Métodos laboratoriais em parasitologia

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Profª Drª Thaís Dalzochio
COLETA DA AMOSTRA FECAL
 Três amostras coletadas em dias alternados – não ultrapassando um período de 10 dias
 Eliminação de alguns parasitos pelo hospedeiro infectado não é contínua. Ex: Giardia lamblia, Taenia sp., Schistosoma mansoni, Entamoeba
histolytica.
 Frasco limpo (não precisa ser estéril) e sem contaminação urinária
 Instruções escritas devem ser fornecidas ao paciente
 Quantidade mínima de 20 a 30 g (diferente em recém nascidos)
 Ingestão de medicamentos e produtos químicos como antidiarreicos, antibióticos, óleos minerais tornam a amostra insatisfatória para a
pesquisa de protozoários intestinais = aguardar → 7 a 10 dias
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Frasco de coleta mais comum
Coproplus
ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS
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Ovos e larvas
Sem tempo de encistar.
Líquidas: 30 minutos 
(trofozoítos)
Pastosas: 1 hora
Sólidas: 24 horas
ou
Preservação
PRESERVAÇÃO DAS AMOSTRAS - FIXADORES
 Substâncias que preservam a morfologia das estruturas parasitárias
 Quantidade indicada: três partes para uma de fezes
 Principais
 Formalina 5 ou 10%: indicada para exames diretos e procedimentos de
concentração. Contraindicada para preservação de parasitos para
montagens permanentes.
 Ácido polivinílino (APV): utilizado para a preparação de montagens com
coloração permanente. Porém, recuperação de alguns parasitos não é tão
eficiente quando comparada ao uso da formalina.
 Acetato de sódio-ácido acético-formalina (SAF): indicado para montagens
permanentes e técnicas de concentração. Principal desvantagem: não
preserva bem a morfologia de protozoários.
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PROCESSAMENTO - EXAME MACROSCÓPICO
 Consistência
 Dura, pastosa,mole, diarreica, aquosa/líquida, formada
 Presença de sangue e/ou muco
 Proglotes ou vermes adultos
 Tamisação: lavagem do bolo fecal em peneiras e recolhimento das proglotes (identificação morfológica).
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Link para vídeo demonstrativo sobre a execução: 
https://www.youtube.com/watch?v=uF37BtZz68Q
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EXAME MICROSCÓPICO
 Três procedimentos 
distintos
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Preparações diretas a fresco
Técnicas de concentração
Esfregaço com coloração permanente
EXAME MICROSCÓPICO – PREPARAÇÃO DIRETA A FRESCO
 Finalidade: detecção de trofozoítos móveis de protozoários.
 Outras estruturas parasitárias também podem ser observadas.
 Preparo: em uma lâmina, misturar uma pequena porção de fezes não fixadas (sem conservantes) com salina ou
lugol com o auxílio de um bastão de madeira e cobrir com lamínula. Observar ao microscópio.
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EXAME MICROSCÓPICO – MÉTODOS DE CONCENTRAÇÃO
 Finalidade: 
 Agregar parasitos presentes em um pequeno volume de amostras
 Remover o máximo possível de detritos, que podem dificultar a visualização de parasitos ao microscópio
 Apresentar os organismos em um estado inalterado, facilitando sua identificação
 Técnicas de concentração podem ser realizadas em amostras de fezes frescas ou fixadas.
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P
ri
n
cí
p
io
s
Sedimentação
Flutuação
Centrífugo-sedimentação
Centrífugo-flutuação
TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO
 Objetivam o aumento do número de ovos, larvas e cistos e a separação das gorduras e óleos da maioria dos
detritos.
 As estruturas parasitárias são retidas no fundo do tubo, ao contrário das técnicas de flutuação.
 Desvantagem: grande quantidade de detritos fecais no sedimento.
 Mais lenta (24 h para diagnóstico) e cálices de sedimentação ocupam espaço no laboratório.
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TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO – MÉTODO DE HOFFMAN, PONS E 
JANER (HPJ) OU LUTZ
 Indicada para ovos, larvas e cistos.
