Comparacion-de-la-regeneracion-osea-guiada-utilizando-membrana-de-quitosan-y-membrana-de-colagena

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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA 
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN DE TESIS 
COMPARACIÓN DE LA REGENERACIÓN ÓSEA GUIADA 
UTILIZANDO MEMBRANA DE QUITOSÁN Y 
MEMBRANA DE COLÁGENA. 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
ESPECIALISTA EN ENDOPERIODONTOLOGÍA 
P R E S E N T A: 
C.D. MARÍA ANTONIA MARÍN TALAMANTES 
TUTOR: Dr. Salvador Arróniz Padilla 
MÉXICO, D.F. 2016
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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INDICE.- 
 Página 
RESUMEN 1 
INTRODUCCIÓN 2 
MARCO TEÓRICO 4 
1. Historia Regeneración Ósea Guiada (ROG) 4 
 1.1. Inicios 4 
 1.2. Regeneración tisular guiada en periodoncia 4 
 2. Materiales de barrera 6 
2.1. Membranas no absorbibles 6 
2.2. Membranas absorbibles 8 
2.2.1. Membranas absorbibles naturales 8 
2.2.1.1. Membranas colágenas 9 
2.2.1.2. Membrana liodura humana liofilizada 10 
2.2.2. Membranas absorbibles sintéticas 11 
2.2.2.1. Membrana de poliglactin 910 (vicryl) 11 
2.2.2.2. Membrana de ácido poliláctico 11 
2.2.2.3. Membrana guidor 11 
2.2.2.4. Membrana resolut 12 
 3. Injertos Óseos 13 
3.1. Autoinjertos 13 
3.1.1. Fragmentos de hueso cortical 13 
3.1.2. Coágulo óseo 14 
3.1.3. Mezcla ósea 14 
3.1.4. Esponjoso-medular intraoral 14 
3.1.5. Esponjoso-medular extraoral 14 
3.2. Aloinjertos 15 
3.2.1. Hueso seco congelado 
(FDBA: Freeze Dried Bone Allograft) 15 
3.2.2. Hueso esponjoso iliaco congelado 
(FIA: Freeze Iliac Allograft) 15 
3.2.3. Hueso desmineralizado seco congelado 
(DFDBA. Demineralized Freeze Dried Bone Allograft) 15 
3.3. Xenoinjerto 16 
3.3.1. Hueso de Bovino 16 
3.3.2. Carbonato cálcico coralino 16 
3.4. Aloplásticos 17 
3.4.1. Polímero HTR 
(Hard Tissue Replace - Reemplazo de Tejido Duro) 17 
3.4.2. Biocerámicos 17 
3.4.2.1. Fosfato tricálcico 17 
3.4.2.2. Hidroxiapatita (HA) 18 
3.4.2.2.1. HA densa, no porosa, no absorbible 18 
3.4.2.2.2. HA porosa, no reabsorbible 18 
3.4.2.2.3. HA absorbible 18 
3.4.3. Cristales bioactivos 18 
3.4.4. Injerto óseo sintético particulado 19 
3.4.5. Injerto óseo sintético absorbible 19 
 4. Quitosán 19 
4.1. Quitina 19 
4.2. Descripción del Quitosán 21 
4.3. Propiedades y aplicaciones médicas 21 
METODOLOGÍA 24 
RESULTADOS 32 

