CD-7943

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ESCUELA POLITÉCNICA NACIONAL 
 
 
FACULTAD DE INGENIERÍA CIVIL Y AMBIENTAL 
 
 
 
 
 
EVALUACIÓN DE LA TRANSFERENCIA DE OXÍGENO CON 
PLANTAS ACUÁTICAS EN UN CULTIVO HIDROPÓNICO 
 
 
 
 
PROYECTO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERA 
AMBIENTAL 
 
 
 
KARINA MARLENE LARCO ERAZO 
karynina3@gmail.com 
 
FÁTIMA PRISSILA PAUCAR PAUCAR 
prisspaucar.pp@gmail.com 
 
 
 
 
 
DIRECTOR: ING. MARCELO MUÑOZ, MSc. 
marcelo.munoz@epn.edu.ec 
 
CODIRECTORA: ING. MARÍA BELÉN ALDÁS, MSc. 
maria.aldas@epn.edu.ec 
 
 
 
Quito, Junio 2017 
II 
 
 
DECLARACIÓN 
 
 
 
Nosotras, Karina Marlene Larco Erazo, Fátima Prissila Paucar Paucar, 
declaramos que el trabajo aquí descrito es de nuestra autoría; que no ha sido 
presentado para ningún grado o calificación profesional; y, que hemos consultado 
las referencias bibliográficas que se incluyen en este documento. 
La Escuela Politécnica Nacional, puede hacer uso de los derechos 
correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad 
Intelectual, por su Reglamento y por la normatividad institucional vigente. 
 
 
 
 
______________________________ ________________________________ 
KARINA MARLENE LARCO ERAZO FÁTIMA PRISSILA PAUCAR PAUCAR 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
III 
 
 
CERTIFICACIÓN 
 
 
Certificamos que el presente trabajo fue desarrollado por Karina Marlene Larco 
Erazo, Fátima Prissila Paucar Paucar, bajo nuestra supervisión. 
 
 
 
_____________________________ _______________________________ 
Ing. MARCELO MUÑOZ, MSc. Ing. MARÍA BELÉN ALDÁS, MSc. 
DIRECTOR DEL PROYECTO CODIRECTORA DEL PROYECTO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
IV 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
 
A lo largo de la carrera aprendí que la educación no solo era un privilegio sino una 
bendición y agradezco a Dios por permitirme vivir esta experiencia. 
Agradezco a mis padres, a mis hermanos Mayra, Paola, Patricio, John y Mayra, 
mis sobrinas y cuñado por apoyarme no solo a finalizar mi etapa universitaria sino 
por ser esos seres que me aman cada día. También agradezco a mi tía Magolita y 
Jazmin quienes han sido mis confidentes por ser ángeles en mi vida. 
Agradezco a Lolita y Luis B. por ayudarnos en la experimentación sin su ayuda 
hubiéramos necesitado 25 horas al día. 
Agradezco al Ing. Marcelo Muñoz quien nos guío con sus conocimientos, ser 
paciente e incondicional, por no solo ser un profesor sino un amigo. 
A la Ing. María Belén Aldás por apoyarnos, aconsejarnos y leer con dedicación 
este trabajo. 
A la Dra. María de Lourdes Guerra quien con sus aportes e ideas nos inspiró a la 
terminación del tema, por preocuparse y ayudarnos constantemente. También 
agradezco a la Dra. Miriam Steinitz ya que nos ayudó en la identificación de algas. 
De igual manera, agradezco al Herbario Nacional y la Dra. Marcia Peñafiel por su 
paciencia y ayuda en el montaje e identificación de las plantas. 
Al Cuerpo de Bomberos de Ibarra por su disposición y ayuda en los muestreos. 
Al ICB de la EPN por su ayuda en especial a Wladimir Carvajal. 
Al CICAM en especial a la Ing. Carola Fierro por ayudarnos a realizar los análisis 
de calidad de agua. 
Agradezco a mis mejores amigas Joss, Cata, Jesy,R. Salito, Sandrita, Jesy A. 
Talia, Govi y Meches; en especial a Xime por ser mi otra mitad y a mis profesores 
que han sido un fuerte inspiración durante la carrera. 
Finalmente, agradezco a Priss por acompañarme en este trayecto, por ser una 
gran amiga y convertir los días más estresantes en los más divertidos; sin ti este 
trabajo no hubiera sido lo mismo 
 
Kary L. 
V 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
 
Agradezco a Dios por ser siempre mi guía y darme la fortaleza necesaria para 
continuar cada día, a mis padres por el apoyo incondicional que solo ellos pueden 
darme, por su esfuerzo, dedicación y entrega, para que llegue a cumplir esta 
meta. 
A mis hermanas, que han estado siempre presentes en los momentos en los que 
he necesitado y con las cuales puedo contar incondicionalmente cuando tenga 
alguna dificultad. 
A mi esposo, por ser un gran amigo y compañero inseparable, por su apoyo 
incondicional durante toda mi formación universitaria. 
A mi hija, que ha sido el pilar fundamental para la culminación de esta etapa de 
formación académica, quien a pesar de su corta edad ha sabido adaptarse 
fácilmente a las situaciones que le ha tocado vivir. 
A mis suegros, que han estado dispuestos a ayudarme con el cuidado de mi hija, 
muchas gracias por su amor y entrega con ella. 
Al Ing. Marcelo Muñoz, quien con su ayuda, consejo, experiencia y sobre todo 
paciencia, supo guiarnos en la realización de este proyecto de titulación. Y 
también mi gratitud a la Ing. María Belén Aldás por su apoyo y consejo en la 
elaboración de este trabajo. 
A Kary, por ser una gran compañera de tesis y sobre todo amiga, quien siempre 
me ha motivado a seguir adelante para culminar esta etapa de nuestra carrera. 
Un agradecimiento especial a las Ficólogas María de Lourdes Guerra y Miriam 
Steinitz por su colaboración y ayuda en la identificación de las algas. Además 
agradezco a la Dra. Marcia Peñafiel y al Herbario Nacional por su tiempo y 
colaboración. Al ICB de la EPN por su ayuda en especial a Wladimir Carvajal. 
Al CICAM, en especial a la Ing. Carola Fierro, por el apoyo brindado para la 
realización de los ensayos de laboratorio. 
 
Priss P. 
VI 
 
 
DEDICATORIA 
 
 
Dedico todo este trabajo a mi familia en general quienes han sido el pilar 
fundamental y apoyo constante en la culminación no solo de este sueño sino en 
mi vida. 
 
En especial le dedico a mi papi, mi mami, mi hermana Paola y Mayra, mis 
hermanos John y Patricio, mis sobrinas Judi y Damy, mi cuñado Rubén, mi tía 
Magolita y Jazmin. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Kary L. 
VII 
 
 
DEDICATORIA 
 
 
 
Quiero dedicar este trabajo a mi madre, la persona que ha creído en mí cuando ni 
yo misma lo hacía. 
 
 
“Ella lo ha hecho todo” 
 
San Juan Bosco 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Priss P. 
VIII 
 
CONTENIDO 
 
DECLARACIÓN………………………………………………………………….……….II 
CERTIFICACIÓN…………………………………………….…………………….…….III 
AGRADECIMIENTOS………………………………………….……..…………………IV 
DEDICATORIA…………………………………………………….…….……………….VI 
CONTENIDO………………………………………………………….……………...…VIII 
ÍNDICE DE IMÁGENES……………………………………………………….…………X 
ÍNDICE DE GRÁFICOS…………………………………………………….…..……....XI 
ÍNDICE DE TABLAS…………………………………………………………..……..…XII 
ÍNDICE DE ANEXOS…………………………………………………………….……XIV 
RESUMEN………………………………………………………………………….……XV 
ABSTRACT………………………………………………………………………...….XVII 
PRESENTACIÓN………………………………………………………………….…XVIII 
CAPÍTULO 1 .......................................................................................................... 1 
ASPECTOS GENERALES ..................................................................................... 1 
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 1 
1.1.1 ANTECEDENTES .................................................................................. 1 
1.2 JUSTIFICACIÓN ........................................................................................... 3 
1.3 ALCANCE ..................................................................................................... 4 
1.4 OBJETIVOS .................................................................................................. 5 
1.4.1. OBJETIVO GENERAL .......................................................................... 5 
1.4.2. OBJETIVO ESPECÍFICO ...................................................................... 5 
CAPÍTULO 2 .......................................................................................................... 6 
MARCO TEÓRICO .................................................................................................6 
2.1. PLANTAS ACUÁTICAS ............................................................................... 6 
2.1.1. DEFINICIÓN ......................................................................................... 6 
2.1.2. ADAPTACIONES ANATÓMICAS Y FISIOLÓGICAS DE LAS PLANTAS 
ACUÁTICAS .................................................................................................... 6 
2.1.3. CLASIFICACIÓN ................................................................................... 7 
2.1.4. USO DE LAS PLANTAS ACUÁTICAS EN HUMEDALES 
ARTIFICIALES .............................................................................................. 10 
2.1.5. INCONVENIENTES CON PLANTAS ACUÁTICAS ............................. 11 
2.1.6. ESTADO DE LAS PLANTAS ACUÁTICAS EN EL ECUADOR ........... 11 
2.2. REQUERIMIENTOS DE LAS PLANTAS ACUÁTICAS .............................. 12 
2.2.1. OXÍGENO ........................................................................................... 12 
2.2.2. FOTOSÍNTESIS .................................................................................. 16 
2.2.3. RESPIRACIÓN.................................................................................... 19 
2.2.4. NUTRIENTES DE LAS PLANTAS: ..................................................... 20 
2.3. CULTIVO HIDROPÓNICO ......................................................................... 21 
2.3.1. DEFINICIÓN ....................................................................................... 21 
2.3.2. SOLUCIÓN NUTRITIVA ...................................................................... 21 
CAPÍTULO 3 ........................................................................................................ 24 
METODOLOGÍA ................................................................................................... 24 
3.1. I ETAPA: MUESTREO ............................................................................... 24 
3.1.1 PREVIO AL MUESTREO ..................................................................... 24 
3.1.2 MUESTREO ......................................................................................... 28 
IX 
 