 Vantagens: necessidade mínima de vidraria, dispensando o uso de
reagentes e centrífuga → baixo custo
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EXECUÇÃO
 Método de concentração simples
 Diluir de 2 a 5 g de fezes em 10 mL de água
 Filtrar em gaze ou parasitofiltro
 Deixar decantar por 1 a 24 horas
 Analisar o sedimento
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Link para vídeo demonstrativo sobre a execução: 
https://www.youtube.com/watch?v=htXB2QrKe7o&t=6s
https://www.youtube.com/watch?v=htXB2QrKe7o&t=6s
TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO
 Baseiam-se na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos e
oocistos de protozoários e o material fecal, a fim de que estes organismos flutuem na
superfície dos reagentes.
 Desvantagem: Ovos pesados, como os de Ascaris, Taenia, Schistosoma e Fasciola podem não
flutuar (HPJ indicado).Alguns cistos e larvas podem ser distorcidos.
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TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO – MÉTODO DE WILLIS
 Indicada para a detecção de ovos de baixa densidade específica, como os de ancilostomídeos.
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Utiliza-se solução saturada de cloreto de sódio com
densidade 1,20 g/mL (aproximadamente 40 g de NaCl em
100 mL de água)
EXECUÇÃO
 Dissolver 1 a 2 g de fezes em solução saturada de NaCl
 Encher o recipiente com a mesma solução até que a superfície líquida coincida com a superfície superior do
recipiente.
 Filtragem opcional
 Colocar uma lâmina sobre o recipiente de forma que o líquido se prenda à superfície da lâmina.
 Manter a lâmina por aproximadamente 15 minutos – tempo para os ovos subirem à superfície.
 Retire a lâmina virando-a rapidamente.
 Colocar uma gota de lugol e analisar.
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Link para vídeo demonstrativo sobre a execução: 
https://www.youtube.com/watch?v=dTKaE76ypOA&t=1s
https://www.youtube.com/watch?v=dTKaE76ypOA&t=1s
CENTRÍFUGO-FLUTUAÇÃO EM SOLUÇÃO DE SULFATO DE ZINCO –
TÉCNICA DE FAUST E COLS.
 Apropriada para o diagnóstico de cistos, ovos e
larvas.
 Enterobius vermicularis
 Imprópria para espécimes com grande
quantidade de gorduras.
 Utiliza-se ZnSO4 com densidade 1,18 g/mL
para amostras frescas e 1,20 g/mL para
amostras preservadas com formaldeído.
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EXECUÇÃO
 Dissolver 1 parte de fezes em 9 de água e filtrar.
 Centrifugar a 2500 rpm por 2 minutos
 Desprezar o sobrenadante e adicionar o mesmo volume de água
 Centrifugar novamente e desprezar o sobrenadante
 Adicionar 10 mL de sulfato de zinco 33%
 Centrifugar por 1 minuto a 2500rpm
 Retirar 3 a 4 alçadas da superfície do tubo e analisar com lugol.
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Link para vídeo demonstrativo sobre a execução: 
https://www.youtube.com/watch?v=X0Qjp4URRlU
https://www.youtube.com/watch?v=X0Qjp4URRlU
TÉCNICAS DE CENTRÍFUGO-SEDIMENTAÇÃO – MÉTODO DE 
RITCHIE
 Eficiente para ovos, cistos e larvas
 Desvantagem: utilização de solvente orgânico (éter ou acetato de etila) →
solubiliza as gorduras
 Mais cara que o HPJ, mas mais rápida e ocupa menos espaço
 Utiliza quantidades menores de amostra (1 a 2 g x 5 a 10 g).
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EXECUÇÃO
 Método difásico para a pesquisa de ovos
 2 g de fezes em 20 mL de água
 Filtrar de maneira a adquirir 15 mL de fezes diluídas
 Centrifugar por 1 minuto a 2000 rpm
 Desprezar o sobrenadante e adicionar mais 10 mL de água
 Homogeneizar e centrifugar
 Desprezar o sobrenadante
 Adicionar 10 mL de formol 7,5% e homogeneizar
 Deixar descansar por 20 a 30 minutos
 Adicionar 3 mL de éter, tampar o tubo e agitar vigorosamente.
 Centrifugar a 1500 rpm por 1 minuto
 Liberar os resíduos superficiais da parede do tubo e desprezar o sobrenadante.
 Analisar com lugol.
