APOSTILA BROMATOLOGIA 2019 1

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Prof. Maria Giovana 
Binder Pagnoncelli 
 
 
 
2019.1 
 
CURITIBA - PR 
 
APOSTILA DE AULAS PRÁTICAS 
BROMATOLOGIA 
 Apostila de Aulas Práticas Laboratório de Bromatologia 
____/____/2019 
 
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SUMÁRIO 
 
1. SOBRE A APOSTILA ............................................................................................................................... 3 
2. SEGURANÇA NO LABORATÓRIO ........................................................................................................ 4 
3. CONCEITOS E EXERCÍCIOS DE REVISÃO ......................................................................................... 6 
4. DETERMINACÃO DA COMPOSICÃO CENTESIMAL DE UM ALIMENTO................................... 10 
5. DETERMINAÇÃO DE UMIDADE ........................................................................................................ 11 
6. DETERMINAÇÃO DA FRAÇÃO CINZA ............................................................................................. 13 
7. DETERMINAÇÃO DA FRAÇÃO EXTRATO ETÉREO ....................................................................... 15 
8. DETERMINAÇÃO DA FRAÇÃO FIBRA BRUTA ............................................................................... 17 
9. DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS ..................................................................................................... 19 
10. DETERMINAÇÃO DA FRAÇÃO NIFEXT ........................................................................................... 22 
11. VALOR CALÓRICO TOTAL - VCT ...................................................................................................... 24 
12. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – COMPOSIÇÃO CENTESIMAL ........................................................... 26 
13. AÇÚCARES REDUTORES DE POLPA DE FRUTAS .......................................................................... 31 
14. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – AÇUCARES REDUTORES E TOTAIS ............................................... 35 
15. ÓLEOS E GORDURAS ........................................................................................................................... 38 
16. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – ÓLEOS E GORDURAS ........................................................................ 44 
17. ANÁLISE E EXTRAÇÃO DE PROTEÍNAS PELO MÉTODO DE BIURETO .................................... 47 
18. ANÁLISE E EXTRAÇÃO DE PROTEÍNAS PELO MÉTODO DE BRADFORD ................................ 50 
19. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS .................................................. 53 
20. FERMENTAÇÃO ALCOÓLICA ............................................................................................................ 55 
21. ANÁLISE DE POLPA DE FRUTA ......................................................................................................... 60 
22. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – ANÁLISE DE POLPA DE FRUTA ...................................................... 63 
22. ANÁLISE DA ATIVIDADE ANTIOXIDANTE TOTAL .......................................................................... 66 
23. DETERMINAÇÃO DE IODO NO SAL PARA CONSUMO HUMANO .............................................. 69 
24. IDENTIFICAÇÃO DO ADITIVO GLUTAMATO DE SÓDIO ............................................................. 71 
25. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................................................... 73 
ANEXO................................................................................................................................................................ 74 
 
 
 Apostila de Aulas Práticas Laboratório de Bromatologia 
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1. SOBRE A APOSTILA 
 
 Esse material foi desenvolvido para atender aos alunos que estiverem cursando a disciplina de 
Introdução a Bromatologia, servindo como suporte para as aulas práticas. Os roteiros, inseridos nesse 
material, visam atender a ementa da disciplina em questão e a consolidação do conhecimento através da 
execução experimental. 
 Essa apostila foi elaborada com o auxílio dos monitores e estagiários de Bromatologia e está em 
constante atualização, de acordo com a implantação de novas metodologias e avanços na disciplina. 
 
Profa. Dra. Maria Giovana Binder Pagnoncelli 
 
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2. SEGURANÇA NO LABORATÓRIO 
Um laboratório é um local onde são manipuladas substâncias tóxicas, inflamáveis, corrosivas, etc. A 
minimização dos riscos de acidentes no laboratório passa pela obediência a certas normas. A seguir 
encontram-se algumas normas que deverão ser observadas e seguidas pelos alunos antes, durante e após as 
aulas práticas de Bromatologia: 
 
 O prazo de tolerância para o atraso nas aulas práticas é de 15 minutos, após esse prazo o aluno ficará 
com falta na primeira aula e, consequentemente, redução na nota da prática. No início de cada aula 
prática o professor fará uma explanação teórica da aula e discutirá os pontos relevantes, inclusive em 
relação à segurança dos experimentos. Um aluno que não tenha assistido a uma parte dessa discussão 
irá atrasar seus colegas e até colocar em risco a sua segurança. 
 
 Usar calça e calçado fechado. Essa é uma norma de segurança, uma vez que calça e sapatos fechados 
protegem a pele de eventuais contatos com reagentes danosos. 
 
 O uso do jaleco é obrigatório durante a aula prática. O jaleco é um equipamento de proteção 
individual indispensável ao aluno. 
 
 Não serão toleradas brincadeiras durante as aulas práticas, o grupo deve se concentrar na realização 
das atividades propostas, pois o tempo é exíguo e a prática exige atenção. Aliás, vários acidentes em 
laboratórios de ensino advêm da falta de atenção do aluno. 
 
 Cada grupo será responsável pelo material utilizado durante a aula prática e de tomar nota dos dados 
obtidos nos experimentos. 
 
 O aluno deverá apresentar relatório ou relato da aula prática conforme solicitado pelo professor, no 
dia previsto no cronograma para pontuação referente às aulas práticas. 
 
 Caso o aluno falte a uma aula prática não haverá reposição da mesma. Isso acarretará a perda da 
pontuação referente a essa aula. 
 
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 Nunca realizar experiências que não estejam no roteiro, pois pode ocorrer a liberação de gases 
perigosos, explosões, ejeção violenta de líquidos, etc. 
 
 Quando da diluição de um ácido concentrado, adicionar sempre o ácido à água, lentamente, se 
possível com resfriamento do recipiente onde se realiza a diluição. Nunca adicionar água a um ácido 
concentrado! 
 
 Quando do aquecimento de uma substância em um tubo de ensaio, observar que a boca do tubo não 
esteja direcionada para alguém, pois pode ocorrer uma ejeção de líquido quente. 
 
 Nunca aquecer uma substância inflamável em chama direta, usar sempre um aquecedor elétrico ou 
uma manta de aquecimento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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3. CONCEITOS E EXERCÍCIOS DE REVISÃO 
 
1. Preparo de soluções: 
As soluções em porcentagem podem aparecer de 3 formas: (p/p), (p/v), (v/v). 
 
Ex.: HCl concentrado 37% (p/p), apesar dessa solução estar em peso não deve ser pesada e sim medida 
através da conversão pela densidade. Devido o alto poder corrosivo de soluções concentradas. 
Como se deve prepararHCl 10% (p/v) d=1,19? 
R. 22,71 mL 
 
2. Número de mol 
Ex.: Qual é o número de mols de 100 mL de solução de glicose 10% (p/v) (PM=180 g)? 
R. 0,0556 mol/100mL de solução 
 
3. Solução molar 
1 molar = 1 mol em 1000mL de solução = 1 mol/L 
 
Ex.: Preparar uma solução de H2SO4 (5M) a partir de outra solução de H2SO4 concentrado para um volume 
de 250 mL. 
 
Dados da solução de H2SO4 concentrado: 
 Título = 98% (p/p) 
 D = 1,96 
 PM = 98 
R. 63,78 mL de H2SO4 e completar até 250 mL de solução 
 
4. Conversão de unidade 
kg g mg µg ng 
0,0002 
x1000 
0,2 
x1000 
200 
x1000 
200000 
x1000 
200000000 
x1000 
 
kg g mg µg ng 
0,0002 
/1000 
0,2 
/1000 
200 
/1000 
200000 
/1000 
200000000 
/1000 
 
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5. Porcentagem 
Dizer que algo é "70%" significa dizer que é equivalente a 70 elementos em um conjunto universo de 100 
elementos. 
 
UTILIZANDO OS CONCEITOS ACIMA: 
1. Quantos mols de H2SO4 devem reagir com 0,366 mol de NaOH ? 
*Obs.: sempre verificar se a reação está balanceada. 
__H2SO4 + __NaOH → __Na2SO4 + __H2O 
R. 0,183 mol 
 
2. Se 0,575 mol de CO2 são produzidos pela combustão do propano (C3H8), quantos mols de oxigênio são 
consumidos? 
C3H8 + 5O2 → 3CO2 + 4H2O 
R. 0,958 mol 
 
3. Quantos mols de C estão combinados com 0,60 mol de H no combustível para foguetes, dimetilhidrazina, 
(CH3)2N2H2? R. 0,15 mol 
 
4. Uma mercadoria que custava R$ 24,00 sofreu um aumento passando a custar R$ 28,80. Qual foi a taxa de 
aumento? R. 20% 
 
5. Em junho de 1997, com a ameaça de desabamento da Ponte dos Remédios, em São Paulo, o desvio do 
tráfego provocou um aumento do fluxo de veículos em ruas vizinhas, de 60 veículos por hora, em média 
para 60 veículos por minuto, em média, conforme noticiário da época. Admitindo-se esses dados, o fluxo de 
veículos nessas ruas no período considerado aumentou de quantos porcentos? R. 5.900% 
 
6. O preço de certa mercadoria sofre anualmente um aumento de 100%. Supondo que o preço atual seja de 
R$ 100,00, daqui a três anos qual será o preço dessa mercadoria? R. R$ 800,00 
 
7. Em uma sacola existem 200 caramelos, sendo 110 de frutas e o resto de leite. Quantos caramelos de frutas 
devemos acrescentar nesta sacola para que os caramelos de fruta sejam 70% do total? R. 100 caramelos 
 
8. A concentração do íon Mn
+2
 (aq) pode ser determinada pela titulação com MnO
4-
 (aq) em solução básica. 
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Mn
+2
 (aq) + MnO
4-
 (aq)→ MnO2 (s) 
 
Se 25 mL de uma solução contendo o íon Mn
+2
 requer 37,21 mL de uma solução 0,04162 M de KMnO4, 
calcule a concentração de Mn
+2
 nesta amostra? R. 3,4 g/L 
 
9. Quantos mL de ácido nítrico 69% p/p e densidade 1,41 g/cm
3 
serão necessários para preparar 100 mL de 
uma solução 6 M desse ácido. R. 38,85 mL 
 
10. A análise da concentração de uma substância a em solução foi realizada por espectrofotometria, 
construindo-se uma curva analítica com os padrões indicados na tabela a seguir. a leitura da absorbância da 
amostra de concentração desconhecida forneceu o valor 0,105. Qual é a concentração desta solução? 
R. 0,0003876 
Concentração Absorbância 
0,01 1,6 
0,005 1,00 
0,001 0,16 
0,0005 0,13 
0,0001 0,02 
 
11. 1,24g de ferro impuro foi dissolvido em 20 mL de HCl 3 molar, produzindo cloreto ferroso e hidrogênio. 
Após essa reação, o excesso de HCl foi neutralizado por 10 mL de NaOH 2 molar. Qual é a porcentagem de 
pureza do ferro analisado? 
 