3.2. II ETAPA: ACLIMACIÓN ............................................................................ 34 
3.2.1. PREVIO A LA ACLIMACIÓN ............................................................... 34 
3.2.2. ACLIMACIÓN ................................................................................... 37 
3.3. III ETAPA: ARMADO DE EQUIPO, REACTORES Y PREPARACIÓN DE 
CULTIVO HIDROPÓNICO ................................................................................ 39 
3.3.1. ARMADO DE EQUIPO Y ESTERILIZACIÓN DE REACTORES ......... 39 
Equipos y Materiales: .................................................................................... 39 
3.3.2. ELABORACIÓN DEL CULTIVO HIDROPÓNICO ............................. 40 
3.3.3. ARMADO DE REACTORES ............................................................. 43 
3.4. IV ETAPA: EXPERIMENTACIÓN .............................................................. 45 
3.5 V ETAPA: EVALUACIÓN DE LA TRANSFERENCIA DE OXÍGENO ...... 46 
CAPÍTULO 4 ........................................................................................................ 48 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ............................................................................. 48 
4.1 RESULTADOS BIOLÓGICOS ................................................................ 48 
4.1.1. FITOPLANCTON Y PERIFITO ............................................................ 48 
4.1.2 DESINFECCIÓN DE PLANTAS ACUÁTICAS ..................................... 50 
4.1.3 RESULTADOS DE ACLIMACIÓN ........................................................ 50 
4.1.4 CARACTERIZACIÓN FÍSICA Y QUÍMICA DEL AGUA DE LA LAGUNA
 ...................................................................................................................... 52 
4.1.5 ANÁLISIS ECOLÓGICOS CON PLANTAS ACUÁTICAS .................... 55 
4.2 RESULTADOS DE CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO DISUELTO .......... 56 
4.2.1. CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO DISUELTO PARA CADA ÉPOCA 56 
4.2.2 CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO DISUELTO PARA CADA ESPECIE 
DE PLANTA .................................................................................................. 60 
4.2.3. TASA DE TRANSFERENCIA DE OXÍGENO ...................................... 62 
4.3 COMPARACIÓN DE CONDICIONES NATURALES Y LABORATORIO 65 
4.3.1 PARÁMETROS FÍSICOS-QUÍMICOS .................................................. 65 
4.3.2 REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES ............................................... 67 
CAPÍTULO 5 ........................................................................................................ 69 
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ....................................................... 69 
5.1 CONCLUSIONES.................................................................................... 69 
5.2 RECOMENDACIONES ............................................................................... 70 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................... 72 
ANEXOS………………………………………………………………………………..100 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
X 
 
ÍNDICE DE IMÁGENES 
 
IMÁGEN 2.1. CLASIFICACIÓN DE LAS PLANTAS ACUÁTICAS…………..…..…8 
IMAGEN 2.2. TRANSFERENCIAS DE OXÍGENO POR PLANTAS 
ACUÁTICAS………………………………………………………………….…………15 
IMAGEN 3.1. LAGUNA DE YAHUARCOCHA…………………………………….…25 
IMAGEN 3.2. PRENSADO…………………………………………………………..…35 
IMAGEN 3.3. ANÁLISIS DE CLORO……………………………………………….…39 
IMAGEN 3.4. ESQUEMA DE EXPERIMENTACIÓN…………………………….….44 
IMAGEN 4.1. ALGAS ENCONTRADAS…………………………………….…….…50 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
XI 
 
ÍNDICE DE GRÁFICOS 
 
GRÁFICO 4.1. PORCENTAJE DE GÉNEROS DE ALGAS 
IDENTIFICADOS…………………………………………………………………….….48 
GRÁFICO 4.2. MORTANDAD SEGÚN LA ESPECIES……………………………..52 
GRÁFICO 4.3. COMPARACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE OD………….…61 
GRÁFICO 4.4. TASA DE TRANSFERENCIA DE OXÍGENO………………….......64 
GRÁFICO 4.5. COMPARACIÓN DE LOS ANÁLISIS DE NUTRIENTES…….......68 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
XII 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
TABLA 2.1. ADAPTACIONES ANATÓMICAS DE LAS PLANTAS 
ACUÁTICAS……………………………………………………………….……………...7 
TABLA 2.2. PLANTAS EMERGENTES USADAS EN LA 
INVESTIGACIÓN…………………………………………………………………………8 
TABLA 2.3. PLANTAS ACUÁTICAS FLOTANTES USADAS EN LA 
INVESTIGACIÓN………………………………………………………………….……...9 
TABLA 2.4. ESPECIES ACUÁTICAS INVASIVAS EN EL ECUADOR…………...12 
TABLA 2.5. CLASIFICACIÓN DE LAS ALGAS………………………………..........16 
TABLA 2.6. FOTOSÍNTESIS EN PLANTAS ACUÁTICAS…………………………18 
TABLA 2.7. NUTRIENTES DE LAS PLANTAS……………………………………...20 
TABLA 2.8. SOLUCIONES NUTRITIVAS TÍPICAS……………………….………...22 
TABLA 3.1. PRECIPITACIONES EN LA COSTA………………………………..….26 
TABLA 3.2. PRECIPITACIONES EN LA SIERRA…………………………………..27 
TABLA 3.3. ESPECIES DE PLANTAS ACUÁTICAS SELECCIONADAS PARA LA 
EXPERIMENTACIÓN…………………………………………………………………..28 
TABLA 3.4. MUESTREO…………………………………………………………….…29 
TABLA 3.5. COORDENADAS DE LOS PUNTOS DE MUESTREO DE PLANTAS 
ACUÁTICAS……………………………………………………………………………..30 
TABLA 3.6. COORDENADAS DE PUNTOS DE MUESTREO…………………….31 
TABLA 3.7. PARÁMETRO Y EQUIPO USADO EN CAMPO………………………32 
TABLA 3.8 PARÁMETROS ANALIZADOS EN LABORATORIO…………….…….32 
TABLA 3.9 MACRO Y MICRONUTRIENTES ANALIZADOS……………………...33 
TABLA 3.10. COMPOSICIÓN DE MICRONUTRIENTES………………….……….41 
TABLA 3.11. COMPOSICIÓN NITRATO DE POTASIO……………………………41 
TABLA 3.12. CANTIDAD DE NUTRIENTES PARA EL CULTIVO………………...42 
TABLA 3.13.ANÁLISIS REALIZADOS DE LABORATORIO DEL 
CULTIVO………………………………………………………………………………....42 
TABLA 4.1. GÉNEROS IDENTIFICADOS DE ALGAS……………………………..48 
TABLA 4.2. NÚMERO DE PLANTAS USADAS EN LA 
EXPERIMENTACIÓN…………………………………………………………………..51 
TABLA 4.3. RESULTADOS DE LOS ANÁLISIS DEL AGUA DE LA LAGUNA Y 
DATOS DE OTROS AUTORES…………………………………………...…………..53 
TABLA 4.4. RESULTADOS DE ANÁLISIS DE COLIFORMES……………….……54TABLA 4.5. HUMEDAD EN LAS PLANTAS……………………………………….…55 
TABLA 4.6. RESULTADOS DEL IAF…………………………………………………56 
TABLA 4.7. CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO PARA CADA ÉPOCA…………..57 
TABLA 4.8. CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO PARA LA ÉPOCA 
SECA………………………………………………………………………………….….58 
TABLA 4.9. CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO PARA LA ÉPOCA 
LLUVIOSA……………………………………………………………………………..…59 
TABLA 4.10. CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO DISUELTO………….………….60 
TABLA 4.11. TASA DE TRANSFERENCIA DE OD………………………….……..63 
TABLA 4.12. DENSIDAD DE PLANTAS………………………………….………….63 
TABLA 4.13. TASA DE TRANSFERENCIA POR m2 ……………………….………64 
XIII 
 
TABLA 4.14 PARÁMETROS FÍSICO QUÍMICOS DE LA LAGUNA Y DE 
LABORATORIO….……………………………………………………………………...66 
TABLA 4.15. ANÁLISIS DE NUTRIENTES…………………………………….…….67 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
XIV 
 
ÍNDICE DE ANEXOS 
 
ANEXO 1: PLANTAS CON SU CÓDIGO DISPUESTA EN CADA 
REACTOR……………………………………………………………………….……..101 
ANEXO 2: OXÍGENO DISUELTO DE CADA REACTOR PARA ÉPOCA SECA Y 
LLUVIOSA…..………………………………………………………………………….104 
ANEXO 3: ESTADÍSTICA DESCRIPTIVA PARA ÉPOCA SECA Y 
LLUVIOSA……………………………………………………………………………...113 
ANEXO 4: CARTOGRAFÍA…………………………………………………………..135 
ANEXO 5: RESULTADOS DE ENSAYOS DE LAGUNA YAHUARCOCHA…….141 
ANEXO 6: RESULTADOS DE ENSAYOS DE LABORATORIO………….………145 
ANEXO 7: IDENTIFICACIÓN DE ALGAS……………………………………….….148 
ANEXO 8. FOTOGRAFÍAS…………………………………………………………...154 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
XV 
 
RESUMEN 
 
El presente trabajo de titulación pretende evaluar la transferencia de oxígeno con 
plantas acuáticas en un cultivo hidropónico; para lo cual se seleccionó la 
Eichornia crassipes, Miriophyllum aquaticum, Schoenoplectus californicus y Typha 
domingensis provenientes de la Laguna de Yahuarcocha. 
 
La tasa de transferencia obtenida para cada una de las especies estudiadas es 
muy importante como parámetro de diseño en sistemas de tratamientos de agua 
residual, ya que las plantas acuáticas son comúnmente usadas en humedales 
artificiales debido a que es una alternativa ecológica y económica que aprovecha 
las características de bioremediación de las plantas como degradación,absorción 
y asimilación de contaminantes en sus tejidos. 
 
Para lograr realizar esta investigación se realizaron dos muestreos 
correspondientes a la época seca y lluviosa en la laguna de Yahuarcocha 
recolectando en total 204 plantas. Posteriormente, se sometieron a las plantas a 
un proceso de aclimación de las cuales se escogieron 38 plantas en total. 
 
Además, se elaboró un cultivo hidropónico con la cantidad de nutrientes adecuado 
para las plantas logrando condiciones aptas de las mismas durante el periodo de 
experimentación. Finalmente, se midió la concentración de oxígeno disuelto cada 
hora por un periodo de 12 horas durante 8 días y se calculó la tasa de 
transferencia de oxígeno para cada especie. 
 
De esta manera, se encontró que la Miriophyllum aquaticum transfiere 12,11 g *m-
2*día-1 de oxígeno, seguido por la Eichornia crassipes con 5,58 g *m-2*día-1 de 
oxígeno, pero las plantas que tienen menor eficiencia en la transferencia de 
oxígeno fueron Schoenoplectus californicus y Typha domingensis con 3,13 g *m-
2*día-1 y 2,34 g *m-2*día-1 respectivamente. 
 
XVI 
 
Para concluir, se comprobó que la tasa de transferencia producida por las plantas 
acuáticas no es eficiente en comparación con las algas y el uso de las mismas en 
humedales artificiales debe tener un programa control de vectores y uso posterior. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
XVII 
 
ABSTRACT 
 
The present investigation aim is to evaluate the transfer of oxygen with the aquatic 
plants in a hydroponic crop; for this purpose, Eichornia crassipes, Miriophyllum 
aquaticum, Schoenoplectus californicus and Typha domingensis were selected 
from Yahuarcocha Lagoon. 
 
The transfer rate obtained for each of the species studied is very important as a 
design parameter in wastewater treatment systems, since aquatic plants are 
commonly used in artificial wetlands because it is an ecological and economic 
alternative that takes advantage of the characteristics of bioremediation of plants 
as the degradation, absorption and contamination of contaminants in tissues. 
 
