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UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA 
FACULTAD DE CIENCIA ANIMAL 
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA 
TRABAJO DE GRADUACIÓN 
MANUAL DE DIAGNOSTICO CON ÉNFASIS 
EN LABORATORIO CLÍNICO 
VETERINARIO 
Autor: 
Cesar A. Gallo Lamping 
Asesor: 
Dra. Mireya Lamping Larios MSc. 
Tutor: 
Dr. Mauricio Silva Torres MSc. 
 Managua, Nicaragua. Julio, 2014. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA 
FACULTAD DE CIENCIA ANIMAL 
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA 
TRABAJO DE GRADUACIÓN 
MANUAL DE DIAGNOSTICO CON ÉNFASIS 
EN LABORATORIO CLÍNICO 
VETERINARIO 
Autor: 
Cesar A. Gallo Lamping 
Asesor: 
Dra. Mireya Lamping Larios MSc. 
Tutor: 
Dr. Mauricio Silva Torres MSc. 
 Managua, Nicaragua. Julio, 2014. 
 
 
 
 
 
 
 
Título de la Obra: 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario 
 
Autor: 
Cesar A. Gallo Lamping 
 
Tutor: 
Dr. Mauricio D. Silva Torres MSc. 
Responsable del Área Clínica 
Facultad de Ciencia Animal 
Universidad Nacional Agraria 
 
Asesor: 
Dra. Mireya S. Lamping Larios MSc. 
Responsable del Área de Ciencias Morfológicas 
Jefe del Departamento de Medicina Veterinaria 
Facultad de Ciencia Animal 
Universidad Nacional Agraria 
 
Revisores: 
Dra. Marlen Lacayo de Mora MSc. 
Directora del Laboratorio Clínico 
Centro de Diagnóstico Veterinario “Las Colinas Sur” 
 
Dr. José Antonio Sánchez Garache MSc. 
Médico Veterinario - Virólogo 
Clínica Veterinaria “Arca de Noé” 
 
Dra. Nohemí del Socorro Pineda Sáenz MSc. 
Directora del Laboratorio de Diagnostico Veterinario y 
Microbiología de los Alimentos – Ministerio de Agricultura 
y Ganadería (MAG) 
 
 
Carrera de Medicina Veterinaria - Facultad de Ciencia 
Animal - Universidad Nacional Agraria 
 
Primera Edición en Español, 2014 
 
Impreso en Managua, Nicaragua 
 
 
*Todos los derechos reservados 
 
Se propicia la amplia diseminación de este material impreso o electrónico. Sin embargo se prohíbe la modificación 
parcial o total de este material sin el consentimiento previo del autor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEDICATORIA 
 
 
 
A el Eterno Dios, por haberme dado la bendición más grande que es la vida; así como también la 
sabiduría, el entendimiento y la perseverancia necesaria para superar cada uno de los obstáculos; 
logrando así, el haber terminado mi formación profesional como Médico Veterinario. 
 
A mis Padres, Dra. Mireya S. Lamping Larios MSc. y Lic. Felipe M. Gallo Castillo por todo su amor, 
cariño, comprensión y dedicación, el haberme formado en los valores éticos y morales; así como también, 
por estar siempre a mi lado apoyándome y guiándome durante todo el camino. 
 
A mi Tutor, Dr. Mauricio D. Silva Torres MSc., al guiarme durante todo el proceso de elaboración de 
este Trabajo de Graduación, por su valiosa apoyo y consejos, principalmente por su paciencia para 
conmigo. Por compartir sus conocimientos clínicos y motivación en la importancia del Diagnóstico 
Clínico Laboratorial. 
 
En Memoria, del Dr. Otilio González Obando MSc. Q.E.P.D., Miembro Fundador de la Facultad de 
Ciencia Animal y la Carrera de Medicina Veterinaria; que con su tenacidad y empeño por el desarrollo 
de la carrera, facilito la formación de profesionales Nicaragüenses, que atendiesen la salud animal en 
nuestro país. 
 
 
Cesar Adonis Gallo Lamping 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
 
Agradezco a la Universidad Nacional Agraria, a todas las Autoridades que dirigen esta Institución; así 
como a todos y cada uno de los Docentes que me impartieron las diferentes asignaturas durante el 
desarrollo del pensum de la carrera de Medicina Veterinaria. 
 
A mi Tutor el Dr. Mauricio Silva Torres MSc. por sus conocimientos clínicos y de diagnóstico, sus 
consejos, su sinceridad, profesionalismo; así como por su disposición incondicional de enseñarme y 
conducirme durante este trayecto como profesional, hasta haber culminado este Trabajo de Graduación. 
 
De forma especial quiero agradecer a la Dra. Mireya Lamping Larios MSc., quien no solo es mi Asesora, 
sino también mi Madre, la cual es fuente de inspiración y de orgullo. Una persona dedicada y la cual me 
ha motivado siempre a seguir adelante, superando cada obstáculo que pueda presentarse; desarrollando 
en mí, fuertes valores espirituales, morales y éticos. 
 
Agradezco a mi Padre el Lic. Felipe Gallo Castillo, quien con su fuerte convicción y tenacidad, su 
profesionalismo; me sirvieron de ejemplo para ser el hombre que soy ahora. 
 
A mi novia y colega, quien me brindo siempre todo su apoyo y paciencia; una mujer incondicional y 
admirable, la cual siempre me motivo a ser cada día mejor. 
 
Un agradecimiento especial a mis Revisores la Dra. Marlen Lacayo MSc., la Dra. Nohemí Pineda MSc. 
y el Dr. Antonio Sánchez MSc.; por el tiempo que dedicaron a la revisión de este Trabajo de Culminación, 
así como los valiosos aportes, acertadas sugerencias, que permitieron fortalecer la escritura de este 
Manual. 
 
Igualmente deseo expresar, una sentida y profunda gratitud compañeros de la Universidad, quienes 
además de brindarme su amistad, me alentaron siempre a seguir adelante. 
 
A todas aquellas personas que de una u otra manera me han apoyado, les agradezco inmensamente el 
tiempo compartido, la dedicación y conocimiento que me brindaron para la culminación de este Trabajo 
de Graduación. 
 
 
Cesar Adonis Gallo Lamping 
 
 
 
 
 
INDICE 
 
 
Introducción 1 
Capitulo I. Introducción al Laboratorio Clínico Veterinario 3 
 1.1. Generalidades 3 
 1.2. Infraestructura del Laboratorio 4 
 1.3. Buenas Practicas de Laboratorio 7 
Capitulo II. Extracción, Conservación y Remisión de Muestras 20 
 2.1. Muestras de Sangre 20 
 2.2. Muestras de Orina 31 
 2.3. Muestras de Piel 36 
 2.4. Muestras de Material Fecal 37 
 2.5. Remisión de Muestras 38 
Capitulo III. Hematología en Mamíferos 40 
 3.1. Generalidades 40 
 3.2. Frotis Sanguíneo 42 
 3.2.1. Preparación del Frotis Sanguíneo 42 
 3.2.2. Tinción del Frotis Sanguíneo 45 
 3.2.3. Estudio del Frotis Teñido 48 
 3.3. Serie Roja 49 
 3.3.1. Generalidades 49 
 3.3.2. Evaluación Laboratorial de los Eritrocitos 52 
 3.3.3. Alteraciones de la Serie Roja 59 
 3.4. Serie Blanca 77 
 3.4.1. Generalidades 77 
 3.4.2. Evaluación Laboratorial de los Leucocitos 84 
 3.4.3. Interpretación de las Respuestas Leucocitarias 87 
 3.5. Trombocitos 96 
 3.5.1. Generalidades 97 
 3.5.2. Evaluación Laboratorial de los Trombocitos 98 
 3.5.3. Evaluación de las Alteraciones Plaquetarias 101 
 3.6. Proteína Plasmática 105 
 3.6.1. Generalidades 105 
 3.6.2. Determinación de Proteínas Plasmáticas 106 
 3.6.3. Alteraciones en las Proteínas Plasmáticas 107 
 3.7. Diagnóstico de Hematozoarios 108 
 3.7.1. Generalidades 108 
 3.7.2. Babesiosis 108 
 3.7.3. Anaplasmosis 112 
 3.7.4. Mycoplasmosis 115 
 3.7.5. Ehrlichiosis 117 
 3.7.6. Hepatozoonosis 118 
Capítulo IV. Urianalisis 119 
 4.1. Generalidades 119 
 4.2. Examen Físico 120 
 4.3. Examen Químico 125 
 4.3.1. Densidad 125 
 4.3.2. Concentración de Hidrogeniones (pH) 127 
 4.3.3. Proteína 129 
 4.3.4. Glucosa 131 
 4.3.5. Cuerpos Cetonicos 133 
 4.3.6. Bilirrubina 135 
 4.3.7. Urobilinogeno 137 
 4.3.8. Nitritos 138 
 4.3.9. Sangre 139 
 4.3.10. Método Semi-automatizado 142 
 4.4. Examen Microscópico del Sedimento Urinario 144 
 4.5. Interpretación de los Hallazgos del Sedimento Urinario 146 
 4.5.1. Estructuras Organizadas 146 
 4.5.2. Estructuras No Organizadas 153 
 4.5.3. Artefactos y Materiales Extraños 160 
Capítulo V. Examen de Piel 161 
 5.1. Generalidades 161 
 5.2. Identificación de Dermatofitos 163 
 5.2.1. Prueba de Fluorescencia 164 
 5.2.2. Métodode Examen Directo 165 
 5.3. Galería para la Identificación de Dermatofitos 166 
 5.4. Identificación De Ácaros 168 
 5.4.1. Especies de Ácaros 168 
 5.4.2. Métodos para Identificación de Ácaros 170 
 5.5. Galería para la Identificación de Ácaros 171 
Capítulo VI. Examen Coprológico 173 
 6.1. Generalidades 173 
 6.2. Examen Macroscópico 173 
 6.3. Prueba de Sangre Oculta en Heces 176 
 6.4. Examen Cualitativo 176 
 6.4.1. Frotis Directo 177 
 6.4.2. Métodos de Concentración 178 
 6.4.2.1. Flotación 178 
 6.4.2.2. Sedimentación 179 
 6.4.2.3. Sedimentación – Flotación 180 
 6.5. Galería para la Identificación de Huevos de Parásitos 181 
 6.6. Examen Cuantitativo 190 
Apéndice I. Valores de Referencia 193 
Glosario 199 
Literatura Consultada 208 
 
 
 
 
 
 
 
INDICE DE CUADROS 
 
Cuadro 1.1. Pictogramas de Peligro, Seguridad e Informativos 15 
Cuadro 2.1. Código de Color para Agujas Hipodérmicas y Catéter Endovenoso 28 
Cuadro 2.2. Principales Anticoagulantes y sus Características Principales 29 
Cuadro 2.3. Código de Color para Tubos Colectores de Sangre 30 
Cuadro 2.4. Cantidad de Especímenes a Muestrear Según la Población 38 
Cuadro 3.1. Composición de la Sangre 40 
Cuadro 3.2. Causas y Soluciones de las Extensiones de Mala Calidad 44 
Cuadro 3.3. Rasgos Morfológicos de Eritrocitos Normales 51 
Cuadro 3.4. Causas de Alteración del Volumen Corpuscular Medio 61 
Cuadro 3.5. Causas de Alteración de la Concentración Media de Hemoglobina Corpuscular 63 
Cuadro 3.6. Causas por Perdida de Sangre 66 
Cuadro 3.7. Causas por Destrucción Acelerada de Eritrocitos 68 
Cuadro 3.8. Causas de Eritropoyesis Reducida o Defectuosa 69 
Cuadro 3.9. Variaciones Morfológicas de los Eritrocitos y sus Causas 71 
Cuadro 3.10. Factores que Diferencian Monocitos con el Núcleo en Forma de U de los 
Neutrófilos en Banda 
83 
Cuadro 4.1. Interpretación de los Cambios de Color en la Orina 121 
Cuadro 4.2. Clasificación de las Alteraciones Urinarias teniendo en cuenta el Volumen y 
Densidad 
126 
Cuadro 4.3. Clasificación de las Proteinurias en Función de su Intensidad 131 
Cuadro 4.4. Causas de una Prueba de Sangre Oculta Positiva y su Diferenciación 140 
Cuadro 4.5. Orden y Tiempo de Lectura de los Principales Parámetros Evaluados para el Examen 
Químico de la Orina 
143 
Cuadro 4.6. Cristales en el Sedimento Urinario 154 
Cuadro 5.1. Funciones de la Piel Relacionados con la Homeostasia 161 
Cuadro 5.2. Principales Especies de Dermatofitos de los Géneros Microsporum y Trichophyton 163 
Cuadro 5.3. Caracteres Diferenciales de los Dermatofitos Comunes 164 
Cuadro 6.1. Interpretación de Color de las Heces 174 
Cuadro 6.2. Términos Cualitativos para el Grado de Infección 176 
Cuadro 6.3. Principales Parásitos en Rumiantes 181 
Cuadro 6.4. Principales Parásitos en Porcinos 184 
Cuadro 6.5. Principales Parásitos en Equinos 185 
Cuadro 6.6. Principales Parásitos en Caninos y Felinos 187 
Cuadro 6.7. Grados de Infección Dependiendo del Parasito Infectante 192 
Cuadro A1.1. Valores de Referencia Hematológicos 194 
Cuadro A1.2.1. Valores de Referencia en el Examen Físico de la Orina 195 
Cuadro A1.2.2. Valores de Referencia en el Examen Químico de la Orina 195 
Cuadro A1.2.3.1. Valores de Referencia en el Examen Microscópico del Sedimento Urinario – 
Estructuras Organizadas 
196 
Cuadro A1.2.3.2. Valores de Referencia en el Examen Microscópico del Sedimento Urinario – 
Estructuras No Organizadas 
196 
Cuadro A1.2.3.2.1. Elementos Mineraloides 197 
Cuadro A1.3. Principales Dermatofitos que Afectan a las Especies Domesticas 197 
Cuadro A1.4. Principales Ácaros que Afectan a las Especies Domesticas 198 
Cuadro A1.5. Principales Hematozoarios que Afectan a las Especies Domesticas 198 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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INTRODUCCION 
 
La Patología Clínica, Análisis Clínicos o en palabras más sencillas, el Laboratorio Clínico; no es más 
que la aplicación de los métodos de laboratorio y el uso de los resultados en la solución de los problemas 
clínicos (Medway et al. 1973). 
 
En los últimos años ha venido creciendo el uso del Laboratorio Clínico, como una herramienta de 
diagnóstico como auxilio al clínico. La correlación de los resultados de laboratorio, junto con los del 
historial clínico del paciente permiten al clínico llegar a un diagnóstico más acertado, y tomar en cuenta 
las diferentes variables, para adoptar la mejor terapia de respuesta a lo que afecta a nuestro paciente 
(Messeguer et al. 1992). 
 
Las disciplinas implicadas son variadas, pero en general incluyen todo procedimiento de laboratorio 
aplicado al estudio de las enfermedades en los seres vivos. En el diagnóstico de la enfermedad, por tanto 
el Clínico y el Patólogo Clínico deben ser considerados como una unidad (Medway et al. 1973). 
 
Es un hecho perfectamente constatado, que en los momentos actuales, el clínico no puede, o cuando 
menos no debe, prescindir del laboratorio. Si bien es cierto que una anamnesis bien hecha facilita mucho 
las cosas a la hora de emitir un diagnóstico y que el llamado “Ojo Clínico”, permite a algunos diagnosticar 
un proceso tras una somera exploración, no lo es menos, que el uso del laboratorio permite ratificar, o en 
su caso rectificar, ese diagnóstico que, tras exhaustiva exploración, el clínico había intuido. Sería un lujo 
que a veces podría pagarse con graves errores, el no tener en cuenta esa fuente tan importante de 
información que suponen los análisis clínicos (Messeguer et al. 1992). 
 
Dentro de las principales indicaciones para la realización de exámenes de laboratorio se destacan: 1) la 
confirmación de la presencia o de la causa de una enfermedad, 2) la determinación de un pronóstico más 
exacto, 3) la evaluación de las alteraciones funcionales de algún sistema orgánico, 4) la evaluación de la 
respuesta al tratamiento, 5) el monitoreo del progreso de una enfermedad, 6) la evaluación del estado 
inmunológico de un animal o de un hato (Jardon et al. 2003). 
 
Según Bush (1999), en la actualidad el uso del laboratorio clínico no se ha integrado como rutina a la 
práctica médica, debido a razones innumerables; entre las más frecuentes se pueden mencionar: 
 
1. En muchos casos no es necesario efectuar pruebas de laboratorio, ya que clínicamente se puede 
llegar al diagnóstico o solucionar el problema. 
 
2. La inexperiencia, que se traduce en un empleo mínimo o nulo del laboratorio. 
 
3. Negligencia médica, ya sea por parte de los Médicos Veterinarios o del Propietario. 
 
4. El propietario no dispone de recursos económicos. 
 
5. Los laboratorios son poco confiables si no cuentan con un Patólogo Clínico que mantenga un 
control de calidad aceptable y una interacción con los médicos. 
 
6. Entrega tardía de resultados, esta es una muy importante causa de abandono del laboratorio; para 
que los resultados sean útiles para la solución de casos, deben obtenerse en poco tiempo, en 
ocasiones en no más de 24 horas. 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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7. No hay acceso a laboratorios cercanos. Esto hace difícil la práctica de la medicina veterinaria; 
aunque desarrolla más habilidades clínicas. 
 
Las limitaciones más serias a la completa utilización de los datos de laboratorio están en la fase de 
interpretación y es esencial reconocer que tales datos solo adquieren significación cuando son 
interpretados correctamente por el clínico y el patólogo. Es por ello que para la interpretación de los 
resultados se debe estar siempre atento a la especie animal examinada teniendo en vista las distintas 
particularidades dentro de estas, desde la respuesta sistémica frente a las diferentes enfermedades, hasta 
los valores fisiológicos de referencia, considerados “normales” para cada especie (Medway etal. 1973). 
 
El Diagnóstico de Laboratorio puede y debe ejercer su papel como herramienta de diagnóstico para el 
clínico, entre tantos se debe siempre tener en mente que los exámenes complementarios deben ser 
solicitados después de un exhaustivo examen clínico del paciente y la formulación de las posibles 
hipótesis diagnósticas (Jardon et al. 2003). 
 
La falta de instrumentos para el diagnóstico será frecuentemente la barrera entre lo preciso y lo intuitivo, 
aunque también hay que considerar que el laboratorio no tiene que ser una panacea, se debe emplear 
cuando se requiera, cuando esté indicado, no cuando lo pida el propietario (Bush 1999). 
 
Es aquí donde se vislumbra la inminente necesidad, de un Libro de Texto, Manual, donde se hayan 
recopilados los Análisis Clínicos básicos, elementales, imprescindibles; que le permita al Médico 
Veterinario expandir su criterio de búsqueda de un diagnóstico acertado, y así poder proporcionar un 
pronóstico más veras y una terapia efectiva. 
 
La idea de un Libro de Texto con la temática de los Exámenes complementarios, radica en que su 
principal función sea la de un documento de apoyo y consulta rápida, para el Médico Veterinario; donde 
se plasman los Análisis Clínicos básicos que deben conocer, y como se interpretan los resultados 
obtenidos, logrando así dictaminar un diagnóstico acertado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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CAPITULO I. 
 
INTRODUCCION AL LABORATORIO CLINICO VETERINARIO 
 
“La patología clínica o medicina del laboratorio, es una frontera entre la ciencia básica y la ciencia 
aplicada” (Terres 2009). 
 
1.1. GENERALIDADES 
 
El Laboratorio Clínico es el espacio físico donde se efectúan una gran diversidad de procedimientos 
médicos, científicos, técnicos, etc., que en conjunto representan un valioso recurso de la clínica al 
documentar el estado de salud (Medicina Preventiva) o de enfermedad (Medicina Curativa). Existe una 
única razón por la que el médico veterinario envía la muestra al laboratorio, y esta es que necesita 
información para tomar decisiones adecuadas; ya que el clínico solo observa en el paciente una serie de 
manifestaciones clínicas, como signos, síntomas y/o síndromes, que no puede cuantificar por lo que 
deben ser traducidos a datos concretos (Terres 2009). 
 
Los diversos Laboratorios Clínicos, se pueden clasificar en: 
 
 Laboratorios de Referencia: laboratorio de reconocido nivel de capacitación científica y 
diagnostica en lo que concierne a una determinada enfermedad o enfermedades animales y/o a 
metodología de pruebas; incluye la capacidad para describir y evaluar los reactivos, entre otros. 
 
 Laboratorio Dependiente: aquel que desde el punto de vista institucional, patrimonial, 
administrativo, laboral, técnico, científico, presupuestal y financiero; constituye una unidad 
integral con la institución o empresa a la cual pertenece. 
 
 Laboratorio Privado: aquel que ostenta patrimonio propio e independiente, autonomía 
administrativa, presupuestal y financiera; cuenta con una dirección y orientación autónoma, y que 
presta sus servicios al público en general, a la institución o empresa que lo solicite. 
 
 Laboratorio Registrado: toda persona natural o jurídica con domicilio en el país, que ejerce la 
actividad de diagnóstico veterinario o con fines de investigación zoosanitaria. 
 
La función primordial del Laboratorio Clínico, es la de “efectuar determinaciones analíticas cualitativas 
y cuantitativas de líquidos orgánicos, como: sangre, orina, líquido cefalorraquídeo, etc.; así como heces 
y otras sustancias”. Con objetivos específicos de: Detectar enfermedades asintomáticas, Confirmar el 
diagnóstico, Establecer el pronóstico, Evaluar el tratamiento, Proporcionar información estadística-
epidemiológica, Detección, manejo y control de problemas de salud pública, entre otros. 
 
Los laboratorios de análisis clínicos, de acuerdo a sus funciones, se pueden dividir en: 
 
a. Laboratorios de Rutina o de Seguimiento: comprenden 5 departamentos básicos, como son; 
Hematología, Química Clínica, Inmunología, Microbiología Diagnostica y Parasitología Clínica. 
Estos pueden encontrarse dentro de un Hospital, Clínica o ser externos a este. 
 Laboratorios Hospitalarios, con frecuencia tiene secciones consideradas de urgencia, donde 
se realizan estudios que servirán para tomar decisiones críticas, en la atención a pacientes 
graves. 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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b. Laboratorios Especializados: en estos laboratorios se realizan estudios más sofisticados, 
utilizando tecnologías más avanzadas, las cuales requieren de instalaciones y adiestramiento 
especial del personal que las realiza. Con frecuencia estos laboratorios forman parte de programas 
de investigación. 
 
Existen múltiples cambios que pueden afectar la práctica en el laboratorio clínico, como son: El alto 
volumen de estudios que se realizan, La gran variedad de pruebas disponibles, El surgimiento rápido y 
constante de nuevas metodologías, La insuficiente preparación de recursos humanos, La escasez de 
recursos económicos, La realización de pruebas rápidas en consultorios o farmacias, El desconocimiento 
del público y la desinformación del médico sobre problemas de variabilidad biológica y variabilidad 
analítica, La interpretación incorrecta de los resultados, La toma de decisiones equivocada. 
 
1.2. INFRAESTRUCTURA DEL LABORATORIO 
 
Las instalaciones deben estar ubicadas, designadas, construidas, adaptadas y mantenidas de tal forma que 
sean apropiadas para las pruebas o técnicas de laboratorio estipuladas por el laboratorio. Es necesario 
que estas instalaciones permitan una limpieza adecuada y mantenimiento del orden, a fin de evitar la 
contaminación cruzada, polvo, suciedad y en general toda condición que pueda representar riesgo de 
contaminación. 
 
Con el objetivo de reducir al mínimo el riesgo biológico o contaminaciones cruzadas se debe contar con 
instalaciones independientes y autónomas; las cuales poseen sus propios requerimientos de diseño 
dependiendo del Nivel de Seguridad del laboratorio, fomentando siempre la Bioseguridad. Por tanto un 
tipo de clasificación para las áreas que compone un laboratorio, pueden ser el siguiente: 
 
A. Área de Recepción: es el lugar donde se realiza la recepción de los pacientes y solicitudes de 
exámenes; así como también la recepción de las muestras que envían de otros lugares, se encarga de 
la entrega de los resultados y el cobro por los servicios brindados. 
 
B. Área Administrativa: Aquella donde se realizan todas las actividades administrativas (contabilidad, 
planeación de actividades, etc.) así como el principal lugar de almacenamiento y resguardo de la 
Documentación (guías, manuales, perfil de cargos, hojas de vida y contratos, inventario, convenios, 
entre otros). 
 
C. Área de Toma de Muestras: Área donde se realiza la extracción de la muestra para el examen 
solicitado, así como todos los materiales y medios necesarios para realizar la extracción de los 
diferentes tipos de muestras. 
 
D. Área de Procesamiento de Muestras: Son las todas aquellas zonas designadas para la realización 
de los procesamientos de las diferentes muestras, equipados con los equipos, materiales, soluciones 
y reactivos necesarios para dicho fin. Según los análisis y muestra con que se trabaje, se pueden 
dividir en diferentes áreas, como son las siguientes: Hematología, Urianalisis, Microbiología, 
Bioquímica Sanguínea, Serología, Enzimología, Parasitología, Ex. Misceláneos, entre otros. 
 
E. Área de Almacenamiento: Es el área designada para el resguardo de reactivos, soluciones, 
materiales e insumos; así como también se puede designar una sección de esta área para el 
almacenamiento de los equipos defectuosos o que se les dará mantenimiento o reparación. 
 
Manual de Diagnosticocon Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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F. Área de Esterilización y Desinfección: Lugar designado para la limpieza y desinfección de los 
materiales de laboratorio, así como la esterilización y eliminación de los desechos y contaminantes. 
 
G. Áreas Accesorias: Aquellas que comprenden específicamente el Área del personal (cambio de ropa, 
almacenamiento de artículos personales, entre otros), Área de descanso del personal (sala común, 
cocina, etc.), Servicios higiénicos, Área para los artículos del personal de limpieza, Sala de Espera, 
etc. 
 
Las instalaciones también pueden clasificarse en: Áreas Principales (Área Administrativa, Área de 
Extracción de Muestras, Área de Procesamiento de Muestras, Área de Esterilización y Desinfección, 
Área de Almacenamiento) y Áreas Accesorias (Área del Personal, Área de descanso del personal, 
Servicios Higiénicos, Área de Recepción y Espera). Estas áreas poseen sus propios parámetros en cuanto 
a seguridad e instalaciones y que deben ser respetados, logrando así un mínimo de riesgo biológico, 
contaminación cruzada, y el buen funcionamiento del laboratorio en las actividades y procedimientos 
que realiza. 
 
 Áreas Principales 
 
 Instalaciones que garanticen la completa independencia del área administrativa y área de 
procesamiento y realización de análisis de laboratorio o pruebas de diagnóstico. 
 Iluminación con intensidad suficiente para la visualización del trabajo que se realice. 
 Mesones, paredes, pisos y techos deben ser lisos, y que permitan rutinas de limpieza y 
desinfección ya sea química o por aplicación de vapor. 
 Áreas identificadas apropiadamente, con señalización convencional (signos de riesgo 
biológico, acceso restringido, etc.) y designación/identificación de las áreas de acuerdo a la 
actividad que se realice. 
 El área de almacenamiento debe tener capacidad suficiente para el mantenimiento ordenado 
de materiales y productos de diversas categorías. 
 Las áreas de trabajo y almacenamiento deben permitir la ubicación lógica de los equipos y 
materiales, de tal forma que se reduzca al mínimo el riesgo de contaminación o de confusión 
entre estos. 
 Instalaciones sanitarias en cantidad y calidad suficientes para el personal de laboratorio. 
 Área de procesamiento y realización de las pruebas diagnósticas, debe contar con lavamanos 
independiente. 
 Puertas de las áreas de manejo y procesamiento de muestras, deben permanecer siempre 
cerradas y con la señalización de “Acceso Restringido a Personal No Autorizado”; así como 
señalización que no debe consumirse alimentos ni fumar. 
 Laboratorios que manejen aislamientos de microorganismos deben presentar la 
infraestructura básica de acuerdo al tipo de agente patógeno, complementada con Cabina de 
Seguridad Biológica tipo IIA. 
 
 Áreas Accesorias 
 
 Sitios para descansar, consumir alimentos o bebidas se deben encontrar dispuestos fuera de 
las zonas de trabajo y usados solo en los horarios dispuestos para ello. 
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 En las zonas de descanso no se debe usar los artículos de protección personal (gabachas, 
guantes, mascarillas o gorros, etc.) y se deben desinfectar las suelas de los zapatos empleando 
tapetes sanitarios. 
 Instalaciones destinadas al cambio de ropa y su guarda, así como también las de limpieza y 
arreglo personal deben tener fácil acceso y ser adecuadas al número de usuarios. 
 Los servicios sanitarios no deben comunicarse con las áreas principales ni de almacenamiento. 
 
Todo laboratorio, no importando el área y/o actividad que se realice, debe contar con los siguientes 
requerimientos básicos: 
 
 Iluminación adecuada y Lámparas de emergencia. 
 Techos, paredes y suelos/pisos; deben ser lisos y antideslizantes. 
 Pasillos con un espacio libre no inferior a 120 cm. 
 Mobiliario adecuado para la actividad o procedimiento que se realizan. 
 Disponer siempre de fregaderos con agua corriente, Zona de lavado (de manos y ojos). 
 Extintores y Pictogramas. 
 
Todas las áreas y las subdivisiones del laboratorio deben mantenerse ordenadas, limpias y libres de 
materiales no relacionados con el trabajo. Materiales de oficina o de limpieza, deben ser despejadas de 
las áreas de trabajo durante el desarrollo de las pruebas y ser de uso exclusivo de estas áreas. 
 
Preferiblemente se debe disponer de un suministro de electricidad y de iluminación de emergencia que 
permita salir del laboratorio en condiciones de seguridad y aún mejor si se cuenta con una planta de 
emergencia que suministre electricidad a la red 
de congeladores. 
 
 
 
1- Hematología y Química Sanguínea. 
2- Urianalisis. 
3- Parasitología. 
4- Microbiología. 
5- Análisis Misceláneos. 
6- Administración. 
7- Recepción. 
8- Área de Espera. 
9- Servicios Higiénicos. 
10- Área de Descanso del Personal. 
11- Área de Extracción de la Muestra. 
12- Área del Personal. 
13- Área de Almacenamiento. 
14- Área de Desinfección y Esterilización. 
 
S.E. = Salida de Emergencia. 
R.E. = Ruta de Evacuación. 
R.D. = Ruta de Desecho. 
 
 
Fig. 1.1. Esquema de un Laboratorio Clínico 
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1.3. BUENAS PRACTICAS DE LABORATORIO 
 
Las Buenas Prácticas de Laboratorio se definen como el conjunto de reglas, procedimientos 
operacionales, prácticas establecidas y promulgadas por determinadas organizaciones; consideradas de 
obligatorio cumplimiento para asegurar la calidad e integridad de los datos producidos en determinados 
procesos de laboratorio, con el fin de armonizar protocolos, información y documentación de los 
Procedimientos Operativos Estandarizados. 
 
Es de primordial importancia que todos los profesionales de Laboratorio conozcan: 
 
 El equipamiento del laboratorio. 
 La metodología de trabajo del laboratorio. 
 Los agentes, sustancias y productos peligrosos que existen en el laboratorio. 
 Las medidas a tomar en caso de emergencia. 
 
El Jefe de Laboratorio es responsable de velar por el cumplimiento de las normas y reglamentos que 
aseguren la protección del personal; pero todo el personal es responsable no sólo de su propia seguridad 
sino también la de sus compañeros de trabajo y el medio ambiente. 
 
Cuando ocurre un accidente es fundamental que se haga un análisis de sus causas y se adopten medidas 
correctivas para evitar su repetición. Los accidentes biológicos se producen generalmente por: Aerosoles, 
Inoculación accidental, Derrames y salpicaduras, Heridas causadas por objetos punzantes o cortantes. 
 
1.3.1. Niveles de Seguridad 
 
Los Niveles de Bioseguridad representan aquellas condiciones bajo las cuales el agente puede 
comúnmente manipularse en forma segura. Se describen cuatro niveles de bioseguridad, que constan de 
combinaciones de prácticas y técnicas de laboratorio, equipos de seguridad e instalaciones de laboratorio; 
siendo el director del laboratorio la persona específica y principal responsable de evaluar los riesgos y 
aplicar adecuadamente los niveles de bioseguridad recomendados. 
 
A. Nivel de Bioseguridad I 
 
Las prácticas, equipos de seguridad, diseño y construcción de la instalación del Nivel de Bioseguridad I 
son adecuados para laboratorios destinados a la educación o capacitación secundaria o universitaria, y 
para otros laboratorios en los cuales se trabaja con cepas definidas y caracterizadas de microorganismos 
viables que no se conocen como generadores sistemáticos de enfermedades. El Nivel de Bioseguridad I 
representa un nivel básico de contención que se basa en prácticas de bioseguridad estándar sin ninguna 
barrera primaria o secundaria especialmente recomendada. 
 
B. Nivel de Bioseguridad II 
 
Las prácticas, los equipos, el diseño y la construcción de instalaciones del Nivel de Bioseguridad II son 
aplicables a laboratorios educativos, de diagnóstico, clínicos u otroslaboratorios donde se trabaja con un 
amplio espectro de agentes de riesgo moderado que se encuentran presentes en la comunidad y asociados 
con enfermedad humana de variada gravedad. El Nivel de Bioseguridad II es adecuado cuando se trabaja 
con sangre, fluidos corporales o tejidos; siendo que los riesgos primarios del personal que trabaja con 
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Página 8 
estos agentes están relacionados con exposiciones accidentales de membranas mucosas o percutáneas, o 
ingestión de materiales infecciosos. 
 