*Obs.: sempre verificar se a reação está balanceada. 
__NaOH + __HCl → __NaCl + __H2O 
R. 90,32% 
 
12. O rótulo de um produto de limpeza diz que a concentração de amônia (NH3) é de 9,5 g/L. Com o intuito 
de verificar se a concentração de amônia corresponde à indicada no rótulo, 5 mL desse produto foram 
titulados com ácido clorídrico (HCl) de concentração 0,1 mol/L. Para consumir toda a amônia dessa 
amostra, foram gastos 25 mL do ácido. Qual a concentração, em g/L, da solução, calculada com os dados da 
titulação? 
 
*Obs.: sempre verificar se a reação está balanceada. 
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__NH3 + __HCl → __NH4Cl 
R. 8,5 g/L 
 
13. Para realizar a titulação de 20 mL de hidróxido de sódio (NaOH) de molaridade desconhecida, foram 
utilizados 50 mL de ácido sulfúrico (H2SO4) 0,2 molar. Qual a molaridade do hidróxido de sódio? 
 
*Obs.: sempre verificar se a reação está balanceada. 
__NaOH + __H2SO4 → __Na2SO4 + __H2O 
R. 1 mol/L 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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4. DETERMINACÃO DA COMPOSICÃO CENTESIMAL DE UM ALIMENTO 
Convencionou-se chamar de composição centesimal de um alimento a proporção em que aparecem, em 100 
gramas de produto considerado, os grupos homogêneos de substâncias do alimento. Também por 
convenção, os grupos homogêneos de substâncias do alimento são os seguintes: 
 
 Umidade ou voláteis à 105oC 
 Cinzas ou resíduo mineral fixo 
 Lipídeos ou extrato etéreo 
 Fibras 
 Proteínas 
 Carboidrato ou NIFEXT, quando por diferença. 
 
A composição centesimal de um alimento exprime de forma grosseira o valor nutritivo desse alimento. 
Entendem-se como substâncias nutritivas, aquelas que são necessárias ao organismo para que este possa 
exibir todas as manifestações vitais bem como as necessárias à construção e reconstrução dos tecidos. 
Podemos, a partir do conhecimento da composição centesimal, verificar a riqueza do alimento em alguns 
grupos homogêneos considerados, assim como verificar, por cálculos, o valor calórico. 
 
1. PREPARO DA AMOSTRA: 
Levar a amostra ao multiprocessador caso a mesma não seja triturada. Se necessário, adicionar água para 
facilitar o processo de homogeneização. Nesse caso, não se esquecer de anotar o peso da quantidade de água 
adicionada. Após homogeneização, pesar quantidade necessária de amostra em placa de vidro ou porcelana 
para secar na estufa. Essa amostra seca será utilizada nas próximas aulas práticas para a determinação dos 
demais grupos homogêneos de substâncias do alimento (extrato etéreo, fibras e proteínas). Após secagem, 
guardar o material em frascos tampados para utilização nas análises posteriores. Anotar o nome do grupo e 
data nos frascos. Guardar a embalagem original do alimento para posteriores discussões dos resultados no 
relatório. 
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5. DETERMINAÇÃO DE UMIDADE 
O teor de água presente em qualquer alimento é de capital importância sob vários aspectos. A água é uma 
substância muito abundante na natureza, é parte de todos os organismos vivos, é indispensável para manter 
os processos biológicos, está presente em todos os alimentos de origem animal e vegetal, isto é, da grande 
maioria dos alimentos e é considerada como adulterante universal dos mesmos. 
Considera-se como umidade, a água presente em um alimento. A água pode estar presente na amostra sob 
duas formas: a água livre, que é aquela simplesmente absorvida no material e a mais abundante, é perdida 
facilmente às temperaturas em torno da ebulição, e a água ligada, dita também adsorvida, compreende água 
de cristalização, ligada a proteínas e sacarídeos e adsorvida nas partículas coloidais. 
Existem muitos métodos para determinar umidade em alimentos. A escolha do métododepende da forma 
sob a qual a água está presente na amostra, da natureza da amostra, da quantidade relativa de água, rapidez 
desejada na determinação e equipamento disponível. 
Os métodos usuais para sua quantificação envolvem a destilação da água presente no alimento e, com isto, 
outros compostos voláteis também são evaporados. Em função da temperatura a que é submetida à amostra 
para evaporação da água, pode haver caramelização de compostos tipo açúcares e proteínas, além da 
degradação de outros componentes. As condições do método determinam a quantidade de umidade perdida, 
o que torna indispensável o método empregado. 
 
1. MÉTODO: 
Gravimétrico com emprego de calor. 
 
2. FUNDAMENTO: 
Este método está baseado na determinação da perda de peso do produto submetido ao aquecimento. A 
maioria dos métodos implica na desidratação da amostra, até peso constante, sob determinada temperatura e 
pressão. 
 
3. MATERIAL / EQUIPAMENTOS: 
 Estufa regulada a 105oC; 
 Balança analítica; 
 Cápsulas de porcelana; 
 Espátulas; 
 Pinça; 
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 Dessecador. 
 
4. PROCEDIMENTO: 
Retirar cápsula do dessecador com pinça. Pesar cápsula de porcelana e anotar esse valor. Tarar a balança e 
pesar cerca de 10 gramas da amostra previamente triturada e homogeneizada (amostra integral), anotando o 
peso indicado na balança. Levar à estufa onde o material será dessecado até peso constante, isto é, quando 
duas ou mais pesagens consecutivas não acusarem mudança de peso. 
A diferença entre o peso da amostra após secagem e o peso da amostra seca nos dará a quantidade de 
umidade na tomada de ensaio. 
 
 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 
peso exato da amostra g g g 
peso da cápsula de porcelana g g g 
peso da cápsula + amostra seca g g g 
 
5. CÁLCULOS 
Calcular a umidade na amostra e em seguida em 100 gramas de amostra, considerando o valor médio da 
triplicata, quando houver. 
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6. DETERMINAÇÃO DA FRAÇÃO CINZA 
Os elementos minerais contidos nos alimentos estão representados nas cinzas. Os mais comuns, e que se 
encontram em maior quantidade são o sódio, cálcio, magnésio, potássio, silício, enxofre e cloro. Há outros 
elementos também encontrados comumente nos alimentos, mas em menor quantidade como acontece com o 
ferro, alumínio, manganês, zinco, cobre, selênio, cobalto entre outros. 
A cinza de uma amostra de alimento vem a ser o resíduo inorgânico que permanece após a queima da 
matéria orgânica. É necessário não esquecer que, na determinação da cinza, o que se busca é conhecer a 
quantidade total de elementos inorgânicos contidos no alimento, sem nos importarmos quais são esses 
elementos. Se for requerido, deve-se utilizar essa cinza, que convenientemente processada e através de 
técnicas ou marchas analíticas específicas, nos indicarão quais são as substâncias de origem mineral 
presentes nos alimentos. 
O teor de cinza obtido vai depender do método e tempo de incineração e temperatura empregada. Para cada 
tipo de amostra existem condições recomendadas que devem ser verificadas antes de proceder a 
determinação. Amostras com alto teor de umidade devem sofrer secagem antes da incineração. Em alguns 
casos recomenda-se uma queima da amostra no bico de Bunsen antes de colocar na mufla. 
 
1. MÉTODO: 
Gravimétrico com emprego de calor 
 
2. FUNDAMENTO: 
Fundamenta-se na perda de peso que ocorre quando o produto é incinerado a 500-550°C, com destruição da 
matéria orgânica, sem apreciável decomposição dos constituintes do resíduo mineral ou perda por 
volatilização. 
 
3. MATERIAL / EQUIPAMENTOS: 
 Forno Mufla; 
 Chapa aquecedora; 
 Capela; 
 Balança analítica; 
 Cadinho de porcelana; 
 Espátulas; 
 Pinça; 
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 Dessecador. 
 
4. PROCEDIMENTO: 
Retirar cadinho do dessecador com pinça. Pesar cadinho de porcelana e anotar esse valor. Tarar a balança e 
pesar cerca de 3 gramas da amostra, anotando o peso exato indicado na balança. Começar a ignição em 
chapa aquecedora lentamente até que toda amostra esteja transformada em massa de carvão. Transferir o 
cadinho para a mufla a 500 - 550°C. Deixar por espaço de tempo suficiente para a total destruição da 
matéria orgânica. Deixar então que a temperatura da mufla baixe a 50 - 80
o
C. Retirar o material e deixar 
esfriar completamente em dessecador. Pesar em seguida. 
A diferença entre o peso bruto do cadinho após incineração e o peso líquido do cadinho nos dará a 
quantidade de cinza na tomada de ensaio. 
 
 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 
peso exato da amostra g g g 
peso da cadinho g g g 
peso da cadinho + cinzas g g g 
 
5. CÁLCULOS 
Calcular as cinzas na amostra e em seguida em 100 gramas de amostra integral e seca, considerando o valor 
médio da triplicata, quando houver. 
 
