exames bacteriológicos

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AULA 01 – COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS PARA EXAMES 
MICROBIOLÓGICOS. 
 
A patogenicidade é determinada por 2 fatores: 
Carga parasitária: quando você faz a coleta. 
Virulência: proteínas ou substâncias que são liberadas pelo microorganismos e causam a 
infecção. 
Pessoas podem ter essa carga e quando a virulência está baixa pode haver além da 
colonização, a infecção. 
Roteiro a ser seguido para coleta: 
 Saber o tipo de material que você vai coletar, alguns vão requerer swab, outros não, por 
exemplo. 
 O material dever ser representativo do local da infecção, deve-se evitar a contaminação 
com outras amostras de sítios adjacentes. 
 Seguir os tempos estabelecidos para o transporte a fim de obter a maior chance de 
recuperação dos micro-organismo envolvidos, especialmente em relação às hemoculturas 
e outros materiais de maior importância clínica e diagnóstica. 
 Obter uma quantidade suficiente da amostra para poder realizar os testes solicitados pelo 
médico. 
 Utilizar sempre o material mais adequado para a coleta e semeadura de cada tipo de 
amostra. 
 Quando necessário, utilizar o meio de transporte compatível com os micro-organismos 
mais prováveis de serem isoladas. 
 Obter as amostras, preferencialmente, antes da utilização de antimicrobianos. 
 
 O exame direto é bom pra dar uma ideia de que tipo de microorganismo a gente vai 
encontrar na amostra, mas ele não é um exame conclusivo, a interpretação vem com a 
cultura. 
 Cada amostra deve ser sempre bem identificada. 
 Tem que ficar atenta a coloração da amostra, porque a amostra purulenta acaba se 
inserindo no odor do microorganismo. 
 Muitos microorganismo não devem 
refrigerar, porque pode haver migração 
de microorganismos chamado de 
fastibiosos, que de acordo com a 
temperatura ele pode diminuir a 
população que está contaminando (ex: 
liquor). Soluções que são usadas para o 
transporte dessas substâncias são por 
líquido com tamponato de cálcio por 
exemplo. 
 O volume de sangue recolhido deve ser 
1/10 do volume do frasco (4mL/40mL da 
capacidade do frasco). 
 A quantidade de sangue colhidos por dia: 
o Adultos – até 20mL 
o Crianças entre 1 e 5 mL 
o Polianetol sulfonato de sódio – 0,025% -0,030% 
o 2 frascos – aeróbios 
o 1 frasco para fungo/mmicrobactérias 
o 1 frasco para anaeróbicos. 
 
HEMOCULTURA: 
 
ATENÇÃO – Nunca colocar os frascos de hemocultura em geladeira. 
 Sensibilidade de diversos microorganismos a baixas temperaturas: Neisseria, 
Haemophilus. 
 Bactérias consideradas geralmente como contaminantes: Streptococcus epidermidis, 
Streptococcus do grupo viridans; 
 Propioniobacterium tem importância clinica se forem isoladas de mais de uma 
amostra do mesmo paciente. (agente causador da acne). 
 O máximo de frascos é de até 4 por dia para um mesmo paciente. 
 Não se deve colher amostras a partir de um cateter e meio. 
 
 
 Tanto o EDTA quando o citrato de sódio interferem na quantidade da população 
bacteriana. 
 O EDTA funciona como um cofator enzimático, e isso faz com que as bactérias parem 
suas reações, já o citrato de sódio influencia porque a bactéria utiliza ele como fonte 
de carbono, com isso o volume da bactéria cresce, o que pode fazer com que seja 
liberado no laudo como mais bactérias dos que a realmente tem. 
 Líquido cefalorraquidiano – LCR: 
 O LCR é coletado geralmente por meio de punção lombar, entre L3 e L4. 
 O material é recolhido em dois frascos estéreis e imediatamente semeado em meio de 
ágar chocolate. 
 Não se deve manter esses materiais em geladeira ou a baixas temperaturas; 
 Realizar uma bacterioscopia e pesquisa de antígeno bacteriano quando a 
bacterioscopia for sugestiva de meningite (glicose baixa, proteína elevada, aumento de 
polimorfonucleares). 
 Nos casos de infecção por micobactéria ou por Cryptococcus neoformans. – Pesquisa 
de BAAR ou de leveduras (método de tinta nanquim) após centrifugação do material 
(3000 rpm por 30 minutos), desprezando o sobrenadante e utilizando apenas o 
sedimento para análise. 
 
