Salmonelosis-OIE

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Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 1 
C A P Í T U L O 2 . 9 . 9 . 
SALMONELOSIS* 
RESUMEN 
La salmonelosis es una enfermedad infecciosa del hombre y los animales causada por 
microorganismos de dos especies de Salmonella (Salmonella enterica y S. bongori). Aunque 
fundamentalmente son bacterias intestinales, Salmonella está muy distribuida en el ambiente y se 
encuentran con frecuencia en vertidos de granjas, en las aguas residuales humanas y en cualquier 
material con contaminación fecal. En el hombre, los microorganismos del género Salmonella son 
agentes etiológicos de infecciones intestinales y sistémicas, por lo general, como contaminantes 
secundarios de los alimentos, de origen animal y ambiental o, frecuentemente, como consecuencia 
de la infección subclínica en animales de abasto que provoca la contaminación de la carne, los 
huevos y la leche o la contaminación secundaria de frutas y verduras que se han fertilizado o 
regado con desechos orgánicos. La salmonelosis humana es una de las enfermedades zoonósicas 
más frecuentes y de mayor impacto económico causadas por estos microorganismos. Los agentes 
de Salmonella se pueden encontrar también en los alimentos y originando el transporte 
gastrointestinal asintomático o enfermedades infecciosas en los animales, particularmente en aves 
y en cerdos. En todos los países existe la salmonelosis, pero parece tener una mayor prevalencia 
en áreas de producción animal intensiva, especialmente de cerdos, de terneros y de algunos tipos 
de aves criadas en cautividad (con frecuencia, los reptiles son portadores asintomáticos de 
Salmonella). Varios serotipos son específicos del hospedador (ej. S. Abortusovis en ovejas o 
S. Typhi en humanos) o adaptados al hospedador (como por ejemplo S. Choleraesuis y S. Dublin). 
La enfermedad puede afectar a todas las especies de animales domésticos; los más susceptibles 
son los animales jóvenes, en estado de gestación, o lactantes. La manifestación más común de la 
enfermedad es la entérica, pero se puede observar un espectro muy amplio de síntomas clínicos 
que incluye septicemia aguda, aborto, artritis y enfermedad respiratoria. Muchos animales, en 
especial los cerdos y las aves, pueden estar infectados sin manifestar la enfermedad clínica. Tales 
animales pueden ser importantes en la difusión de la enfermedad entre explotaciones y como 
fuentes de contaminación alimentaria y de infección humana. 
La tifosis aviar y la pullorosis, que son otras enfermedades aviares causadas por Salmonella, se 
presentan en el capítulo 2.3.11. de este Manual. 
Identificación del agente: El diagnóstico se basa en el aislamiento del microorganismo a partir de 
tejidos recogidos asépticamente en necropsias o de las heces, de frotis rectales o muestras 
ambientales, de productos alimenticios o de pienso; se puede diagnosticar también 
serológicamente la infección anterior o actual de animales por algunos serotipos. Cuando aparece 
infección en los órganos reproductores, en el embrión o en caso de aborto, es necesario cultivar el 
contenido del estómago fetal, de los frotis placentarios y vaginales y, en el caso de las aves, de los 
huevos embrionados. 
Salmonella puede aislarse utilizando varias técnicas, una de las cuales es un pre-enriquecimiento 
para recuperarlas con daño subletal, medios de enriquecimiento que contienen sustancias 
inhibidoras para evitar microorganismos competidores, y medios sólidos selectivos en placa para 
diferenciar Salmonella de otras enterobacterias. 
Para obtener una confirmación definitiva de la cepa aislada, se pueden aplicar varias pruebas 
bioquímicas, serológicas y moleculares a los cultivos puros. Salmonela posee antígenos llamados 
somáticos (O), flagelares (H) y de virulencia (Vi), que pueden identificarse mediante sueros 
específicos de tipo, y después puede determinarse el serotipo por referencia a la fórmula 
antigénica del esquema de Kauffman–White. Muchos laboratorios necesitan enviar los 
sl
Original inglés
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
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aislamientos a un laboratorio de referencia para confirmar por completo la identidad serológica y 
determinar, cuando sea posible, el fagotipo y el genotipo de la cepa. 
Pruebas serológicas: Las pruebas serológicas deben realizarse en una muestra de la población 
que sea estadísticamente significativa, pero estas pruebas poseen un valor limitado si se utiliza la 
vacunación. En el diagnóstico rápido de S. Pullorum/Gallinarum en aves de granjas avícolas se 
utiliza la prueba de sangre completa, que es una prueba diagnóstica relativamente fiable en 
determinadas circunstancias. En el laboratorio, el método preferido para la exportación y el 
diagnóstico de muestras de todos los animales de granja es la prueba de aglutinación en tubo. 
Existen enzimoinmunoensayos para algunos serotipos, y pueden utilizarse para el diagnóstico 
serológico y el control, especialmente, en el caso de aves y cerdos. La vacunación puede 
comprometer el valor diagnóstico de las pruebas serológicas. 
Requisitos para las vacunas y el material de diagnóstico: Contra la salmonelosis se utilizan 
muchas vacunas inactivadas y hay comercializadas algunas vacunas vivas. Debido a la baja 
eficacia de las vacunas inactivadas, se utilizan adyuvantes con aceite o hidróxido de aluminio para 
mejorar sus propiedades inmunógenas. A menudo se carece de datos sobre la eficacia en 
condiciones de campo, aunque las pruebas de laboratorio pueden servir como indicadoras. Las 
pruebas de inocuidad se realizan en animales de laboratorio y, en el caso de las vacunas 
inactivadas, se llevan a cabo pruebas de esterilidad con medios bacteriológicos de 
enriquecimiento. Para las vacunas producidas por manipulación genética se necesita más 
seguridad, por ejemplo en lo que respecta al impacto ambiental y a la estabilidad. Para reducir las 
infecciones por Salmonella en las aves y otras especies animales se puede emplear la exclusión 
competitiva. 
A. INTRODUCCIÓN 
De acuerdo con la actual nomenclatura, que refleja avances recientes en la taxonomía (42), el género Salmonella 
incluye solo dos especies importantes: S. enterica y S. bongori. Se ha propuesto también una supuesta tercera 
especie, S. subterranea, tras el aislamiento de una única cepa ambiental poco usual (24, 27, 50, 54). Salmonella 
enterica se divide en seis subespecies, que se distinguen por algunas características bioquímicas, y algunas de 
ellas se corresponden con subgéneros anteriores. Estas subespecies son: 
 Subgéneros originales Nomenclatura Actual 
• Subespecie I = subespecie enterica 
• Subespecie II = subespecie salamae 
• Subespecie IIIa = subespecie arizonae 
• Subespecie IIIb = subespecie diarizonae 
• Subespecie IV = subespecie houtenae 
• Subespecie VI = subespecie indica 
El símbolo V se reserva para los serotipos de S. bongori a fin de evitar confusiones con el nombre de serotipo de 
S. enterica subesp. enterica. Las cepas de Salmonella se clasifican en serotipos según la gran diversidad de los 
antígenos (O) del lipopolisacárido (LPS) y de los antígenos proteicos de los flagelos (H), de acuerdo con la 
clasificación de Kauffmann–White; en la actualidad se reconocen aproximadamente 2.500 serotipos (42). Este 
número está en constante aumento. Los serotipos más comunes que causan infección en humanos y en 
animales de abasto pertenecen a la subespecie enterica. Los serotipos de las otras subespecies tienen mayor 
probabilidad de presentarse en animales poiquilotermos (de sangre fría) y en el ambiente, pero a veces se les 
asocia con la enfermedad en humanos. Algunos serotipos de las subespecies S. arizonae y S. diarizonae se han 
asociado con enfermedades en los pavos y en las ovejas, y otros pueden ser vehiculados por reptiles y anfibios 
silvestres o en cautividad. 
Solo se conservan los nombres para los serotipos de la subespecie enterica. Estos nombres no deben escribirse 
en cursiva. La primera letra es mayúscula. En la prácticaclínica, no es necesario indicar el nombre de la 
subespecie, ya que solamente llevan nombre los serotipos de la subespecie enterica; por ejemplo, Typhimurium, 
London, o Montevideo son serotipos de la subespecie enterica. En la práctica rutinaria, se puede usar el género 
Salmonella seguido del nombre del serotipo (ej. Salmonella Typhimurium). La mayor parte de los serotipos de 
otras subespecies se designan mediante una fórmula antigénica que incluye la subespecie, designada mediante 
números romanos (ej. Salmonella IV 48:q.z51) 
En este capítulo se siguen las nuevas convenciones establecidas de forma abreviada; es decir, se usa 
S. Typhimurium en lugar de la nomenclatura más completa S. enterica, subesp. enterica serotipo Typhimurium. 
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También se dan cambios de forma regular en la clasificación de los serotipos a medida que se dispone de nueva 
evidencia sobre el parentesco genético, ej. S. Pullorum se clasifica actualmente como S. gallinarum serotipo 
Pullorum (42). 
