Parasitologia_Exame de fezes

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Exame parasitológico de fezes
Prof.ª Msc. Camila Amato Montalbano
Doutoranda do PPGDIP-UFMS
Parasitoses intestinais – Relevância
10% população mundial
Giardíase
Ascaridíase
3,5 milhões pessoas
200 milhões pessoas
1,2 bilhão pessoas
Estrongiloidíase
Amebíase
Parasitologia Básica
Aula 03: Exames Parasitológicos de Fezes
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Exame parasitológico de fezes
Detecção de trofozoítos e cistos de protozoários, ovos, larvas e vermes adultos de helmintos
Helmintos intestinais (principais)
		
		Nematelmintos		Ascaris lumbricoides
					Ancilóstomos
					Strongyloides stercoralis
					Tricocephalus trichiura
					Enterobius vermiculares
		
		Platelmintos		cestoda		Taenia
							Hymenolepis
					trematoda	Schistosoma
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Exame parasitológico de fezes
Detecção de trofozoítos e cistos de protozoários, ovos, larvas e vermes adultos de helmintos
	Protozoários intestinais (principais)
		
		Sarcomastigophora		Giardia lamblia
					Amebas
							
		Apicomplexa		Cryptosporidium parvum
					Cyclospora cayetanensis
					Isospora belli	
		Ciliophora		Balantidium coli
		Microscopora		Microsporídeos
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Aula 03: Exames Parasitológicos de Fezes
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Exame parasitológico de fezes
Parasitologia Básica
Aula 03: Exames Parasitológicos de Fezes
Fase pré-analítica
1- Receber as fezes em recipiente adequado. 
2- As amostras devem ser correta e completamente identificadas com: o nome do paciente; idade, número de identificação do laboratório; hora da colheita e hora da chegada da amostra ao laboratório. 
As instruções, sobre a coleta de fezes devem ser claras e passadas ao paciente. É importante verificar se o paciente as entendeu, pois é na coleta adequada que se inicia a qualidade do exame parasitológico. 
3- Para um trabalho rotineiro em Parasitologia é recomendável que se realize três exames parasitológicos em dias alternados. 
4- Todos os parasitas observados devem ser relatados pelo nome científico, incluindo gênero e espécie, quando possível, e o estágio que estão. Determinados elementos celulares (GV, GB ou outras células), fungos ou cristais de Charcot-Leyden devem ser assinalados de modo semiquantitativo como: poucos cristais, moderados ou muitos. Também, deverão constar os métodos executados e a consistência das fezes. 
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Exame parasitológico DE FEZES
Parasitologia Básica
Aula 03: Exames Parasitológicos de Fezes
5- Fezes líquidas devem ser examinadas dentro de 30 minutos; semi-sólidas dentro de 1 hora e formadas dentro de 24 horas. Se o exame for realizado depois de 24 horas a amostra deve ser mantida em conservadores tais como: formol a 10%, álcool polivinílico (PVA); o MIF conservador muito difundido composto de mertiolato ou mercurocromo, iodo e formol e o SAF que é um fixador usado para conservar cistos e trofozoítos. 
A proporção utilizada é de três partes de qualquer um dos conservadores para uma parte de fezes. Essa mistura deve ser bem homogeneizada. 
* O formol e o MIF preservam ovos, cistos e trofozoitos para exames a fresco; PVA e o SAF preservam trofozoitos para coloração permanente. 
Coleta da amostra
Cuidados com a coleta da amostra
Antibióticos, antidiarréicos, antiácidos, derivados de bismuto e do bário, laxantes e óleos minerais podem interferir no exame, levando a resultados falso- negativos
				
Uso de antibióticos ou contraste - diminuição do número de protozoários (por semanas)
Rejeitar fezes contendo meio de contraste para Raios X (sais de bário), somente colher as fezes 5 a 10 dias após a ingestão de sais de bário. 
Não administrar purgativos tais como: óleo mineral, óleo de castor ou supositórios, porque é impossível pesquisar protozoários. 