C. Nivel de Bioseguridad III 
 
Las prácticas, equipos de seguridad y el diseño y la construcción de las instalaciones del Nivel de 
Bioseguridad III pueden aplicarse a instalaciones clínicas, de producción, investigación, educación o 
diagnóstico, donde se trabaja con agentes exóticos con potencial de transmisión respiratoria, y que 
pueden provocar una infección grave y potencialmente letal. Los riesgos primarios del personal que 
trabaja con estos agentes están asociados a la auto-inoculación, ingestión y exposición a aerosoles 
infecciosos. 
 
D. Nivel de Bioseguridad IV 
 
Las prácticas, equipos de seguridad, el diseño y la construcción de instalaciones del Nivel de 
Bioseguridad IV son aplicables al trabajo con agentes peligrosos o tóxicos que representan un alto riesgo 
individual de enfermedades que ponen en peligro la vida, y que pueden transmitirse a través de aerosoles 
y para las cuales no existen vacunas o terapias disponibles. Los riesgos principales para el personal son 
la exposición respiratoria a aerosoles infecciosos, la exposición de membranas mucosas o piel lastimada 
a gotitas infecciosas y la auto-inoculación. 
 
Por lo general, la instalación del Nivel de Bioseguridad IV es un edificio separado o una zona totalmente 
aislada con sistemas de gestión de desechos y requisitos de ventilación especializados y complejos para 
prevenir la liberación de agentes viables al medio ambiente. 
 
1.3.2. Requisitos de Documentación 
 
Son aquellos que cuentan con los procedimientos escritos y registros de todas las actividades, además de 
las relacionadas con Bioseguridad y Buenas Prácticas de Laboratorio; así como con un sistema de 
administración de la documentación donde se debe incluir un listado maestro de documentos, versiones 
actualizadas y manejo de versiones obsoletas. La documentación electrónica debe ser archivada por al 
menos un año. 
 
Entre los principales documentos con los que debe contar, se encuentran los siguientes: 
 
 Lista de Exámenes Habilitados y Autorizados para su nivel de complejidad. Ejemplo 
Patología Clínica, Parasitología, Bacteriología, Serología, Histopatología, Virología, entre 
otros. 
 Inventario de: Mobiliario, Equipos, Material de vidrio y otros materiales, Reactivos y 
diagnosticadores. 
 Manuales de: Organización y funciones, De Calidad, De Bioseguridad, Manejo de equipos, 
Toma y Transporte de muestras, De procedimientos o técnicas analíticas. 
 Libros de: Registro de pacientes, Reporte de resultados. Entrega de resultados. 
 Bibliografía de Referencia Obligatoria. 
 Convenios con Laboratorios de mayor complejidad, para derivación de muestras. 
 Hojas de vida de todo el personal. 
 Perfiles de cargo: que deben incluir los requisitos necesarios de formación, conocimiento, 
experiencia, alcance y responsabilidad. 
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 Organigrama técnico administrativo. 
 Registro de participación en actividades de capacitación y entrenamiento interno. 
 Procedimientos escritos de: Control de documentos, Manejo de registros, Formas de 
protección de la información, Tiempo de retención documental. 
 Atención de quejas y reclamos de los clientes. 
 Procedimientos de: Desinfección, Esterilización, Lavado y manejo del material de 
laboratorio, Dotación del personal, Limpieza y desinfección de áreas de trabajo, Eliminación 
de desechos; así como de Seguridad química, eléctrica, protección contra incendios y el 
empleo del material de seguridad. 
 
1.3.3. Requisitos de Personal 
 
El establecimiento y mantenimiento de las normas de Bioseguridad y Bioproteccion en un Laboratorio 
Registrado dependerá de los recursos humanos, por lo que se debe contar con suficiente personal 
calificado para que el personal pueda realizar las tareas asignadas (pruebas o técnicas). Por tanto el 
laboratorio debe contar, con lo siguiente: 
 
 Contar en la dirección científica con un Médico Veterinario o Médico Veterinario Zootecnista, 
que demuestre las condiciones de: experiencia, funciones y responsabilidades exigidas. 
 Los cargos más importantes (Dirección Técnica y Responsable Principal del Laboratorio), deben 
llenarse con personal de tiempo completo cuyas responsabilidades no pueden ser delegadas. 
 Disponer de un equipo de profesionales con formación y experiencia requeridas, con calificación 
que responda al nivel de complejidad de los análisis. 
 Los expertos deben presentar su calificación (título universitario) que los acrediten como tales y 
poseer educación científica y experiencia práctica, que les permita tener criterio profesional 
independiente; basado en la aplicación de principios científicos a los problemas prácticos que se 
les planteen en el desarrollo de sus actividades. 
 
1.3.3.1. Generalidades 
 
 Todas las personas involucradas deben comprender claramente sus responsabilidades, las 
cuales deben determinarse por escrito; además deben conocer las reglas y normas de 
Bioseguridad y Bioproteccion. 
 El laboratorio debe de contar con un número suficiente de personas con experiencia y 
calificaciones adecuadas, a las responsabilidades que se le asignen. 
 Las responsabilidades asignadas a cada persona no deben ser tan numerosas, como para 
constituir un riesgo para la calidad de los procesos y de la generación de resultados. 
 El laboratorio debe preparar un organigrama y las tareas específicas de cada individuo deben 
definirse por escrito. Las tareas solo pueden ser delegadas en personas idóneas que cumplan 
el mismo perfil de las personas a quienes están reemplazando. 
 El laboratorio debe contar con un Plan impreso de Capacitación, estas deben ser registradas y 
evaluadas; las cuales deben comprender lo siguiente: 
o El personal de laboratorio debe ser capacitado y entrenado en forma continua en las áreas 
relacionadas con su desempeño. 
o Dentro de las actividades de capacitación se deben incluir las relacionadas en materia de 
calidad, bioseguridad, bioproteccion e higiene; teniendo en cuenta las normas nacionales 
y de laboratorio que sean pertinentes. 
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Página 10 
o Durante la capacitación se deben presentar procedimientos que describan los papeles y 
responsabilidades del personal en lo relativo a las áreas de su responsabilidad, incluyendo 
higiene, bioproteccion y bioseguridad; así como acciones en caso de infracciones de las 
normas. 
 
1.3.3.2. Prácticas de Higiene 
 
 Todo personal antes de ser contratado y durante el tiempo de empleo, debe someterse a 
exámenes médicos pertinentes. 
 Si una persona presenta signos de enfermedad o sufre un accidente de trabajo con lesiones 
que puedan representar un riesgo para el mismo o para el desarrollo de su actividad, no debe 
permitírsele continuar con el trabajo hasta que la condición haya desaparecido. 
 En el laboratorio debe prohibirse: fumar, ingerir alimentos o bebidas; así como también 
mantener plantas, medicamentos personales, alimentos o bebidas. 
 Todo el personal debe recibir adiestramiento en las prácticas de higiene personal y poseer un 
alto nivel de higiene personal. 
 El personal debe vestir ropa adecuada a las labores que realiza y la disposición de esta 
dotación debe cumplir con las condiciones de lavado y desinfección de acuerdo al nivelde 
bioseguridad. 
 Personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, y preferiblemente protegido con un gorro 
desechable. 
 Mantener los elementos de protección personal en óptimas condiciones de aseo, en un lugar 
seguro y de fácil acceso. 
 No deambular con los elementos de protección personal fuera del área de trabajo. 
 Lavarse las manos al entrar al laboratorio, después de cada experimento, tras acabar la jornada 
laboral y siempre antes de abandonar el laboratorio para tomar alimentos. Se usará un jabón 
antiséptico y el secado con toallas de papel. 
 No inhalar, probar u oler productos químicos si no están etiquetadas. 
 Nunca pipetear. 
 Cerrar herméticamente los frascos de productos químicos después de utilizarlos. 
 
A. Vestimenta 
 
 Mantener las uñas recortadas y limpias. 
 Evitar peinados con copetes; si usa copete o cabello largo, recójalo y colóquese el gorro. 
 Zapatos cerrados, de piso y con suela antiderrapante. 
 Pantalón largo o falda mediana de fibra natural. 
 Evite usar mangas largas y anchas, así como colgantes; en caso de usarlas, cubrirla y sujetarla 
completamente con las mangas de la bata. 
o Ya que estas pueden engancharse en los materiales y montaje de laboratorio, y evitar que 
estén cerca de llamas o maquinas eléctricas en funcionamiento. 
 Retirar todos los accesorios personales que puedan comprender riesgos de accidentes 
(mecánicos, químicos o por fuego) como son: anillos, pulseras, collares y sombreros; si usa 
corbata, sujetarla con un pisacorbatas o introduciéndola a la camisa. 
 Llevar en todo momento la gabacha, la cual debe ser larga (a la rodilla o pantorrilla), manga 
larga, con botones y de color blanca. 
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 Página 11 
 Usar gafas de seguridad para evitar salpicaduras, los cuales deben ser de policarbonato o 
vidrio endurecido con protección lateral. 
 Utilizar guantes, sobre todo cuando se manipulan sustancias corrosivas, toxicas, material 
caliente o frio y material biológico. 
o Guantes de látex para manejar ácidos débiles y cetonas. 
o Guantes de PVC para manejar ácidos y bases débiles. 
o Guantes de neopreno para manejar ácidos y solventes alifáticos. 
o Guantes de nitrilo para manejar solventes y derivados orgánicos. 
o Guantes térmicos de algodón o asbesto (para materiales calientes y fríos). 
 Encendedor para mechero y/o cerillos. 
 Franela de algodón limpia. 
 
B. Lavado de Manos 
 
Deben ser realizados inmediato, antes y después de: 
 
 Luego de retirarse los guantes. 
 Entre diferentes procedimientos efectuados en el mismo paciente. 
 Luego de la manipulación de instrumentales o equipos, que hayan tenido contacto con 
superficies del ambiente y/o pacientes. 
 Luego de manipular sangre, fluidos corporales, secreciones, excreciones, materiales e 
instrumentos contaminados, tanto se hayan usado o no guantes. 
 
 Se debe usar: 
 
 Jabón común neutro para el lavado de manos, de preferencia líquido. 
 Jabón con detergente antimicrobiano o con agentes antisépticos en situaciones específicas 
(previo a procedimientos invasivos, unidades de alto riesgo, brotes epidemiológicos). 
 
 Técnica del Lavado de Manos: 
 
1. Subirse las mangas hasta el codo. 
2. Retirar todas las prendas, como alhajas y reloj. 
3. Mojarse las manos con agua corriente. 
4. Aplicar 3 a 5 ml de jabón líquido. 
5. Friccionar las superficies de la palma, manos y puño durante 10 a 15 segundos. 
6. Enjuagar en agua corriente de arrastre. 
7. Secar con toalla de papel, y cerrar el grifo con la toalla. 
 
1.3.4. Requisitos sobre Equipos y Materiales 
 
El laboratorio debe contar con un programa de mantenimiento y calibración de los equipos; así como 
también, contar con fichas técnicas y certificados de calibración para cada uno de los equipos empleados 
en el manejo de muestras, proceso analítico y su almacenamiento. Equipos defectuosos u obsoletos, 
deben ser eliminados de las áreas de trabajo o al menos ser identificados como “defectuosos” y/o “en 
mantenimiento”. 
 
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Página 12 
Existen ciertas reglas o normas que deben seguirse para la utilización correcta de los equipos del 
laboratorio, como son: 
 
 Inspeccionar todos los equipos antes de su utilización. 
 Limpiar los equipos después de cada uso y darle el uso adecuado a cada uno de los equipos. 
 La última persona en salir del laboratorio, debe apagar y desenchufar los equipos. 
 Elaborar plan de mantenimiento preventivo y de calibración. 
 Todo equipo que requiera reparación técnica debe ser llevado a mantenimiento, previa 
desinfección y limpieza por parte del personal encargado del mismo. 
 Equipos que estén en reparación o calibración; deben ser guardados y etiquetados. 
 
Todo ingreso de materiales (insumos, reactivos, medios de cultivo) que ingresan al laboratorio deben ser 
registrados y controlados. Reactivos y medios de cultivo, al ser preparados por el personal del 
laboratorio, deben etiquetarse indicando: Concentración, Factor de normalización, Tiempo de 
conservación, Condiciones de almacenamiento, La etiqueta debe estar firmada y fechada por la persona 
que haya preparado el reactivo. 
 
1.3.5. Requisitos sobre Bioseguridad y Bioproteccion 
 
La Organización Mundial de la Salud (OMS), define: 
 
 Bioseguridad: término para referirse a los principios, técnicas y prácticas aplicadas con el fin de 
evitar la exposición no intencional a patógenos y toxinas, o su liberación accidental. 
 
 Bioproteccion (Protección Biológica): medidas de protección de la institución y del personal 
destinadas a reducir el riesgo de pérdida, robo, uso incorrecto o liberación intencional de 
patógenos o toxinas. 
 
A. Para Ingresar al Laboratorio: 
 
 Vestimenta apropiada del Personal: 
o Usar la bata cerrada durante toda la sesión, así como guantes y tapaboca, si es necesario. 
o Uso de credencial a modo de gafete, en esta se indicara: tipo sanguíneo, alergias, 
padecimientos crónicos o uso de prótesis. 
 Portar la Bitácora de Laboratorio, la cual debe contener: 
o Información sobre los reactivos y los cálculos para preparar las soluciones que serán 
empleadas en la sesión. 
o Contar con los teléfonos de emergencia y con una tabla de los primeros auxilios; así como 
de las medidas de contingencia química más comunes. 
o Incorporar el protocolo del trabajo experimental y la lista de seguridad. 
 Revisar el estado de la mesa de trabajo, del material y de los equipos recibidos; así como 
reportar cualquier falla o irregularidad. Todo material se debe lavar y secar antes de ser usado. 
 
B. Para Permanecer en el Laboratorio: 
 
 Seguir las medidas de seguridad con los equipos, materiales y reactivos de la sesión para 
prevenir accidentes. 
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 Tomar sólo las cantidades de reactivos necesarios para el trabajo experimental, y colocarlas 
en material de vidrio limpio y seco. 
o Etiquetar y rotular todos los recipientes donde se coloquen reactivos, productos y 
residuos. 
 Mantener sólo el material requerido para la sesión sobre la mesa de trabajo. Los demás objetos 
personales o innecesarios, deben guardarse o colocarse lejos del área de trabajo. 
 Todas las fuentes de fuego o calor deben estar controladas. 
 No recibir visitas en el interior del laboratorio, evitando las distracciones. Así se pueden evitar 
accidentes. 
 
C. Al Concluir la Sesión: 
 
 Lavar el material, devolverlo limpio y seco. Retire las etiquetas de los materiales que 
contenían reactivos, productos o residuos. 
 Disponer de los residuos y reactivos no utilizados de la manera indicada por las normas. 
o Reactivos no usados no se devuelven a los frascos, mientras que los frascos de reactivos 
puros deben regresarse al almacén. Dejar limpio y seco el lugar de trabajo, colocar los bancos junto a las mesas o invertidos sobre 
éstas. 
 Antes de salir del laboratorio retirarse la bata y demás equipo de seguridad, guardándolo en 
una bolsa de plástico exclusiva para este uso. 
o La bata deberá lavarse al final de cada sesión. 
 
1.3.5.1. Reglas y Normas de Bioseguridad General 
 
 El consumo de alimentos, bebidas o tabaco, está prohibido en todas las áreas de laboratorios 
o en los accesos de vestidores. De igual forma, está prohibido el pipeteo con la boca, la 
aplicación de maquillaje, o la manipulación de lentes de contacto. 
 Familiarización con los elementos de seguridad disponibles. 
 Evitar el trabajo en el laboratorio de una sola persona. 
 Señalización de las salidas de emergencia, elementos de primeros auxilios. 
 Localizar salidas principales y de emergencia, extintores, duchas de seguridad, etc. 
 
Los procedimientos realizados dentro del laboratorio deben atender a la reducción de riesgos en 
bioseguridad relacionados con: 
 
 Reducción de formación de aerosoles en la centrífuga. 
 Manejo de líquidos contaminados. 
 Las superficies se deben desinfectar como mínimo una vez al día, con desinfectantes que 
garanticen la inactivación de los microorganismos. 
o Al iniciar y finalizar una actividad, e inmediatamente después de ocurrir una 
contaminación accidental. 
o Todas las superficies se deben limpiar y desinfectar con paños humedecidos, cuyo 
material sea de mínima liberación de partículas. No se debe permitir el uso de ceras 
escobas ni aspiradoras. 
 Una vez sufrido o detectado un accidente relacionado con derrames y/o exposiciones de 
materiales infecciosos, se debe impedir que el área contaminada se extienda: 
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Página 14 
o Primero se debe dar aviso al personal presente y solicitar ayuda si la ropa ha sido expuesta. 
El operario expuesto no debe retirarse del sitio del accidente hasta ser asistido por personal 
debidamente protegido. 
o Comunicar al responsable del laboratorio, quien debe mantener el registro escrito de los 
accidentes e incidentes. 
o Aplicar sobre el líquido derramado un bloque de toallas de papel para que el líquido sea 
absorbido por capilaridad. Cuando el bloque empiece a humedecerse externamente, 
retirarlo en bolsas rojas. 
o Una vez reducido el derrame, retirar el par externo de guantes, usar un segundo par nuevo 
y aplicar hipoclorito de sodio (5000 p.p.m.) empleando un paño, procurando no ampliar 
el área contaminada. 
o El proceso de desinfección y limpieza de las áreas afectadas, de las ropas y del exterior 
de las bolsas rojas, debe completarse antes de reiniciar el uso del área. 
 Dentro de las medidas de contingencia se debe contemplar: 
o Manejo de emergencias. 
o Manejo de accidentes de trabajo, de accidentes biológicos. 
o Medidas de emergencia en caso de catástrofes naturales, incendios, inundaciones, etc. 
o Rutas de evacuación y números telefónicos de las autoridades de policía, bomberos, 
ambulancias, cuerpos de rescate; deben estar disponibles todo el tiempo. 
 El sistema de protección contra incendios y emergencias eléctricas, duchas para casos de 
urgencia y equipo para el lavado de los ojos deben ser conocidos por todo el personal, y su 
uso debe limitarse solo a los casos reales o los ejercicios de simulacros dirigidos. 
 En caso de requerirse primeros auxilios, se debe disponer de un sitio apropiado para tal fin, el 
cual debe estar equipado con un botiquín básico. 
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Cuadro 1.1. Pictogramas de Peligro, Seguridad e Informativos 
 
Símbolo Descripción Símbolo Descripción 
 
Uso Obligatorio de Gabacha 
 
Uso Obligatorio de Guantes 
 
Símbolo de Prohibido Fumar 
 
Lavaojos de Emergencia 
 
Símbolo de Prohibido Generar Llama 
Abierta e Introducir Objetos 
Incandescentes 
 
Ducha de Emergencia 
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Símbolo de Prohibido el Paso a Personal 
No Autorizado 
 
Botiquín de Primeros 
Auxilios 
 
Advertencia de Riesgo Eléctrico 
 
Salida de Emergencia 
 
Advertencia de Riesgo Biológico 
 
Ruta de Evacuación 
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Indicación General de Precaución 
 
Precaución, Materiales 
Inflamables y Combustibles 
 
Precaución, Sustancia Toxica 
 
Precaución, Materiales 
Oxidantes 
 
Precaución, Sustancias Corrosivas 
 
Precaución, Materiales con 
Riesgo de Explosión 
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1.3.5.2. Manipulación de Desechos 
 
Los profesionales y demás operarios generadores del material contaminado, deben responsabilizarse de 
la desinfección de los recipientes contenedores o del propio material en la fuente; evitando algún otro 
peligro biológico (químico o físico) para quienes realizan las operaciones de eliminación inmediata o 
quienes entran en contacto con los objetos o materiales desechados fuera del recinto del laboratorio. 
 
El sistema de identificación y separación del material infeccioso y sus recipientes siguen las normas 
nacionales e internacionales, teniendo en cuenta las siguientes categorías: 
 
A. Objetos cortopunzantes contaminados (infecciosos) 
 
Objetos tales como agujas hipodérmicas, bisturís, cuchillas, vidrio roto; se recogerán siempre en 
recipientes a prueba de perforación dotados de tapa y deben ser tratados como material infeccioso. Los 
recipientes de eliminación de objetos cortantes y punzantes deben ser resistentes a la perforación y solo 
se deben llenar en sus ¾ partes, para después colocarlos en el recipiente de “Desechos Infecciosos” y 
esterilizarlos en la autoclave. 
 
 Las agujas hipodérmicas no se deben volver a tapar, cortar ni retirar de las jeringuillas desechables 
después de utilizarlas; el conjunto completo debe colocarse en un recipiente de eliminación. 
 
B. Desechos no contaminados o no infecciosos 
 
Aquellos que se pueden reutilizar, reciclar o eliminar como “Basura Común”. Deben ser dispuestos en 
bolsas negras, si se van a desechar en la ruta de basuras de uso doméstico o en bolsas verdes si su destino 
es el reciclaje. 
 
C. Material contaminado reutilizable 
 
Es el destinado al tratamiento en autoclave para que después pueda lavarse y volverse a utilizar o a 
reciclar. No se efectúa limpieza alguna de ningún material contaminado (potencialmente infeccioso) que 
vaya a ser tratado en autoclave y reutilizado; cualquier limpieza o reparación se debe realizar siempre 
después del paso por autoclave o la desinfección. 
 
D. Material contaminado, Anatomopatológicos y Biosanitarios 
 
Se consideran Desechos Anatomopatológicos los animales, órganos, tejidos o fluidos potencialmente 
contaminados; mientras que los Desechos Biosanitarios son aquellos materiales (gasas, toallas de papel, 
algodón, etc.) en contacto con fluidos orgánicos como sangre, suero, plasma, líquido cefalorraquídeo, 
entre otros. Estos serán dispuestos en bolsas rojas bien identificados y rotulados con el “Símbolo de 
Peligro Biológico”, pasados por autoclave y posteriormente su eliminación. 
 
 Procedimientos de Manipulación, Eliminación y Desechos Contaminados: 
 
 Todo material potencialmente contaminado, se debe disponer en bolsas plásticas de color rojo, 
que resistan el tratamiento en autoclave; debidamente identificadas y rotuladas como peligro 
biológico. 
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 Después de pasar por autoclave, el material se puede colocar en recipientes apropiados para 
ser transportados por la ruta biosanitaria o ser llevados al horno de crenación autorizado. 
 Material procedente deactividades relacionadas con el manejo de microorganismos de riesgo 
biológico, no debe desecharse en fregaderos o vertederos, ni siquiera después de haber sido 
descontaminado. 
 En cada puesto de trabajo deben colocarse recipientes irrompibles, tarros o cubetas 
identificados para desechos. Estos recipientes para desechos deben ser descontaminados y 
lavados antes de su reutilización. 
 
 Manejo de Sustancias Infecciosas: 
 
 Deben existir procedimientos escritos para el ingreso y salida de muestras potencialmente 
patógenas; así como los registros de su divulgación al personal responsable de esta actividad. 
 Salida de recipientes o muestras que contengan material infeccioso deben ser autorizadas por 
el responsable. 
 Transporte de sustancias infecciosas se debe hacer en envases cerrados, envueltas en material 
impregnado con un desinfectante, colocadas en un recipiente con tapa de rosca, y con el signo 
de riesgo biológico (sin identificar expresamente el agente infeccioso); adicionalmente deben 
ir dentro de otro recipiente de igual característica e igualmente rotulada con el signo de peligro 
biológico, con los nombres y direcciones remitentes de los responsables del envío y del 
destinatario. 
 
1.3.5.3. Prevención y Manejo de Accidentes 
 
 Utilizar en forma sistemática guantes plásticos o de látex en procedimientos que conlleven 
manipulación de elementos biológicos y cuando se maneje instrumental o equipo 
contaminado en la atención de muestras. 
 El personal se debe abstener de tocar con las manos enguantadas alguna parte de su cuerpo y 
de manipular objetos diferentes a los requeridos durante el procedimiento. 
 Emplear mascarilla y protectores oculares durante procedimientos que puedan generar 
salpicaduras o gotitas aerosoles, incluso delantal si fuese necesario. 
 Manejar con estricta precaución los elementos corto-punzantes y desechar en los recipientes 
ubicados en los lugares adecuados, deben estar firmemente sujetos. Nunca cambiar elementos 
corto-punzantes de un recipiente a otro. 
 Heridas y cortes, si se han producido en el laboratorio, deben ser comunicados al responsable, 
quien lo debe registrar haciendo constar todas las circunstancias relacionadas. Las heridas y 
cortes deben ser convenientemente vendados y después es imprescindible usar doble 
protección de guantes. 
 En caso de ruptura del material de vidrio contaminado con sangre u otro líquido corporal los 
vidrios se deben recoger con escoba y recogedor; nunca con las manos. 
 En caso de derrame o contaminación accidental de sangre u otros líquidos corporales sobre 
superficies de trabajo, se procede de la siguiente manera: 
o Cubrir con papel u otro material absorbente. 
o Esparcir hipoclorito de sodio a 5000 ppm o cualquier solución microbicida siguiendo las 
instrucciones del fabricante para su uso; luego repetir la misma operación. 
o Realizar limpieza con agua y jabón. 
o El personal encargado de realizar dicho procedimiento debe utilizar guantes, mascarilla. 
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CAPITULO II. 
 
EXTRACCION, CONSERVACION Y REMISION DE MUESTRAS 
 
“La muestra seleccionada para el laboratorio debe ser representativa del padecimiento” Coffin 
(1952). 
 
2.1. MUESTRAS DE SANGRE 
 
De una muestra de sangre pueden efectuarse distintas pruebas: 
 
 Hematológico 
 Bioquímico 
 Bacteriológico 
 Serológico 
 Parasitológico 
 Toxicológico 
 
Para la realización de estos análisis pueden utilizarse 3 tipos de muestras: 
 
 Sangre Entera: Recogida con anticoagulante. Se debe mantener refrigerada (4ºc), pudiendo 
conservarse un máximo de 24-48 h según las pruebas a realizar. El tubo se llena 2/3 partes, se 
homogeniza invirtiendo el tubo suavemente 5-10 veces. 
 
 Plasma: Se obtiene por centrifugación de la sangre recogida con anticoagulante, 
aproximadamente a 3000 r.p.m. durante 10 a 15 minutos. 
 
 Suero: Se recoge sin anticoagulante y se deja coagular hasta la retracción del coagulo, en posición 
de 30º (30 min. – 1 hora). 
 
El almacenamiento del suero o del plasma ha de hacerse a bajas temperaturas y durante periodos de 
tiempo cortos; en general se recomiendan temperaturas de 4ºc durante 2 o 3 días y de -20ºc cuando la 
muestra deba conservarse por más tiempo (Messeguer et al. 1992). 
 
La sangre recién extraída, debe dejarse reposar de 10 a 15 minutos a temperatura ambiente, antes de ser 
refrigerada. En este periodo de tiempo se puede realizar el extendido sanguíneo si es necesario, para así 
evitar la deformación o modificación de las células; una vez realizado se fija con metanol. En los Análisis 
Hematológicos, lo mejor es realizar las pruebas en un lapso aproximado de 5-6 horas. 
 
2.1.1. Métodos de Recogida de Sangre 
 
La obtención de una muestra en buenas condiciones dependerá de la asepsia, la sujeción del paciente, la 
técnica para la extracción de sangre; así como también la manipulación y remisión de la muestra. Por 
estas razones se deben seguir ciertas normas básicas, como son las siguientes: 
 
a. Usar agujas, jeringas, recipientes; bien limpios y secos. 
b. Utilizar los métodos de sujeción apropiados según la especie animal con la que se trabaje. 
c. No producir estasis prolongado en la vena. 
d. No absorber la sangre con mucha rapidez, dejando que la sangre se deslice suave y lentamente. 
e. No sacudir bruscamente la sangre una vez extraída. 
f. Mantenerla en refrigeración. 
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La cantidad de sangre que se puede extraer a un animal sin riesgo del mismo, varía en función de su 
tamaño o peso; así como también en dependencia a de la técnica que vaya a realizarse. 
 
Medway et al. (1973), sugieren a titulo orientativo las siguientes cifras, para la cantidad de sangre que se 
puede extraer por especie: 
 
 Bovinos: 3.5 – 5 ml. 
 Equinos: 4 – 5 ml. 
 Ovinos, Caprinos: 3 ml. 
 Porcinos: 3 – 4 ml. 
 Caninos de talla grande: 3 ml. 
 Caninos de talla media y pequeña, Felinos: 1 – 2 ml. 
 
2.1.1.1. Punción Cutánea 
 
Se lleva a cabo cuando se necesita solo una pequeña cantidad de sangre; la cual se realiza de la siguiente 
manera: 
 
1. La zona que tenga abundancia de pelo, se rasura con unas tijeras y se desinfecta la piel con alcohol 
al 70º; dejándolo evaporar antes de realizar la punción. 
2. Pinchar rápidamente con una lanceta, aguja de disección histológica o aguja hipodérmica de bisel 
afilado, previamente esterilizada. 
3. Despreciar la primera gota de sangre, y recoger las siguientes. Si la sangre no fluye 
espontáneamente, no se debe presionar ya que puede producir modificaciones en los elementos 
formes de la sangre. 
 
El lugar de elección para la punción cutánea es la oreja en la mayoría de las especies animales (Bovinos, 
Ovinos, Caprinos, Equinos, Porcinos, Caninos, Felinos, Conejos); aunque también puede realizarse a 
nivel del belfo superior (Equinos), en el hocico o incluso en los pulpejos (Caninos) (Messeguer 1999). 
 
2.1.1.2. Punción Venosa 
 
Esta técnica es empleada cuando se necesita recoger un mayor volumen de sangre; aunque sea un 
procedimiento que requiere más material y resulta más complejo, debe tener en cuenta lo siguiente: 
 
1. Agujas deben tener bisel corto y bien afilado, el calibre será el máximo posible en relación con 
el grosor de la vena. 
2. El material empleado debe estar estéril, o utilizar material desechable. 
3. Si el animal posee mucho pelo, lo mejor es recortarlo con el fin de apreciar mejor la vena a 
puncionar; desinfectándose siempre la zona de punción. 
4. Realizar presión digital o por medio de un torniquete, por encima de donde se va a realizar la 
extracción. Una vez introducida la aguja en la vena, se elimina la presión, y dejar que la sangre 
fluya; ya sea por presión venosa positiva o aspirando con ayuda del embolo de la jeringa, evitando 
crear espuma o la hemolisis. 
5. Terminadala extracción se retira la aguja, ejerciendo presión digital sobre el lugar de punción, 
para evitar la formación de hematomas. 
 
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McCurnin (1987) describe diferentes técnicas que pueden ser empleadas para la venopunción en las 
diferentes especies domesticas; sigue como a continuación se cita: 
 
A. En Caninos 
 
 Sitios de Venopunción: Vena Cefálica, Vena Yugular y en menos frecuente la Vena Safena. 
 
a. Vena Cefálica: se localiza en la parte craneal del miembro anterior (por razones estéticas no es 
conveniente cortar el pelo sobre el sitio de punción, sin embargo en 
animales de pelo largo es necesario). Se desinfecta el área a 
puncionar con alcohol al 70%. 
 
 Si se punciona la Vena Cefálica derecha, el asistente se 
colocara a la izquierda del animal y ubicar su brazo izquierdo 
bajo la barbilla del animal, para limitar el movimiento de la 
cabeza. 
 Con la mano derecha el asistente toma el miembro anterior 
derecho, por la porción distal de la articulación del codo. Con 
el pulgar, ocluye la vena y la hace girar, para ubicarla en la 
superficie del miembro estirado. 
o Si no se cuenta con un asistente, se puede utilizar un 
torniquete colocado en la porción distal de la articulación 
del codo. 
 La persona que extrae la muestra, toma el miembro anterior del 
animal y coloca a lo largo de la vena. 
 La aguja se introduce en la vena en un ángulo de 20º, en un solo movimiento. Con un suave 
tirón del embolo permitiendo que la sangre fluya dentro de la jeringa. 
 Una vez extraída la sangre necesaria, se procede a liberar el torniquete o presión digital. La 
aguja es retirada rápidamente y se aplica presión digital al lugar de la punción, en forma 
simultánea para evitar hemorragias o formación de hematomas. 
 
b. Vena Yugular: Es utilizada cuando el animal es pequeño. 
 
 El asistente inmoviliza al animal en posición decúbito esternal, 
extendiéndole la cabeza y cuello; con una leve rotación de la 
cabeza permite una mejor observación de la vena. 
 La persona que ejecuta la venopunción, coloca el pulgar en el 
surco yugular a la altura del encuentro, lo que producirá la 
hinchazón de la vena. 
 La punción, se realiza insertando la aguja dentro de la vena 
yugular en dirección craneal. 
 
 El calibre y longitud de la aguja hipodérmica varía en dependencia del 
tamaño del animal, pero a titulo orientativo se puede usar: 
 
 Perros Pequeños: Longitud ½ pulgada; Calibre 25. 
 Perros Medianos: Longitud ¾ pulgada; Calibre 22. 
 Perros Grandes: Longitud 1 pulgada; Calibre 20 o 21. 
Fig. 2.1. Extracción a través 
de la V. Cefálica - Caninos 
Fig. 2.2. Extracción a través 
de la V. Yugular - Caninos 
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B. En Felinos 
 
 Sitios de Venopunción: Vena Yugular, Vena Femoral, Vena 
Safena o Vena Cefálica. 
 
El procedimiento para venopunción en la Vena Cefálica y Vena 
Yugular es igual a la descrita en caninos. 
 
 El calibre y longitud de la aguja hipodérmica varía en 
dependencia del tamaño del animal, pero a titulo orientativo se 
puede usar: 
 
 Vena Yugular, Vena Safena, o Vena Cefálica: Longitud 1 pulgada; Calibre 25. 
 Vena Femoral: Longitud ½ pulgada; Calibre 27. 
 
 
 
C. En Equinos 
 
 Sitios de Venopunción: Vena Yugular. 
 