La salmonelosis es una enfermedad infecciosa del hombre y de los animales causada por microorganismos de 
las dos especies de Salmonella (S. enterica y S. bongori). Aunque fundamentalmente son bacterias intestinales, 
Salmonella está muy distribuida en el ambiente y se encuentra con frecuencia en vertidos de granjas, en las 
aguas residuales humanas y en cualquier material con contaminación fecal. En todos los países existe 
salmonelosis, pero parece ser más prevalente en áreas de producción animal intensiva, especialmente de aves y 
cerdos. 
La enfermedad puede afectar a todas las especies de animales domésticos, siendo más susceptibles los más 
jóvenes y los animales gestantes. La manifestación clínica más común es la enfermedad entérica, que a menudo 
se presenta como una diarrea sanguinolenta y muy acuosa acompañada de fiebre, pero se puede observar un 
amplio espectro de síntomas clínicos, como septicemia aguda, aborto, artritis, necrosis de las extremidades y 
enfermedad respiratoria. Los síntomas y las lesiones no son patognomónicos. Muchos animales, especialmente 
las aves y los cerdos, pueden estar infectados pero no mostrar enfermedad clínica (65). Tales animales pueden 
ser importantes en la diseminación de la enfermedad entre explotaciones y ser causa de intoxicación alimentaria 
humana. En el último caso, esto puede suceder cuando estos animales entran en la cadena alimentaria y 
originan productos alimenticios contaminados (64, 65). 
El curso de la infección, los síntomas clínicos, los hallazgos post mórtem y los modelos epidemiológicos varían 
según el serotipo y la especie animal implicada. Algunos serotipos solo afectan a determinados hospedadores, 
por ejemplo S. Gallinarum a aves y S. Cholerasuis a cerdos, aunque la mayor parte pueden causar enfermedad 
en un amplio rango de especies animales (51). Se ha visto que muchos serotipos (incluyendo los que están 
adaptados a hospedadores) tales como S. Coholeraesuis y S. Dublin originan la enfermedad en humanos, y los 
trabajadores que asisten a los animales, los veterinarios y los empleados de mataderos, pueden infectarse 
directamente en el trabajo, así como el personal de laboratorio. 
Normalmente, la enfermedad se describe como salmonelosis, aunque se puede usar el término de fiebre 
paratifoidea, por ejemplo, la paratifoidea porcina. En la industria avícola, la pulorosis o diarrea blanca bacilar y la 
tifosis aviar designan a menudo las infecciones causadas por S. Pullorum y S. Gallinarum, respectivamente (51). 
La tifosis aviar y la pulorosis se describen con detalle en el capítulo 2.3.11 del presente Manual. 
Para las investigaciones epidemiológicas detalladas es necesario identificar las cepas, y tales investigaciones 
han descansado tradicionalmente en métodos bioquímicos y serológicos, en la fagotipificación de algunos 
serotipos y en los antibiogramas. En los últimos años se ha utilizado con éxito el análisis genotípico de los 
microorganismos mediante el uso de la reacción en cadena de la polimerasa en tiempo real (RT-PCR) y la 
determinación molecular de las huellas del ADN. El análisis del perfil de plásmidos es un método rápido y 
relativamente fácil para caracterizar cepas, y se ha empleado para estudiar la dispersión de Salmonella tanto en 
medicina humana como en veterinaria. Esta técnica presenta limitaciones, pues no todas las cepas de 
Salmonella presentan plásmidos, y los plásmidos se pueden adquirir con facilidad o ser de un tamaño similar 
pero genéticamente diferentes. Sin embargo, ese procedimiento ha resultado ser útil para la investigación de los 
brotes como complemento de otros métodos. Para suplementar los estudios del perfil de los plásmidos se han 
utilizado otras técnicas genéticas alternativas, como la electroforesis en gel de campo pulsante, el AFLP 
(polimorfismo de la longitud de los fragmentos amplificados), VNTR (número variable de repeticiones en tándem), 
análisis SNP (polimorfismo de nucleótido único) y ribotipificación automatizada (4, 32, 53. 56). La genotipificación 
es un campo de trabajo en expansión y, en los últimos años se han desarrollado muchos métodos nuevos. Debe 
tenerse en cuenta que un único método puede no servir para todos los aislamientos y que puede ser necesario 
evaluar diferentes técnicas hasta encontrar un método o combinación de métodos que resulte satisfactorio y 
capaz de diferenciar clones de un serotipo o fagotipo particular (45, 55). A menudo las técnicas moleculares son 
más discriminatorias y rápidas y están sustituyendo a los métodos fenotípicos, tales como la serotipificación y la 
tipificación mediante el fago, en las investigaciones epidemiológicas de algunos laboratorios. Sin embargo, estas 
herramientas moleculares no están disponibles necesariamente en todos los laboratorios o no han sido 
estandarizadas para producir resultados replicables en diferentes laboratorios, y es posible que los aislamientos 
tengan que enviarse a un laboratorio de referencia adecuado. 
Se están elaborando técnicas genéticas como la hibridación en microarrays y la PCR múltiple destinadas a 
identificar serotipos específicos y a proporcionar información adicional sobre el contenido genético (18, 19, 44). 
El aislamiento de Salmonella y su posterior identificación depende no solo de la calidad de la muestra sino 
también del medio de cultivo y de las características de crecimiento del serotipo, particularmente, en aquellos 
casos en que están adaptados a una especie hospedadora. Se ha publicado recientemente una revisión 
completa de la infección de animales domésticos por Salmonella (65). 
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En muchos países se han llevado a cabo programas nacionales para controlar las infecciones animales por 
Salmonella con vistas a proteger al consumidor. En la Unión Europea, la Directiva de Zoonosis 2003/99/EC 
establece el control respecto a S. Enteritidis y S. Typhimurium de las explotaciones de más de 250 aves y de las 
incubadoras. De acuerdo con la legislación adicional, S. Virchow, S. Infantis y S. Hadar también se someterán a 
controles especiales (10). El mismo día de la llegada se realiza el cultivo de los revestimientos de las jaulas de 
reparto de las aves, de las aves muertas y de algunas al azar. A las 4 semanas de edad y 2 semanas antes de la 
puesta de huevos, se cultivan las heces de hasta 60 muestras, dependiendo del tamaño de la explotación. 
Después, los adultos se muestrean cada 2 semanas. También se llevan a cabo cada 2 semanas, en las 
incubadoras donde eclosionan los huevos, se cultiva el meconio y los animales muertos dentro del cascarón, 
aunque existen planes para sustituir lo anterior por la observación de los revestimietos de los compartimentos de 
la incubadora en la granja. La UE también está legislando sobre el control de Salmonella en parvadas de 
asentamientos comerciales, pollos de asar, pavos y cerdos. Elanálisis serológico está permitido como medida 
complementaria, pero no puede seguir reemplazando al análisis bacteriológico de las aves de corral. En 
Dinamarca se utiliza el control serológico de Salmonella en explotaciones porcinas y en explotaciones 
comerciales de aves ponedoras. En otros varios países existen actualmente programas de vigilancia para 
sacrificar piaras de cerdos utilizando muestras de “jugo de carne” o suero tomado en el matadero. 
Las infecciones de animales de abasto por Salmonella tienen un papel importante en la salud pública y 
particularmente en la seguridad alimentaria, ya que los alimentos de origen animal se consideran como la fuente 
principal de infecciones por Salmonella en el hombre (64). Se han realizado programas especiales para el control 
de aves, cerdos y ganado bovino, que incluyen el control de animales sanos que pueden ser portadores 
subclínicos de estos microorganismos. También se controla la contaminación cruzada durante el procesamiento 
de los alimentos, ya que puede ocurrir contaminación por manipuladores de alimentos sanos (65). 
 El pienso contaminado con Salmonella es la fuente más frecuente de infección en animales. Como la 
contaminación del pienso se debe a menudo a serotipos de importancia para la salud pública, los piensos, sobre 
todo la harina de carne y huesos, deben analizarse para investigar la presencia de Salmonella (46). 
El pienso contaminado con Salmonella ha sido la fuente más común de introducción de nuevas cepas de 
Salmonella en las redes de producción de ganado, desde las que se disemina por los desplazamientos de los 
animales portadores y por otras vías. En muchas situaciones la mayor amenaza puede provenir del comercio 
nacional o internacional de ganado; puede ser que el pienso contenga serotipos “medioambientales” menos 
patógenos que no causen la enfermedad ni ciclos de infección en animales. Como la contaminación del pienso 
se debe a menudo a serotipos de Salmonella de importancia para la salud pública, debe analizarse el mismo 
para detectar la presencia de Salmonella (65). Como los piensos se elaboran con mezclas de ingredientes de 
procedencia variada, puede encontrase en los mismos una amplia gama de salmonelas “exóticas”. Una vez 
establecidas en una instalación, la propagación de unos animales a otros, la contaminación ambiental y las 
plagas de la granja se convierten en las principales causas de la continuidad y la propagación de la infección. 