Líquidos corpóreos e estéreis: 
Quais são? 
Líquido pleural, líquido peritoneal, líquido pericárdico, líquido sinovial e líquido ascítico. 
Coleta: por aspiração utilizando seringa com agulha -volume de 5 a 10ml. 
Obter a amostra através de punção percutânea ou cicúrgica. 
Encaminhar para o laboratório o líquido coletado em tubo seco e estéril ou incolucado 
diretamente nos frascos do equipamento de automação de hemoculturas. 
Processamento das amostras: 
o Exames diretos – microscopia – coloração de Gram, Ziehl – Nelsen e pesquisa de fungos, 
acordo com a solicitação médica após anamnese. 
o Cultura – semeio em ágar sangue, ágar MacConkey, ágar chocolate inocular parte do 
material em um frasco normalmente utilizado para hemocultura. 
o Para os exames diretos recomenda-se (material fluido) centrifugação da amostra em 3.000 
rpm por 30 minutos, sendo descartado o sobrenadante e o esfregaço realizado a partir do 
sedimento. 
 
Secreções do Trato Respiratório: 
Secreção de nasofaringe – 
 Coqueluche (bordetella pertussis): swab previamente umedecido em água ou salina estéril e 
incocular logo em seguida em meio de regan-lowe ágar (composto de ágar carvão com 10% de 
sangue de cavalo e cefalexina) 
S.aureus (clones MRSA), coletar o material com swab e semear em agar manitol salgado. 
 
 Secreção de orofaringe – Streptococcus beta-hemolítico do grupo A (S.pyogenes) semear em 
meio ágar sangue com trimetoprim e em caldo Todd-Hewitt. 
Epiglote – H.influenzae semear em ágar chocolate suplementado com fatores V e X ou usando 
a técnica do satelitismo, com uma estria de estafilococo (com as placas incubadas em 
atmosfera de 5% de Co2) 
 Difteria – corynebacterium 
A partir da cultura preparar dois esfregaços 
Um corado pelo gram e outra pelo loffler (azul de metileno) para visualizar granulações 
metacromáticas. 
 
Escarro, lavado bronco-alveolar e aspirado traqueal: 
 
Escarro: 
 Pneumonia, tuberculose. 
 Avaliação de uma boa coleta – uma maneira de avaliarmos se a amostra foi 
adequadamente coletada é a relação de polimorfonucleares e células epiteliais, em um 
campo microscópico com aumento de 400x. 
 Mais de 10 polimorfonucleares/campo e menos de 10 células epiteliais/ campo é a relação 
esperada nesses casos. 
 
Tipo de paciente 
 Comunitário – Streptococcus pneumoniae, staphylococcus aureus e haemophilus 
influenzae 
 Hospitalar – enterobactérias (klebsiella pneumoniae) bacilos gram negativos não 
fermentadores 
 O semeio: ágar sangue, ágar chocolate, ágar MacConkey e em um meio líquido – caldo 
tioglicolato de sódio ou tríptico de soja (TSB). 
 