Con la cabeza hacia arriba y a un lado, utilizando el opuesto para extraer la sangre. Luego de limpiar el 
sitio de venopunción con alcohol 70%. 
 
 La vena se ocluye con presión digital en el surco 
yugular. Con la otra mano, se introduce una aguja 
adherida a la jeringa; con un movimiento firme en 
un ángulo de 45º a 90º. 
 Una vez que la vena ha sido penetrada se coloca la 
aguja hacia arriba o hacia abajo hasta la base. Con 
la vena ocluida, se aspira la cantidad de sangre 
necesaria. 
 Luego de extraer la sangre, se retira la aguja y se 
aplica una ligera presión digital sobre el sitio de 
punción. 
Fig. 2.3. Extracción a través de 
la V. Cefálica - Felinos 
Fig. 2.4. Extracción a través de la V. Femoral - Felinos Fig. 2.5. Extracción a través de la 
V. Yugular - Felinos 
Fig. 2.6. Extracción a través de la 
V. Yugular - Equinos 
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 Se debe puncionar la vena yugular derecha, para no perforar accidentalmente el esófago; ya que este 
corre próximo al surco yugular del lado izquierdo (McCurnin 1987). 
 
 El calibre y longitud de la aguja hipodérmica varía en dependencia del tamaño del animal, pero a 
titulo orientativo se puede usar: 
 
 Longitud 1 ½ pulgadas; Calibre 18. 
 
D. En Bovinos 
 
 Sitios de Venopunción: Vena Yugular o Vena Coccígea 
Ventral. 
 
a. Vena Yugular: La técnica es igual a la descrita en Equinos; 
con la única diferencia de que puede usarse una aguja 
hipodérmica adherida a una jeringa, o ya sea solamente la 
aguja hipodérmica. 
 
 
 
b. Vena Coccígea Ventral: otro sitio común de venopunción en 
bovinos. 
 
 Con una mano se dobla la cola del animal, hacia arriba a la altura 
de la base; y el sitio de punción se limpia con alcohol a 70%. 
 Con la mano libre se sostiene y se inserta la aguja, en un ángulo de 
90º con respecto a la piel; entre los arcos hemáticos de las vértebras 
coccígeas 4ª a 7ª. 
 
 
 
 El calibre y longitud de la aguja hipodérmica varía en dependencia del tamaño del animal, pero a 
titulo orientativo se puede usar: 
 
 Vena Yugular: Longitud 2 a 3 pulgadas; Calibre 14 o 16. 
 Vena Coccígea Ventral: Longitud 1 a 1 ½ pulgadas; Calibre 18 a 20. 
 
E. En Ovinos & Caprinos 
 
a) Ovinos 
 
 Sitios de Venopunción: Vena Yugular. 
 
Es importante estirar el cuello hacia un lado para facilitar la visualización y punción de la vena. Puede 
realizarse por 2 métodos: 
 
 
 
Fig. 2.7. Extracción a través de la 
V. Yugular - Bovinos 
Fig. 2.8. Extracción a través de la 
V. Coccígea Ventral - Bovinos 
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Método A: 
 
 Se sienta al animal, sobre sus cuartos traseros; y la persona que practica la venopunción, 
coloca una rodilla en el suelo, y estira el cuello de la oveja, sobre el muslo de la otra pierna. 
 La cabeza de la oveja se sostiene con el brazo utilizado para realizar la punción. 
 La mano libre, se utiliza para ocluir la vena yugular, en u ángulo de 20º respecto a la piel; y 
se inserta la aguja en el surco yugular. 
 
Método B: 
 
 Con la oveja en pie, se hace retrocede hacia un rincón. La persona que recolecta la muestra 
estirara el cuello, sosteniendo la cabeza de la oveja hacia un lado con el mismo brazo que 
realiza la punción. 
 La otra mano se utiliza para ocluir la vena; y se realiza la punción como ya ha sido descrita. 
 
 El calibre y longitud de la aguja hipodérmica varía en dependencia del tamaño del animal, pero a 
titulo orientativo se puede usar: 
 
 Longitud 1 a 1 ½ pulgadas; Calibre 18 a 20. 
 
b) Caprinos 
 
 Sitios de Venopunción: Vena Cefálica o Vena Yugular. 
 
El procedimiento para venopunción yugular, es igual al que se describió para los bovinos; mientras que 
para la venopunción en la vena cefálica, es igual a la descrita en caninos. 
 
 El calibre y longitud de la aguja hipodérmica varía en dependencia del tamaño del animal, pero a 
titulo orientativo se puede usar: 
 
 Vena Yugular: Longitud 1 a 1 ½ pulgada; Calibre 18 a 20. 
 Vena Cefálica: Longitud 1 pulgada; Calibre 20 o 21. 
 
F. En Porcinos 
 
 Sitios de Venopunción: Vena Cava Anterior o Vena de la Oreja. 
 
a. Vena Cava Anterior: Debido a que tanto el nervio frénico como el conducto torácico están 
próximos a la vena yugular exterior del lado izquierdo, se prefiere utilizar la vena cava anterior 
ubicada a la derecha. (McCurnin; 1987) 
 
 Los lechones pueden ser inmovilizados en posición decúbitodorsal, con la cabeza totalmente 
extendida y los miembros anteriores totalmente estirados hacia atrás (Fig. 1.10.). Los animales 
adultos se inmovilizan por medio de un lazatrompas, con la cabeza colocada en línea recta respecto 
al cuerpo y ligeramente elevada. 
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 La punción se realiza en la fosa yugular derecha, en 
una depresión lateral a la proyección anterior del 
esternón. 
 La aguja adherida a la jeringa, se inserta 
perpendicular al plano del cuello y hacia el hombro 
izquierdo. La punción se realiza craneal al primer par 
de costillas, evitando perforar la cavidad pleural. 
 La aguja se debe insertar en toda su longitud, lo que 
hará que pase a través de la vena, por lo que se retira 
en forma gradual al mismo tiempo que se crea un leve 
vacío con la jeringa. 
 La extracción de la aguja debe ser lenta, para dar tiempo a que la sangre recorra todo el largo 
de la aguja y llegue a la jeringa. 
 Cuando la sangre llegue a la jeringa, se detiene la extracción de la aguja, hasta obtener la 
sangre necesaria. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
b. Vena de la Oreja: Esta vena solo se utiliza para extraer pequeñas muestras, ya que una presión 
negativa sostenida sobre la jeringa, provocara un colapso de la pared de la vena. 
 
 Mientras el animal es sujetado con un lazatrompas, la 
vena se ocluye con un hule resistente o unas pinzas de 
mandíbula grandes forradas con hule, alrededor de la 
base de la oreja. 
 Con una mano se sujeta la punta de la oreja, mientras 
que con la otra se sostiene una aguja adherida a una 
jeringa. 
 La aguja se inserta dentro de la vena, al mismo tiempo 
que se ejerce un leve vacío en la jeringa, y se extrae la 
cantidad necesaria. 
 
 
Fig. 2.10. Extracción a través de 
la V. Cava Anterior - Porcinos 
Fig. 2.9. Posición en Decúbito Dorsal 
Fig. 2.11. Extracción a través de la 
V. de la Oreja - Porcinos 
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 El calibre y longitud de la aguja hipodérmica varía en dependencia del tamaño del animal, pero a 
titulo orientativo se puede usar: 
 
 Vena Cava Anterior: 
 Cerdos hasta 11.5 kg: Calibre 20; Longitud 1 pulgada. 
 Cerdos entre 11.25 a 22.5 kg: Calibre 18; Longitud 1 ½ pulgadas. 
 Cerdos entre 22.5 a 56.5 kg: Calibre 17 a 18; Longitud 2 pulgadas. 
 Cerdos hasta 117 kg: Calibre 17 a 18; Longitud 2 ½ pulgadas. 
 Cerdos de Mayor Peso: Longitud 3 a 5 pulgadas. 
 
 Vena de la Oreja: 
 Aguja Hipodérmica: Calibre 18 a 20; Longitud 1 a 1 ½ pulgadas. 
 Scalp (Mariposa o Mariposilla): Calibre 19 o 21. 
 
2.1.2.3. Punción Cardiaca 
 
Esta técnica es utilizada para obtener volúmenes de sangre suficiente de pequeñas especies como; conejo, 
cobayo, rata, etc.; sin que incurra en riesgo para el animal. Utilizando las medidas de asepsia conocidas 
y seguridad correspondientes a la especie con la que se trabaje; se procede a realizar la punción utilizando 
jeringas de 1 ml con agujas de calibre 27 x ½ pulgadas. 
 
Para puncionar al animal, se tumba sobre el lado derecho; se palpa con los dedos el choque de la punta 
del corazón y se introduce la aguja a través del espacio intercostal correspondiente a la máxima intensidad 
del choque. La punción se realiza en 2 tiempos; la primera fase en que se perfora la piel, músculos y 
serosas hasta llegar al pericardio, momento en que se notaran las contracciones cardiacas transmitidas a 
través de la aguja; en ese instante, se empuja la aguja introduciéndola en la cavidad cardiaca (Messeguer 
et al. 1992). 
 
2.1.2. Muestra para el Diagnostico de Hematozoarios 
 
La sangre circulante tomada de una Vena Yugular o Cefálica no es satisfactoria, salvo en infecciones 
fuertes, porque hay una gran 
“dilución” de células infectadas. 
Las Cel. Hemáticas Infestadas 
son más pesadas y tienen 
tendencia a permanecer adherido 
a los pequeños vasos; por esto las 
muestras de sangre tomadas por 
Punción Capilar Periférica tiene 
más posibilidades de Diagnostico 
(Medway et al. 1973). 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 2.12. Toma de Muestra 
Capilar, para el Diagnostico de Hematozoarios. Foto por E. Benavides 
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Las Células parasitadas se lisan más rápidamente, por esto una muestra de más de 3 horas de recolectada, 
a pesar de haber sido refrigerada puede dar falsos negativos. No se justifica enviar sangre para 
Diagnostico de Hematozoarios cuando esta durara más de 6 horas en llegar al laboratorio (Mora 2009). 
 
Para mejorar la posibilidad de Diagnostico de Hematozoarios se debe realizar un Frotis Sanguíneo al 
momento de la toma de muestra, preferiblemente utilizando sangre por Punción Capilar. Se realiza un 
Frotis delgado y secado al aire, garantizando la permanencia de las Células Parasitadas; se preparan 2 
frotis por muestra, se identifican y empacan en papel bond separados por palillos. 
 
Las láminas con los Frotis no se incluyen dentro de la caja con las muestras que van refrigeradas, ya que 
la humedad los desprende. Se debe proteger entre 2 cartones y dentro de un sobre, con toda la información 
pertinente (Mora 2009). 
 
Cuadro 2.1. Código de Color para Agujas Hipodérmicas y Catéter Endovenoso 
 
Código de Color Calibre - Aguja Hipodérmica Código de Color Calibre – Catéter EV 
Verde claro 14 G Naranja 14 
Olivo 15 G Gris 16 
Blanco 16 G Blanco 17 
Rojo violeta 17 G Verde 18 
Rosa 18 G Rosa/Lila 20 
Marfil/Beige 19 G Azul/Celeste 22 
Amarillo 20 G Rojo 24 
Verde 21 G Morado/Violeta 26 
Negro 22 G 
 
Azul claro 23 G 
Violeta/Purpura medio 24 G 
Naranja 25 G 
Marrón/Café 26 G 
Gris medio 27 G 
Verde-Azul 28 G 
Rojo 29 G 
Amarillo claro 30 G 
Fuente: Agujas Hipodérmicas – Terumo Europe
 
2.1.3. Sustancias Anticoagulantes 
 
Incluso con el mejor anticoagulante puede producirse cambios que inducen 
a error si no se guardan las debidas precauciones. Las extensiones de 
sangre han de realizarse inmediatamente y en caso contrario, la muestra se 
conservara a 4ºC. Las muestras de sangre recogidas con anticoagulante y 
mantenida en nevera debe ser cuidadosamente homogenizadas por 
inversión repetida y lenta del tubo antes de su empleo; además que las 
muestras alcancen la temperatura ambiente antes de iniciar su análisis 
(Messeguer et al. 1992). 
 
Fig. 2.13. Tubos Colectores de 
Sangre 
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Cuadro 2.2. Principales Anticoagulantes y sus Características Principales 
 
Anticoagulante 
Concentración 
Optima 
Preparación de los Tubos Ventajas Desventajas 
Mezcla de Oxalatos 
Amónico y 
Potásico 
2 mg/ml de 
sangre 
0.5 ml en un tubo, colocarlo 
en una estufa hasta su total 
desecación. Esto es suficiente 
para 5 ml de sangre 
No altera los Hematíes 
Después de la 1ª hora, se produce 
cariorrexis y graves cambios 
leucocitarios 
Interfiere las determinaciones de 
potasio, amonio, urea y fosfatasa 
alcalina 
Es venenoso; por lo que no puede 
utilizarse para transfusiones 
Mezcla de Oxalato 
Potásico y 
Fluoruro Sódico 
1 mg/ml de 
sangre 
-- 
Recomendado en análisis 
de Glucemia 
No debe usarse cuando se valora la 
Glucosa o Urea por procedimientos 
enzimáticos 
Es venenoso; por lo que no puede 
utilizarse para transfusiones 
Citrato Sódico 1 parte de anticoagulante por 9 partes de sangre 
Idóneo para los estudios 
de coagulación 
Puede usarse para 
transfusión 
Interfiere con varias pruebas 
bioquímicas 
Previene la coagulación por pocas 
horas, arruga las células 
Heparina 
0.1–0.2 mg/ml 
de sangre 
0.1 ml de sol. al 0.75% en un 
tubo y dejar evaporar hasta su 
desecación; o 1 gota de 
heparina comercial. Esto es 
suficiente para 5 ml de sangre 
Preserva la sangre por 10 
– 12 horas 
Se aconseja para el 
estudio del valor de 
hematocrito 
Se emplea cuando senecesita plasma para 
determinaciones de 
Calcio, Sodio y Urea 
Al emplearse en dosis demasiado 
altas, disminuye la apetencia 
tintorial de los Leucocitos 
La coagulación no se evita, sino que 
solo se retrasa 10-12 horas 
Ácido Etilen 
Diamino 
Tetracético 
(EDTA) 
 
1–2 mg/ml de 
sangre 
Colocar en un tubo, 0.5 ml de 
sol. al 1% y dejar evaporar; o 
bien 1 gota de sol. al 10%. 
Esto es suficiente para 5 ml de 
sangre 
Preserva bien la sangre en 
refrigeración por 24 
horas, o a temp. ambiente 
por 6 horas 
Concentraciones mayores de 2 
mg/ml, provoca una salida de agua 
de los hematíes, y reduce el valor de 
hematocrito, produciendo también 
vacuolizacion de los neutrófilos 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 30 
Conserva bien las células 
y sus características, 
usado en todas los 
exámenes hematológicos 
Evita la formación de 
agregados plaquetarios, y 
es el mejor para el 
recuento de trombocitos 
Fuente: Messeguer et al. (1992); Jardon (2003) 
 
 
Cuadro 2.3. Código de Color para Tubos Colectores de Sangre 
 
Código de 
Color 
Aditivo Mezclado Área de Uso 
Dorado Rojo 
Activador de coagulación y 
gel separador 
5 
Bioquímica (suero). También como tubo de rutina, diagnóstico de 
enfermedades infecciosas en suero. Formación del coagulo en 30 minutos. 
Rojo/Teja 
Activador de coagulación 
con silicón 
0/5 
Bioquímica (suero). También como tubo de rutina, diagnóstico de 
enfermedades infecciosas en suero. Formación del coagulo en 60 minutos. 
Azul real 
 Activador de 
coagulación (plástico) 
 EDTAK2 (plástico) 
8 
Pruebas de elementos traza, toxicología y determinaciones en química 
nutricional. 
Verde Heparina de sodio / litio 8 Bioquímica (plasma) 
Gris 
Oxalato de potasio y Floruro 
de sodio 
8 Glucosa 
Lila 
 EDTAK3 líquido 
(vidrio) 
 EDTAK2 (adherido por 
aspersión) 
8 Hematología. También usado en inmunohematologia. 
Azul claro 
Citrato de sodio 
amortiguado 
3-4 Determinaciones de coagulación. 
Fuente: Guía de Tubos BD Vacutainer para Recolección Venosa (2012) 
 
 
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2.2. MUESTRAS DE ORINA 
 
El análisis de orina se hace de una sola muestra, por tanto debe recogerse asépticamente en recipientes 
estériles. La mejor muestra es la primera de la mañana, ya que contiene la concentración máxima de 
todos los constituyentes y es la más estandarizada. Los exámenes validos son los realizados en muestras 
de no más de 2 horas de recogida; si se tarda más, la muestra debe ser refrigerada nunca congelada, entre 
4ºc y 7ºc, y retrasarse el Urianalisis hasta 12 horas; o se añadirá algún conservante (Messeguer et al. 
1992). 
 
 Conservantes 
 
 Formol 40%: 1 gota por cada 2.5 ml. Aceptable para el análisis del sedimento; interfiere en las 
pruebas de azucares reductores. 
 Alcohol Metílico o Etílico al 95%: 50% de orina + 50% de alcohol. Estos pueden preservar la 
orina durante 2 días, salvo para las determinaciones de cetonas. 
 Merthiolate (Ácido Etil-Mercurio Tio Salicílico): 10 mg / litro de orina. 
 
Según Messeguer et al. (1992) cuanto más tiempo tarde en realizarse el examen, menos fiable será; ya 
que pueden producirse: 
 
 Lisis de Eritrocitos. 
 Degeneración de Leucocitos y Cilindros. 
 Proliferación bacteriana. 
 Alcalinización del pH. 
 Evaporación de Cetonas. 
 Metabolización de la Glucosa. 
 Oxidación de los Pigmentos Biliares. 
 
 Orinas con pH alcalino, bacterias abundantes y pocos leucocitos indican contaminación de la muestra 
por mal almacenamiento. 
 
2.2.1. Métodos de Recogida de Orina 
 
2.2.1.1. Micción Espontanea 
 
Se realiza durante el curso de la micción del animal y se recoge a mitad 
de esta, desechando la primera y última parte de la micción. Este 
procedimiento carece de riesgos y lo puede realizar el propietario; sin embargo 
el paciente no siempre orina cuando quiere la persona que va a recoger la 
muestra. 
 
Las desventajas consisten en que la muestra puede contaminarse de con células, bacterias y detritus 
localizados en la uretra distal, en el tracto genital y en la piel y pelo (Radostits et al. 2002). 
 
2.2.1.2. Cistocentesis 
 
Consiste en la inserción de una aguja en la vejiga urinaria, a través de la pared abdominal para obtener 
una muestra de orina no contaminada; es una técnica sencilla cuando se puede palpar la vejiga. Se prepara 
Fig. 2.14. Micción Espontanea 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 32 
el área rasurando el pelo y realizando un lavado con desinfección del área a puncionar. Posteriormente 
se realiza empleando una aguja de 22 G x 1” o 1 ½”, usando jeringas de 10 a 12 ml. 
 
El procedimiento se puede realizar en decúbito lateral o dorsal; cualquiera sea la posición del animal, es 
recomendable insertar la aguja a través de la pared ventral o ventrolateral con el fin de minimizar el 
riesgo de traumatizar los uréteres y los grandes vasos abdominales. La aguja se dirige en dirección 
cráneo-caudal, en un ángulo de 45º; de tal forma que se cree un tracto oblicuo que proporcione un sellado 
eficaz tras extraer la aguja (Radostits et al. 2002). 
 
A. Cistocentesis Lateral 
 
Se coloca al animal en decúbito lateral o en estación, y se palpa la vejiga. A continuación se inmoviliza 
la vejiga dorsal y caudalmente, con la mano libre cuando está en decúbito lateral, Si se encuentra en 
estación, se fija presionándola lateral y caudalmente para 
fijarla. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Se inserta la aguja a través de la piel ventrolateral del abdomen, a través de la cavidad abdominal y de la 
pared vesical, angulando en sentido caudomedial y aspirando la orina con la jeringa. 
 
Si se extrae sangre o no se obtiene orina, hay que retirar la 
aguja completamente; no es recomendable intentar dirigir de 
nuevo la aguja dentro de la cavidad abdominal, sino que hay 
que reemplazarla y hacer un segundo intento. Si el resultado 
no es satisfactorio, no debe hacerse más intentos, sino hasta 
transcurridas algunas horas (Radostits et al. 2002). 
 
 
 
 
 
 
Fig. 2.15. Cistocentesis Lateral, en Decúbito Lateral 
Fig. 2.16. Cistocentesis Lateral, en Estación. 
Tomado de Radostits et al. (2002) 
Fig. 2.17. Inserción de la Aguja a través 
de la Piel, Ventrolateral del Abdomen 
 Fig. 2.18. Extracción de Orina 
a través de Cistocentesis 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 33 
B. Cistocentesis Ventral 
 
Se coloca al animal en decúbito dorsal; una vez inmovilizado el paciente se procede a palpar la vejiga 
para determinar su tamaño y localización. La vejiga se 
estabiliza y coloca cerca de la pared abdominal ventral, 
comprimiendo el abdomen craneal con la mano libre. 
 
En perras, gatas y gatos; la aguja se inserta en el 
abdomen, manteniéndola sobre la línea media. En 
perros, la aguja se inserta lateral al prepucio; con el fin 
de evitar el hueso peneano. A continuación la orina se 
procede a aspirar como ya se ha descrito. 
 
 Complicaciones y Contraindicaciones de la 
Cistocentesis (Radostits et al. 2002). 
 
 Complicaciones: Hematuria y Laceración de la vejiga y asas intestinales. 
 
 Contraindicaciones: No poder palpar ni inmovilizar la vejiga porque contenga muy poca orina; 
que el animal se resista a ser inmovilizado y a que se palpe el abdomen. 
 
2.2.1.3. Sondaje o Cateterización 
 
Se recurre para obtener una muestra de orina cando la Cistocentesis no ha tenido éxito o está 
contraindicada, para liberar una obstrucción uretral o dejar una sonda vesical permanente. Las posibles 
complicaciones del sondaje uretral son: el traumatismo y la infección. 
 
Al realizar este procedimiento hay que tener especial atención a la asepsia y aplicar una técnica suave; 
para ello se rasura el pelo alrededor del prepucio o vulva, se limpia con gasas impregnadas en yodo 
povidonao clorhexidina el área circundante. Se utilizan guantes estériles para mantener la asepsia y 
manipular la sonda. Se usan sondas estériles (conservadas en soluciones antisépticas), teniendo cuidado 
porque las bacterias pueden invadir el tracto urinario transportados por la sonda o catéter. 
 
Con el fin de minimizar el traumatismo y malestar del paciente, poner en la sonda y en el especulo, 
anestésico local especialmente diseñado para procesos urológicos. Se estima la longitud de sonda 
necesaria para alcanzar el cuello de la vejiga desde el meato 
uretral externo y se marca con un rotulador o un trozo de 
esparadrapo, evitando así la excesiva introducción de sonda en 
la vejiga. 
 
Se recoge la orina sobre recipientes estériles, desechando los 
primeros mililitros de orina, ya que pueden estar contaminados 
con bacterias, detritus y células procedentes de la uretra distal 
y tracto genital; a continuación se deposita en el recipiente, 
tapando herméticamente y etiquetándolo. 
 
 
 
Fig. 2.19. Cistocentesis Ventral. Tomado 
de Radostits et al. (2002) 
 
Fig. 2.20. Estimación de la 
Longitud de la Sonda Urinaria. Tomado de Radostits et al. (2002) 
 
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Página 34 
A. En Caninos 
 
a. Machos: Sondas de Nylon flexible, el diámetro varía según la talla del animal (2, 2.6 y 3.3 mm). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
b. Hembras: Sondas metálicas rectas o con ligera curvatura en la punta, 2 mm de diámetro x 30 cm 
de longitud. Se usa un especulo vaginal y un foco luminoso. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Precauciones: No confundir el orifico uretral con la fosa del clítoris; nunca forzar, ya que puede 
producir heridas y hemorragias. 
 
B. En Felinos 
 
a. Machos: Sondas de 1 o 1.3 mm de diámetro. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 2.21. Inserción de la 
Sonda Urinaria a través del Pene – Caninos. Tomado 
de Radostits et al. (2002) 
 
Fig. 2.22. Extracción de Orina a través de Sondaje 
Urinario – Caninos 
Fig. 2.23. Inserción de la Sonda Urinaria 
a través de la Vulva – Caninos. Tomado 
de Radostits et al. (2002) 
 
Fig. 2.24. Colocación 
del Pene, para la 
Inserción de la 
Sonda Urinaria – 
Felinos. Tomado de 
Radostits et al. (2002) 
 
Fig. 2.25. Inserción de la Sonda Urinaria 
- Felinos. Tomado de Radostits et al. (2002) 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 35 
b. Hembras: Requiere anestesia general y anestésicos locales en Sprays sobre la vulva. 
 
C. En Equinos 
 
a. Machos: Sondas plásticas de 8 a 10 mm de diámetro x 1 m de longitud. Se exterioriza el pene del 
saco prepucial, con ayuda de drogas ataráxicas se provocan relajación de los músculos retractores 
del pene. Se introduce la sonda por la uretra hasta el borde del isquion; después se actúa vía rectal, 
controlando la entrada de la sonda a la vejiga. 
 
b. Hembras: Catéter metálico de 40 cm de longitud y con ayuda de un especulo. 
 
D. En Bovinos 
 
a. Machos: Sondas de 2 mm de diámetro por 1 m de longitud, de polietileno con extremos 
redondeados. Se emplearan drogas ataráxicas que bloqueen el nervio pudendo y que relajen los 
músculos retractores del pene. 
 
b. Hembras: No confundir el orificio uretral con el Divertículo Suburetral; para ello se introduce 
una mano en la vagina y se localiza el divertículo introduciendo un dedo en él, luego se localiza 
el orificio uretral y se introduce el catéter. 
 
E. En Ovinos & Caprinos 
 
a. Machos: No se cateteriza; por la dificultad de la extracción del pene. 
 
b. Hembras: No se cateteriza; la presencia del Divertículo Suburetral hace virtualmente imposible 
dirigir el catéter hacia el orificio uretral. 
 
F. En Porcinos 
 
a. Machos: No se cateteriza; por la dificultad de la extracción del pene. 
 
b. Hembras: Introducimos el catéter con ayuda de los dedos índice y medio; localizamos la fosa 
praeputialis con el índice y con el dedo medio el orificio uretral. 
 
2.2.1.4. Recogida de Orina de 24 horas 
 
Messeguer et al. (1992) describe que para la recogida de orina de 24 horas, se emplean jaulas metabólicas 
(jaulas metálicas, con rejillas o malla de alambre como suelo), que permiten el paso de la orina, pero no 
el de las heces. Estas jaulas son usadas para fines como: 
 
 Evaluar el volumen de orina de un animal durante 24 horas. 
 Para determinar la eliminación de algún metabolito. 
 Para verificar el estado de la función renal en la eliminación de algún fármaco. 
 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 36 
 
2.3. MUESTRAS DE PIEL 
 
2.3.1. Raspado Cutáneo 
 
El éxito del examen al microscopio dependerá del cuidado que se tenga en la selección de los pelos y 
raspaduras de piel. Las lesiones de desarrollo reciente poseen más probabilidades que las lesiones 
antiguas. La periferia de la lesión es una fuente más rica que el centro de la misma (Coffin 1952). 
 
Para la realización del raspaje y colectar la muestra; existen 3 niveles cuya profundidad dependerá del 
diagnóstico presuntivo: 
 
 Superficial: si se sospecha de Dermatofitos o 
Ácaros viviendo en la superficie como 
Cheyletiella sp. 
 
 Ligeramente Profundo: si se sospechan de 
Ácaros que excavan en la epidermis 
(Sarcoptes y Psoroptes). 
 
 Profundo: si se sospecha de Ácaros Foliculares 
como el Demódex. Los raspados cutáneos 
profundos son marcados por sangrado capilar. 
 
Según Locke et al. (1999) existe gran debate entre dermatólogos respecto a qué medio de montaje es 
preferible para el examen de raspados de piel; la elección es entre Aceite Mineral (Parafina Liquida) e 
Hidróxido de Potasio (KOH): 
 
 Aceite Mineral (Parafina Liquida): permite un examen inmediato de los portaobjetos con la 
muestra y la identificación de ácaros vivos; la desventaja es que no aclara el detritus. 
 
 Hidróxido de Potasio (KOH): con KOH al 10% se consigue buena separación de queratinocitos 
y limpieza del material, pero es caustico y mata los ácaros. Concentraciones más bajas, como al 
6% por ejemplo, no son letales para los ácaros. Su desventaja también es que requiere de por lo 
menos media hora para que ejerza su acción, o puede acelerarse usando calor. 
 
2.3.1.1. Técnica 
 
El borde de la hoja es sumergida en aceite mineral o solución clarificante (Hidróxido de Potasio 10%); 
la cual es sostenida entre el pulgar y el segundo dedo, de modo que el índice quede libre para que actué 
como guarda, previniendo daños a la piel o estructuras adyacentes. 
 
Ejercer presión sobre la piel, raspando en la periferia de la lesión y a lo largo de la piel manteniendo la 
hoja perpendicular a la superficie de la piel. Raspar en dirección del crecimiento del pelo, facilita la 
colección de la muestra. Un método que permite mayor probabilidades de encontrar algún espécimen en 
las muestra, es el raspaje de múltiples zonas afectadas. El material recogido puede depositarse 
directamente sobre un portaobjeto o en un tubo en caso de que se hayan recolectado grandes cantidades 
(Coffin 1952). 
Fig. 2.26. Raspado Cutáneo. Tomado de 
Colombini (2005) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 37 
2.4. MUESTRAS DE MATERIAL FECAL 
 
2.4.1. Extracción De La Muestra 
 
La muestra debe ser fresca y estar libre de piedras, tierra o cualquier otro contaminante. La extracción se 
debe tomar directamente del recto manteniendo la asepsia. La extracción de materia fecal varía en 
dependencia de la especie animal, pero de manera general se extrae 
directamente del recto. En caso de no poder colectar la muestra de forma 
directa, se puede tomar del suelo, asegurándonos que pertenezca al 
paciente en cuestión, sean frescas y estén libres de contaminantes hasta 
donde sea posibles (Vignau et al. 2005). 
 
En especies mayores con ayuda de guantes para extraer directamente la 
muestra. En especies menores a través deltermómetro rectal, cucharilla 
rectal o hisopos largos; si bien la cantidad de heces que se obtiene con 
ellas es pequeña, es apenas suficiente para un examen directo. 
 
La forma más adecuada para tomar la muestra en especies menores; es utilizando un 
escobillón. Se introduce el hisopo en el recto, y se rota; luego se retira e introduce en un 
tubo de ensayo. 
 Si se utiliza un escobillón de algodón común, se debe mantener la humedad del 
escobillón en el tubo, con 1 o 2 ml de sol. salina fisiológica estéril. 
 
 
 
 
 
 
La cantidad de materia fecal que se recomienda colectar es de 2-5 g en pequeños animales, mientras que 
en grandes animales no debe ser inferior a 10 g; sin embargo la cantidad dependerá del tipo de prueba(s) 
a realizar (Zarate 2007). 
 
La cantidad de animales a muestrear dependerá de la población total; se deberá escoger de forma al azar 
entre animales sanos, enfermos y sospechosos. 
 
2.4.2. Conservación y Consideraciones De La Muestra 
 
Los conservadores pueden ser físicos o químicos. Los medios físicos de conservación, son las 
temperaturas bajas. Ejemplo: 
 
 4ºC: muchos estadios parasitarios pueden ser preservados al menos por dos meses con un 
desarrollo mínimo. 
 10ºC: es la temperatura del refrigerador, las muestras así conservadas podrán examinarse 24 y 
hasta 48 horas después de evacuadas, en el caso de heces diarreicas éstas deberán examinarse en 
un lapso no mayor de una hora. 
 
Conviene procesar el material fresco sin demoras, aunque puede mantenerse en refrigeración un lapso 
variable que dependerá de los parásitos a buscar. Algunas formas de protozoos mueren o se alteran 
rápidamente a temperatura ambiente y los huevos de algunos helmintos pueden eclosionar en horas si no 
se refrigeran (Vignau et al. 2005). 
Fig. 2.28. Cucharilla Rectal. 
Tomado de Sixtos/Virbac (2011?) 
Fig. 2.27. Extracción de Muestra 
Fecal. Tomado de Sixtos/Virbac (2011?) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 38 
Los medios químicos permiten la conservación de las muestras por más tiempo, sin correr el riesgo de 
que las formas parásitas se deformen o destruyan. Las muestras se pueden conservar indefinidamente en 
formalina al 10% (1 parte de heces 9 partes de formalina). La solución al 5% se recomienda para 
muestras, en las que se sospecha que contengan quistes de protozoarios (Zarate 2007). 
 
2.5. REMISIÓN DE MUESTRAS 
 
La calidad y utilidad de los Análisis de Laboratorio depende en gran medida, de la forma como se tomen 
y manejen las muestras antes de llegar al Laboratorio. Los esfuerzos que se hacen para tomar y transportar 
muestras de sitios muy lejanos, con frecuencia se pierden, ya sea porque la muestra no es la adecuada 
para el examen que se solicita, o porque la muestra está deteriorada o simplemente porque la 
identificación que se le dio, se ha perdido (Mora 2009). 
 
2.5.1. Identificación de la Muestra 
 
Una vez recolectada la muestra, se empacara y enviara al laboratorio, cada muestra debe estar 
debidamente identificada, tanto en el envase de la Muestra como en la Hoja de Remisión. 
 
