Apostila de Parasitologia Clínica Protozoários e Helmintos

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Apostila de Parasitologia 
Protozoários - Helmintos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Professora Especialista: Rose Felipe 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2009 
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Parasitologia - Introdução 
 
 
 
 
 
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I) EXAME DIRETO 
EXAME MACROSCÓPICO DE PREPARAÇÕES A FRESCO 
O diagnóstico é realizado pela observação microscópica dos oocistos entre lâminas e lamínulas. O 
exame direto a fresco é realizado diretamente das fezes diarreicas, ou após a diluição das fezes 
pastosas, em solução salina a 0,85% (1:5). Examinar com objetiva de imersão. A microscopia de 
contraste de fase facilita a observação dos parasitas. 
Observações: O oocisto no exame direto aparece maior que aqueles observados nos esfregaços 
fixados e corados. Os oocistos apresentam-se como elemento esféricos de 5 a 6 µm de diâmetro, 
com membrana externa fina, com um citoplasma finalmente granulado, e com mancha negra 
proeminente, central ou lateral, quer representa os corpos residuais. Os quatro esporozoítos livres 
aparecem como pequenas manchas dispostas na periferia em forma de "C". O núcleo é visto no 
centro do organismo (GARCIA et al., 1983; LEMETEIL, 1987; MEHLHORN, 1988). 
 
2) Método de Faust e cols: centrífugo - flutuação 
 
1) Princípio do teste 
A pesquisa de cistos nas fezes pode ser realizada por diferentes métodos. O método de Faust 
está baseado na centrifugação e na flutuação em uma solução de Sulfato de zinco. Uma alíquota 
de fezes é filtrada e posteriormente centrifugada. O sobrenadante é colocado numa solução de 
Sulfato de zinco e centrifugado. O material a examinar é retirado da parte superficial, tratado com 
solução de lugol e observado ao microscópio. 
 
2) Aplicação clínica 
A principal aplicação do método de Faust é a pesquisa de cistos de protozoários, destacando-se a 
pesquisa de cistos de Iodameba bütschlii, Entamoeba histolytica, Entamoeba coli, Endolimax 
nana. Outros cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos podem ser pesquisados. 
 
3) Reagentes 
 
3.1 – Lugol 
1 g de Iodo é macerada com 2 g de Iodeto de potássio. Medir 200 mL de água Tipo I. Adicionar 
lentamente pequena quantidade desta água com homogeneização constante. Quando houver 
solubilização total, adicionar o volume restante desta água. Armazenar em um frasco de vidro 
âmbar e rotular. Transferir 20 mL para um frasco conta-gotas âmbar, o qual será usado no dia-
a-dia. 
 
3.2 – Sulfato de zinco a 33 % 
 4 
Preparar uma solução em água Tipo I de modo produzir uma solução de Sulfato de zinco a 33 % 
com densidade 1.180 g/L. Habitualmente a solução de Sulfato de zinco a 33 % apresenta 
densidade 1.180 g/L, mas a densidade deve ser medida e corrigida conforme necessário. 
 
4) Outros insumos 
4.1 – Borrel ou frasco de vidro. 
4.2 – Funil de plástico pequeno. 
4.3 – Palito de sorvete 
4.4 – Tubo cônico de plástico. 
4.5 – Caneta para marcar tubo. 
4.6 – Gaze tipo queijo ou tamiz metálico de 80 a 100 malhas/cm2. 
4.7 – Estante. 
4.8 – Lâmina de vidro. 
4.9 – Lamínula de vidro. 
4.10 – Alça de inoculação ou pipeta Pasteur. 
 
5) Equipamentos 
5.1 – Centrífuga. 
5.2 – Microscópio. 
 
6) Procedimento detalhado 
 
OBS: Para executar este procedimento é indispensável o uso de luvas, máscara e avental. 
 