Lavado broncoalveolar – BAL: 
 Utilizado para obtenção etiológica das pneumonias associadas a ventilação mecânica e em 
paciente imunodeprimidos, sendo considerado o método mais fidedigno para investigação 
microbiológica do trato respiratório inferior. 
 Os agentes etiológicos da pneumonia estão geralmente presentes em altas concentrações 
nas secreções pulmonares (>105 - 106 UFC/mL). 
 Atenção!!! É necessário enumeração de colônias 
 Alça calibrada de 0,01 mL onde o número de colônias encontradas na placa de ágar sangue 
deve ser multiplicado por 100. 
 Duas alíquotas em recipientes distintos: 
o A primeira alíquota deverá ser colocada em frasco identificado como primeira amostra 
(utilizada para esfregaços microbiológicos). 
o As outras amostras poderão ser coletadas em um único frasco estéril. Somente estas 
amostras deverão ser utilizadas para a cultura quantitativa, evitando falsas contagens. 
o Tempo de transporte – 30min – 12horas. 
Feridas, abscessos e exsudatos: 
 As margens e superfície da lesão devem ser descontaminadas com solução de povidine 
iodine (PVPI) e soro fisiológico 50%. 
 Proceder a limpeza com solução fisiológica. 
 Coletar o material purulento localizado na parte maisprofunda da ferida, aspirado com 
seringa e agulha. Quando a punção com agulha não for possível, aspirar o material 
somente com seringa tipo insulina. 
 Swabs (menos recomendados) serão utilizados quando os procedimentos acima citados 
não forem possíveis. 
 A escarificação das bordas após anti-sepsia pode produzir material seroro que é adequado 
para cultura. 
 A cultura de lesões e crostas não é recomendada, a menos que a obtenção de exsudato 
não seja possível. 
 A coleta de ferida de queimadura – biópsia da pele é a técnica mais recomendada. 
 
 
Instruções para amostras de tecido subcutâneo e amostras de pele: 
 A superfície da ferida de queimadura estará colonizada pela microbiota do próprio 
paciente e/ou pelos micro-organismos do meio ambiente em que se encontra. 
 Quando a colonização de bactérias for grande, pode ocorrer infecção subcutânea, 
resultando numa bacteremia. 
 Cultura somente do tecido superficial não é aconselhável. Então, biópsia do tecido 
profundo é o mais indicado. 
 Os micro-organismos não ficam distribuídos somente na ferida queimada. Por isso, 
recomenda-se: 
 Coletar amostras de áreas adjacentes da queimadura. 
 Desinfetar a superfície com solução de iodo 
 No caso de pacientes queimados, usar solução aquosa de PVPI ou solução fisiológica. 
 Coletar amostra de punção de biopsia para cultura. 
Considerações para coleta de tecido subcutâneo e amostras de tecido: 
Bactéria: aspirado ou amostra de biópsia são preferíveis ao invés de swab 
Anaeróbico: não é comum para queimaduras; úlceras, nódulos ou infecções superficiais da 
pele; pesquisado para mordeduras e traumas. 
Fungo: usada para diagnosticar dermatófitos, leveduras e fungos filamentosos dimórficos. 
Micobactéria: útil no diagnóstico M.marinum. 
- Biópsia da pele: 
Descontaminar a superfície com solução de iodo. 
Colocar num recipiente estéril, sem formalina, com meio de cultura líquido. 
 