DISCUSIÓN 37 
AGRADECIMIENTOS 38 
BIBLIOGRAFÍA 39 
ANEXOS 42 
RESUMEN.- 
Introducción: A pesar de que la regeneración ósea guiada es en la actualidad el 
método que nos ofrece una mayor posibilidad de recuperación del reborde alveolar 
perdido, esta no es tan ampliamente utilizada debido en gran parte al alto costo que 
representa su utilización. Objetivo: El objetivo de este estudio es observar el 
comportamiento de una membrana desarrollada para regeneración ósea guiada de 
bajo costo que nos permita obtener ganancia ósea y que ofrezca iguales o mejores 
resultados que la membrana de colágena de bovino, que es en la actualidad la 
membrana más ampliamente utilizada en México. Materiales y métodos: Se 
realizaron procedimientos de ROG en 1 paciente con defectos horizontales 
mandibulares, uno del lado derecho y otro del lado izquierdo, el lado derecho se 
regeneró con membrana experimental de quitosán y el izquierdo con membrana de 
colágena, se evaluó a los 8 meses la mejora clínica, tomando como parámetro el 
volumen medido en 33 cortes tomográficos antes y después de las cirugías. 
Resultados: La membrana de quitosán mostró ganancia ósea estadísticamente 
significativa antes y después de la cirugía, sin embargo la membrana de colágena 
mostró una ganancia ósea mayor que la membrana de quitosán. Conclusiones: La 
membrana de quitosán demostró ser eficaz para la ganancia de tejido óseo, lo cual 
nos abre posibilidades hacia una nueva opción en lo que se refiere a materiales para 
regeneración ósea guiada de bajo costo. Se requieren estudios posteriores donde se 
incluya una muestra más grande de pacientes para corroborar los resultados de este 
estudio y mejoras en la composición química de la membrana de quitosán para 
obtener resultados equiparables a los obtenidos con membrana de colágena. 
Palabras clave: Regeneración ósea guiada, materiales de bajo costo, membrana de 
barrera. 
�1
INTRODUCCIÓN.- 
Tras el incremento en la evolución de los implantes dentales, se han desarrollado 
una multitud de técnicas quirúrgicas para mejorar el volumen del hueso alveolar para 
la colocación de implantes. Estos métodos comprenden técnicas de injerto, 
distracción osteogénica, expansión de la cresta y regeneración tisular guiada (RTG), 
se sustenta que tienen el potencial para la corrección de rebordes alveolares 
deficientes1. Según el glosario de términos periodontales de la Academia Americana 
de Periodontología, se entiende por regeneración al proceso biológico a través del 
cual la estructura y función de los tejidos perdidos es completamente restaurada. La 
regeneración ósea guiada se refiere a la restitución del tejido óseo mediante el uso 
de barreras2. El protocolo terapéutico de la regeneración ósea guiada comprende la 
colocación quirúrgica de una membrana sobre la superficie del hueso para la 
oclusión de células, con el fin de sellar físicamente el sitio óseo que requiere 
regeneración (Dahlin et al. 1988). Además, la membrana crea y mantiene un espacio 
aislado, proveyendo un ambiente para las células osteoprogenitoras, lo cual permite 
el reclutamiento y proliferación de dichas células, diferenciación a través del linaje 
osteoblástico y expresión de la actividad osteogénica (Lindhe et al. 1993; Karring et 
al. 1993)3. Se ha documentado que la regeneración ósea guiada (ROG) para el 
tratamiento de defectos mandibulares es altamente exitosa. Los procedimientos de 
ROG permiten la regeneración del hueso en enfoques simultáneos o en fases. Con 
respecto al enfoque en fases un número de estudios clínicos demostraron que los 
implantes colocados en hueso regenerado tienen excelentes resultados a largo 
plazo. Desafortunadamente, el colapso parcial o total de las membranas es una 
complicación clínica frecuente comprometiendo los resultados en el tratamiento de la 
ROG. Los injertos óseos autólogos han sido más frecuentemente utilizados para 
soportar las membranas y son considerados como el estándar de oro para la ROG 
en los procedimientos de colocación en fases. Una de las desventajas principales de 
usar injertos autólogos es la morbilidad asociada con el procedimiento de obtención. 
Los procedimientos de obtención intraoral tienen desventajas, como la disponibilidad 
limitada, complicaciones incluyendo sensación dental alterada, disturbios 
neurosensoriales, dehiscencias en la herida e infección. Debido a estas complejas 
desventajas, las investigaciones se han enfocado al uso de biomateriales como 
�2
sustitutos del hueso alveolar. A pesar de que existen múltiples estudios 
experimentales, los estudios evalúan los resultados clínicos del aumento horizontal 
de reborde utilizando hueso autólogo como material de relleno en combinación con 
membranas no absorbibles. Existepoca información reportando la aplicación de 
sustitutos óseos en combinación con membranas absorbibles para el aumento de 
reborde antes de la colocación de implantes. Los datos científicos acerca de la 
cantidad de hueso ganado utilizando biomateriales son escasos1. Numerosas 
investigaciones han encontrado que no hay diferencias en las mejoras clínicas entre 
las membranas absorbibles y no absorbibles, sin embargo, debemos tener en cuenta 
la ventaja que nos brindan las membranas absorbibles al evitar la necesidad de una 
segunda cirugía4. A pesar de que la regeneración ósea guiada es en la actualidad 
uno de los métodos que nos ofrece mayor posibilidad de recuperación de los tejidos 
perdidos debido a la ausencia dental y uso de prótesis removibles; esta no es tan 
ampliamente utilizada debido en gran parte a los altos costos que representa su 
utilización. 
�3
MARCO TEÓRICO.- 
1. HISTORIA REGENERACIÓN ÓSEA GUIADA (ROG). 
1.1. Inicios 
La Regeneración Ósea Guiada (ROG) fue introducida como una 
modalidad terapéutica con el fin de lograr la regeneración ósea por medio del 
uso de membranas de barrera (Dahlin et al. 1988). El concepto de crear un sitio 
anatómico aislado con el propósito de promover la cicatrización fue introducido 
por primera vez hace 50 años, cuando se utilizaron experimentalmente filtros 
de acetato de celulosa para la regeneración de nervios y tendones (Bassett et 
al. 1956; Ashley et al. 1959). Murray y cols. (1957) reportaron formación de 
hueso Nuevo debajo de cajas de plástico adaptadas sobre defectos femorales 
decorticados en perros. Estudios subsecuentes en animales reportaron mejoría 
en la cicatrización ósea de defectos en costillas, radios y femorales al aplicar 
filtros de miliporo y acetato de celulosa. (Hurley et al. 1959; Rüedi & Bassett 
1967). En la region craniofacial también se reportaron resultados exitosos tras 
la colocación de barreras mecánicas sobre defectos óseos mandibulares en 
conejos (Kahnberg 1979) y sobre defectos craneales en ratas (Melcher 1969). 
Estos estudios experimentales proveyeron evidencia importante de que la 
regeneración ósea es significativamente mejorada cuando la invasión de tejido 
blando dentro de los defectos óseos es mecánicamente impedida. Sin 
embargo, en estos primeros estudios, la mayoría de los autores atribuyeron el 
éxito de las barreras a la preservación y protección del coágulo óseo en lugar 
de a la colonización del espacio aislado creado por poblaciones de células 
osteogénicas3. 
1.2. Regeneración Tisular Guiada en Periodoncia. 
El concepto de Regeneración Tisular Guiada (RTG) nace de la hipótesis 
originada por A.H. Melcher quien en 1976 postuló que, cuatro tejidos 
conectivos diferentes compiten por la superficie radicular durante la 
cicatrización: (1) la lámina propia de la encía con el epitelio gingival, (2) el LPD, 
(3) el cemento, (4) el hueso alveolar, sugiriendo que, dependiendo del fenotipo 
�4
celular que repueble la superficie radicular después de la cirugía periodontal, 
se determinará el tipo de inserción que se formará; así, si las poblaciones 
celulares seleccionadas son las residentes en el ligamento periodontal, se 
podrá producir nuevo cemento, hueso alveolar y ligamento periodontal. 
Subsecuentemente, numerosos estudios en animales de experimentación han 
evidenciado que existe diferente respuesta curativa cuando los distintos tejidos 
periodontales entran en contacto con la superficie radicular. 
Diversos estudios, en modelos primates no humanos y perros Beagle, 
del equipo de trabajo conformado por los investigadores T. Karring, S. Nyman y 
J. Lindhe, evaluaron la formación de una nueva inserción al exponer superficies 
radiculares tratadas a distintas poblaciones celulares peridentales, células de 
hueso alveolar, células epiteliales y conectivas, y células procedentes del 
ligamento periodontal, determinándose que el verdadero potencial regenerativo 
del aparato de inserción periodontal reside en las células del ligamento 
periodontal4. La necesidad por una repoblación selectiva del LPD fue 
confirmado por Karting y colaboradores (1986) usando una combinación de 
elásticas apretadas y flojas para prevenir o permitir la repoblación celular del 
LPD. Estos investigadores descubrieron que la regeneración ocurriría sólo 
cuando las células del LPD tenían acceso para poblar la raíz. 
T. Karring, S. Nyman y J. Lindhe, en 1982, fueron los primeros en aplicar 
la técnica regenerativa de RTG en humanos mediante la utilización de un filtro 
de acetato de celulosa millipore de laboratorio, el cual fue interpuesto entre el 
colgajo mucoperióstico y la superficie radicular tratada, con el objeto de 
promover la repoblación selectiva con células del ligamento periodontal, para 
facilitar el proceso regenerativo. Esta fue la primera evidencia histológica en 
humanos de regeneración tisular en respuesta a la RTG. Gottlow y 
colaboradores. (1986) estudiaron histológicamente 5 dientes en pacientes, en 
quienes se habían usado colgajos mucoperiósticos con membranas de teflón 
subyacentes. Caffesse y colaboradores (1991), en base a su previa 
investigación, postularon que la repoblación de la superficie radicular por 
células procedentes del ligamento periodontal es necesaria para prevenir la 
reabsorción radicular a la anquilosis dentoalveolar. Este autor y otros (Boyle y 
col., 1983; Gottlow y col., 1984; Lindhe y col., 1984, Houston y col., 1985) 
�5
también encontraron que el ácido cítrico (AC) y la tetraciclina hidroclorada 
(TTC) no aumentaron la efectividad de la membrana. Actualmente la evidencia 
científica del potencial regenerativo de la ROG en humanos está bien 
documentada sobre la base de parámetros clínicos e histológicos5, 6. 
2. MATERIALES DE BARRERA. 
Desde los primeros estudios humanos, que usaron filtros millipore como 
barrera, el material de membrana más comúnmente utilizado es hecho de 
politetrafluoroetileno expandido (ePTFE), actualmente se dispone de una serie de 
materiales de membrana, algunos reforzados con un armazón de titanio para 
facilitar el mantenimiento del espacio, y otros construidos de materiales 
reabsorbibles mediante procesos fisiológicos tisulares, permitiendo la eliminación 
del segundo acto quirúrgico necesario para la remoción de las barreras no 
absorbible de primera generación. La asociación de barreras de membrana y 
materiales de injerto óseo de diversa naturaleza es la base de la mayoría de las 
terapias regenerativas usadas hoy en día. 
2.1. Membranas no absorbibles. 
Las membranas no absorbibles (e-PTFE) denominadas comercialmente 
Gore-Tex (W.L. gore, Flagstaff, Arizona, USA), han sido ampliamente usadas, a 
pesar, de requerir de una intervención quirúrgica adicional para su remoción. 
Entre la funciones más importantes que desempeñan estas membranas se 
mencionan: soporte y aislamiento de los tejidos blandos, creación de un 
espacio ocupado por el coágulo, exclusión de células no osteogénicas y 
acumulación de factores locales de crecimiento y de sustancias que favorecen 
la formación de hueso. Histológicamente no se han encontrado reacciones de 
cuerpo extraño, poseen una excelente biocompatibilidad, presentan una 
porosidad que permite la invasión de fibroblastos, delgadas fibras colágenas y 
pequeños capilares. En estudios realizados en animales de experimentación y 
humanos se pudo observar, que a nivel de los tejidos que rodean a esta 
membrana no se encontraron células inflamatorias o epiteliales; por otra parte, 
se pudo evidenciar la presencia de matriz osteoide altamente calcificada en la 
�6
propia estructura de la membrana, lo cual explica el éxito en los resultados 
obtenidos en ROG. La formación de hueso en la parte interna de la membrana 
puede deberse al hecho de que la misma sea osteoconductiva, o también a 
factores osteoinductivos provenientes del defecto óseo en vías de cicatrización, 
así como factores producidosa nivel del periostio capaces de atravesar la 
membrana. Las membranas no absorbibles e-PTFE al igual que las 
membranas absorbibles, requieren estar siempre cubiertas por epitelio, esto es 
posible mediante un cierre primario de los colgajos, el cual se debe mantener 
en el post-operatorio y durante el tiempo necesario para la neoformación ósea, 
evitando en la membrana la contaminación bacteriana, migración, degradación 
prematura y exposición del injerto óseo. Cuando las membranas e-PTFE son 
expuestas deben ser retiradas; si esto ocurre en las primeras semanas de 
haberse colocado, la neoformación ósea es muy escasa, con resultados poco 
satisfactorios; sin embargo, cuando sucede al final del período de 
neoformación ósea, podrían obtenerse resultados satisfactorios con un elevado 
porcentaje de hueso nuevo. Para lograr un cierre adecuado de los colgajos en 
ROG, sin que los mismos sean sometidos a tensiones que puedan provocar 
exposición prematura de las membranas, se utilizan técnicas quirúrgicas de 
avance de los colgajos, mediante una incisión horizontal continua del periostio 
en la base del colgajo, o también la técnica de rotación de mucosa palatina. 
Recientemente se han desarrollado membranas e-PTFE reforzadas con 
