deslizamento deste no ágar. 
 Aplicação dos discos 
 
Placas de 150 mm: colocar no máximo 12 discos; 
Placas de 90 mm: colocar 5 discos; 
Para Haemophilus spp., Streptococcus spp. e Neisseria gonorrhoeae, 
colocar no máximo 9 discos nas placas de 150 mm, pois o diâmetro 
dos halos de alguns antibióticos pode ser muito grande, podendo 
gerar confluência dos halos de inibição e dificultar a leitura. 
Ágar HTM: TSA p/ 
Haemophilus e Neisseria 
OBRIGADO PELA 
ATENÇÃO!!!