La Hoja de Remisión debe contener los siguientes datos: 
 
 Datos del Propietario: Nombre, Teléfono/Celular, Dirección. 
 Datos del Médico Veterinario Remitente: Nombre, Teléfono/Celular. 
 Datos del Paciente: Identificación, Especie, Raza, Sexo, Edad. 
 Datos de la Muestra: Fecha, Hora, Método de Recogida, Conservante utilizado (si se usó). 
 Historia Clínica 
 Diagnostico Presuntivo 
 Estudio o Examen Solicitado 
 Firma de: Propietario y/o Médico Veterinario Remitente. 
 
Toda la información recolectada se resguardara en bolsas selladas individualmente y rotuladas con 
marcador permanente en la cara externa de la bolsa. Las muestras colectadas en bolsas pueden rotularse 
directamente con marcadores. 
 
Cuadro 2.4. Cantidad de Especímenes a Muestrear Según la Población 
 
Población Total de Animales Cantidad de Animales Muestrear 
1-10 Todas 
11-25 Al menos 10 
26-100 Al menos 20 
101-200 Al menos 30 
200 a mas Al menos el 15% 
500 a mas Al menos el 10% 
Fuente: Zarate (2007) 
 
2.5.2. Transporte de la Muestra 
 
Como norma general lo ideal es que las muestras lleguen al laboratorio lo antes posible. 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 39 
2.5.2.1. Transporte de Muestras Refrigeradas 
 
Coffin (1952) recomienda que al empacar las muestras que deben ser enviadas 
refrigeradas, debe tenerse en cuenta lo siguiente: 
 
 Estar seguro que las muestras estén identificadas con marcador resistente 
al agua. 
 Utilizar caja de poroplast o termo, proporcional al tamaño o número de 
muestras a enviar. 
 Evitar que los envases entren en contacto directo con el hielo. Cuando se 
use bloques de hielo mezclarlos con aserrín o cascarilla; o coloque las 
muestras dentro de una bolsa plástica. 
 Cuando se utilice bolsas de gel refrigerante, se debe envolver las muestras 
en papel periódico y colocarlos en bolsas plásticas, y así enviarlos en el 
termo. 
 
2.5.2.2. Transporte de Muestras No Refrigeradas 
 
Cuando la muestra puede llegar al laboratorio en menos de 4 horas o que la muestra no requiera 
refrigeración, las muestras se pueden transportar a temperatura ambiente, en un lugar fresco, protegidos 
de los rayos directos de la luz y el sol, evitando las vibraciones (Messeguer et al. 1992). 
 
2.5.3. Envió de la Muestra 
 
Para el manejo de las muestras se utilizan diversos tipos de recipientes; ya sean bolsas de polietileno, 
envases plásticos o de vidrio con tapas 
herméticas; el material no debe ser nunca 
contaminado con tierra, agua u orina. 
 
Su envió puede ser por aire, a través del 
agua o por tierra; utilizando variedad de 
transportes, dependiendo de la distancia 
del lugar donde se tomó la muestra hasta 
el lugar del laboratorio. 
 
Según Coffin (1952) las muestras deben ser bien empacadas, bajo los siguientes requisitos: 
 
 Colocar en recipientes dobles (2 cajas o una caja y bolsas de plástico), ya que mejora el 
aislamiento y aumenta la resistencia del recipiente. 
 Cada muestra debe ser enviada en recipientes individuales, entre cada muestra debe haber un 
material que amortigüe los golpes y que absorba la humedad (aserrín, papel o viruta). 
 La caja externa debe ser cerrada de tal forma que todas las esquinas y tapas queden selladas con 
cinta adhesiva, aumentando así la resistencia del recipiente. 
 Los datos y/u Hojas de Remisión, deben estar en el exterior de la caja, protegidos. 
 Colocar en la envoltura del empaque que contiene las muestras, con claridad y legible: 
“MATERIAL DE FACIL COMPOSICION PARA ANALISIS”, “MANEJESE CON 
CUIDADO”, “FRAGIL”. 
 
Fig. 2.29. Envio de Muestras 
Fig. 2.30. Diferentes Empaques para Envio de Muestras 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 40 
CAPITULO III. 
 
HEMATOLOGIA EN MAMIFEROS 
 
3.1. GENERALIDADES 
 
La sangre hace de 6-8% del peso corporal, la cual está compuesta de células (eritrocitos, leucocitos, 
plaquetas) que circulan en un líquido denominado plasma. Los eritrocitos o glóbulos rojos son los más 
numerosos, habiendo varios millones/mm3 de sangre; dependiendo de la especie, los eritrocitos pueden 
representar de un cuarto hasta la mitad del volumen sanguíneo total. Las plaquetas son el segundo tipo 
celular más numeroso con valores desde 100,000/mm3 en caballos a varios cientos de miles por mm3 en 
otras especies. El número total de leucocitos o glóbulos blancos es muy inferior a los de los eritrocitos o 
plaquetas, variando de 5,000/mm3 a aproximadamente 20,000/mm3; la proporción de tipos de leucocitos 
puede variar dependiendo de la especie, siendo los neutrófilos el tipo de leucocito más numeroso en los 
carnívoros y los linfocitos el más numeroso en los rumiantes (Meyer y Harvey 2007). 
 
El plasma consiste principalmente en agua que contiene aproximadamente6-88 g/dl de proteínas 
plasmáticas y 1,5 g/dl de sales inorgánicas, lípidos, carbohidratos, hormonas y vitaminas. El plasma se 
obtiene tomando la sangre con anticoagulante, seguido de una centrifugación; si se toma la muestra sin 
anticoagulante, el líquido que se obtiene tras la centrifugación se denomina suero (Meyer y Harvey 2007). 
 
Cuadro 3.1. Composición de la Sangre 
 
Componentes 
Celulares o 
Morfológicos 
Eritrocitos 
Leucocitos 
Neutrófilos 
Eosinofilos 
Basófilos 
Monocitos 
Linfocitos 
Trombocitos 
Células varias Infrecuentes en la sangre, como: 
 Células Retículo-endoteliales 
 Megacariocitos 
 Núcleos expulsados de los eritrocitos 
 Partículas del citoplasma de los eritrocitos 
 Leucocitos degenerantes 
Contenido del Plasma: 
 Agua 91-92% 
 Solidos 8-9% 
Componentes Orgánicos 
de los sólidos 
Proteínas (7%): se incluyen los anticuerpos y 
factores de coagulación 
Substancias nitrogenadas, grasas neutras, 
fosfolípidos, colesterol, glucosa, enzimas, 
hormonas 
Componentes Inorgánicos 
de los sólidos (0.9%) 
Na, Ca, K, Mg, P, I, Fe, Cu, HCO3 
Fuente: Medway et al. (1973) 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 41 
 
La sangre circulante está en contacto directo con todas las células del organismo y se ocupa de mantener 
la constancia del medio interno corporal a través de las siguientes funciones: Transporte de substratos, 
metabolitos, hormonas y otros productos; Defensiva e inmunológica, Hemostasia, Mantenimiento de las 
presiones osmóticas y coloidosmoticas, y nivel de hidrogeniones; y la Homeostasis calórica en los 
animales homeotermos. 
 
Messeguer et al. (1992) describe que el estudio de la sangre no solo reviste de importancia para el 
diagnóstico de los trastornos de la misma; sino que en la mayoría de las enfermedades generales y 
orgánicas existen alteraciones que pueden resultar de interés diagnóstico y pronóstico. 
 
En Hematología el principal análisis o examen que se realiza, es la Biometría Hemática Completa o el 
Hemograma; siendo este la determinación cuantitativa y cualitativa de los diferentes componentes de la 
sangre, como son: los Eritrocitos, Leucocitos y Plaquetas, además de otros componentes como el Plasma 
y las Proteínas Plasmáticas. 
 
Las diferentes técnicas que se realizan en el examen de la Biometría Hemática Completa, son las 
siguientes: 
 
 Serie Roja: Determinación de Hematocrito, Determinación de Hemoglobina, Recuento Total de 
Eritrocitos y los Índices Eritrocitarios. 
 Serie Blanca: Recuento Total de Leucocitos y Leucograma 
 Serie Plaquetar: Recuento Total de Plaquetas 
 Determinación de Proteínas Plasmáticas 
Fig. 3.1. Esquema de la Hematopoyesis 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 42 
En el Hemograma, también se realizan otras determinaciones o evaluaciones, como son: la Evaluación 
Morfológica de las diferentes células sanguíneas (eritrocitos, leucocitos, plaquetas) y la valoración del 
cambio de color en la columna de plasma. Así también puede realizarse de forma complementaria el 
Diagnostico de Hematozoarios durante la evaluación del frotis sanguíneo. 
 
3.2. FROTIS SANGUINEO 
 
El Frotis Sanguíneo permite el estudio cualitativo de los diferentes componentes sanguíneos, ya sea por 
cambios morfológicos (eritrocitos, leucocitos y/o plaquetas), inclusiones intra o extracelular de parásitos 
o bacterias sanguíneas; así como también la estimación de recuentos indirecto de las plaquetas, y la 
valoración de la formula diferencial de leucocitos. 
 
La sangre debe ser fresca, recién obtenida y en lo posible evitarse realizar frotis de sangre con 
anticoagulante; pues la más fina morfología de las células resalta en sangre sin anticoagulante, mientras 
que la mayoría de anticoagulantes tienden a distorsionar las células. En caso que no pueda evitarse usar 
sangre con anticoagulante, debe tenerse en consideración las características de los diferentes 
anticoagulantes. 
 
Medway et al. (1973) citan algunas situaciones que pueden darse en la tinción de las células sanguíneas, 
según el anticoagulante: 
 
 Sangre con EDTA: dará una película de sangre bastante buena, si el frotis se preparan en el 
término de 1 hora. 
 Sangre con Heparina: produce un halo purpura en torno de todas las células y perdida de una clara 
tinción de las estructuras citoplasmáticas. 
 Sangre con Citrato utilizado solo con fines especiales (estudios de coagulación o hemostasia), 
pero nunca como anticoagulante rutinario. Toda solución que diluye la sangre no sirve para 
conteo de corpúsculos sanguíneos. 
 Sangre con Oxalato: altera la reacción del citoplasma a los colorantes, genera Basofilia y produce 
artefactos en el núcleo, que en las células mononucleares aparece como hendeduras. 
 
3.2.1. Preparación del Frotis Sanguíneo 
 
Coffin (1952), Benjamin (1962) y Medway, et al. (1973) citan 2 diferentes métodos para la realización 
del frotis sanguíneo, los cuales no han sufrido modificaciones hasta la actualidad; pero hay características 
de cada método que ha provocado, una predilección del Método del Portaobjetos sobre el Método de 
Cubreobjetos. 
 
Los portaobjetos y cubreobjetos que se utilicen, deben estar limpios y exentos de grasa, sin rayas ni otras 
señales. Conservarse sumergidos en alcohol 95%, secando con papel o lienzo exento de hilachas antes 
de su uso; los portaobjetos y cubreobjetos deben manipularse por los bordes, para que no se manchen. 
 
 Método del Portaobjetos: la preparación es más fácil de hacer, y es una mejor opción para su 
realización en campo, pero si no se realiza apropiadamente no da resultados satisfactorios. 
Portaobjetos de 1x3”, de bordes biselados, esmerilados. 
 
 Método del Cubreobjetos: permite una mejor distribución de las células en frotis; sin embargo al 
ser tan pequeñas y frágiles, son difíciles de manipular y limpiar. Cubreobjetos de 22x22 mm. 
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3.2.1.1. Método del Portaobjetos 
 
1. Una vez homogenizada la muestra, se toma sangre con un capilar o un aplicador. 
2. Se deposita una gota pequeña sobre un extremo del portaobjetos para frotis, el cual debe descansar 
en una superficie plana. 
3. Se apoya el extremo del portaobjeto extensor sobre la superficie del portaobjetos para frotis, y 
por delante de la gota de sangre. 
4. Se hace retroceder el portaobjetos extensor hacia la gota de sangre, sin separarlo de la superficie 
del portaobjetos para frotis. 
5. Una vez el portaobjetos extensor haya hecho contacto con la sangre, se inclinara, de modo que 
ambos formen un ángulo de 30-45 grados. 
6. Cuando la sangre haya corrido 
por capilaridad, se procede a la 
extensión. 
7. Con un movimiento rápido, 
continuo y uniforme, se 
extiende el portaobjetos 
extensor hacia delante, 
cubriendo 2/3 del portaobjetos 
para frotis. 
8. Séquese rápidamente 
moviéndolo en el aire; pero 
nunca aplicar calor ni soplar. 
 Lentitud del secado 
producirá cambios 
morfológicos en los 
eritrocitos (acantocitos). 
 
 Una extensión delgada es esencial para la buena observación de la morfología celular; aunque esto 
dependerá del tamaño de la gota de sangre, el ángulo que formen ambos portaobjetos y de la rapidez 
con que se deslice el portaobjetos extensor. 
 
3.2.1.2. Método del Cubreobjetos 
 
1. Una vez homogenizada la muestra se toma sangre 
con un capilar o un aplicador. 
2. Se deposita una gota de sangre en el centro de un 
cubreobjetos. 
3. Colóquese con suavidad el segundo cubreobjetos 
diagonalmente sobre el primero, y la sangre se 
extenderá por capilaridad. 
4. Una vez se haya extendido casi por completo, se 
desliza un cubreobjetos de manera uniforme en 
dirección paralela a la superficie de contacto, hasta 
separarlos. 
 Nodebe ejercerse tracción transversal a la superficie de contacto, para evitar que queden 
lagunas en el frotis. 
5. Séquese rápidamente moviéndolo en el aire. 
 
Fig. 3.2. Método del Portaobjetos. Tomado de Meyer y Harvey (2007) 
Fig. 3.3. Método del Cubreobjetos. Tomado de Meyer 
y Harvey (2007) 
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3.2.1.3. Principales Defectos de una Extensión Sanguínea 
 
Según Messeguer et al. (1992) los principales defectos pueden ser: 
 
 Extensión demasiado gruesa: la gota de sangre era excesiva. 
 Extensión demasiado delgada: la gota de sangre era insuficiente o la extensión se hizo muy 
lentamente. 
 Alternancia de bandas gruesas y finas: la extensión se hizo con movimientos de tirón o vacilación 
 Presencias de rayas a lo largo de toda la preparación (en especial en la cola): el borde extensor 
del portaobjetos era irregular, la sangre se deseco en el borde extensor o había polvo sobre el 
portaobjetos. 
 Aparición de manchas sin sangre en la extensión: presencia de grasa en el portaobjetos. 
 Extensión demasiado estrecha y gruesa: se realizó antes que la sangre se hubiera extendido en el 
borde del extensor, o uno de los lados del portaobjetos se levantó durante la extensión. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Cuadro 3.2. Causas y Soluciones de las Extensiones de Mala calidad 
 
Problema Causa Solución 
Extensión demasiado 
larga 
(el extremo fino ha 
desaparecido del 
extremo) 
Velocidad de extensión 
demasiado lenta 
Más velocidad de extensión 
Sangre poco viscosa, es decir, 
anemia 
-- 
Demasiada sangre aplicada al 
portaobjetos 
Aplicar una muestra más pequeña de sangre 
Extensión demasiado 
corta/gruesa 
Velocidad de extensión 
demasiado rápida 
Disminuir la velocidad de extensión 
Sangre de viscosidad elevada, 
es decir, Hto elevado 
-- 
Fig. 3.4. Defectos en la Extensión Sanguínea 
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El extremo fino tiene 
muchos picos 
Contacto irregular del extensor 
con el portaobjetos 
Aplicar una presión uniforme utilizando el 
dedo índice en el extremo del extensor 
El extensor tiene el borde 
irregular 
Cambiar el extensor 
El frotis tiene 
agujeros o vacíos 
Grasa en el portaobjetos Limpiar los portaobjetos antes de utilizarlos 
Lipemia -- 
Extensión gruesa en 
el extremo fino del 
frotis 
Sangre delante del 
portaobjetos extensor 
Asegurar un contacto firme del extensor en 
el frotis cuando se desliza el extensor hacia 
la gota de sangre 
Fuente: Villiers y Blackwood (2005) 
 
3.2.2. Tinción del Frotis Sanguíneo 
 
Una vez realizado el frotis se procede a su tinción, por uno de los diferentes procedimientos de tinción, 
que a continuación se describirán; pero antes de describirlos hay que recordar que tanto en la preparación 
de los colorantes como en el lavado de los frotis, deberá utilizarse agua destilada, desionizada o 
tamponada (amortiguada), para estabilizar el pH y evitar deformaciones celulares y/o precipitaciones del 
colorante (Messeguer et al. 1992). 
 
El Agua Tamponada puede prepararse, como sigue: 
 
 Solución A: 
 Fosfato bicálcico: 0.98 g 
 Agua destilada: 1,000 ml 
 
 Solución B: 
 Fosfato monopotásico: 2.28 g 
 Agua destilada: 1,000 ml 
 
 Para conseguir una solución neutra se mezclaran ambas soluciones en partes iguales, pero si se desea 
ligeramente alcalina se mezcla 5 partes de Solución A y 4.5 partes Solución B. 
 
Las tinciones de Romanowsky, son preparaciones policromicas, que tiñen ciertos grupos ácidos de azul 
a purpura; los grupos básicos se tiñen de rojo a naranja. Ejemplo de tinciones que se basan en esta técnica, 
tenemos a: Tinción de Wright, Tinción de Giemsa, entre otros (Duncan y Prasse 2005). 
 
Estos colorantes son mezclas de azul de metileno, que ha sido modificado para formar colorantes de azur, 
y eosina. El azur tiñe de azul la cromatina nuclear, y la eosina, que forma un complejo eosina-azur, tiñe 
el citoplasma de rosa o anaranjado. El amortiguador alcalino favorece la acción del colorante básico, y 
el amortiguador acido ayuda a la tinción por eosina (Medway et al. 1973). 
 
 Todas las soluciones colorantes deben prepararse inmediatamente antes de su uso, lo que quiere decir 
que se deben filtrar y diluir, solo hasta que se vayan a utilizar; ya que son estables por poco tiempo y 
después se produce precipitación del colorante (Messeguer et al. 1992). 
 
 
 
 
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3.2.2.1. Tinción de Wright 
 
Según Benjamín (1962) la técnica sigue, a como se describe a continuación: 
 
1. Fijar el frotis sanguíneo con metanol absoluto, cubriendo completamente la película y dejando 
actuar por 3-5 minutos; una vez transcurrido el tiempo se elimina el exceso, y se deja secar. 
2. Cubrir el frotis sanguíneo, con tanta tinción de Wright sin diluir como pueda sostener y dejar así 
de 1-3 minutos. 
 Aproximadamente 1 ml o 20-25 gotas de colorante. 
3. Añadir igual cantidad de solución amortiguadora o tamponada (pH 6.6-6.9), repartiéndola en todo 
el portaobjetos, y dejar actuar por 3-5 minutos. 
 Para mezclar apropiadamente la tinción Wright con la solución amortiguadora, se sopla 
ligeramente a través de la pipeta, sobre la superficie. 
4. Lavar la extensión teñida, con abundante agua destilada; y se deja cubierta la preparación con 
agua durante ½ minuto aproximadamente, luego se vierte el exceso. 
 No escurrir la tinción antes de lavar, pues esto producirá precipitado. 
5. Dejar secar al aire apoyado sobre un costado. 
 
 Es un método rápido, que tiñe especialmente bien las estructuras acidofilas. 
 
3.2.2.2. Tinción de Giemsa 
 
Según Messeguer et al. (1992) la técnica sigue, a como se describe a continuación: 
 
1. Una vez seco el frotis se fija con metanol absoluto durante 3 minutos, pasado este tiempo se 
escurre el exceso y se deja secar. 
2. Se diluye a razón de 2 gotas de colorante comercial por cada ml de agua destilada. 
 cada portaobjeto requiere aproximadamente 2 ml para su tinción. 
3. Se cubre con el colorante diluido, y se deja de 30-60 minutos. 
4. Lavar la preparación con abundante agua y dejarla secar al aire, apoyado sobre un costado. 
 No escurrir la tinción antes de lavar, pues esto producirá precipitado. 
 
 Existe una modificación en la cual se usa una dilución diferente para acelerar el proceso de tinción, 
2 ml de Giemsa comercial por cada 8 ml de agua destilada y se deja actuar por 5 minutos, las otras 
etapas son similares a las descritas anteriormente. 
 
 Tiñe bien los gránulos rojos (azurofilos), pero las granulaciones neutrofilas y los eritrocitos no 
resultan bien teñidos; Messeguer et al. (1992) recomienda que debe usarse en tinciones mixtas (ej. 
May-Grunwald-Giemsa). 
 
Comercialmente se puede conseguir la tinción de Giemsa pura, pero si se desea puede prepararse, 
siguiendo uno de los siguientes procedimientos: 
 
 Método 1 
 
 Giemsa en polvo: 3.8 g 
 Metanol: 350 ml 
 Glicerina: 250 ml 
 Método 2 
 
 Giemsa en polvo (MERCK): 3 gr 
 Metanol: 375 ml 
 Glicerina: 125 ml 
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 Preparación: Para los Métodos 1 y 2 se procede de la siguiente forma; se mezclan todos los 
ingredientes depositándolos en un frasco ámbar y se agitan esmeradamente, luego se guarda la 
preparación por 14 días, mezclándolo de vez en cuando. Se filtra y diluye antes de usarlo. 
 
 Método 3 
 
 Giemsa en polvo: 5 g 
 Metanol: 420 ml 
 Glicerina: 270 ml 
 
 Preparación: En un frasco ámbar de 1000 ml, agregar los 5 g de Giemsa, después los 270 ml de 
Glicerina y por último los 420 ml de Metanol. Se tapa bien y se agita esperadamente por un lapso de 
20-30 minutos, una vez disuelto se somete a 60ºc por ½ hora en el Horno. Cada vez que se vayaa 
usar se debe filtrar. 
 
3.2.2.3. Tinción de May-Grunwald y Giemsa 
 
Según Messeguer et al. (1992) la técnica sigue, a como se describe a continuación: 
 
1. Fijar con metanol absoluto durante 10 minutos, y luego verter el exceso. 
2. Cubrir la preparación con colorante May-Grunwald comercial diluido, dejando actuar durante 5-
10 minutos. 
 Se diluye a partes iguales con agua destilada. 
3. Eliminar el exceso de colorante y sin lavar, cubrir la preparación con solución Giemsa, y se deja 
actuar por 20 minutos. 
 La solución de Giemsa, se prepara igual que en el procedimiento anterior (2 gotas de Giemsa 
por cada ml de agua destilada). 
4. Verter el exceso de colorante y lavar con agua abundante, dejando el portaobjeto cubierto con 
agua durante 5-10 minutos más. 
5. Una vez transcurrido el tiempo, se elimina el exceso de agua y se deja secar, apoyado sobre un 
costado. 
 
 Aunque el procedimiento es largo, da muy buenos resultados y permite una mejor tinción de las 
granulaciones citoplasmáticas. 
 
3.2.2.4. Tinción de Panóptico Rápido 
 
Según Messeguer et al. (1992) es un procedimiento en el que se utilizan 3 soluciones colorantes ya 
preparadas comercialmente: 
 
 Solución Metílica de Triarilmetano 
 Solución Tamponada de Xanteno 
 Solución Tamponada de Tiazina 
 
Una vez realizado el frotis sanguíneo y secado al aire, se introduce durante 15 segundos en cada una de 
las soluciones consecutivamente, posteriormente se lava con agua abundante y se deja secar. Es un 
método ultrarrápido, sencillo y muy efectivo; el inconveniente es el costo. 
 
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3.2.2.5. Principales Defectos de las Tinciones 
 
Según Benjamín (1962), Medway et al. (1973) y Messeguer et al. (1992) los principales defectos que 
pueden aparecer en el frotis teñido son: 
 
 Frotis muy azulado, gránulos neutrófilos sobreteñidos y gránulos eosinofilos grisáceos: 
 Frotis demasiado grueso. 
 Tinción prolongada. 
 El lavado ha sido insuficiente. 
 El lavado se realizó con agua excesivamente alcalina. 
 
 Núcleos de leucocitos de color azul pálido, los eritrocitos y gránulos eosinofilos son 
extraordinariamente rojos: 
 Sol. amortiguadora, agua de lavado o tintura demasiado acidas. 
 
 Frotis muy débilmente teñido: 
 Tinción deficiente. 
 Lavado fue excesivo o con agua caliente. 
 
 Cambios de coloración en distintas áreas del frotis: 
 Mal lavado de las extensiones. 
 Defectos en el escurrido. 
 
 Precipitación del colorante: 
 Lavado insuficiente. 
 El colorante no fue bien filtrado antes de su dilución o utilización. 
 Excesivo tiempo de tinción, con evaporación alcohólica de la solución colorante. 
 Acumulo excesivo de colorante en uno de los extremos de la preparación, por inclinación del 
portaobjetos. 
 Escurrimiento del colorante antes de lavar el frotis. 
 
3.2.3. Estudio del Frotis Teñido 
 
Villiers y Blacwood (2005) mencionan la importancia del frotis sanguíneo, y que siempre debe evaluarse 
junto con los recuentos de las células sanguíneas, ya que permiten conocer: 
 
 Comprobar el Recuento Diferencial de Leucocitos. 
 Evaluar la presencia de Anormalidades Morfológicas en los Leucocitos. 
 Estimar el número de Plaquetas promedio en sangre, a través de los Métodos Indirectos. 
 Evaluar la presencia de Anormalidades en la Morfología Plaquetar. 
 Evaluar la Morfología de los Eritrocitos, en cuanto a: Tamaño, Color, Forma, Aparición de 
Hematíes Inmaduros, Presencia de Inclusiones en los Hematíes, entre otros. 
 
 
 
 
 
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3.3. SERIE ROJA 
 
3.3.1. Generalidades 
 
Los eritrocitos maduros, se forman por un proceso conocido 
como Eritropoyesis; en el cual la célula indiferenciada 
pluripotencial en la medula ósea, produce células 
unipotenciales. En este caso sería la célula unipotencial que 
posteriormente dará origen a los eritrocitos (Jardon 2003). 
 
 
El Rubriblasto es el primer precursor del eritrocito, el cual se 
divide para producir 2 Prorubricitos, los cuales a su vez se 
dividirán en 2 Rubricitos; en la fase de Rubricito hay 2 
divisiones, y posteriormente se transforman al madurar en 
Metarrubricitos, a partir de dicha fase ya no hay ninguna 
división de las células, solamente maduración. El núcleo 
picnótico del Metarrubricito es expulsado, y esta célula se 
convierte en Reticulocito, el cual al madurar se convierte en 
un Eritrocito Maduro (Reagan 1999). 
 
 
 Descripción Morfológica de las Fases que Componen la Eritropoyesis, según Reagan (1999) y 
Jardon (2003): 
 
 
A. Rubriblasto: es una célula grande y redonda con un núcleo grande y redondo 
con bordes, con una cromatina granular gruesa y 1-2 nucléolos, prominentes; 
el citoplasma es intensamente basofilico (azul oscuro), que forma un anillo 
delgado alrededor del núcleo. 
 
 
 
B. Prorubricito: redondo y del mismo tamaño o a veces más que el Rubriblasto, 
tiene un núcleo redondo, y con el patrón de cromatina es más compacta que 
en el Rubriblasto; normalmente no existe nucléolo, y el citoplasma es 
ligeramente menos intenso y forma un anillo delgado alrededor del núcleo 
menor que el Rubriblasto. 
 
 
 
C. Rubricito: más pequeño que el Prorubricito, de núcleo redondo y cromatina 
granular gruesa es más densa que las primeras fases, hay una pequeña 
cantidad de citoplasma azul oscuro; aunque algunos de los Rubricitos más 
maduros, presentan un citoplasma azul-rojizo. 
 
 
 
Fig. 3.5. Esquema de la Eritropoyesis. 
Tomado de Harvey (2001) 
Fig. 3.6. Rubriblasto. 
Tomado de Jardon (2003) 
 
Fig. 3.7. Prorubricito. 
Tomado de Jardon (2003) 
 
Fig. 3.8. Rubricito. 
Tomado de Jardon (2003) 
 
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D. Metarrubricito: es más pequeño que el Rubricito, con núcleo redondo o 
ligeramente oval, el cual es extremadamente picnótico y muy oscuro, de 
posición excéntrica y sin poder distinguir el patrón de cromatina; hay una 
cantidad moderada de citoplasma azul o azul-rojizo. 
 
 
 
E. Reticulocitos: son eritrocitos no nucleados, redondos, que presentan 
gránulos o redes de gránulos cuando las preparaciones son teñidas con 
tinciones supravitales y teñirse de verde-azulado. En la mayoría de las 
especies puede encontrarse un único tipo de Reticulocito; pero en los felinos 
pueden encontrarse 2 tipos: 
 
 
 
 
 Punctata: poseen únicamente unos cuantos puntos de 
retículo asilados, que no se unen 
 Agregata: poseen retículo abundante 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
F. Eritrocitos Maduros: los eritrocitos de los mamíferos no 
poseen núcleo y el citoplasma es rojizo o rojizo-anaranjado, de 
forma discoidal bicóncava. Sus características morfológicas 
varían según las especie de la que se trate (Cuadro 2.3). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 3.9. Metarrubricito. 
Tomado de Jardon (2003) 
 
Fig. 3.10. Reticulocitos. 
Tomado de Jardon (2003) 
 
Fig. 3.11. Reticulocito Punctata y Reticulocito Agregata. 
Tomado de Sink y Feldman (2004) 
Fig. 3.12. Esquema de Eritrocito Normal. Tomado 
de Reagan (1999) 
Fig. 3.13. Eritrocitos de Caninos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.14. Eritrocitos de Felinos. Tomado de Reagan 
(1999) 
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Cuadro 3.3. Rasgos Morfológicos de Eritrocitos Normales 
 
Especie Diámetro (µ) Palidez Central Concavidad Pilas de Moneda Anisocitosis 
Caninos 7 ++ +++ + - 
Felinos 5.8 + ++ ++ + 
Equinos 5.7 +/- ++ +++ - 
Bovinos 5.5 + +++ - + 
Ovinos 4.5 + +++ +/- +/- 
Caprinos 3.2 +/- + +/- + 
Fuente: Reagan (1999) 
 
Los principales parámetros a evaluar en la Serie Roja son: Determinación del Hematocrito, 
Determinación de Hemoglobina, Recuento de Eritrocitos; con estos 3 valores podemos también, 
determinar los Índices Eritrocitarios.La determinación de todos ellos va dirigida al diagnóstico de las 
Anemias o Eritrocitosis, y la determinación de los Índices Eritrocitarios va dirigida a la clasificación de 
la Anemia. 
 
 
 
 
Fig. 3.15. Eritrocitos de Equinos. Tomado 
de Reagan (1999) 
Fig. 3.16. Eritrocitos de Bovinos. Tomado 
de Reagan (1999) 
Fig. 3.17. Eritrocitos de Ovinos. Tomado 
de Reagan (1999) 
Fig. 3.18. Eritrocitos de Caprinos. Tomado 
de Reagan (1999) 
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3.3.2. Evaluación Laboratorial de los Eritrocitos 
 
3.3.2.1. Determinación de Hematocrito 
 
Indica la relación entre el volumen de los eritrocitos y el de la sangre total. Es la prueba orientativa más 
valiosa en las situaciones de anemia, sencilla de realizar; y debe hacerse en las primeras 5 horas después 
de recogida la sangre. Existen 2 métodos, el Macrométodo (Método de Wintrobe) y el Micrométodo 
(Microhematocrito); de los cuales el Microhematocrito es el que se utiliza en la actualidad, por su 
facilidad y rapidez (Messeguer et al. 1992). 
 
 Ventajas del Método de Microhematocrito: 
 
 Necesita menos cantidad de sangre. 
 Es más rápido en su ejecución. 
 Permite la obtención de resultados más exactos y reproducibles. 
 
 Desventajas del Método de Microhematocrito: 
 
 Se necesitan centrifugas y lector especiales. 
 No es posible determinar paralelamente la velocidad de sedimentación. 
 Es más fácil evaluar el grosor de la capa intermedia (leucocitos y plaquetas) y valorar los 
cambios en el color de la columna de plasma. 
 
 Materiales 
 
 Microcentrifuga 
 Lector de Microhematocrito 
 Capilares Azules (sin Heparina) o Rojos (con Heparina) 
 Cera Selladora 
 Muestra de sangre 
 
 Cuando la sangre ya contiene anticoagulante, se capilares usan sin heparina (azules); pero cuando la 
muestra se toma directamente de la oreja, labio o dedo; debe usarse los capilares heparinizados (rojos) 
(Benjamín 1962). 
 
 Procedimiento 
 
1. Homogenizar la muestra en el tubo de ensayo suave y uniformemente. 
2. Tomar la muestra con el capilar azul, la cual entrara por simple capilaridad; llenando 
aproximadamente el 80% o ¾ partes del capilar. 
3. Ocluir un extremo del capilar con la cera selladora. 
4. Colocar el capilar en las ranuras numeradas del cabezal de la microcentrífuga; con el extremo 
ocluido al borde externo de la plataforma, en otras palabras apuntando hacia afuera, lejos del 
centro. En cambio sí se usa una centrifuga clínica, el extremo ocluido del capilar ira hacia el 
fondo del tubo para centrifuga. 
5. Centrifugar entre 11,000-13,000 r.p.m. durante 4-5 minutos; o a 2,500-3,000 r.p.m. durante 10 a 
15 minutos. 
 
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 Una vez centrifugado, el capilar se habrá dividido en 3 partes: 
 Columna de Eritrocitos. 
 Capa de Leucocitos y Plaquetas. 
 Columna de Plasma. 
 
 Lectura 
 
1. Sostener el tubo frente a la escala de manera que el fondo de 
la columna de eritrocitos quede exactamente al mismo nivel 
de la línea horizontal correspondiente a 0. 
2. Desplazar el tubo a través de la escala hasta que la línea 
marcada con el número 100 quede al nivel del tope de la 
columna de plasma. 
3. La línea que pase al nivel del tope de la columna de 
eritrocitos indicará el porcentaje del Hematocrito. 
 