delgadas láminas de titanio, lo cual facilita su manipulación, optimiza la 
capacidad para mantener el espacio, sin reacciones negativas para los tejidos 
duros y blandos. Dupoirieux y col. en el 2001 en un estudio comparativo de tres 
diferentes tipos de membranas, e- PTFE (Gore Tex), versus membranas 
absorbibles de tipo Poliglactin (vicril) y colágena, usadas para ROG en defectos 
óseos provocados en cráneo de ratas, observaron resultados satisfactorios 
únicamente con el uso de membranas no absorbibles e-PTFE. Otros autores 
obtuvieron resultados similares cuando compararon el uso de las membranas 
e-PTFE con otras membranas, para lograr ROG en defectos óseos abiertos. La 
literatura hace referencia a membranas no absorbibles de politetrafluoroetileno 
denso d-PTFE (Cytoplast Regentex GBR-200 or TXT-200; Osteogenics 
Biomedical, Lubbock, Tx), como alternativa de uso de las membranas e-PTFE. 
�7
Las membranas d-PTFE poseen poros de 0.2 micras, lo cual evita la 
contaminación bacteriana cuando son expuesta al medio bucal, protegiendo 
conjuntamente el material injertado y el implante. Con el uso de estas 
membranas no es necesario el cierre primario de los colgajos, únicamente se 
requiere levantar un poco el borde de la mucosa a cada lado del tejido 
expuesto, a fin de cubrir los bordes de la membrana con la finalidad de 
estabilizarla, quedando expuesta al medio bucal. Las complicaciones que 
podrían presentarse con otro tipo de membranas, debido a su gran porosidad, 
cuando son expuestas, no se presentan con las membranas d-PTFE. Otra 
característica que resulta ventajosa con relación al uso de membranas e-PTFE 
radica en que, no es necesaria una intervención quirúrgica adicional para ser 
retiradas, para su remoción solamente es necesario extraerla con una pinza. 
Barber y col., 2007 colocaron implantes inmediatos en sitios post-extracción, 
posicionando membranas d-PTFE conjuntamente con injertos óseos alrededor 
de los mismos. Estas membranas fueron insertadas, descansando sus bordes 
por debajo de la mucosa, a cada lado del alvéolo implantado y concretando el 
cierre mediante sutura (Cytoplast PTFE) con puntos separados, quedando la 
misma expuesta al medio bucal. El protocolo de esta investigación contempló 
el retiro de la membrana en un período de 4 a 6 semanas, después de haber 
colocado los implantes, dejando expuesta la capa de hueso neoformada que, 
en un período de 4 meses experimentó epitelización por segunda intención, 
obteniendo resultados satisfactorios. 
2.2. Membranas absorbibles. 
2.2.1. Membranas absorbibles naturales. 
En los últimos años, las membranas reabsorbibles han adquirido 
una gran importancia en el campo de la ROG y RTG. Se ha demostrado 
que estos materiales pueden promover la regeneración ósea en los 
defectos perimplantares. En diversos estudios se han presentado 
controversias en relación al uso de membranas absorbibles y no 
absorbibles en defectos perimplantares como dehiscencias y 
fenestraciones, evidenciándose la capacidad regenerativa de las 
membranas absorbibles unidas a injertos de hueso autólogo Las 
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membranas absorbibles son construidas con materiales biocompatibles 
que no interfieren con los procesos de cicatrización. En estas membranas 
se lleva a cabo un proceso de absorción por hidrólisis y los productos de 
degradación son absorbidos por los tejidos, siendo metabolizadas en 
agua y anhídrido carbónico, por lo que no requieren una segunda 
intervención para ser removidas. Sandberg y col., 1993, encontraron que 
la regeneración ósea con las membranas absorbibles tiene lugar más 
precozmente que con las membranas e-PTFE, lo que puede deberse a 
una mayor estimulación de la osteogenesis o a la liberación de factores 
de crecimiento por parte de las células inflamatorias que se pueden 
evidenciar alrededor de las membranas absorbibles. Gotfredsen y col., 
1994, demostraron que las membranas constituidas de poliésteres 
hidrolizables dan lugar a una reacción inflamatoria durante el proceso de 
biodegradación asociada a una reacción de cuerpo extraño. Estos autores 
también establecen que el proceso de biodegradación es muy rápido, por 
lo tanto, es posible que resulte dificultosa la remoción de los productos 
terminales. 
2.2.1.1. Membranas colágenas: 
a) Bio-Gide: compuestas por fibras colágenas porcinas del tipo I y III, 
con escasa capacidad inmunogénica y sin algún componente 
orgánico o químico. Presentan una estructura de doble capa, donde 
una es compacta y la otra porosa. La capa compacta posee una 
superficie lisa y condensada que protege contra la infiltración de 
tejido conectivo, mientras que la capa porosa permite la invasión 
celular. Cuando estas membranas son usadas en ROG las dos 
capas permiten la migración de células osteogénicas y evitan la 
infiltración de tejido conectivo. Estudios realizados en animales de 
experimentación demostraron que las células mesenquimatosas 
pueden diferenciarse en células osteogénicas bajo circunstancias 
preferenciales. En ausencia de proteínas óseas específicas, las 
fibras colágenas en ROG pueden servir como estímulo a células 
osteogénicas en defectos óseos y también como función de barrera 
contra la infiltración de tejido conectivo. Las fibras colágenas 
�9
representan el componente más abundante de la matriz ósea y 
pueden actuar como reservorio de muchos factores locales en la 
matriz celular de células osteogénicas. Con este tipo de membrana 
se han logrado óptimos resultados en el tratamiento de defectos 
infraóseos, similares a los obtenidos con las membranas e-PTFE, 
con una reducción en la migración epitelial hasta del 50%. Yaguachi 
y col., 2005 presentaron resultados de un estudio en ROG, sobre 
los cambios histológicos y eventos celulares en la osteogénesis con 
membranas colágenas Bio-Gide. Estos autores demostraron las 
propiedades osteoconductivas de la misma, afirmando además que 
las membranas colágenas como biomateriales naturales pueden ser 
parcialmente incorporadas en la matriz ósea, representando una 
alternativa de uso más ventajosa que las membranas a base de 
polímeros sintéticos7. 
b) BioMend Extend: Es una membrana absorbable de colágena, es 
una matriz comprimida, no friable fabricada de colágena derivada 
de tendón de Aquiles de bovino. El tendón de bovino es conocido 
como una de las fuentes más puras de colágena tipo I que puede 
ser obtenida y procesada en cantidades comerciales. Siendo 
semioclusiva permite que los nutrientes esenciales pasen a través 
de la membrana. Se incorpora al tejido circundante y se absorbe 
generalmente en 18 semanas8. 
2.2.1.2. Membrana liodura humana liofilizada: Extraída de ladura 
madre y sometida a diversos procedimientos para la eliminación de la 
antigenicidad. Una vez liofilizada, la estructura reticular de las fibras 
colágenas viene conservada en el tiempo. Al momento de ser usada 
debe estar previamente, durante pocos minutos, sumergida en solución 
fisiológica, a fin de ablandarla y hacerla más manejable. Existe temor al 
uso de estas membranas debido al riesgo de transmisión de la 
enfermedad de Jakob-Creutzfeld. La Liodura es esterilizada mediante 
rayos gamma para evitar la transmisión de enfermedades infecciosas 
virales como la hepatitis y el SIDA. 
�10
2.2.2. Membranas absorbibles sintéticas. 
Las membranas absorbibles sintéticas fueron introducidas al final 
de la década de los años 80. Compuestas básicamente por ácido 
poliglicólico (PGA) y ácido poliláctico (PLA), con propiedades hidrofóbicas 
que favorecen su hidrólisis. Después de la hidrólisis, estos productos son 
degradados en dióxido de carbono y agua, comúnmente acompañados de 
una leve reacción inflamatoria. El polímero láctico en adición de 
polidioxano, permite un retardo de la hidrólisis. Los polímeros de glicoide 
mejoran las características mecánicas de estas membranas. 
2.2.2.1. Membrana de poliglactin 910 (vicryl): Constituidas por 
copolímeros del ácido poliglicólico y poliláctico en una relación de 9:1, 
motivo por el cual son denominadas poliglactin 910, material éste, 
utilizado durante mucho tiempo para la confección de sutura 
reabsorbible en neurocirugía. Las membranas poliglactin 910 resultan 
antigénicamente inertes y se reabsorben en un período de 30 a 90 
días. 
2.2.2.2. Membrana de ácido poliláctico: El ácido poliláctico, es un 
polímero sintético bien tolerado, cuya degradación viene acompañada 
de un aumento del número de capilares, no asociado a procesos 
inflamatorios. En estas membranas la reabsorción es controlada 
mediante la agregación de ácido poliglicólico. El período de absorción 
de estas membranas oscila entre 2 y 3 meses. 
2.2.2.3. Membrana guidor: son membranas originalmente diseñadas 
para RTG y sucesivamente desarrolladas para ROG. Están 
compuestas por ácido poliláctico (PLA), adicionadas con ésteres de 
ácido cítrico para aumentar la maleabilidad. Estas membranas son 
capaces de mantener el efecto carpa por un mínimo de 6 semanas 
antes de reabsorberse. La completa reabsorción se presenta en el 
período comprendido entre 6 y 12 meses por hidrólisis con formación 
de ácido láctico y anhídrido carbónico, que son metabolizados. Viene 
estructurada en dos estratos: uno interno relacionado con el defecto 
óseo, provisto de pequeñas perforaciones que obstaculizan y retardan 
la penetración del tejido conectivo gingival, permitiendo el paso de 
�11
sustancias nutritivas y otro externo, relacionado con los tejidos blandos, 
provisto de perforaciones de mayor dimensión para favorecer la 
penetración de tejido conectivo gingival, evitando su retracción y 
exposición de la membrana. 
2.2.2.4. Membrana resolut: (WL Gore & Associates Inc., Flastaff, AZ, 
USA) constituida por un estrato externo de Glicoide Sintético (PGA) y 
Trimetilen Carbonato (TMC) que garantiza la integración tisular, y un 
estrato interno oclusivo de ácido Poliláctico y Poliglicoide (PLA/PGA), 
que garantiza el efecto barrera. Estas membranas presentan una 
respuesta biológica favorable, su reabsorción por hidrólisis se inicia 
después de 4 a 6 semanas y se completa en un período de 
aproximadamente 8 meses. El PGA viene eliminado como ácido 
glicólico con la orina y como anhídrido carbónico mediante el ciclo de 
Krebs. El TMC viene degradado por la acción enzimática y metabólica, 
eliminándose por vía urinaria. 
La elección de un tipo de membrana absorbible o no absorbible, ha 
sido de gran controversia en la literatura. 
Resultados negativos con respecto al uso de membranas absorbibles en ROG 
han sido atribuidos a la degradación temprana de la misma, que acompañada de 
una reacción inflamatoria temprana conduce a la pérdida de estabilidad del proceso 
regenerativo. Por el contrario, Sandber y co.l, 1993 afirman que la regeneración 
ósea con las membranas reabsorbibles ocurre en un tiempo menor en relación con 
las membranas no reabsorbibles, construidas en politetrafluoroetileno expandido (e-
PTFE), debido a la liberación de factores de crecimiento por parte de las células 
producto de la reacción inflamatoria. Vanden Bogaerde, 2000 estableció que el 
principal inconveniente con el uso de membranas absorbibles está representado por 
la poca capacidad de mantener el espacio debajo de la misma, a causa de su 
escasa rigidez respecto a otros tipos de membranas no absorbibles. Taguchi y col., 
2005 recomiendan el uso de membranas colágenas, Bio-Gide, debido a sus 
propiedades osteoconductivas, por no ser necesaria una intervención quirúrgica 
adicional para su remoción y en caso de exposición prematura no son susceptibles a 
contaminación bacteriana. Es importante destacar que estas afirmaciones están 
�12
basadas en un estudio realizado en defectos óseos, de tipo cerrado, provocados en 
animales de experimentación. Estudios realizados en defectos óseos abiertos, 
donde la ausencia de una o más paredes óseas imposibilita la estabilidad del 
coágulo hemático y de eventuales injertos óseos, recomiendan el uso de 
membranas no-reabsorbibles e-PTFE, debido a su capacidad de mantener el 
espacio donde se llevará a cabo el proceso de regeneración ósea, a pesar de ser 
necesaria una intervención quirúrgica adicional para su remoción y el riesgo de 
contaminación microbiana en caso de exposición prematura. Investigaciones 
recientes recomiendan el uso de un tipo nuevo de membrana no absorbible 
constituidas por politetrafluoroetileno denso (d-PTFE), en lugar de membranas no 
absorbible e-PTFE, debido a que, su escasa porosidad de 0.2 micras no permite la 
invasión microbiana cuando son expuestas al medio bucal y además, no requieren 
de una segunda intervención quirúrgica para su remoción, ya que son extraídas 
simplemente, retirándolas con una pinza7. 
3. INJERTOS ÓSEOS. 
Los cuatro tipos de injertos óseos que se ocupan más frecuentemente hoy 
en periodoncia son los autoinjertos, aloinjertos, xenoinjertos y aloplásticos. 
3.1 Autoinjertos. 
Los autoinjertos (autógenos) se toman de una parte del cuerpo del paciente 
y se transfieren a otra. Una ventaja de este tipo de injertos es que no transfiere 
enfermedades. Varios son los tipos de autoinjertos que incluyen fragmentos de 
hueso cortical, coágulos óseos, mezcla ósea, hueso esponjoso-medular 
intraoral y hueso esponjoso-medular extraoral. 
3.1.1. Fragmentos de hueso cortical: 
Las bases para este procedimiento fueron trazadas por Nabers y O’Leary en 
1965. Consiste en obtener virutas de hueso cortical, mediante cinceles de 
mano, del interior mismo del sitio quirúrgico. Usando este material, ellos 
reportaron incrementos verticales en la altura del hueso. 
�13
3.1.2. Coágulo óseo: 
El coágulo óseo se obtiene usando una fresa redonda de baja velocidad en 
el hueso intraoral del sitio quirúrgico y mezclando entonces las partículas de 
hueso con la sangre del paciente. El uso de este material está basado en la 
racionalización de que la partícula de tamaño pequeño es previsiblemente 