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Link para vídeo demonstrativo sobre a execução: 
https://www.youtube.com/watch?v=wjgjYIpo9Hg
https://www.youtube.com/watch?v=wjgjYIpo9Hg
EXAME MICROSCÓPICO – CONCENTRAÇÃO DE LARVAS
 Método de Baermann e Moraes, Rugai e Coprocultura de
Harada Mori
 Princípio: hidrotermotropismo das larvas
 Utilizar fezes frescas
 Larvas infectantes!!!
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MÉTODO DE BAERMANN E MORAES
 Métododestinado à extração de larvas – tropismo por água
morna
 Em um tubo afunilado, colocar água morna (40 a 42 °C)
 Sobre este, colocar um funil com gaze e diretamente sobre a
gaze, 3 a 4 g de fezes de maneira que estas fiquem em
contato com a água (parcialmente submersas).
 Deixar repousar de 20 a 30 minutos e analisar o sedimento
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Sempre usar fezes frescas, não preservadas.
As larvas vivas são infectantes!
Link para vídeo demonstrativo sobre a execução: 
https://www.youtube.com/watch?v=Y4c12G6f2LA
https://www.youtube.com/watch?v=Y4c12G6f2LA
MÉTODO DE RUGAI
 Técnica também fundamentada no hidrotermotropismo das larvas dos
helmintos.
 Coloca-se de 10 a 15 g da amostra no centro de uma gaze
 Com o auxílio de um palito de madeira ou outro frasco, “embrulha-se” a
amostra
 A mesma deve ser colocada em contato com a água morna (40°C) em
cálice cônico por 60 minutos
 Coleta-se o sedimento e realiza-se a análise
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Link para vídeo demonstrativo sobre a execução: 
https://www.youtube.com/watch?v=YYgxyA7jpLs
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MÉTODO KATO-KATZ
 Método utilizado para quantificação da carga parasitária
 Útil em certos contextos clínicos e epidemiológicos
 Muito utilizado para a detecção de ovos de Schistosoma sp.
 Utiliza-se uma placa perfurada para medir o volume da amostra a ser examinada (42 mg).
 A amostra é então comprimida entre lâmina e lamínula.
 Os resultados são expressos em número de ovos por grama de fezes.
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Link para vídeo demonstrativo sobre a execução: 
https://www.youtube.com/watch?v=YAXe5IkRFGs
https://www.youtube.com/watch?v=YAXe5IkRFGs
ANÁLISE - COLORAÇÕES TEMPORÁRIAS
 Importantes para a identificação dos diferentes estágios dos protozoários.
 As soluções de iodo, como a de Lugol, são recomendadas para a identificação
de ovos e cistos.
 A solução de iodo de Lugol é a mais utilizada.
 A solução não deve ser velha, pois ocorre a sublimação do iodo.
 Observar a diluição correta → soluções muito concentradas são rapidamente
absorvidas pelos cistos.
 Os trofozoítos são mortos e distorcidos pelo iodo → neste caso, recomenda-
se a utilização de uma coloração permanente (Sudam III, azul de metileno).
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Coloração correta:
 O citoplasma cora-se de
amarelo.
 A cromatina periférica dos
núcleos cora-se de preto ou
marrom.
ANÁLISE DAS LÂMINAS
 Percorrer toda a preparação através da objetiva de 10x → confirmar as estruturas com a objetiva de grande
aumento (40x)
 Percorrer pelo menos 20 campos observando com a objetiva de 40x
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EXPRESSÃO DOS RESULTADOS
 Resultados positivos
 Todos os parasitos patogênicos ou não-patogênicos deverão ser reportados nos seus nomes científicos, dando ênfase ao estágio de
diagnóstico identificado.
 Exemplos:
 Presença de ovos de Ascaris lumbricoides
 Positivo para cistos de Giardia lamblia
 Larvas de Strongyloides stercoralis
 Resultados negativos
 Não foram encontrados ovos, larvas e cistos de parasitos.
 Negativo para ovos, larvas e cistos de parasitos.
 Não foram observados ovos, larvas e cistos de parasitos.
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EXAME MICROSCÓPICO – COLORAÇÕES PERMANENTES
 Procedimento final do Exame Parasitológico de Fezes (EPF).
 Finalidade: confirmar a presença de cistos e/ou trofozoítos.
 Amostra de escolha: amostra preservada em polivinílino (APV).
 Pode-se utilizar amostra preservada com acetato de sódio-ácido acético-formalina (SAF), porém a escolha da coloração é limitada à hematoxilina férrica.