In order to carry out this research, the samples corresponding to the dry and rainy 
season in the Yahuarcocha lagoon were collected, collecting a total of 204 plants. 
Subsequently, the plants were subjected to a process of acclimatization of which 
38 plants were selected in total. In addition, a hydroponic crop was developed with 
the amount of nutrients suitable for the plants that adapts to the conditions of the 
plants during the period of experimentation. Finally, the oxygen concentration in 
each hour was measured for a period of 12 hours for 8 days and the rate of 
oxygen transfer for each species was calculated. 
 
In this way, it was found that the Miriophyllum aquatic transfers 12.11 g * m-2 * day-
1 oxygen, followed by the Eichornia crassipes with 5.58 g O2* m
-2 * day-1 oxygen, 
but plants Schoenoplectus californicus and Typha domingensis with 3.13 g O2 * m
-
2 * day-1 and 2.34 g O2* m
-2 * day-1, respectively, had the lowest oxygen transfer 
efficiency. 
 
To conclude, it was found that the transfer rate produced by aquatic plants is not 
efficient compared to algae and the use of them in artificial wetlands must have a 
vector control program and later use. 
XVIII 
 
PRESENTACIÓN 
 
El presente trabajo de investigación se desarrolla de acuerdo a la siguiente 
estructura: 
 
El Capítulo 1 corresponde a la introducción, justificación, alcance y los objetivos 
planteados para el desarrollo del presente trabajo. 
 
En el Capítulo 2 se desarrolla el sustento bibliográfico realizando la descripción de 
las plantas acuáticas, fotosíntesis, respiración, transferencia de oxígeno y los 
nutrientes requeridos por estas plantas. 
 
El Capítulo 3 contiene la metodología utilizada en el presente proyecto de 
investigación, el cual está dividido en 5 etapas: Muestreo, Aclimación, Armado de 
equipo, reactores y preparación de cultivo hidropónico, Experimentación y 
Evaluación de la transferencia de oxígeno. 
 
En el Capítulo 4 se realiza el análisis y discusión de los resultados obtenidos de 
transferencia de oxígeno de cada especie de planta acuática estudiada y se 
comparan entre sí para determinar la de mayor eficiencia. 
 
Finalmente, en el Capítulo 5 se presentan las conclusiones y recomendaciones 
que se obtuvieron después de realizar un análisis de los resultados tomando en 
cuenta los objetivos proyectados; adicional se exponen los anexos que 
fundamentan el trabajo de investigación realizado. 
 
 
 
CAPÍTULO 1 
 
ASPECTOS GENERALES 
 
 
1. INTRODUCCIÓN 
1.1.1 ANTECEDENTES 
La cantidad mínima de agua necesaria para la sobrevivencia humana es de 
alrededor de 50 litros por persona por día considerando el uso de este recurso 
para consumo, saneamiento e higiene. Al ser un recurso natural, su cantidad es 
limitada, estimándose un valor de 1.400 millones de km3 de agua en el ciclo 
hidrológico, disponiendo alrededor de 14 millones km3 como agua dulce 
(PNUMA, 2013). 
 
La calidad de este recurso se ha visto comprometida debido a la amenaza que 
presentan los ecosistemas acuáticos, ligados principalmente a la mala gestión, 
despilfarro y la contaminación que afrontan los cuerpos hídricos (WWAP, 2016). 
 
La creciente demanda está ligada a la expansión demográfica que cada vez 
ocasiona una mayor competencia por el acceso a este recurso. Para el año 
2025, el ser humano consumirá el 70% de agua disponible; esto teniendo en 
cuenta únicamente el crecimiento demográfico; pero si el consumo de agua 
sigue creciendo al ritmo actual, en 25 años la población podría usar más del 90% 
de agua dulce disponible (Morató et al.,2009; Guerra et al., 2015). 
 
Además, la actividad industrial junto con el crecimiento poblacional ha provocado 
que uno de los principales problemas ambientales sea el vertido de aguas 
contaminadas ocasionando deterioro ambiental y problemas de saneamiento 
(Beascoechea, 2010). 
 
2 
 
Según la Organización Mundial de la Salud en el año 2013 (como se citó en el 
Informe de las Naciones Unidas sobre el desarrollo de los Recursos Hídricos en 
el Mundo 2014), 2500 millones de personas no disponen de accesos a servicios 
mejorados de saneamiento ocasionando la muerte de 502000 personas en el 
año 2015 debido a la ingesta de agua contaminada provocando enfermedades 
hídricas. 
 
Desde el punto de vista de saneamiento, las aguas residuales, definidas según 
el Texto Unificado de Legislación Secundaria Medio Ambiente (TULSMA) como 
las aguas de composición variada provenientes de las descargas de usos 
distintos y que han sufrido degradación en su calidad pueden ocasionar 
diferentes enfermedades hídricas como: infecciones bacterianas (fiebre tifoidea, 
salmonelosis, cólera, gastroenteritis), infecciones víricas (gastroenteritis y 
hepatitis A), parasitosis (coccidios, amebas, hidatidosis, cisticercosis, 
nematodosis), además de hospedar vectores (Beascoechea, 2010). 
 
El Ecuador es un país rico en recursos hídricos, de acuerdo a SENAGUA (2008) 
existe una disponibilidad de agua de 22500 m3 por habitante por año, pero el 
recurso se ve afectado por la escasez o nulo saneamiento que existe en 
ciudades y empresas en todo el país, lo cual aporta a la contaminación de las 
fuentes y ríos, producto de los desechos vertidos; limitando cada vez más el 
acceso al agua en cantidad y calidad, contribuyendo a la degradación progresiva 
de este recurso (Quishpe, 2014). 
En el Ecuador, según el Censo de Información Ambiental en el 2012 a nivel 
nacional, 9% de las empresas realizó algún tratamiento a sus aguas residuales. 
De 1394 empresas solo el 3% realizó tratamiento primario, secundario, terciario 
y tan solo la mitad de las empresas realizó tratamiento primario. De éstas el 55% 
descargaron sus aguas residuales tratadas a la red pública de alcantarillado, el 
27% lo hicieron a cauces del río, mientras que 3% las descargó al mar (INEC, 
2012). 
 
3 
 
En el año 2013 según el Censo de Información Ambiental, el volumen de agua 
consumida por 220 municipios fue de 414 000 173 m3 pero el total de volumen 
de agua residual fue de 61 928 393 m3, además en el país existen ciudades 
como Galápagos en las que no se realiza ningún tipo de tratamiento de agua 
residual (INEC, 2013). 
 
De lo anteriormente expuesto, se ve la necesidad de una mejora en la calidad de 
las aguas, pero la falta de tratamiento de aguas residuales debido a costos de 
operación, mantenimiento de la implementación de tecnologías de depuración y 
el área que requieren las mismas son un inconveniente (Martelo, J. y Lara, J., 
2012 ; Montoya et al. 2010). 
 
Por tal razón, las tecnologías no convencionales para tratamiento de aguas 
residuales mediante el uso de plantas acuáticas son un medio viable para el 
tratamiento de aguas residuales, porque se basan en procedimientos naturales de 
depuración que no emplean aditivos químicos y eliminan sustancias 
contaminantes, convirtiéndose en la solución a la grave crisis del agua ya que es 
una tecnología de bajo costo, fácil construcción, mantenimiento y operación 
sencilla, cuyo uso empezó en los años 70 (Morató et al., 2009; Cortijo et al., 2014; 
Sánchez et al. 2013). 
 
 
1.2 JUSTIFICACIÓN 
A través del tiempo se han usado diversas plantas acuáticas como el carrizo, 
jacinto de agua, totora y junco entre otras, para el tratamiento de aguas 
residuales comprobándose su efectividad en depuración de las mismas, usando 
el mecanismo de transporte de oxígeno hacia las raíces demostrado por varios 
investigadores encontrándose importantes variaciones interespecíficas en la 
cantidad de oxígeno liberado al medio circundante (Reddy et al 1989, Brix, 1993). 
 
4 
 
Las plantas acuáticas usadas para depurar aguas residuales son tolerantes a 
altas concentraciones de contaminantes, tienen rápida tasa de crecimiento y alta 
productividad, muchas de estas plantas han sido usadas con el fin de tratar aguas 
residuales (Lacuesta y Cristóbal, 2013). 
 
Debido a la insuficiencia de datos sobre la cantidad de oxígeno que producen las 
plantas acuáticas bajo las condiciones meteorológicas y climatológicas de la 
ciudad de Quito, la problemática de tratamiento de aguas residuales y escasez 
de agua se propone el presente trabajo investigativo para evaluar la 
transferencia de oxígeno con plantas acuáticas en un cultivo hidropónico con el 
fin proveer datos experimentales requeridos para estudios más específicos como 
opción de tecnología para tratamiento de aguas residuales por humedales. 
 
El propósito de esta investigación es obtener valores de la cantidad de oxígeno 
que transfieren distintas especies de plantas acuáticas, comúnmente usadas en 
la depuración de aguas residuales, posteriormente hacer recomendaciones en 
relación a las especies de plantas acuáticas mejor adaptadas a las condiciones 
meteorológicas y climáticas de la ciudad de Quito y las especies de plantas que 
transfieren la mayor cantidad de oxígeno. 
 
 
1.3 ALCANCE 
El conocimiento de la tasa de transferencia de oxígeno permitirá ser usado como 
parámetro para el diseño de sistemas de tratamiento de aguas residuales no 
convencionales mediante el cálculo de la densidad de plantas acuáticas que 
necesita el sistema para un determinado caudal a tratar, disminuyendo de esta 
manera los costos de ejecución de tecnologías que traten aguas residuales, 
mejorando la calidad de aguas en los cuerpos de descarga y por ende la salud 
pública para zonas rurales, pequeñas poblaciones o empresas que requieran 
tratar sus efluentes sin metales pesados antes de la descarga al alcantarillado. 
 
5 
 
1.4 OBJETIVOS 
1.4.1. OBJETIVO GENERAL 
Evaluar la transferencia de oxígeno con plantas acuáticas en un medio de cultivo 
hidropónico. 
 
1.4.2. OBJETIVO ESPECÍFICO 
· Seleccionar las plantas acuáticas para la experimentación. 
· Aclimar las plantas acuáticas a las condiciones climáticas- meteorológicas 
de Quito. 
· Comparar la transferencia de oxígeno producida por distintas especies de 
plantas acuáticas. 
· Identificar la especie de planta acuática con mejores características para 
transferir oxígeno. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
CAPÍTULO 2 
 
 
MARCO TEÓRICO 
 
 
2.1. PLANTAS ACUÁTICAS 
2.1.1. DEFINICIÓN 
La definición de planta acuática es ambigua, debido a que es un grupo 
heterogéneo, ya que muchos autores hacen referencia a este término 
exclusivamente para plantas vasculares; en cambio otros incluyen en este grupo a 
carófitos, algas filamentosas y briófitos (Cirujano, Molina, & Cezón, 2011; P. 
García, Fernández, & Cirujano, 2010). Para fines de la presente investigación, se 
usó la definición de plantas acuáticas para referirse solo a las plantas acuáticas 
vasculares. 
 
