PRACTICA MICROBIOLOGIA

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PRACTICA MICROBIOLOGIA 
1. Diferencias entre flora normal, residente y transitoria. 
La Flora normal o microbiota se define como el conjunto de microorganismos que frecuentemente se encuentran 
colonizando piel y mucosas, en individuos sanos. 
Flora Residente Flora Transitoria 
Compuesta por microorganismos relativamente 
fijos. 
Compuesta por microorganismos que no se establecen 
permanentemente, sino solo por horas, días o semanas. 
No son Patógenas. Si la flora residente es perturbada, estos microorganismos 
transitorios proliferan y pueden producir enfermedad, ejemplo: 
cambio de flora en el paciente hospitalizado. 
Se multiplican en capas profundas están ubicados en las capas superficiales, por ellos puede ser 
removidos con el lavado de manos por arrastre mecánico 
 
2. Recomendaciones para poder tomar una buena muestra. 
a. Escoger la muestra más representativa, es decir, la cantidad suficiente para poder realizar todos los 
exámenes requeridos. A mayor cantidad de muestra, mayor probabilidad de aislar el agente causal. 
b. La toma de la muestra debe realizarse antes de la administración de drogas antimicrobianas y en el 
momento oportuno. 
c. Aplicar las técnicas de asepsia y antisepsia que deben implementarse durante la toma de la muestra a 
fin de evitar su contaminación con bacterias de la flora normal o del medio ambiente. 
d. Determinar la cantidad de muestra ideal a tomar para una cantidad de medio de cultivo específico. 
e. La muestra debe ser enviada al laboratorio de inmediato en medios de transporte o en envases estériles 
adecuados. 
f. El personal que toma la muestra debe proveer la información completa o llenar la solicitud de estudio 
donde se incluyan datos referentes tanto al paciente como a la muestra, como: nombre, edad, sexo, tipo 
de muestra, examen requerido, diagnóstico presuntivo y, tratamiento antimicrobiano (si lo recibe). 
 
3. Consideraciones para tomar y transportar una muestra de anaerobios. 
La técnica más adecuada para la toma de la muestra es la aspiración mediante aguja y jeringa. Evitar, en lo posible, la 
contaminación con las bacterias de la flora normal, así como la excesiva exposición de la muestra al oxígeno 
atmosférico. Este tipo de técnica es recomendable para muestras de: líquidos corporales, abscesos cerrados, exudados 
broncopulmonares y aspiración supra-púbica para muestras de orina. 
Si la cantidad de muestra es muy escasa, es recomendable aspirar previamente 1ml de caldo prerreducido (Caldo 
tioglicolato) antes de tomar la muestra. 
Siempre se debe evitar tomar muestras para cultivo de anaerobios con hisopos, ya que en estos existe un rápido secado 
de la muestra y la subsiguiente pérdida de la viabilidad de las bacterias. 
Las muestras para cultivo de anaerobios deben transportarse rápidamente al laboratorio, desde el punto de vista 
práctico se recomienda transportar la muestra en la jeringa en la que ha sido obtenida, con la aguja doblada y que la 
inyectadora no contenga aire. Si el tiempo que demora su envío al laboratorio es mayor de 30 minutos, la muestra 
preferiblemente debe depositarse en un tubo con caldo tioglicolato pre-reducido, o caldo carne prerreducido o en el 
medio de transporte Cary-Blair prerreducido; este último medio de transporte es el más recomendable cuando se toma 
la muestra con hisopo. 
 
 
 
4. Medios de cultivo. 
MEDIOS ESPECIALES 
Medias enriquecidos o 
mejorados. 
Son medios comunes líquidos o sólidos, en 
los cuales se aumentan las propiedades 
nutritivas agregando sustancias 
albuminoideas, carbohidratos o vitaminas. 
Entre los medios líquidos están: Caldo 
glucosado, Caldo glicerinado, Caldo sangre, 
Caldo suero, Caldo líquido ascítico; y entre los 
sólidos: Agar sangre, Agar chocolate, Agar GC 
Hemoglobina, Agar suero, Agar líquido 
ascítico. 
Medios selectivos. Son medios que contienen sustancias que 
inhiben o retardan el crecimiento de la 
flora bacteriana asociada, grampositiva o 
gramnegativa, dependiendo de la 
sustancia inhibidora incorporada al medio 
de cultivo. 
Ejemplo: medio de Chapman para 
estafilococos, medio de MacConkey para 
enterobacterias, medio de Bilis- Agar, para 
cándidas y la mayoría de estos medios, 
además de ser selectivos son diferenciadores. 
Medias de 
Enriquecimiento. 
No deben confundirse con los medios 
enriquecidos. Son siempre medios líquidos 
y se utilizan cuando la especie bacteriana 
que interesa aislar crece más lentamente, 
con más dificultad o cuando se encuentra 
en condiciones de marcada inferioridad 
numérica respecto a la flora bacteriana 
asociada, inhibiendo el desarrollo de 
microorganismos no deseados (fase de 
retardo prolongada). 
El caldo tetrationato para las salmonellas, el 
agua peptonada alcalina para el vibrión 
colérico. 
Medios diferenciadores. Los medios de conservación se utilizan 
para mantener viables los 
microorganismos o cepas de colección, 
aun cuando la liofilización continua siendo 
el mejor método para la conservación de 
cepas. 
Ejemplo: el medio de Sabouraud-
conservación para hongos y el medio Agar 
cisteína tripticasa (CTA) para bacterias 
 
 
MEDIOS PARA BACTERIAS ANAERÓBICAS 
Medios no selectivos. agar sangre de conejo 5% 
suplementado con extracto de 
levadura, hemina, vitamina B1, L- 
cisteína. 
En este medio crecen bien B. 
melaninogenicus, F. necrophorum, C. 
haemolyticum, Bacteroides sp 
Medios selectivos. debido a que las muestras 
provenientes de abscesos y de 
heridas infectadas contienen 
frecuentemente mezclas de 
anaerobios obligados, facultativos y 
aerobios, se recomienda el uso de 
medios selectivos. 
Ejemplo: medio feniletil alcohol, 
donde crecen bacterias anaerobias 
gramnegativas y grampositivas, pero 
que inhibe el crecimiento de 
organismos anaerobios facultativos 
gramnegativos, (incluyendo Proteus 
sp); medio de huevo - neomicina, el 
cual permite el aislamiento de 
especies de clostridios.