Las muestras de pienso y de comida analizadas para investigar presencia de Salmonella deben ser 
representativas. Se deben tomar medidas adecuadas para evitar la contaminación durante el transporte o el 
almacenamiento (20, 21). Debido a la amplia variedad de alimentos y de productos alimenticios no hay un único 
método de muestreo que sea apropiado para todos los casos. Por lo tanto, se deben utilizar métodos diferentes 
que sean específicos para el producto (11, 22). 
La Organización Mundial de la Salud proporciona información sobre el desarrollo de medidas adecuadas para la 
prevención y el control de las enfermedades transmitidas por los alimentos, incluyendo las infecciones del 
hombre por Salmonella. Los vehículos más comunes de infección son los huevos y sus productos derivados, la 
carne de pollo y de otros animales, así como los derivados cárnicos. Las cosechas de verduras contaminadas y 
las especias también son causa de numerosos brotes. Los serotipos más frecuentes en muchos países europeos 
son S. Enteritidis y S. Typhimurium (aunque Salmonella es escasa en la producción de ganado, algunos países 
de la UE cuentan con estrictos programas de control), mientras que el serotipo dominante en Norteamérica es 
S. Typhimurium (64). 
Una política de control de Salmonella a efectos de la salud pública debe cubrir todas las etapas desde “el establo 
a la mesa”. Debe incluir la declaración obligatoria de todos los brotes de la enfermedad (13), y el control del 
pienso y la comida (65). El control de alimentos debe incluir el muestreo de los alimentos compuestos y de otras 
materias primas no procesadas para alimentación, así como el muestreo durante el procesamiento de la comida. 
Deben realizarse investigaciones epidemiológicas a nivel mundial para analizar la transmisión de Salmonella y 
para apoyar las políticas de control de Salmonella. 
Son esenciales los controles sanitarios e higiénicos en los mataderos, y se deben tomar precauciones especiales 
durante el sacrificio de poblaciones animales potencialmente infectadas. Deben practicarse medidas de 
descontaminación durante el procesamiento. Cada vez es mayor la utilización de vacunas para disminuir 
Salmonella en las aves de corral y es importante diferenciarla de las infecciones de campo para fines de control y 
asegurarse de que las vacunas no contagian a los animales no vacunados (60). 
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Otro elemento esencial en la profilaxis de la salmonelosis humana es la educación del consumidor, en particular, 
la concienciación sobre el manejo y almacenamiento seguro del alimento, la higiene en la cocina y el tratamiento 
culinario adecuado para limitar el riesgo de infección. 
B. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO 
1. Identificación del agente 
La frecuencia del muestreo y el tipo de muestras obtenidas dependerán en gran medida de los objetivos del 
programa de pruebas (incluidos los requisitos estatutarios), los hallazgos clínicos, los niveles de detección o la 
precisión necesaria en la estimación de la prevalencia, el coste y la disponibilidad de recursos para el muestreo y 
de instalaciones de laboratorio. 
Las muestras individuales para pruebas bacteriológicas se recogen tan asépticamente como sea posible y, en 
caso de enfermedad clínica o de control rutinario, deben recogerse antes de comenzar cualquier tratamiento 
antibiótico. Con preferencia, las muestras clínicas se recogen durante la fase aguda de la enfermedad o muy 
pronto después de la muerte. En el caso de las parvadas de aves de corral o de otras especies avícolas, las 
muestras ambientales, como las heces agrupadas de forma natural, la basura y el polvo, los barridos o los frotis 
a partir de las superficies del suelo, pueden ser el modo más eficaz, en cuanto al coste, de identificar granjas 
infectadas (5, 25). Se deben tomar precauciones para evitar la contaminación cruzada de las muestras durante la 
recogida, el desplazamiento y en el laboratorio. Los envíos deben mantenerse en frío y estar acompañados de 
una información adecuada. Si es posible, en el caso de especies animales pequeñas, es preferible enviar al 
laboratorio un número representativo de animales enfermos o recién muertos (63). Normalmente, los serotipos 
adaptados al hospedador son más difíciles de aislar de las heces, de modo que, si se sospecha esta situación, 
se deben cultivar tejidos infectados siempre que sea posible. 
Se debe prestar una atención particular al aislamiento de Salmonella en animales con infecciones subclínicas, ya 
que estos pueden liberar bacterias solo de modo intermitente y en cantidades bajas. Se puede lograr aumentar la 
sensibilidad diagnóstica incrementando el tamaño de las muestras y el número de las muestras para que 
representen más individuos, todo ello combinado en algunos casos con la mezcla de las muestras y la repetición 
de los muestreos. En tales situaciones los métodos bacteriológicos o serológicos se deben utilizar para identificar 
poblaciones infectadas más que para identificar animales individuales infectados. 
 Cultivo 
Existen muchos métodos para aislar Salmonella que son de uso universal (9, 14, 17, 29, 46, 63). Más adelante 
se describen algunos de los métodos más comunes. Las técnicas y medios de cultivo con los mejores resultados 
en una situación diagnóstica concreta dependen de una variedad de factores que incluyen el tipo de Salmonella, 
el origen y tipo del ejemplar, la experiencia del microbiólogo y la disponibilidad de medios deenriquecimiento 
selectivo y de medios selectivos en placas. 
Todos los medios de cultivo preparados deben someterse a controles de calidad y permitir el crecimiento del 
microorganismo sospechoso a partir de un inóculo pequeño. El uso de la cepa de referencia en paralelo con las 
muestras rutinarias puede dar lugar a contaminación cruzada de las muestras por la utilización inadecuada de las 
técnicas, así que debe utilizarse un serotipo escaso con características de cultivo típicas que sean semejantes a 
las de la cepa problema más prioritaria. 
El establecimiento progresivo de programas para la garantía externa de la calidad ha impulsado la utilización 
creciente de métodos estándar, como la norma ISO 6579:2002; aunque esta no ha sido validada para muestras 
fecales y ambientales y se estableció para los alimentos y los piensos. En los últimos años se ha elaborado y 
evaluado un método estándar para la detección de Salmonella a partir de la industria de producción animal, y 
casi se ha adoptado un método ISO (35). Lo esencial del método estándar es el preenriquecimiento en agua de 
peptona tamponada, el enriquecimiento en Rappaport–Vassiliadis (MSRV) semi-sólido modificado, el aislamiento 
en agar xilosa-lisina-dexosicolato (XLD) y un medio selectivo de cultivo en placa. 
a) Medios de preenriquecimiento 
El número de salmonelas es normalmente bajo en las heces de los animales asintomáticos, en muestras 
ambientales, en los alimentos para el ganado y en los alimentos, por lo que es necesario utilizar medios de 
preenriquecimiento para facilitar el aislamiento, tal como el agua de peptona tamponada o el caldo universal 
de preenriquecimiento. Esto puede permitir que un escaso número de Salmonella se multipliquen sin que 
mueran por los efectos tóxicos de los medios de enriquecimiento, o puede ayudar a la recuperación de las 
que presentan daños subletales, como los debidos a la congelación, el calentamiento, la exposición a las 
substancias microbicidas o a la desecación El preenriquecimeinto puede que no sea el mejor método para 
aislar cepas poco vigorosas de Salmonella de las heces, como el caso de las cepas adaptadas al 
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hospedador, debido a un sobrecrecimiento de microorganismos competidores durante un 
preenriquecimiento no selectivo. 
b) Medios de enriquecimiento 
Los medios de enriquecimiento son medios líquidos o semisólidos que contienen substancias que permiten 
el crecimiento selectivo de las salmonelas a la vez que inhiben el crecimiento de otras bacterias. Algunos, 
sin embargo, son también relativamente tóxicos para algunos serotipos de Salmonella, por ejemplo, el 
selenito inhibe S. Cholerasuis, y el colorante verde brillante es tóxico para muchas cepas de S. Dublin. 