reabsorbida y reemplazada por el hueso huésped. Se piensa también que 
los fragmentos mineralizados inducen la formación de hueso. Los 
procedimientos de coágulo óseo tienen desventajas, las cuales incluyen 
problemas de aspiración, desconocimiento de la cantidad de fragmentos de 
hueso colectados y las limitaciones concernientes a la cantidad de hueso 
que puede ser obtenido. 
3.1.3. Mezcla ósea: 
Su preparación surgió ante la necesidad de mejorar la manipulación del 
coágulo óseo. La mezcla ósea es hueso intraoral cortical o esponjoso que se 
obtiene con un trépano, cincel o lima. Se coloca en una cápsula de 
amalgama y se tritura en partículasdel tamaño en un rango de 100 a 200 
mm, y puede ser llevado al defecto en un porta-amalgama estéril. 
3.1.4. Esponjoso-medular intraoral: 
Además de la obtención de hueso del sitio quirúrgico, se ha usado 
exitosamente hueso de otra fuente en la cavidad oral para los injertos óseos 
periodontales. Los sitios donantes de este hueso incluyen: lesiones óseas 
cicatrizadas, sitios de extracción cicatrizados, zonas edéntulas, torus y 
tuberosidades. 
3.1.5. Esponjoso-medular extraoral: 
El material se obtiene de la cresta iliaca superior, anterior o posterior; ofrece 
un mayor potencial para la inducción de nuevo hueso en el periodonto. Se 
reportó el completo relleno de la furcación y de los cráteres interproximales. 
Se ha descrito reabsorción radicular como una complicación frecuente de los 
injertos de cresta iliaca. El secado por congelación de este material ha 
solucionado este inconveniente. Para prepararlo, se mezcla el tejido con un 
�14
medio esencial y se coloca en el congelador a 4 °C, pudiendo almacenarse 
hasta diez días. En cuanto al llenado de los defectos, los resultados no 
muestran diferencias entre el material fresco y el congelado. Los 
inconvenientes de esta técnica son la posibilidad de infección del sitio 
donante y la necesidad de una cirugía compleja para la obtención del 
material. Estos problemas, además de la necesidad de incrementar el hueso 
donado, condujeron al desarrollo de una fuente alógena de hueso. 
3.2. Aloinjertos: 
Los aloinjertos son injertos transferidos entre miembros de la misma 
especie genéticamente diferentes. Su utilización se basa en que el material 
puede provenir tanto de un donante directo, como de un banco de hueso. Han 
sido usados en periodoncia tres tipos de aloinjertos óseos. El que se usa más a 
menudo es el hueso desmineralizado seco congelado. Se usan con menor 
frecuencia el hueso no desmineralizado seco congelado y el hueso esponjoso 
iliaco congelado. 
3.2.1. Hueso seco congelado 
(FDBA: Freeze Dried Bone Allograft): 
Fue el primero que se utilizó, su comportamiento es más parecido al de los 
materiales aloplásticos, siendo entonces un osteoconductor. 
3.2.2. Hueso esponjoso iliaco congelado 
(FIA: Freeze Iliac Allograft): 
Es hueso esponjoso y medula ósea de cresta iliaca, ha mostrado buenos 
resultados en cuanto a inducción ósea se refiere, pero para su obtención 
requiere una técnica compleja. 
3.2.3. Hueso desmineralizado seco congelado 
(DFDBA. Demineralized Freeze Dried Bone Allograft): 
En 1979, Urist demostró que el tratamiento del hueso por desmineralización 
liberaba proteínas morfogenéticas óseas, que estimulaban al hueso receptor 
del injerto a producir nuevo hueso (osteoinductor). A partir de estos estudios 
�15
comenzó a utilizarse el hueso desmineralizado seco congelado, que induce 
a las células mesenquimáticas del huésped a diferenciarse en osteoblastos. 
Las partículas de polvo de hueso deben tener un tamaño uniforme, 
comprendido entre 250 y 800 micrones, que son las de mayor poder 
inductivo. 
3.3. Xenoinjertos: 
Un xenoinjerto es un injerto entre diferentes especies. Existen dos fuentes 
disponibles como sustitutos óseos en la práctica: hueso de bovino y carbonato 
cálcico coralino. 
3.3.1. Hueso de bovino: 
Se procesa el hueso de bovino para producir mineral óseo natural sin el 
componente orgánico, debido a esto la estructura es físicamente y 
químicamente comparable a la matriz mineral del hueso humano. Una 
ventaja es que es natural, es decir, puede proporcionar componentes 
estructurales similares a los del hueso humano, siendo mejor su capacidad 
osteoconductora. Actualmente el injerto viene desproteinizado para evitar el 
rechazo que se presentaba anteriormente. Bio-Oss (Geistlich Pharma AG), 
es un xenoinjerto derivado de bovino, ha sido introducido como un injerto de 
reemplazo óseo. Es hueso bovino ya sea cortical o esponjoso producido por 
la extracción química de todo el material orgánico. Es similar al hueso 
humano en área de superficie interna, porosidad, tamaño de los cristales y 
proporción calcio-fósforo. En regeneración periodontal ha mostrado mejorar 
niveles de inserción y reducir profundidad de bolsa al utilizarse solo o en 
combinación con membranas absorbibles. 
 3.3.2. Carbonato cálcico coralino: 
El carbonato cálcico es obtenido del coral natural, género Porites y se 
compone principalmente de aragonita (> 98% de carbonato cálcico), 
elementos tales como fluoruro, estroncio y magnesio están presentes en 
pequeñas cantidades mayor al 1 % de su concentración total. Es 
biocompatible y reabsorbible, con un tamaño de 100 a 200 mm, similar a la 
�16
porosidad del hueso esponjoso. Más del 45% proporciona un área de 
superficie muy amplia para la reabsorción y sustitución por hueso, en 
estudios animales ha mostrado progresiva resorción por medios enzimáticos 
con simultáneo reemplazo de nuevo hueso. Tiene un alto potencial 
osteoconductor por lo que no se ha observado que se produzca 
encapsulación fibrosa. La purificación del material es realizada por 
esterilización de radiación gamma. 
3.4 Aloplásticos: 
Los aloplásticos son materiales inertes. Se describen como materiales de 
injerto de hueso sintético. 
3.4.1. Polímero HTR (Hard Tissue Replace - Reemplazo de Tejido Duro) 
El polímero polimetilmetacrilato (PMMA) y el líquido polihidroxiletilmetacrilato 
(PHEMA) usados en el proceso del HTR han sido usados clínicamente en 
humanos desde los años treinta. Es resistente, no absorbible, microporoso, 
biocompatible. Está cubierto por hidróxido de calcio y la interferencia con el 
hueso es con la capa superficial de calcio. Histológicamente, se ha 
observado nuevo crecimiento de hueso depositado sobre las partículas de 
HTR, sirve como andamio para la formación de hueso cuando se encuentra 
en estrecho contacto con el hueso alveolar. Su hidrofilia aumenta la 
formación de coágulo y la carga negativa de la superficie de las partículas 
permite que se adhiera al hueso. 
3.4.2. Biocerámicos: Los aloplásticos biocerámicos están compuestos 
principalmente de fosfato cálcico. Las dos formas más ampliamente 
utilizadas son la hidroxiapatita y el fosfato tricálcico. 
3.4.2.1. Fosfato tricálcico: Es una, forma porosa del fosfato cálcico que 
también se denomina fosfato b-tricálcico. La proporción de calcio y fosfato 
es similar a la del hueso. Sirve como relleno biológico, que se absorbe 
parcialmente. El fosfato tricálcico no induce la osteogénesis, las partículas 
�17
suelen quedar encapsuladas por tejido conectivo fibroso y no estimulan el 
crecimiento óseo. 
3.4.2.2. Hidroxiapatita (HA): Es un componente mineral del hueso, se ha 
comercializado la HA sintética en una gran variedad de formas, 
básicamente como material no absorbible, no poroso o denso. También 
hay disponible una forma de HA absorbible. 
3.4.2.1.1. HA densa, no porosa, no absorbible: Se prepara a alta 
temperatura, tiene un tamaño grande de cristales. Los injertos de HA 
densa son osteofílicos, osteoconductores y actúan primeramente como 
un relleno inerte biocompatible. Histológicamente, no se consigue 
nuevo anclaje. 
3.4.2.1.2. HA porosa, no reabsorbible: Se obtiene por conversión 
hidrotérmica del exoesqueleto del carbonato cálcico coralino, genero 
Porites, en HA. Tiene un tamaño de partícula de 190 a 200 mm, lo que 
permite el crecimiento fibrovascular y la formación subsecuente de 
hueso hacia el interior de los poros y finalmente en el interior de la 
propia lesión. Se ha considerado un material de relleno biocompatible. 
3.4.2.1.3. HA absorbible: Procesado a baja temperatura. La forma de 
reabsorción es la no sintetizada (no cerámica) con partículas que 
miden de 300 a 400 mm. Se sugiere que la HA no sintetizada se 
reabsorbe como un reservorio mineral e induciendo la formación de 
hueso nuevo por mecanismos osteoconductores. Una ventaja es la 
tasa lenta de resorción que permite su actuacióncomo reservorio 
mineral y a la vez como andamio para la sustitución ósea. 
3.4.3. Cristales bioactivos: Hay dos formas de cristales bioactivos 
disponibles actualmente. El injerto óseo sintético particulado y el injerto óseo 
sintético reabsorbible. Los cristales bioactivos se componen de SiO2, CaO, 
Na2O, P2O5 y se unen al hueso mediante el desarrollo de una capa 
superficial de HA carbonatada. Cuando se exponen a los fluidos hísticos in 
vivo, los cristales bioactivos quedan cubiertos por una doble capa 
compuesta de gel sílice y otra rica en fosfato cálcico (apatita). La capa rica 
en fosfato cálcico promueve la adsorción y concentración de proteínas 
�18
utilizadas por los osteoblastos para formar una matriz extracelular 
mineralizada. 
3.4.4. Injerto óseo sintético particulado: Tiene un tamaño de partícula que 
varía entre 90 y 710 mm, lo que facilita su manejo, su manipulación en los 
defectos óseos, presenta propiedades hemostáticas, es osteoconductor y es 
un material de relleno. 
3.4.5. Injerto óseo sintético absorbible: Tiene un tamaño más pequeño de 
partícula entre 300 - 355 mm, con este tamaño de partícula se forman 
cavidades de crecimiento de fostato cálcico porque pueden penetrar células 
fagocíticas en la capa externa del gel de sílice a través de pequeñas fisuras 
en la capa de calcio y fósforo y absorber parcialmente el gel. Esta absorción 
conduce a la formación de cavidades protectoras donde las células 
osteoprogenitoras pueden adherirse, diferenciarse y proliferar. Según el 
fabricante, las partículas mayores no se absorben de la misma forma, lo que 
teóricamente retarda el proceso de cicatrización porque la consolidación 
ósea debe progresar desde las paredes óseas del defecto y las partículas 
más pequeñas causan inflamación transitoria que retarda la estimulación de 
las células osteoprogenitoras9. 
4. QUITOSÁN. 
4.1. Quitina. 
Hablar sobre quitina, es hablar acerca de los inicios de la vida en la 
tierra, ya que esta pudo ser la forma primordial del primer ser viviente. A pesar 
de ser un elemento tan antiguo en la tierra, no es sino, hasta hace un poco más 
de 30 años que los japoneses comenzaron a experimentar con la quitina y el 
quitosán uno de sus derivados más importantes, desde la forma en cómo lo 
separaban de las estructuras que lo contenían, hasta las más diversas 
aplicaciones en la amplia gama de industrias que conforman el mundo actual. 
La quitina es la versión animal de la celulosa y es el segundo polímero más 
abundante de la naturaleza después de la celulosa. La quitina es encontrada 
en los exoesqueletos de aproximadamente un millón de especies de 
�19
artrópodos –insectos, langostas y cangrejos, por ejemplo-, hongos y algas 
unicelulares. 
Químicamente se describe como β-(1-4)-2-acetamido-2-desoxi-D-
glucosa (Fig. 1). La quitina es un homopolisacárido estructural lineal no 
ramificado compuesto por residuos de N-acetil-D-glucosamina unidos por un 
enlace β, [unidad repetitiva (β1!4)GlcNAc]; en C-2 contiene un grupo amino 
acetilado, por lo que la quitina corresponde a una amida de ácido acético10. 
Fig. 1. Estructura química de la quitina. 
La quitina y el quitosán son sustancias renovables con grandes 
posibilidades de explotación. En Japón se tienen más de 200 industrias 
dedicadas a este rubro y más de 10,000 médicos la están probando en 
distintas enfermedades con gran éxito, aparte de todas las demás áreas de 
aplicación. En algunos países como Canadá y Estados Unidos, se tienen 
industrias explotadoras de quitina y quitosán que, aunque no se comparan con 
Japón, se piensa que crecerán en un futuro no muy lejano, ya que muchas 
Universidades están estudiando el potencial de estos compuestos. La 
producción de quitina y quitosán actualmente está basada en caparazones de 
cangrejos y camarones desechados por industrias conserveras en Oregón, 
Washington, Virginia, Japón y varias flotas pesqueras en la Antártica. Varios 
países poseen grandes recursos crustáceos sin explotar, como son Noruega, 
México y Chile. Hablar de quitina y quitosán en México, es hablar de un 
material poco conocido, pero que pudiera tener una gran capacidad de 
explotación ya que, México cuenta con reservas de este material en sus tres 
�20
litorales. La producción de quitosán a través de caparazones de crustáceos 
obtenidos como desecho de la industria alimentaria es económicamente 
factible, especialmente si incluye la recuperación de carotenoides utilizados 
como aditivo en la comida de peces de acuacultura, especialmente salmones. 
En la actualidad el quitosán y la quitina son producidos comercialmente en la 
India, Japón, Polonia, Noruega y Australia. El precio mundial del quitosán (al 
menudeo) es de $7.5 US/10 G (precio de lista de Sigma and Aldrich)11. 
4.2. Descripción del Quitosán. 
El quitosán es un polímero natural de alto peso molecular, derivado de la 
forma desacetilada de la quitina, siendo un polímero de los más abundantes en 
la naturaleza. Es un policatión único de gran importancia. El quitosan es un 
polisacárido que consiste en unidades repetidas de D-glucosamina y N-acetil-
D-glucosamina, enlazadas por medio de uniones glucosídicas (1-4). Descrito 
químicamente como (1-4)-2-amino-2-desoxi-β-D-glucosa (Fig. 2). Es un 
poliamino lineal cuyo grupo amino se encuentra disponible para reacciones 
químicas y formación de sales con ácidos10, 12,13. 
 