1 – Preparar uma suspensão 1:10 de fezes em água Tipo II num frasco do tipo Borrel, 
identificado com o número de registro do paciente. 
2 – Adaptar a gaze ao funil de vidro. 
3 – Identificar um tubo cônico com o número de registro do paciente. 
4 - Filtrar a suspensão para este tubo cônico. 
5 – Centrifugar a 2500 rpm por 1 minuto. 
6 – Desprezar o sobrenadante. 
7 – Adicionar 3 mL de água Tipo II e misturar. 
8 – Repetir os itens 5, 6 e 7 mais duas vezes. 
9 – No último sedimento, adicionar 3 mL de solução de Sulfato de zinco. 
10 – Agitar e completar o volume do tubo com o Sulfato de zinco. 
11 – Centrifugar a 2500 rpm por 1 minuto. 
12 – Aspirar a película superior. 
 5 
13 – Identificar a lâmina de vidro com o número de registro do paciente. 
13 – Colocar 1 gota na lâmina de vidro. 
14 – Colocar 1 gota de lugol na lâmina de vidro. 
15 – Homogeneizar. 
16 – Colocar a lâminula de vidro. 
17 – Observar no microscópio, inicialmente com pequeno aumento. 
18 – Registrar o resultado na Planilha de exame 
 
7) Leitura 
1 – A riqueza de cistos pode ser verificada com pequeno aumento do microscópio. 
2 – As características de cada espécie são observadas com grande aumento ou imersão. 
3 – Observar: o número de nucléolos dos cistos, a sua estrutura, a distribuição, a coloração e o aspecto 
do glicogênio neles contido. 
 
8) Limitações do método 
1 – Amostra do paciente contendo poucos cistos pode fornecer resultado falso negativos. 
2 – A incapacidade do observador em identificar as características morfológicas das 
diferentes espécies poderá causar resultados enganosos. 
 
 
 
 
 
 
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III) Técnica de Coloração por Hematoxilina Férrica 
 
 A hematoxilina férrica utilizando fezes preservadas é sem dúvida, o método que maior segurança 
oferece na identificação e no diagnóstico da E. histolytica. 
 Os trofozoítas apresentam uma cor cinza-azulada, diferenciando-se de estruturas de tonalidades 
escuras. Seu tamanho varia entre 15 a 60 micra. 
 O citoplasma é distinto e observa-se uma nítida diferenciação entre o ectoplasma e o 
endoplasma, principalmente se a forma observada estava emitindo pseudópodes quando da sua 
fixação. O ectoplasma apresenta-se hialino com uma coloração cinza-clara, diferenciando-se do 
endoplasma, que se apresenta granuloso e mais intensamente corado. No seu interior pode-se 
observar uma ou mais hemácias coradas de negro, evidenciadas nitidamente por um halo claro em 
toda sua parte externa. O núcleo geralmente não é central, permanecendo em local afastado da 
emissão dos pseudópodes, corando suas estruturas em negro. O cariossoma geralmente é central, 
mais corado, os grânulos de cromatina são escuros e distribuídos uniformemente no interior da 
membrana nuclear. 
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 A forma pré-cistica é geralmente esférica, podendo apresentar-se oval, corando em azul-
acinzentado e não apresentando diferenciação entre o ectoplasma e o endoplasma. O vacúolo 
ocupa 2/3 do parasito, que é o vacúolo de glicogênio, pouco corado. Os corpos cromatóides, corados 
em negro, se apresentam como um ou dois bastonetes de tamanhos diferentes. O núcleo se 
apresenta um pouco maior na forma pré-cistica. O cariosoma é grande, de aspecto geralmente 
uniforme. 
 Já nos cistos pode-se observar uma nítida membrana cística corada em negro e o citoplasma se 
apresenta em uma cor cinza-azulada contendo um vacúolo de glicogênio grande e não corado. Os 
corpos cromatóides, mais freqüentes nos cistos imaturos, coram em negro e apresentam-se em 
quantidades variáveis, porém dificilmente são observados nos cistos tetranucleados. Outros 
protozoários de interesse nos exames de fezes são: E. coli, E. hartmani, Endolimax nana, 
Iodamoeba butschlii, Isospora belli, Balantidium coli. Pode usar para pesquisa de Trichomonas 
vaginalis (secreção vaginal e uretral) 
 