También se han utilizado las temperaturas elevadas para aumentar la selectividad del medio de 
enriquecimiento. En algunos laboratorios se utiliza una temperatura de 43°C, aunque con algunos medios 
puede resultar inhibidora; por ejemplo, los medios de tetrationato y de Rappaport–Vassiliadis inhiben las 
cepas termosensibles, especialmente S. dublin, y ahora se recomienda 41.5°C para incubación en caldo de 
Rappaport–Vassiliadis (22). También se puede emplear el enriquecimiento selectivo por movilidad para 
aumentar la sensibilidad del aislamiento de Salmonella y la utilización de medios de enriquecimiento 
semisólidos, como MSRV o medio semisólido para el diagnóstico de Salmonella (DIASALM), que pueden 
proporcionar mayor sensibilidad (59). La composición del medio, que puede variar de un proveedor a otro, o 
incluso en algunos casos de un lote a otro, la temperatura y la duración de la incubación, y el volumen de 
las muestras utilizadas como inóculo del medio, pueden servir para influir en la tasa de aislamiento, y se 
deben tener siempre en cuenta estas variables. Ejemplos de medios selectivos de enriquecimiento son el 
de tetrationato sódico, como en el caldo de Muller–Kauffman, los caldos con selenito F, con selenito 
cisteína, con verde brillante, el de Rappaport–Vassiliadis o el medio semisólido de Rappaport–Vassiliadis. 
En algunos casos puede resultar ventajosa la utilización de más de un caldo selectivo o el cultivo mediante 
preenriquecimiento y el enriquecimiento y la siembra directa, aunque a menudo el beneficio no justifica el 
aumento de los costes. Se pueden añadir a los medios selectivos substancias como la Ferrioxamina E para 
mejorar el aislamiento de Salmonella en muestras con limitación de hierro o de nutrientes como los huevos, 
el agua o el suelo (46), o pueden añadirse antibióticos para mejorar el aislamiento de las cepas resistentes 
a los antimicrobianos. 
c) Medios selectivos en placa 
Estos son medios selectivos solidificados con agar que permiten un crecimiento diferencial en varios 
aspectos. Inhiben el crecimiento de bacterias distintas a Salmonella y suministran información sobre 
algunas de las principales características bioquímicas diferenciales – normalmente la incapacidad de 
fermentar de la lactosa y la producción de sulfuro de hidrógeno (H2S). Los resultados se obtienen después 
de 24 y 48 horas de cultivo a 37°C. En dichos medios Salmonella forma colonias características que son 
distintas de las producidas por otras bacterias en la placa, con la posible excepción de Proteus, 
Pseudomonas y Citrobacter. En ocasiones, se pueden aislar salmonelas fermentadoras de la lactosa y la 
producción de H2S puede ser variable. Se pueden detectar de modo más eficaz tales cepas atípicas cuando 
se utilizan medios selectivos semisólidos. A este respecto, el medio DIASALM es particularmente útil ya que 
se puede realizar una confirmación provisional por aglutinación en porta utilizando antisueros polivalentes 
anti-O, anti-H o específicos, con líquido de la zona de crecimiento de la placa. Salmonella Abortusovis es un 
serotipo de crecimiento lento, y es normal incubar las placas durante 72 horas y utilizar el medio no 
selectivo de agar-sangre. Ejemplos de medios selectivos sólidos son el agar verde brillante, el agar xilosa-
lisina-desoxicolato, el agar desoxicolato/citrato, el agar Rambach, y el agar sulfito de bismuto, aunque en la 
literatura y en los catálogos de medios pueden encontrarse muchos más. Actualmente se dispone de una 
amplia variedad de medios sólidos. Muchos de estos pueden servir de ayuda para la diferenciación entre 
colonias sospechosas, pero deben ser validados para las matrices de muestra, los sistemas de cultivo, y la 
gama de serotipos utilizados, ya que, bajo ciertas condiciones, la sensibilidad puede ser pobre. 
 Identificación de colonias sospechosas 
Las colonias sospechosas se subcultivan en medios sólidos selectivos y no selectivos para asegurar la ausencia 
de posibles contaminantes como Proteus spp. Si hay un crecimiento abundante en cultivo puro, las colonias 
sospechosas se pueden probar por aglutinación en porta con sueros polivalentes para la tipificación de 
Salmonella (28). En algunos casos, la colonia sospechosa puede no aglutinar o autoaglutinar y es necesario 
entonces utilizar pruebas bioquímicas para confirmar la identificación. Estas pruebas se pueden realizar con 
azúcares en agua de peptona o con sistemas comerciales (tales como el sistema Índice de Perfil Analítico [API]), 
la prueba OBIS o en medios compuestos (tales como el agar triple azúcar-hierro [TSI]) (12). 
La identificación de los antígenos O y H, y, en circunstancias especiales, del antígeno Vi, se realiza mediante 
aglutinación directa en porta o por aglutinación en tubo utilizando antisueros específicos. En el caso de 
microorganismos bifásicos, es necesario identificar ambas fases mediante el uso de la inversión de fase lo que 
implica el pase por medio semisólido que contenga antisuero contra la fase conocida. La detección se facilita por 
la disponibilidad de antisueros dirigidos contra varios factores, y puede mejorarse utilizando sueros monovalentes 
de tipificación.Aunque muchos de los laboratorios puede identificar los serotipos más comunes, se necesita 
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utilizar los servicios de un laboratorio de referencia para confirmar la identidad de un aislamiento y, posiblemente, 
para obtener información sobre la fagotipia, si existe una clasificación disponible, y sobre el perfil genético. 
Se pueden necesitar pruebas bioquímicas adicionales para identificar algunas variantes serotípicas, por ejemplo, 
la del d-tartrato que permite diferenciar S. Paratyphi B var. Java de S. Paratyphi B. Los aislamientos se deben 
probar en cuanto a su sensibilidad a un conjunto de agentes antimicrobianos ya que existe una preocupación 
creciente por la emergencia de múltiples cepas nuevas resistentes que albergan genes de resistencia 
transferibles a las cefalosporinas y las fluoroquinolonas (26, 43, 61). Las cepas vacunales vivas también se 
identifican mediante marcadores de resistencia a antimicrobianos y por cambios bioquímicos como el 
auxotrofismo o rugosidad. 
 Métodos de reconocimiento inmunológicos y de ácidos nucleicos 
Se usan y comercializan numerosos métodos alternativos de detección de Salmonella (6, 8, 12, 48, 49, 52, 57, 
66). Estos incluyen métodos basados en la conductancia/impedancia eléctrica, en la separación 
inmunomagnética (IMS), en los enzimoinmunoensayos (ELISA), métodos de la PCR con sondas génicas, 
incluyendo la amplificación basada en la secuencia de ácidos nucleicos (NASBA) (6) y en la PCR en tiempo real 
(16, 31, 40) o cuantitativa (41). Muchos de estos métodos no han sido validados para muestras fecales y 
ambientales, y resultan más adecuados para el análisis de alimentos humanos (39). Los métodos rápidos suelen 
ser más costosos que los cultivos convencionales, pero pueden resultar económicamente viables para analizar 
materiales donde se espera una prevalencia baja de contaminación o donde los materiales, como los alimentos, 
están pendientes de una prueba negativa. Un método de enriquecimiento/IMS en combinación con un ELISA o 
PCR puede proporcionar resultados en 24 horas. En la actualidad, ninguno de los métodos rápidos se ha 
mostrado adecuado para la detección directa de Salmonella, de modo que se necesitan etapas de 
enriquecimiento selectivo o no selectivo (37). Esto introduce más pasos en el proceso de detección y requiere 
más tiempo para el operador. En los métodos basados en el ADN, la inhibición de la reacción de la PCR por 
elementos de la matriz de la muestra, especialmente en el caso de las heces, resulta problemática y requiere 
técnicas adecuadas de extracción del ADN (23). Los métodos de aislamiento rápido pueden también estar 
ligados a sistemas de detección sofisticados, como biosensores (38). En los métodos rápidos para detección de 
Salmonella hay muchas variaciones y avances, pero ninguno parece reemplazar satisfactoriamente al cultivo en 
todas las circunstancias. Por tanto, no es posible dar detalles de todos los métodos en este capítulo o hacer 
recomendaciones, pero los artículos de revisión citados más arriba contienen información adicional. Actualmente 
se están haciendo esfuerzos para estandarizar a nivel internacional el empleo de algunos métodos rápidos (30), 
pero todavía existe una cantidad considerable de trabajo pendiente. 