 Errores frecuentes que pueden ser causas de error en la 
valoración del hematocrito, según Messeguer et al. (1992) 
pueden ser: 
 
 El exceso de anticoagulante produce un falso descenso en el valor del hematocrito. 
 La principal fuente de error radica en la centrifugación, en el cual las plaquetas, leucocitos y 
plasma resultan atrapados entre las células rojas: 
o En el Macrométodo existe un error del 2-8%. 
o En el Micrométodo existe un erros del 0.5%. 
 
 De no haber una escala o tarjeta especializada para la lectura del 
Hematocrito, este se puede obtener a través de una fórmula 
matemática, utilizando el tamaño en centímetros que ocupa la 
Columna de Plasma + Hematíes, y el tamaño de la Columna de 
Hematíes. La fórmula matemática a utilizar es la siguiente: 
 
 Hematocrito (%) = 
 
3.3.2.2. Determinación de Hemoglobina 
 
La hemoglobina, componente principal de los eritrocitos, es una 
proteína conjugada que sirve de vehículo para el transporte de O2 y CO2. 
Está estrechamente relacionada con la Determinación de Hematocrito y 
Conteo de Glóbulos Rojos, de forma que sus variaciones obedecen a 
causas similares a las de los anteriores (Messeguer et al. 1992). 
 
La hemoglobina puede ser cuantificada por diversos métodos, como son: 
Métodos Indirectos, de la Hematina Acida, de la Oxihemoglobina (Hemoglobinometro de Spencer), a 
través del Método de la Cianometahemoglobina (Espectrofotometría) y actualmente por métodos 
automatizados (Jardon 2003). 
 
 
Fig. 3.19. Representación de un Tubo 
Capilar después de Centrifugarse 
Fig. 3.20. Representación 
Gráfica de L1 y L2 
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A. Método Indirecto para el Cálculo de la Hemoglobina 
 
La concentración de hemoglobina es el indicador más directo de la capacidad de transporte de oxigeno 
de la sangre y puede ser aproximadamente de un tercio del hematocrito, si los eritrocitos son de tamaño 
normal (Duncan y Prasse 2005). 
 
Según Benjamín (1962) y Medway et al. (1973) al existir una relación aproximada entre el hematocrito 
y la hemoglobina; se puede realizar una estimación burda de la cantidad de hemoglobina, dividiendo 
entre 3, el valor del hematocrito, como se ve refleja en la siguiente formula: 
 
 Hemoglobina (g/dl) = Hto (%) ÷ 3 
 
B. Método de la Hematina Acida 
 
Se basa en la conversión de la hemoglobina en hematina acida, por acción del ácido clorhídrico y medida 
de la concentración de hemoglobina en función de la intensidad del color resultante. Se trata pues de una 
reacción colorimétrica que puede leerse visualmente (Hemoglobinometro de Sahly, método en desuso 
hoy en día), o bien espectrofotométricamente, lo que permite una mayor precisión y exactitud (Messeguer 
et al. 1992). 
 
a. Espectrofotómetro 
 
 Materiales 
 
 Espectrofotómetro 
 Ácido Clorhídrico 1% 
 Pipeta automática de 10/100 y puntas para pipeta 
 Cubetas 
 Muestra de sangre problema 
 
 Procedimiento 
 
1. Se utiliza un tubo blanco y otro para cada una de las muestras a analizar, en los cuales se colocan 
los reactivos, según el siguiente esquema: 
 
 Blanco Problema 
ClH 1% 5 ml 5 ml 
Sangre -- 20µ 
 
2. Se mezcla el contenido de los tubos, y se dejan en reposo durante 60 minutos. 
 La lectura debe hacerse en transmitancias a una longitud de onda de 525 nm. 
3. Pasado el tiempo de incubación, se introduce en el espectrofotómetro el tubo blanco, con el que 
se hace el 100% de transmitancia, y luego se retira. 
4. Se introduce el tubo problema, anotando la transmitancia correspondiente al mismo. 
 
 Si se desea conocer los resultados en menor tiempo, se pueden practicar lecturas a los 20 y 40 
minutos, ya que existe un desarrollo de color equivalente al 98 y 99%, respectivamente. 
 
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C. Método de la Oxihemoglobina 
 
Se utiliza el Hemoglobinometro de Spencer, que mide directamente la oxihemoglobina en función de su 
absorción lumínica en la banda verde del espectro, utilizando un filtro adecuado y comprobando el color 
con el de una lente de color estándar; también haciendo uso previo de la saponina, para hemolizar la 
sangre (Benjamin 1962 y Messeguer et al. 1992). 
 
 Procedimiento 
 
Según Benjamin (1962) y Medway et al. (1973) la técnica sigue a como se describe a continuación: 
 
1. Se coloca una gota grande de sangre en el fondo de la cámara de exposición. 
2. Se hace girar la sangre suavemente en forma circularcon un aplicador para hemolisis (palillo 
delgado cubierto de saponina), por al menos 1 minuto. 
 El líquido debe tener el color rojo del vino, que pierda su aspecto nuboso, sin turbiedad y que 
no contenga burbujas. 
3. Se empuja la cámara dentro del sujetador, que la mantiene contra el cubreobjetos, formando una 
sola pieza. 
 La muestra debe haber cubierto toda la plataforma y llenado el espacio entre la plataforma y 
el cubreobjetos. 
4. Se inserta en la rendija del aparato, y se oprime el botón de alumbrado. 
5. Se observa por el ocular y se mueve la palanca a un lado, hasta que los ambos campos se igualen. 
 
 Si hay menos de 4 g/dl de hemoglobina, se debe cubrir la cámara con una segunda cámara, de forma 
que proporcione un espesor doble, lo que dará una mayor sensibilidad en la determinación; luego se 
dividirá entre 2 el resultado (Benjamin; 1962). 
 
Según Medway et al. (1973) los errores se pueden deber a: 
 
 Deficiente mezclado de la muestra antes de llenar la cámara. 
 Insuficiente llenado de la cámara. 
 Hemolisis incompleta, que origina valores altos. 
 Burbujas en la muestra. 
 Errores del instrumento, como: lámpara pronta a fundirse, baterías bajas, cristalería sucia. 
 
 El Hemoglobinometro de Spencer, es el instrumento indicado para su uso en un laboratorio común o 
en el campo; por la rapidez de sus determinaciones, por no requerir de pipetas ni soluciones, y porque 
la aproximación (± 5-10%) que proporciona está dentro de los márgenes de utilidad clínica (Benjamín 
1962). 
 
D. Método de la Cianometahemoglobina (Espectrofotometría) 
 
Posiblemente es el procedimiento más exacto para la valoración de la hemoglobina. El ferrocianuro 
convierte el hierro de la molécula hemoglobina del estado ferroso al férrico, para formar 
metahemoglobina en una solución alcalina; la metahemoglobina se combina con el cianuro de potasio 
formándose Cianometahemoglobina, el cual es un pigmento estable (Messeguer et al. 1992). 
 
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 Ventajas: 
 Las soluciones de Cianometahemoglobina son más 
estables, pueden estandarizarse con exactitud. 
 Todas las formas de hemoglobina, excepto la 
sulfametahemoglobina pueden cuantificarse con este 
procedimiento. 
 
 Este método también tiene sus limitaciones, ejemplo de esto es 
que, en sangres lipemicas o en aquellas en que los eritrocitos 
contengan abundantes cuerpos de Heinz; los valores de 
hemoglobina resultan falsamente elevados (Duncan y Prasse 
2005). 
 
 Procedimiento 
 
1. Se colocan en un tubo de ensayo 5 ml de solución diluyente de Drabkin. 
 
 Solución de Drabkin según Messeguer et al. (1992) 
 
 Bicarbonato de Sodio: 1 g 
 Cianuro Potásico: 50 mg 
 Ferrocianuro Potásico: 200 mg 
 Agua Destilada: 1000 ml 
 
2. Luego se colocan 20µl de la sangre problema, y se mezclan. 
3. Se dejan en reposo 10 minutos antes de realizar la lectura del porcentaje de 
transmitancia o de la densidad óptica del complejo de color formado a 540 nm. 
4. La concentración de Hemoglobina de la muestra se calcula comparando esta lectura 
con la obtenida a partir de Cianometahemoglobina estándar, o bien a partir de una 
curva estándar. 
 
3.3.2.3. Conteo Eritrocito 
 
El recuento de glóbulos rojos nos informa del número de eritrocitos por mm3 de sangre. 
 
 Materiales 
 
 Microscopio 
 Cámara de Neubauer Modificada 
 Solución de Hayem 
 Método A: 
o Pipeta de Thomas para Glóbulos Rojos 
 Método B: 
o Pipetas Automáticas (1 de 10/100 y 1 de 100/1,000) 
o Puntas para los 2 tipos de Pipetas Automáticas 
 
 
 
Fig. 3.21. Muestra en un 
Espectrofotómetro 
Fig. 3.22. Pipeta de Thomas 
para Glóbulos Rojos 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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 Solución de Hayem según Messeguer et al. (1992) 
 
 Sulfato Sódico: 2.5 g 
 Cloruro Sódico: 0.5 g 
 Bicloruro de Mercurio: 0.25 g 
 Agua Destilada: 100 ml 
 
 Procedimiento 
 
A. Uso de Pipetas de Thomas 
 
1. Se trabaja con una dilución de sangre 1:200, para lo cual se toma sangre hasta la marca 0,5 y de 
Sol. de Hayem hasta la marca 101 de la Pipeta de Thomas para Glóbulos Rojos. 
 Limpiar la punta de la pipeta después de aspirar cada líquido; así como también, evitar la 
formación de burbujas. 
2. Agitar vigorosamente la pipeta, en posición horizontal, ocluyendo ambos extremos, durante al 
menos 2 minutos. 
3. Se coloca el cubre sobre las 2 superficies laterales de la Cámara de Neubauer y procurando que 
quede adherido a la cámara. 
4. Se procede al llenado, descartando las primeras 2-3 gotas; tras ello secamos la punta de la pipeta 
y se coloca la pipeta en un ángulo de 45º grados, controlando la salida de líquido, dejando que el 
líquido llene el espacio entre el cubre y la cámara, por capilaridad del líquido. 
5. Se llevara la cámara al microscopio y se esperara de 2-3 minutos para que se produzca la 
sedimentación de las células y llevar a cabo el conteo. 
 
B. Uso de Pipetas Automáticas o Micropipetas 
 
1. Se trabaja con una dilución de 1:200; en un tubo de ensayo de 5 ml, se descargaran 980µl de Sol. 
de Hayem usando la Pipeta de 100/1,000, posteriormente se adicionan 20µ l de sangre usando la 
Pipeta de 10/100. 
2. Agitar vigorosamente el tubo de ensayo, tapando el extremo; durante al menos 2 minutos 
3. Se coloca el cubre sobre las 2 superficies laterales de la Cámara de Neubauer, procurando que 
quede adherido a la cámara. 
4. Se procede al llenado, colocando la Pipeta en un ángulo de 
45º grados y depositando 10µl aproximadamente, dejando 
que el líquido llene el espacio entre el cubre y la cámara, 
por capilaridad del líquido. 
5. Se llevara la cámara al microscopio y se esperara de 2-3 
minutos para que se produzca la sedimentación de las 
células y llevar a cabo el conteo. 
 
 Lectura 
 
1. Se lee a objetivo 40x. 
2. Se lee 5 cuadrantes, los cuales están ubicados en el centro del 
Retículo, también llamado Retículo Central (E, F, G, H, I); estos a su vez están divididos en 16 
cuadriculas más pequeñas; en estos se realizara el recuento de Eritrocitos. 
Fig. 3.23. Área de Conteo 
de los Eritrocitos 
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 Los cuadrantes E, F, G, H se localizan en los extremos del Retículo central, y el cuadrante 
I se encuentra localizada en el centro propiamente dicho del Retículo. 
3. Se examinan en un orden fijo, comenzando por el extremo superior izquierdo y siguiendo una 
trayectoria en zig/zag hasta haber contado todas las células contenidas en las 16 cuadriculas, 
repitiendo la misma operación en los otros 4 cuadrantes a contar del Retículo Central. 
 
 Hay células que caen sobre los bordes limitantes, por esta razón se 
recomienda contar sistemáticamente las células que caigan sobre 2 de 
los bordes (superior y derecho), despreciando las que caigan sobre los 
otros 2 bordes (inferior e izquierdo). 
 
 Calculo 
 
A. Según Messeguer et al. (1992) 
 
 Nº de Eritrocitos / mm3 de sangre = F*D*S*A 
 
 F - Cifra Fundamental = Es el promedio de Eritrocitos en cada cuadricula fundamental. Se 
calcula, dividiendo el total de Eritrocitos contados, entre las 80 cuadriculas sobre las que se 
ha realizado el contaje (N/80). 
 
 D – Inverso de la Dilución empleada = como se trabajó a dilución de 1:200, multiplicaremos 
por 200. 
 
 S – Inverso de la Superficie de cada una de las Cuadriculas Fundamentales = en este caso 
25/16 mm2, dando 400 que será con lo que se trabajara. 
 
 A – Inverso de la Altura existente entre el Retículo de la Cámara y el Cubre = dicha altura es 
de 1/10 mm, dando 10 que será con lo que se trabajara. 
 
 La fórmula final queda pues como sigue: 
 
 Numero de Eritrocitos / mm3 de sangre = N/80 * 200 * 400 * 10 
 
B. Según Coffin (1952) 
 
 GR = Ʃ (E+F+G+H+I) * 10,000 
 
 GR = Ʃ (E+F+G+H+I) ÷ 100 
 
2.3.2.4. Determinación de ÍndicesEritrocitarios 
 
Una vez se hayan obtenido los valores de Hematocrito, Hemoglobina y Recuento de Eritrocitos, se 
pueden calcular los Índices Eritrocitarios mediante el uso de fórmulas matemáticas; los cuales permiten 
deducir las características de los eritrocitos y clasificar la anemia. Los diferentes Índices Eritrocitarios 
proporcionan información sobre el Tamaño (V.C.M.), Concentración de Hemoglobina (C.M.H.C.) y 
Cantidad de Hemoglobina (H.C.M.) (Messeguer et al. 1992). 
 
Fig. 3.24. Selección de 
las Células a Contar. Tomado de Coffin (1952) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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A. Volumen Corpuscular Medio (V.C.M.) 
 
Expresa el promedio de los volúmenes individuales de los eritrocitos, se mide en Femtolitros (Fl) y se 
calcula según la fórmula siguiente: 
 
 VCM= Hematocrito (%) x 10 / n° de hematíes 
 
B. Concentración Media de Hemoglobina Corpuscular (C.M.H.C.) 
 
Es la concentración de hemoglobina que, por término medio, posee el eritrocito o el peso de la 
hemoglobina y el volumen en que esta contenido; se expresa en porcentaje o en gr/dl. Se calcula según 
la fórmula siguiente: 
 
 CMCH= Hemoglobina (gr/dl) x 100 / Hematocrito (%) 
 
C. Hemoglobina Media Corpuscular (H.M.C) 
 
Expresa el peso de hemoglobina por eritrocito, se mide en Picogramos (Pg) y para calcularla utilizamos 
la siguiente fórmula: 
 
 HCM= Hemoglobina (gr/dl) x 100 / n° de hematíes 
 
3.3.3. Alteraciones de la Serie Roja 
 
3.3.3.1. Interpretación de la Determinación de Hematocrito 
 
A. Aumento del Valor del Hematocrito 
 
Debido casi siempre a una deshidratación, que provoca el aumento relativo del número de eritrocitos; no 
obstante, es posible que se produzca por un aumento verdadero o absoluto del número de eritrocitos, a lo 
que se le conoce como Eritrocitosis. 
 
B. Disminución del Valor del Hematocrito 
 
Nos indica la existencia de anemias, y en tales casos debe hacerse también el Recuento de Eritrocitos y 
la Determinación de Hemoglobina, permitiendo confirmar la anemia o no; así como calcular los Índices 
Eritrocitarios y clasificar el tipo de Anemia, que padece el paciente (Messeguer et al. 1992). 
 
C. Cambios Macroscópicos en la Coloración de la Columna de Plasma 
 
El plasma en condiciones normales, es transparente e incoloro (caninos y felinos) a ligeramente amarillo 
(equinos y bovinos). En ciertas alteraciones puede tener ciertos cambios de color; como en el Plasma 
Ictérico que es transparente y amarillo, el Plasma Hemoglobinemico que es de color entre rosado y rojo 
con aspecto transparente, y el Plasma Lipemico el cual es de color entre blanquecino y rosado con aspecto 
opaco. (Duncan y Prasse 2005). 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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Según Messeguer et al. (1992) los diferentes cambios de color que puede sufrir el plasma, se puede 
interpretar, como sigue: 
 
 Plasma Ictérico: coloración amarillenta por la presencia de Bilirrubina en concentraciones 
superiores normales (Hiperbilirrubinemia). Se da en casos de lesiones hepáticas graves o en las 
obstrucciones de los conductos biliares; así como también indicio de la infección por 
Hematozoarios. 
 
 Plasma Hemoglobinemico: de un color rojizo más o menos intenso, pudiendo ser por defectuosa 
recogida de la muestra o de un proceso hemolítico en el paciente. 
 
 Plasma Lipemico: de aspecto lechoso, debido a la presencia de gotitas de grasa en la sangre. Se 
presenta en animales que han ingerido alimento 3 horas antes de la extracción de la muestra, o en 
pacientes hepáticos. 
 
D. Interpretación del Hematocrito y de las Proteínas Plasmáticas 
 
Según Villiers y Blackwood (2005) el Hematocrito y las Proteínas Plasmáticas deben interpretarse 
conjuntamente, a razón de esto se presenta la describe la siguiente clasificación: 
 
 Hematocrito bajo junto con Proteínas Plasmáticas bajas: se presenta en hemorragias reciente o en 
curso, donde las proteínas plasmáticas se pierden junto con los eritrocitos. Una hemorragia interna 
inicialmente puede causar solo una pequeña reducción de las proteínas plasmáticas, y después las 
proteínas se reabsorben rápidamente. 
 
 Hematocrito normal junto con Proteínas Plasmáticas bajas: normalmente indica Hipoproteinemia 
(hipoalbuminemia) por causas distintas a la hemorragia; estas incluyen fallo de la producción (ej. 
fallo hepático crónico) o perdida de proteínas (ej. Glomerulonefropatia). 
 
 Hematocrito alto junto con Proteínas Plasmáticas altas: se observa cuando hay deshidratación. La 
pérdida de agua del cuerpo produce una concentración aumentada de eritrocitos y proteínas; no 
obstante, estos parámetros proporcionan solo una estimación del estado de hidratación del animal. 
 
 Hematocrito bajo junto con Proteínas Plasmáticas altas: debido a una hiperproteinemia 
(hiperglobulinemia). Puede verse en animales con mieloma y algunos linfomas de células B; asi 
como en algunas enfermedades infecciosas (ej. Ehrlichiosis). 
 
3.3.3.2. Interpretación de la Determinación de Hemoglobina y Conteo de Eritrocitos 
 
La mayor importancia de la Determinación de Hemoglobina y Conteo de Eritrocitos, radica en la 
posibilidad de calcular los Índices Eritrocitarios. En términos generales podemos decir, que una 
disminución de estos dos valores indica situaciones de anemia; mientras que el aumento puede indicar 
un estado de deshidratación o eritrocitosis (Messeguer et al. 1992). 
 
 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 61 
3.3.3.3. Interpretación de los Índices Eritrocitarios 
 
La importancia de los Índices Eritrocitarios, radica en que con ellos se puede dar una clasificación de la 
anemia; pero de forma individual, cada índice eritrocitario puede proporcionar algunos tipos de 
interpretación. Siendo de mayor importancia los índices de Color (C.M.H.C.) y de Tamaño (V.C.M.). 
 
La H.C.M. por lo general no se usa para la clasificación de las anemias, ya que se ve influenciada por el 
V.C.M. (ej. Si el V.C.M. esta bajo, igual lo estará la H.C.M.); así mismo los factores de C.M.H.C. y 
H.C.M. son muy similares (Duncan y Prasse 2005). 
 
A. Volumen Corpuscular Medio (V.C.M.) 
 
Indica las variaciones en cuanto al tamaño de los eritrocitos, y estas pueden ser: 
 
 Normocitico: el V.C.M. aparece dentro del rango de referencia. 
 Macrocitico: el V.C.M. aparece por encima del rango de referencia. 
 
 Aumento de la actividad de la medula ósea, asociada a Anemias Regenerativas. 
 Deficiencia de Vit. B12 (Cobalamina). 
 Deficiencia de Ácido Fólico. 
 Gatos infectados con FeLV. 
 Perros de raza Greyhounds y Caniches. 
 En perros de raza Schnauzer, por mala absorción intestinal selectiva hereditaria de Vit. B12. 
 
 Microcitico: el V.C.M. aparece por debajo del rango de referencia. 
 
 Deficiencia de Hierro. 
 Deficiencia de Cobre en algunos animales. 
 Algunas deficiencias de factores hematopoyéticos. 
 Algunas razas de perros sanos (Akita, Chow Chow, Shar Pei, Shiba Inu). 
 
Cuadro 3.4. Causas de Alteración del Volumen Corpuscular Medio (V.C.M.) 
 
Causas de Alteración del 
V.C.M. 
Mecanismo 
Aumento del V.C.M. 
Anemia regenerativa 
Aumento del número de Reticulocitos circulantes, que son más 
grandes 
Infección con FeLV 
Durante la eritropoyesis hay un retraso en la maduración nuclear, con 
una producción normal de hemoglobina, produciendo un número 
menor de divisiones celulares antes de la extrusión del núcleo 
Macrocitosis familiar en 
Poodle Toy y Miniatura 
También aumento en el número de eritrocitos nucleados y cuerpos de 
Howell-Jolly. Hallazgo accidental, sin anemia ni signos clínicos 
Estomatocitosis hereditaria en 
los Alaska Malamuten y los 
Schnauzer 
Los Estomacitos son eritrocitos con forma de copa que se forman 
cuando los eritrocitos captan sodio y agua en exceso. Los Schnauzer 
son asintomáticos, mientras que los Malamuten tienencondrodisplasia concurrente 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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Muestras de sangre 
envejecida (>24 horas) 
Hinchazón de los eritrocitos in vitro 
Disminución del V.C.M. 
Deficiencia de hierro 
Durante la eritropoyesis hay una disminución en la síntesis de 
hemoglobina, por tanto, el núcleo se retiene durante más tiempo. Se 
producen divisiones celulares extra, produciéndose eritrocitos más 
pequeños 
Enfermedad hepática 
La causa no está clara, aunque podría deberse a un metabolismo 
anormal del hierro. La C.M.H.C. es normal o está ligeramente 
disminuida; también puede haber una anemia leve 
Anemia de la enfermedad 
inflamatoria crónica 
Normalmente es normocitica normocrómica, pero pueden volverse 
microcitica si permanece durante un periodo de tiempo largo. 
Probablemente por un metabolismo anormal de hierro 
Microcitosis familia de los 
Akitas 
Hallazgo accidental 
Fuente: Villiers y Blackwood (2005) 
 
B. Concentración Media de Hemoglobina Corpuscular (C.M.H.C.) 
 
Indica las variaciones en cuanto a la concentración de hemoglobina en los eritrocitos, y estas pueden ser: 
 
 Normocrómica: el C.M.H.C. aparece dentro del rango de referencia. 
 
 Anemias no regenerativas. 
 Animales sanos. 
 
 Un aumento o disminución del V.C.M., viene acompañado de un aumento o disminución 
correspondientes en la C.M.H.C., de tal modo que la C.M.H.C. queda dentro del rango de referencia. 
(Benjamín; 1962) 
 
 Hipocrómica: el C.M.H.C. aparece por debajo del rango de referencia. 
 
 Reticulocitosis, por lo que estos no tienen completa su carga de hemoglobina. 
 Anemias regenerativas. 
 Deficiencia de hierro. 
 
 La C.M.H.C aparece por encima del rango de referencia. 
 
No hay afección en la cual la C.M.H.C. sobrepase el rango de referencia, puesto que el eritrocito no 
puede estar sobresaturado de hemoglobina (Benjamín 1962). 
 
 
 
 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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Cuadro 3.5. Causas de Alteración de la Concentración Media de Hemoglobina Corpuscular 
(C.M.H.C.) 
 
Causas de Alteración de la 
C.M.H.C. 
Mecanismo 
Aumento de la C.M.H.C. 
Hemolisis intravascular, 
hemolisis in vitro 
La hemoglobina de las células se mide junto con la hemoglobina libre; 
por tanto afectan el cálculo de la C.M.H.C. 
Lipemia, numerosos cuerpos 
de Heinz 
Interferencia con la prueba espectrofotométrica de la hemoglobina 
Disminución de la C.M.H.C. 
Anemia regenerativa 
Aumento del número de Reticulocitos circulantes que tienen menos 
hemoglobina. 
No todas las anemias regenerativas tienen C.M.H.C. baja 
Deficiencia de hierro Producción de hemoglobina disminuida 
Muestras envejecidas de 
sangre (>24 horas) 
Los eritrocitos se hinchan in vitro produciendo un aumento del 
hematocrito, y la disminución consiguiente de la C.M.H.C. 
Fuente: Villiers y Blackwood (2005) 
 
3.3.3.4. Eritrocitosis 
 
La Eritrocitosis está caracterizada por un incremento en el Recuento de Eritrocitos, Hemoglobina y 
Hematocrito; puede clasificarse como Relativa, o como Absoluta. El término Policitemia, con frecuencia 
se usa para describir el aumento en el Recuento de Eritrocitos; pero esto implica un aumento de más de 
una línea celular y no solamente de los eritrocitos, por tanto se desaconseja este término (Villiers y 
Blackwood 2005). 
 
A. Eritrocitosis Relativa 
 
Es causada por alteraciones en el balance de fluidos que se produce cuando hay deshidratación. La masa 
total de eritrocitos es normal, pero el volumen de plasma disminuye (Villiers y Blackwood 2005). 
 
 Deshidratación: disminución del volumen plasmático, pero con aumento relativo del valor de 
Hematocrito, Hemoglobina, Recuento de Eritrocitos y Concentración de Proteínas Plasmáticas: 
 Perdida de agua causada por vómitos, diarrea, diuresis excesiva, privación de agua o 
deshidratación febril. 
 Perdida interna de fluidos por incremento de la permeabilidad vascular en casos de shock. 
 Perdida de fluidos por efusión de cavidades corporales. 
 
 Redistribución de eritrocitos: frecuente en equinos y felinos: 
 La excitación da lugar a la liberación de epinefrina y contracción esplénica. 
 
B. Eritrocitosis Absoluta 
 
Aumento de la masa total de eritrocitos por incremento de la eritropoyesis. El volumen plasmático y la 
concentración de proteína plasmática, están dentro del rango de referencia (Duncan y Prasse 2005). 
 
 
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a. Eritrocitosis Absoluta Primaria 
 
Es un trastorno mieloproliferativo de las células madre; la concentración de eritropoyetina está dentro 
del intervalo normal o disminuida. Ocasionalmente se acompaña de trombocitosis y leucocitosis. 
 
b. Eritrocitosis Absoluta Secundaria 
 
Se produce como respuesta a una secreción elevada de eritropoyetina, que puede ser una respuesta 
compensatoria apropiada a una hipoxia crónica, debido a: Altitud elevada, Enfermedad pulmonar 
crónica, Anormalidades cardiacas. 
 
Alternativamente, el aumento en los niveles de eritropoyetina pueden presentarse sin hipoxia sistémica, 
nombrada de forma incorrecta Eritrocitosis secundaria. Esto se ha descrito junto con tumores renales 
(carcinoma, adenocarcinoma, fibrosarcoma y linfoma) y se cree que es el resultado de una hipoxia local 
en el riñon o a una secreción de eritropoyetina por el tumor (Villiers y Blackwood 2005). 
 Los animales con Eritrocitosis grave pueden presentar convulsiones a causa del aumento de la 
viscosidad de la sangre e isquemia del sistema nervioso central. 
 
3.3.3.5. Anemia 
 
La anemia es una disminución absoluta del valor de Hematocrito, Hemoglobina y/o el Recuento de 
Eritrocitos. La anemia relativa puede darse por el aumento del volumen plasmático (ej. Administración 
excesiva de fluidos parenterales, gestación, neonatos) (Messeguer et al. 1992). 
 
Siempre que sea posible, debe identificarse la causa de la anemia, ya que el término anemia por si solo 
no constituye un diagnóstico definitivo. Para el diagnóstico definitivo se usan esquemas de clasificación; 
sin embargo, usar una sola clasificación puede que no sea del todo adecuado. Por tanto se describen 3 
tipos de clasificación para la anemia (Duncan y Prasse 2005). 
 
A. Clasificación según el Tamaño (V.C.M.) y la Concentración de Hemoglobina (C.M.H.C.) del 
Eritrocito 
 
1. El V.C.M. clasifica la anemia en Normocitica si se encuentra dentro del rango de referencia; y 
Macrocitica o Microcitica, si se encuentra por encima o por debajo del rango de referencia, 
respectivamente. 
 
2. La C.M.H.C. clasifica las anemias en Normocrómicos, Hipocrómicos o Hipercromicos: 
 
 Normocrómicos: la concentración de hemoglobina, está dentro del intervalo de referencia. 
 Hipocrómicos: si esta disminuida. 
 
 La Hipercromasia está relacionada más frecuentemente con la hemolisis de los eritrocitos o 
administración de oxiglobina, ya que los eritrocitos no producen excesos de hemoglobina. 
 En circunstancias excepcionales, los Esferocitos se asocian con Hipercromasia, a causa de la 
disminución de Volumen Eritrocitario. 
 
 
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Según Messeguer et al. (1992) las Anemias que por clasificadas por el V.C.M. o por la C.H.C.M., se 
pueden clasificar en forma conjunta, a como sigue: 
 
 Anemias Normociticas y Normocrómicas: se presentan en casos de depresión eritropoyetica, 
siendo la causa más común de anemia; generalmente indica la presencia de otra u otras 
enfermedades. 
 
 Anemias Microcíticas e Hipocrómicas: Característica de los estados deficitarios en hierro o 
imposibilidad de la utilización de hierro, para la correcta síntesis de Hemoglobina; puede aparecer 
en las perdidas crónicas de sangre. Pueden ir precedidas de Anemias Microcíticas y Normociticas, 
o Anemias Normociticas e Hipocrómicas. Anemias Macrocíticas y Normocrómicas: Asociadas a las deficiencias de Vit. B12 y a las 
carencias de cobalto en Rumiantes. La mayoría de estas Anemias son transitorias y se presentan 
durante la fase de recuperación de hemorragias o hemolisis. 
 
B. Clasificación en Función de la Respuesta de la Medula Ósea 
 
a. Anemia Regenerativa 
 
La medula ósea responde activamente a la anemia, aumentando la producción de eritrocitos. Entre los 
hallazgos que pueden indicar regeneración de los eritrocitos tenemos: 
 
 Policromasia. 
 Reticulocitos con anisocitosis. 
 Macrocitos e hipocromasia, asociado a reticulocitosis. 
 Punteado basófilo de los eritrocitos rumiantes. 
 
Las especies capaces de la máxima respuesta reticulocitica son las que tienen la regeneración más intensa. 
La capacidad de las especies para organizar una respuesta regenerativa, en orden decreciente, es: caninos, 
felinos, bovino, equino. La regeneración en los equinos, es difícil detectar, porque los Reticulocitos no 
se liberan a la circulación. Un incremento del V.C.M. puede indicar respuesta regenerativa. 
 
La presencia de regeneración indica, etiología externa a la medula ósea, implicando perdida (ej. 
hemorragia) o lisis (ej. cuerpos de Heinz, inmunomediada o fragmentación). Algunos ejemplos de 
Anemia Regenerativa son: Hemolisis, Hemorragia, Regeneración (una vez se ha resuelto la causa de 
anemia no regenerativa). 
 
b. Anemia No Regenerativa 
 
Indica la ausencia de respuesta eritroide en la medula ósea. La falta de respuesta puede ser debido a que 
no ha transcurrido el tiempo necesario para la respuesta, y también otras circunstancias como: 
inflamación crónica, enfermedad renal y desordenes endocrinos. La Policromasia, reticulocitosis y 
punteado basófilo (rumiantes), están bajos o ausentes. 
 
La anemia puede parecer no regenerativa durante los primeros 2-3 días del inicio de la hemorragia o 
hemolisis aguda o sobreaguada. En la especie equina al no liberar Reticulocitos a la circulación, todas 
las anemias parecen no regenerativas. 
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Las causas de anemia, pueden ser multifactoriales y esto puede afectar la respuesta regenerativa. Algunos 
ejemplos de Anemia No Regenerativa son: anemia de la enfermedad inflamatoria, fallo renal, anemia por 
deficiencia de hierro, anemia aplasica, aplasia pura de células rojas y desordenes endocrinos. 
 
C. Clasificación según los Mecanismos Fisiopatológicos Principales 
 
a. Anemia por Pérdida de Sangre 
 
 Hallazgos de Laboratorio en la perdida aguda de sangre: 
 
 Hematocrito inicialmente puede estar dentro del intervalo de referencia, ya que todos los 
componentes sanguíneos se pierden en igual proporción. 
 Puede entrar en shock hipovolémico, si pierde más de un tercio del volumen sanguíneo. 
 El recuento de plaquetas, aumenta durante las primeras horas después de la hemorragia; una 
trombocitosis persistente puede indicar perdidas continuas de sangre. 
 El volumen sanguíneo se reestablece con el aporte de líquido intersticial; pero este 
movimiento de líquido causa dilución de la masa de eritrocitos y genera signos laboratoriales 
de anemia (Hematocrito, Recuento de Eritrocitos y Hemoglobina disminuidos). 
 Si se mantiene la reticulocitosis más de 2-3 semanas, se sospecha de sangrados continuos. 
 Aproximadamente 3 horas después de la hemorragia se produce una leucocitosis neutrofilica. 
 También se puede observar hipoproteinemia (disminución en la concentración de proteínas 
plasmáticas); pero aumenta a los 2-3 días, volviendo a su valor de referencia. 
 Las proteínas plasmáticas se normalizan antes del hematocrito, hemoglobina y recuento de 
eritrocitos. 
 En el fallo primario de la medula ósea, se puede presentar trombocitopenia y hemorragia 
posterior; en estos la anemia es no regenerativa. 
 