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Material contaminado com urina - destruição de trofozoítos 
Material contaminado com solo ou água - presença de organismos de vida livre
O pote deve estar livre de anti-sépticos, agentes germicidas, gotas de óleo e de urina para evitar a destruição de formas vegetativas
Calor - destruição dos parasitas
Liberação intermitente de formas infectantes
 - E. histolytica - picos de liberação de cistos entre 7 e 10 dias
 - Giardia lamblia - picos de 2 a 8 dias
Coleta da amostra
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Frascos – boca larga, capacidade 50 mL, limpos e vedados; acondicionar em plástico transparente
Coleta da amostra
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Tipos de amostras 
Amostra recentemente colhida
Enviar rapidamente ao laboratório (2h)
		 ou
Manter amostra entre 2–8 °C (12h)
Amostra de fezes diarréicas
Não refrigerar
Exame em 30 minutos (pesquisa de trofozoítos)
Ovos e larvas - diluídos pelo volume maior de água
Amostra em conservantes (MIF)
Exame pode ser realizado até 30 dias após a coleta
Coleta da amostra
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SAF 
Acetato de sódio 1,5g 
Ácido acético 2,9ml. 
Formol 40% 4,0ml. 
Água destilada 92,5ml. 
Uso de solução conservante
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Solução de Lugol (corante)
Iodo 2g 
Iodeto de potássio 4g 
Água destilada 100ml 
MIF 
Água destilada 250ml. 
Sol. mercuriocromo a 1:500 250ml. 
Formol 25ml. 
Glicerina 5ml.
Formol a 10% 
Formol comercial 10ml. 
Solução salina a 0,85% 90ml. 
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Fezes colhidas em conservantes não são adequadas para a realização do método Baermann-Moraes
Coleta da amostra
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Exame macroscópico - verificar a consistência, odor, presença de elementos anormais ( muco ou sangue) e de vermes adultos ou parte deles. 
 Exame microscópico - pesquisar e visualizar as formas parasitárias 
Exame Parasitológico de Fezes - Processos de Enriquecimento
 Tipos de exames
Exame
Aspectos macroscópicos
1- Observar a consistência da amostra. Fezes moles ou líquidas sugerem a possível presença de trofozoítos de protozoários intestinais. Cistos de protozoários são encontrados com mais freqüência em fezes formadas. Ovos e larvas de helmintos podem ser encontrados tanto em fezes líquidas quanto em fezes formadas. 
2- Examinar a superfície da amostra para observar a presença de proglotes de tênias, ancilostomídeos ou oxiúros adultos, por exemplo. 
3- Examinar a amostra fecal com auxílio de um palito (sorvete) para verificar a presença de outros helmintos adultos. 
4- Examinar as fezes quanto à presença de sangue e/ou muco. 
a) sangue fresco (vermelho vivo) indica hemorragia aguda no trato intestinal. 
b) muco sanguinolento sugere ulcerações e uma porção desse material deve, de preferência, ser examinada, ao microscópio, para a procura de trofozoitos. 
Os vermes adultos, quando encontrados, devem ser imediatamente examinados e identificados. 
As tênias são identificadas especificamente pelo exame das proglotes grávidas. As proglotes devem ser fixadas em formol a 10% e depois clarificadas por imersão em glicerina ou solução de lactofenol (1:1). 
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O exame pode ser quantitativo ou qualitativo. Os métodos quantitativos são aqueles nos quais se faz contagem de ovos para avaliação da carga parasitária. O mais conhecido é o de Stoll, mas, o mais empregado atualmente é o de Kato-Katz. 
Os métodos qualitativos são os mais utilizados para a demonstração da presença das formas parasitárias. Freqüentemente o número das formas parasitárias é pequeno, assim é necessário recorrer a processos de enriquecimento dessas formas para concentrá-las 
Exame parasitológico de fezes Microscopia
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Exame parasitológico de fezes Microscopia
Métodos Qualitativos
Exame direto sem coloração
Exame direto com coloração (lugol e colorações específicas)
Concentração por sedimentação espontânea
Concentração por centrifugação
Concentração por centrífugo-flutuação 	
Exames baseados em concentração das larvas
Métodos Quantitativos
Kato-Katz
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Atenção!!!!!!