4.3. Propiedades y aplicaciones médicas. 
El quitosán es un amino polisacárido altamente versátil, de cuyas 
propiedades fisicoquímicas -origen del material, peso molecular, grado de 
deacetilación, viscosidad y cristalinidad- dependerán sus características 
especiales y su potencial funcional. 
�21
Fig. 2. Estructura química del quitosán.
Los usos y aplicaciones que se le han dado al quitosán dentro de las 
múltiples industrias son innumerables14-24. El quitosán ha resultado útil para 
incrementar el rendimiento de los cultivos, para modificar o controlar las 
propiedades funcionales de los alimentos en la clarificación y purificación de 
aguas y bebidas, en eliminación de metales pesados de aguas residuales, en 
la industria cosmética se le ha introducido en cremas, esmalte de uñas, 
shampoo, polvo de maquillaje, etc. debido a sus propiedades humectantes, su 
capacidad para formar películas, sus propiedades fungicidas y 
fungiestáticas25,11, además de ser el único pegamento catiónico natural que se 
torna viscoso al ser neutralizado con ácido, por lo que es utilizado en cremas y 
lociones onduladoras permanentes. 
En las tres últimas décadas se han reportado una amplia variedad de 
aplicaciones médicas debido a que prácticamente no es tóxico en animales y 
humanos11,24. Dentro de estas aplicaciones encontramos al quitosán como 
vehículo de distribución de fármacos ya que es fácilmente mezclado 
propiciando la formación de glóbulos, películas, tubos, polvos, geles, entre 
otros. Uno de sus usos actuales más importante es en los sistemas de 
liberación de fármacos14,15,17. Se ha demostrado que el quitosán es 
biodegradable debido a la acción de la lisozima, la cual está presente en la 
mayoría de las heridas. El quitosán ha demostrado un efecto rápido en el 
proceso de recuperación de las heridas18,24,26. Diversos productos para la 
cicatrización de heridas a base de quitosán se encuentran en estadios iniciales 
de investigación. Los compuestos sulfatados de quitosán tienen actividades de 
liberación de anticoagulantes y lipoproteína lipasa, por lo que estos pueden ser 
utilizados como heparinoides para diálisis de sangre artificial. Las fibras de 
quitosán por su actividad trombogénica y hemostática pueden ser utilizadas 
como material hemostático mientras por el contrario fibras conteniendo N-
hexanoil y N-octanoilquitosán pueden ser utilizadas como materiales 
antitrombogénicos. El quitosán tiene actividad inmunoestimulante, debido a la 
estimulación de TNF-alfa, IL-1 e IL-6 y producciónde monocitos, los cuales 
podrían ser muy útiles en el tratamiento de las infecciones y enfermedades 
virales19. 
�22
La quitina y el quitosán no han sido tan ampliamente utilizados en el 
campo de la odontología como lo han sido en el de la medicina. En la 
actualidad algunos autores comienzan a tomar interés en sus posibles usos 
dentro de la primera16,20,23. Dentro de las aplicaciones dentales tenemos su 
incursión en el tratamiento de la periodontitis, en la formulación de dentífricos 
para la inhibición de placa y limpiadores de dentaduras, debido a su efecto 
preventivo sobre la caries, su capacidad de controlar el pH, su acción 
hemostática, bacteriostática27 y candicida. 
La seguridad del quitosán ha sido demostrada en ratas y humanos. 
Únicamente en perros se ha encontrado que dosis altas de quitosán (arriba de 
50 mg/kg) producen neumonía letal. También se ha sugerido que la activación 
de macrófagos por el quitosán media su efecto antitumoral in vivo, mientras 
que sus propiedades inductoras angiogénicas pueden tener efectos nocivos del 
quitosán, tales como la promoción de crecimiento e invasión tumoral, en 
pacientes con cierto tipo de tumores previos26. 
�23
METODOLOGÍA.- 
Se seleccionó un paciente masculino, de 65 años de edad, aparentemente sano, 
de la clínica de la Especialización en Endoperiodontología de la FES Iztacala que 
presentaba pérdida de reborde alveolar mandibular en su dimensión horizontal tanto 
del lado derecho como del lado izquierdo (Fig. 3), los dientes ausentes corresponden 
al 36, 37, 46 y 47 (Fig. 4 y 5). 
 