Procedimento Prático 
 
I) Material para análise: fezes diarréicas obtidas por purgantes (30 gramas de 
sulfato de sódio dissolvidos em água). Evacuação deve ser feita no laboratório 
II) Fezes muito pastosas ou endurecidas devem ser colocadas em fixador de 
preferência o de Schaudinn (veneno). 
III) Utilizar lamínulas limpas e desengorduradas presas a um suporte de borracha 
para facilitar a manipulação (figura 1). 
IV) Com uma pázinha de sorvete espalhar as fezes fazendo um esfregaço e após 
emergir ema placa de Petri contendoo fixador de Schaudinn. 
V) Passar esta preparação pelos seguintes líquidos: 
 
1- Álcool iodado - 1 minuto 
2- Álcool a 95% - 1 minuto 
3- Água corrente para lavagem – 1 minuto dentro da cuba 
4- Mordente (alumínio de ferro) – 3 minutos 
5- Água corrente - 1 minuto dentro da cuba 
6- Solução de Hematoxilina férrica – 5 minutos 
7- Água corrente - 1 minuto dentro da cuba 
8- Diferenciador (alumínio de ferro) até que o esfregaço adquira uma 
transparência adequada. (muita experiência): momento crucial 
9- Água corrente - 2 minutos dentro da cuba. 
10- Álcool absoluto – 2 minutos. 
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11- Álcool a 95% - 2 minutos 
12- Álcool creosoto - 2 minutos 
13- Creosoto de Faia - 2 minutos 
14- Montar com bálsamo do Canadá: sobre uma lâmina limpa e desengordurada colocar 
uma gota de bálsamo, e sem deixar bolhas de ar, colocar a preparação com o 
esfregaço voltado para baixo, sobre o mesmo. 
A preparação poderá ser colocada em estufa a 37º C para a secagem do bálsamo do 
Canadá, limpando-se o excesso com auxílio de xilol e papel de filtro. Examinar com 
objetiva de imersão e ocular 5x ou 10x. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Entamoeba histolytica 
Giardia lamblia 
cisto 
 Trofozoíto 
 
cisto 
 Trofozoíto 
 
Entamoeba coli 
(trofozoíto e cisto) 
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Desenhos das Lâminas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Protozoários sanguíneos 
 
Preparação do esfregaço sanguíneo e coloração – Método de GIEMSA: 
(diagnóstico do tripanosomas, dos plasmódios, das leishmanias e Toxoplasma). 
 
I) Preparo de esfregaço sanguíneo 
 
A) Sangue com EDTA 
B) Preparam-se esfregaços finos tocando uma lâmina limpa, desengordurada, 
em uma pequena gota de sangue, de modo que fique próximo de uma 
extrimidade da lâmina. Uma segunda lâmina espalhadora (lâmina de 
extensão) é segurada pelas bordas, em ângulo de 30 graus sobre a lâmina 
que tem o material e recuada sobre a gota fazendo que se espalhe ao longo 
da borda da lâmina espalhadora. Com suavidez e rapidez, empurre a lâmina 
espalhadora para frente, de modo que o sangue se espalhe e corra em 
camada plana. 
C) Deixe secar ao ar e core conforme a descrição. 
 
II) Procedimento de coloração 
 
 
 
A) Identificação do Trypanosoma cruzi – hemoflagelado 
 
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Objetivos da aula: reconhecer as seguintes formas evolutivas: tripomastigotas, 
amatigostas e epimastigotas de T. cruzi. 
 
1) Tripomastigotas 
 
• Examinar lâmina de esfregaço sanguíneo corado pelo método Giemsa 
(visualizar o parasito entre as hemáceas). 
• Descrever a posição do cinestoplasto, posição do núcleo, membrana 
ondulante e flagelo. 
 