Secreção de ouvido: 
CONDUTO AUDITIVO EXTERNO E MÉDIO (ATÉ A MEMBRANA TIMPÂNICA). 
 Remover secreção superficial com um swab umedecido em salina estéril e com outro swab 
obter material fazendo rotação no canal. 
 Inserir o swab no meio de transporte – meio Stuart. 
CONDUTO AUDITIVO INTERNO 
 Membrana timpânica rompida: o médico deve proceder como no item anterior e com 
espéculo ou cone de otoscópio coletar material com swab e em seguida inserir no meio de 
transporte. 
 Com outro swab, fazer esfregaço para coloração Gram. 
SECREÇÃO OCULAR 
 As culturas deverão ser coletadas antes da aplicação de antibióticos, soluções antisépticas 
colírios ou outros medicamentos. 
 Desprezar a secreção purulenta superficial e, com swab colher o material da parte 
 interna da pálpebra inferior. 
 Identificar corretamente a amostra e enviar imediatamente ao laboratório, 
 evitando a excessiva secagem do material. 
SECREÇÃO DE MATERIAL GENITAL 
Sítios corpóreos não indicados para o cultivo de Micro-organismos anaeróbios 
- TRATO FEMININO 
o Endocérvix 
o Vagina 
o Uretra 
o Placenta 
o Vulva 
o Sítio externo do genital feminino 
- TRATO MASCULINO 
o Uretra 
o Fluido prostático 
o Fluido Semin 
- SECREÇÃO DE MATERIAL GENITAL 
o Indicados para o Cultivo de Anaeróbios 
o Placenta (origem de cesárea) 
o Endométrio 
o Trompa de Falópio 
o Aspirado cervical 
o Ovário 
o Glândulas de Bartholin 
- Casos Especiais 
 Nos casos de infecção por Chlamydia trachomatis deverá ser solicitado exame por 
imunofluorescência ou por biologia molecular (PCR). Pode ocorrer associação entre 
infecções por Chlamydia trachomatis e Neisseria gonorrhoeae. 
 Material purulento, proveniente da glândula de Bartholin, poderá ser obtido diretamente 
do ducto ou colhida através de seringa. 
 Endométrio: este tipo de material é melhor coletado por curetagem. Recomenda-se o uso 
de swabs protegidos para coleta via cervix, para evitar contaminação com a flora vaginal. 
 DIP (Doença Inflamatória Pélvica): O material é coletado por técnica invasiva. O líquido 
peritoneal pode ser coletado por aspiração do fundo de saco vaginal (culdocentese). 
 Material retirado diretamente dos ovários ou trompas é coletado cirurgicamente. 
 Vulva: raspados, aspirados ou biópsia não têm muito valor para cultura a não ser 
 em casos de suspeita de sífilis. 
 Nos casos de sífilis, a lesão deverá sofrer uma abrasão cuidadosa com gaze seca até que 
um fluido seroso comece a fluir, tomando cuidado para evitar sangramento, o que 
acarreta interferência no exame em microscópio de campo escuro. 
 DIU (Dispositivo Intra-Uterino): deve ser removido pelo médico evitando-se contaminação 
cervical ou vaginal. 
 Coloque todo o DIU dentro de um recipiente estéril para ser transportado para o 
laboratório. 
 Cultura semi-quantitativa para Mycoplasma hominis e Ureaplasma urealyticum podem ser 
realizadas com kits comercializados. 
 Chlamydia trachomatis: não aceitar secreção vaginal para pesquisa de Chlamydia, uma vez 
que este micro-organismo não pode crescer nas células epiteliais escamosas da vagina 
Chlamydia são parasitas intracelulares obrigatórios do epitélio colunar do cérvix. 
 Realizar coleta de material endocervical, raspando-se o endocérvix para obter células e 
secreção. O swab deverá ser inoculado imediatamente em meio de transporte preparar as 
lâminas para coloração especial. 
 Detecção de estreptococos do grupo “B” em mulheres: culturas cervicais não são 
aceitáveis e não se devem utilizar espéculos. 
 Coleta com swab na vagina e outro do orifício anorretal. Os swabs devem ser colocados 
em meios de transporte. 
- SECREÇÃO CERVICAL E VAGINAL: 
 
 
- SECREÇÃO URETRAL 
 Nesseria gonorrhoeae é uma bactéria muito sensível e pode morrer rapidamente se não 
for semeada imediatamente após a coleta. 
 Desprezar as primeiras gotas da secreção. 
 Coletar a secreção purulenta, de preferência pela manhã, antes da primeira micção ou há 
pelo menos duas horas ou mais, sem ter urinado. 
 Coletar com alça bacteriológica descartável ou swab estéril fino. 
 Colocar a amostra em meio de transporte e preparar as lâminas para 
 bacterioscopia da secreção fresca. 
 Encaminhar imediatamente para o laboratório. 
 Em pacientes assintomáticos, deve-se coletar a amostra através de massagem 
 prostática ou com pequeno swab inserido alguns centímetros na uretra. 
 