Por ende, las plantas acuáticas son aquellas que completan su ciclo biológico en 
cuerpos de agua y son visibles a simple vista, es decir se trata de plantas 
superiores con flores; presentan como cuerpo vegetativo un cormo con raíz, tallo 
y hojas, como cuerpo reproductivo presentan flor, frutos y semillas (Cirujano et 
al., 2011; Posada & López, 2011; Ramírez & San Martín, 2006). 
 
2.1.2. ADAPTACIONES ANATÓMICAS Y FISIOLÓGICAS DE LAS PLANTAS 
ACUÁTICAS 
Las plantas acuáticas presentan modificaciones en su anatomía y fisiología que 
las diferencia de las plantas terrestres (P. García et al., 2010). 
 
2.1.2.1. Adaptaciones anatómicas 
 
Las adaptaciones anatómicas que presentan las plantas acuáticas son las que se 
presentan en la tabla 2.1: 
7 
 
TABLA 2.1. ADAPTACIONES ANATÓMICAS DE LASPLANTAS ACUÁTICAS 
Parte Función Adaptación 
Cutícula y estoma 
Responsables de la 
transpiración 
Pierden su función en las plantas 
acuáticas, en las sumergidas la cutícula se 
reduce y los estomas no existen. 
Colénquima y 
esclerénquima 
Tejido de sorporte 
Están presentes pero reducidos sobre todo 
en las flotantes y sumergidas. 
Aerénquima 
Tejido esponjoso el cual 
permite flotar libremente a las 
plantas acuáticas 
Se encuentra bien desarrollado en las 
plantas de estudio. 
Vasos 
conductores 
Distribuir la savia por toda la 
planta 
Reducidos a un cilindro central. 
Cloroplastos Ocurre la fotosíntesis 
Se ubican en la epidermis superior, 
aprovechando el máximo de radiación. 
FUENTE: (Esteves, 1998; Roldán & Ramírez, 2008) 
ELABORACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
 
 
2.1.2.2. Adaptaciones fisiológicas 
 
Las plantas acuáticas presentan una sola capa de células de cutícula y por ello 
tienen una capa muy fina; en el aerénquima se almacenan los gases producidos 
durante la fotosíntesis y respiración (Esteves, 1998; Oyedeji & Abowei, 2012; 
Roldán & Ramírez, 2008). 
 
Las hojas son lineares, finamente divididas o presentan heterofilia, los tallos son 
siempre herbáceos de escasa consistencia ya que en su interior contienen aire y 
espacios reducidos, las raíces están escasamente desarrolladas presentando 
raíces adventicias, incluso en algunas plantas se encuentran atrofiadas y los 
frutos aparecen ocasionalmente (P. García et al., 2010). 
 
2.1.3. CLASIFICACIÓN 
La clasificación de las plantas acuáticas ha sido propuesta desde el año 1920; sin 
embargo hasta el día de hoy no existe un consenso sobre la clasificación de las 
plantas acuáticas debido a que es un grupo heterogéneo (Mazzeo, 2006). 
Para fines de la presente investigación, se usó la clasificación de Francisco de 
Assis Esteves (1998), Moreano (2008) y Screamin Dias (2009) como se ve en la 
imagen 2.1. 
8 
 
IMAGEN 2.1. CLASIFICACIÓN DE LAS PLANTAS ACUÁTICAS 
 
FUENTE: (Scremin-Dias, 2009) 
 
2.1.3.1. Emergentes: la raíz está enterrada en los sedimentos pero parte de los 
tallos y hojas están por encima del agua; no dependen del agua para su soporte y 
las estructuras reproductoras están en la parte aérea de la planta; (Núñez, Meas, 
Ortega, & Olguin, 2004; Roldán & Ramírez, 2008). Además, necesitan secuestrar 
oxígeno, tolerar bajos niveles de oxígeno y hacer frente a productos tóxicos 
resultado de sedimento anóxico e hipóxico (Hagley, n.d.) 
 
En la tabla 2.2 se encuentra la descripción de dos tipos de plantas emergentes las 
mismas que fueron usadas en la experimentación: 
 
TABLA 2.2. PLANTAS EMERGENTES USADAS EN LA INVESTIGACIÓN 
 
PLANTA ACUÁTICA 
EMERGENTE 
Schoenoplectus 
californicus 
 
Typha domingensis Pers., 
Syn. Pl. 2: 532. 1807. 
 
Nombre común 
Falso junco, tule, patronal, 
charanda, tule redondo. 
 
Junco, masa de agua, 
pelusa, plumilla. 
Descripción 
Planta acuática perenne de 4 
m. Flores bisexuales y frutos 
en forma de aquenios. 
 
Planta vascular perenne de 
hasta 5 m, hojas verde pálido 
a amarillento de 5 a 12 mm 
de ancho. 
Reproducción 
Asexual es decir por medio de reproducción vegetativa 
 
FUENTE: (Lot et al., 2015; Bonilla-Barbosa & Santamaría, 2013; Jørgensen & León-
Yánez, 1999; Curt, 2010; Enrique Peña, Madera, Sanchez, & Medina, 2013) 
ELABORACIÓN: Larco& Paucar; 2017 
9 
 
 
2.1.3.2. Sumergidas: completan su ciclo biológico dentro del agua y están 
distribuidas por todo el mundo excepto en lagos de agua muy profunda y fría 
como en los polos (Hasan & Chakrabarti, 2009; Roldán & Ramírez, 2008; 
Scremin-Dias, 2009). 
 
2.1.3.3. Flotante: viven en la superficie del agua y se subdividen en dos grupos que 
son las no fijas y las fijas. Las no fijas (plantas de libre flotación): poseen sus 
tallos y hojas sobre la superficie del agua; pero las raíces no se encuentran 
adheridas a sustrato y las estructuras vegetativas y reproductivas se mantienen 
emergentes (Núñez et al., 2004). Y las fijas (con hojas flotantes): tienen sus hojas 
flotando sobre la superficie del agua, pero sus raíces están fijas en los sedimentos 
(Núñez et al., 2004). 
 
En la tabla 2.3 se encuentra la descripción de dos tipos de plantas flotantes las 
mismas que fueron usadas en la experimentación: 
 
TABLA 2.3. PLANTAS ACUÁTICAS FLOTANTES USADAS EN LA 
INVESTIGACIÓN 
 
PLANTA ACUÁTICA 
Myriophyllum aquaticum 
(Vell.) Verd. (1753) 
Eichornia crassipes 
 
Nombre común 
cola de zorro, pinito, pluma 
de agua; yerba de sapo 
(Argentina) 
lirio de agua, jacinto de agua, 
flor de bora, camalote 
Descripción 
*Planta acuática exótica 
invasiva, es perenne 
*Desplaza a menudo 
especies nativas. 
 
*Planta acuática flotante libre 
perenne de agua dulce 
*Según UICN se encuentra 
en la lista de las 100 
especies exóticas invasoras 
más dañinas en el mundo 
 
Reproducción 
Fragmentación y división de 
semillas 
Multiplicación vegetativa 
mediante estolones y 
propagación de semillas 
FUENTE: (P. García, Fernández, & Cirujano, 2010; ISC, 2016;Olvera, Flores, & Díaz, 
2015;Curt, 2010; Lowe S., Browne M., Boudjelas S., 2004) 
ELABORACIÓN POR: Larco & Paucar; 2017 
 
 
 
10 
 
2.1.4. USO DE LAS PLANTAS ACUÁTICAS EN HUMEDALES ARTIFICIALES 
Los humedales artificiales son tecnologías no convencionales ampliamente 
usados alrededor del mundo para dar tratamiento complementario a efluentes 
domésticos e industriales, siendo las plantas acuáticas la base del proceso ya 
que degradan, absorben y asimilan en sus tejidos los contaminantes (Acero, 
Ariel, Magíster, & Civil, 2014; Beascoechea, Beascoechea, Muñoz, & Curt, n.d.). 
 
Estos sistemas son ideales para poblaciones pequeñas, pequeñas 
urbanizaciones e industrias en las que es difícil construir, operar o mantener 
sistemas de tratamiento convencional (Acero et al., 2014; Metcalf & Eddy, 1995). 
 
Los humedales artificiales son una alternativa ecológica y económicamente viable 
debido a que se aprovechan las relaciones flujo de energía-nutrientes entre las 
plantas acuáticas y microorganismos; porque airean el sistema radicular y facilitan 
el oxígeno a los microorganismos que viven en las raíces eliminando los 
contaminantes del agua residual como sólidos suspendidos, materia orgánica, 
nitrógeno, fósforo, microorganismos (Caldelas, Iglesia-Turiño, Araus, Bort, & 
Febrero, 2009; Das, Goswami, & Das Talukdar, 2016; Fernández,2010; Metcalf & 
Eddy, 1995; Miranda & Quiroz, 2013). 
 
Se han usado diversas plantas acuáticas con el fin de tratar aguas residuales; 
por ejemplo en Alemania en el Instituto Max Plank se empleó el junco común 
(Schoenoplectus lacustris) y obtuvo como resultado que esta planta acuática 
podía remover sustancias orgánicas e inorgánicas (Silva, sf). 
 
El uso extensivo de estas plantas en la remediación de aguas residuales se 
debe a que son organismos que se emplean para conocer las cualidades de los 
ecosistemas y su estado de conservación; es decir son bioindicadoras porque se 
pueden observar fácilmente respondiendo inmediatamente a variaciones en las 
condiciones físico-químicas del medio y son sensibles a la presencia de diversos 
11 
 
contaminantes e inclusive pueden acumular sustancias tóxicas en sus órganos 
como metales pesados: mercurio, plomo entre otros (P. García et al., 2010). 
 
Por ejemplo, la Myriophyllum heterophyllum Michx. y Potamogeton crispus L 
han sido usadas como bioindicadoras en la absorción de plomo, la C.demersum 
en cambio es indicadora de zonas contaminadas con elevada carga de 
nutrientes (Kiersch, Münhleck, & Gunkel, 2004; Miranda & Quiroz, 2013). 
 
2.1.5. INCONVENIENTES CON PLANTAS ACUÁTICAS 
Las plantas acuáticas se llaman malezas acuáticas cuando su manejo se 
convierte en un problema para los ecosistemas acuáticos provocando pérdida en 
biodiversidad, alterando y modificando el hábitat original; además son un 
problema para canales de irrigación y embalses causando eutrofización del aguaporque invaden las masas de agua e impiden el paso de la luz al interior 
causando anoxia en la masa de agua (P. García et al., 2010; Roldán & Ramírez, 
2008). 
 
Otros efectos negativos causados directamente por las malezas acuáticas son la 
disminución de producción de alimento humano en los hábitats acuáticos 
aledaños como sitios de pesca y áreas cultivadas, obstaculización de navegación 
y problemas en proyectos hidroeléctricos; además se pueden producir efectos 
indirectos como hábitats favorables para el desarrollo de vectores como malaria y 
esquistosomiasis (Acosta-Arce & Aguero, 2006; Pieterse, 2005). 
 