 
 
 
 
 
B) Identificação de Leishmania spp. 
 
Objetivos da aula: reconhecer as seguintes formas evolutivas: promastigotas e 
amastigotas de Leishamnia ssp. 
 
1) Promastigotas 
• As promastigotas de Leishmania ssp são encontradas no trato intestinal do 
mosquisto Flebotomíneo (mosquito palha), mas também podem ser encontrados em 
culturas in vitro 
• Descrever a posição do cinestoplasto, posição do núcleo e flagelo. 
 
2) Amastigotas 
Epimastigota de T.cruzi 
Amastigota de T. cruzi 
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• As amastigotas serão encontradas em células do sistema fagocitário, presentes 
no sangue circulante ou nos órgãos de indivíduos infectados. 
• Examinar lâminas obtidas de amstigotas obtidas em linfonodo. 
• Descrever a posição do cinestoplasto, posição do núcleo e flagelo. 
 
 
 
D) Identificação de Plasmódios (Plasmodium sp) 
 
Objetivos da aula: reconhecimento das formas sanguíneas dos palsmódios 
 
 
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D) Identificação de Toxoplasma gondii. 
 
Objetivos da aula: reconhecimento dos principais estágios parasitários de gondii, diferenciando 
estágios encontrados na fase aguda (taquizoítos) da fase crônica (bradizoítos em cistos 
teciduais). 
 
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Desenhos das Lâminas 
Bradizoíto 
Taquizoítos 
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Schistosoma mansoni 
 
 
 
 
 
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Desenhos das Lâminas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 Método de Lutz ou de Hoffmann (sedimentação espontânea) 
 
Princípio do método: 
 
Método baseado na sedimentação espontânea, específico para a pesquisa de ovos de Schistosoma 
mansoni, porém é altamente eficiente e amplamente utilizado para a pesquisa de todos os parasitos. 
 
Material necessário: 
 
1. Cálice de decantação 
2. Peneira 
3. Gaze dobrada em 4 
4. Água corrente ou destilada 
5. Espátula de madeira (tipo abaixador de língua) 
6. Lâmina e lamínula 
Tomar cerca de 2 g de fezes recém emitidas, dissolvê-las no próprio recipiente de coleta (frasco padrão 
para coleta de amostra) utilizando um pouco de água. Transferir o material dissolvido para um cálice de 
decantação fazendo filtrar em peneira contendo gaze em 4. Completar até ¾ do volume de água e 
deixar repousar em superfície firme e livre de vibrações por no mínimo 2 horas. 
Retirar o sedimento com um canudo ou pipeta Pasteur e transferir para lâmina de vidro adicionando 2 
gotas de solução de Lugol e cobrindo com lamínula. Observar ao microscópio em objetiva de 10x. 
 
 
 
 
 
 
 
Taenia sp 
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Desenhos das Lâminas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Hymenolepis nana 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Ascaris sp 
 
 
 
 
 
 
 
Ovo Ovo 
 
 
 
 
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Desenhos das Lâminas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FLUTUAÇÃO SIMPLES - WILLIS (flutuação em salina saturada) 
 
Essa técnica se baseia na propriedade que alguns ovos de helmintos apresentam de flutuarem na 
superfície de uma solução de densidade elevada e de aderirem ao vidro. Este procedimento é específico 
para a pesquisa de ovos de Ancilostomídeos. 
1. A solução saturada de cloreto de sódio é feita adicionando aproximadamente 40g de NaCl a 100mL 
de água sob aquecimento até o ponto em que o sal não se dissolva mais na água. A densidade desta 
solução deve ser de aproximadamente 1,20g/mL. 
2. Colocar uma quantidade de fezes (aproximadamente 2 g) coletadas de várias partes do bolo fecal em 
uma pequena cuba contendo uma parte de solução saturada de cloreto de sódio, dissolver as fezes 
nesta solução e acrescentar água até a borda. 
3. Colocar sob a borda da cuba uma lâmina devidro quase tocando a solução saturada e deixar de 30 a 
45 minutos . Após este tempo, inverter a lâmina rapidamente e observar ao microscópio. 
 