As fezes enviadas ao laboratório clínico devem ser submetidas a um desses métodos citados. Como não existe um método capaz de diagnosticar, ao mesmo tempo, todas as formas parasitárias o que se faz de rotina é o emprego de um método geral como o de Lutz ou de Hoffmann, Pons e Janer (de fácil execução e pouco dispendioso), um específico para cistos de protozoários e um para a pesquisa de larvas de helmintos.
Exame direto sem coloração e com lugol 
Amostra recentemente colhida, fezes líquidas, amostra de aspirado duodenal – exame até 30 min após coleta
Pesquisa de trofozoítos, cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos 
Desvantagem: Presença de detritos fecais, revela poucos detalhes estruturais
Procedimento:
1- Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma lâmina de vidro. 
2- Tocar com a ponta de um palito em vários pontos das fezes, transferindo uma pequena porção para a lâmina de microscopia. 
3- Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço e examinar ao microscópio. A espessura do esfregaço não deve impedir a passagem de luz. 
4- Este método é indicado principalmente para a pesquisa de trofozoitos de protozoários em fezes diarréicas recém emitidas; para a identificação de cistos de protozoários e larvas de helmintos cora-se a preparação com Lugol. O uso de lamínula é facultativo. 
Cisto E. hystolitica/ E. dispar
Trofozoíto E. hystolitica/E. dispar
Exame com colorações específicas
Hematoxilina férrica ou tricrômico - cistos e trofozoítos de amebas e Giardia lamblia
(*exame direto com coloração ou coloração após método de concentração das fezes)
Trofozoíto Entamoeba hystolitica
Cisto e trofozoíto Entamoeba coli
Cisto e trofozoíto Giardia lamblia
Reagentes 
1- Líquido de Schaudinn (fixador) 
Solução saturada de bicloreto de mercúrio 200 ml 
Álcool a 95% 100 ml 
No momento de uso adicionar 2,5 ml de ácido acético para cada 50 ml. 
2- Alúmen de ferro a 2,5% 
Triturar os cristais de alúmen de ferro em Graal e diluir aos poucos com água destilada. Completar o volume. 
Coloração de trofozoítos intestinais pela hematoxilina férrica (Técnica modificada por Corrêa e cols. 1994) 
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3- Hematoxilina a 0,5% 
Hematoxilina 0,5 g 
Álcool a 95% 10 ml 
Água destilada 90 ml 
Diluir a hematoxilina no álcool e acrescentar a água destilada. Após 72 horas de maturação, o tempo de exposição do material a ser corado, deverá ser de três minutos. 
4- Álcool-salicilato 
Álcool absoluto p.a. 100 ml 
Salicilato de metila 100 ml 
Coloração de trofozoítos intestinais pela hematoxilina férrica (Técnica modificada por Corrêa e cols. 1994) 
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1) Filtrar as fezes, conservadas em Schaudinn ou SAF, em gaze dobrada quatro vezes. 
2) Transferir cerca de 2 ml para um tubo e centrifugar por um minuto a 1.500 rpm. 
3) Desprezar o sobrenadante, acrescentar solução salina a 0,85%, homogeneizar e centrifugar novamente. 
4) Repetir a operação até obter um sobrenadante límpido 
5) Desprezar o sobrenadante e acrescentar, ao sedimento, duas gotas de soro humano inativado. 
6) Misturar bem e fazer esfregaços finos sobre lamínulas. A lamínula deve ser presa a um suporte de borracha pequeno (pode ser utilizada a borracha que serve de rolha em vidro de penicilina) por meio de um entalhe, para facilitar o manuseio e a identificação do material. Desta forma, é possível a coloração de várias amostras ao mesmo tempo. 
7) Sem deixar secar o esfregaço, colocar a lamínula com o esfregaço voltado para baixo, em uma placa de Petri contendo o fixador de Schaudinn com 5% de ácido acético por 10 minutos. 