 Ejemplo de procedimiento de un método para aislar Salmonella de alimentos, piensos, 
muestras fecales y ambientales 
i) Se añade una muestra de 10–25 g a ×10 volúmenes de agua de peptona tamponada a temperatura 
ambiente. (NB: en el caso de muchos serotipos adaptados a un hospedador, y algunos serotipos 
arizonae, es preferible añadir la muestra a un medio selectivo de enriquecimiento, como caldo 
selenito-cisteína, y probar muestras de tejido cuando sea posible [incluyendo la siembra directa; véase 
el método de cultivo para S. Pullorum/Gallinarum en el capítulo 2.3.11 de este Manual]. 
ii) Se incuba el agua de peptona tamponada durante 16–20 horas a 37°C. 
iii) Se inocula, con 0,2 ml del agua de peptona tamponada incubada, 20 ml de medio semisólido 
modificado de Rappaport–Vassiliadis o DIASALM en una placa de Petri. 
iv) Se inocula, con 1ml del agua de peptona tamponada incubada, 10 ml de caldo de tetrationato. 
v) Se incuba el medio semisólido modificado de Rappaport–Vassiliadis o DIASALM a 41,5°C y el caldo 
de tetrationato a 37°C (se ha de estar seguro de que se utiliza una marca fiable de tetrationato para 
uso a 37°C). 
vi) Después de 24 y 48 horas de enriquecimiento selectivo, se resiembra del medio semisólido modificado 
de Rappaport–Vassiliadis tomando material del borde de la zona turbia con el asa de 1 µl y 
extendiéndolo por siembra en estría sobre una placa con agar de Rambach o agar verde brillante y 
sobre una placa con agar xilosa-lisina-desoxicolato más novobiocina. 
vii) Se resiembran 10 µl del caldo de tetrationato sobre agar de Rambach o agar verde brillante y sobre 
agar xilosa-lisina-desoxicolato más novobiocina. 
viii) Se incuban las placas a 37°C durante 24 horas. 
ix) Se examinan cinco colonias sospechosas (rojas/rosas con enrojecimiento del medio en el caso de 
agar verde brillante, carmesí con bordes pálidos o naranjas/sin color en agar Rambach, rojas con 
centro negro en agar xilosa-lisina-desoxicolato) utilizando antisuero poli “O” y poli “H” (fase 1 y fase 2) 
o medios bioquímicos compuestos. 
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
8 Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 
x) Se subcultivan las colonias muy sospechosas que no aglutinen con antisueros poli H en medios no 
selectivos y se repeten después las pruebas. Si se obtiene una aglutinación fuerte con poli O y poli H, 
esto es suficiente para una confirmación preliminar. Tales aislamientos se pueden luego seroagrupar. 
Si los resultados de la aglutinación no son claros, hay que realizar más pruebas bioquímicas utilizando 
medios compuestos como el TSI o emplear ONPG (o-nitrofenil-beta-d-galactopiranósido) y urea o 
pruebas bioquímicas comerciales, como el API ID 32 E. 
2. Pruebas serológicas 
 Identificación serológica de animales y de explotaciones infectadas 
Se han desarrollado varias pruebas serológicas para diagnosticar las infecciones por Salmonella en animales. En 
aves, para la identificación de granjas infectadas con S. Pullorum/Gallinarum, se han utilizado con éxito durante 
más de 50 años la prueba de sangre completa, que utiliza un antígeno teñido, y la prueba de aglutinación sérica 
(SAT). Como S. Enteridis posee el mismo antígeno somático del grupo D que S. Pullorum/Gallinarum, la prueba 
de sangre completa y otras relacionadas pueden utilizarse en el diagnóstico de la infección, pero la sensibilidad 
es baja. Recientemente se han desarrollado otras pruebas, como las de tipo ELISA (58), para el diagnóstico de 
las infecciones por S. Enteritidis y S. Typhimurium y para otros serotipos de animales de granja. Los ensayos 
ELISA se han utilizado con eficacia para identificar serológicamente ganado portador de S. Dublin y se pueden 
aplicar a la leche sin tratar, para analizar ganado estabulado de producción láctea. En Dinamarca se utiliza un 
ELISA mixto con suero o fluido tisular liberado por congelación y descongelación de muestras de músculo para 
detectar infecciones de Salmonella en cerdos (36). Se utiliza una prueba similar para detectar anticuerpos contra 
S. Enteritidis y S. Typhimurium en la yema de huevo de explotaciones comerciales de ponedoras (13). 
Algunas pruebas ELISA son ahora de uso rutinario y se han comercializado varias, y ahora se requiere la 
estandarización de su utilización. La finalidad de esta sección es considerar las pruebas serológicas que se han 
evaluado por completo y que son de uso rutinario en el diagnóstico de la salmonelosis en animales. Por tanto, no 
se considerarán otras pruebas que están aún en fase de desarrollo. Con frecuencia se presentan nuevas 
pruebas para el diagnóstico de Salmonella, de modo que una búsqueda en Internet esa menudo el mejor modo 
de obtener una información actualizada. 
 Factores que influyen en el diagnóstico serológico 
1. Los métodos serológicos deben utilizarse para identificar poblaciones infectadas más que para identificar 
animales individuales infectados, aunque se pueden emplear pruebas repetidas en la explotación como una 
ayuda para seleccionar los animales portadores crónicos. Normalmente, las pruebas serológicas se diseñan 
para detectar un número limitado de serotipos o serogrupos de Salmonella. 
2. Se sabe que algunos animales con respuesta serológica positiva no pueden ser infectados de nuevo por 
Salmonella. De modo similar, animales que excretan activamente Salmonella pueden ser serológicamente 
negativos. También se aplican consideraciones similares a los métodos de cultivo bacteriológico, y así, los 
cultivos fecales con resultados negativos no indican necesariamente que el animal no está infectado. Sin 
embargo, ninguna de estas situaciones debe considerarse como un problema importante si se realizan 
suficientes pruebas. Los animales que son serológicamente positivos pueden haber cesado de excretar 
Salmonella aunque las concentraciones de inmunoglobulinas circulantes pueden permanecer altas. Otros 
animales de la granja pueden estar todavía infectados. Los animales serológicamente negativos pueden ser 
el resultado de una infección reciente que origine la excreción antes de que la producción de 
inmunoglobulinas sea máxima, o de una infección con serotipos menos invasivos. Con toda probabilidad, 
los animales que han sido infectados recientemente serán detectados serológicamente por un programa 
adecuado de análisis a lo largo de la vida de la explotación. 
3. Los animales recién nacidos son inmunológicamente inmaduros y no responden serológicamente al 
antígeno somático LPS hasta las 2–3 semanas de edad. Sin embargo, sí producen una respuesta 
serológica a los antígenos de la proteína flagelar. El ganado bovino puede no responder serológicamente 
hasta las 10–12 semanas de edad y es posible que los lechones no desarrollen una respuesta inmune o 
posean una respuesta de anticuerpos que refleja la inmunidad materna. Las respuestas diferenciadas que 
implican diferentes clases de anticuerpos (IgM, IgA, IgG) pueden utilizarse en cerdos para distinguir las 
infecciones recientes de las antiguas, pero con frecuencia eso no es de utilidad para ensayar piaras en las 
que los individuos se hallan normalmente en diferentes fases de la infección. La mayoría de las pruebas se 
basan en la IgG, y es típico que aparezcan elevados niveles de anticuerpos entre 1 y 3 semanas después 
de la infección y que duren entre 2 y 3 meses. 
Los pollos pueden también adquirir pasivamente anticuerpos anti-salmonella de sus progenitores a través 
del saco vitelino; esto puede indicar que la población de los padres estaba infectada. Los mamíferos 
pueden adquirir anticuerpos de la madre a través del calostro. 
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 9 
4. Durante muchos años se ha utilizado la inmunización para controlar ciertas infecciones por Salmonella en 
animales de granja y, si se emplea serología en el diagnóstico, es necesario diferenciar entre la respuesta a 
la vacuna y a una infección real. Muchas vacunas vivas que se administran oralmente no proporcionan una 
respuesta de anticuerpos séricos significativa en la mayoría de los animales, pero puede haber excepciones 
ocasionales. Las vacunas muertas inyectables utilizadas para el control de S. Enteritidis en pollos pueden 
producir una respuesta de anticuerpos muy prolongada. Sería muy provechoso que se pudiera fabricar una 
vacuna viva marcada que se pudiera diferenciar del desafío de campo mediante pruebas serológicas. 
5. El efecto de la terapia con antibióticos en la respuesta serológica no está claro. Algunos investigadores 
encuentran títulos reducidos después de la terapia, mientras que otros no detectan efecto alguno. No 
obstante, si se ha empleado terapia antimicrobiana, la serología puede ser una técnica de diagnóstico para 
la salmonelosis más útil que el cultivo. 
6. Existen aproximadamente 2.500 serotipos diferentes de Salmonella. Dependiendo del antígeno y de la 
prueba utilizada, pueden ocurrir reacciones serológicas cruzadas entre diferentes serotipos, por ejemplo 
entre S. Typhimurium, S. Pullorum y S. Enteritidis. En algunos casos pueden ocurrir reacciones cruzadas 
como resultado de la exposición a microorganismos distintos de Salmonella. 
7. En las aves, la yema del huevo se puede probar para detectar inmunoglobulinas frente a Salmonella, y los 
huevos representan, por tanto, un método para analizar explotaciones. En Dinamarca se emplea esta 
estrategia para controlar explotaciones comerciales de ponedoras. En el ganado bovino, se puede utilizar la 
leche para la detección de anticuerpos anti-Salmonella para analizar las explotaciones de producción 
láctea. 