 
 
Ancylostoma sp 
 
 
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Desenhos das Lâminas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Rugai e cols 
Barmann Moraes 
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Strongyloides stercoralis 
 
 
 
 
 
Desenhos das Lâminas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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COLETA PARA PESQUISA DE ENTEROBIUS VERMICULARIS 
(TÉCNICA DA FITA ADESIVA OU SWAB PERIANAL NOTURNO) 
Material necessário 
 
1. Fita de celofane adesiva e transparente (tipo Durex) 
2. Toluol (tolueno), Xilol (xileno) ou Iodo-xilol 
3. Lâmina para microscopia. 
 
Técnica 
 
1. Colocar um pedaço de fita adesiva transparente em uma espátula de madeira tipo abaixador de língua 
com a parte adesiva voltada para fora 
2. Pressionar firmemente a espátula contendo a fita adesiva contra as pregas anais e perianais 
3. Colar a fita adesiva em lâmina devidamente identificada 
4. No momento da execução do exame, levantar cuidadosamente a fita da lâmina e pingar uma gota de 
toluol ou xileno e pressionar novamente a fita contra a lâmina. A preparação ficará clara ou levemente 
corada, tornando os ovos bem visíveis. 
Caso o material não seja examinado imediatamente, não acrescentar o toluol. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ovos da coleta do anal 
swab 
Fita gomada ou anal swab 
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Enterobius vermiculares 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Trichuris trichiura 
 
 
 
 
 
 
 
Wuchereria bancrofti 
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 34 
Desenhos das lâminas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 35 
 
 
 
 
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Ectoparasitos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGIA 
INSTITUTO DE BIOLOGIA / UNICAMP 
 
PROTOZOÁRIOS INTESTINAIS E CAVITÁRIOS 
 
AMEBAS PARASITAS E COMENSAIS 
 
Entamoeba histolytica 
cisto 
Entamoeba histolytica 
cisto (corado pelo lugol) 
Entamoeba histolytica 
 cisto 
 
 
 
Entamoeba histolytica 
 trofozoíta 
Entamoeba histolytica 
 trofozoíta 
Entamoeba histolytica 
 trofozoíta 
 
 
Entamoeba coli 
cisto (corado pelo lugol) 
Entamoeba coli 
cisto (corado pelo lugol) 
Entamoeba coli 
 trofozoíta 
Entamoeba coli 
 trofozoíta 
 
 
 
Iodamoeba bütchlii 
cisto 
Endolimax nana 
cisto 
Endolimax nana 
trofozoíta 
 
FLAGELADOS INTESTINAIS E CAVITÁRIOS 
 
 
 
 
Giardia lamblia 
trofozoíta 
Giardia lamblia 
trofozoíta 
Giardia lamblia 
cisto 
Giardia lamblia 
cisto 
Trichomonas vaginalis 
 
CILIADOS INTESTINAIS 
 
Balantidium coli 
cisto 
Balantidium coli 
 trofozoíta 
Balantidium coli em corte de 
intestino 
Balantidium coli em corte do 
intestino grosso 
 
 38 
DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGIA 
INSTITUTO DE BIOLOGIA / UNICAMP 
 
PROTOZOÁRIOS DO SANGUE E OUTROS TECIDOS 
 
 
Plasmodium falciparum 
trofozoíta 
Plasmodium falciparum 
gametócitos 
Plasmodium falciparum 
microgametócito 
Plasmodium falciparum 
macrogametócito 
 
Plasmodium vivax 
trofozoíta 
Plasmodium vivax 
esquizonte 
Plasmodium vivax 
merozoíto 
Plasmodium vivax 
microgametócito 
Plasmodium vivax 
macrogametócito 
 
 
 