8) Passar a lamínula com o esfregaço voltado para cima para as placas de Petri subseqüentes, contendo os seguintes reagentes: 
Técnica
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a) álcool 70% (para retirar o excesso de fixador) 2 minutos 
b) álcool 70% iodado, isto é, contento alguma gotas de tintura de iodo até atingir a cor de vinho do porto (para reagir com o mercúrio) 5 minutos 
c) álcool 70% (para precipitar o mercúrio) 2 minutos 
d) lavar em água destilada (para retirar o excesso de mercúrio) 1 minuto 
e) alúmen de ferro 2,5% (mordente que fixa o corante) 10 minutos 
f) lavar em água destilada (para retirar o excesso de ferro) 1 minuto 
g) hematoxilina 0,5% (corante) 5 minutos 
h) lavar em água destilada (para retirar o excesso do corante) 5 minutos 
i) alúmen de ferro 2,5% (diferenciador). Obs: O esfregaço deve permanecer nessa solução até atingir uma coloração lilás clara azulada. 
TÉCNICA
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j) lavar em água destilada 1 minuto 
k) álcool 70% (desidratar) 2 minutos 
l) álcool 80% (desidratar) 2 minutos 
m) álcool 95% (desidratar) 2 minutos 
n) álcool absoluto (desidratar) 2 minutos 
o) álcool-salicilato (para preparar o material para diafanizar) 2 minutos 
p) salicilato de metila 2 minutos 
9) Montar em lâmina de vidro com bálsamo-do-canadá ou em resina sintética com o esfregaço voltado para baixo. 
10) Deixar secar e examinar com objetiva de imersão. 
TÉCNICA
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Exame com colorações específicas
Ziehl Neelsen - oocisto de Cyclospora cayetanensis,
Cryptosporidium e Isospora belli
Benavides et al. Rev Costarricencis Ciências Médicas 2007;28
(*Coloração após concentração das fezes por centrifugação - 10 min)
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Método da sedimentação Espontânea
MATERIAL NECESSÁRIO
Cálice de decantação
Peneira
Gaze dobrada em 4
Água corrente ou destilada
Espátula de madeira (tipo abaixador de língua)
Lâmina e lamínula
Método de Hoffman, Pons e Janer (HPJ) ou Lutz
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Método de Hoffman, Pons e Janer (HPJ) ou Lutz
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Tomar cerca de 4 g de fezes recém emitidas;
Dissolvê-las no próprio recipiente de coleta (frasco padrão para coleta de amostra) utilizando um pouco de água;
Transferir o material dissolvido para um cálice de decantação fazendo filtrar em peneira contendo gaze em 4. 
Completar até ¾ do volume de água;
Deixar repousar em superfície firme e livre de vibrações por no mínimo 2 h;
Retirar o sedimento com pipeta;
Transferir para lâmina de vidro adicionando 2 gotas de solução de Lugol e cobrindo com lamínula. 
Observar ao microscópio em objetiva de 10x.
Método de Hoffman, Pons e Janer (HPJ) ou Lutz
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Métodos com concentração por centrifugação
1- Coletar as fezes recém emitidas em líquido conservador de MIF. 
2- Homogeneizar bem. 
3- Coar a suspensão em gaze cirúrgica dobrada em quatro num copo descartável. 
4- Transferir 1 a 2 ml do filtrado para um tubo cônico com capacidade para 15ml. 
5- Acrescentar 4 a 5 ml de éter sulfúrico e agitar vigorosamente (desengordura a amostra fecal). 
Utilizado na rotina do EPF
Método de Blagg e cols. ou MIFc
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6- Centrifugar por um minuto a 1.500 rpm. 
7- Com auxílio de um bastão, descolar a camada de detritos gordurosos da parede do tubo. 
8- Inverter o tubo para desprezar o líquido e limpar as paredes com um bastão contendo algodão na extremidade. 
9- Acrescentar ao sedimento gotas de Lugol. 
10- Coletar 2 a 3 gotas do sedimento, cobrir com lamínula e examinar com as objetivas 10x e/ou 40x.
Métodos com concentração por centrifugação
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Método de Blagg e cols. ou MIFc
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Método de Faust e cols.