8. La utilización de discos de papel de filtro para recoger suero elimina la necesidad de separar el suero. Los 
discos también permiten la conservación a largo plazo y reducen los costes de transporte al laboratorio. La 
sensibilidad de la prueba puede resultar levemente reducida en comparación con las pruebas realizadas 
con suero fresco. 
a) La prueba de sangre completa 
La prueba de sangre completa es una prueba rápida para la tifosis aviar y la pulorosis que puede utilizarse 
en la granja. La sensibilidad de esta prueba es baja y, sin experiencia, se pueden registrar muchos 
resultados como falsos positivos y falsos negativos. 
Para una descripción detallada de la prueba de sangre completa, véase el capítulo 2.3.11 Tifosis aviar y 
pulorosis. 
b) Prueba rápida de aglutinación en porta 
El suero (0,02 ml) se mezcla con antígeno polivalente teñido con cristal violeta (0,02 ml). El porta se mueve 
cuidadosamente durante 2 minutos, tras los cuales se ve el resultado de la prueba. Los componentes de la 
prueba se guardan a 4°C y antes de usarlos deben alcanzar la temperatura ambiente. 
Los sueros problema deben estar libres de contaminantes y de hemolisis. Puede ser conveniente 
centrifugar las muestras de suero que se hayan mantenido guardadas por algún tiempo. 
Si se sospecha la existencia de reacciones falsas positivas inespecíficas, los sueros positivo/sospechosos 
deben probarse de nuevo después de una inactivación térmica a 56°C durante 30 minutos. 
c) Prueba de aglutinación sérica 
La SAT es relativamente poco sensible, y muchos animales viejos tienen niveles bajos de aglutininas en sus 
sueros debido a enterobacterias distintas a Salmonella. Las muestras aisladas carecen de valor diagnóstico 
excepto como muestras para el examen inicial del rebaño. Se necesitan muestras pareadas como requisito 
mínimo para confirmar una infección activa. La prueba es relativamente barata; los antígenos se pueden preparar 
con facilidad y no se requiere un equipo costoso. La SAT se puede adaptar a formato de microtitulación y se 
puede utilizar para determinar títulos somáticos o flagelares. Se recomienda utilizar para SAT un suero estándar y 
otros métodos confirmativos para el control de la pureza y la inmunogenicidad de las preparaciones de 
antígeno(s) para SAT, que no dependan de los sueros producidos a partir de dichos antígenos. 
• Preparación del antígeno somático 
i) Se resiembra Salmonella, desde el cultivo apropiado de mantenimiento, a una placa con medio agar-
sangre base (BAB), u otro medio adecuado, para crecimiento de colonias aisladas. Incubar durante 
toda la noche a 37°C (±2°C). 
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
10 Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 
ii) Se selecciona una colonia lisa y realizar una prueba de aglutinación en porta para confirmar que está 
presente el antígeno somático requerido. 
iii) Mediante un asa estéril, se inocula con la colonia seleccionada un tubo de agar nutritivo inclinado. 
iv) Se incuba el cultivo durante 8–12 horas a 37°C (±2°C).v) Con una pipeta Pasteur, se retira el crecimiento, preferentemente en una cabina de seguridad, con 
aproximadamente 2 ml de alcohol absoluto y se transfiere el contenido a un tubo estéril. 
vi) Se deja el antígeno a temperatura ambiente durante 4–6 horas para que el alcohol mate las bacterias 
y suelte los flagelos. 
vii) Se centrifuga el tubo en una centrífuga de mesa durante 5 minutos a 1.000 g. Se vierte el líquido y se 
añade suficiente solución salina con fenol para conseguir que el antígeno alcance una opacidad 
equivalente a la de un tubo No. 2 en la escala de Braun (aproximadamente 108 unidades formadoras 
de colonias/ml) u otro estándar apropiado. 
viii) Se realiza una titulación estándar con un suero conocido para confirmar que el antígeno es positivo 
para el factor requerido. 
ix) Se guarda en un refrigerador a 4°C hasta su utilización. 
 Preparación de antígenos flagelares 
i) Se resiembra Salmonella, desde el cultivo apropiado de mantenimiento, a una placa con medio BAB, u 
otro medio adecuado. Incubar durante toda la noche a 37°C (±2°C). 
ii) Se realiza un pase en medio semisólido (con aproximadamente 0,3% de agar) en un tubo de Craigie, 
u otro contenedor adecuado, para inducir la expresión óptima del antígeno flagelar apropiado. Si el 
serotipo es bifásico, se añade al medio antisuero H que corresponda a la fase a suprimir. 
iii) Se utiliza la aglutinación en porta para comprobar que Salmonella está en la fase requerida. Si es así, 
se inocula con un asa de cultivo 20 ml de caldo nutritivo. Se incuba durante 12–18 horas a 37°C 
(±2°C) para un crecimiento óptimo. (Si la fase es incorrecta, se vuelve a pasar por el medio 
semisólido). 
iv) Se pipetean en la suspensión de antígeno 250 µl de formaldehído al 40% (se deben usar guantes y se 
debe trabajar preferiblemente en una cabina de seguridad), y se deja toda la noche. 
v) Se prueba el antígeno por SAT utilizando el suero de tipificación apropiado. 
 Procedimiento de la prueba 
i) Es más fácil analizar los sueros a una dilución de 1/20; se añaden 0,25 ml de antígeno a 0,25 ml de 
suero prediluido a 1/10 en solución salina normal. 
ii) Las mezclas se incuban en un baño de agua a 50°C durante 24 horas en el caso de los antígenos 
somáticos, y durante 4 horas, para los antígenos flagelares. La dilución y el tiempo de incubación 
puede variar dependiendo del antisuero usado. 
iii) Los sueros que dan reacción positiva se diluyen luego de 1/20 a 1/320 y se vuelven a probar con el 
antígeno apropiado. 
d) ELISA para Salmonella Enteritidis 
Para la detección de IgG (IgY) específica para S. Enteritidis, existen dos sistemas básicos principales: el 
ELISA indirecto (2) y el ELISA competitivo “ tipo sandwich” (58). 
El ELISA indirecto supone el uso de un antígeno detector que recubre los pocillos de una placa de 
microtitulación. Después de aplicar un reactivo bloqueante para reducir uniones inespecíficas, se añaden a 
los pocillos las muestras problema. El anticuerpo de la muestra que se une específicamente se detecta con 
un conjugado anticuerpo/enzima. Se han utilizado varios antígenos, incluyendo LPS, flagelos, fimbrias SEF 
14, proteínas de la membrana externa y preparaciones de antígenos celulares totales. 
El ELISA sándwich competitivo emplea un reactivo específico – un anticuerpo monoclonal (MAb) o 
policlonal – para recubrir los pocillos de antígeno. Luego se añade una preparación pura o cruda de 
antígeno. Después se aplican las muestras problema seguidas por el anticuerpo conjugado, que no se unirá 
al antígeno si la muestra contiene anticuerpos específicos. El tiempo de ensayo se puede acortar 
añadiendo simultáneamente la muestra problema y el conjugado. Se ha preparado MAb de LPS, flagelos y 
SEF14 de S. Enteritidis. 
Ambos sistemas presentan ventajas y desventajas. El ensayo indirecto es más simple y hay reactivos 
disponibles para todos los serotipos de Salmonella de pollos, pavos, patos y mamíferos. El ELISA 
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 11 
competitivo se puede aplicar a todas las especies animales y, en general, muestra mayor especificidad. Sin 
embargo, no hay reactivos comercializados para todos los serotipos. También hay algunos problemas de 
afinidad y puede ser menos sensible que las técnicas indirectas. En condiciones de campo, ambos sistemas 
han producido reacciones positivas falsas y en algunos casos el análisis con un ELISA indirecto con LPS 
puede confirmarse después con un ELISA competitivo flagelar. 
Ambos tipos de ensayo pueden utilizarse con suero, yema de huevo o sangre seca reconstituida eluida de 
discos de papel de filtro. En Dinamarca y otros países se emplea un ELISA mixto (o ELISA de jugo de 
carne) para detectar infecciones de Salmonella en cerdos (36). Este ELISA contiene los antígenos “O” de 
tipo 1, 4, 5, 6, 7 y 12 del LPS de S. Typhimurium y S. Cholerasuis, lo que capacita al ensayo para detectar 
serológicamente el 95% de los serogrupos de Salmonella que se encuentran en los cerdos de la mayoría 
de países europeos. También se han añadido antígenos del grupo D a algunos kits para ELISA. El suero se 
utiliza para analizar granjas de producción y multiplicación, mientras que, para cerdos en el matadero, se 
realiza el ensayo con el fluido tisular (“jugo de carne”) que se libera cuando se descongelan 10 g de 
muestra de músculo congelado. 