 
- SECREÇÃO ANAL 
 Inserir o swab cerca de 1 cm do canal anal e fazer movimentos de lado a lado para coletar 
material das criptas anais. 
 Colocar a amostra em meio de transporte e enviar o swab imediatamente ao laboratório. 
- FEZES 
 Devem ser coletadas no início ou fase aguda da doença, quando os patógenos estão 
usualmente presentes em maior número e preferencialmente, antes da antibioticoterapia. 
 Coletar as fezes e colocar em um frasco contendo o meio para transporte (Cary Blair ou 
salina glicerinada tamponada); 
 Preferir sempre as porções mucosas e sanguinolentas; 
 Fechar bem o frasco e agitar o material. 
 Se a amostra não for entregue no laboratório em uma hora, conservar em geladeira a 4°C, 
no máximo por um período de 12 horas. 
- SWAB RETAL 
 Usar swab de algodão, certificando-se de que a ponta da haste que suporta o algodão está 
bem revestida. 
 Umedecer o swab em salina estéril (não usar gel lubrificante) e inserir no esfíncter retal, 
fazendo movimentos rotatórios. 
 Ao retirar, certifique-se que existe coloração fecal no algodão. O número de swabs 
depende das investigações solicitadas. 
 Identificar a amostra e enviar ao laboratório no intervalo de 30 minutos ou utilizar o meio 
de transporte fornecido. 
- URINA 
 A coleta deve ser feita pela manhã, preferencialmente da primeira micção do dia, ou 
então após retenção vesical de duas a três horas. 
- 
 
- CRIANÇAS 
 Assepsia rigorosa prévia dos genitais com água e sabão neutro, e posterior secagem 
com gaze estéril. 
Modo de coleta: 
o O ideal é jato intermediário (jatomédio) espontâneo. Bem indicado em crianças que 
urinam sob comando, usado também em lactentes. Em lactentes em que não se consegue 
coletar através do jato médio, pode-se usar o saco coletor de urina, porém a troca deve 
ser realizada de 30 em 30 minutos e, ao trocar o coletor, refazer a assepsia. Em casos 
especiais (RN, lactentes de baixo peso, resultados repetidamente duvidosos) indicar 
punção vesical suprapúbica, que deverá ser realizada por médico. 
 
ADULTOS SEXO MASCULINO 
 A coleta deve ser feita pela manhã, preferencialmente da primeira micção do dia, ou então 
após retenção vesical de duas a três horas. 
PACIENTES CATETERIZADOS COM SISTEMA DE DRENAGEM FECHADA: 
o Colher a urina puncionando-se o cateter na proximidade da junção com o 
o tubo de drenagem. 
o Não colher a urina da bolsa coletora. 
o No pedido laboratorial deverá constar que o paciente está cateterizado. 
ATENÇÃO !!! 
o Não aceitar, sem exceção, as coletas de 24 horas dos materiais clínicos para cultura, 
particularmente de urina para o isolamento de micobactérias, devido a possível 
contaminação do material. 
INSTRUÇÕES PARA ANAERÓBIOS 
 Anaeróbios podem estar envolvidos em infecções nas mais diversas partes do 
 organismo humano. 
 A coleta deve ser feita evitando-se contaminação com a flora normal endógena. Na 
solicitação médica deve constar também cultura para microrganismos aeróbios. 
 A boa comunicação entre o corpo clínico e o laboratório com o fornecimento de 
informações como impressão clínica, estado do paciente ou suspeita de organismo 
incomum assegura o sucesso da cultura anaeróbia. 
 Sempre que possível, mediante uma solicitação de cultura para anaeróbios, a amostra 
deve ser coletada através de aspirado com agulha e seringa ou através de fragmentos do 
tecido infectado. 
A coleta com swab é a menos recomendada pelas seguintes razões: 
o Material pode ser facilmente contaminado com organismos presentes na pele ou na 
o superfície mucosa. 
o Os anaeróbios ficarão expostos ao oxigênio ambiente. 
o Material está sujeito à secagem excessiva. 
o A quantidade de material encaminhada é relativamente pequena. 
o São menos satisfatórios que os aspirados para preparação de esfregaços utilizados na 
análise microscópica, assim como para exame direto macroscópico (grânulos de enxofre 
típico em actinomicose). 
 
 
 
 
 
 
 
Maria Eduarda Henrique. 
Biomedicina 2020.2