 Principais colorações:
 Tricômico de Wheatley
 Hematoxilina férrica
 Colorações específicas: detecção de oocistos e coccídeos
 Técnica de álcool-ácido-resistente modificada
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Visualização da morfologia dos protozoários intestinais.
QUESTÃO ENADE 2013 - BIOMEDICINA
Considere que um biomédico seja responsável pela elaboração dos Procedimentos Operacionais Padrão (POP) do setor de parasitologia do seu laboratório.
Observando as diferentes técnicas usadas para a triagem de enteroparasitas e o perfil epidemiológico da população que usufrui dos serviços do laboratório, ele
chegou aos seguintes dados:
Alta prevalência de Ascaris lumbricoides
Alta prevalência de Schistosoma mansoni
Baixa prevalência de Enterobius vermicularis
Levando em conta a característica das formas imaturas desses helmintos observadas nas fezes, por qual método o biomédico deve optar para aumentar a
sensibilidade dos exames parasitológicos fecais em seu laboratório?
a. Técnica de Faust, que se baseia na flutuação em sulfato de zinco de formas imaturas leves de alguns parasitas.
b. Técnica de Hoffmann, Pons & Janer, também conhecida como técnica de Lutz, que se baseia no processo de sedimentação de ovos pesados.
c. Exame direto que é feito a fresco e indicado para a pesquisa de formas imaturas em fezes diarreicas ou desintéricas de forma rápida e fácil.
d. Método de Baermann-Moraes, que utiliza o princípio do termotropismo em cálice de sedimentação para a detecção das formas imaturas larvais.
e. Coloração das amostras de fezes por hematoxilina férrica, que é usada para detalhar a morfologia de trofozoítos e cistos de protozoários intestinais.
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QUESTÃO ENADE 2013 – BIOMEDICINA RESPOSTA
Considere que um biomédico seja responsável pela elaboração dos Procedimentos Operacionais Padrão (POP) do setor de parasitologia do seu laboratório.
Observando as diferentes técnicas usadas para a triagem de enteroparasitas e o perfil epidemiológico da população que usufrui dos serviços do laboratório, ele
chegou aos seguintes dados:
Alta prevalência de Ascaris lumbricoides
Alta prevalência de Schistosoma mansoni
Baixa prevalência de Enterobius vermicularis
Levando em conta a característica das formas imaturas desses helmintos observadas nas fezes, por qual método o biomédico deve optar para aumentar a
sensibilidade dos exames parasitológicos fecais em seu laboratório?
a. Técnica de Faust, que se baseia na flutuação em sulfato de zinco de formas imaturas leves de alguns parasitas.
b. Técnica de Hoffmann, Pons & Janer, também conhecida como técnica de Lutz, que se baseia no processo de sedimentação de ovos pesados.
c. Exame direto que é feito a fresco e indicado para a pesquisa de formas imaturas em fezes diarreicas ou desintéricas de forma rápida e fácil.
d. Método de Baermann-Moraes, que utiliza o princípio do termotropismo em cálice de sedimentação para a detecção das formas imaturas larvais.
e. Coloração das amostras de fezes por hematoxilina férrica, que é usada para detalhar a morfologia de trofozoítos e cistos de protozoários intestinais.
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QUESTÃO ENADE 2016 - BIOMEDICINA
Os helmintos são parasitas intestinais entre os quais se incluem os nematódeos, cestódeos e trematódeos. Eles habitam o trato gastrointestinal do hospedeiro 
quando na fase adulta, mas podem alojar-se em outros órgãos, como pulmões, fígado e sangue, e produzem ovos, que são eliminados por meio do trato intestinal. 
O diagnóstico de doenças por helmintos em humanos geralmente requer história clínica e exame físico, análise laboratorial de fezes e, às vezes, exames 
complementares.
Nesse contexto, avalie as afirmações a seguir.
I. Parasitoses por helmintos induzem resposta humoral com produção de IgE pelas células B e resposta imune celular com ativação de eosinófilos, 
mastócitos e basófilos.
II. O diagnóstico laboratorial da parasitose por helminto depende da presença e da identificação de um estágio evolutivo específico do parasita em amostras 
de fezes, a partir de técnicas laboratoriais como o método de Hoffmann, Pons & Janer, baseado na sedimentação espontânea das fezes.
