Análise de exames parasitológicos

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ANÁLISE DE EXAMES PARASITOLÓGICOS 
− Exemplos de doenças parasitárias 
• Chagas; Malária 
• Leishmaniose; Esquistossomose 
• Tricomoníase; Toxoplasmose 
• Giardíase; Ascaridíase 
• Amebíase; Tricuríase 
• Estrongiloidíase; Filariose linfática 
− Fatores que aumentam prevalência de parasitoses 
• As populações mais expostas a pobreza têm prevalência de doenças parasitológicas 
• Baixa renda, baixo nível socioeconômico, pouca infraestrutura urbana, água encanada, pouco acesso à 
serviços de saúde, regiões de periferia, entre outras condicionantes sociais 
• A OMS criou uma lista de doenças tropicais negligenciadas, as quais possuem muitas parasitoses e são 
mais incidentes em áreas pobres e isso leva a menor interesse industrial para desenvolvimento de 
medicamentos, vacinas e tratamentos de baixo custo 
✓ Exemplos: doença de chagas, leishmaniose, oncocercose, esquistossomose, teníase/cisticercose, 
helmintos geofílicos, entre outros. 
• Assim, isso cria um ciclo vicioso em que as populações pobres estão continuamente se infectando e 
reinfectando com parasitoses 
− A maior parte das doenças parasitárias estão em regiões tropicais, mais associadas às regiões pobres 
 
 
− Desafios para o diagnóstico 
• Há pouco arsenal terapêutico e diagnóstico para lidar com essas doenças, principalmente pela falta de 
investimento em desenvolvimento de novos métodos 
• O método precisa ser acurado para determinar quem está infectado e quem não está. Além disso os 
métodos precisam ser baratos, de fácil acesso e de fácil manuseio, para que os países de baixa renda 
possam ter acesos a ele 
− Diagnóstico clínico-epidemiológico 
• Os traços clínicos são de fundamental importância para diagnosticar os casos 
• Além disso, deve-se levar em conta o quadro epidemiológico 
• Diversas localidades têm endemias, como leishmaniose visceral (Rondonópolis), malária (Amazônia), 
doença de chagas (norte/nordeste) 
− Diagnóstico laboratorial 
• É fundamental levar em conta o diagnostico laboratorial e ele anda correlacionado com o diagnóstico clínico-
epidemiológico 
• Os principais métodos diagnósticos são os: 
✓ Métodos parasitológicos – demonstram a presença do parasita na amostra 
✓ Métodos imunológicos – demonstra anticorpos ou antígenos específicos do parasita 
✓ Métodos moleculares – identifica o material genético do parasita 
• Para o diagnóstico laboratorial é preciso dividir os parasitas em 2 grandes grupos: 
✓ Os parasitas sanguíneos e teciduais; 
✓ Os parasitas intestinais. 
 
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PARASITAS 
− Helmintos 
• Geralmente ficam soltos no lúmen intestinal, sangue, etc 
• Os ovos são usados para reprodução do parasito e para diagnóstico, pois ovos eliminados nas fezes são 
uteis para diagnostico de parasitoses intestinais 
• As larvas também podem ser eliminadas pelas fezes e usadas no diagnostico (estrongiloidíase – patógeno 
oportunista) 
• 
 
− Protozoários 
• Geralmente ficam aderidos a parede intestinal 
• Eliminam cistos, oocistos e trofozoítos 
• Eles podem se reproduzir assexuadamente quando está aderido na parede intestinal e depois se soltar, 
passando por um processo de transformação, formando um cisto (forma de resistência), o qual é eliminado 
pelas fezes 
✓ Cistos são trofozoítos que se descolam da parede intestinal e iniciam encistamento 
• Os trofozoítos são formas maduras do protozoário 
• Se o trânsito intestinal for muito rápido, é possível que haja eliminação de trofozoítos, pois não há tempo 
suficiente para completar o encistamento 
• 
 