2.1.6. ESTADO DE LAS PLANTAS ACUÁTICAS EN EL ECUADOR 
Según el “Catálogo de Plantas Vasculares del Ecuador” se han identificado 111 
plantas acuáticas representando el 0,7 % de la flora vascular existente en el país 
(Jørgensen & León-Yánez, 1999). La vegetación acuática del Ecuador está 
dominada por totorales que incluyen los géneros Scirpus, Typha y Juncus (Rial, 
Terneus, León, & Tognelli, 2016). 
12 
 
Según el Registro Global de Especies Introducidas e Invasoras (GRIIS) en el 
Ecuador se han registrado 2 especies invasoras de plantas acuáticas (GRIIS, 
2016). 
A continuación, en la tabla 2.4 se observa las especies acuáticas invasivas en el 
Ecuador: 
TABLA 2.4. ESPECIES ACUÁTICAS INVASIVAS EN EL ECUADOR 
Nombre científico Nombre común Origen Evidencia de Impacto 
Eichornia crassipes Jacinto de agua Introducida No 
Callitriche terrestris Huenchecó Introducida No 
 FUENTE:(GRIIS, 2016) 
 ELABORACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
 
2.2. REQUERIMIENTOS DE LAS PLANTAS ACUÁTICAS 
Las plantas acuáticas necesitan de dióxido de carbono, oxígeno, macro y 
micronutrientes, agua, luz para su correcto desarrollo y crecimiento (Gettys et al., 
2014). 
 
2.2.1. OXÍGENO 
El oxígeno es primordial para el metabolismo de los vegetales y su forma más 
estable es el oxígeno molecular diatómico (O2), la ausencia de este elemento 
cerca de las raíces de las plantas acuáticas inhibe la respiración aeróbica en la 
zona radicular; permitiendo la acumulación de materiales perjudiciales (Baily-
Serres, 2009; Salisbury & Ross, 2000). 
 
El oxígeno disuelto (OD) se refiere al oxígeno presente en el agua, este oxígeno 
es producido por la fotosíntesis de plantas acuáticas y por la difusión del oxígeno 
desde la atmósfera hasta el agua (Hunt & Christiansen, 2000). Otras fuentes de 
oxígeno son: precipitación pluvial, afluentes y agitación moderada; en cambio el 
consumo de oxígeno se da por respiración de plantas y animales (Roldán & 
Ramírez, 2008). 
 
13 
 
2.2.1.1. Parámetros ambientales que afectan el contenido de OD en el agua 
 
La cantidad de oxígeno presente en el agua es afectada por la temperatura, la 
salinidad y la presión atmosférica. 
 
· Temperatura: la concentración de oxígeno en agua es inversamente 
proporcional a la temperatura, si se eleva la temperatura del agua a su 
punto de ebullición se genera una solución libre de oxígeno (Massol, 1969). 
· Salinidad: la presencia de algunos minerales en una solución reduce la 
solubilidad de los gases, estas sales disueltas en agua reducen los 
espacios intermoleculares disponibles para la disolución del oxígeno (Hunt 
& Christiansen, 2000). 
· Presión atmosférica: la solubilidad de un gas está determinada por su 
presión parcial establecida en la ley de Henry, a su vez la presión parcial 
de un gas es afectada por cambios en altitud y además puede ser alterada 
por procesos de fotosíntesis y respiración (Peña, 2010). 
2.2.1.2. Transferencia de oxígeno disuelto 
 
La entrada de oxígeno al agua envuelve dos procesos: la entrada de oxígeno 
atmosférico y la generación de oxígeno dentro del cuerpo de agua por la actividad 
de organismos fotosintéticos como las plantas acuáticas y algas fotosintéticas 
(Hunt & Christiansen, 2000). 
 
Según Massol, 1969 para el primer proceso es necesario un gradiente apropiado 
basado en las diferencias entre las presiones parciales de oxígeno en la 
atmósfera y en el agua. La dirección y velocidad de transferencia del oxígeno al 
agua dependen de tres factores: 
 
1. La magnitud del gradiente de concentración 
2. El grosor de la película superficial (la razón de difusión molecular de 
oxígeno a 24°C es de sólo 2.3 x 10-5 cm2/segundos, requiriéndose años 
14 
 
para que trazas de oxígeno logren penetrar 5 metros a través de la 
superficie). 
3. La turbulencia (en áreas de cascadas y represas la alta presión de la 
corriente de agua lleva a solución los gases atmosféricos). 
 
Las diferencias en la concentración de oxígeno disuelto entre diferentes hábitats 
acuáticos, según Wetzel, 1991 pueden explicarse a base de los siguientes 
factores: 
· Diferencias en la magnitud de la actividad respiratoria de plantas, animales 
y microorganismos. 
· Influencia de la morfología del fondo en el perfil vertical de oxígeno 
(mientras mayor es la irregularidad del fondo, mayor es el área superficial 
de los sedimentos ricos en materia orgánica que demandan oxígeno). 
· Diferencias en la penetración de luz y por ende, en la actividad 
fotosintética. 
· Diferencias en la temperatura del agua. 
· Entrada de minerales solubles (aumento en salinidad). 
· Aumento en concentración de minerales a consecuencia de evaporación 
de agua. entrada de grandes cantidades de materia orgánica oxidable. 
 
El segundo proceso es realizado por organismos fotosintéticos como plantas 
acuáticas y algas. 
 
· Por plantas acuáticas 
Las plantas acuáticas al ser organismos autótrofos realizan la fotosíntesis y 
transfieren el oxígeno desde la atmósfera a través de las hojas y tallos hasta las 
raíces hacia el agua como se observa en la imagen 2.2, poseen un sistema de 
grandes espacios internos aéreos llamados aerénquima el cual está formado por 
células que dejan toda una red de grandes espacios intercelulares; favoreciendo 
el transporte de gases hacia la zona radical (Beltrano y Giménez, 2015; 
Delgadillo et al., 2010; Rubio et al., 2015). 
15 
 
IMAGEN 2.2. TRANSFERENCIAS DE OXÍGENO POR PLANTAS ACUÁTICAS 
 
 FUENTE: (Gettys et al., 2014) 
 
El mecanismo de transporte de oxígeno hacia las raíces ha sido demostrado por 
varios investigadores centrándose importantes variaciones interespecíficas en la 
cantidad de oxígeno liberado al medio circundante (Reddy et al 1989, Brix, 
1993). 
 
Diversas plantas acuáticas como el jacinto, carrizo, totora, junco, entre otras se 
han empleado en el tratamiento de aguas residuales comprobando su alta 
efectividad en depuración de aguas residuales, pero no se tiene valores exactos 
de la cantidad de oxígeno que transfieren estas plantas (Celis, Junod, & 
Sandoval, 2005). 
 
Diversos estudios han estimado la transferencia de oxígeno en una variedad de 
especies de plantas acuáticas, reportándose valores de transferencia de oxígeno 
de entre 0.02 y 12 g O2 por m2 día -1 (Brix, 1993); de 0 y 0.5 g O2 por m2 dia-1 
para plantas emergentes (Cano, 2003); estas grandes diferencias han sido 
atribuidas a las diferentes técnicas experimentales empleadas y a variaciones 
fisiológicas estacionales. 
 
· Por algas 
Las algas son un grupo de organismos microscópicos y macroscópicos con 
metabolismo autótrofo por lo que son los principales responsables de la captación 
de energía lumínica en los ecosistemas acuáticos; de esta manera el 50% de la 
16 
 
producción primaria total del planeta es realizada por algas (Dreckmann, Sentíes, 
& Núnez, 2013; Mansilla & Alveal, 2004; Vallejos, n.d.). 
 
Una de las características más importantes de las algas es su capacidad 
depuradora del ambiente, a través del proceso de fotosíntesis incorporan oxígeno, 
contribuyendo a la oxidación de la materia orgánica y también aumentando el 
oxígeno disuelto en el agua, el cual será utilizado por las otras comunidades u 
organismos que componen laflora y fauna del medio acuático donde viven (Luján 
De Fabricius, 2000a). 
 
Para la clasificación de las algas se toma en cuenta diferentes parámetros como 
color, forma de movilidad, morfología, entre otros. En la tabla 2.5 se detalla la 
clasificación según varios autores: 
 
TABLA 2.5 CLASIFICACIÓN DE ALGAS 
 
FUENTE: (Durán, 2011; Medel, n.d.; Vallejos, n.d.) 
ELABORACIÓN: Larco & Paucar, 2017 
 
 
2.2.2. FOTOSÍNTESIS 
La fotosíntesis es el proceso físico- químico que consiste en convertir la radiación 
electromagnética en energía química utilizando la energía de la luz para 
17 
 
transformar el dióxido de carbono y el agua en glucosa y oxígeno; la reacción 
general es: 6CO2+H2O+energía luminosa ---> C6H12O6+6O2 (Audesirk y Byers, 
2003; Stryer et al.2013). 
 
La fotosíntesis se realiza en dos fases: una dependiente de la luz llamada “fase 
luminosa” y otra independiente llamada “fase oscura”; estos dos procesos 
suceden en las horas de sol porque están ligados directamente, pues en la 
primera se libera O2 a la atmósfera y se generan el ATP y NADPH2 son 
indispensables para el funcionamiento del ciclo de fijación del carbono o ciclo de 
Calvin que se lleva a cabo en la segunda fase (Audesirk, Audesik, & Byers, 2008; 
Celis & Romero, 2007; Karp, 2014; Pérez, 2009). 
 
2.2.2.1. Ruta C3 y C4 
 
El ciclo de Calvin representa la ruta central de la reducción del CO2, las plantas 
que sólo llevan a cabo este ciclo para la fijación de carbono se conocen como 
plantas C3. La ruta metabólica C3 se encuentra en los organismos fotosintéticos 
como las cianobacterias, algas verdes y en la mayoría de las plantas vasculares 
(Benavides, n.d.). La ruta C4 se presenta en plantas con una anatomía especial 
de la hoja con dos distintos tipos de células fotosintéticas, que forman una 
separación de los procesos de fijación y reducción del CO2 (Audesirk et al., 2008; 
Salisbury & Ross, 2000). 
 
La ruta C4 parece un proceso relativamente ineficaz, pues se necesita ATP para 
convertir el piruvato en PEP, además de las tres moléculas de ATP utilizadas en 
el ciclo de Calvin. Pese a su ineficacia, la ruta C4, en combinación con el ciclo de 
Calvin, supera los resultados del ciclo de Calvin por sí solo, en días calurosos y 
soleados en los que la fotosíntesis es rápida y la concentración de CO2 en las 
hojas puede disminuir. Cuando las temperaturas son más frías y aumenta la 
concentración de CO2, el ciclo de Calvin por sí solo (ruta C3) es más eficaz en 
términos energéticos, ya que necesita menos ATP (Audesirk et al., 2008; Grosso, 
Tordable, & Reinoso, n.d.; Salisbury & Ross, 2000). 
18 
 
 
2.2.2.2. Organismos fotosintéticos 
 
Los organismos fotosintéticos incluyen plantas terrestres, plantas acuáticas, algas 
y cianobacterias; dependiendo del producto de desecho de la fotosíntesis puede 
ser oxigénica (oxígeno) en las plantas y anoxigénica (azufre) en las bacterias 
(Audesirk y Byers, 2003; Karp, 2014). 
 