Fig. 3. Arcada Inferior. 
 
 
 
 Fig. 4. Zona inferior derecha. Fig. 5. Zona inferior izquierda. 
Se le realizó historia clínica, serie radiográfica, fotografías intra y extraorales, así 
como tomografía computarizada cone beam y fase I previo a las intervenciones 
quirúrgicas. Se le proporcionó el consentimiento informado en el que aceptó entrar al 
protocolo y se le explicó de manera clara en que consiste su participación en este. 
La fase I que se le realizó al paciente incluyó instrucciones de técnica de cepillado y 
uso de hilo dental, cálculo de índice de placa, raspado y alisado radicular y pulido 
dental (Fig 6.). 
�24
" 
Fig. 6. Fase I finalizada. 
Se programó la primera cirugía en Marzo de 2014 que consistió en asepsia de la 
zona, anestesia regional mandibular derecha, incisión intrasurcal en el 48, incisión a 
todo lo largo del reborde alveolar e incisión con preservación de papilas que se 
extendió hasta el diente 44, se realizó elevación total de un colgajo mucoperióstico 
(Fig. 7) por vestibular en la porción mandibular posterior derecha correspondiente al 
sextante 6, eliminación del tejido granulomatoso y cálculo subgingival tanto manual 
como ultrasónicamente en los O.D. 45 Y 48. El O.D. 48 presentaba enfermedad 
periodontal, enseguida, se realizó limpieza del reborde alveolar con punta 
ultrasónica para eliminar cualquier resto de tejido gingival, se realizó cribado del 
reborde alveolar con una fresa de bola de baja velocidad (Fig. 8), se hizo una 
plantilla de la membrana y después se procedió a recortar la membrana de quitosán 
(Fig. 9), se colocaron tachuelas de titanio en la parte vestibular del reborde para 
asegurar la membrana de quitosán (Fig. 10), se colocó hueso deproteinizado de 
bovino (Bio-oss) (Fig. 11) y se colocaron tachuelas en la parte lingual de dicho 
reborde para asegurar la membrana, cubriendo 3mm más allá de los bordes del 
defecto (Fig. 12), se realizó incisión subperióstica para lograr el cierre del colgajo sin 
tensión, sin embargo no se logró, se suturó el colgajo con sutura absorbible de ácido 
poliglicólico de 5-0 y puntos simples (Fig. 13); a los 14 días se retiraron puntos de 
sutura. 
 