Con algunos ELISA se puede diferenciar entre las infecciones producidas por serotipos de Salmonella de 
diferentes serogrupos. Entre los grupos B y D y otros serotipos invasivos se produce alguna reacción 
cruzada. Sin embargo, normalmente hay una mayor respuesta de anticuerpos cuando en el ELISA se utiliza 
LPS del serotipo homólogo. Aún no se ha decidido ni existe acuerdo internacional sobre cuál es el mejor 
método para establecer un valor de “corte” en la absorbancia, por encima del cual los sueros se designan 
como procedentes de una población afectada por S. Enteritidis, sin que se produzca un nivel inaceptable de 
resultados positivos falsos. 
Los ELISA están adaptados a la automatización y, por tanto, a programas de muestreo a gran escala. Un 
problema importante es que se necesita un equipo costoso, y muchos de los reactivos son también caros. 
Hay varias preparaciones ELISA y ELISA-mixtas comercializadas para S. Enteritidis, S. Typhimurium y 
Grupo B/C. En teoría, estas deberían validarse mediante ensayos internacionales coordinados antes de 
adoptarse a efectos de control. 
Un ejemplo de un ELISA validado es el desarrollado por el Laboratorio de Referencia de la OIE de VLA 
Weybridge (ver dirección en el Cuadro de la parte 3 de este Manual). Los requisitos se indican a 
continuación. 
 Equipo 
Placas de PVC, tipo Falcon microprueba III; pipetas apropiadas y cilindros de medida; lavador de placas de 
microprueba; lector de placas ELISA; filtro de prueba de 405–410 nm y filtro de referencia de 630 nm. 
 Antígeno 
i) El LPS de S. Enteritidis extraído con fenol está comercialmente disponible (Catálogo Sigma 
No. L6011). Este se reconstituye en 1 ml de agua desionizada y se guarda a –20°C en alícuotas de 
100 µl en solución salina tamponada con fosfato (PBS), pH 7, a una concentración de 2,5 mg/ml. Para 
su uso, el antígeno debe ser descongelado en tampón de recubrimiento a la concentración apropiada. 
ii) El antígeno LPS también se puede preparar por la técnica de Westphal & Luderitz (62) y estandarizar, 
en lo que respecta a su concentración en carbohidrato, por el método de Gerhardt (15) a una 
concentración ajustada a 1.000 µg/ml. 
 Diluyente del suero y del conjugado 
Se añade seroalbúmina bovina (BSA) (2 g) y Tween 20 (0,05 ml) a PBS (100 ml) (Alternativamente, la leche 
en polvo [1 g] puede reemplazar a la BSA). Se guarda a 4°C y se hacen soluciones frescas cada semana. 
Tampón de recubrimiento: Se añade carbonato sódico (1.59 g) y bicarbonato sódico (2.93 g) a agua 
desionizada (1 litro) y se ajusta a pH 9,6. (Alternativamente, se disuelveuna tableta de tampón 0,05 M 
carbonato/bicarbonato de Sigma [No. Catálogo C-3041] en agua desionizada [100 ml]). Se guarda a 4°C y 
se renueva cada 2 semanas. 
Tampón de substrato: Se prepara una solución de dietanolamina al 10% (v/v) en agua desionizada. La 
dietanolamina debe precalentarse a 37°C antes de distribuirse, y el pH de la solución debe ajustarse a 
pH 9,8 con ácido clorhídrico 1 M. Se guarda a 4°C y se renueva cada 2 semanas. 
Conjugado enzimático: Inmunoglobulina anti-pollo de cabra conjugada a fosfatasa alcalina (por ejemplo, 
ICN Immunobiologicals, o como suministro alternativo de Sigma: A9171) o globulina anti-pollo de otras 
especies. Se guarda a 4°C diluida en diluyente a la concentración apropiada y se renueva cada semana. 
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
12 Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 
Substrato del enzima: Se disuelve una tableta de p-nitrofenil fosfato disódico (5 mg) en tampón de substrato 
(5 ml) no antes de 30 minutos de su uso, y se mantiene en la oscuridad. 
 Estándares 
i) Antisuero control positivo preparado por inoculación intramuscular de cuatro pollos libres de patógenos 
específicos (SPF) de 1 semana de edad con un inóculo que contenga 106 S. Enteritidis. El suero se 
obtiene 3–4 semanas después, cuando los títulos de anticuerpo son máximos. 
ii) Suero control negativo A de cuatro aves SPF de 1 semana de edad. 
iii) Suero control negativo B de 58 productoras de 1 semana de edad que estén libres de infecciones por 
Salmonella. Se juntan los sueros y se guardan en volúmenes de 100 µl a –20°C. 
C. REQUISITOS PARA LAS VACUNAS Y EL MATERIAL DE DIAGNÓSTICO 
Se utilizan muchas vacunas inactivadas contra la salmonelosis causada por serotipos diferentes en varias 
especies animales, incluyendo una vacuna combinada contra S. Enteritidis y S. Typhimurium para empleo en 
aves. La inactivación se realiza normalmente por calentamiento o por tratamiento con formalina y se suele utilizar 
un adyuvante, como el hidróxido alumínico. En varios países también se han utilizado vacunas vivas; estas 
incluyen las cepas semi-rugosas, tales como la 9R para la tifosis aviar y la HWS51 para las infecciones por 
S. dublin (33). Otras vacunas atenuadas incluyen mutantes autotróficos y “de deriva metabólica”, que se usan en 
Alemania para evitar infecciones por Salmonella en animales de granja y en el Reino Unido para S. Enteritidis y 
S. Typhimurium en aves de corral. Se han desarrollado vacunas mutantes, atenuadas racionalmente por 
supresión de genes mediante técnicas de biología molecular, para aves de corral y para otras especies; estas 
comprenden los mutantes aroA y las cepas con mutaciones en los genes que codifican la adenilato ciclasa (cya) 
y la proteína receptora del adenosín monofosfato cíclico (crp) (7), disponibles en los EE.UU. Normalmente, en 
Europa no se permite el uso como vacunas de microorganismos genéticamente modificados. 
Las normas para la producción de vacunas veterinarias se presentan en el capítulo 1.1.8. Principios de 
producción de vacunas veterinarias. Las directrices que se indican aquí y en el capítulo 1.1.8 son de carácter 
general y pueden suplementarse con requisitos nacionales y regionales. 
1. Control del inóculo 
a) Características del inóculo 
Para vacunas vivas o muertas, la cepa bacteriana debe de estar lo más estrechamente relacionada que sea 
posible con las cepas salvajes de circulación actual. Debe escogerse cuidadosamente de casos de 
enfermedad clínica grave y debe determinarse su virulencia y la producción de antígeno. Es mejor evaluar 
varias cepas potenciales de este modo antes de probar la selección+ final. Las cepas vacunales finales 
deben identificarse por documentación histórica y caracterizarse por marcadores fenotípicos y/o genéticos 
estables. Las cepas de vacunas vivas deberán poseer caracteres estables que permitan su distinción de las 
cepas salvajes. Se pueden usar marcadores de resistencia a antimicrobianos, por ejemplo a rifampicina. La 
atenuación de la virulencia debe ser estable y lograrse preferiblemente por dos mutaciones independientes 
definidas. La estabilidad de las cepas vacunales vivas puede verificarse mediante comprobaciones 
periódicas utilizando la determinación molecular sensible (de las huellas de ADN) y las técnicas de 
hibridación en microarrays. 
b) Método de cultivo 
El cultivo de inóculo se propaga y mantiene utilizando medios adecuados, muchos de los cuales se han 
descrito (en libros de texto) para el crecimiento de Salmonella. Los medios empleados no deben contener 
suero ni tejidos animales. El cultivo puede ser en medio sólido, en frascos de Roux, o en medio líquido, en 
cuyo caso se puede utilizar un equipo de fermentación a gran escala. La limitación de hierro o la incubación a 
baja temperatura en un medio mínimo puede aumentar la producción de antígeno LPS por la cepa vacunal. 
c) Validación como una vacuna 
i) Pureza 
La cepa vacunal debe comprobarse del siguiente modo: 
 Tinción de un frotis de suspensión bacteriana en un porta de vidrio empleando la tinción de Gram. 
 Homogeneidad del cultivo en medios no selectivos. 
 Requerimientos metabólicos indicados por pruebas bioquímicas. 
 Detección de marcadores, y fagotipia. 
 Aglutinación con antisuero específico. 