III. O diagnóstico dessas parasitoses deve ser pautado em exame de amostras seriadas, sendo o uso de laxativos considerado uma estratégia adequada para 
a coleta de amostrasde fezes.
É correto o que se afirma em
a. I, apenas d. II e III, apenas
b. III, apenas e. I, II e III
c. I e II, apenas
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QUESTÃO ENADE 2016 – BIOMEDICINA RESPOSTA
Os helmintos são parasitas intestinais entre os quais se incluem os nematódeos, cestódeos e trematódeos. Eles habitam o trato gastrointestinal do hospedeiro 
quando na fase adulta, mas podem alojar-se em outros órgãos, como pulmões, fígado e sangue, e produzem ovos, que são eliminados por meio do trato intestinal. 
O diagnóstico de doenças por helmintos em humanos geralmente requer história clínica e exame físico, análise laboratorial de fezes e, às vezes, exames 
complementares.
Nesse contexto, avalie as afirmações a seguir.
I. Parasitoses por helmintos induzem resposta humoral com produção de IgE pelas células B e resposta imune celular com ativação de eosinófilos, 
mastócitos e basófilos.
II. O diagnóstico laboratorial da parasitose por helminto depende da presença e da identificação de um estágio evolutivo específico do parasita em amostras 
de fezes, a partir de técnicas laboratoriais como o método de Hoffmann, Pons & Janer, baseado na sedimentação espontânea das fezes.
III. O diagnóstico dessas parasitoses deve ser pautado em exame de amostras seriadas, sendo o uso de laxativos considerado uma estratégia adequada para 
a coleta de amostras de fezes.
É correto o que se afirma em
a. I, apenas d. II e III, apenas
b. III, apenas e. I, II e III
c. I e II, apenas
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PESQUISA DE SANGUE OCULTO
PROFª DRª THAÍS DALZOCHIO 33
O TESTE
 Uma pessoa normal elimina 2,0 a 2,5 mL de sangue para o trato gastrointestinal diariamente.
 > 2,8 mL: doença GI
 Sangue: mais comum em casos de hemorroidas e fissuras anais.
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INSTRUÇÕES PARA A COLETA
 Fazer dieta sem os possíveis interferentes por 72 h.
 Obter uma amostra de fezes livre de fatores que possam interferir no resultado do exame.
 Utilizar uma parte de duas áreas diferentes da amostra de fezes.
 Deve-se coletar a amostra da primeira evacuação depois de completado os três dias de dieta.
 A dieta só pode ser interrompida após o término da coleta.
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FATORES QUE INTERFEREM
 Drogas como: esteroides, anticoagulante, ferro.
 Alimentos que podem causar falso-positivos: carne, vegetais com atividade peroxidase (nabo, couve-flor, brócolis)
 Falso-negativo: vitamina C (ácido ascórbico) quando ingerido > 500 mg/dia
 Fezes líquidas podem causar resultados falso-negativos com métodos que utilizam filtro de papel.
 Outros interferentes: hemorroidas, período menstrual.
 23% dos maratonistas têm resultados positivos para sangue oculto
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IMPLICAÇÕES CLÍNICAS
 As fezes que aparecem vermelho-escuras indicam uma perda de 5,0 a 7,5 mL de sangue do trato GI.
 Carcinoma de cólon
 Colite ulcerativa
 Adenoma
 Hérnia diafragmática
 Carcinoma gástrico
 Úlceras
 Pacientes com pesquisa de sangue oculto nas fezes positiva devem realizar uma colonoscopia para descartar a presença
de pólipos, neoplasias ou outras doenças que podem causar sangramento (como a colite).
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PREPARO DO PACIENTE
 Explicar o propósito, o procedimento, fatores que interferem e a necessidade de seguir protocolos apropriados
de coleta de fezes.
 Recomenda-se que o paciente consuma uma dieta rica em resíduos, começando dois dias antes e continuando
durante todo o período da coleta = ideal 3 amostras em 3 dias consecutivos.
 Dieta: carnes (pequenas quantidades de frango, peru e atum), vegetais (alface, milho, cenoura), frutas (sem
restrição), cereais (farelo e cereais contendo farelo) e quantidades moderadas de amendoins e pipoca diariamente
(fibras).
 Não ingerir álcool, aspirina ou vitamina C antes e durante a coleta.