ENTEROPARASITOSES 
− Os parasitas intestinais pertencem ao grupo dos protozoários e helmintos. 
− Cerca de 2 bilhões de pessoas apresentam infecção por algum helminto ou protozoário intestinal (WHO, 2007), 
sendo que possuem uma elevada prevalência na infância, devido maior exposição e sistema imune imaturo. 
− Elas são mais comuns em crianças até 10 anos, devido sua maior exposição as fontes de infecção e pelos baixos 
índices de higiene pessoal 
ENTEROPARASITOSES MAIS PREVALENTES NO BRASIL 
− Protozoários: 
• Amebíase (Entamoeba hystolitica) 
• Giardíase (Giardia duodenalis) 
• Criptosporidíase (Cryptosporidium spp.) 
• Ciclosporíase (Cyclospora spp.) 
• Isosporíase (Isospora spp.) 
− Helmintos: 
• Esquistossomose (Schistosoma mansoni) 
• Fasciolíase (Fasciola hepática) 
• Teníase/Cisticercose (Taenia spp.) 
• Himenolepíase (Hymenolepis nana) 
• Ascaridíase (Ascaris lumbricoides) 
• Ancilostomose (Necator americanos) 
• Tricuríase (Trichuris trichura) 
• Estrongiloidíase (Strongyloides stercoralis) 
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• Enterobíase (Enterobius vermicuralis) 
 
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES - EPF 
− Propicia o diagnostico parasitológico da infecção por protozoários e/ou helmintos intestinais pela demonstração 
da forma parasitária (cistos, oocistos, trofozoítos, ovos, larvas, vermes adultos ou fragmentados) eliminadas nas 
fezes 
− Os cistos costumam ser muito menores que os ovos e os ovos, entre si, tem tamanhos diferentes 
− Além disso, esses os parasitos têm peculiaridades biológicas, como: 
• Na strongiloidíase, as lavas são como formas de resistência 
• Na enterobiose (oxiúros), as fêmeas com ovos migram para a região perianal, onde eclodem e liberam os 
ovos. Depois que eclodem, elas morrem e ficam na região perianal 
• Proglotes com ovos são um pedaço do corpo da tênia → é um verme que pode chegar a 20cm a porção 
final do seu corpo tem as proglotes gravidas que se destacam sozinhas do corpo da tênia e são liberadas 
nas fezes, no ambiente, roupa intima, ... 
 
− A POSITIVIDADE DO EXAME vai depender de diferentes fatores: 
• ESTÁGIO DA INFECÇÃO: o início da infecção pode não dar evidências → falso negativo 
• ELIMINAÇÃO DE OVOS DE FORMA INTERMITENTE 
• PORÇÃO DA AMOSTRA ANALISADA → os ovos e cistos não se distribuem de forma homogênea no 
material fecal e por isso, a amostra analisada pode não conter evidências 
• INTENSIDADE DO PARASITISMO 
• MÉTODO EMPREGADO NO PROCESSAMENTO DA ANÁLISE 
• UM RESULTADO NEGATIVO EM UMA ÚNICA AMOSTRA NÃO ELIMINA A POSSIBILIDADE DE UMA 
PARASITOSE 
 