�25
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
. 
 
�26
Fig. 7. Desprendimiento del colgajo 
de espesor total.
Fig. 8. Cribado del hueso en el 
reborde alveolar. 
Fig. 9. Membrana de quitosán recortada 
a la medida del reborde alveolar.
 Fig. 10. Tachuelas de titanio colocadas por 
vestibular asegurando la membrana de quitosán.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A continuación se programó la cirugía de la zona mandibular posterior izquierda 
correspondiente al sextante 4 en la cual se realizó anestesia regional mandibular 
izquierda, incisión intrasurcal en el 38, incisión a todo lo largo del reborde alveolar y 
�27
Fig. 11. Bio-oss colocado sobre el 
reborde alveolar y la membrana 
de quitosán fijada por vestibular a 
punto de cubrirlo.
Fig. 12. Membrana de quitosán 
colocada sobre el bio-oss y el 
reborde alveolar.
Fig. 13. Puntos simples de sutura. 
técnica de preservación de papila en 34 y 35, se realizó colgajo de espesor total por 
vestibular y por lingual, se eliminó el tejido granulomatoso y cálculo subgingival tanto 
manual como ultrasónicamente de los O.D. 35 y 38 (Fig. 14), se realizó limpieza y 
cribado del reborde alveolar (Fig. 15), se recortó una plantilla y posteriormente se 
recortó la membrana de colágena, se colocaron tachuelas de titanio en la parte 
lingual del reborde para asegurar la membrana (Fig. 16), se colocó hueso 
deproteinizado de bovino (Bio-oss) (Fig. 17) y se colocaron tachuelas en la parte 
vestibular de dicho reborde para asegurar la membrana de colágena, cubriendo 
3mm más allá de los bordes del defecto (Fig. 18), después de haber realizado la 
incisión subperióstico por vestibular el colgajo no afrontaba sin tensión por lo que se 
realizó una incisión subperióstica en lingual y se afrontaron los colgajos, se suturó el 
colgajo con sutura absorbible primero con un suspensorio horizontal y después con 
puntos simples (Fig. 19). A los 14 días se retiraron suturas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
�28
Fig. 14. Colgajo de espesor total 
y vista del tejido granulomatoso 
existente por mesial y zona de la 
furca del 38. 
Fig. 15. Limpieza del reborde alveolar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 18. Membrana de colágena en sitio. 
�29
Fig. 16. Membrana de colágena asegurada 
por lingual con tachuelas de titanio. 
Fig. 17. Hueso Bio-oss colocado sobre 
reborde alveolar. 
 
 
 
A los 8 meses de la segunda cirugía se llamó al paciente para su cita de 
revaloración en donde se le tomó la segunda tomografía computarizada. Tanto el 
reborde alveolar mandibular izquierdo donde se colocó membrana de colágena 
como el reborde alveolar mandibular derecho donde se colocó membrana de 
quitosán fueron evaluados y comparados antes de la cirugía y ocho meses después 
de esta. Las mediciones se realizaron horizontalmente cada milímetro sobre la zona 
injertada mediante tomografía computarizada y el programa pixelstick. Del lado del 
quitosán se obtuvieron 30 cortes (21 cortes coronales y 9 cortes transversales) y del 
lado de la colágena se obtuvieron 33 cortes (21 cortes coronales y 12 transversales). 
A su vez, cada corte posee de 11 a 13 medidas horizontales, de tales medidas se 
sacó la media para así obtener una única medida para cada corte. Posteriormente 
estas mediciones se analizaron utilizando la prueba t con alfa 0.05 para la 
determinación de la diferencia entre los 2 grupos (antes y después de la cirugía). El 
hecho de que del lado del quitosán salieron 30 cortes tomográficos y del lado de la 
colágena 33 es debido a la longitud en mm del reborde alveolar midiendo desde 
distal del 35 hasta mesial del 38 y distal del 45 a mesial del 48 respectivamente. A 
continuación se describe como fueron evaluados cada uno de los cortes: 
�30
Fig. 19. Sutura suspensoria horizontal y puntos simples. 
 
Fig. 20. El número en la esquina superior izquierda corresponde al número de corte 
tomográfico. La imagen superior izquierda corresponde a un corte tomográfico previo 
a la cirugía, del lado superior derecho se observa el mismo corte pero con 13 líneas 
horizontales sobre las cuales se tomaron las medidas del antes de la cirugía,se 
utilizó como referencia el borde inferior de la mandíbula por lo que los números van 
en aumento de abajo hacia arriba. En la esquina inferior izquierda observamos un 
corte tomográfico correspondiente a la misma imagen de la esquina superior 
izquierda 8 meses después de la cirugía, del lado inferior derecho encontramos esta 
misma imagen (después de la cirugía) con 13 líneas horizontales sobre las cuales se 
midió la longitud del reborde después de la cirugía. La tabla del lado izquierdo de la 
imagen corresponde a las medidas antes (pre) y después (pos) de la cirugía. 
�31
NO. PRE POS UNIDAD
13 2.70 3.15 mm
12 3.15 4.35 mm
11 3.95 5.65 mm
10 5.20 6.60 mm
9 6.15 7.35 mm
8 7.00 8.55 mm
7 7.90 9.65 mm
6 8.20 8.90 mm
5 9.10 11.05 mm
4 9.30 11.30 mm
3 9.25 11.25 mm
2 9.40 11.00 mm
1 9.25 10.85 mm
RESULTADOS.- 
Al aplicar la prueba t a las mediciones de los grupos antes y después con alfa 
0.05 se obtuvo diferencia significativa. El valor de las mediciones del grupo después 
fue estadísticamente más alto que el de antes tanto para la membrana de colágena 
como para la de quitosán. Esto quiere decir que se obtuvo una regeneración ósea y 
una ganancia de tejido óseo en ambos grupos. Ver anexos. 
MEMBRANA DE QUITOSÁN 
Tabla 1. Medidas de la media de cada uno de los 30 cortes. En cada corte 
tomográfico se tomaron aproximadamente 13 medidas, estas 13 medidas se 
sumaron y se dividieron para sacar la media, mostrada en los números de esta tabla. 
 