Las plantas terrestres y acuáticas realizan la fotosíntesis en los cloroplastos, las 
cianobacterias en las tilacoides que están en el citoplasma y en las bacterias 
fotosintéticas este proceso se lleva a cabo en unas estructuras llamadas 
cromatóforos; los cloroplastos y los cromatóforos contienen una serie de 
pigmentos para captar la luz los cuales pueden ser de cuatro clases: clorofilas, 
feofitinas, carotenos y ficobilinas (Celis&Romero, 2007; Karp G., 2014). 
 
2.2.2.3. Fotosíntesis en plantas acuáticas 
 
Las plantas acuáticas producen oxígeno a través de la fotosíntesis durante el día 
y en la noche cuando no existe luz se interrumpe el proceso, existiendo solo la 
respiración (Brünner & Beck, 1990). La fotosíntesis en las diferentes plantas 
acuáticas se presenta en la tabla 2.6: 
 
TABLA 2.6. FOTOSÍNTESIS EN PLANTAS ACUÁTICAS 
FUENTE:(Arizona, n.d.; Oyedeji & Abowei, 2012) 
ELABORACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
Planta Descripción 
 
 
 
Emergente 
Las plantas de humedales a menudo usan la vía bioquímica C3 de fotosíntesis en 
lugar de C4. 
-C4 proporciona una vía posible para reciclar el CO2 de la respiración celular; las 
plantas que utilizan C4 tienen bajas tasas de fotorespiración y la capacidad de 
utilizar incluso la luz solar más intensa de manera eficiente. 
-C4 son más eficientes que las plantas C3 en la tasa de fijación de carbono y la 
cantidad de agua utilizada por unidad de carbono fijo. 
 
Flotante 
*Reciben mayor cantidad de luz que las sumergidas y muy raro compiten por la 
energía solar con otros organismos. 
 
 
Sumergida 
Las hojas de las plantas sumergidas reciben niveles más bajos de luz solar porque 
la energía luminosa disminuye al pasar a través de una columna de agua. 
19 
 
2.2.2.4. Factores que afectan la fotosíntesis 
 
Según los autores Miller, E., 1967; Meyer, Anderson & Böhning, 1972 entre los 
factores más importantes que afectan a la intensidad de la fotosíntesis están: 
 
Dióxido de carbono: la concentración de CO2 en la atmósfera es alrededor del 
0,03% al 0,04%, y se ha observado un aumento en la fotosíntesis cuando ésta 
aumenta. 
 
Luz: es toda la energía radiante de longitudes de onda que se encuentren dentro 
del espectro visible tanto directo como reflejado e incluso luz artificial (eléctrica). 
La cantidad total incidente absorbida por las hojas es generalmente del 50% y por 
lo general cuando aumenta la intensidad de la luz aumenta la fotosíntesis. 
 
Temperatura: la temperatura óptima no se ha podido establecer pues tiene un 
rango bastante amplio y depende del tipo de plantas; sin embargo la actividad 
fotosintética aumenta cuando existe una elevación de la temperatura. 
 
Agua: para la fotosíntesis se usa sólo el 1% del total de agua que absorbe la 
planta. Existe una disminución en la actividad fotosintética debido principalmente 
a que las hojas se secan y la fotosíntesis puede disminuir en un 87%. 
 
2.2.3. RESPIRACIÓN 
Este proceso se realiza en la noche en el cual se hace un intercambio de H2O, 
CO2 y O2 entre la atmósfera y las plantas, cuyo fin principal es la generación de 
ATP. La respiración es el proceso contrario al de la fotosíntesis y se realiza 
principalmente en las hojas aunque puede darse también en tallos y hojas 
(Audesirk et al., 2008; Toro & Pinto, 2015). 
 
20 
 
La respiración se realiza en las mitocondrias y se divide en tres fases que son: 
glucólisis, ciclo de Krebs y transporte de electrones (Monza, Doldán & Signorelli, 
2009). 
 
2.2.4. NUTRIENTES DE LAS PLANTAS: 
Las plantas a través de su sistema radicular obtienen oxígeno, agua y los 
nutrientes minerales necesarios para su normal crecimiento y desarrollo (Margulis 
& Sagan, 2012). Los nutrientes esenciales son aquellos imprescindibles y están 
implicados directamente en el metabolismo celular y cuya función es tan 
específica que no pueden ser reemplazados por otros (Guillermo, Díaz, & Vargas, 
2004). 
 
Los nutrientes esenciales son los macronutrientes los cuales forman las 
estructuras cuantitativamente más importantes o activas en el metabolismo, y son 
requeridos en cantidades relativamente elevadas; estos son C, H, O, N, P, K, Ca, 
Mg y S (Margulis & Sagan, 2012). Otro grupo de nutrientes son los 
micronutrientes y entre ellos están el Fe, Mn, Cu, Zn, B, Mo, Ni y Cl; son 
requeridos en menores cantidades respecto a los macronutrientes (Reyes, Sosa, 
Hernández, & Guillen, 2016). 
 
En la tabla 2.7, se encuentra detallado las funciones fisiológicas y la 
sintomatología de deficiencia de los nutrientes. 
 
TABLA 2.7 NUTRIENTES DE LAS PLANTAS 
NUTRIENTE FUNCIONES FISIOLÓGICAS SINTOMATOLOGÍA DE DEFICIENCIA 
Nitrógeno 
(N) 
El 80% del N absorbido forma proteínas, el 
10% ácidos nucleicos, el 5% aminoácidos 
solubles y el resto forma otros 
compuestos. 
Se detiene o disminuye el crecimiento de los 
órganos de la planta. 
Aparece una coloración verde pálida en las 
hojas inferiores. 
 
Fósforo (P) 
Componente de enzimas yproteínas (ATP, 
ARN y ADN) 
Las hojas presentan decoloraciones 
irregulares color marrón-negruzco o un color 
purpúreo en el envés debido a la formación 
de pigmentos antociánicos. 
Potasio (K) 
Activador de procesos para la 
conservación del estado y de la turgencia 
de la planta. 
Aparece una coloración amarillenta en los 
bordes de las hojas inferiores y que continúa 
avanzando hacia toda la lámina foliar si la 
21 
 
NUTRIENTE FUNCIONES FISIOLÓGICAS SINTOMATOLOGÍA DE DEFICIENCIA 
Apertura y cierre estomático. 
Acumulación y translocación de los 
carbohidratos formados. 
deficiencia persiste. 
Calcio (Ca) 
Forma pectatos de calcio como parte de la 
estructura celular. 
Cofactor de varias enzimas 
El Ca se puede llegar a acumular en los 
tejidos viejos y provocar un déficit en los 
tejidos jóvenes. Se presenta necrosis en los 
tejidos. 
Magnesio 
(Mg) 
Forma parte de la clorofila (forma 
estructural) y también es un cofactor 
enzimático que actúa sobre sustratos 
fosforilados. 
Se manifiesta por una decoloración 
amarillenta internervial que se mueve hacia 
el borde de las hojas, y comienza en las 
hojas inferiores hacia las superiores. 
Hierro (Fe) 
Es de gran importancia en los sistemas 
redox biológicos. 
Forma parte estructural del citocromo, 
citocromo oxidasa, catalasa, peroxidasa y 
ferredoxina. 
Necesario para la reducción de nitrato y 
sulfato, producción de NADP y para la 
asimilación del N atmosférico. 
Está asociado a la síntesis de clorofila. 
Las hojas jóvenes de la planta son las que 
muestran primero los signos visibles de la 
clorosis férrica, y pueden llegar a aparecer 
manchas cloróticas. 
Inhibición de la división celular y detención 
del crecimiento de la hoja. 
FUENTE:(Favela, Preciado, & Benavides, 2006; Guillermo et al., 2004) 
REALIZACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
 
 
2.3. CULTIVO HIDROPÓNICO 
2.3.1. DEFINICIÓN 
Su nombre se deriva de los vocablos griegos hydro (agua) y ponos (labor), por lo 
que no se trata únicamente de cultivar sobre agua sino que actualmente se busca 
los mejores sustitutos del suelo (Beltrano & Gimenez, 2015). 
 
La hidroponía es un método que se basa principalmente en la aplicación de sales 
o soluciones nutritivas directamente en las raíces de las plantas a través del agua 
para que éstas se desarrollen de una manera correcta. Esta técnica permite 
cultivar en pequeña o gran escala sin la necesidad de utilizar el suelo como un 
medio de producción (Reyes et al., 2016). n 
 
2.3.2. SOLUCIÓN NUTRITIVA 
Una solución nutritiva es, por definición, una solución acuosa que contiene 
oxígeno disuelto y todos los nutrientes minerales esenciales, necesarios para el 
normal crecimiento de las plantas, totalmente disociados (Smithers Oasis, 2015). 
22 
 
El éxito del cultivo hidropónico está determinado por la constitución de dicha 
solución nutritiva, la relación existente entre los diferentes iones minerales, la 
conductividad eléctrica y el pH (Reyes et al., 2016). 
Las concentraciones de nutrientes requeridos para satisfacer las demandas 
internas de las plantas difieren de acuerdo con la especie; por lo tanto, no puede 
haber una solución nutritiva única con que se tendrían resultados satisfactorios 
para todas ellas (Caseros et al., 2008; Reyes et al., 2016). 
Los trabajos de investigación de varios científicos a lo largo del tiempo han dado 
como resultado propuestas de soluciones nutritivas típicas como se muestra en la 
tabla 2.8. (Margulis & Sagan, 2012). 
TABLA 2.8 SOLUCIONES NUTRITIVAS TÍPICAS 
Ión o 
Radical 
Soluciones nutritivas típicas (ppm) 
Hoagland y Arnon 
(1938) 
Long y Heweit 
(1966) 
Heweit 
(1966) 
Cooper 
(1975) 
Steiner 
(1980) 
NO3
- 196 168 70 210 46 
H2PO4
- 31 40 40 84 31 
SO4
2- 64 48 112 64 112 
K+ 234 156 156 331 273 
Ca2+ 160 160 160 168 180 
Mg2+ 48 36 36 48 48 
Na+ - 30 30 - - 
NH4+ 14 - 70 - - 
FUENTE:Smithers Oasis, 2015 
REALIZACIÓN: Larco & Paucar, 2017 
 
2.3.2.1. Elaboración de una solución nutritiva 
 
Para la elaboración de una solución nutritiva es necesario conocer la calidad del 
agua a utilizar, midiendo la cantidad de cationes presentes para verificar el grado 
de dureza de la misma (Favela et al., 2006). 
 