 Hallazgos de Laboratorio en la perdida crónica de sangre: 
 
 Respuesta regenerativa, pero generalmente no es tan intensa como en la pérdida de sangre 
aguda. 
 Trombocitosis persistente. 
 Hipoproteinemia. 
 Con el tiempo puede agotarse los depósitos de hierro y aparecer anemia por deficiencia de 
hierro, caracterizada por microcitosis e hipocromasia. 
 
 Las Anemia por Hemorragias Externa o Hemorragia Interna se diferencian entre sí, en que las 
hemorragias externas, impiden la reutilización de componentes como el hierro y la proteína 
plasmática; mientras que en las hemorragias internas estos componentes se pueden reabsorber y 
reciclar; también pueden ser menos grave y más marcadamente regenerativa. 
 
Cuadro 3.6. Causas por Perdida de Sangre 
 
Hemorragia Aguda Hemorragia Crónica 
Ulceras gastrointestinales Hematuria 
Defectos de hemostasia Hemofilia 
Intoxicación por helechos Neoplasia Tumores gastrointestinales 
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Coagulación Intravascular Diseminada Tumores vasculares 
Deficiencia de factor X 
Parasitismo 
Ancilostomosis 
Hemofilia A y B Estrongilosis 
Intoxicación por rodenticidas Coccidiosis 
Neoplasia 
Hemangiosarcoma Esplénico Hemoncosis 
Hemangioma Esplénico Pulgas, Garrapatas, Piojos 
Trombocitopenia Deficiencia de Vitamina K 
Traumatismos Ulceras gastrointestinales 
Cirugía 
Fuente: Duncan y Prasse (2005) 
 
b. Anemia por Destrucción Acelerada de Eritrocitos 
 
 Hallazgos de laboratorio de la anemia hemolítica: 
 
 Recuentos de Reticulocitos más altos en las anemias hemolíticas, que en las anemias 
hemorrágicas externas. 
 Concentración de proteína plasmática dentro de su intervalo de referencia o aumentada 
(Hiperproteinemia). 
 Puede existir leucocitosis neutrofilica y monocitosis. 
 Morfología anormal de los eritrocitos, como: cuerpos de Heinz, hematozoarios eritrocitarios, 
Esferocitos o Poiquilocitosis. 
 
 Diferenciación a través de los hallazgos de laboratorio de los diferentes tipos de anemia hemolítica 
 
 Hemolisis Extravascular: 
 
Los eritrocitos son secuestrados en el hígado o bazo, donde son fagocitados o lisados procediéndose, en 
el lugar donde se destruyen, a la catabolización de la hemoglobina. 
 
 Respuesta regenerativa asociada a concentración plasmática normal o aumentada. 
 No hay hemoglobinemia, ni hemoglobinuria. 
 En los casos de bajo grado de hemolisis, la respuesta de la medula ósea puede compensar la 
destrucción de eritrocitos; a esta situación se le denomina “anemia hemolítica compensada” 
 Neutrofilia, monocitosis y trombocitopenia. 
 Aumento de la actividad de los macrófagos y hematopoyesis extramedular, pueden dar lugar 
a esplenomegalia. 
 Morfología anormal de los eritrocitos, como: Esferocitos, Esquistocitos y Queratocitos, 
indican excesiva fagocitosis de los eritrocitos. 
 
 Hemolisis Intravascular: 
 
Los eritrocitos son destruidos en el torrente sanguíneo, liberando hemoglobina al plasma, la cual será 
eliminada por el hígado o excretada por los riñones. 
 
 Hemoglobinemia es la característica principal, y se detecta por: 
o Alteración cromática rojiza del plasma. 
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o Aumento de la C.M.H.C. y la H.C.M. 
 Hemoglobinuria durante las 12-24 horas posteriores a la hemolisis. 
 Morfología anormal de los eritrocitos, como: Esquistocitos, Queratocitos, Cuerpos de Heinz, 
Excentrocitos. 
 
Cuadro 3.7. Causas de Destrucción Acelerada de Eritrocitos 
 
Hemolisis Intravascular Hemolisis Extravascular (fagociticia) 
Bacterias 
Clostridium hemolyticum Hematozoarios 
de los 
Eritrocitos 
Anaplasma spp. 
Cl. novyi 
Mycoplasma spp. 
Cl. perfringens 
E. coli (síndrome 
hemolítico urémico) 
Inmunomediada 
Anemia hemolítica autoinmune 
(caninos, felinos) 
Leptospira spp. 
Virus de la anemia infecciosa 
equina 
Parásitos de los 
Gl. Rojos 
Babesia spp. Ehrlichia spp. 
Plantas y 
productos 
químicos 
Oxidantes: acetaminofén, 
benzocaína,Brasicca 
spp., deficiencia de cobre, 
fenotiacina, césped, 
Vitamina K 
Virus de la leucemia felina 
Cefalosporinas Lupus eritematoso 
Ricino Hemangiosarcoma 
Venenos de serpiente Neoplasia hematopoyética 
Zinc Penicilina 
Inmunomediada 
Anemia hemolítica 
autoinmune (equinos, 
bovinos) 
Sarcocystis spp. 
Enfermedad hemolítica 
del neonato (isoeritrolisis 
neonatal) Defectos 
intrínsecos de 
los eritrocitos 
Porfiria eritrocitica 
Transfusiones 
incompatibles 
Estomatocistosis hereditaria 
 
Hipoosmoralidad 
Deficiencia de selenio 
(bovinos) 
Deficiencia de piruvato quinasa 
(caninos) 
Hemoglobinuria fría 
Fragmentación 
Coagulación Intravascular 
Diseminada 
Fluidos hipotónicos Gusanos del corazón (Dirofilaria) 
Intoxicación por agua Vasculitis 
Fragmentación Síndrome de la vena cava Síndrome 
hemofagocitico 
Hiperesplenismo 
Hipofosfatemia 
Hiperalimentacion Histiocistosis maligna 
Hemoglobinuria posparto 
 Fallo hepático (equinos) 
Deficiencia de fosfofructoquinasa (caninos) 
Fuente: Duncan y Prasse (2005) 
 
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Página 69 
c. Anemia por Eritropoyesis Reducida o Defectuosa 
 
Las causadas por una disminución o defectos de la eritropoyesis son del tipo no regenerativo, y se 
caracterizan por tener una medula ósea anormal que no puede mantener una eritropoyesis efectiva. 
 
Cuadro 3.8. Causas de Eritropoyesis Reducida o Defectuosa 
 
Eritropoyesis Reducida Eritropoyesis Defectuosa 
Anemia por 
Trastornos 
Crónicos 
Inflamación crónica 
Maduración 
Anormal 
Diseritropoyesis Congénita en 
bovinos Hereford 
Neoplasia 
Diseritropoyesis en perros Springer 
Spaniel Ingles 
Daño 
Citotóxico de la 
Medula Ósea 
Helecho común 
Mielosis 
Eritremica o 
Eritemia Aguda 
Eritroleucemia 
Fármacos 
Anticancerígenos 
Citotoxicos 
Macrocistosis del perro Caniche 
Estrógenos Síndrome Mielodisplasico 
Furazolidona 
Trastornos de la 
Síntesis del 
Hemo 
Toxicidad por Cloranfenicol 
Fenilbutasona Deficiencia de obre 
Radiación Deficiencia de Hierro 
Carencia de 
Eritropoyesis 
Enfermedad Renal 
Crónica 
Envenenamiento por Plomo 
Hipoadrenocorticismo Deficiencia de Piridoxina 
Hipoandrogenismo Trastornos de la 
Síntesis de Ácido 
Nucleico 
Deficiencia o Malabsorción de B12 
Hipopituitarismo Deficiencia de Ácido Fólico 
Hipotiroidismo 
 
Inmunomediado 
Aplasia Pura de Gl. 
Rojos 
Infecciones 
Ehrlichia spp. 
Virus de la Leucemia 
Felina 
Virus de la 
Panleucopenia Felina 
Parvovirus 
Tricostrongilios 
(Trichuris) 
Mieloptisis 
Leucemia Linfocítica 
Neoplasia Metastatica 
Mielofibrosis 
Trastornos 
Mieloproliferativos 
Osteopetrosis, 
Osteoclerosis 
Fuente: Duncan y Prasse (2005) 
 
 
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3.3.3.6. Cambios en el Aspecto y Morfología de los Eritrocitos 
 
La evaluación de los eritrocitos debe incluir la observación del 
tamaño, color, forma, presencia de eritrocitos inmaduros y de 
inclusiones en los eritrocitos; entre otros. 
 
a. Tamaño 
 
 Anisocitosis: Presencia de eritrocitos de distintos 
tamaños en una misma muestra. 
 
 Normocitosis: Eritrocitos de tamaño normal según la 
especie animal de la que se trate. 
 
 Macrocitosis: Eritrocitos de tamaño superior al normal según la especie animal de la que se trate. 
 Macrocitos Normocromicos: en Macrocitosis de los Caniches, Infecciones por FeLV, 
Preleucemia en caninos y felinos, Aplasia Eritroide de los felinos, Deficiencia de Vit. B12 
de los Schnauzer. 
 Asociado al incremento de V.C.M. 
 
 Microcitosis: Eritrocitos de tamaño inferior al normal según la especie animal de la que se trate. 
 Se pueden observar en anemias por Deficiencia de Hierro y por Deficiencia de Piridoxina; 
también se asocian a la Anastomosis Portosistémica y la Hiponatremia. 
 Asociado a la disminución de V.C.M. 
 Microcitos en perros sanos de algunas razas asiáticas como Akita, Chow Chow, Shar Pei, 
Shiba Inu. 
 
Color 
 
 Anisocromia: Aparición de eritrocitos con distintas coloraciones en una misma preparación. 
 Frecuente en los casos de anemia. 
 
 Hipocromía: Los eritrocitos aparecen menos teñidos, de lo normal. 
 Suele asociarse con microcitosis. 
 Deficiencia de Hierro, y también Intoxicación por Plomo. 
 
 Policromasia: Alteración de la afinidad de los eritrocitos por 
las soluciones colorantes, con disminución de su carácter 
acidofilo y una mayor apetencia por los colorantes basófilo. 
 Esto origina una función anormal de los mismos, se 
relaciona con gran actividad medular y debe 
considerarse como un signo de regeneración hemática. 
 
 
Fig. 3.25. Anisocitosis. Tomado de 
Sink y Feldman (2004) 
 
Fig. 3.26. Policromasia. Tomado 
de Sink y Feldman (2004) 
 
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Cuadro 3.9. Variaciones Morfológicas de los Eritrocitos y sus Causas 
 
Anormalidad Imagen Características/Morfología Causas 
Forma 
Poiquilocitosis 
 
presencia de eritrocitos de diferentes 
formas en una misma preparación 
 Con frecuencia aparecen en los porcinos, 
caprinos y terneros jóvenes 
 Se presenta en relación con procesos 
anémicos 
 Se eliminan prematuramente de la 
circulación, provocando anemia 
hemolítica 
Excentrocitos 
 
Eritrocitos con la hemoglobina 
condensada en una parte de la célula, 
dejando el resto vacía o con aspecto de 
ampolla 
 Consecuencia de daños oxidativos con 
peroxidación de los lípidos y 
entrecruzamiento de la membrana celular 
 Agentes oxidantes (cebolla, 
acetaminofén, vitamina K) 
Esferocitos 
 
Son globulares o redondos, con una 
cantidad normal de hemoglobina; pero 
debido a que no quedan bien extendidos 
parecen más pequeños que los 
eritrocitos normales 
 Anemias hemolíticas inmunomediadas, 
después de transfusiones y algunas fases 
de la anemia de Cuerpo de Heinz, 
picaduras de serpientes, intoxicación con 
Zinc, diseritropoyesis familiar 
 Hematozoarios eritrocitarios, bovinos 
afectados por Anaplasma sp. 
Ovalocitos 
(Eliptocitos) 
 
Eritrocitos de forma ovalada 
 Enfermedad hereditaria por deficiencia de 
la proteína 4.1 de la membrana del 
citoesqueleto eritrocitario 
 Deficiencia de hierro, desordenes 
mieloproliferativos, leucemia linfocítica 
aguda, glomerulonefritis 
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Queratocitos 
(Células casco) 
 
Son eritrocitos con 1-2 proyecciones 
que se forman de una vesícula herniana 
 Suele derivar de daños oxidativos de la 
membrana eritrocitaria, formando parte 
de los Cuerpos de Heinz 
 Deficiencia de hierro, enfermedad 
hepática, toxicidad por doxorrubicina, 
síndromes mielodisplasicos, 
almacenamiento de sangre tratada con 
EDTA 
Células Dianas 
(Codocitos) 
 
Eritrocitos con una zona central 
redondeada de material pigmentado, 
rodeada por una zona clara sin 
pigmento y con un anillo denso de 
citoplasma cerca de la periferia del 
eritrocito 
Puede asociarse con enfermedad hepática y 
deficiencia de hierro, anemias regenerativa, 
diseritropoyesis congénita en perros 
Hematíes 
Crenados 
 
Tienen forma estrellada 
Carecen de significancia clínica y aparecen 
como consecuencia de un retraso en el secado 
de la preparación o el empleo de sol. 
hipertónicas durante la tinción 
Acantocitos 
 
Eritrocitos que presentan espículados 
con 2 o más proyecciones irregulares y 
normalmente redondeadas 
 Asociado a Hemangiosarcoma (sobre 
todo si afecta el hígado), 
glomerulonefritis, linfoma, enfermedades 
hepáticas, hipercolesterolemia, 
coagulación intravascular diseminada 
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Equinocitos 
 
Eritrocitos especulados, con muchas 
proyecciones uniformes y regularmente 
separadas 
 Equinocitos de tipo I: espículas en 
laperiferia del eritrocitos 
 Equinocitos de tipo II y III: tienen 
espículas en toda la superficie del 
eritrocito 
 Con frecuencia en rumiantes 
 Equinocitos de tipo I: asociados a 
cambios de temperatura, pH, secado, 
deficiente técnica en la preparación del 
frotis, sobredosificación de EDTA, 
almacenamiento prolongado de la 
muestra de sangre 
 Equinocitos de tipo II y III: se han 
detectado en casos de uremia, reducción 
de electrolitos, linfoma, toxicidad por 
doxorrubicina y glomerulonefritis 
Esquistocitos 
 
Fragmentos eritrocitarios irregulares, 
como resultado de las tensiones de 
soportadas en la circulación y con 
fibrina intravascular y los flujos de 
sangre turbulentos 
Se asocia a coagulación intravascular 
diseminada (CID), deficiencia de hierro, 
hemangiosarcoma, glomerulonefritis, fallo 
cardiaco congestivo, enfermedad hepática, 
mielofibrosis, toxicidad crónica por 
doxorrubicina y vasculitis 
Dacriocitos 
 
De forma piriforme, aparecen por 
incapacidad del eritrocito para 
recuperar su forma después de haberse 
deformado en los vasos sanguíneos 
 Relacionado a alteraciones en las 
proteínas del citoesqueleto del eritrocito 
 Si las colas están orientados hacia una 
misma dirección, probablemente sea 
debido a artefactos en la preparación del 
frotis 
 Desordenes mieloproliferativos, 
glomerulonefritis, hiperesplenismo, 
deficiencia de hierro en rumiantes 
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Estomacitos 
 
eritrocitos deformes en los que existe 
una zona lineal de palidez central 
 Se encuentra en la estomatocitosis 
hereditaria de los Alaskan Malamutes, 
Drentse Partrijshond y Schnauzers 
Miniatura 
 Incremento en el contenido de agua de los 
eritrocitos 
Aparición de Hematíes Inmaduros 
Eritrocitos 
Nucleados 
 
Formas inmaduras que representan los 
primeros estadios de desarrollo de los 
eritrocitos; son células con un núcleo 
muy grande y color purpura 
(Metarrubricitos, Rubicitos, estados 
iniciales de desarrollo eritrocitario) 
 Se puede observar en números elevados 
en cerdos sanos, especialmente lechones 
de menos de 3 semanas de edad 
 Respuesta apropiada: anemias altamente 
regenerativas, con intensa hiperplasia 
eritroide, se acompaña de reticulocitosis 
 Respuesta inapropiada: intoxicación por 
plomo, deficiencia de hierro, deficiencia 
de cobre, Hemangiosarcoma, 
hematopoyesis extramedular, mieloptisis, 
síndrome del disco intervertebral, 
macrocitosis hereditaria del Caniche, 
endotoxemia, traumatismo de la medula 
ósea, necrosis de la medula ósea, 
metástasis neoplásicas de la cavidad de la 
medula ósea, mielofibrosis, infección por 
FeLV, síndrome mielodisplastico y 
leucemia 
Reticulocitos 
 
Contienen restos de ARN, en forma de 
retículo o red, y aparecen de forma 
normal en escasa proporción en sangre 
periférica 
Se ven aumentadas en las fases regenerativas 
de las anemias 
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Presencia de Inclusiones en los Hematíes 
Cuerpos de 
Howell-Jolly 
 
Restos nucleares en forma de gránulos 
de color violeta oscuro en el interior de 
los eritrocitos, con localización 
excéntrica 
 Se encuentran en 1% de los eritrocitos 
felinos 
 Su aparición en gran número indica 
intensa actividad eritropoyetica 
acelerada, y suele acompañar a las 
anemias hemolíticas y hemorrágicas 
 Después de una esplenectomia 
 Tratamiento con glucocorticoides 
Cuerpos de 
Heinz 
 
Restos de hemoglobina 
desnaturalizada, de forma redondeada 
que sobresale en la membrana del 
eritrocito; o también puede parecer un 
pequeño cuerpo refractario en el 
citoplasma 
 Hasta un 10% de los eritrocitos felinos 
pueden contener Cuerpos de Heinz 
(cuerpo refractarios eritrocitarios) 
 Pueden causar hemolisis intravascular, 
hipertiroidismo, linfoma, consumo de 
cebolla, intoxicación por zinc, deficiencia 
de selenio, acetaminofén, fenotiacina, 
vitamina K 
Punteado 
Basófilo 
 
Agregaciones de ARN residual 
 En ovejas y bovinos anémicos, 
ocasionalmente en la anemia felina 
 En anemias regenerativas, y puede ser 
una respuesta adecuada durante la anemia 
 Puede ser indicador de toxicidad por 
plomo, si se acompaña de 
metarrubricitosis 
Otros 
Aglutinación 
 
Agregación de eritrocitos en forma de 
racimos de uvas 
 Anemias inmunomediadas (mediadas por 
anticuerpos) 
 Tratamientos con heparina 
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Formación en 
Pilas de 
Monedas 
(Rouleaux) 
 
Son agrupaciones eritrocitarias que se 
asemejan a pilas de monedas 
 En equinos gravemente anémicos o 
caquéxicos pueden no observarse 
 En caninos y felinos con enfermedades 
inflamatorias y neoplásicas, se puede ver 
una marcada presencia de pilas de 
monedas 
 Procesos inflamatorios, enfermedades 
linfoproliferativas 
Inclusiones del 
Moquillo 
 
En los eritrocitos caninos, son irregulares, redondos o con forma de anillo; y se tiñen 
magenta con tinciones de Romanowsky 
Fuente: Messeguer et al. (1992), Reagan (1999) y Jardon (2003) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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3.4. SERIE BLANCA 
 
3.4.1. Generalidades 
 
La función principal del sistema leucocitario es la de defender al organismo de lo que es ajeno; no 
obstante, cada uno de los leucocitos tiene funciones diferentes y cada uno se comporta como un sistema 
independiente, aunque relacionado con los demás. La defensa del organismo, se lleva a cabo mediante 2 
mecanismos generales; la fagocitosis de substancias a las que se les identifica como ajenas y el desarrollo 
de una reacción inmunitaria en contra de ellas (Jardon 2003). 
 
La Leucopoyesis es la producción de las células blancas o leucocitos, todos los leucocitos son producidos 
siguiendo una secuencia ordenada; pero cada uno de ellos sigue un desarrollo distinto, como son: 
 
 Granulopoyesis: involucra la producción de Neutrófilos, Eosinofilos y Basófilos, en un proceso 
ordenado, a partir de una célula precursora común conocida como Mieloblasto. 
 
 Monocitopoyesis: involucra la producción de Monocitos, que derivan de la Célula Progenitora 
Pluripotencial en la medula ósea; permaneciendo poco tiempo en la circulación y emigran al azar 
a varios tejidos y cavidades corporales, transformándose posteriormente en Macrófagos. 
 
 Linfopoyesis: involucra la producción de Linfocitos, la cual 
es estimulada por exposición antigénica y es deprimida por 
los corticoesteroides, hormonas sexuales o por desnutrición. 
 
3.4.1.1. Granulopoyesis 
 
En la medula ósea existen 3 tipos de granulocitos, que incluyen las 
células de las líneas de Neutrófilos, Eosinofilos y Basófilos; siendo 
la línea de los neutrófilos el tipo predominante de granulocitos. El 
primer precursor de granulocito es el Mieloblasto, el cual se divide 
para formar 2 Promielocitos, para luego dividirse y producir un 
Mielocito cada uno; el Mielocito Neutrófilo sufre 2 divisiones y la 
progenie resultante madura y se transforma en Metamielocitos 
Neutrófilos, estos luego se transforman en Neutrófilos En Banda, 
el cual madurara hasta convertirse en Neutrófilo Segmentado 
(Reagan 1999). 
 
 
 
 Descripción Morfológica de las Fases que Componen la Granulopoyesis Neutrofilica, según 
Reagan (1999), Jardon (2003) y Villiers y Blackwood (2005): 
 
A. Mieloblastos: célula grande con núcleo redondo o ligeramente oval, con 
cromatina punteada sin condensaciones y uno o más nucléolos prominentes. 
La cantidad de citoplasma es pequeña o moderada y de color azul, desprovisto 
de gránulosazurofilicos. 
 
Fig. 3.27. Neutropoyesis. Tomado de 
Jardon (2003) 
Fig. 3.28. Mieloblasto. 
Tomado de Jardon (2003) 
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B. Promielocitos: a menudo más grandes que los mieloblastos y se parecen a 
estos con la excepción en que pueden no tener nucléolos, pueden tener un 
zona perinuclear clara dentro del citoplasma. Su rasgo característico es la 
presencia de multiples gránulos muy pequeños de color rosado o purpureo 
en el citoplasma, y se les conoce como gránulos primarios. 
 
 
C. Mielocito: más pequeño que los primeros precursores y tiene un núcleo 
redondo u oval y ligeramente dentado, usualmente excéntrico, con una 
cromatina granular de fina a moderada y tiene cantidades moderadas de 
citoplasma azul. Dejan de producirse los gránulos primarios y se forman los 
gránulos secundarios, los cuales son más grandes que los primarios, de color 
rosa claro, los cuales son muy difíciles de reconocer con el microscopio 
óptico. 
 
 
D. Metamielocito Neutrófilo: es más pequeño que el mielocito y tiene un 
núcleo con forma de riñón, la cromatina es moderadamente condensada, 
siendo más espesa y densa que la del mielocito. Citoplasma es de color azul 
y contiene gránulos secundarios, los cuales están también en las etapas 
subsiguientes y no son fácilmente visibles al microscopio. 
 
 
E. Neutrófilo En Banda: son redondos y más pequeños que los 
metamielocitos, con núcleo en forma de U o de herradura, con los lados 
paralelos, con una anchura constante y pueden encontrarse ligeras 
indentaciones menores al 50% de la anchura del núcleo; cantidades 
moderadas de citoplasma azul o azul claro, con cromatina nuclear 
condensada. 
 
 
 
F. Neutrófilo Segmentado: de 10-12µ de diámetro, con un citoplasma que va del azul claro al rosáceo, 
y un núcleo segmentado con unos 3-5 lóbulos dependiendo la edad de la célula, de color violeta, 
cromatina nuclear condensada y lóbulos nucleares unidos por filamentos delgados de cromatina; los 
gránulos citoplasmáticos no se tiñen. Los neutrófilos de las diferentes especies domesticas son 
similares, con excepción de los neutrófilos bovinos que se tienen de un rosa más intenso. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 3.29. 
Promielocito. Tomado de Jardon (2003) 
 
Fig. 3.30. 
Mielocito. Tomado de Jardon (2003) 
 
Fig. 3.31. Metamielocito 
Neutrófilo. Tomado de Jardon (2003) 
 
Fig. 3.32. Neutrófilo en 
Banda. Tomado de Jardon (2003) 
 
Fig. 3.33. Neutrófilo Segmentado 
- Caninos. Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.34. Neutrófilo Segmentado 
- Felinos. Tomado de Reagan (1999) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 79 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Los Eosinofilos y Basófilos maduros, así como también sus precursores, aparecen en poca cantidad en 
la medula ósea normal. La producción de dicha células es similar a la de los Neutrófilos, y un desarrollo 
idéntico hasta la fase de Mielocito; posteriormente continúan desarrollándose hasta los Eosinofilos y 
Basófilos En Banda y así hasta la última fase de desarrollo, como Eosinofilo y Basófilo Maduro (Reagan 
1999). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Morfológicamente hablando son idénticos hasta la fase de los Mielocitos, donde los Mielocitos 
Eosinofilos y Basófilos se distinguen de los Mielocitos Neutrófilos por el color de sus gránulos 
secundarios; donde los Mielocitos Eosinofilos y Basófilos contienen, respectivamente, gránulos 
secundarios de color rojizo a rojizo-anaranjado, y purpureo. Los Eosinofilos y Basófilos en Banda, 
pueden reconocerse por la presencia única de gránulos secundarios. Ambas células con 10 a 15µ de 
diámetro (Reagan 1999). 
 
 Eosinofilos: es ligeramente más grande que el neutrófilo maduro, núcleo segmentado pero no de 
manera tan estrecha, con solo 2-3 lóbulos, de color violáceo; el citoplasma basofilico contiene 
gránulos redondeados, prominentes y de color rojizo a rojizo-anaranjado. 
 Caninos: son redondos y muy variables en tamaño y numero. 
 Felinos: forma de bacilo y normalmente llenan el citoplasma. 
 Equinos: grandes gránulos redondos, ovales u oblongos que llenan el citoplasma y a veces 
enmascaran el núcleo. 
 Rumiantes: pequeños gránulos redondos, completamente uniformes que normalmente llenan el 
citoplasma. 
Fig. 3.35. Neutrófilo Segmentado - Equinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.36. Neutrófilo 
Segmentado - Bovinos. Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.37. Eosinopoyesis. Tomado de Jardon (2003) 
Fig. 3.38. Basofilopoyesis. Tomado de Jardon (2003) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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 Basófilos: células redondas que son ligeramente más grandes que los neutrófilos, con un núcleo 
segmentado, elongado y en forma de cinta con cromatina condensada; el citoplasma es de color 
purpura claro con gránulos de color rojo violeta intenso o azul intenso, que pueden ocupar el 
citoplasma casi por completo y ocultan el núcleo. 
 Caninos: redondos, de color purpura oscuro y en menor cantidad; pero más grandes en 
comparación con otras especies. 
 Felinos: pequeños casi imperceptibles, redondos y de un azul lavanda. 
 Bovinos y Equinos: varios gránulos pequeños bien teñidos de color purpura, y con mayor 
frecuencia se encuentran en los equinos. 
 
 
 
 
Fig. 3.39. Morfología de las Diferentes Etapas de Maduración de los Eosinofilos. Tomado de 
Harvey (2001) 
Fig. 3.44. Morfología de las Diferentes Etapas de Maduración de los Basófilos. Tomado de 
Harvey (2001) 
Fig. 3.40. Eosinofilo – Caninos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.41. Eosinofilo – Felinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.42. Eosinofilo – Equinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.43. Eosinofilo – Bovinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
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3.4.1.2. Monocitopoyesis 
 
Los precursores de los monocitos surgen de las células madres, 
que son precursores comunes para ambas células de las líneas 
de los granulocitos y monocitos. Los Monoblastos son los 
primeros precursores, los cuales dan lugar a los Promonocitos; 
los Promonocitos dan origen a los Monocitos (Reagan 1999). 
 
 
 
 
 
 Descripción Morfológica de las Fases que Componen la Monocitopoyesis, según Reagan (1999) 
y Villiers y Blackwood (2005): 
 
A. Monoblastos: prácticamente imposible de diferenciar de los mieloblastos. 
 
B. Promonocitos: es una célula grande con núcleo oval, a veces dentado con un 
tipo de cromatina reticular o en forma de encaje; con cantidades pequeñas y 
moderadas de citoplasma azul y puede resultar difícil distinguirlas de los 
mielocitos o metamielocitos neutrófilos. 
 
C. Monocitos: son los leucocitos más grandes con unos 15-20µ de diámetro; con un citoplasma 
moderado a abundante en cuanto a cantidad y de color azul cielo o azul-gris, en el que a menudo, 
pueden diferenciarse multiples vacuolas transparentes, y algunas veces gránulos parecidos a polvo, 
finos y de color rosado. La forma del núcleo es muy variable, que puede ser redondo, en forma de 
riñón-haba, lobulado, en forma de U o en forma de S; y la cromatina nuclear tiene áreas de 
condensación pero tiene forma de encaje o reticular. Son muy similares en todas las especies 
domésticas. 
Fig. 3.49. Monocitopoyesis. Tomado de Jardon (2003) 
Fig. 3.45. Basófilo – Caninos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.46. Basófilo – Felinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.47. Basófilo – Equinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.48. Basófilo – Bovinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
 
Fig. 3.50. Promonocitos. 
Tomado de Jardon (2003) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio ClínicoVeterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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Los monocitos con el núcleo en forma de U pueden ser difíciles de distinguir de los neutrófilos en banda, 
especialmente a los que muestran cambios tóxicos; pero existen diferencias que pueden permiten la 
identificación, como se muestra en el “Cuadro 2.10”. 
 
3.4.1.3. Linfopoyesis 
 
Los linfocitos surgen del mismo precursor de célula madre común, como lo hacen el resto de otras células 
de la medula ósea. Las multiples fases de diferenciación de linfocitos en la medula ósea no pueden 
reconocerse microscópicamente, pero existen 2 tipos principales de linfocitos presentes en la sangre 
periférica: Linfocitos B y T; estos 2 tipos de células, parecen idénticas y no pueden diferenciarse 
únicamente por su morfología, siendo sus funciones completamente diferentes (Reagan 1999). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Los Linfocitos poseen un núcleo redondo con la cromatina condensada y 
manchada, que se tiñe de color violeta muy intenso y está rodeado por una corona 
de citoplasma basofilico (azul pálido) (Messeguer et al. 1992). 
 
Fig. 3.51. Monocito – Caninos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.52. Monocito – Felinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.53. Monocito – Equinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.54. Monocito – Bovinos. 
Tomado de Reagan (1999) 
Fig. 3.55. Linfopoyesis. 
Tomado de Jardon (2003) 
Fig. 3.56. Linfocito. 
Tomado de Jardon (2003) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 83 
Según Villiers y Blackwood (2005) los linfocitos pueden variar mucho de tamaño, y van desde 6-18µ de 
diámetro, cuya descripción puede ser como a continuación sigue: 
 
A. Linfocitos Pequeños: son los predominantes, siendo un poco más grandes que los eritrocitos y que 
tienen un citoplasma muy escaso, que apenas es visible alrededor del núcleo. 
 
B. Linfocitos Medianos: de tamaño similar al de los neutrófilos y tienen un citoplasma más abundante, 
que normalmente rodea al núcleo. 
 
C. Linfocitos Grandes (Linfocitos Reactivos): con un núcleo aproximadamente 1,5 más grande que el 
diámetro de un eritrocito, con abundante citoplasma muy basofilico, con una tinción oscura en la 
periferia. 
 Hay los llamados Linfocitos Granulares Grandes, que son linfocitos con muchos gránulos rojo 
magenta/rosas situados en un lado del núcleo, 
 
3.4.1.4. Problemas En La Identificación De Las Células 
 
Según Medway et al. (1973) existen ciertos problemas en la identificación de ciertos tipos de células 
sanguíneas, y propone una solución aportando pautas para su diferenciación: 
 
A. Diferenciación entre Eritrocitos Nucleados y los pequeños Linfocitos 
 
Si el citoplasma se tiñe algo de color anaranjado, la célula es un Eritrocito Nucleado, que tiene una banda 
de citoplasma alrededor del núcleo; mientras que el Linfocito solo tiene un ribete de citoplasma. El 
Metarrubricito tiene un núcleo uniformemente picnótico diferente de los cúmulos de cromatina que se 
ven en el Linfocito. El núcleo del Rubricito no es tan denso, pero su citoplasma es basófilo en mayor 
grado. 
 
B. Diferenciación entre los grandes Linfocitos y los Monocitos 
 
El núcleo de los grandes Linfocitos tiene una redondez bastante uniforme y se tiñe con uniformidad; el 
citoplasma se tiñe de azul pálido, vítreo, transparente. La irregularidad del contorno nuclear, forma de 
habichuela y cordones de cromatina caracterizan el núcleo del Monocito; el citoplasma se tiñe de azul 
gris mate y puede tener vacuolas. 
 
C. Diferenciación entre el Metamielocito Neutrófilo y el Monocito 
 
La presencia de gran número de formas en Banda, anuncia la posible presencia de Metamielocitos; estos 
suelen mostrar basofilia del citoplasma en los estados tóxicos. Los Metamielocitos mostraran el núcleo 
de forma arriñonada semejante a la habichuela, lo mismo que el Monocito. 
 