 
Trypanosoma cruzi 
epimastigota 
Trypanosoma cruzi 
tripomastigota 
Trypanosoma cruzi 
tripomastigota 
Trypanosoma cruzi 
amastigota 
 
 
Leishmania sp. 
amastigota 
Leishmania sp. 
amastigota 
Leishmania sp. – 
promastigota 
Toxoplasma gondii 
trofozoíta 
Toxoplasma gondii 
cisto 
 
VETORES 
Barbeiros 
 
 
Triatoma Panstrongylus Rhodnius 
 
Anophelini 
 
Ovos Larva Pupa Macho Fêmea 
Adultos 
Posição de pouso do adulto 
Culicini 
 
 
Ovos Larvas Pupa Macho Fêmea 
Adultos 
Posição de pouso do adulto 
DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGIA 
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INSTITUTO DE BIOLOGIA / UNICAMP 
 
HELMINTOS INTESTINAIS 
 
 
Ovo de 
Ancilostomatídeo 
Ovo larvado de 
Ancilostomatídeo 
Ovo de Ancilostomatídeo Ovo de Enterobius 
vermicularis 
Ovos de Enterobius 
vermicularis 
 
Ovo de Ascaris 
(fertilizado) 
Ovo de Ascaris (fertilizado) Ovo de Ascaris (larvado e 
decorticado) 
Ovo de Ascaris 
(infértil) 
Ovo de Ascaris (infértil) 
 
Ovo de Schistosoma 
mansoni 
Ovo de Fasciola hepatica Ovos de Taenia Ovo de Taenia Proglote grávido 
Taenia solium 
 
Ovo de Hymenolepis 
diminuta 
Ovo de Hymenolepis 
nana 
Ovo de Trichuris trichiura Ovo larvado de 
Trichuris trichiura 
Proglote grávido 
Taenia saginata 
 
 
 
Cápsula bucal 
Ancilostoma duodenale 
Cápsula bucal Ancilostoma 
duodenale 
Cápsula bucal 
 Necator americanus 
Cápsula bucal Necator 
americanus 
Bolsa copuladora de A. 
duodenale 
 
 
 
 40 
Bibliografia Consultada 
 
- DE CARLI, G.A. – Parasitologia Clínica – Seleção de Métodos e Técnicas de Laboratório para 
o Diagnóstico das Parasitoses Humanas – Editora Atheneu, São Paulo, 2001. 
- CIMERMAN, B. & FRANCO, M.A. - Atlas de parasitologia: artrópodes, protozoários e helmintos. 
São Paulo, Ed. Atheneu, 1999. 
- LEVENTHAL, R. & CHEADLE, R.- Parasitologia Médica. Texto e Atlas. 4ªed. Editora Premiere, 
2000. 
- NEVES, D.P. - Parasitologia humana. 10ª ed. Editora Atheneu (SP), 2003 
- REY, L. - Bases da parasitologia médica. 2ª ed. Guanabara Koogan (RJ), 2002. 
- VALLADA, E.P.; -Manual de Exames de Fezes - coprología e parasitologia. Editora Atheneu 
São Paulo, 1993 
- NEVES, D.P. - Parasitologia dinâmica. 1ª ed. Editora Atheneu (SP), 2003. 
- FERREIRA, M.U. e SCHHUMAKER, T.T.S. – Fundamentos Biológicos da Parasitologia 
Humana. Editora Manole, São Paulo, 2003. 
- VERONESI, R. & FOCACCIA, R. - Tratado de Infectologia. São Paulo, Editora Atheneu, 1999 
 
Páginas de internet: 
WWW.dpd.cdc.gov/dpdx/Default.htm : página do Center for Disease Control and Prevention com 
imagens e textos sobre parasitos de importância em saúde pública. 
www.cdfound.to.it/html/atlas.htm 
www.fcfrp.usp.br/dactb/Parasitologia/ATLAS_DE_PARASITOLOGIA.htm 
www.farmacia.ufmg.br/ACT/atlas/