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7. DETERMINAÇÃO DA FRAÇÃO EXTRATO ETÉREO 
As gorduras ou lipídeos são substâncias insolúveis em água (hidrofóbicas), mas solúveis em solventes 
orgânicos. A determinação de lipídeos em alimentos é feita pela extração com solventes (éter etílico, éter de 
petróleo, etc.) seguida da remoção, por evaporação ou destilação do solvente empregado. O resíduo obtido 
não é constituído somente por lipídeos, mas por todos os compostos que nas condições da determinação, 
possam ser extraídos pelo solvente. Geralmente são pigmentos, vitaminas lipossolúveis, óleos essenciais, 
etc., mas em quantidades relativamente pequenas, que não chegam a ser uma diferença significativa na 
determinação. 
A extração pode ser levada a efeito em um extrator intermitente, sendo o mais comum o aparelho de 
SOXHLET. O solvente usado para esta determinação deve ser anidro, pois traços de umidade provocariam 
a dissolução de açúcares e outros produtos que, assim seriam erroneamente incluídos na fração gordurosa. 
O material colocado no cartucho deve estar previamente dessecado, pois assim o éter penetrará mais 
rapidamente em sua massa, além de ser prevenida a possível extração conjunta de substâncias indesejáveis 
solúveis em água, bem como o arraste da própria água, o que provocaria um erro. O material deve estar 
finamente dividido para permitir melhor atuação do solvente. 
O tempo de extração é variável, dependendo da natureza do produto examinado. Ao término da extração 
deve-se recuperar por destilação, a maior parte do solvente utilizado. 
 
1. MÉTODO: 
Método de Soxhlet 
 
2. FUNDAMENTO: 
O método de SOXHLET fundamenta-se no fato de que o solvente orgânico (éter etílico) atua diversas vezes 
sobre a amostra, a fim de retirar por solubilização, toda gordura. É um método gravimétrico e está baseado 
na perda de peso do material submetido à extração com éter etílico, ou na quantidade de material dissolvido 
pelo solvente. O resíduo obtido não é, na verdade, constituído unicamente por triglicerídeos, mas por todos 
os compostos que, nas condições da determinação, possam ser extraídos pelo solvente. Geralmente são 
fosfatídeos, esteróis, vitaminas A e D, carotenóides, óleos essenciais, etc., mas em quantidades 
relativamente pequenas, que não chegam a representar uma diferença significativa na determinação. 
 
3. MATERIAL / EQUIPAMENTO: 
 Cartucho de SOXHLET ou papel de filtro; 
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 Extrator de SOXHLET; 
 Balão Volumétrico; 
 Éter etílico anidro; 
 Balança analítica; 
 Estufa; 
 Dessecador. 
 
4. REAGENTES: 
 Éter etílico. 
 
5. PROCEDIMENTO: 
Retirar balão do dessecador com pinça. Pesar balão e anotar esse valor. Tarar a balança e pesar cerca de 5 
gramas do material dessecado em papel de filtro (cartucho de SOXHLET), anotando o peso indicado na 
balança. Em seguida, levar o cartucho para o aparelho SOXHLET. Acrescentar a quantidade necessária de 
solvente e montar o aparelho. Proceder à extração. Terminada esta, dois procedimentos são possíveis: 
1 - Dessecar o material extratado até peso constante. A diferença de peso entre a tomada de ensaio e o 
produto final corresponde à quantidade de extrato etéreo da amostra. 
2 - Separado o éter por destilação, eliminar o éter residual em banho-maria. Levar o balão para estufa até 
que duas pesagens consecutivas não mostrem diferença de peso. Para este caso o balão do extrator de 
SOXHLET deverá ser previamente tarado (PROCEDIMENTO ADOTADO). 
 
 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 
peso exato da amostra g g g 
peso do balão g g g 
peso do balão + extrato etéreo g g g 
 
6. CÁLCULOS 
Calcular o teor de extrato etéreo na amostra e em seguida em 100 gramas de amostra integral e seca, 
considerando o valor médio da triplicata, quando houver. 
 
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8. DETERMINAÇÃO DA FRAÇÃO FIBRA BRUTA 
Sob o termo de fibra bruta, encontram-se as frações de celulose, lignina e hemicelulose insolúveis. Fibra 
bruta é a parte dos carboidratos resistente ao tratamento sucessivo com ácido e base diluídos, representando 
a grande parte da fração fibrosa dos alimentos. 
A maior fração da fibra bruta, a celulose, é bem aproveitada pelos ruminantes, uma vez que os 
microrganismos do rúmen são capazes de desdobrá-la formando ácidos graxos voláteis que são fontes de 
energia para esses animais. Ela é também responsável pelo bom funcionamento dos intestinos, estimulando 
seus movimentos peristálticos. 
 
1. MÉTODO: 
Gravimétrico com ataque ácido-básico. 
 
2. FUNDAMENTO: 
Baseia-se no duplo ataque ácido/alcalino da amostra, simulando o que ocorre in vivo, restando apenas as 
fibras insolúveis ou dificilmente solúveis, e essas são quantificadas por gravimetria. 
 
3. MATERIAL / EQUIPAMENTO: 
 Aparelho digestor; 
 Erlenmeyer de boca esmetilhada; 
 Papel de filtro; 
 Bomba de vácuo; 
 Dessecador. 
 
4. REAGENTES: 
 Ácido sulfúrico 0,15 M; 
 Hidróxido de sódio 1,5 M; 
 Álcool etílico; 
 Éter etílico. 
 
5. PROCEDIMENTO: 
Retirar papel do filtro do dessecador com pinça. Pesar o papel de filtro e anotar o valor expresso na balança 
analítica. Reservar. Pesar cerca de 1 grama da amostra seca no balão para o aparelho digestor e adicionar 50 
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mL de ácido sulfúrico 0,15 M. Ferver por 30 minutos, suave e permanentemente, evitando a formação de 
muita espuma. Completado os 30 minutos, retirar do bloco digestor e deixar esfriar por 5 a 6 minutos, e 
acrescentar 25 mL de hidróxido de sódio 1,5 M. Ferver por 30 minutos, tendo as mesmas precauções que na 
digestão ácida. Deixar esfriar e filtrar a vácuo em papel de filtro tarado. 
Terminada a filtragem, no papel de filtro encontram-se as fibras, mas também, restos de reagentes alcalinos. 
Lavar o papel de filtro com água destilada até pH neutro. Atingida a neutralidade, lavar com álcool etílico, 
repetindo 3 vezes a operação, utilizando 5 mL por vez. Repetir a operação, mas, utilizando éter etílico. 
Colocar o papel de filtro na estufa a 105
o 
C. Pesar até peso constante. 
 
 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 
peso exato da amostra g g g 
peso do papel de filtro seco g g g 
peso do papel de filtro + fibras g g g 
 
6. CÁLCULOS 
Calcular o teor de fibras na amostra e em seguida em 100 gramas de amostra integral e seca, considerando o 
valor médio da triplicata, quando houver. 
 
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19 
 
9. DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS 
As proteínas são encontradas quase em todos os alimentos tanto de origem animal (carne, ovo, leite), como 
de origem vegetal (trigo, milho, soja), sendo que, nos primeiros, em geral, encontra-se uma maior 
quantidade e melhor qualidade, já que, nos animais, as proteínas são consideradas como proteínas de Alto 
Valor Biológico (AVB). 
Entre os métodos utilizados para determinação de proteínas o método de KJELDAHL é o mais utilizado. É 
um método confiável, simples e largamente conhecido em todo mundo, utiliza aparelhos e reagentes 
comuns em todo laboratório de Análises químicas e os resultados são compatíveis com os obtidos com 
outros métodos. 
O método de KJELDAHL surgiu na metade do século passado e a partir dessa época, ele é utilizado quase 
que mundialmente com algumas modificações, principalmente na utilização do catalisador, mas, 
basicamente mantiveram-se os princípios e fundamentos enunciados por KJELDAHL. 
O método de KJELDAHL determina o teor de nitrogênio na amostra. Isto implica que o nitrogênio 
proveniente de outras fontes além das proteínas e aminoácidos, por exemplo, sais de amônio, bases 
purínicas, etc., entram no cômputo total. Estes, no entanto, são geralmente componentes menores e o 
método de KJELDAHL continua como o método químico mais utilizado para determinação de proteínas. 
Como o teor de nitrogênio dos diferentes tipos de proteínas é aproximadamente o mesmo (em torno de 
16%), pode-se multiplicar a porcentagem de nitrogênio encontrada por um fator de 6,25 para se obter a 
porcentagem de proteína da amostra. Pode-se também usar fatores específicos para cada tipo de amostra: 
 
Alimento Fator Alimento Fator 
Soja 6,00 Carne 6,25 
Arroz 5,95 Ovo 6,68 
Farinha de trigo 5,70 Produtos lácteos 6,38 
 
Se o resultado for dado em porcentagem de proteína, o fator utilizado deverá ser indicado. 
 
1. MÉTODO: 
Método de Kjeldahl 
 
 
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2. FUNDAMENTO: 
Baseia-se na destruição da matéria orgânica com ácido sulfúrico concentrado, em presença de catalisador e 
calor, com posterior destilação e titulação do nitrogênio proveniente da amostra. 
O MÉTODO DE KJELDAHL CONSTA DE TRÊS ETAPAS: 
 
a. DIGESTÃO: Na etapa da digestão, a matéria orgânica é destruída e o nitrogênio presente é transformado 
em amônia (sulfato de amônia). Usa-se um catalisador para acelerar o processo. 
 
 Matéria orgânica SO2 + CO2 + H2O + R NH2 (H2SO4 + aquecimento + catalisador) 
 
 R NH2 + H2O R OH + NH3 (H2SO4 + aquecimento) 
 
 RCONH2 + H2O RCOOH + NH3 (meio ácido + aquecimento) 
 
 2NH3 + H2SO4 (NH4)2SO4 
 
b. DESTILAÇÃO: A amostra é transferida para um aparelho de destilação, onde se acrescenta um excesso 
de hidróxido de sódio. A amônia que, quando em meio ácido, estava sob a forma de sulfato de amônio (não 
volátil), passa à forma de amônia (NH3). Pode ser então destilada e recolhida em uma solução ácido bórico. 
 
 (NH4)2SO4 + 2NaOH Na2SO4 + 2H2O + 2NH3 
 
 2NH3 + 2HBO3 2NH4H2BO3 
 
c. TITULAÇÃO: Na terceira etapa, usa-se ácido bórico para recolhera amônia, que é então titulada 
diretamente por um ácido forte padronizado que desloca a amônia da molécula de borato. O número de 
equivalentes do ácido consumido é igual ao número de equivalentes da amônia. 
 