Exame microscópico da película flutuante permite a observação dos cistos.
Vantagens: maior sensibilidade para a detecção de cistos
Desvantagens: procedimento mais complexo, requer reagentes específicos
Procedimento1- Diluir 10g de fezes em 20 ml de água 
2- Homogeneizar bem. 
3- Filtrar em gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e transferir para um tubo de Wasserman. 
4- Centrifugar por um minuto a 2.500 rpm. 
5- Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento em água 
.
Concentração por centrífugo-flutuação no sulfato de zinco
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6- Repetir as operações 4 e 5 até que o sobrenadante fique claro. 
7- Desprezar o sobrenadante claro e ressuspender o sedimento com uma solução de sulfato de zinco a 33%, densidade de 1,18 g/ml. 
8- Centrifugar novamente por um minuto a 2.500 rpm. 
9- Os cistos e os ovos leves presentes estarão na película superficial; a mesma é recolhida com alça de platina, colocada numa lâmina junto com uma gota de Lugol e coberta com lamínula. 
O material deve ser examinado imediatamente. O sulfato de zinco pode deformar os cistos e os ovos
Concentração por centrífugo-flutuação no sulfato de zinco
http://slideplayer.com.br/slide/49554/
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Método Kato-Katz
Pesquisa quantitativa de ovos de helmintos (especialmente S. mansoni)
Amostra de fezes de consistência normal, sem conservantes
Quantidade determinada de fezes (40 – 60 mg), corada com verde malaquita, é observada ao microscópio, permitindo a determinação do número de ovos por grama de fezes
Vantagens: método quantitativo; maior sensibilidade para a detecção de ovos de S. mansoni
Desvantagens: tempo do procedimento (1 – 2 horas), requer materiais especiais
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Método Kato-Katz
http://slideplayer.com.br/slide/49554/
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1- Preparar uma solução de verde de malaquita de acordo com a seguinte fórmula: 
Glicerina 100 ml 
Água destilada 100 ml 
Verde malaquita a 3% 1 ml 
Essa solução conserva as fezes e clarifica as formas parasitárias. 
2- Cortar papel celofane semipermeável em pedaços de 24 mm por 30 mm e deixá-los mergulhados na solução de verde-malaquita por pelo menos 24 horas. 
3- Colocar, sobre um papel, uma pequena quantidade da amostra fecal. 
4- Comprimir as fezes com um pedaço de tela metálica (marca Ibras, nº 120, fios e trama: 0,09mm) ou similar de náilon. 
Procedimento Kato- Katz
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5- Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e transferi-la, com o auxílio de um palito, para o orifício (6 mm de diâmetro) de um cartão retangular de plástico, colocado sobre uma lâmina de vidro. 
6-Após encher completamente o orifício, retirar o cartão cuidadosamente, deixando as fezes (42 mg) sobre a lâmina. 
7- Cobrir as fezes com o papel celofane. Inverter a lâmina sobre uma folha de papel e comprimi-la. 
8- Após uma hora, examinar ao microscópio contando os ovos presentes na preparação. 
9- O número de ovos encontrados, na preparação fecal, multiplicado por 23, corresponderá ao nº de ovos por grama de fezes. 
Na rotina laboratorial usa-se, com maior freqüência, o método qualitativo. Assim, não há necessidade de se utilizar o cartão retangular. 
Este método é indicado para pesquisa de ovos de S. mansoni, A. lumbricoides, T. trichiura e Ancylostomidae. Cistos de protozoários não são visualizados nessa preparação. 
Não é possível a execução deste método em fezes diarréicas. 
Procedimento Kato- Katz
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http://pt-br.aia1317.wikia.com/wiki/Arquivo:Kato-katz.png
Ovos de nematelmintos e cestodas em fezes humanas
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Método de Baermann e Moraes
1- Colocar 8 a 10g de fezes numa gaze dobrada em quatro sobre um funil de vidro, contendo um tubo de borracha conectado à extremidade inferior de sua haste. 
2- Obliterar o tubo de borracha com um pinça de Hoffman e adicionar, ao funil, água aquecida (45ºC) em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes. 