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TESTES LABORATORIAIS
 Teste de Meyer
 Fundamenta-se na detecção de hemoglobina nas fezes
 Vantagem: baixo custo
 Desvantagem: baixa especificidade para a hemoglobina humana e necessidade de dieta rigorosa pelo paciente antes de sua
execução
39Diluição da amostra e 
filtrar
Remover o sobrenadante 
e colocar em um tubo de 
ensaio
Acrescentar 1 mL do reativo de Meyer, 
homogeneizar e adicionar 4 gotas de 
peróxido de hidrogênio
Homogeneizar e 
observar a cor
TESTES LABORATORIAIS
 Teste rápido
 Imunocromatográfico: ótima sensibilidade e especificidade.
 Dieta desnecessária
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PESQUISA DE GORDURAS NAS FEZES
PROFª DRª THAÍS DALZOCHIO 41
 Normalmente há uma pequena quantidade de gorduras na fezes, mas um
aumento pode estar relacionado a esteatorreia da insuficiência hepática,
biliar ou transtornos de absorção.
 Gorduras neutras: pequena gotículas, muito refringentes.
 Ácidos graxos: finas agulhas longas e entrecruzadas.
PROFª DRª THAÍS DALZOCHIO 42
COLETA
 Dieta especial (rica em gorduras – creme de leite, azeite, manteiga, requeijão) deverá ser mantida durante 6 dias.
Coletar todas as fezes do 4º, 5º e 6º dias, colocando-as em frascos fornecidos pelo laboratório.
 A dieta deve ser mantida até a coleta da última amostra.
 IMPORTANTE: não utilizar laxantes ou supositórios, não estar em uso de enzimas digestivas. Evitar a
contaminação das fezes com urina, água, gordura ou qualquer outro elemento. Durante a coleta, o material deve
permanecer refrigerado.
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DIAGNÓSTICO LABORATORIAL
 Colocar uma gota das fezes diluídas com uma gota de Sudam Black III e uma gota de álcool 96%.
 Analisar em 40x
 > 3 gotas por campo
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IMPLICAÇÕES CLÍNICAS
 Aumentos da gordura fecal e dos ácidos graxos estão associados à síndrome de má absorção.
 Doença de Crohn – colite ulcerativa
 Fibrose cística
 Enterite
 Insuficiência pancreática, biliar
 Remoção cirúrgica de uma seção do intestino
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FATORES QUE INTERFEREM
 Uso de medicações como bário, supositórios e medicações que diminuem a absorção de gorduras.
 Ingestão de óleo mineral e dieta rica em fibras ou metamucil.
 Contaminação com urina
 Amostra aleatória de fezes é de pouco valor diagnóstico
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LEUCÓCITOS FECAIS
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O TESTE
 O exame microscópico de leucócitos nas fezes é útil na diferenciação de determinadas doenças bacterianas nas
quais os leucócitos estão presentes e também em algumas parasitoses.
 Raramente é observado pus nas fezes.
 Implicações clínicas: colite ulcerativa crônica, disenteria bacilar, abscessos, Shigelose, salmonelose.
 Ausência de leucócitos está associada a: diarreia inespecífica, diarreia viral, colite amebiana, parasitas.
PROFª DRª THAÍS DALZOCHIO 48
PROCEDIMENTO
 Colocar uma gota de solução de azul de metileno no centro de uma
lâmina.
 Com o auxílio de um bastão de madeira, pegar uma pequena porção da
amostra de fezes e misturar com a gota de azul de metileno.
 Colocar uma lamínula sobre a mistura e deixar em repouso por 3-5
minutos para corar os núcleos.
 Observar no microscópio em campo de 40x.
 Focar 10 campos microscópicos, contando a eventual presença de
leucócitos polimorfonucleares.
 Quando a soma for igual ou superior a 50 leucócitos em 10 campos, indica
agressão do trato intestinal.
PROFª DRª THAÍS DALZOCHIO 49
Coloração com tricômio
REFERÊNCIAS
 NEVES, D. P. Parasitologia humana. 12ed. São Paulo: Atheneu, 2011.
 REY, L. Bases da parasitologia médica. 3ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2013.
 ZEIBIG, E. A. Parasitologia clínica: uma abordagem clínico-laboratorial. 2ed. Rio de Janeiro:
Elsevier, 2014.
PROFª DRª THAÍS DALZOCHIO 50