ETAPAS DO EPF 
− O EPF é dividido nas fases: coleta de material e conservação, processamento, análise e resultado final. 
COLETA DO MATERIAL E CONVERSAÇÃO 
− Orientações e instruções ao paciente 
− Oferecer frasco coletor limpo, seco, com boca larga, tampa de rosca e hermeticamente fechado 
− Não deve haver contato do coletor com região perianal 
− Não contaminar amostra com urina, terra e água 
− Coletar as fezes em qualquer horário em um recipiente ou papel e depois transferi-las para o frasco 
− Após a coleta, encaminhar em até 2 horas para o laboratório 
− Se a coleta foi feita a noite, manter na geladeira até o próximo dia e entregar pela manhã 
− Em casos de amostras múltiplas, pode-se levar a amostra no dia que foi coletada, ou pode-se armazenar as 
fezes em um pote especial com conservante → orienta-se o paciente fazer a correta homogeneização da amostra 
no conservante 
PRESERVAÇÃO DO MATERIAL COLETADO 
− Os conservantes devem ser usados quando se faz coletas múltiplas 
− Eles preservam a integridade das estruturas parasitadas, o que permite maior tempo para analisar o material 
− Coleta do material 
• Orientações e instruções ao paciente. 
• Frasco coletor deve ser limpo, seco, com boca 
larga, tampa de rosca e hermeticamente fechado. 
• Coletar as fezes em qualquer horário do dia em 
penico, recipiente limpo e seco ou papel higiênico e 
depois transferi-las para o frasco coletor. 
• Evitar contaminação por urina, terra e água. 
• Após a coleta, encaminhar em até duas horas ao 
laboratório. 
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• Caso não seja possível, refrigerar (5 – 10 °C) e encaminhar ao laboratório em até 24 horas após a coleta. 
 
PROCESSAMENTO E ANÁLISE 
− Há vários métodos de concentração e análise de fezes. O médico pode solicitar um específico ou ainda, a escolha 
pode ficar a critério do laboratorista 
− Questões Norteadoras parao Processamento e Análise 
• Há alguma suspeita clínica? 
• Qual a consistência das fezes? Fezes liquidas devem ser processadas mais rapidamente, pois fezes 
diarreicas contém trofozoítos, os quais tem viabilidade muito pequena fora do hospedeiro (30-60 min) 
• As fezes estão conservadas? Se não estiverem preservadas, pode-se haver interferência na análise 
 
Esquema com métodos de análise de parasitos 
 
MÉTODO MACROSCÓPICO 
− Consiste em olhar as fezes coletadas e analisá-las diretamente 
− As fezes precisam estar FRESCAS 
− Avalia-se: 
• Odor e cor 
• Presença de sangue ou muco 
• Presença de proglotes ou vermes adultos 
• Consistência das fezes – sólidas, líquidas, ... 
✓ Fezes SÓLIDAS → maior probabilidade de encontrar CISTOS 
✓ Fezes LIQUIDAS → maior probabilidade de encontrar TROFOZOÍTOS 
− Depois de fazer o exame macroscópico, se faz o exame microscópico 
MÉTODO MICROSCÓPICO DIRETO 
− Possui baixa sensibilidade, porém é recomendado para pesquisar TROFOZOÍTOS 
− Pode-se usar as fezes cruas e misturar com solução salina e depois, esfregar no microscópio diretamente 
− Esse é um exame microscópico, em que se faz com microscópio óptico e se pesquisam larvas, cistos e 
principalmente trofozoítos, que tem melhor visualização 
− Esse exame não é tão confiável. Se ele der negativo, é preciso pedir outro exame para confirmar. 
COLORAÇÃO 
− Ao fazer a análise microscópica, é necessário fazer coloração para identificar os parasitos 
− O corante é útil para diferenciação de cistos, trofozoítos e larvas 
− Ovos podem ser identificados sem corantes 
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− Para coloração temporária, pode diversos corantes, como lugol (iodo), quensel, solução de azul de metileno de 
Nair para coloração temporária 
− Para coloração permanente se usa hematoxilina férrica ou tricômio 
MÉTODOS DE CONCENTRAÇÃO 
− Eles aumentam a sensibilidade e a capacidade de detecção do EPF pela concentração de cistos, oocistos, ovos 
ou larvas nas preparações 
− Ajudam a eliminar detritos fecais (restos de comida, detritos), para ajudar na identificação morfológica no 
microscópio 
− Os métodos mais comuns empregam diferenças de densidades entre os ovos, cistos, ..., e detritos fecais. Esses 
métodos podem ser feitos de forma espontânea ou por meio de centrífugas: 
− Podem ser classificados em: 
 