Cuadro 3.10. Factores que Diferencian Monocitos con el Núcleo en Forma de U de los Neutrófilos 
en Banda 
 
Monocitos con el Núcleo en Forma de U Neutrófilos en Banda 
Núcleo más ancho y más grande con los 
extremos en forma de pomo 
Núcleo más estrecho 
Cromatina abierta, punteada Cromatina densa, condensada 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 84 
Citoplasma azul cielo, muy basofilico 
 Citoplasma de un gris claro 
 Los Neutrófilos Tóxicos pueden tener el 
citoplasma ligeramente basofilico, pero no tan 
oscuro como el de los Monocitos 
El citoplasma suele contener vacuolas 
aisladas y algunas veces contiene gránulos 
finos, rosados, como polvo 
 Citoplasma no vacuolado 
 Los Banda Tóxicos pueden tener el citoplasma 
espumoso (sin vacuolas asiladas) y contienen 
gránulos distinguibles 
Fuente: Villiers y Blackwood (2005) 
 
3.4.2. Evaluación Laboratorial de los Leucocitos 
 
3.4.2.1. Conteo Leucocitario 
 
El recuento de glóbulos blancos nos informa del número de leucocitos por mm3 de sangre. 
 
 Materiales 
 
 Microscopio 
 Cámara de Neubauer Modificada 
 Solución de Turk 
 Método A: 
o Pipeta de Thomas para Glóbulos Blancos 
 Método B: 
o Pipetas Automáticas (1 de 10/100 y 1 de 100/1,000) 
o Puntas para los 2 tipos de Pipetas Automáticas 
 
 Solución de Turk según Messeguer et al. (1992) 
 
 Ácido Acético Glacial: 3 ml 
 Sol. Alcohólica de Violeta de Genciana 1%: 2.5 ml 
 Agua Destilada: 300 ml 
 
 Procedimiento 
 
A. Uso de Pipetas de Thomas 
 
1. Se trabaja con una dilución de sangre 1:20, para lo cual se toma sangre hasta la marca 0,5 y de 
Sol. de Turk hasta la marca 11 de la Pipeta de Thomas para Glóbulos Blancos. 
 Limpiar la punta de la pipeta después de aspirar cada líquido; así como también, evitar la 
formación de burbujas. 
2. Agitar vigorosamente la pipeta, en posición horizontal, ocluyendo ambos extremos, durante al 
menos 2 minutos. 
3. Se coloca el cubre sobre las 2 superficies laterales de la Cámara de Neubauer y procurando que 
quede adherido a la cámara. 
4. Se procede al llenado, descartando las primeras 2-3 gotas; tras ello secamos la punta de la pipeta 
y se coloca la pipeta en un ángulo de 45º grados, controlando la salida de líquido, dejando que el 
líquido llene el espacio entre el cubre y la cámara, por capilaridad del líquido. 
Fig. 3.57. Pipeta de 
Thomas para 
Glóbulos Blancos 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 85 
5. Se llevara la cámara al microscopio y se esperara de 2-3 minutos para que se produzca la 
sedimentación de las células y llevar a cabo el conteo. 
 
B. Uso de Pipetas Automáticas o Micropipetas 
 
1. Se trabaja con una dilución de 1:20; en un tubo de ensayo de 3 ml, se descargaran 380µl de Sol. 
de Turk usando la Pipeta de 100/1,000, posteriormente se adicionan 20µ l de sangre usando la 
Pipeta de 10/100. 
2. Agitar vigorosamente el tubo de ensayo, tapando el extremo; durante al menos 2 minutos 
3. Se coloca el cubre sobre las 2 superficies laterales de la Cámara de Neubauer, procurando que 
quede adherido a la cámara. 
4. Se procede al llenado, colocando la Pipeta en un ángulo de 45º grados y depositando 10µ l 
aproximadamente, dejando que el líquido llene el espacio entre el cubre y la cámara, por 
capilaridad del líquido. 
5. Se llevara la cámara al microscopio y se esperara de 2-3 minutos para que se produzca la 
sedimentación de las células y llevar a cabo el conteo. 
 
 Lectura 
 
1. Se lee a objetivo 10x. 
2. Se lee 4 cuadrantes, que se hayan ubicados 1 en cada esquina del 
Retículo (A, B, C, D), y estos a su vez están divididos en 16 
cuadriculas; estos son en los que se realizara el recuento de 
Leucocitos. 
3. Se examinan en un orden fijo, comenzando por el extremo superior 
izquierdo y siguiendo una trayectoria en zig/zag hasta haber contado 
todas las células contenidas en las 16 cuadriculas, repitiendo la 
misma operación en los otros 3 cuadrantes a contar del Retículo.Hay células que caen sobre los bordes limitantes, por esto razón se recomienda contar 
sistemáticamente las células que caigan sobre 2 de los bordes (superior y derecho), despreciando las 
que caigan sobre los otros 2 bordes (inferior e izquierdo). 
 
 Calculo 
 
A. Según Messeguer et al. (1992) 
 
 Nº de Leucocitos / mm3 de sangre = F*D*S*A 
 
 F - Cifra Fundamental = Es el promedio de Leucocitos en cada cuadricula fundamental. Se 
calcula, dividiendo el total de Leucocitos contados, entre las 64 cuadriculas sobre las que se 
ha realizado el contaje (N/64). 
 
 D – Inverso de la Dilución empleada = como se trabajó a dilución de 1:20, multiplicaremos 
por 20. 
 
 S – Inverso de la Superficie de cada una de las Cuadriculas Fundamentales = en este caso 
1/16 mm2, dando 16 que será con lo que se trabajara. 
Fig. 3.58. Área de Conteo de los Leucocitos. Tomado 
de Núñez y Bouda (2007) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 86 
 A – Inverso de la Altura existente entre el Retículo de la Cámara y el Cubre = dicha altura es 
de 1/10 mm, dando 10 que será con lo que se trabajara. 
 
 La fórmula final queda pues como sigue: 
 
 Numero de Leucocitos / mm3 de sangre = N/64 * 20 * 16 * 10 
 
B. Según Coffin (1952) 
 
 GB = Ʃ (A+B+C+D) * 50 
 
 GB = Ʃ (A+B+C+D) * 50 ÷ 1,000 
 
3.4.2.2. Recuento Diferencial de Leucocitos 
 
Para esto es imprescindible realizar una extensión y tinción de la sangre problema, con objeto de estudiar 
e identificar las características particulares de cada una de las células sanguíneas. Este recuento 
diferencial, nos permite conocer los valores relativos de los distintos tipos leucocitarios que existen en la 
sangre a examinar. 
 
Según Benjamín (1962), existen ciertas particulares con respecto a los Valores Relativos y los Valores 
Absolutos de los Leucocitos, y estas pueden ser: 
 
 Los valores relativos a menudo inducen a error, ya que un porcentaje de un cierto tipo de células 
pudiera ser debido a: 
 aumento real del número de células de ese tipo. 
 disminución del número de células de otro tipo. 
 Si el número total de células de cualquier tipo por mm3 es elevado, se considera un aumento 
absoluto; pero si únicamente el valor relativo resulto elevado, a causa de haber disminución de 
otro tipo de células, es un aumento relativo. 
 
 Materiales 
 
 Microscopio 
 Contador Manual de Células 
 Aceite de Inmersión 
 Frotis teñido de la muestra de sangre 
 
 Procedimiento 
 
1. Se lleva a cabo contando un cierto número de leucocitos (200 o más) sobre un frotis de sangre 
teñida. 
2. La observación microscópica se hace con el objetivo de inmersión 100x, habiendo colocado una 
gota de Aceite de Inmersión. 
3. Los leucocitos tienden a acumularse principalmente en los bordes de la extensión y es en estas 
zonas en las que se realiza el contaje; siguiendo una trayectoria en vaivén, zig/zag o grecas. 
Fig. 3.59. Contador 
Manual de Células 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 87 
 Se sigue a lo largo el margen exterior del frotis en 
unos tres campos, correr hacia adentro un trecho corto 
(1 mm o tres campos), luego paralelo al margen para 
examinar tres campos más, y luego regresar al borde 
del frotis; es a lo que se le conoce como grecas. 
4. Se anota el número de cada tipo de leucocitos 
encontrados, y una vez contadas e identificadas todas las 
células (200 o más) se calcula el porcentaje de cada uno 
de los tipos. 
 
 
 Calculo 
 
A. Según Messeguer et al. (1992) el Valor Relativo se calcula, con la siguiente formula: 
 
 % del Tipo de Leucocito = 100 * (nº de cada tipo leucocitario) / nº total de leucocitos contados. 
 
100 será la constante, y se multiplicara por el número de cada tipo de leucocito contado; siendo el 
resultado dividido entre el total de leucocitos contados en el frotis. 
 
B. Según Medway et al. (1973) el Valor Absoluto se calcula, con la siguiente formula: 
 
 Tipo de Leucocito/mm3 = % de cada tipo de leucocito * leucocitos/mm3. 
 
El porcentaje o valor relativo de cada tipo de leucocito, se multiplicara por el valor del recuento total de 
leucocitos. 
 
 A modo de comprobación, la suma de los valores relativos de todos los tipos de leucocitos debería 
ser igual a 100; y la suma de los valores absolutos de todos los tipos de leucocitos debería ser igual 
al recuento de leucocitos (Duncan y Prasse 2005). 
 
3.4.3. Interpretación de las Respuestas Leucocitarias 
 
3.4.3.1. Interpretación del Conteo Leucocitario 
 
Messeguer et al. (1992) describe que en el Sistema Leucocitario se distinguen 2 tipos de alteraciones: 
 
A. Reactivas 
 
Son consecuencia de la respuesta del organismo frente a la influencia de determinados agentes, lo que 
puede originar un aumento en el número de glóbulos blancos (Leucocitosis), o un descenso en ellos 
(Leucopenia). Tanto una como la otra pueden afectar a los glóbulos blancos en su conjunto, hablándose 
en tales casos de leucocitosis o de leucopenias absolutas o bien afectar solamente a alguno de los tipos 
leucocitarios (Messeguer et al. 1992). 
 
 
 
 
Fig. 3.60. Formas de Lectura del Frotis 
Teñido. Tomado de Medway et al. (1973) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 88 
a. Leucocitosis 
 
Consiste en la elevación por encima del rango de referencia del número de leucocitos. Por regla general 
es un solo tipo de células el causante del aumento, pero puede haber aumentos simultáneos en varios 
tipos de leucocitos. La elevación del número de neutrófilos ocurre con una frecuencia tan superior a la 
del aumento del número de otros tipos de leucocitos que, en general el término leucocitosis implica 
neutrofilia; a menos que se le agregue un adjetivo, ejemplo, leucocitosis eosinofila (Benjamin 1962). 
 
 Leucocitosis fisiológica: 
 
 Edad: 
o En caninos y bovinos, las crías tienen la cuenta total de leucocitos más alta que los 
animales adultos. 
o En porcinos, las crías tienen la cuenta total de leucocitos más baja que en los animales 
adultos. 
o En equinos y ovinos, no se da diferencia significativa entre las cuentas leucocitarias en las 
crías y animales adultos. 
 Digestión: 
o Los caninos presentan un aumento de leucocitos que comienza una hora después de 
comer, y alcanza su máximo a las 3-4 horas. 
o Los porcinos experimentan un aumento de más de 5,000 leucocitos/mm3 por encima del 
rango de referencia, en un rango de 1 hora y ¾. 
o Los equinos experimentan una débil leucocitosis. 
o Leucocitosis propia de la digestión, parece estar ausente en los rumiantes. 
 Ejercicio: debido a la redistribución de células normalmente retiradas de la circulación activa. 
 Miedo, excitación: suele ser transitoria. 
 Gestación. 
 
 Leucocitosis patológica: 
 
 Aparición simultanea de fiebre y leucocitosis: Infecciones agudas por bacterias piogénicas, 
los cuales son fuente de exudados purulentos, de fiebre y leucocitosis: estafilococus, 
streptococus, difteroides. En ocasiones virus como la rabia, producirá leucocitosis moderada. 
 Ausencia de leucocitosis con fiebre: Enfermedades por virus, Infecciones entéricas, 
Tuberculosis, Enfermedades producidas por hematozoarios. 
 Afecciones no infecciosas asociadas a leucocitosis: Diabetes, Uremia, Neoplasmas malignos, 
Hemorragias agudas o hemolisis, Envenenamiento por drogas y productos químicos. 
 
b. Leucopenia 
 
Consiste en el descenso por debajo del rango de referencia del número de leucocitos. Una leucopenia 
balanceada es ocasionada por una disminución de todos los tipos de leucocitos o puede ser causada por 
la reducción de cualquiera de los tipos leucocitarios, recibiendo el nombre del tipo de leucocito que 
disminuye (Benjamin 1962). 
 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 89 
 Infecciones: 
 Infecciones porvirus: enteritis felina, moquillo (al principio), hepatitis infecciosa canina, 
cólera porcino, influenza porcina, enfermedades de las mucosas del ganado, fiebre catarral 
maligna del ganado. 
 Infecciones bacterianas abrumadoras. 
 Infecciones por protozoarios. 
 Estados caquécticos y de debilitación 
 Trastornos hematopoyéticos 
 Agentes físicos: 
 Radiación ionizante: rayos X, agentes radiactivos (radio). 
 Agentes químicos: 
 Antibióticos: penicilina, estreptomicina, terramicina. 
 Sulfamidas. 
 Analgésicos: fenacetina, antipirina, aminopirina. 
 Antihistamínicos: antergan, piribenzamina. 
 Anticonvulsivos: dilantina, mesantoina, tridiona. 
 Drogas antitiroideas: tiouracil, propiltiouracil. 
 Depresores hematopoyéticos: mostaza de nitrógeno, aminopterina, mileran, trietileno 
melamina. 
 Compuestos arsenicales: arsfenamina, neoarsfenamina. 
 Otros productos: barbitúricos, plomo, mercurio, oro, bismuto, cloropromacina. 
 
B. Esenciales 
 
Se incluye las leucemias de etiología desconocida, caracterizada por una proliferación incontrolada del 
sistema leucocitario (Messeguer et al. 1992). 
 
3.4.3.2. Interpretación del Recuento Diferencial de Leucocitos 
 
A. Neutrófilos 
 
a. Neutrofilia 
 
 Fisiológica: Excitación, Miedo, Ejercicio, Convulsiones, Parto. 
 Corticosteroides: 
 Exógenos (administración de fármacos). 
 Endógenos (estrés, hiperadrenocorticismo). 
 Inflamación (local o generalizada): 
 Infecciosa (primaria o secundaria): Bacterias, Rickettsias, Virus, Hongos, Parásitos. 
 No infecciosa: Quemaduras, Infarto, Enfermedades inmunomediadas, Necrosis, 
Postoperatorio, Trombosis. 
 Hemorragia y hemolisis. 
 Toxemia / intoxicación: Botulismo, Endotoxemia, Uremia. 
 Neoplasia: Leucemia granulocitica, Leucemia mielomonocitica, Otras neoplasias malignas 
(incluyendo síndromes paraneoplásicos). 
 Anomalías genéticas: Deficiencias en la adhesión de leucocitos. 
 
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 La neutrofilia inflamatoria, suele producirse con un aumento en el número de los neutrófilos 
inmaduros; alarmante cuando el número de neutrófilos inmaduros iguale o supere al de los neutrófilos 
maduros, o exista desviación a la izquierda sin neutrofilia. 
 
b. Neutropenia 
 
 Demanda tisular aumentada: Infección bacteriana, Endotoxemia, Enfermedades 
inmunomediadas. 
 Desviación de neutrófilos del grupo circulante al marginal: Endotoxemia (respuesta transitoria y 
difícil de detectar). 
 Producción de neutrófilos disminuida: 
 Quimioterapia y radioterapia. 
 Reacciones farmacológicas idiosincrásicas: Antibióticos, Antimicóticos, Estrógenos, AINEs 
 Agentes infecciosos: Virus, Rickettsias, Micosis diseminada, Panleucopenia felina, 
Toxoplasmosis. 
 Intoxicaciones: Toxicidad por estrógenos, Reacciones farmacológicas idiosincrásicas. 
 Mieloptisis: Necrosis de la medula ósea, Mielofibrosis, Síndrome mielodisplasico. 
 Alteraciones genéticas: Hematopoyesis cíclica canina (Collie Gris), Neutropenia familiar 
(equinos raza Standard, caninos de raza pastor Belga Tervueren). 
 Neoplasia: Neoplasia hematológica o metastasico. 
 
c. Curva de Arneth 
 
Indica el porcentaje de las diferentes categorías de formas polinucleares de neutrófilos, que se clasifican 
según el número de lobulaciones de su núcleo; se clasifican en 6 categorías: Metamielocitos, No 
Segmentados (En Banda), de 2, de 3, de 4 y de 5 lobulaciones (Messeguer et al. 1992). 
 Fig. 3.61. Grafica de la Curva de Arneth 
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 Desviación a la Izquierda: sucede cuando el comportamiento de reserva se agota y hay una 
demanda continuada de neutrófilos, que se soluciona liberando neutrófilos inmaduros 
(principalmente formas en banda) del comportamiento de maduración. Si la enfermedad es grave 
se prolonga (Duncan y Prasse 2005). 
 
 Regenerativa: hay un aumento de los neutrófilos en banda y hay neutrofilia, en la que el 
número de neutrófilos es superior al número de bandas; y es un indicador de pronóstico bueno. 
 
 Degenerativa: el recuento de leucocitos es bajo o normal y el número de neutrófilos en banda 
supera al número de neutrófilos maduros. Este hecho sugiere que la medula ósea es incapaz 
de mantener un número adecuado de neutrófilos para solucionar el aumento de demanda; 
siendo esto un indicador de pronóstico grave. 
 
 Desviación a la Derecha: se produce cuando la salida de neutrófilos de la circulación esta 
disminuida, y la mayoría de veces está producida por cortisol endógeno o por corticosteroides 
exógenos. Se produce una neutrofilia madura, con Hipersegmentacion (+ de 5 lóbulos) y picnosis 
que representan el cambio normal del envejecimiento. 
 
B. Eosinofilos 
 
a. Eosinofilia 
 
 Parasitismo: 
 Ectoparásitos, como artrópodos. 
 Endoparásitos: Nematodos, Protozoos, Trematodos. 
 Hipersensibilidad inmediata o retardada: Asma, Dermatitis, Granuloma eosinofilico, Queratitis 
eosinofilica felina, Gastroenteritis, Neumonitis, Panosteitis canina, Hipersensibilidad a la leche 
en bovinos. 
 
 Neoplasia: 
 Primaria, como leucemia eosinofilica. 
 Paraneoplásica: Mastocitoma, Linfoma de células T, Granulomatosis linfomatoide, Diversos 
carcinomas, Fibrosarcoma. 
 Infecciones: 
 Virus (algunas cepas de FeLV). 
 Bacterias (algunos estafilococos y estreptococos). 
 Hongos (criptococosis). 
 Reacciones medicamentosas, como las tetraciclinas. 
 Misceláneas: 
 Síndrome hipereosinofilico (felinos, Rottwaillers). 
 Hipoadrenocorticismo. 
 Hipertiroidismo (felinos). 
 
b. Eosinopenia 
 
Se produce eosinopenia tras administración excesiva de corticosteroides, hiperadrenocorticalismo y 
durante la fase de lucha en la mayoría de las enfermedades infecciosas agudas que cursan con neutrofilia. 
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C. Basófilos 
 
a. Basofilia 
 
La basofilia en los frotis sanguíneos de los mamíferos casi nunca es exagerada, pero la detección de 
incluso unos pocos basófilos en el frotis, siempre llama la atención. La basofilia aparece en felinos, pero 
puede pasar por alto porque los gránulos de los basófilos maduros no se tiñen de color normal, ya que se 
tiñen de color marrón grisáceo; mientras que en los frotis sanguíneos de equinos, se puede encontrar 
basofilia en ausencia de eosinofilia (Duncan y Prasse 2005). 
 
 Parasitismo: 
 Infestaciones por Dirofilaria immitis (caninos y felinos). 
 Infestación por Dipetalonema reconditum. 
 Hepatozoonosis. 
 Ancilostomiasis (caninos). 
 Esquistosomiasis. 
 Garrapatas. 
 Enfermedades alérgicas: Dermatitis, Neumonitis, Granulomas eosinofilicos, Gastroenteritis. 
 Reacciones medicamentosas: Heparina, Penicilina. 
 Neoplasias: 
 Mastocitoma 
 Enfermedad mieloproliferativa. 
 Granulomatosis linfomatoide. 
 Trombocitemia esencial. 
 Leucemia basofilica. 
 
b. Basopenia: Carece de significación clínica. 
 
D. Linfocitos 
 
a. Linfocitosis 
 
 Fisiológica: 
 En animales jóvenes, sobretodo en felinos. 
 Infecciones subagudas o crónica. 
 Durante los periodos de convalecencia. 
 Estimulación antigénica crónica: 
 Infección bacteriana. 
 Infección rickettsial. 
 Infección vírica. 
 Micosis profundas. 
 Infecciones protozoarias. 
 Postvacunal. 
 Hipoadrenocorticismo. 
 Neoplasia linfoide: Linfoma, Leucemia linfoide. 
 
 
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b. Linfopenia 
 
 Inducida por fármacos: 
 Corticosteroides: Corticosteroides exógenos, Hiperadrenocorticismo (producción endógena 
de cortisol). 
 Interleucina (rhIL-2). 
 Infección sistémica aguda: 
 Septicemia, Endotoxemia, Virus (a menudo solo en fases tempranas). 
 Inducida por tratamientos: Fármacos inmunosupresores, Quimioterapicos, Radioterapia. 
 Perdidade linfa rica en linfocitos: 
 Linfa eferente: Quilotorax, Enfermedad cardiaca felina. 
 Linfa aferente: Linfoma alimentario, Neoplasias intestinales, Enteritis granulomatosa 
incluyendo la paratuberculosis, Enteropatías con pérdida de proteínas, Linfangiectasia, 
Enteritis ulcerativa. 
 Desorganización de la arquitectura tisular con alteración de la recirculación de linfocitos: 
 Enfermedades granulomatosas generalizadas. 
 Linfoma multicentrico. 
 Anomalías hereditarias: 
 Deficiencia selectiva de linfocitos T. 
 Inmunodeficiencia combinada grave (potros Árabes, Basset Hounds. Jack Russell Terrier). 
 
E. Monocitos 
 
a. Monocitosis 
 
Puede ocurrir en cualquier momento que se produzca neutrofilia y es el cambio menos característico del 
leucograma en la respuesta a corticosteroides, excepto en el perro; puede observarse monocitosis tanto 
en la fase aguda como en la crónica, de la enfermedad. Anuncia la recuperación de la neutropenia. 
(Duncan y Prasse 2005). 
 
 En casos de endocarditis bacteriana y bacteriemia, donde la monocitosis puede ser la alteración 
más destacada del leucograma. 
 Se asocian alteraciones caracterizadas por supuración, necrosis, malignidad, hemolisis, 
hemorragia, lesión inmunomediada, y determinadas enfermedades piogranulomatosas. 
 
b. Monocitopenia: Carece de significación clínica. 
 
F. Respuesta Leucocitaria 
 
Según Messeguer et al. (1992) el leucograma interpretado de forma individual, no puede develar toda la 
situación clínica del paciente; por tanto debe también interpretarse en conjunto, y para esto hay ciertos 
aspectos que pueden ayudan a la interpretación en conjunto: 
 
 Leucograma de Estrés: Leucocitosis, Neutrofilia sin Desviación a la Izquierda, Linfopenia, 
Eosinopenia, Monocitosis (puede o no presentarse). 
 
 Leucograma Inflamatorio: Leucocitosis (en mayor grado en caninos y felinos, seguido de los 
equinos y por último los bovinos), Neutrofilia con Desviación a la Izquierda (en mayor o menor 
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grado según la especie; no se aprecia en bovinos), Linfopenia, Eosinopenia, Monocitopenia 
(procesos agudos) o Monocitosis (procesos crónicos). 
 
 Gravedad de la Enfermedad 
 
 Proceso controlado por un buen funcionamiento de las Defensas Corporales: Leucocitosis, 
Neutrofilia con ligera Desviación a la Izquierda, Persistencia de Eosinofilos. 
 
 Gravedad Moderada: Leucocitosis, Neutrofilia, Linfopenia, Eosinopenia. 
 
 Proceso Toxico: Aparición de Neutrófilos Tóxicos. 
 
 Estados Graves: Neutrófilos inmaduros exceden en número a los Neutrófilos maduros. 
 
 Proceso en Vías de Recuperación: Recuperación en la normalidad del número de Leucocitos 
totales, Descenso en el número de Neutrófilos, Recuperación en el número de Linfocitos y 
Eosinofilos. 
 
 Curso de la Enfermedad 
 
 Enfermedad de Curso Agudo: Desviación a la Izquierda Regenerativa, Leucopenia (fase aguda 
de los procesos víricos). 
 
 Enfermedad de Curso Crónico: Desviación a la Izquierda Degenerativa, Monocitosis. 
 
 Pronostico de la Enfermedad 
 
 Pronostico Desfavorable: Desviación a la Izquierda Degenerativa, Leucopenia persistente, 
Neutrófilos Tóxicos, Linfopenia persistente, Ausencia de Eosinofilos. 
 
 Pronóstico Favorable: Recuperación en la normalidad del número de Leucocitos Totales, 
Recuperación de Linfocitos y Eosinofilos, Desaparición de Neutrófilos Tóxicos, Aumento de 
los Monocitos. 
 
 Pronóstico Reservado y Pronóstico Grave (Duncan y Prasse 2005) 
 
 Cambios en los Neutrófilos: 
o Neutropenia, independiente de su causa, es peligrosa porque aumenta el riesgo de 
infección bacteriana secundaria. 
o Desviación a la izquierda degenerativa, independiente del recuento total de neutrófilos, 
implica una intensa demanda de neutrófilos por parte de los tejidos que supera la 
capacidad de la medula ósea para reemplazar a estas células. 
o Leucocitosis neutrofilica extrema con o sin desviación a la izquierda, con mielocitos o 
precursores más tempranos de los neutrófilos; indica pronóstico reservado hasta que la 
leucemia granulocitica pueda ser descartada y el proceso patológico identificado. 
 
 
 
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 Cambios en los Linfocitos: 
o Recuento de linfocitos en descenso en un paciente aparentemente sano es indicativo de 
enfermedad inminente, aunque es indistinguible de un efecto por corticosteroides. 
o La Linfopenia persistente sugiere enfermedad en curso. 
o Linfocitosis marcada implica pronóstico reservado hasta que pueda excluirse la 
posibilidad de leucemia linfocítica o de linfoma. 
 
3.4.3.3. Alteraciones de la Morfología Leucocitaria 
 
Duncan y Prasse (2005) exponen varias alteraciones de la morfología de los leucocitos, y se pueden 
clasificar, como sigue: 
 
A. Cambios Tóxicos en los Neutrófilos 
 
La toxemia puede perturbar la maduración de los neutrófilos, causando cambios citoplasmáticos, 
denominados como cambios tóxicos. Existen 4 manifestaciones de cambios tóxicos: 
 
 Basofilia citoplasmática: el citoplasma tiene una coloración azul difusa, esta es la última forma 
de cambio toxico en desaparecer al recuperarse de una enfermedad. 
 
 Vacuolizacion citoplasmica (aspecto espumoso): suele ocurrir concurrentemente con la Basofilia 
citoplasmática, la Vacuolizacion citoplasmica es una manifestación grave de cambio toxico; se 
produce durante una bacteriemia o infección generalizada en la mayoría de las especies. Este 
cambio se produce por la disolución de los gránulos citoplasmáticos. 
 
 Cuerpos de Döhle: inclusiones citoplasmáticas de color azul a gris, 
angulares, que representan agregados de retículo endoplasmico rugoso 
retenido; se observan en frotis de felinos. 
 
 Granulación toxica: se observa con poca frecuencia en frotis de equinos 
y felinos, indicativa de toxemia grave; Se caracteriza por una prominente 
granulación del citoplasma de color rosa a purpura. 
 
B. Hipersegmentacion Nuclear de los Neutrófilos 
 
Se observan 5 o más lobulaciones nucleares. Causas de Hipersegmentacion de los Neutrófilos: 
 
 Aumento de la vida media en sangre en tratamientos con 
corticosteroides, hiperadrenocorticismo, o fases tardías de 
enfermedad inflamatoria crónica. 
 Hallazgo idiopático en caballos y cabras. 
 Deficiencia de cobalto en bovinos. 
 Macrocitosis hereditaria en Caniches. 
 Absorción anormal de la Vitamina B12 en Schnauzers Gigantes. 
 Síndrome mielodisplasico y algunas formas de leucemia. 
 
 
Fig. 3.62. Cuerpos de Döhle. Tomado 
de Sink y Feldman (2004) 
 
Fig. 3.63. Neutrófilo Hipersegmentado. 
Tomado de Reagan (1999) 
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C. Hiposegmentacion Nuclear de los Neutrófilos 
 
Forma del núcleo es típica de bandas (márgenes nucleares paralelos), metamielocitos (ligera indentación 
nuclear) o mielocitos (núcleo redondo u oval). El patrón de cromatina sugiere posibles causas para este 
cambio en la morfología nuclear: 
 
 
 Patrón de cromatina menos agregada, puede observarse en: 
 Desviación a la izquierda de la infección. 
 Reacciones leucemoides. 
 Algunos tipos de leucemia granulocitica. 
 
 Patrón de cromatina agregada de forma basta, puede observarse en: 
 Anomalía de Pelger-Huët: es un problema hereditario descrito en perros (Pastor Australiano, 
Coonhound, Foxhounds), gatos, conejos y caballos. Los Eosinofilos y basófilos tienen 
Hiposegmentacion, pero la función celular no se ve afectada. 
 Anomalia de Pseudo-Pelger-Huët: es un problema adquirido y transitorio, asociado a 
infección crónica en especial de bovinos, y administración de ciertos fármacos. 
 
D. Maduración Nuclear Asincrónica 
 
Se caracteriza por la presencia de lobulaciones nucleares con cromatina dispersa (signo de inmadurez) 
conectadas por constricciones o filamentos muyfinos (signos de madurez). Acompaña a la 
granulopoyesis resurgente, leucemia granulocitica y síndrome mielodisplasico. 
 
E. Linfocitos Reactivos (grandes linfocitos) 
 
Se observan a menudo tras una estimulación antigénica (ej. infección, vacunación). 
 
F. Linfoblastos (linfocitos inmaduros) 
 
Cuando se encuentran en frotis, suelen indicar linfoma maligno con un perfil sanguíneo de leucemia o 
leucemia linfoblastica aguda. 
 
G. Eosinofilos Desgranulados 
 
Se activan durante la enfermedad y parecen “apolilladas”, por Vacuolizacion y desgranulación del 
citoplasma. Los Greyhounds pueden tener Eosinofilos vacuolados en condiciones normales. 
 
3.5. TROMBOCITOS 
 
Los trombocitos o plaquetas son cuerpos irregulares redondos u ovoides pequeños, el citoplasma es claro 
y de un gris pálido con numerosos y finos gránulos rosa-purpuras o rojizos; de 2 a 4µ de tamaño, 
derivados de la porción del citoplasma de grandes células de la medula ósea llamadas megacariocitos; 
por lo tanto, no contienen núcleo y puesto que pueden observarse pocos detalles con el microscopio 
óptico se han denominado “elementos formes” en lugar de células (Jardon 2003). 
 
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Las plaquetas felinas son más variables en tamaño y pueden ocasionalmente ser tan grandes como los 
eritrocitos, especialmente propensas a agregarse in vitro; las plaquetas equinas se tiñen menos en las 
tinciones de Romanovsky (Tinción de Wright y Giemsa) y pueden resultar difíciles de identificar en el 
frotis sanguíneo (Duncan y Prasse 2005). 
 
Las plaquetas tienen un papel crítico en la hemostasia y en el mantenimiento de la integridad vascular, 
pero también son esenciales para la inflamación y la curación de las heridas. Estos efectos están mediados 
por interacciones complejas celula a celula y la liberación de muchos mediadores solubles de las 
plaquetas (Gentry 2000 y Villiers y Blackwood 2005). 
 
Según Messeguer et al. (1992) las plaquetas o trombocitos ejercen varias funciones en relación con la 
coagulación sanguínea: 
 
 Agregación plaquetaria: formando a manera de un tapón hemostático. 
 Adhesión de las plaquetas: las plaquetas se adhieren a las fibras de colágeno de la pared vascular, 
lo que provoca a su vez la liberación de sustancias activas intraplaquetarias (serotonina, 
histamina, ADP). 
 Actividad fagocitaria: ejercen esta actividad sobre algunas partículas, así como sintetizan y 
liberan algunos de los principales componentes del factor VII de coagulación. 
 Intervienen en la retracción del coagulo. 
 
3.5.1. Generalidades 
 
Todas las células sanguíneas de la medula ósea surgen de una célula madre (Célula Madre Mieloide) 
común, esta célula madre multipotencial origina diferentes fases de células progenitoras, que 
posteriormente, se diferencian en células de las diferentes series. Este caso estudiamos la serie 
megacariocitica. La megacariocitopoyesis o trombopoyesis, es el proceso mediante el cual se forman las 
plaquetas que promueven la coagulación para impedir la pérdida de sangre; este proceso tiene lugar en 
la medula ósea (Meyer y Harvey 2007). 
 
La Megacariocitopoyesis es única comparada con el desarrollo de las células sanguíneas restantes. Los 
Megacarioblastos son los primeros precursores, posteriormente se diferencia en Promegacariocitos, de 
este surge Megacariocitos; y de estos últimos se escinden fragmentos citoplasmáticos llamados 
Protoplaquetas. De un Megacariocito se originan 6 Protoplaquetas que dan lugar a su vez de 6-12 
Plaquetas (Medway et al. 1973). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 3.64. Megacariopoyesis 
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 Descripción Morfológica de las Fases que Componen la Megacariocitopoyesis, según Reagan 
(1999): 
 
A. Megacarioblastos: célula grande con un solo núcleo redondo y un nucléolo prominente. 
 
B. Promegacariocitos: es más grande que el megacarioblastos y tiene un núcleo multilobulado con un 
citoplasma agranular azul oscuro. 
 