3- Deixar uma hora em repouso. 
4-Colher 5 a 7 ml da água em um tubo de centrífuga, abrindo-se a pinça. 
5- Centrifugar um minuto a 1.000 rpm. 
6- Coletar o sedimento, corar com Lugol e examinar ao microscópio com objetiva 40x. 
Maior sensibilidade para a detecção de larvas, simplicidade de execução
Métodos baseados em hidrotropismo das larvas
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1- Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em ter gazes, fazendo uma pequena “trouxa”. 
2- Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada para baixo, num cálice de sedimentação, contendo água aquecida (45ºC), em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes. 
3- Deixar em repouso por uma hora 
4- Coletar o sedimento no fundo do cálice, com ajuda de uma pipeta. 
5-Corar as larvas com Lugol e observá-las com o maior aumento para identificá-las. 
Fezes diarréicas (as larvas morrem muito rapidamente) ou coletadas em conservador não se prestam para esses métodos. 
MÉTODO DE RUGAI
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Método de Baermann e Moraes e Método de Rugai
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Método de Baermann e Moraes
Método de Rugai
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Fezes recentemente colhidas - larvas Strongyloides stercoralis mais frequentes
Larva rabditoide de S. stercoralis - 180-380µm x 14-20µm, vestíbulo bucal curto (2-3µm), primórdio genital ovóide, grande e nítido. Cauda afilada. 
Larvas de nematelmintos
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Em fezes com mais tempo de coleta, ou de constipação intestinal, as larvas podem ser de Strongyloides stercoralis ou de Ancilostomídeos que eclodiram dos ovos eliminados nas fezes 
Strongyloides
Ancilostomídeos
Filarióide Maior, cauda bifurcada, esôgado cilíndrico e reto
Filarióide Vestíbulo bucal longo, cauda pontiaguda, bainha, esôfago 1/3 comprimento
Rabditóide Vestíbulo bucal longo, genital pequeno
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Método da fita gomada (fita adesiva, Graham)
Pesquisa de ovos de Enterobius vermicularis e Taenia sp que, se presentes na região perianal, aderem à fita gomada e podem ser observados ao microscópio
Realizado pela manhã, ao acordar, antes de higienização da região perianal
Rápido e de fácil execução
Enterobius vermiculares
Taenia sp (positividade 85%)
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Método da fita gomada
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Outros métodos - tamização
Todo o conteúdo de uma evacuação é passado em uma tela de metal fina sob água corrente (peneirado). As proglotes de Taenia ficam retidas e são examinadas após clarificação com ácido acétido. 
T. solium – ramificações largas, irregulares e dendríticas
T. saginata – ramificações estreitas
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Esquistossomose - diagnóstico
 Exame parasitológico de fezes
 Positivo após 45º dia de infecção
 Sensibilidade depende da carga parasitária e do tempo de infecção
 Métodos: 
 Kato-Katz (quantitativo)
 Métodos de concentração
(identificação dos ovos e avaliação de viabilidade)
 Avaliar amostras múltiplas
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Esquistossomose - diagnóstico
 Biópsia retal – pesquisa de ovos.Maior sensibilidade E Controle de cura
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Pesquisa de anticorpos séricos (IgM, IgG, IgA)
Positividade a partir do 25º dia de infecção
Métodos:
		ELISA – antígenos de vermes adultos ou de ovos
		IFI (imunofluorescência indireta) – substrato de cercária 	ou vermes adultos
Não diferenciam infecção ativa, prévia ou reinfecção
Não são úteis para monitorização do tratamento
Aplicabilidade:
		Estudos epidemiológios
		Diagnóstico em indivíduos com baixa carga parasitária
Esquistossomose - diagnóstico
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Pesquisa de antígenos séricos
Nãodisponíveis comercialmente
Intradermo reação (Shistotest)
Inoculação intradérmica de antígeno de vermes adultos e cercárias. O resultado é considerado positivo quando se observa pápula >10mm após 15’. Pode ser positivo após 48 h. 