2NH4H2BO3 + 2HCl 2H3BO3 + 2NH4Cl 
 
3. MATERIAL / EQUIPAMENTOS: 
 Bloco digestor; 
 Balões de Kjeldahl; 
 Aparelho de destilação; 
 Erlenmeyer; 
 Balança analítica. 
 
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IMPORTANTE: 
Toda titulação requer a realização de um branco concomitantemente à amostra que se deseja analisar. A fim de economizar 
reagentes ou por outros motivos, é possível que na aula prática o branco não seja realizado. Informe-se com o professor se 
será fornecido apenas o valor do branco para os cálculos ou se nesse caso será realizado. 
4. REAGENTES 
 H2SO4 – ácido sulfúrico; 
 CuSO4 – sulfato de cobre (catalisador); 
 K2SO4 – sulfato de potássio (catalisador); 
 Solução de Hidróxido de Sódio a 40 %; 
 Solução saturada de ácido bórico; 
 Solução indicadora (0,132 g de vermelho de metila (C15H15N3O2) e 0,06 g de verde de bromocresol 
(C21H14Br3O5S) dissolver em 200mL de álcool etílico a 70% (v/v). Guardar em frasco âmbar; 
 Solução titulante de ácido clorídrico 0.02 M. 
 
5. PROCEDIMENTO: 
Pesar, em papel para pesagem, cerca de 100 mg da amostra. Adicionar 2 gramas de mistura catalítica. 
Adicionar 3,5 mL de ácido sulfúrico. Colocar para digerir. O tempo gasto na digestão depende da amostra e 
do digestor, sendo que varia de 1 a 3 horas. O final da digestão é indicado quando o material contido no 
balão ficar límpido. Esfriar. Adicionar a mínima quantidade de água destilada para dissolver os sólidos. 
Transferir o conteúdo do balão para o aparelho de destilação e lavar o balão com 1 - 2 ml de água destilada. 
Adicionar em seguida 8 a 10 ml de solução de hidróxido de sódio a 40%. Receber o destilado em um 
erlenmeyer de 125 ml, contendo 5 ml de ácido bórico e 2 a 4 gotas da solução indicadora. Recolher cerca de 
50 mL do destilado. Titular com ácido clorídrico 0,02 M. Fazer um branco e calcular a quantidade de 
nitrogênio na amostra. 
 
 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 
peso exato da amostra g g g 
volume HCl gasto (amostra) mL mL mL 
volume HCl gasto (branco) mL mL mL 
 
 
 
 
 
 
6. CÁLCULOS 
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Calcular o teor de proteínas na amostra e em seguida em 100 gramas de amostra integral e seca, 
considerando o valor médio da triplicata, quando houver. 
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10. DETERMINAÇÃO DA FRAÇÃO NIFEXT 
Corresponde ao extrato livre de nitrogênio (NITROGEN FREE EXTRACT). Engloba compostos diversos, 
tais como: féculas e amido, açúcares, gomas, resinas etc. Pode ser determinada por cálculo, uma vez 
determinadas as frações precedentes. Neste caso, engloba também, erros eventuais de todas as 
determinações prévias. 
O teor de glicídios em alimentos é variável, podendo ser inferior a 1%, como as carnes, ou bastante 
elevados, como no caso de farinhas, uma vez que apresentam cerca de 85%. 
 
1. CÁLCULO: 
Somam-se os números correspondentes as porcentagens das cinco determinações precedentes (umidade, 
cinza, lipídeo, proteína e fibra). Diminui-se o número obtido, de 100. A diferença corresponde ao valor da 
fração NIFEXT para 100 gramas de produto. 
 
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11. VALOR CALÓRICO TOTAL - VCT 
O organismo humano necessita de energia para manutenção da temperatura corporal e para manter as 
condições mínimas, isto é, as atividades cardíacas, pulmonares, celulares e glandulares, conhecidas como 
metabolismo basal. O metabolismo basal é igual à energia gasta quando o corpo está em completo repouso e 
varia com a idade, sexo, raça, atividade glandular, estado fisiológico do indivíduo e com as condições 
climáticas. 
Além da energia requerida para manter as condições basais, o organismo deve receber uma dieta que 
forneça energia suficiente para suprir os gastos calóricos em atividades físicas desenvolvidas pelo 
indivíduo. 
A energia é fornecida pelos nutrientes encontrados nos alimentos (gordura, proteínas e carboidratos), após 
transformações ocorridas no organismo (oxidação ou reações bioquímicas). É expressa em caloria (Cal) e é 
definida como a quantidade de calor necessária para elevar a temperatura de 1 Kg de água de 15,5
o
C a 
16,5°C. Pode também ser expressa em KiloJoules. O valor energético fornecido pelos nutrientes dos 
alimentos, segundo o sistema determinado por Atwater, é o seguinte: 
 
 1 grama de proteína fornece, em média, 4 Calorias (Kcal) 
 1 grama de gordura fornece, em média, 9 Calorias ( Kcal ) 
 1 grama de carboidrato fornece, em média, 4 Calorias (Kcal). 
 
O valor calórico calculado do alimento será a soma das calorias fornecidas por esses nutrientes. As 
vitaminas, os minerais e a água não fornecem calorias ao organismo, mas influenciam no aproveitamento 
dos outros três nutrientes. Comportam-se como reguladores das várias reações que ocorrem no organismo. 
 
1. CÁLCULO: 
Preencher a tabela abaixo com os valores encontrados e calcular o valor calórico total: 
 Peso Seco Peso Úmido Kcal 
Umidade - - 
Cinzas - 
Lipídeos 
Proteínas 
Fibras - 
Carboidratos 
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VTC - - 
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12. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – COMPOSIÇÃO CENTESIMAL 
 
1 - Você recebeu em seu laboratório, 720,0 g de uma dieta constando de: arroz, feijão, carne, legumes e 
verduras. Determine a composição centesimal da mesma respondendo as questões a seguir. 
 
a - Após trituração e homogeneização da dieta, 9,7548 g de massa homogênea foi retirada e colocada em 
cápsula de porcelana previamente tarada (72,0457 g) para determinação de umidade. Depois de seca em 
estufa a 105°C, o peso da cápsula + amostra seca foi de 76,591 g. Calcule a umidade em 100 g da dieta. 
R. 53,4 g de umidade/100g 
 
b - Uma amostra de 0,101g da dieta seca foi analisada quanto ao seu teor em proteína, pelo método de 
Kjeldahl. Sabendo-se que na titulação da amostra foram gastos 14,9 mL de HCl 0,02 M (fc= 0,9967) e na 
titulação do branco 0,3 mL do mesmo ácido, calcule o percentual de proteína na amostra integral (úmida) e 
na amostra seca. 
R. 11,73 % de proteína em amostra integral 
R. 25,22 % de proteína em amostra seca 
 
c - Para determinação da fração extrato etéreo, 4,975 g de amostra seca foi submetida a extração com 
solvente orgânico segundo o método de Soxhlet. De acordo com os dados obtidos, calcule o percentual de 
extrato etéreo na amostra integral (úmida) e na amostra seca. 
o Peso balão = 109,2504 g 
o Peso do balão + extrato etéreo = 110,1154 g 
R. 8,1 % de extrato etéreo em amostra integral 
R. 17,38 % de extrato etéreo em amostra seca 
 
d - Uma amostra de 2,00 g da dieta seca, foi analisada quanto ao seu teor em cinzas. Com os dados obtidos, 
calcule o percentual de cinzas na amostra integral (úmida) e na amostra seca. 
o Peso do cadinho = 56,3596 g 
o Peso do cadinho + cinzas =56,4371 g 
R. 1,806 % de cinzas em amostra integral 
R. 3,875 % de cinzas em amostra seca 
 
 
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e - Preencha o quadro abaixo com os dados obtidos nas questões a, b, c, d . A partir dos valores já obtidos 
calcule o teor de fibra em peso úmido e os carboidratos por diferença. 
 
 % peso seco % peso integral 
Umidade 
Cinzas 
Fibra 1,1 
Proteínas 
Lipídeos 
Carboidratos (NIFEXT) 
 
f - Calcule o Valor Calórico Total (VCT) da dieta (720,0g). 
Amostra integral (úmida) 
 
Gramas (%) 
Peso integral 
Gramas Totais (720g) 
Peso integral 
Calorias (Kcal) 
 
Umidade - 
Cinzas - 
Fibra - 
Proteínas 
Lipídeos 
Carboidratos (NIFEXT) 
VCT - - R. 1.549,89 Kcal 
 
2 - Determine a porcentagem de proteínas de um pedaço de torta de queijo com 250 g. Qual o método e as 
etapas para a determinação das proteínas. 
o Volume gasto na titulação – 23 mL 
o Volume gasto com o branco – 0,3 mL 
o Peso da amostra seca – 0,123 g 
o Fator geral – 6,25 
o Umidade – 64,66% 
o HCl – 0,02 M 
o HCl – fc = 1 
R. 11,42% 
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3 - Determine a quantidade de cinzas presente em um pedaço de bolo com 80 g. 
o Umidade – 76,26% 
o Peso da amostra seca – 3,174 g 
o Peso do cadinho vazio – 27,398 g 
o Peso do cadinho + cinzas – 27,530 g 
R. 0,79 g/80g 
 
4 - A análise físico-química da amostra macarrão instantâneo apresentou o seguinte resultado em 100 g da 
amostra: 
Umidade Proteínas Lipídios Cinzas Fibras Carboidratos 
6,0g 8,8g 17,2g 2,6g 3,0g 62,4g 
 
Calcular o valor energético na porção de 80g. 
R. 351,96 Kcal/80g 
 
5- Determine o valor calórico de 100g do alimento analisado, considerando que cada grama de proteína e 
glicídeos após processo metabólico fornecem 4 Kcal e cada grama de lipídeos 9 Kcal. 
 