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 13 
ii) Inocuidad 
Se debe determinar en ratones la LD50 (dosis letal 50%) o la ID50 (dosis infectiva 50%). A la especie a 
vacunar se le debe suministrar diez veces la dosis de campo de vacuna viva, o el doble de la dosis de 
vacuna inactivada, a la edad y por la ruta recomendadas. Los animales se observan para comprobar 
la ausencia de reacciones adversas. Para las vacunas vivas debe demostrarse su estabilidad y la 
ausencia de reversión a la virulencia después de pases seriados en especies susceptibles. También 
es necesario considerar vacunaciones repetidas. Debe demostrarse que las vacunas vivas no 
persisten por mucho tiempo en los animales vacunados o que no se transmitan a la leche o a los 
huevos que puedan consumirse, y el método de aplicación no debería presentar riesgos a los 
operadores. 
iii) Eficacia 
Para demostrar que la vacuna es eficaz deben utilizarse experimentos de laboratorio y ensayos de 
campo. Los experimentos de laboratorio consisten en pruebas de vacunación e inoculaciones de 
desafío en la especie a vacunar, a las dosis y edad recomendadas. Los datos sobre eficacia también 
pueden utilizarse como base para la prueba de potencia de los lotes. Los ensayos de campo para 
probar la eficacia son más difíciles de realizar, debido a las dificultades para estandarizar las 
condiciones del desafío y disponer de los controles apropiados. 
iv) Aspectos ambientales 
Las vacunas vivas deben probarse respecto a su capacidad para persistir en el ambiente e infectar 
otras especies, como roedores o aves salvajes que puedan resultar expuestas. La supervivencia 
prolongada de algunas vacunas vivas en las heces y en las camas puede representar un riesgo 
ambiental inaceptable cuando el material se extrae de los habitáculos animales. No deberían usarse 
vacunas vivas durante la puesta de huevos. 
2. Método de producción 
Las vacunas deben producirse en habitaciones limpias y adecuadas a las que solo tenga acceso personal 
autorizado. Se debe tener cuidado en evitar la contaminación cruzada entre áreas donde se procesan 
microorganismos vivos y otras zonas. Debe evitarse la contaminación de los operadores y del medio, y la 
preparación de las vacunas debe tener lugar en una zona separada de la de trabajo con cultivos para 
diagnóstico. Los operarios no deben manejar la vacuna mientras estén enfermos y no deben estar sometidos a 
condiciones inmunosupresoras o a medicación. En las áreas de producción y en las habitaciones para animales 
se debe suministrar ropa protectora al personal. 
A partir del cultivo del inóculo primario se preparan lotes de cultivos de siembra,y el número de pases depende 
de la validación del proceso. La vacuna se puede preparar por inoculación de un medio adecuado, como caldo 
nutritivo, con un cultivo reciente y mediante incubación en un agitador a 37°C durante 24 horas, con o sin 
aireación. Los microorganismos se recogen por sedimentación o centrifugación. Alternativamente, los 
microorganismos se pueden cultivar y recoger tanto de medios sólidos, como de agar nutritivo. En el caso de 
vacunas vivas, la suspensión se diluye en PBS, pH 7,0, y se puede liofilizar. 
El tiempo de inactivación para una vacuna muerta debe ser al menos un 33% superior al necesario para reducir 
el número de viables a un nivel indetectable. El proceso de inactivación se debe aplicar a todo el volumen de 
células recogidas como vacuna. 
Los conservantes, excipientes para la liofilización, estabilizadores para recipientes multidosis y otras substancias 
añadidas o en combinación con las vacunas no deben tener efecto perjudicial sobre la potencia inmunizante del 
producto. 
3. Control interno 
Los siguientes aspectos requieren atención: 
 Control visual de la suspensión, homogeneidad por la tinción de Gram, cultivo en medio no selectivo. 
 Aglutinación en porta con antisueros específicos. 
 Titulación de bacterias por turbidimetría y/o recuento en placa. 
 Prueba de inactivación eficaz (vacunas muertas) sembrando en medio no selectivo o utilizando un medio que 
proporcione óptimo crecimiento, por ejemplo, medio de producción con la neutralización del compuesto 
inactivante. 
 Titulación de bacterias viables (vacunas vivas) antes y después de la liofilización. 
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
14 Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 
4. Control de lotes 
a) Esterilidad 
Las pruebas para esterilidad y ausencia de contaminación en materiales biológicos se encuentran en el 
capítulo 1.1.9. 
b) Inocuidad 
Se puede utilizar una prueba de laboratorio en ratones, que previamente se haya visto que se correlaciona 
con la seguridad en la especie a vacunar, para determinar la LD50 y/o la ID50. Cada lote se debe probar en 
la especie que se ha de vacunar, a la edad y por la vía recomendada, utilizando al menos dos veces la 
dosis de campo para vacunas muertas y diez veces la dosis para vacunas vivas. 
c) Potencia 
La potencia se prueba utilizando ensayos de vacunación-desafío en ratones y otras especies, incluyendo (si 
es posible) la especie que se ha de vacunar y la respuesta inmunológica en la especie que se ha de 
vacunar. 
d) Duración de la inmunidad 
La duración de la inmunidad suele variar considerablemente según los productos, los regímenes de 
vacunación y los animales individuales vacunados. La inmunidad a Salmonella es normalmente específica 
de serogrupo. Las consultas entre colegas sugieren que la mayoría de las vacunas muertas proporcionan 
protección durante 6 meses, mientras que algunas vacunas vivas administradas mediante inyección 
inducen una inmunidad más fuerte, que puede persistir durante 1 año o más. Debe recordarse, sin 
embargo, que un desafío fuerte como el asociado a granjas de ocupación continua o a roedores infectados 
puede superar la inmunidad vacunal y las vacunas vivas comerciales pueden ser atenuadas para reducir la 
supervivencia ambiental de forma tal que disminuya la respuesta inmune. También pueden presentarse 
problemas con la administración oral eficaz de la vacuna, con las vacunas vacías o con la precisión de la 
inyección de vacunas inyectables vivas y muertas. 
e) Estabilidad 
Se carece de información sobre la estabilidad de las vacunas muertas. La estabilidad está afectada por las 
condiciones de conservación y por la presencia de microorganismos contaminantes creciendo en el 
producto. La estabilidad se determina por pruebas de potencia repetidas a intervalos temporales 
adecuados. La estabilidad de las vacunas vivas se puede determinar realizando un recuento del número de 
microorganismos viables de modo repetitivo a intervalos temporales adecuados. 
f) Conservantes 
En las vacunas bacterianas muertas se incluyen a menudo compuestos con actividad antimicrobiana como 
conservantes, del tipo del tiomersal, fenol o cristal violeta. 
g) Precauciones 
En ocasiones, algunas vacunas muertas pueden causar aborto en hembras preñadas debido a su 
contenido en LPS, y las vacunas vivas deben utilizarse también con precaución en estos animales. A veces, 
sin embargo, es necesario vacunar hembras preñadas para proporcionar inmunidad maternal a su 
descendencia. Puede resultar útil incluir en el programa de pruebas de seguridad un ensayo de 
endotoxinas, de modo que se puedan comparar los niveles con aquellos que se muestran seguros en las 
pruebas de doble dosis. Las vacunas también pueden causar inflamación en el sitio de la inyección. 
5. Pruebas del producto final 
a) Inocuidad 
Las vacunas muertas se ensayan en una prueba de dosis doble y las vacunas vivas en una prueba que 
utiliza diez veces la dosis, en la especie a vacunar. 
b) Potencia 
La prueba de potencia debe relacionarse con la eficacia de la vacuna en la especie a la que va dirigida, si 
es posible, y se deben aplicar criterios adecuados para aprobar los lotes. Es posible estimar las vacunas 
muertas por la respuesta producida de anticuerpos anti O-H, aunque debe tenerse en cuenta que los 
Capítulo 2.9.9.- Salmonelosis 
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2008 15 
anticuerpos séricos son solamente una parte de los mecanismos de protección del hospedador contra 
Salmonella. Alternativamente, la potencia de la vacuna se puede estimar por su efecto sobre la LD50 en 
ratones. 
D. EXCLUSIÓN COMPETITIVA 
En las aves de corral, la susceptibilidad a la infección por Salmonella puede reducirse notablemente mediante un 
tratamiento oral o en aerosol – antes de su exposición al microorganismo (es ideal en la eclosión del huevo) – 
con un cultivo de microflora anaeróbica del ciego, que inhibe la colonización de Salmonella, ocupando los sitios 
de la colonización intestinal, produciendo ácidos y otras sustancias inhibidoras y estimulando las respuestas 
inmunes generalizadas de tipo local y mucosal. En algunos países este tratamiento se utiliza con frecuencia, 
pero en otros solo se emplea como ayuda para descontaminar granjas con infección persistente. También es útil 
minimizar la alteración de la flora intestinal tras el tratamiento microbiano o el estrés y potenciar el efecto de las 
vacunas administradas a continuación. Al igual que ocurría con el tratamiento que disminuye la prevalencia o las 
cantidades de microorganismos de Salmonella excretados por grupos de animales infectados, puede ocurrir 
alguna interferencia con programas de vigilancia y puede tener que ajustarse el muestreo y la sensibilidad de la 
prueba para compensar ese inconveniente (1, 34, 47). 
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