• MÉTODOS DE SEDIMENTAÇÃO OU CENTRÍFUGO-
SEDIMENTAÇÃO: mais indicados para ovos mais pesados e de maior 
densidade. 
✓ A sedimentação espontânea por gravidade ou centrifugação 
favorece a deposição das formas parasitárias 
✓ Espera-se que ovos, larvas e cistos sejam encontrados no 
precipitado que fica ao fundo do recipiente cônico 
✓ Primeiro o material fecal é misturado em água e em seguida ele é 
filtrado em peneiras ou gases. O líquido que é obtido pelo 
processo de filtração é deixado para decantar por pelo menos 2 
horas. Depois se pega um pouco da amostra sedimentada, com 
pipeta ou canudinho e coloca em uma lâmina, depois se faz 
coloração com o lugol e se analisa sob microscopia óptica. 
✓ Esse método chama-se método de Método de Hoffman, Pons e Janer (HPJ) ou Lutz 
✓ É qualitativo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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• MÉTODO DE FLUTUAÇÃO OU CENTRÍFUGO-FLUTUAÇÃO: indicados para estruturas mais leves 
como cistos, ovos leves e de baixa densidade 
✓ A flutuação emprega reagentes de densidade mais alta que ovos, oocistos e cistos, que por sua vez, 
flutuam na superfície da solução 
➢ Usa-se cloreto de sódio, sacarose, sulfato de zinco, sulfato de magnésio 
✓ Método de Willis: se coloca a amostra + NaCl em uma vidraria. No topo da vidraria, na região de 
tensão superficial da solução, coloca-se uma lâmina. Espera-se que os parasitas que têm baixa 
densidade vão flutuar e entrar em contato com a lâmina. Depois ela pode ser analisada no microscópio 
✓ Método de Faust: centrifuga-se o material e depois se retira a parte sobrenadante com uma alça de 
platina. 
✓ → O importante é o topo do sobrenadante e não o sedimento 
✓ 
 
MÉTODOS PARA PESQUISA DE LARVAS 
• MÉTODO DE BAREMANN-MORAES 
✓ Baseia-se no termotropismo e hidrotropismo positivo de larva de nematódeos 
✓ As fezes precisam estar frescas e sólida. 
✓ Como faz? Na ponta de um funil adapta-se uma mangueira (tubo de hemólise). Então coloca-se as 
fezes enroladas em uma gaze dentro do funil e adiciona-se água morna a 45°C. as larvas que estão 
presentes nas fezes tendem a deixar as fezes e migrar – descendo para a base do funil. 
✓ As larvas ficaram retiras na base da ponta do funil e depois de um tempo, tira-se um grampo que 
impedia a água de passar pela mangueira. Assim, as larvas caem para o tubo de hemólise e depois, 
pode-se analisar esse material 
✓ Esse método é muito útil, principalmente para strongiloidíase. Contudo, as larvas de Strongiloides 
stercoralis não são encontradas com facilidade e nem sempre são liberadas. Esse método aumenta 
a chance de encontrar elas. 
✓ OBS: existem situações especiais, como a ancilostomíase em que haja constipação intestinal nos 
pacientes. Quando as fezes estão a muito tempo no intestino, os ovos do ancilostomídeo podem 
eclodir no intestino do paciente e pode ocorrer presença de larvas nas fezes. Em fezes que foram 
coletadas a muito tempo, pode ocorrer isso também → lembrando que em condições usuais, são 
eliminados ovos na ancilostomose. 
✓ 
 
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• MÉTODO DE RUGAI 
✓ As fezes precisam estar frescas 
✓ Tem o mesmo embasamento que a técnica de Baermann-Moraes: termotropismo e hidrotropismo 
positivo. Há algumas modificações apenas: 
➢ As fezes são colocadas, envoltas em gaze, com água morna em um cálice de sedimentação 
➢ Depois que ocorre a sedimentação, o precipitado é colhido e observado sob microscópio 
✓ Deve-se fazer coloração com lugol 
➢ 
 