Las aguas para las preparaciones de las soluciones nutritivas contienen 
normalmente cantidades apreciables de CO3HCa, CO3HMg, SO4
-2 y NO3
-, 
pudiendo encontrarse también con frecuencia pequeñas cantidades de Fe, trazas 
de Mn, Zn y B. Otro factor importante a tener en cuenta es la alcalinidad del agua, 
23 
 
es decir el equilibrio entre CO3/HCO3; esta relación es importante para determinar 
la resistencia del agua a la acidificación, ya que será necesario agregar ácido 
para reducir el pH a valores cercanos a 5,3-5,5 para su uso en hidroponía 
(Guillermo et al., 2004). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
24 
 
CAPÍTULO 3 
 
 
METODOLOGÍA 
 
 
Para llevar a cabo el presente proyecto de investigación se dio cumplimiento al 
artículo 6, del libro IV de la Biodiversidad, título II de la investigación, colección y 
exportación de flora y fauna silvestre del Texto Unificado de Legislación 
Secundaria del Ministerio del Ambiente (TULSMA); obteniendo la autorización de 
investigación científica No. 10-2016-1898-IC-FAU-FLO-DPAI/MAE. 
 
“ART. 6.- Toda investigación científica relativa a la flora y fauna 
silvestre a realizarse en el Patrimonio Nacional de Áreas Naturales 
por personas naturales o jurídicas, nacionales o extranjeras, requiere 
de la autorización emitida por el Distrito Regional correspondiente. 
 
Fuera del Patrimonio Nacional de Áreas Naturales, no se requiere 
autorización de investigación, salvo que el proyecto respectivo 
implique la recolección de especímenes o muestras.” 
 
La investigación se realizó en las siguientes etapas: muestreo, aclimación, 
armado del equipo, reactores y preparación de cultivo hidropónico, 
experimentación y análisis de resultados. 
 
3.1. I ETAPA: MUESTREO 
3.1.1 PREVIO AL MUESTREO 
3.1.1.1 Selección del sitio de muestreo 
 
El sitio de muestreo seleccionado para el presente proyecto de investigación fue 
la laguna de Yahuarcocha la cual posee variedad de plantas acuáticas y donde 
fue posible escoger las plantas con mejores condiciones para la experimentación. 
25 
 
Además, la cercanía a la ciudad de Quito con el lugar de muestreo permitió 
asegurar la calidad y conservación de las muestras. 
 
Descripción zona de muestreo 
 
La Laguna de Yahuarcocha, está ubicada en el norte de la provincia de Imbabura 
del Ecuador, cantón Ibarra, parroquia La Dolorosa de Priorato. Es una laguna alto 
andina de origen glacial, tiene un espejo de 230 ha y es una laguna poco 
profunda ubicada a los 2200 m.s.n.m, el perímetro de la laguna forma parte del 
Autódromo José Tobar; en la imagen 3.1. se observa la laguna Yahuarcocha y 
alrededores (López-Lanús & Blanco, 2005; Polanco, 2012). 
 
IMAGEN 3.1. LAGUNA DE YAHUARCOCHA 
 
 FUENTE:Google Map, 2016 
 
Los ríos cercanos a la Laguna de Yahuarcocha son: río Tahuando y quebradas 
como: Quebrada de San Antonio, Quebrada de Manzano Huayco, Quebrada del 
Girón, Quebrada Chiquita, mostrado en el mapa cartográfico del anexo 4. 
 
La vegetación acuática dominante (58,8%) en la laguna de Yaguarcocha es 
emergente, siendo las más conocidas: Schoenoplectus, Typha, Polygonum y 
Juncus, esto se debe a que estas plantas no son afectadas por fluctuaciones de 
nivel de agua a diferencia de las flotantes; además poseen un sistema radical 
26 
 
rizomatoso que les permite captar nutrientes del sustrato y emerger del agua 
manteniendo un intercambio gaseoso adecuado; y finalmente las condiciones de 
laguna eutrofizada proporciona un ambiente favorable para estas especies. Las 
plantas acuáticas flotantes se encuentran en un 23,5% entre ellas se encuentran: 
Azolla caroliniana,Eichornia crassipes, Lemna minor e Hidrocotyle verticilata 
(Pabón, 2015). 
 
Clima 
 
La etapa de muestreo se realizó a principios y mediados de enero de 2017, que 
corresponde a la época seca; sin embargo durante este año se produjo un 
comportamiento anómalo, influenciado por dos sistemas atmosféricos. 
 
La primera corresponde a desprendimientos de humedad procedente de la Zona 
de Convergencia Intertropical (ZCIT) que es una zona de bajas presiones 
provocando importantes precipitaciones; este sistema tuvo un desplazamiento 
desde Centroamérica y se ubicó cerca del Ecuador a principios del mes de Enero 
afectando a la parte norte e interior litoral del país con importantes precipitaciones 
como se ve en la tabla 3.1. (INAHMI, 2017). 
 
TABLA 3.1. PRECIPITACIONES EN LA COSTA 
Lugar Fecha Precipitación 
Esmeraldas 9-enero-2017 31 mm 
Santo Domingo de los Tsáchilas 8-enero- 2017 124 mm 
Puerto Ila (Sto.Domingo de los Tsáchilas) 8-enero- 2017 139,6 mm 
Pichilingue (Los Ríos) 8-enero- 2017 118,3 mm 
Guayaquil 8-enero- 2017 106,0 mm 
 FUENTE:(INAHMI, 2017) 
 ELABORACIÓN: Larco & Paucar, 2017 
 
La segunda corresponde a las perturbaciones de la Amazonía que permiten el 
ingreso constante de humedad por la región oriental del país provocando 
27 
 
precipitaciones de moderadas a fuertes en la región Interandina, como se observa 
en la tabla 3.2. (INAHMI, 2017). 
 
TABLA 3.2. PRECIPITACIONES EN LA SIERRA 
Lugar Fecha Precipitación 
Coca 5-enero-2017 85 mm 
Archidona 5-enero- 2017 104,8 mm 
Shell Mera 5-enero- 2017 95 mm 
Puyo 5-enero- 2017 109 mm 
Quito 8-enero- 2017 47,2 mm 
Salcedo 5-enero- 2017 38,5 mm 
 FUENTE:(INAHMI, 2017) 
 ELABORACIÓN: Larco&Paucar, 2017 
 
Por lo tanto, desde diciembre hasta los primeros días de enero las condiciones 
atmosféricas corresponden a comportamiento de época seca y a partir del 5 de 
enero corresponde a comportamiento de época lluviosa debido a los fenómenos 
atmosféricos presentados en el país. 
 
La humedad relativa en Quito durante el período de experimentación fue de 76% 
y la temperatura tuvo un mínimo de 9ºC y un máximo de 19ºC. 
 
La humedad relativa en el laboratorio de hidráulica sin plantas tiene un valor con 
una máxima de 55.56%± 0,40 con una temperatura ambiente de 19ºC. 
 
3.1.1.2 Selección de plantas 
 
Se recopiló información bibliográfica de los géneros de plantas acuáticas que son 
mayormente usadas en tratamientos de aguas residuales y posteriormente, se 
comparó con existentes en la laguna de Yahuarcocha. De esta manera se escogió 
cuatro géneros de plantas acuáticas que se observan en la tabla 3.3: 
 
28 
 
TABLA 3.3. ESPECIES DE PLANTAS ACUÁTICAS SELECCIONADAS PARA LA 
EXPERIMENTACIÓN 
 
 
Nombre común 
Cola de zorro acuática 
Género: Myriophyllum 
Nombre común 
Jacinto de agua 
Género: Eichornia 
 
 
 
Nombre común 
Totora 
Género: Schoenoplectus 
Nombre común 
Junco de laguna 
Género: Thypha 
 
ELABORACIÓN: Larco & Paucar, 2017 
 
3.1.2 MUESTREO 
Los puntos de muestreo fueron escogidos después de un reconocimiento previo 
alrededor de la laguna dentro del espejo del agua y a través de una caminata al 
contorno de la laguna determinándose así los lugares idóneos para el muestreo 
según su accesibilidad, calidad y cantidad de muestra, como se observa en la 
tabla 3.4. De esta manera, se realizó un muestreo para época seca y otro para 
época lluviosa. 
 
29 
 
TABLA 3.4. MUESTREO 
 
Espejo de agua Contorno de la laguna 
ELABORACIÓN: Larco & Paucar, 2017 
 
Además, con el fin de caracterizar la laguna de Yahuarcocha se tomaron 
muestras de agua, algas y sedimento, a fin de conocer las condiciones físico – 
químicas en el medio natural de las plantas acuáticas. 
 
3.1.2.1 Muestreo de plantas 
 
Se recolectaron 20 individuos de cada género en la época seca y 31 individuos de 
cada género en la época lluviosa, siguiendo el Protocolo de muestreo del 
Ministerio de Agricultura, Alimentación y Medio Ambiente de España 
(MAGRAMA). 
 
La diferencia en cantidad de plantas recolectadas se debe a que las plantas 
presentan diferentes comportamientos para época seca y lluviosa; ya que la 
fisiología de éstas se modifica con el cambio de temperatura - precipitación y luz. 
 
Equipos y materiales 
· Guantes de caucho y de nitrilo 
· Recipientes de plástico con tapa 
· Papel film plástico industrial 
· GPS 
· Membrete enumerado 
· Correas de sujeción de plástico 
30 
 
Procedimiento 
 
1. Se establecieron 7 puntos de muestreo y el número de individuos de cada 
género fue escogido a la cantidad y calidad existente en cada punto. A 
continuación, en la tabla 3.5 se presentan los puntos de muestreo y sus 
respectivas coordenadas; y en el anexo 4 se presenta el mapa de 
muestreo de plantas acuáticas. 
TABLA 3.5. COORDENADAS DE LOS PUNTOS DE MUESTREO DE PLANTAS 
ACUÁTICAS 
Punto 
X Y 
Referencia 
Género 
recolectados 
Cantidad de 
plantas 
UTM UTM 
Época 
seca 
Época 
lluviosa 
1 823752 41109 Muelle antiguo 
Eichornia 
Myriophyllum 
7E y 7M 
13E 
13M 
2 823075 40706 Eichornia 6E 5E 
3 822455 39760 Playita 
Myriophyllum 
Typha 
Schoenoplectus 
7M 
7T 
7S 
13M 
10T 
10S 
4 821885 41113 Salida de agua Eichornia 7E 13E 
5 821868 41896 
Frente a Rancho 
San Vicente 
Myriophyllum 6M 5M 
6 822149 41748 
Frente al Hotel 
Conquistador 
Typha 
Schoenoplectus 
6T 
6S 
10T 
10S 
7 822639 41647 
Alado de los 
Bomberos 
Typha 
Schoenoplectus 
7T 
7S 
11T 
11S 
Eichornia(E),Myriophyllum(M),Typha(T),Schoenoplectus(S) 
ELABORACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
 
2. Se recolectaron los individuos de cada especie en forma de zigzag con el 
fin de asegurar la muestra representativa en cada punto; y posteriormente 
fueron enumeradas desde el número 001-011-16-IC-FLO-DPAI/MAE hasta 
204-011-16-IC-FLO-DPAI/MAE según lo especificado en el permiso de 
investigación No. 10-2016-1898-IC-FAU-FLO-DPAI/MAE (MAGRAMA, 
2013). 
3. Se escogieron plantas completas, con buena apariencia, en estado 
temprano de desarrollo y similares entre ellas; para lo cual se consideró 
que tengan el mismo número de hojas, peso similar, número de esquejes 
(Myriophyllum) y similar longitud (Schoenoplectus y Typha ). 
31 
 