Sensibilidade: 85%
Indica contato prévio com S. mansoni, não negativa após tratamento (utilizada para inquéritos epidemiológicos). Não autoriza o tto (MS)
Esquistossomose - diagnóstico
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Ovos fertilizados(exame direto) - Fêmea adulta  
Ascaris lumbricoides
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Larvas filarióide e rabditóide (exame direto)
Ancilostomídeos
http://www.cdc.gov/parasites
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Fêmea adulta - Larva filarióide (exame direto) 
Strongyloides stercoralis
http://www.cdc.gov/parasites
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Fêmea adulta (4 cm) micrografia 
Ovo (exame direto sem lugol) 
Ovo (exame direto com lugol) 
Tricocephalus trichiuris
http://www.cdc.gov/parasites
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Enterobius vermiculares
http://www.cdc.gov/parasites
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Taenia sp
Taenia solium
Taenia saginata
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Trofozoítos e cisto  corados - cultura 
Giardia lamblia
http://www.cdc.gov/parasites
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Giardia lamblia
Cistos 8-20 µm x 7-10 µm, ovais ou elipsóides. Dois ou quatro núcleos próximos aos pólos, axonemas, número variável de fibrilas. Nítida retração do citoplasma qdo corados. Coloração esverdeada ou castanho–amarelado (lugol) 
Trofozoítos 10-20µm x 5-15µm. Forma de pêra, dois núcleos redondos ou ovóides, cariossoma grande, redondo e central. Na superfície ventral encontra-se de cada lado o disco suctorial. Axonemas dividem o parasito ao meio; corpos parabasais cruzam axonema. Oito flagelos, não visíveis nas preparações coradas. 
http://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticProcedures/stool/morphcomp.html
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Entamoeba histolytica/E. dispar x E. coli
http://www.cdc.gov/parasites
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Pesquisa de sangue oculto nas fezes
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Sangramento gastrointestinal crônico, não observado pelo paciente (não visível a olho nu)
Neoplasias
Pólipos
Úlceras
Hemorróidas
Doença diverticular
Doença inflamatória intestinal
Esofagite, gastrite, sangramento gengival ...
Pesquisa de sangue oculto nas fezes
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Indicações:
Rastreamento do câncer colo-retal
Em associação a exames endoscópicos – retossigmoidoscopia e/ou colonoscopia (1ª escolha)
A partir de 50 anos de idade ou mais precocemente, se paciente com risco elevado (história familiar positiva, polipose adenomatosa familiar, doença inflamatória intestinal...)
Avaliação etiológica da anemia ferropriva
Pesquisa de sangue oculto nas fezes
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Vantagens:
Fácil realização
Não-invasivo
Baixo custo
Desvantagens:
Possibilidade de resultados falso-positivos ou falso-negativos
Não define a origem do sangramento
Resultados positivos habitualmente demandam realização de colonoscopia
Pesquisa de sangue oculto nas fezes
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Métodos
Químicos (Reagentes: guaiaco, orthotoluidina) 
Baseiam-se na atividade de pseudoperoxidase do grupo heme da hemoglobina 
Resina de guaiaco + H2O2
(incolor)
Pesquisa de sangue oculto nas fezes
Atividade peroxidase da Hb
Guaiaco oxidado + H2O
 (azul) 
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Métodos químicos
Interferentes
Alimentos - carne, brócolis, nabo, banana, uva, ameixa
Medicamentos (aspirina, AINES)
Vitamina C em excesso
Requer preparo com dieta específica (3 dias antes do coleta)
Pesquisa de sangue oculto nas fezes
* Indicado análise em 3 amostras de fezes
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Métodos
Imunoquímicos
Anticorpo reagente liga-se à hemoglobina humana (cadeias globina)
Melhor performance (sensibilidade e especificidade)
Menor probabilidade de detecção de sangramento alto (cadeias globina são destruídas no intestino delgado)
Sem necessidade de restrição dietética como preparo para coleta
Pesquisa de sangue oculto nas fezes
* Indicado análise em 3 amostras de fezes
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montalbano.c@hotmail.com
Obrigada!!!!!!!!!
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