MÉTODOS DE CONCENTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO 
• MÉTODO DE KATO-KATZ 
✓ É um método qualitativo e quantitativo 
✓ Fornece a presença e a quantidade do parasito na amostra, sob o critério do OPG (Ovos Por Grama 
nas Fezes) 
✓ Atualmente recomendado pela OMS para diagnóstico de infecções por helmintos transmitidos pelo 
solo e esquistossomose 
✓ As fezes precisam estar FRESCAS 
✓ Tem um kit feito pelo ‘Bio-Manguinhos’ e é usado para fazer o exame. Coloca-se sobre uma lâmina a 
placa codificadora. Depois coloca-se uma amostra de fezes sobre um papel e depois coloca-se tela, 
a qual filtra material fecal. Após ter passado pela tela, coloca-se o material filtrado na placa 
codificadora e coloca-se sobre as fezes uma lamínula já colorida. Depois a lâmina fica por 30 min e 
depois disso, a lâmina pode ser observada no microscópio. O número de ovos encontrados será 
multiplicado por 24 para que se tenha o número de ovos/grama de fezes. Essa lâmina também pode 
ser guardada por meses. 
✓ Os ovos de ancilostomídeos desaparecem depois de 6 horas. 
✓ Para que a lâmina possa ser reexaminada depois de meses, coloca-se uma gota de água ou salina é 
colocado sobre a lâmina para reidratação dela. Depois disso, pode-se observar no microscópio. 
✓ Esse teste pode ser usado para diagnostico esquistossomose, geohelmintos e fascíola hepática 
✓ Não recomendado para cistos de protozoários, porque não é possível visualizar eles no microscópio 
com essa técnica 
✓ As fezes precisam estar frescas 
 