4. Se usó una malla para recolectar los individuos de la Eichornia y 
Myriophyllum de los puntos alejados y manualmente las de fácil acceso; sin 
embargo para la Schoenoplectus y Typha se realizó la extracción con la 
ayuda de un serrucho para obtener la planta con la mayor cantidad de 
raíces posibles. 
5. Se colocó, la Eichornia y Myriophyllum en envases plásticos (con tapa) con 
agua del sitio de toma de muestra; y en el caso de la Schoenoplectus y 
Typha fueron envueltas en papel film plástico industrial con sedimento en 
caso de poseerlo. 
3.1.2.2 Muestreo de agua 
 
Se establecieron cinco puntos de muestreo como se detalla en la tabla 3.6; y se 
observa en el anexo 4 donde se encuentra el mapa muestreo de agua: 
 
TABLA 3.6. COORDENADAS DE PUNTOS DE MUESTREO 
 
Punto 
X Y 
Referencia 
 
Observación UTM UTM 
1 823772 41154 Muelle antiguo 
Muestreo de agua y 
fitoplancton 
2 823747 41102 Entrada de agua Muestreo de agua 
3 822746 41139 
Superficie centro de laguna/2,5 y 
3,5 m 
Muestreo de agua y 
fitoplancton 
4 822149 41748 A lado muelle turístico 
Muestreo de agua y 
fitoplancton 
5 821702 41422 Salida de agua Muestreo de agua 
ELABORACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
 
El muestreo de agua se realizó según la Norma Técnica Ecuatoriana NTE INEN 
2176: 2013: Agua. Calidad del agua. Muestreo. Técnicas de Muestreo y NTE 
INEN 2226:2013: Agua. Calidad del agua. Muestreo. Diseño de los programas de 
muestreo. Los parámetros físicos – químicos fueron tomados en campo y otros 
fueron analizados en el Centro de Investigación y Control Ambiental (CICAM) 
según Método Estándar para el análisis de agua potable y residual, 22 EdiciónAPHAAWWA-WEF. 
 
32 
 
A continuación, se presenta la tabla 3.7 con los parámetros realizados en campo 
para los dos muestreos: 
 
TABLA 3.7. PARÁMETRO Y EQUIPO USADO EN CAMPO 
Parámetro Unidad Equipo usado 
% de Saturación de Oxígeno % Medidor de oxígeno disuelto Hach 
Conductividad µS Conductímetro portátil YSI 
Turbidez m Disco de Secchi 
Oxígeno disuelto mg/L Medidor de oxígeno disuelto Hach 
pH -------- Tiras de pH 
Presión hPa Medidor de oxígeno disuelto Hach 
Profundidad m Cuerda y metro 
Salinidad ppt Conductímetro portátil YSI 
Temperatura °C Medidor de oxígeno disuelto Hach 
 ELABORACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
 
En la tabla 3.8 se muestran los parámetros analizados por el CICAM, los cuales 
se realizaron solo para la época lluviosa. El análisis de los parámetros mostrados 
se ejecutó con el fin de conocer el estado general en el cual se encuentran las 
plantas en condiciones naturales: 
 
TABLA 3.8 PARÁMETROS ANALIZADOS EN LABORATORIO 
Parámetro Unidad Procedimiento 
Alcalinidad total mg/L APHA 2320 B, titulación 
Acidez mg/L APHA 2310 B,Titulación 
Coliformes fecales NMP/100mL APHA 9222 D 
Coliformes totales NMP/100mL APHA 9222 C 
Color Aparente PtCo HACH 
Color Verdadero PtCo HACH 
DBO5 mg/L PEE/CICAM/06 (APHA 5210 B) 
DQO mg/L HACH 
Dureza Cálcica mg/L APHA 3500-Ca B 
Dureza total mg/L APHA 2340 C 
Sólidos sedimentables mg/L*h APHA 2540 F 
Sólidos suspendidos mg/L APHA 2540 D 
 ELABORACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
33 
 
Además, con el fin de conocer los nutrientes encontrados en la Laguna de 
Yaguarcocha se realizó en el segundo muestreo un análisis de los 
macronutrientes y micronutrientes, los cuales se detallan en la tabla 3.9: 
 
TABLA 3.9 MACRO Y MICRONUTRIENTES ANALIZADOS 
Nutriente Unidades Procedimiento 
Amonio mg/L Nessler espectrofotométrico 
Azufre mg/L APHA/EPA 
Boro mg/L Espectrofotométrico 
Calcio mg/L APHA 3500-Ca B, Titulación 
Fosfatos mg/L APHA 4500 -P C, Colorimétrico 
Hierro total mg/L APHA 3500 -Fe B, Colorimétrico 
Magnesio mg/L APHA 3500 - Mg B 
Manganeso mg/L Colorimétrico 
Nitratos mg/L Colorimétrico 
Nitritos mg/L APHA 4500-NO2-B,Colorimétrico 
Potasio mg/L Colorimétrico 
Sílice mg/L APHA 4500-Si 
Zinc mg/L 
APHA 3500-Zn B, Colorimétrico/EPA 
6020 A 
 ELABORACIÓN: Larco & Paucar; 2017 
 
Finalmente, los resultados se compararon con los de otros autores que han 
realizado investigaciones en la laguna. 
 
3.1.2.3 Muestreo de fitoplancton 
 
La realización del muestreo de fitoplancton y conservación del mismo se siguió el 
protocolo establecido por el Método Estándar, parte 10000: análisis biológico de 
las aguas de toma de muestras (10200B). 
 
Equipos y materiales 
 
· Malla de fitoplancton 
34 
 
· Frascos de colecta 
· Lugol 
Procedimiento 
 
1. Se ingresó la red de fitoplancton en el agua y homogeneizó tres veces. 
2. Posteriormente, se ingresó la red a la profundidad requerida por un tiempo 
aproximado de tres minutos. 
3. Se sacó la red y lavó las paredes de la red para concentrar la mayor cantidad 
de plancton. 
4. Se colocó en un frasco de colecta lo obtenido en la red de fitoplancton y 
finalmente se agregó lugol para su conservación. 
5. Se ubicó una gota de fitoplancton en un portaobjetos y cubreobjetos, poniendo 
alrededor esmalte de uñas para conservar la muestra. 
6. Se observó el fitoplancton por medio de un microscopio con cámara. 
 
3.2. II ETAPA: ACLIMACIÓN 
3.2.1. PREVIO A LA ACLIMACIÓN 
Una vez transportadas todas las muestras hacia la ciudad de Quito, se analizaron 
las muestras de agua y fitoplancton en laboratorio. 
 
Los recipientes de las muestras de Eichornia y Miriophyllum fueron abiertos y de 
la Typha y Schoenoplectus se retiró el papel film industrial para colocarlas en 
recipientes con agua de la laguna. 
 
3.2.1.1. Prensado, secado e identificación de muestras botánicas 
 
El prensado y secado de muestras botánicas fue realizado con el fin de identificar 
correctamente a nivel de especie; para lo cual se seleccionó tres individuos de 
cada género los cuales poseían todas sus partes: tallo, hojas, raíces, flores y 
frutos. 
35 
 
 
Materiales: 
 
- Periódico 
- Tablas 
- Correas 
 
Procedimiento: 
 
1. Se colocaron las plantas entre las hojas de papel periódico, 
acomodándolas de tal forma que se pueda observar claramente sus raíces, 
hojas (haz y envés) y flores; repitiendo este procedimiento para cada planta 
seleccionada y colocándola una sobre otra formando una pila. 
2. Se colocó la pila en medio de dos tablas y posteriormente se sujetó con 
correas haciendo la mayor presión posible para que las plantas queden 
prensadas, tal como se muestra en la imagen 3.2. 
 
IMAGEN 3.2 PRENSADO 
 
ELABORACIÓN: Larco & Paucar 
 
3. Al día siguiente se llevó las plantas prensadas al secador del Herbario 
Nacional a 60°C por tres días, para esto se colocó las plantas en papel 
periódico entre una lámina de aluminio y dos de cartón. 
36 
 
4. Cuando las plantas estuvieron completamente secas se procedió a la 
identificación de cada especie, mediante el uso del catálogo de plantas 
vasculares del Herbario, utilizando la página web del Jardín Botánico de 
Missouri (http://tropicos.org/); y bibliografía. 
 
3.2.1.2. Recolección de perifito 
 
La recolección del perifito se realizó antes y después de la experimentación, para 
descartar el crecimiento de algas en las plantas, esta recolección se hizo al día 
siguiente del muestreo. 
 
Debido a la importancia de conservar las muestras en el mejor estado para la 
posterior experimentación, se siguió la metodología propuesta en la tesis: 
“Determinación de la presencia de algas epífitas en un ambiente tropical, el río 
Vinces (Ecuador) y su planicie de inundación Victoria y variables ambientales que 
podrían influir en su abundancia” (Guerra, 1999). 
 
Procedimiento: 
 
1. Se tamizó el agua de la laguna en la que se encontraban las plantas tres 
veces consecutivas, para retirar el exceso de sólidos suspendidos, 
sedimento y macroinvertebrados. 
 
Para Eichornia y Myriophyllum 
 
2. A continuación se colocó 16 L del agua de laguna tamizado en un 
recipiente plástico. 
3. Se colocaron cuatro plantas en la malla y se agitó dentro del agua de la 
laguna, realizando tres repeticiones. 
4. Se esperó que decante por cinco minutos antes de tomar la muestra. 
5. Con la ayuda de un gotero se tomaron cinco muestras y se colocaron en 
los tubos vacuum tainer. 
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6. Se añadió lugol para conservar las muestras, siguiendo el protocolo del 
Método Estándar en la sección 10200B.4 sobre la conservación de 
muestras. 
7. Estos tubos se envolvieron los tubos con papel aluminio para su 
conservación hasta el día de observación al microscopio. 
 
Para Typha y Schoenoplectus 
 
8. Para las plantas emergentes no se realizó un sacudimiento sino que se 
hizo un lavado de las raíces y las hojas en donde se observaba la 
presencia de algas, este lavado se hizo en 14 L de agua de laguna. 
9. Se realizó el mismo procedimiento desde el paso 4 hasta el 7. 
 
3.2.2. ACLIMACIÓN 
La aclimación se define como cambios compensatorios consecuencia de la 
exposición controlada a condiciones de laboratorio (HAPPOM, 2007). 
 
Este paso es fundamental en la experimentación porque se determinó las plantas 
con mejores características para realizar fotosíntesis de manera óptima, pues al 
someter a las plantas a un cambio brusco de condiciones naturales en la laguna 
de Yahuarcocha a condiciones controladas de laboratorio en Quito cuyas 
coordenadas son 779263 y 9976614; ocasiona estrés, necrosis e incluso 
mortandad en las plantas. En el anexo cartográfico 4 se detalla el mapa de 
ubicación política y administrativa del lugar de muestreo y experimentación. 
 
Procedimiento: 
 
1. Se colocó el agua de la laguna en cuatro recipientes separados uno 
para cada tipo de género de planta acuática, el tamaño varió 
dependiendo