UMIDADE: 5,00 g de amostra foram adicionadas em cadinho de porcelana previamente tarado (T= 12,00g). 
Após processo de dessecação em estufa a 105°C por um período de 1 hora, resfriamento em dessecador, o 
cadinho apresentou o peso de 13,45 g. 
R. 71,00% 
 
CINZAS: 2,00 g de amostra seca após calcinado em mufla a 550°C, apresentou 0,02 g de cinzas. 
R. 0,29% 
 
LIPÍDEOS: 5,00 g de amostra seca após processo de extração pelo método de Soxhlet forneceram um 
resíduo lipídico de 0,75g. 
R. 4,35% 
 
FIBRA: 1,00 g de amostra seca após digestão ácido-base, apresentaram 0,05 g de fibra. 
R. 1,45% 
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PROTEÍNAS: 0,10 g de amostra seca passou por processo de digestão, promovendo a conversão do 
nitrogênio orgânico à nitrogênio inorgânico. Após a adição de NaOH 40% (p/v), a amônia arrastada e 
destilada foi recebida em ácido bórico. A amônia foi então titulada com HCl 0,01 M consumindo, 20 mL. 
R. 5,15% 
 
GLICÍDEOS: A fração glicídica corresponde ao valor que falta para completar a massa de amostra seca. 
R. 17,76% 
VCT = 130,75 Kcal 
 
6- Um bolo de 425 g e tem os seguintes ingredientes: 
o 100g farinha de trigo, 
o 80g açúcar, 
o 50g ovo (1) 
o 30 g gordura vegetal hidrogenada, 
o 20g coco ralado e 
o 6g fermento em pó. 
 
Calcular a informação nutricional e o valor calórico em relação a uma porção de 60 g de bolo, equivalente a 
uma fatia. Montar o modelo de rótulo vertical com os dados da porção de 60 g. 
Ingredientes Carboidratos 
(%) 
Proteínas 
(%) 
Lipídios totais 
(%) 
Fibra 
alimentar 
(%) 
Gorduras 
saturadas 
(%) 
Sódio 
mg/100g 
Farinha de Trigo 77,7 9,4 1,3 3,6 0,2 3 mg 
Açúcar 99,9 0 0 0 0 1 mg 
Ovos 1,23 12,5 10 0 3,1 12 mg 
Gordura Vegetal 
Hidrogenada 
0 0 100 0 23,3 0 
Coco Ralado 15,2 3,34 33,5 9,4 29,7 20 mg 
Fermento em Pó 37,8 5,2 0 18,8 0 11,8 mg 
 
1ª etapa: Identificar na Tabela de Composição Nutricional a composição centesimal dos nutrientes: 
2ª etapa: calcular o valor nutricional dos ingredientes contidos no bolo de 425 g 
3ª etapa: Calcular o TOTAL de cada nutriente no bolo de 425 g 
 
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4ª etapa: calcular o valor nutricional em uma fatia do bolo (60g) 
5ª etapa: Calcular o valor calórico da porção de 60 g do bolo, usando os fatores de conversão. 
6ª etapa : Montar a rotulagem nutricional do bolo no modelo vertical 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TOTAL DE KCAL DA FATIA DE 60g = 156,38 Kcal na fatia do bolo 
 
INFORMAÇÃO NUTRICIONAL 
Porção de 60 g (1 fatia) 
 Quantidade por porção 
Valor energético 
Carboidratos 
Proteínas 
Gorduras totais 
Gorduras saturadas 
 
Fibra alimentar 
Sódio 
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13. AÇÚCARES REDUTORES DE POLPA DE FRUTAS 
Definem-se como açucares redutores os carboidratos que apresentam grupamentos aldeídicos ou cetônicos 
livres e que, portanto, sofrem oxidação por íons cúpricos (Cu
2+
) e férricos (Fe
3+
). Dessa forma, todos os 
monossacarídeos são açucares com forte função redutora em meio alcalino. Açúcares totais, por sua vez, são 
os açúcares passíveis de sofrerem oxidação dos seus grupamentos livres bem como os açúcares não-
redutores. 
 
1. MÉTODO: 
Método de DNS (ácido 3,5 dinitro-salicílico) 
 
2. FUNDAMENTO: 
O método DNS (1,2), baseia-se na redução do ácido 3,5 dinitro-salicílico a ácido 3-amino-5-nitrosalicílico 
ao mesmo tempo em que o grupo aldeído do açúcar é oxidado a grupo carboxílico, com o desenvolvimento 
de coloração avermelhada, lida espectrofotometricamente em 600nm. 
O método do DNS para a determinação de açúcares redutores, como proposto por Summer (1), é composto 
dos seguintes reagentes: ácido dinitro-salicílico, sal de Rochelle, fenol, bissulfito de sódio e hidróxido de 
sódio, sendo que cada um tem uma finalidade específica. 
- Sal de Rochelle (solução de tartarato de sódio e potássio – C4H4O6KNa.4H2O) usado para prevenir o 
reagente da ação do oxigênio dissolvido. 
- Fenol – aumentar a quantidade de cor produzida. 
- Bissulfito – estabilizante da cor obtida na presença do fenol. 
- Hidróxido de sódio – redutor da ação da glicose sobre o ácido dinitro-salicílico. 
 
3. METODOLOGIA 
 
3.1. CURVA PADRÃO DE GLICOSE E FRUTOSE 
 
a. A solução padrão de glicose + frutose será preparada contendo 1,0 g de glicose + frutose / litro de solução. 
Pesar-se-á 0,5 g de cada açúcar, dissolvendo em água, e deixando em repouso na geladeira por no mínimo 3 
horas antes do uso; (essa etapa já está pronta e disponível na bancada). 
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b. A curva padrão de glicose + frutose será preparada de acordo com a metodologia indicada na tabela 1 para 
as soluções de 1 g/L; 
c. De cada tubo pipetar 0,5 mL tomando cuidado de trocar a pipeta cada vez que trocar de amostra; 
d. Adicionar exatamente 2,5 mL de solução DNS e tampar os tubos.; 
e. Levar a estante contendo os tubos para um banho de água fervente, cuidando para que o volume de água 
esteja acima do volume da amostra nos tubos. Acionar o cronômetro e deixar ferver durante 10 minutos; 
f. Retirar do banho fervente e colocar em um banho com água equilibrada à temperatura ambiente e deixar 
esfriar durante 3 – 5 minutos; 
g. Adicionar exatamente 3 mL de água destilada. A cor é estável durante 30 minutos; 
h. Agitar. Ler absorbânciaa 600 nm, zerando o aparelho com o branco da amostra (tubo n°1). 
i. Construir um gráfico Absorbância x Concentração de glicose + frutose (mg/mL). Encontrar a equação de 
ajuste por regressão linear. 
 
TABELA 1: Preparo das soluções padrões em diferentes concentrações. 
 
Tubo 
Volume de 
glicose + frutose 
Volume de 
água 
Concentração 
mg/mL 
Absorbância 
1 0,0 4,0 0,0 - 
2 0,8 3,2 0,2 
3 1,8 2,2 0,45 
4 2,8 1,2 0,7 
5 4,0 0,0 1,0 
 
 
3.2. PREPARO DAS AMOSTRAS 
 
3.2.1. DILUIÇÃO DA POLPA PARA DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES 
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Pesar 2 g da polpa de fruta em béquer, transferir para balão volumétrico de 100 mL e completar o volume 
com água destilada até o menisco. Agitar. 
 
 
3.2.2. HIDRÓLISE ÁCIDA PARA DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES TOTAIS 
Para determinação de açúcares totais, pesar 2 g da polpa de fruta em béquer, transferir para um balão 
volumétrico de 100 mL com o auxílio de 50 mL de água destilada e adicionar 2 mL de HCl concentrado na 
capela. Levar para banho–maria a 100ºC durante 10 minutos. Deixar esfriar e acrescentar 2 mL de solução 
de NaOH 40% e completar com água destilada o volume do balão. Caso não haja necessidade de diluição da 
amostra, ignorar item 3.2.2.1. 
 
 
 
 
 
 
 
3.2.2.1.DILUIÇÃO PARA DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES TOTAIS 
Pipetar 0,5 mL do conteúdo do balão para determinação de açúcares totais. Transferir para um tubo de 
ensaio. Adicionar 9,5 mL de água. (Diluição 1:20). Essa etapa não se aplica a determinação de açúcares 
totais presentes na polpa de fruta. 
 
 
 
 
 
3.3. DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E TOTAIS COM DNS 
Retirar separadamente 0,5 mL das amostras preparadas em balão de 100 mL para determinação de açúcares 
redutores e açúcares totais. Transferir cada amostra para um tubo de ensaio. Adicionar 2,5 mL do reagente 
DNS. Seguir as etapas para obtenção da curva padrão de glicose + frutose a partir da letra “e”. 
 
 
2,0 g Polpa + 100 mL H2O 
0,5 mL Polpa após hidrólise + 
9,5 mL Água 
0,5 mL Polpa + 2,5 mL DNS 
(Açucares Redutores) 
2 g de polpa 
50 mL de H2O 
2 mL de HCl 
10 min 100°C 2 mL NaOH 40% + 
H2O qsp 100 mL 
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0,5 mL Polpa + 2,5 mL DNS 
(Açucares Totais) 
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14. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – AÇUCARES REDUTORES E TOTAIS 
 
1 - Paula trabalha num laboratório de Análises Bromatológicas e recebeu pela primeira vez uma amostra de 
mel para fazer a análise dos açúcares totais. Para isso foi necessário preparar uma curva padrão utilizando 
concentrações conhecidas de glicose e frutose (g/L) e obteve os seguintes dados: 
 
TUBO Abs média Conc. glicose e frutose (mg/mL) 
1 0,115 0,25 
2 0,202 0,40 
3 0,290 0,55 
4 0,380 0,70 
5 0,462 0,85 
6 0,550 1,00 
 
Após plotar em excel, a equação da reta obtidas foi: 
 
 
A amostra foi submetida a uma hidrólise ácida, da seguinte forma: em um balão volumétrico de 100 mL foi 
adicionando 1 g do mel a ser analisado, 2 mL de ácido clorídrico e 50 mL de água, após 15 minutos a 100°C 
o pH da solução foi neutralizado e o volume completado para 100 mL. Essa solução inicial foi diluída 1:20. 
O ensaio foi realizado em triplicata e o valor médio da absorbância foi 0,200. Calcule a porcentagem de 
açúcares totais contidos nesta amostra de mel. 
R. 79,23% de glicose na amostra de mel 
 