 
Fig. 21. A la izquierda el aspecto clínico antes de la cirugía, a la derecha el aspecto 
clínico 10 meses después de la cirugía, membrana de quitosán. 
CORTE ANTES DESPUÉS CORTE ANTES DESPUÉS CORTE ANTES DESPUÉS
1 10.14 11.69 11 5.75 8.13 21 7.6 8.9
2 9.67 10.58 12 5.98 8.18 22 8.69 9.7
3 8.64 10.58 13 6.62 8.28 23 8.77 9.67
4 9.91 9.35 14 6.36 8.19 24 8.69 9.98
5 7.99 9.55 15 6.58 8.29 25 8.41 10.09
6 7.16 8.95 16 6.28 7.56 26 8.66 10.76
7 6.96 8.43 17 6.05 8.58 27 8.4 10.12
8 6.7 8.22 18 5.87 8.27 28 8.21 9.52
9 5.55 7.98 19 6.09 8.49 29 7.89 9
10 5.47 8.21 20 6.73 8.65 30 7.39 8.6
�32
 
 
Fig. 22. A la izquierda el aspecto del hueso antes de la cirugía, a la derecha el 
aspecto del hueso 12 meses después de la cirugía, membrana de quitosán. 
MEMBRANA DE COLÁGENA 
Tabla 2. Medidas del promedio de cada uno de los 30 cortes. En cada corte 
tomográfico se tomaron aproximadamente 13 medidas, estas 13 medidas se 
sumaron y se dividieron para sacar un promedio, el cual se encuentra en los 
números mostrados en esta tabla. 
�33
CORTE ANTES DESPUÉS CORTE ANTES DESPUÉS CORTE ANTES DESPUÉS
1 7.5 9.36 12 5.73 9.01 23 8.33 9.12
2 6.41 9.09 13 5.46 8.86 24 8.3 9.62
3 6.06 9.02 14 6.37 8.92 25 8.25 10.08
4 5.75 8.54 15 6.95 9.16 26 8.25 10.14
5 5.74 8.37 16 7.15 9 27 8.53 10.7
6 5.32 8.78 17 7.81 9.22 28 8.39 10.78
7 5.59 9.13 18 8.13 9.25 29 8.14 10.7
8 5.76 9.21 19 8.6 10.16 30 7.94 10.27
9 5.91 9.36 20 9.68 10.46 31 7.57 10.01
10 6.12 9.86 21 10.62 11.87 32 7.36 8.99
11 5.48 9.29 22 8.23 8.7 33 6.81 8.48
 
 
 
 
Fig. 23. A la izquierda el aspecto clínico antes de la cirugía, a la derecha el aspecto 
clínico 10 meses después de la cirugía, membrana de colágena. 
 
 
 
 
Fig. 24. A la izquierda el aspecto del hueso antes de la cirugía, a la derecha el 
aspecto del hueso 12 meses después de la cirugía, membrana de colágena. 
�34
COMPARACIÓN ENTRE MEMBRANA DE QUITOSÁN Y COLÁGENA 
El valor de las mediciones de colágena fue estadísticamente más alto que el 
de quitosán. La prueba t aplicada a las diferencias de las mediciones antes y 
después con colágena y quitosán mostró diferencia significativa con una media 
mayor en la colágena. 
ANÁLISIS ESTADÍSTICO 
Prueba t para medias de dos muestras emparejadas. Antes y después membrana de quitosán. 
�35
CORTE COLÁGENA QUITOSÁN CORTE COLÁGENA QUITOSÁN CORTE COLÁGENA QUITOSÁN
1 1.86 1.55 12 3.28 2.2 23 0.79 0.9
2 2.68 0.91 13 3.4 1.66 24 1.32 1.29
3 2.96 1.94 14 2.55 1.83 25 1.83 1.68
4 2.79 -0.56 15 2.21 1.71 26 1.89 2.1
5 2.63 1.56 16 1.85 1.28 27 2.17 1.72
6 3.46 1.79 17 1.41 2.53 28 2.39 1.31
7 3.54 1.47 18 1.12 2.4 29 2.56 1.11
8 3.45 1.52 19 1.56 2.4 30 2.33 1.21
9 3.45 2.43 20 0.78 1.92 31 2.44 
10 3.74 2.74 21 1.25 1.3 32 1.63 
11 3.81 2.38 22 0.47 1.01 33 1.67 
 Variable 1 Variable 2
Media 7.44033333 9.0833
Varianza 1.83169989 1.0069
Observaciones 30 30
Coeficiente de correlación de Pearson 0.88751791
Diferencia hipotética de las medias 0
Grados de libertad 29
-
Estadístico t 13.7555918
P(T<=t) una cola 1.5336E-14
Valor crítico de t (una cola) 1.699127
P(T<=t) dos colas 3.0672E-14
Valor crítico de t (dos colas) 2.04522961 
Prueba t para medias de dos muestras emparejadas. Antes y después membrana de colágena. 
Prueba t para medias de dos muestras emparejadas. Diferencia entre quitosán 
y colágena después de las cirugías. 
�36
 Variable 1 Variable 2
Media 7.21939394 9.50030303
Varianza 1.80919337 0.63227178
Observaciones 33 33
Coeficiente de correlación de Pearson 0.73934997
Diferencia hipotética de las medias 0
Grados de libertad 32
-
Estadístico t 14.1295832
P(T<=t) una cola 1.3196E-15
Valor crítico de t (una cola) 1.6938887
P(T<=t) dos colas 2.6391E-15
Valor crítico de t (dos colas) 2.03693333 
 Variable 1 Variable 2
Media 2.31766667 1.643
Varianza 0.91915644 0.42799414
Observaciones 30 30
Coeficiente de correlación de Pearson 0.16265275
Diferencia hipotética de las medias 0
Grados de libertad 29
Estadístico t 3.45624756
P(T<=t) una cola 0.00085494
Valor crítico de t (una cola) 1.699127
P(T<=t) dos colas 0.00170987
Valor crítico de t (dos colas) 2.04522961
DISCUSIÓN.- 
El quitosán demostró ser un material biocompatible que permite la formación de 
hueso nuevo. Este estudio es un precedente para estudios posteriores ya que los 
resultados obtenidos nos alientan a pensar que el refinamiento de esta membrana 
de quitosán podría resultar en una membrana adecuada para su uso en 
regeneración ósea guiada de bajo costo y posiblemente aún mejor que la membrana 
de colágena. 
�37
AGRADECIMIENTOS.- 
Dra. Patricia Miranda por su incondicional y desinteresada ayuda en todos mis 
proyectos. Gracias por su enorme colaboración en el desarrollo de la membrana de 
quitosán utilizada en este estudio. 
Dr. Salvador Arróniz infinitamente agradecida por su ayuda y dulce guía en este 
camino hacia mis logros académicos. 
A mi esposo Jorge por ser un pilar fundamental en este logro, no tengo palabras 
para agradecerte todo lo que has hecho por mí, mi amor. 
A mis padres Dora y Mario por todo su amor, guía, apoyo y por siempre inculcarme 
querer ser mejor. Gracias por educarme, por todas sus noches de preocupación y 
por hacer de mi la mujer que soy. 
A mi tia Delia y mi tio Jorge que seguro nos mira desde el cielo. Gracias por hacerme 
la niña más feliz del mundo (hasta el día de hoy aún me siento así cada que los 
pienso), gracias por creer en mí y hacerme sentir que soy capaz de lograr cualquier 
cosa. 
A la Facultad de Estudios Superiores Iztacala que me abrió sus puertas y el acceso 
a mis maravillosos maestros, gracias a todos por hacerme una mejor profesionista y 
por hacer de Endoperiodontología la mejor especialidad del mundo. 
A Dios mi señor, porque siempre me has tomado de la mano a donde quiera que yo 
voy. 
�38
BIBLIOGRAFÍA.- 
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applying bioresorbable membranes and deproteinized bovine bone mineral: a 
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�41
ANEXOS.- 
Mediciones en los cortes tomográficos antes y después en la membrana de 
quitosán. 
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�42
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�43
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
" 
! 
�44
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�45
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�46
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�47
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�48
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�49
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�50
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�51
CORTE CORONAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
�52
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�53
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�54
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�55
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE QUITOSAN 
! 
! 
�56
Mediciones en los cortes tomográficos antes y después en la membrana de colágena. 
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
 ! 
! 
�57
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�58
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�59
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�60
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�61
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�62
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�63
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�64
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�65
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�66
CORTE CORONAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�67
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�68
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�69
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�70
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�71
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�72
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
! 
�73
CORTE TRANSVERSAL MEMBRANA DE COLÁGENA 
! 
74
	Portada
	Índice
	Resumen
	Introducción
	1. Marco Teórico
	2. Materiales de Barrera
	3. Injertos Óseos
	4. Quitosán
	Metodología
	Resultados
	Discusión
	Bibliografía