• MÉTODO DE GRAHAM OU DA FITA GOMADA 
✓ Utilizado para diagnóstico de enterobíase (Enterobius vermicularis). Isso ocorre porque as fêmeas 
gravidas eclodem seus ovos na região perianal. Assim, coloca-se uma fita adesiva na região perianal 
do paciente. Depois coloca-se a fita em uma lâmina e observa-a no microscópio óptico 
✓ O campo que se observa no microscópio é limpo, devido à ausência de fezes 
✓ Deve-se fazer a coleta ao amanhecer antes da higiene pessoal 
✓ Para identificação de ovos, não é necessário corante 
✓ O corante de katu-kats é usado para promover uma clarificação da lâmina, devido a grande 
quantidade de fezes. Quando se usa o corante, pode-se clarificar o material,facilitando a visualização 
do campo 
RESULTADO FINAL 
GIÁRGIA DUODENALIS 
− Os cistos de ameba são menores. Eles são pequenos e tem maior refringência (brilho) no campo. 
− Há feixes de fibrilas no cisto. Quando o cisto de desencista e da origem aos trofozoítos, as fibrilas originam os 
flagelos 
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− Apresenta delicada membrana destacada do citoplasma. No seu interior encontram-se dois ou quatro núcleos, 
um número variável de fibrilas (axonemas de flagelos) e os corpos escuros com forma de meia-lua e situados no 
polo oposto aos núcleos. 
ENTAMOEBA HISTOLYTICA / ENTAMOEBA DÍSPAR 
− É o agente etiológico da amebíase 
− Os cistos de E. h. são idênticos aos da E.d. e por isso é fácil confundir elas 
− Se conseguir visualizar de 2-4 núcleos, tem maior chance de ser E.h. 
− Pequena esfera medindo 8-20 µm de diâmetro. No seu interior encontra se de um a quatro núcleos com 
membrana um pouco mais escura e cariossoma central, pode haver vacúolos de glicogênio 
ENTAMOEBA COLI 
− Tem cisto maior que a Entamoeba histolytica. Tem muitos núcleos, podendo ter até 8 núcleos 
− É transmitida por água e alimentos contaminados com fezes 
− Não é patogênica para ser humano. Vive em comensalismo no intestino grosso 
− Mesmo que essa espécie não seja patogênica, um resultado positivo indica que o indivíduo esta exposto a fontes 
de contaminação e por isso, convém administrar antiparasitário 
− Pequena esfera medindo 15-20 µm, contendo até oito núcleos, com corpos cromatóides finos, semelhantes a 
feixes ou agulhas 
− Obs: embora Entamoeba coli seja comensal e não gere patologia, seu achado é um sinal de alerta, pois indica 
exposição do paciente, o qual pode ir a contrair outros parasitas pela mesma via da E.coli. 
STRONGYLOIDES STERCORALIS 
− No meio do corpo da larva é possível visualizar um primórdio genital 
− A cauda é pontiaguda 
− É possível identificar um vestíbulo bucal 
− Nos ancilostomideos, a cauda é bifurcada 
− Apresenta vestíbulo bucal curto, primórdio genital visível e cauda pontiaguda. 
ÁSCARIS LUMBRICOIDES 
− Tem uma membrana mamilonada 
− É grande 
− Grandes com cerca de 50 µm de diâmetro, ovais e com cápsula espessa. Apresenta uma membrana externa 
mamilonada. Internamente apresentam uma massa de células germinativas. 
HYMENOLEPIS NANA 
− Comum em crianças 
− Não é uma infecção grave geralmente 
− Esse ovo é conhecido como chapéu de mexicano, devido a semelhante com um ao ser visto de cima 
− Esféricos, transparentes e incolores, medem cerca de 40 µm de diâmetro. Apresentam uma membrana externa 
delgada envolvendo um espaço claro. internamente apresentam outra membrana envolvendo a oncosfera. Essa 
membrana interna apresenta dois mamelões claros em posições opostas, dos quais partem alguns filamentos 
longos (sua dupla membrana cria um aspecto de sombreiro mexicano ao ser observado no microscópio). 
ANCYLOSTOMA DUODENALIS / NECATOR AMERICANUS 
− Duas espécies causam ancilostomíase humana. Os ovos são idênticos nessas duas espécies. O curso clinico é 
parecido 
− A diferença é a área de ocorrência das infecções, 
− A. duodenalis tem características de áreas tropicais com temperaturas amenas 
− N. americanus prefere temperaturas mais elevadas – mais prevalente no Brasil 
− O aspecto do ovo é elipsoide e com um espaço transparente entre a sua membrana e seu interior 
− Mede de 56 a 76 µm de comprimento. É um ovo elipsóide de casca fina e transparente, de forma ovóide com 
massa embrionária no interior. 
ENTEROBIUS VERMICULARES 
− Tem aparência de D – é meio elipsoide e alongado 
− Tem membrana dupla transparente 
− Mede cerca de 50 µm de comprimento por 20 µm de largura. Apresenta o aspecto grosseiro de um D, pois um 
dos lados é sensivelmente achatado e o outro é convexo. Possui membrana dupla, lisa e transparente. 
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LAUDO 
− O laudo deve conter minimamente: 
• Métodos executados 
• Observação sobre o número de amostras colhidas 
• Aspecto macroscópico das fezes 
• Achados patogênicos e não-patogênicos 
• Formas evolutivas encontradas 
• Nome científico dos parasitos encontrados 
CONSIDERAÇÕES FINAIS 
− A combinação de métodos de concentração aumenta a precisão dos resultados 
− Recomenda-se minimamente a realização de um método mais geral (HP por exemplo) e um método específico 
para pesquisa de larvas (rugai por exemplo) 
− Deve-se solicitar pelo menos 3 amostras de fezes e elas devem ser examinadas em triplicata – 3 amostras 
− A coleta para controle de cura pode ser feita de 1-2 semanas após tratamento