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2 – José Maciel trabalha no laboratório de Bromatologia numa indústria produtora de polpa de frutas. Em 
seu primeiro dia de trabalho, recebeu uma amostra de polpa de acerola para fazer a análise de açúcares 
totais. Logo, foi necessária a construção de uma curva padrão utilizando como solução padrão uma mistura 
de glicose e frutose (g/L). Após plotar o gráfico no Excel, José obteve a seguinte equação da reta: 
 
Y = 0,802x + 0,070 
x = abs 
R
2
 = 0,9998 
 
A amostra de polpa de fruta foi submetida a uma hidrólise ácida conforme metodologia descrita a seguir: 
Em um balão de 100 mL foi adicionado 2 g de polpa de fruta a ser analisado, 2 mL de ácido clorídrico e 50 
mL de água. Após 15 minutos a 100°C, o pH da solução foi neutralizada com 2 mL de solução de NaOH 
40% e o volume completado para 100 mL. Essa solução foi diluída 1:5 e então submetida a análise. O valor 
de absorbância encontrado foi de 0,200. Calcule a porcentagem de açucares totais contidos nesta amostra de 
polpa de acerola. 
R. 5,76% 
 
3 – Judite, estagiária na indústria de sorvetes Tropicales, foi incumbida de analisar os sorvetes de sabores 
Chocolate e Nata Goiaba quanto a sua concentração de açúcares redutores. Para tal, visto a ausência de uma 
curva padrão para posterior análise, resolveu realizar o preparo da mesma conforme tabela abaixo: 
 
Absorbância Concentração (mg/mL) 
0,0175 0,1 
0,091 0,25 
0,1605 0,4 
0,2385 0,55 
0,329 0,75 
0,451 1 
 
Após obter os valores de absorbância acima, a estagiária plotou o gráfico no Excel 2007 e obteve a equação 
da reta e valor de R
2
 da equação. Para a determinação de açucares redutores das amostras, a mesma realizou 
uma diluição 1:40 da amostra em balão de 100 mL. Procedeu as análises conforme a técnica e obteve 
valores de absorbâncias 0,430 para o sabor chocolate e 0,395 para o sabor Nata Goiaba. 
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37 
 
Dado os valores de absorbância acima, plote o gráfico Absorbância x Concentração, determine a equação da 
reta e encontre a concentração (g/L) de açucares redutores presente nas amostras. 
 
R. 38,24 g/L no sorvete sabor Chocolate 
R. 35,32 g/L no sorvete sabor Nata Goiaba 
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38 
 
15. ÓLEOS E GORDURAS 
 
1. ÍNDICE DE REFRAÇÃO A 40°C: 
O índice de refração de uma gordura aumenta com o aumento a cadeia de seus ácidos graxos constituintes, 
assim como o grau de insaturação. O índice de refração correlaciona-se com o índice de iodo, podendo ser 
usado como um procedimento alternativo para controle de processo de hidrogenação. 
 
a. MATERIAL: 
 Refratômetro de Abbé. 
 
b. PROCEDIMENTO: 
Ajuste previamente o refratômetro de Abbé com água destilada. Faça circular uma corrente de água a 40°C 
pelo aparelho. Estabilize a temperatura. Coloque 2 gotas da amostra entre os prismas. Feche os prismas. 
Focalize. A leitura na escala dará diretamente o índice de refração absoluto a 40°C. 
 
2. ÍNDICE DE SAPONIFICAÇÃO: 
O índice de saponificação é definido como o número de mg de hidróxido de potássio necessário para 
saponificar os ácidos graxos, resultantes da hidrólise de um grama da amostra. 
 
a. MATERIAL: 
 Frascos Erlenmeyer de 500 Ml; 
 Refrigerador de refluxo; 
 Chapa elétrica. 
 
b. REAGENTES: 
 Solução alcoólica de hidróxido de potássio a 4%; 
 Solução alcoólica de fenolftaleína; 
 Ácido clorídrico 0,5 M/L. 
 
c. PROCEDIMENTO: 
Pese 2 g da amostra em um frasco Erlenmneyer de 500 mL. Adicione, com auxilio de uma proveta, 20 mL 
de solução alcoólica de hidróxido de potássio a 4%. Adapte ao erlenmeyer um refrigerador de refluxo. 
Aqueça em ebulição branda, durante 30 minutos. Resfrie um pouco. Adicione 2 gotas do indicador 
 Apostila de AulasPráticas Laboratório de Bromatologia 
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fenolftaleína. Titule com ácido clorídrico 0,5 M até que a coloração rósea desapareça. Faça uma prova em 
branco: Com auxilio de uma proveta, adicione 20 mL da solução alcoólica de hidróxido de potássio a 4% 
para outro Erlenmeyer de 500 mL. Adapte, ao frasco, um refrigerante de refluxo e aqueça em ebulição 
durante 30 minutos. Resfrie um pouco. Adicione 2 gotas do indicador fenolftaleína e titule com ácido 
cloridrico 0,5 M. A diferença entre os números de mL de ácido clorídrico gastos nas duas titulações é 
equivalente à quantidade de hidróxido de potássio gasto na saponificação. 
 
HCl gasto (branco) 
HCl gasto (amostra) 
 
 
 
 
 
 
 
d. CALCULAR O ÍNDICE DE SAPONIFICAÇÃO DA AMOSTRA: 
 
3. ÍNDICE DE IODO: 
O índice de iodo é definido como a quantidade de halogênio absorvido e, convencionalmente, é expresso 
como o peso do iodo absorvido por 100 g da amostra. 
 
a. MATERIAL: 
 Vidro de relógio; 
 Erlenmeyer. 
 
b. REAGENTES: 
 Solução de Wijs; 
 Tiossulfato de sódio (0,1M); 
 Iodeto de potássio a 15%. 
 
c. PROCEDIMENTO: 
mL 
mL 
IMPORTANTE: 
Toda titulação requer a realização de um branco concomitantemente à amostra que se deseja analisar. A fim de 
economizar reagentes ou por outros motivos, é possível que na aula prática o branco não seja realizado. Informe-se com o 
professor se será fornecido apenas o valor do branco para os cálculos ou se nesse caso será realizado. 
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Pese cuidadosamente 0,25 g da amostra em um frasco Erlenmeyer de 500 mL. Adicione, com o auxílio de 
uma proveta, 20 mL da solução de Wijs. Agite cuidadosamente por rotação. Deixe em repouso por 30 
minutos, ao abrigo da luz e à temperatura de 25°C aproximadamente. Adicione 10 mL da solução de iodeto 
de potássio a 15%, e 100 mL de água recentemente fervida e fria. Titule com tiossulfato de sódio 0,1M, 
adicionando-o lentamente e, com agitação constante, até uma fraca coloração amarela. Adicione então de 1 a 
2 mL da solução de amido 1% e continue a titulação até que a cor azul desapareça. Coloque a rolha no 
frasco e agite fortemente, neste final da titulação. Prepare uma determinação em branco, para cada grupo de 
amostras, realizando-a simultaneamente com as amostras. 
 
Na2S2O3 gasto (branco) 
Na2S2O3 gasto (amostra) 
 
d. BASEADO NA ESTEQUIOMETRIA DA REAÇÃO, CALCULAR O ÍNDICE DE IODO DA 
AMOSTRA: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4. ÍNDICE DE ACIDEZ OU ACIDEZ LIVRE: 
Definido como o número de mg de hidróxido de potássio necessário para neutralizar os ácidos livres de um 
grama da amostra. 
 
a. MATERIAL: 
 Frasco Erlenmeyer de 125 mL; 
 Proveta de 50 mL; 
 Bureta de 25 mL. 
mL 
mL 
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41 
 
 
b. REAGENTES: 
 Solução de éter-álcool (2 + 1) neutra; 
 Solução alcoólica de fenolftaleína a 1%; 
 Solução de hidróxido de sódio 0,1 M/L. 
 
c. PROCEDIMENTO: 
Pesar 2 g da amostra em um frasco Erlenmeyer de 125 mL. Adicionar 25 mL de solução de éter-álcool 
(2+1), neutra. Agitar. Adicionar duas gotas do indicador fenolftaleína. Titular com solução de hidróxido de 
sódio 0,1 M até coloração rósea, a qual deve persistir por 30 segundos. 
 
NaOH gasto (amostra) 
 
d. CALCULE O ÍNDICE DE ACIDEZ DA AMOSTRA: 
 
5. ÍNDICE DE PERÓXIDO: 
Indica o grau de oxidação dos óleos e gorduras. É a medida do teor de oxigênio reativo, em termos de 
miliequivalentes de oxigênio por 1.000 gramas de gordura. 
 
a. MATERIAL: 
 Provetas de 50 mL; 
 Frasco erlenmeyer de 500 mL com rolha esmerilhada; 
 Pipeta volumétrica de 1 mL; 
 Bureta de 20 mL. 
 
b. REAGENTES: 
 Solução de ácido acético – clorofórmio (3:2); 
 Solução saturada de iodeto de potássio; 
 Solução de tiossulfato de sódio 0,01 N; 
 Solução de amido a 1,0%. 
 
c. PROCEDIMENTO: 
mL 
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Pesar 5g da amostra em frasco erlenmeyer de 500 mL. Adicionar 30 mL de solução ácido acético-
clorofórmio (3:2). Agitar o frasco até dissolução da amostra. Adicionar 0,5 mL da solução saturada de 
iodeto de potássio. Deixar em repouso por exatamente 1 minuto. Adicionar 30 mL de água. Titular com 
solução de tiossulfato de sódio 0,01 N, com agitação. Prosseguir a titulação até que a coloração amarela 
tenha desaparecido. Adicionar 0,5 mL de solução de amido a 1% e prosseguir a titulação até o ponto final, 
quando todo iodo se libera da camada de clorofórmio. Adicionar, gota a gota, a solução de tiossulfato de 
sódio 0,01 N, até que a coloração azul tenha desaparecido. Preparar uma prova em branco, nas mesmas 
condições. 
 
Na2S2O3 gasto (branco) 
Na2S2O3 gasto (amostra) 
 
d. BASEADO NA ESTEQUIOMETRIA DA REAÇÃO, CALCULAR O ÍNDICE DE IODO DA 
AMOSTRA: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VALORES DE REFERÊNCIA PARA O PADRÃO DE IDENTIDADE E QUALIDADE DE ÓLEOS 
E GORDURAS 
 
 Óleo de 
Algodão 
Óleo de Canola Óleo de 
Girassol 
Óleo de Milho Óleo de Soja 
 Tipo 1 Tipo 2 Tipo 1 Tipo 2 Tipo 1 Tipo 2 Tipo 1 Tipo 2 Tipo 1 Tipo 2 
Índice de Iodo 
 (g I/100g óleo) 
100- 123 - 118-141 103-135 124-139 
Índice de 
saponificação 
(mg KOH/g óleo) 
189-198 - 188-194 187-195 189-195 
mL 
mL 
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Índice de acidez 
(mg KOH/g de óleo) 
≤ 0,20 > 0,20 
≤ 0,60 
≤ 0,20 > 0,20 
≤ 0,60 
≤ 0,20 > 0,20 
≤ 0,60 
≤ 0,20 > 0,20 
≤ 0,60 
≤ 0,20 > 0,20 
≤ 0,60 
Índice de peróxidos 
(meq/Kg de óleo) 
≤ 2,5 > 2,5 
≤ 5,0 
≤ 2,5 > 2,5 
≤ 5,0 
≤ 2,5 > 2,5 
≤ 5,0 
≤ 2,5 > 2,5 
≤ 5,0 
≤ 2,5 > 2,5 
≤ 5,0 
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16. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – ÓLEOS E GORDURAS 
 
1 - Em um recipiente próprio adicionou-se 2,75g de óleo de canola tipo 1, 20 mL de solução alcoólica de 
KOH 4% medidos com bureta. Após 30 minutos em refrigerante de refluxo, titulou-se com 22,3 mL de HCl 
0,5M fc 0,9952 frente ao indicador fenolftaleína. Em paralelo foi feito o branco substituindo a amostra com 
água destilada, que consumiu 42 mL de HCl 0,5M fc 0,9952. Calcule o índice de saponificação (mg de KOH 
/ g amostra) e consulte a Legislação em vigor para saber se o óleo está dentro dos parâmetros. 
 
 KOH + HCl → KCl + H2O 
R. 199,67 mg de KOH/g de óleo 
 
2 - Em um erlenmeyer de rolha esmerilhada forma adicionados 0,105g de óleo de soja, 10 mL de 
clorofórmio, 10mL do reativo de WIJS com auxílio de uma bureta, 5 L de acetato de mercúrio 2,5%. Após 
permanecer em repouso por 5 minutos, foram adicionados 20 mL de água e 10 mL de solução de I 15% 
medidos em proveta. O iodo liberado foi titulado com 10,9 mL de Na2S2O3 0,1M (fc = 1,1209). O branco 
consumiu do sal 23,9 mL. Considere a seguinte reação e calcule o índice de iodo (peso de iodo / 100 g 
amostra) e consulte a Legislação em vigor para saber se o óleo está dentro dos parâmetros. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
R. 176,09g de I/100g de óleo 
 
3 - Em um erlenmeyer foram adicionados 5,40 g de um óleo de canola tipo 1, 20 mL de etanol neutro 
aquecido. A titulação foi feita com 12,5 mL de NaOH 0,01M (fc 0,9973) frente ao indicador de 
fenolftaleína. A reação ocorreu foi a seguinte: 
 
CH3-(CH2)7-CH=CH-(CH2)7-COOH + NaOH → CH3-(CH2)7-CH=CH-(CH2)7-COONa+ H2O 
 
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Expresse o resultado em mg de KOH/g óleo e consulte a Legislação em vigor para saber se o óleo está 
dentro dos parâmetros. 
R. 1,292 mg de KOH/g de óleo 
 
4 - Em um erlenmeyer foram adicionados 5,25 g de um azeite de oliva virgem, 20 mL de etanol neutro 
aquecido. A titulação foi feita com 2 mL de NaOH 0,01M (fc 0,9973) frente ao indicador de fenolftaleína. A 
reação ocorreu foi a seguinte: 
 
CH3-(CH2)7-CH=CH-(CH2)7-COOH + NaOH → CH3-(CH2)7-CH=CH-(CH2)7-COONa + H2O 
 
Expresse o resultado em g de ácido oléico/100g de azeite e consulte a Legislação em vigor para saber se o 
óleo está dentro dos parâmetros. 
R. 0,107 g de ácido oléico/100g de azeite 
 
5 - Em um erlenmeyer de rolha esmerilhada foram adicionados 4,75 g de óleo de canola tipo 1, 30 mL de 
solução de ácido acético:clorofórmio (3:2), medidos em proveta, e 0,5 mL de solução saturada de KI. Após 
permanecer em repouso por 1 minuto, adicionou-se 30 mL de água destilada. O iodo liberado foi titulado 
com 4,3 mL de Na2S2O3 0,01M (fc = 1,0889). O branco não promoveu liberação de iodo. Considere a 
seguinte reação e calcule o índice de peróxido (meq de oxigênio / Kg amostra) e consulte a Legislação em 
vigor para saber se o óleo está dentro dos parâmetros. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
R. 9,857 meq.gO/kg de óleo 
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6 - Uma amostra de óleo de soja da marca Royal foi enviada para o laboratório de Bromatologia para 
avaliação da qualidade. Dentre as análises realizadas foi determinado o índice de saponificação. A amostra 
pesada foi de 2 g de óleo e o volume de titulante necessário foi 10 mL de HCl 0,5M (fc 1,0246) Em paralelo 
foi feito o branco substituindo a amostra com água destilada, que consumiu 24,1 mL de HCl 0,5M (fc 
1,0246). A fim de verificar se o óleo de soja está dentro do parâmetro permitido pela Legislação para índice 
de saponificação a partir dessas informações faça o cálculo (Resultado expresso em mg de KOH / g amostra) 
e consulte a Legislação dando o parecer. 
 
R. 202,244 mg de KOH/g de óleo 
 
7 - O laboratório de controle de qualidade de uma empresa estava realizando as análises dos seus produtos 
finais. Para análise do óleo de girassol foi utilizada uma amostra de 0,25 g de óleo e foi verificado o 
consumo de 9,55 mL de tiossulfato 0,1 M (fc 1,1269) na titulação. O branco consumiu 33 mL do titulante. 
Da mesma forma que o farmacêutico do controle de qualidade, calcule o índice de iodo (peso de iodo / 100 g 
amostra) e consulte a Legislação em vigor para saber se o óleo fabricado está dentro dos parâmetros. 
 
R. 134,24 g de I/100g de óleo 
 
 
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17. ANÁLISE E EXTRAÇÃO DE PROTEÍNAS PELO MÉTODO DE BIURETO 
Os métodos específicos para a determinação da concentração de proteínas totais são muito variados, no 
entanto, as metodologias mais utilizadas são as espectrofotométricas no ultra-violeta e no visível. Muitos 
métodos espectrofotométricos, ao longo dos anos, têm sido propostos para a determinação de proteínas 
totais, mas não existe uma metodologia considerada de uso universal para todos os meios. Os métodos 
geralmente mais utilizados são o do Biureto, de Lowry, do “Coomassie brilliant blue” ou reagente de 
Bradford, do BCA ou reagente de Smith, e de absorção de proteínas no ultravioleta. Entretanto, todas essas 
metodologias apresentam vantagens e desvantagens que devem ser levadas em consideração quando da 
escolha do método mais adequado. 
 
1. MÉTODO: 
Método de Biureto. 
 
2. FUNDAMENTO: 
O método se baseia na reação do reativo do biureto, que é constituído de uma mistura de cobre e hidróxido 
de sódio com um complexante que estabiliza o cobre em solução, sendo o tartarato de sódio o recomendado 
por Gornall e cols.9. O cobre, em meio alcalino, reage com proteínas formando um complexo quadrado 
planar com a ligação peptídica. O produto de reação apresenta duas bandas de absorção, uma em 270 nm e 
outra em 540 nm. 
 
3. MATERIAL / EQUIPAMENTO: 
 Balança analítica; 
 Banho-maria; 
 Balão volumétrico; 
 Tubos de ensaio; 
 Proveta; 
 Pipetas. 
 Amostra 
 
4. REAGENTES: 
 Solução padrão de albumina 10 mg/ml (Pesar 10mg de albumina. Adicionar 1 mL de água destilada. 
Agitar para favorecer dissolução.) 
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 Reagente de Biureto (Pesar 1.5 g de CuSO4.5H2O e 6g de tartarato duplo de sódio e potássio, 
dissolvê-los em água destilada completando o volume de para 500 ml. Juntar, sob agitação, 300 mL 
de NaOH 10% e completar a 1 L.) 
 
5. METODOLOGIA: 
 
5.1. EXTRAÇÃO QUÍMICA DAS PROTEÍNAS: (Realizada apenas em amostras sólidas) 
Tritura-se a amostra em processador e peneira-se a amostra. Pesar 2,0 g de amostra triturada, transferir para 
um béquer e adicionar 20 mL de água destilada e 1 mL de NaOH 0,5 M. Dispersar o sólido, utilizando um 
bastão de vidro. Aquecer o béquer em chapa elétrica e a partir do momento da fervura, aguardar 3 minutos 
para solubilizar a proteína. Esfriar um pouco a amostra na bancada, transferir a amostra para uma proveta e 
acrescentar água destilada até 50 mL. Homogeneizar a mistura e centrifugar a amostra. 
Essa amostra será utilizada para a determinação de proteína pelo método de Biureto. 
 
5.2. ANÁLISE: 
A partir da solução padrão de albumina 10 mg/ml serão preparadas soluções diluídas de concentração de 2; 
4; 6 e 8 mg/mL a fim de obtermos a curva padrão de albumina. Em paralelo, devem ser preparados também 
o branco e a amostra que se deseja analisar. 
Tomar 6 tubos de ensaio e marcá-los 1, 2, 3, 4, Branco e Amostra. Adicionar a solução padrão de albumina, 
a amostra, a água destilada e o reativo de biureto conforme está descrito na tabela abaixo. 
 
Tubo Conc. 
(mg/mL) 
Albumina 10 
mg/ml (mL) 
Água 
(mL) 
Biureto (mL) Amostra 
1 2 0,2 0,8 4 --- 
2 4 0,4 0,6 4 --- 
3 6 0,6 0,4 4 --- 
4 8 0,8 0,2 4 --- 
Branco ---- ---- 1 4 --- 
Amostra ----- ---- - 4 1 
 
 
 
 
 
 
IMPORTANTE: 
 
O Reagente de Biureto é uma solução cáustica, logo essa pipetagem requer maiores cuidados na manipulação. 
 
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Agitar o conteúdo dos tubos. Incubar por 15 minutos em banho-maria a 37ºC. Transferir uma líquota de cada 
tubo para a cubeta. Ajustar o comprimento de onda do espectrofotômetro para 540 nm e calibrar o mesmo 
com o Branco. Ler as absorbâncias de todos os tubos. Construir um gráfico Absorbância x Concentração de 
albumina (mg/mL). Encontrar a equação de ajuste por regressão linear e em seguida, quantificar a 
concentração de albumina na amostra. 
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18. ANÁLISE E EXTRAÇÃO DE PROTEÍNAS PELO MÉTODO DE BRADFORD 
Os métodos específicos para a determinação da concentração de proteínas totais são muito variados, no 
entanto, as metodologias mais utilizadas são as espectrofotométricas no ultra-violeta e no visível. Muitos 
métodos espectrofotométricos, ao longo dos anos, têm sido propostos para a determinação de proteínas 
totais, mas não existe uma metodologia considerada de uso universal para todos os meios. Os métodosgeralmente mais utilizados são o do Biureto, de Lowry, do “Coomassie brilliant blue” ou reagente de 
Bradford, do BCA ou reagente de Smith, e de absorção de proteínas no ultravioleta. Entretanto, todas essas 
metodologias apresentam vantagens e desvantagens que devem ser levadas em consideração quando da 
escolha do método mais adequado. 
 
1. MÉTODO: 
Método de Bradford. 
 
 
2. FUNDAMENTO: 
Este método é baseado na interação entre o corante Coomassie brilliant blue e macromoléculas de proteínas 
que contém aminoácidos de cadeias laterais básicas ou aromáticas. No pH de reação, a interação entre a 
proteína de alto peso molecular e o corante provoca o deslocamento do equilíbrio do corante para a forma 
aniônica, que absorve fortemente em 595 nm. 
 
3. MATERIAL / EQUIPAMENTO: 
 Becker; 
 Tubo de ensaio e estante; 
 Balança; 
 Água destilada; 
 Pipetas automáticas; 
 Espectrofotômetro. 
 
4. MÉTODO: 
 
4.1. EXTRAÇÃO QUÍMICA DAS PROTEINAS: (Realizada apenas em amostras sólidas) 
 
Tritura-se a amostra em processador e peneira-se a amostra. Pesar 2,0 g de amostra triturada, transferir para 
um béquer e adicionar 20 mL de água destilada e 1 mL de NaOH 0,5 M. Dispersar o sólido, utilizando um 
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bastão de vidro. Aquecer o béquer em chapa elétrica e a partir do momento da fervura, aguardar 3 minutos 
para solubilizar a proteína. Esfriar um pouco a amostra na bancada, transferir a amostra para uma proveta e 
acrescentar água destilada até 50 mL. Homogeneizar a mistura e centrifugar a amostra. Essa amostra será 
utilizada para a determinação de proteína pelo método de Bradford. 
 
4.2. DILUIÇÃO: 
 
A diluição deve ser realizada quando a concentração de proteínas na amostra for superior a 2g/L. Diluir 
em um tubo de ensaio, com uso de pipeta automática, a amostra na proporção de 1:10 utilizando água 
destilada. Homogeneizar a mistura. Essa amostra será utilizada para a determinação da concentração de 
proteínas pelo método de Bradford. 
 
4.3. ANÁLISE: 
 
Transferir 50µL da amostra acima para um tubo de ensaio e em seguida adicionar 1,5mL do reagente de 
Bradford. Fazer este procedimento em duplicata. Realizar um tubo branco, substituindo a amostra por 
água Aguardar 15 minutos e ler a absorbância no comprimento de onda de 595nm. 
 
 
 
 
 
O cálculo para determinação de proteínas pelo Método de Bradford deverá ser feito através de curva padrão 
de albumina abaixo: 
 
y = 0,3225x + 0,0789 
R² = 0,988 
0 
0.1 
0.2 
0.3 
0.4 
0.5 
0.6 
0.7 
0.8 
0 1 2 
A
b
so
rb
â
n
ci
a
 
[ ] de albumina mg/mL 
Curva Bradford 
Curva Bradford 
Linear (Curva 
Bradford) 
TUBOS Reagente de Bradford Água Amostra 
Branco 1,5 mL 50 µL - 
Amostra 1,5 mL - 50 µL 
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Obs.: verificar com o professor se essa equação corresponde ao reagente utilizado na aula prática. 
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19. EXERCÍCIOS PROPOSTOS – DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS 
 
1-Em um processo de produção de leveduras em meio submerso (líquido), a produção de proteínas foi 
acompanhado pelo método de Bradford. Após a avaliação da curva de calibração, foi obtida a seguinte 
equação da reta: 
Y = 1,607x+ 0,0974 
(x = abs) 
(y = mg/mL) 
A amostragem foi realizada durante 48 horas de fermentação e retirado amostra de 6 em 6 horas. A partir da 
média das absorbâncias, calcule a evolução das proteínas nesses intervalos de tempos em μg/mL. 
 
Tempo (horas) abs média Diluição Proteínas (μg/mL) 
 
0 0,020 1 
6 0,045 1 
12 0,250 1 
18 0,510 1 
24 0,324 5 
30 0,215 10 
36 0,310 10 
42 0,298 10 
48 0,506 5 
 
 
 
2 - Em uma fermentação para produção de enzimas, foi utilizado o método Lowry para a determinação das 
proteínas no caldo. Para a elaboração da curva de calibração foi utilizando como padrão a albumina de soro 
bovino diluído, apresentado as seguintes abs de acordo com concentrações: 
Concentração (mg/mL) Absorbância (750 nm) 
0,0075 0,021 
0,015 0,068 
0,0225 0,088 
0,03 0,162 
0,045 0,184 
0,06 0,226 
0,075 0,287 
0,09 0,336 
0,12 0,448 
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0,15 0,536 
O caldo a ser analisado foi diluído 15 vezes e após a diluição apresentou uma absorbância média de 0,122, 
qual é a concentração de proteínas nesse caldo em g/L. 
R. 0,44 g de proteína/L de caldo 
 
3 – Em um laboratório de Análises Bromatológicas, foi verificada a concentração de proteínas presente no 
Leite Bovino pelo método de Biureto. Para tal, obteve-se a equação da reta e R
2
 abaixo do leite padrão (soro 
albumina bovino – BSA): 
Y = 1,003x + 0,056 
(x = abs) 
(y = mg/mL) 
Para análise, a amostra foi diluida 20 vezes. Em um tubo de ensaio, pipetou-se 1 mL da amostra diluida 
juntamente com 4 mL de reativo de Biureto. O tubo foi incubado a 37°C por 15 minutos em banho-maria. 
Após o tempo de reação, a solução foi lida em espectrofotometro em comprimento de onda de 540nm, 
calibrando-se com o branco. A análise foi realizada em triplicata, obtendo-se os seguintes valores de 
absorbância: 0,200; 0,230; 0,217. Expresse o resultado em gramas de proteína por 1000 mL de leite (g/L). 
R. 5,44 g de proteína/L de leite bovino 
 
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20. FERMENTAÇÃO ALCOÓLICA 
 
1. FUNDAMENTO: 
A fermentação alcoólica é tão antiga quanto à agricultura. Teve início há 10.000 anos, sendo o vinho, a 
cerveja e o pão os primeiros produtos obtidos por esse processo fermentativo. Atualmente, esses produtos 
continuam apresentando importância econômica e social em todo o mundo. No Brasil, o mercado de 
produtos obtidos por fermentação alcoólica movimenta bilhões de dólares e emprega diretamente mais de 
um milhão de pessoas. Na indústria de alimentos são gerados materiais de origem não intencionais 
denominados resíduos. Para não prejudicar o meio ambiente os resíduos gerados podem ser reaproveitados 
na produção de outros compostos. Nos dias atuais a busca por novas fontes para produção de etanol tem 
colocado os resíduos das indústrias de alimentos com grandes potenciais para a utilização de novos 
substratos para produção do etanol. 
PARTE I 
2. PREPARO DO MEIO DE CULTIVO: 
 
a. MATERIAL: 
 Autoclave; 
 Erlenmeyer de 500 mL; 
 Substrato 
 Melaço de Cana; 
 Suco da casca de abacaxi; 
 Suco de Caju; 
 Caldo de Cana. 
 
b. PROCEDIMENTO 
Os meios de cultivo (substrato) utilizados na prática devem ser enriquecidos com os seguintes sais: 
 Extrato de levedura – 1% 
 Na2HPO4 – 0,5% 
 NaCl – 0,5% 
 (NH4)SO4 – 0,5% 
 CaCl2.H2O – 0,5% 
 MgSO4.7H2O – 0,5% 
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3. CORREÇÃO DO pH: 
 
a. MATERIAL: 
 pHmêtro. 
 
b. PROCEDIMENTO: 
Medir o pH do meio de cultivo e ajustar para faixa de 5,5 a 6.0. 
 
4. DETERMINAÇÃO DE SÓLIDOS SOLÚVEIS UTILIZANDO REFRATOMETRO - ºBRIX: 
 
a. MATERIAL: 
 Refratômetro de Abbé. 
 
b. PROCEDIMENTO: 
Transfira de 3 a 4 gotas da amostra homogeneizada para o prisma do refratômetro. Ler diretamente na escala 
ºBrix. Anotar o valor. 
PARTE II 
5. INCOLAÇÃO DO MICRORGANISMO: 
MELAÇO –