C. Megacariocitos: tiene un núcleo multilobulado, y abundante citoplasma granular. 
 
D. Protoplaquetas: fragmentos citoplasmático de los megacariocitos que originan a las plaquetas. 
 
E. Plaquetas: células pequeñas en forma discoidal que no posee núcleo; posee un citoplasma rosa pálido 
y algunas veces contiene, gránulos inconfundibles de color purpura, cuyo tamaño es 2-4µ. 
 
El tamaño de las plaquetas varía según la zona del frotis donde se haga la observación (más pequeñas en 
la porción gruesa); en general las plaquetas de los rumiantes y equinos son menores que las de caninos y 
felinos. La presencia de granulaciones es muy marcada en felinos; pero no en caninos y rumiantes, 
prácticamente imperceptibles en equinos (Messeguer et al. 1992). 
 
3.5.2. Evaluación Laboratorial de los Trombocitos 
 
3.5.2.1. Conteo Plaquetario 
 
Permite conocer el número de trombocitos o plaquetas/mm3 de sangre y puede hacerse de 2 formas; 
directamente por medio de su contaje usando la cámara de Neubauer, o indirectamente, a través del 
examen de un frotis de sangre teñido. 
 
Duncan y Prasse (2005), citan que para realizar el recuento por el método manual (usando la Cámara de 
Neubauer) debe cumplirse con: 
 
 Se debe emplear sangre entera, haciendo uso del anticoagulante Citrato Sódico (citrato trisodico 
al 3.8%), en una dilución de 9 partes de sangre y 1 parte de anticoagulante. 
 La sangre entera se diluye y los eritrocitos se lisan, haciendo uso de uno de diferentes tipos de 
líquidos diluyentes (Sol. de Rees-Ecker o Sol. de Oxalato de Amonio 1%). 
 Se debe contar con microscopia óptica o de contraste de fase. 
 Los recuentos manuales deben compararse con los recuentos estimados en el frotis. 
 
La precisión del recuento de plaquetas de forma manual, es de moderada a mala, y el coeficiente de 
variación suele oscilar del 20-25%; los agregados plaquetares interfieren con la precisión. 
 
A. Método Directo 
 
El material a emplear y la técnica a seguir son similares a los descritos en el Recuento de Glóbulos Rojos, 
a excepción de las soluciones empleadas como diluyentes. 
 
 
 
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 Materiales 
 
 Microscopio 
 Cámara de Neubauer Modificada 
 Método a): 
o Pipeta de Thomas para Glóbulos Rojos 
 Método b): 
o Pipetas Automáticas (1 de 10/100 y 1 de 100/1000) 
o Puntas para ambos tipos de Pipetas automáticas 
 Liquido diluyente (Sol de Rees-Ecker o Sol. de Oxalato de Amonio 1%) 
 
 Solución de Rees-Ecker (Benjamin 1962) 
 
 Citrato Sódico: 3.80 g 
 Formalina: 0.20 ml 
 Azul Cresil Brillante: 0.1 g 
 Agua Destilada: 100 ml 
 
 Conservar tapado y refrigerado. Filtrar antes de su uso. 
 
 Solución de Oxalato Amónico (Messeguer et al. 1992) 
 
 Oxalato Amónico: 1 g 
 Agua destilada: 100 ml 
 
 Es el más empleado para el Recuento Plaquetario de sangre periférica. Mantenerse en refrigeración 
para evitar el crecimiento bacteriano. 
 
 Procedimiento 
 
a) Uso de Pipetas de Thomas 
 
1. Haciendo uso de la Pipeta de Thomas para Gl. Rojos, se aspira la solución diluyente hasta llenar 
el bulbo de la pipeta, con el objeto de humedecerla interiormente para posteriormente desechar 
el exceso de líquido. 
2. Se aspira sangre hasta la marca 0.5, y seguidamente se aspira el líquido diluyente hasta la marca 
101 (dilución 1:200). Posteriormente se agitar por 3 minutos y dejar reposar 10 minutos. 
3. Despreciar las primeras gotas y llenar ambos lados de la Cámara de Neubauer para el recuento 
4. Se coloca la Cámara de Neubauer en una Cámara Húmeda durante 15 minutos, para que los 
trombocitos se asienten. 
 Cámara Húmeda: una placa Petri en la cual se adhiere un papel filtro humedecido; sobre el 
cual se colocara la Cámara de Neubauer, y luego se tapara para evitar la evaporación. 
5. Una vez haya transcurrido el tiempo se lleva almicroscopio y se llevara a cabo el conteo. 
 
 
 
 
 
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b) Uso de Pipetas Automáticas 
 
1. Se trabaja con Pipetas Automáticas a Dilución de 1:200, descargando 20 µl de sangre en un tubo 
de ensayo de 5 ml, haciendo uso de la Pipeta de 10/100, posteriormente se depositan 980 µl de la 
solución diluyente usando la Pipeta de 100/1000. 
 Dilución 1:100 = 40 µl de sangre y 960 µl de solución diluyente 
2. Agitar vigorosamente el tubo de ensayo, tapando el extremo; durante al menos 2 minutos y se 
deja reposar por 10 minutos. 
3. Se procede al llenado, colocando la Pipeta en un ángulo de 45º grados y depositando 10µl 
aproximadamente, dejando que el líquido llene el espacio entre el cubre y la cámara, por 
capilaridad; y se cargan ambos lados de la cámara. 
4. Se coloca la Cámara de Neubauer cargada, en una Cámara Húmeda por 15 minutos. 
5. Una vez haya transcurrido el tiempo se lleva al microscopio y se llevara a cabo el conteo. 
 
 Lectura 
 
1. Bajo luz moderadamente reducida, se localiza el Retículo central y se lee a Objetivo 40x; en 
ambos lados de la cámara. 
2. Se lee 5 cuadrantes, que se hayan ubicados en el centro del Retículo (E, F, G, H, I), y estos a su 
vez están divididas en 16 cuadriculas. 
 Los cuadrantes E, F, G, H se localizan en los extremos del Retículo central, y el cuadrante I 
se encuentra localizada en el centro propiamente dicho del Retículo. 
3. Se examinan en un orden fijo, comenzando por el extremo superior izquierdo y siguiendo una 
trayectoria en zig/zag hasta haber contado todas las células contenidas en las 16 cuadriculas, 
repitiendo la misma operación en los otros 4 cuadrantes del Retículo. 
 Hay células que caen sobre los bordes limitantes, por esto razón se recomienda contar 
sistemáticamente las células que caigan sobre 2 de los bordes (superior y derecho), 
despreciando las que caigan sobre los otros 2 bordes (inferior e izquierdo). 
 
 Las plaquetas se identifican como formaciones redondeadas u ovales, con un diámetro 
aproximadamente la mitad que el de los Hematíes. 
 Es importante distinguir los trombocitos de partículas extrañas, aceite y bacterias. 
 
 Calculo 
 
Se toma el promedio del número total de trombocitos o plaquetas contadas en ambos lados de la cámara, 
y se multiplica por 2,000; dando así el total de plaquetas/mm3. (Medway et al. 1973) 
 Dilución 1:200 y se observa 0.1 mm3: 200 * 10 = 2,000. 
 Si la dilución es de 1:100 el factor por el que se debe multiplicar es 1,000. 
 
 Los resultados obtenidos deberán verificarse haciendo un escrutinio sobre un frotis teñido, y viendo 
si el número de plaquetas es mayor o inferior del normal. 
 
B. Método Indirecto 
 
Es un método menos exacto, pero más práctico. Se hace a partir de un frotis de sangre teñido, empleando 
varias técnicas para estimar el número de plaquetas, y se consigna como en plaquetas/campo (Messeguer 
et al. 1962). 
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a. Opción 1 
 
Se cuentan las plaquetas existentes por campo de inmersión, contando mínimo 5 campos; una vez 
finalizado se suman y el total se divide en 5, dando así un promedio de plaquetas/campo de inmersión. 
 Estas estimaciones son difíciles de realizar sobre todo cuando hay formación de agregados 
plaquetarios. 
 
 Nº de Plaquetas/campo de Inmersión = ∑ plaquetas contadas en los 5 campos / 5 
 
b. Opción 2 
 
Si conocemos el número de Glóbulos Blancos totales, podemos calcular el número de Plaquetas en 
relación al mismo, contando las Plaquetas vistas por cada 100 leucocitos y aplicando la siguiente formula: 
 
 Nº Plaquetas/mm3 = (Nº Plaquetas contadas * Nº total de Glóbulos Blancos) / 100 
 
c. Opción 3 
 
Si conocemos el número total de Glóbulos Rojos y contamos las plaquetas vistas por cada 1,000 
eritrocitos; podemos aplicar la siguiente formula: 
 
 Nº Plaquetas/mm3 = (Nº Plaquetas contadas * Nº total de Glóbulos Rojos) / 1,000 
 
 Cálculo Aproximado 
 
Según Messeguer et al. (1992) a título orientativo se puede consignar el número de plaquetas/campo 
como sigue: 
 
 Lo normal para la mayoría de las especies: entre 10-25 plaquetas/campo. 
 Menos de 3-4 plaquetas: trombocitopenia significativa. 
 6-7 plaquetas/campo: aproximadamente 100, 000 plaquetas/mm3. 
 8-10 plaquetas/campo= > 100,000/mm3. 
 
 Menos de 1 plaqueta/50 eritrocitos, denota una trombocitopenia, pero debe considerarse la presencia 
de anemia. 
 
 En felinos cada plaqueta/campo, corresponde aproximadamente a 20,000 plaquetas/mm3, el frotis de 
felinos con agregados plaquetares se asocia con adecuado número de plaquetas. 
 
3.5.3. Evaluación de las Alteraciones Plaquetarias 
 
Las alteraciones funcionales de las plaquetas y la trombocitopenia pueden provocar sangrados, los cuales 
suelen afectar a las superficies corporales y las mucosas; así como también pueden observarse 
hemorragias de tipo petequias y equimosis. La trombocitosis y el incremento de la función plaquetar 
pueden incrementar el riesgo de trombosis (Duncan y Prasse 2005). 
 
 
 
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3.5.3.1. Trombocitopatía o Tromboastenia 
 
En ocasiones el número de plaquetas puede ser normal, aunque su funcionalidad no lo sea; con lo cual 
surgen problemas hemorrágicos. Debe sospecharse en animales con tendencia a sangrar, pero con 
recuento de plaqueta, perfil de coagulación y antígeno al factor de von Willebrand normales (o 
ligeramente incrementados) (Villiers y Blackwood 2005). 
 
Según Duncan y Prasse (2005) las trombocitopatías pueden ser Hereditarias o Adquiridas; de las cuales 
las trombocitopatías hereditarias pueden dividirse en extrínsecas o intrínsecas: 
 
A. Hereditarias (Congénitas) 
 
a. Extrínsecas 
 
 Enfermedad von Willerbrand (EvW): Involucra defecto del factor VIII (Factor Antihemofílico) 
y deficiente funcionamiento plaquetario; es relativamente común en perros, pero rara en gatos, 
caballos y bovinos. Puede incluir hemorragias de mucosas (epistaxis, sangrado gastrointestinal, 
hematuria, sangrado excesivo en la erupción de los dientes), sangrado prolongado de heridas e 
incremento de los hematomas cutáneos (ej. Tras la venopunción), y no se observan petequias. 
 
b. Intrínsecas 
 
 Sindrome de Chediak-Higashi: falta de gránulos densos en las plaquetas, individuos afectados 
tienen un color de capa diluido y pueden sufrir sangrados prolongados en, incisiones quirúrgicas 
y formación de hematomas en zonas de venopunción. 
 
 Tromboastenia de Glanzmann: defecto o deficiencia de glucoproteinas Iib-IIIa, las plaquetas 
tienen opacidad o deficiencia para la unión de fibrinógeno, se observa una reducción de la 
agregación plaquetar o esta es defectuosa y una retracción anormal del coagulo. Se ha descrito en 
Otterhouns y Mastín de los Pirineos. 
 
 Trombopatía Canina: provoca hemorragias petequiales; las plaquetas muestran una exposición 
anormal de los receptores de fibrinógeno y una alteración de la liberación de gránulos densos. Se 
ha descrito en Basset Hounds; así como también descrito en el American Eskimo Dog (Spitz). 
 
 Trombopatía Bovina: descrita en vacas Simmental, se asocia con un sangrado de leve a moderado 
que se intensifica en traumatismo o cirugía. 
 
B. Adquiridas 
 
 Azotemia. 
 Coagulación Intravascular Diseminada (CID). 
 Asociado a fármacos AINEs. 
 Disproteinemias. 
 Infección por Anaplasma platys. 
 Hepatopatía. 
 Trombocitopenia Inmunomediada. 
 
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3.5.3.2. Trombocitosis 
 
Recuentos de plaquetas exceden el intervalo de referencia; los individuos con trombocitosis pueden 
encontrarse a mayor riesgo de trombosis o hemorragia, dependiendo de la función plaquetar; sin embargo 
la trombocitosis por enfermedadesmieloproliferativas pueden incrementar el riesgo de enfermedad 
tromboembolica. (Medway et al. 1973) 
 
Duncan y Prasse (2005), citan que hay 3 tipos principales de trombocitosis: 
 
A. Trombocitosis Fisiológica 
 
Es un fenómeno transitorio que puede producirse por una movilización de plaquetas de los 
compartimientos esplénico y pulmonar, por liberación de epinefrina o por la realización de ejercicio. 
 
B. Trombocitosis Esencial (Trombocitosis Primaria) 
 
Se trata de una alteración mieloproliferativa donde hay una proliferación de los megacariocitos en la 
medula ósea y una producción autónoma excesiva de plaquetas estructural y funcionalmente anómalas. 
Es poco frecuente en pequeños animales. 
 
 Trombocitosis persistente y marcada. 
 Anemia, que puede ser regenerativa o no regenerativa. 
 Hemorragia y hemolisis. 
 Esplenomegalia. 
 Son comunes las petequias y equimosis, o potenciación de la función plaquetar puede predisponer 
a la trombosis. 
 Cambios morfológicos de las plaquetas que incluyen variaciones de tamaño, forma y granulación 
intensa. 
 Megacariocitos incrementados en la medula ósea, con morfología anormal y números 
incrementados de megacariocitos inmaduros. 
 
C. Trombocitosis Reactiva (Trombocitosis Secundaria) 
 
Es la trombocitosis más habitual y la mayoría de las veces es una respuesta transitoria reactiva a otro 
proceso patológico primario; con un incremento transitorio en el recuento de plaquetas. Asociado a: 
 
 Condiciones asociadas con una perdida periférica de plaquetas (hemorragia, destrucción). 
 Asociado con alteraciones inflamatorias agudas y crónicas (de causa infecciosa o 
inmunomediada). 
 Neoplasias como linfoma, leucemia, mastocitomas y una variedad de otros tumores sólidos. 
 Algunas patologías endocrinas (ej. hiperadrenocorticismo). 
 Corticoides exógenos y otros fármacos, incluyendo la vincristina. 
 Esplenectomía por disminución de la fagocitosis plaquetar. 
 
 
 
 
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3.5.3.3. Trombocitopenia 
 
El descenso del número de plaquetas por debajo del intervalo de referencia de cada especie, se le conoce 
como trombocitopenia; pero a titulo orientativo, cifras inferiores a 100,000/mm3 se consideran 
patológicos y cifras ≤50,000/mm3 indican problemas hemorrágicos prolongados (Messeguer et al. 1992) 
 
Según Benjamín (1962) y Messeguer et al. (1992) las principales causas de trombocitopenia están: 
 
 Alteraciones medulares que afecta a la serie megacariocitica. 
 Agentes infecciosos que pueden alterar la función plaquetar: 
o FeLV: trombocitopenia, trombocitosis y/o alteración de la función plaquetar. 
o E. canis: inhibición de la adhesión plaquetar y/o agregación por hiperproteinemia, pueden 
ocurrir en ausencia de trombocitopenia. 
o Leucemia y alteraciones mieloproliferativas pueden asociarse con defectos plaquetarios. 
 Enfermedades autoinmunes: Anemia Hemolítica Autoinmune, Lupus Eritematoso Sistémico. 
 Coagulación Intravascular Diseminada (C.I.D.). 
 Inmediatamente después de una hemorragia (trombocitopenia transitoria). 
 Fármacos: Aspirina, acetaminofén, ibuprofeno y otros fármacos AINEs, Antibioticos β-
lactamicos (penicilinas y cefalosporinas). 
 Idiopática. 
 
Las hemorragias que se desarrollan por consecuencia de Trombocitopenia se presentan en forma de 
petequias o equimosis en piel y mucosas; aunque también puede ser por pérdida de sangre masiva y 
grave. 
 
Duncan y Prasse (2005) plantean otra clasificación de las enfermedades que provocan trombocitopenia, 
según el mecanismo predominante: 
 
a. Reducción de la producción o fallo en la producción de plaquetas 
 
 Hipoplasia megacariocitica pura (perros). 
 Panhipoplasia de medula ósea (pancitopenia, anemia aplasica). 
 Mieloptisis. 
 Agentes infecciosos, como Ehrlichiosis y otras enfermedades ricketsiales; así como FeLV, 
Anemia Infecciosa Equina, Diarrea Viral Bovina. 
 
b. Consumo de plaquetas o destrucción a una tasa más elevada que la producción de plaquetas 
 
 Trombocitopenia inmunomediada (primaria, secundaria, por vacunas). 
 Trombocitopenia inducida por fármacos. 
 Incremento de la activación y eliminación de plaquetas pueden ocurrir con los parásitos 
intravasculares. 
 
c. Secuestro plaquetar 
 
 Congestión esplénica marcada, Neoplasias, CID. 
 
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d. Exceso de consumo de plaquetas 
 
 Hemorragias. 
 Traumatismos. 
 Intoxicaciones por rodenticidas. 
 CID. 
 Neoplasias. 
 
3.5.3.4. Morfología Plaquetar 
 
 Plaquetas gigantes: pueden encontrarse en casos de trombocitopenia provocada por destrucción 
extensa de plaquetas o enfermedades infiltrativas de la medula ósea. Las plaquetas gigantes 
pueden ser redondas o elongadas. 
 
 Fragmentos plaquetares: miden <0.1µ, y pueden aparecer en casos de anemia por deficiencia de 
hierro (frecuente con trombocitosis), aplasia de medula ósea, trombocitopenia inmunomediada, 
o como un artefacto del almacenamiento in vitro o el paso de >24 horas con EDTA como 
anticoagulante. 
 
 Plaquetas con gránulos reducidos, vacuolas o tinción menos intensa: pueden observarse en 
situaciones en que las plaquetas han sido activadas in vitro (ej. Mal manejo o en la recolección 
de la muestra). 
 
3.6. PROTEINAS PLASMATICAS 
 
3.6.1. Generalidades 
 
De forma colectiva, las proteínas plasmáticas realizan una función nutritiva, ejercen presión coloide 
osmótica y ayudan en el mantenimiento del equilibrio acido-base. Las proteínas de forma individual 
sirven como enzimas, factores de coagulación, hormonas y sustancias de transporte. El principal lugar 
de síntesis es el hígado y el segundo lugar es el sistema inmunitario (Duncan y Prasse 2005). 
 
Las proteínas conceden al plasma su color amarillo pálido característico. Las proteínas plasmáticas se 
sintetizan en el hígado y se añaden al torrente sanguíneo cuando éste pasa por los capilares hepáticos 
(Mutis y Ramírez 2003). 
 
La mayor parte de la proteína total está compuesta por albúmina y globulina, con una concentración 
reducida de fibrinógeno. Las albúminas generalmente se utilizan para ligar hormonas esteroideas, 
mientras que las globulinas en algunos casos forman los anticuerpos usados en la defensa contra las 
enfermedades; y el fibrinógeno que se disuelve en el plasma, es el responsable de la coagulación en 
presencia del calcio (Boffi 2007). 
 
La albúmina es la proteína de mayor concentración en el plasma y transporta muchas moléculas pequeñas 
en la sangre (ej. bilirrubina, calcio, progesterona y drogas), representa el 35 – 50% de la concentración 
total de proteínas en animales domésticos (equinos, bovinos). Es de vital importancia para impedir que 
el líquido de la sangre se filtre hacia los tejidos. 
 
 
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3.6.2. Determinación de Proteínas Plasmáticas 
 
Las proteínas totales suelen medirse como proteínas séricas. 
 
A. Método de Biuret: es una técnica colorimétrica de espectrofotometría que detecta uniones peptídicas. 
 
B. Métodos de Lowry (Folin-Ciocalteau fenol) y Lowry modificado (ácido bicinconico o BCA): son los 
métodos preferidos para líquidos diluidos como orina y líquido cefalorraquídeo. 
 
C. Métodos de precipitación (ácido tricloroacetico, ácido sulfosalicilico, cloruro de benzentonio) y de 
unión a colorante (Azul brillante de Coomassie RG 230) también se han empleado para cuantificar 
cantidades pequeñas de proteína en orina y líquido cefalorraquídeo. 
 
D. Refractometria: puede emplearse para medirse la proteína en plasma, suero y líquidos de cavidades 
corporales. 
 
Los cambios en el índice de refracción de la muestra son proporcionales a la concentración proteica. Los 
refractómetros manuales compensados por temperatura están calibrados para leer proteínas directamente 
en g/dl;el plasma debe ser transparente para una determinación precisa de la concentración de proteínas 
(Duncan y Prasse 2005). 
 
 Según Duncan y Prasse (2005) el valor de las proteínas puede estar falsamente elevadas, en los 
siguientes casos: 
 
 Concentración anormalmente elevadas de glucosa, urea, sodio o cloro pueden provocar 
lecturas de proteínas falsamente elevadas 
 La hemolisis puede provocar un leve incremento en la 
lectura de la concentración de proteínas 
 La turbidez por lipemia o células puede dar lugar a 
lecturas falsamente elevadas 
 La ictericia altera el color de la muestra pero no altera la 
lectura 
 
 Materiales 
 
 Refractómetro de Golberg 
 Muestra de Plasma 
 
 Procedimiento 
 
1. Previamente se calibra el Refractómetro utilizando agua destilada que tiene una densidad de 
1.000, llevando la lectura de la escala a cero. 
2. Una vez realizada la Determinación de Hematocrito, se toma el capilar justo arriba de la capa 
Leucoplaquetaria, donde se localiza la Columna de Plasma en el cual se quebrara para obtener la 
muestra de plasma. 
3. Se coloca una gota de plasma sobre la superficie oscura, que tiene el aparato en uno de sus 
extremos y se tapa con el cristal objetivo. 
Fig. 3.65. Refractómetro de 
Golberg. Tomado de Messeguer et al. (1992) 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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4. Se presiona con suavidad pero firmemente, dirigiendo el refractómetro hacía una fuente de luz, 
de manera horizontal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Lectura 
 
1. Observamos directamente sobre una escala graduada en la lente objetivo, 
detectando en la escala (que va de 0-12 en la escala) la línea divisoria entre 
los campos oscuro y luminoso. 
2. Si es necesario, se termina de enfocar el Refractómetro, moviendo el ocular. 
3. De esta forma se obtiene el valor de Proteínas Plasmáticas en g/dl. 
 Si se desea en g/l, se debe multiplicar el resultado por 10. 
 
3.6.3. Alteraciones en las Proteínas Plasmáticas 
 
Existen factores que afectan al valor normal de proteínas plasmáticas, entre ellos, el 
sexo, la edad, la alimentación, la presencia de alteraciones patológicas e incluso la 
técnica analítica empleada (Dimopoullos 1970 y Kaneko 1980). 
 
 
3.6.3.1. Hiperproteinemia 
 
Relativa (deshidratación): la pérdida de agua hace que todas las proteínas plasmáticas se concentren de 
forma proporcional. 
 
 Hiperalbuminemia: 
 
 Incremento relativo de la concentración de albumina, secundario a la deshidratación; un 
incremento absoluto de la concentración de albumina es raro. 
 No ocurre, excepto en la deshidratación. 
 
Fig. 3.66. Procedimiento para el Uso del Refractómetro. Tomado de Morag (2002) 
Fig. 3.67. Escala de Lectura del 
Refractómetro. Tomado de Messeguer et al. (1992) 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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3.6.3.2. Hipoproteinemia 
 
 Puede aparecer una Hipoproteinemia relativa, con la dilución del plasma por un exceso de fluidos. 
 Administración excesiva de fluidos intravenosos. 
 Cambios de agua intersticial hacia el plasma tras una pérdida aguda de sangre o de plasma. 
 Ocasionalmente, en la gestación. 
 
 Hipoalbuminemia: 
 
 Se asocia con gestación, lactación, malabsorción pancreática exocrina y enfermedad hepática 
crónica. 
 La aceleración de la perdida de albumina aparece en: hemorragias, proteinuria de origen renal, 
enteropatía con pérdida de proteínas, enfermedades cutáneas exudativas graves, quemaduras, 
parasitosis intestinal y efusiones de elevado contenido proteico. 
 Perdida selectiva de albuminas en: glomerulonefritis, nefrosis, síndrome nefrótico, 
gastroenteropatias, parásitos. 
 Disminución de la síntesis de albuminas en: enfermedad hepática crónica, malnutrición, 
enfermedad inflamatoria crónica. 
 
3.7. DIAGNOSTICO DE HEMATOZOARIOS 
 
3.7.1. Generalidades 
 
Los Hematozoarios son microorganismos que tienen como su hábitat al torrente sanguíneo y se 
desarrollan dentro o fuera de las células de la sangre (eritrocitos, leucocitos, plaquetas) y causan 
generalmente su destrucción. Evolutivamente corresponden a microorganismos que existían en el tubo 
digestivo del vector y este al alimentarse de sangre se adaptaron a las células sanguíneas del huésped 
vertebrado (Benavides 2005). 
 
La sangre circulante tomada de una vena yugular o cefálica no es satisfactoria, salvo en infecciones 
fuertes; porque hay una gran dilución de células infectadas. La sangre capilar periférica es mejor, porque 
existe concentración de células infectadas en estos vasos (Medway et al. 1973). 
 
Esta sección no trata de ahondar a nivel taxonómico, ni ciclo biológico o cuadro clínico; solo pretender 
otorgar las pautas necesarias para una correcta identificación de los Hematozoarios en el frotis sanguíneo 
o película de sangre; así como proporcionar hallazgos clínicos o de laboratorio que permitan confirmar 
la presencia de o los hematozoarios de los que se sospecha. 
 
3.7.2. BABESIOSIS 
 
Es una enfermedad provocada por un parasito protozoo intraeritrocitario, casi siempre demostrables en 
frotis sanguíneos con su característica forma de pera, se presenta en pares con sus extremos agudos 
tocándose de modo que forman un ángulo; también los hay de cuerpo redondo o anular, y a veces 
irregulares (Medway et al. 1973). 
 
Cuando está teñido con Giemsa o Wright, el citoplasma es azulado con una masa rojiza de cromatina que 
representa el núcleo. Frotis mal teñidos muestran solamente el contorno, por lo general bien definidos, 
pero aparece como vacío con el interior sin teñir (Benjamin 1962). 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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 TAXONOMIA según Vignau et al. (2005) 
 
 Reino: Protista 
 Subreino: Protozoa 
 Phylum: Apicomplexa 
 Clase: Sporozoea 
 Orden: Piroplasmida 
 Familia: Babesidae 
 Género: Babesia 
 Especie: Babesia bigemina, Babesia bovis, Babesia ovis, 
Babesia motasi, Babesia caballi, Babesia equi, Babesia 
canis, Babesia gibsoni, Babesia felis y Babesia trautmanni 
 
3.7.2.1. Babesia bigemina 
 
A. Afecta a: Bovinos. 
B. Morfología: forma típica de pera, el núcleo situado cerca del extremo delgado; el número de parásitos 
en cada eritrocito varia de 1-4, pero normalmente en pares, con los extremos unidos entre sí, 
formando un ángulo agudo. 
C. Tamaño: 4-5µ de longitud x 2µ de ancho. 
D. Localización: Eritrocitos. 
E. Transmisión/Vector: Boophilus 
microplus. 
F. Cuadro Clínico: fiebre, anorexia, 
atonía del rumen, disnea, 
taquicardia, las mucosas pueden 
verse enrojecidas primeramente 
para después tornarse pálidas, 
hemoglobinemia, hemoglobinuria 
severa, baja de la producción láctea, aborto, bazo e hígado aumentados, posteriormente puede mostrar 
ictericia, orina oscura de color rojo café, vejiga urinaria distendida, ganglios linfáticos edematosos, 
puede presentarse petequias. 
G. Hallazgos de Laboratorio: 
 En estado febril agudo; los parásitos son numerosos; mientras que en los casos crónicos 
(animales en recuperación); los parásitos son escasos. 
 Cuenta total de eritrocitos, baja hasta 1-2 millones/mm3. 
 Plasma ictérico, por elevada cantidad de bilirrubina. 
 
3.7.2.2. Babesia bovis 
 
A. Afecta a: Bovinos. 
B. Morfología: es pequeña y pleomorfica, típicamente 
como un solo corpúsculo, como pequeños corpúsculos 
redondos o como corpúsculos en pares con forma de 
pera unidos entre sí en un ángulo obtuso. 
C. Tamaño: 1-1.5µ de longitud x 1.5-2.5µ de ancho. 
D. Localización: ocupa una situación submarginal en los 
eritrocitos. 
Fig. 3.69. Visión Esquemática de B. bigemina. Tomado de 
Quiroz (1990) 
Fig. 3.68. B. bigemina 
Fig. 3.70. B. bovis 
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E. Transmisión/Vector: Boophilus microplus 
F. Cuadro Clínico: más patógeno que la B. bigemina y se asemejanen muchos aspectos del cuadro 
clínico; pero difieren en algunas características como que no se observan con frecuencia 
hemoglobinuria ni hemoglobinemia, el nivel de anemia es menos severo, pero con mayor frecuencia 
se ve afectado el sistema nervioso, incoordinación y depresión postrándose con la cabeza extendida 
hacia atrás, con movimientos 
involuntarios de las piernas durante 
la postración en decúbito lateral, 
seguida de la muerte. 
G. Hallazgos de Laboratorio: baja 
parasitemia en la sangre circulante, 
anemia hemolítica, 
trombocitopenia, eosinofilia. 
 
3.7.2.3. Babesia ovis y Babesia motasi 
 
A. Afecta a: Ovinos y Caprinos. 
B. Morfología: 
 B. ovis: forma de pera en ángulo agudo. 
 B. motasi: similar a B. bigemina, con forma típica de peras formando un ángulo agudo entre 
sí. 
C. Tamaño: 
 B. ovis: pequeñas, 1-2.5µ. 
 B. motasi: grandes, 2.5-4µ. 
D. Localización: Eritrocitos. 
E. Transmisión/Vector: 
 B. ovis: Rhipicephalus bursa, Ixodes 
persulcatus. 
 B. motasi: Dermacentor spp, 
Rhipicephalus bursa. 
F. Cuadro Clínico: fiebre, anemia, ictericia, 
hemoglobinuria; las B. motasi son más patógenas 
que las B. ovis. 
 
3.7.2.5. Babesia caballi y Babesia equi 
 
A. Afecta a: Equinos. 
B. Morfología: 
 B. caballi: piriforme, formando un ángulo agudo, en pares. 
 B. equi: rara como parasito aislado, en forma de anillo, pero 
más numeroso a veces en grupos de 4 en forma de cruz de 
malta. 
C. Tamaño: 
 B. caballi: 3µ de longitud x 2µ de ancho. 
 B. equi: 1,7µ x 2µ. 
D. Localización: Eritrocitos. 
E. Transmisión/Vector: Hyalomma, Dermacentor. 
 
Fig. 3.71. Visión Esquemática de B. bovis. Tomado de 
Barriga (2002) 
Fig. 3.72. Visión Esquemática de B. motasi (A) y 
B. ovis (B). Tomado de Barriga (2002) 
A 
B 
Fig. 3.73. B. equi 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 111 
F. Cuadro Clínico: B. equi es más patógena que B. caballi; mortalidad de ambas de 10-50%. 
 B. caballi: al ser menos patógena, hay presentación menos manifiesta; según vaya avanzando 
la anemia se va presentando ictericia, fiebre, problemas locomotores con parálisis del tren 
posterior. 
 
 B. equi: fiebre, anemia e ictericia evidente, 
orina de color vino, edema de las patas y cara 
ventral del cuerpo; hay constipación y las heces 
pueden estar cubiertas de moco; hemorragia de 
mucosas nasal, ocular, vaginal; bazo aumentado, 
ganglios linfáticos congestionados y en ocasiones 
aumentados de tamaño, afección a nivel del hígado 
y de los riñones. 
 
 
 
 
 
3.7.2.6. Babesia canis, Babesia gibsoni 
 
A. Afecta a: Caninos. 
B. Morfología: 
 B. canis; forma piriforme, formando ángulo agudo, con un extremo en punta y el otro 
redondeado, normalmente en pares. 
 B. gibsoni; varía mucho de forma, pero 
es reconocible por la forma de pera. 
C. Tamaño: 
 B. canis: 2-5µ de largo x 2,5µ de 
ancho. 
 B. gibsoni: pequeñas. 
D. Localización: Eritrocitos. 
E. Transmisión/Vector: Rhipicephalus 
sanguineus. 
F. Cuadro Clínico: 
 B. canis: anemia hemolítica, anorexia, 
letargia, ictericia, hepato-
esplecnomegalia; manifestaciones 
circulatorias como edema, purpura ascitis. A veces problemas respiratorios como catarro y 
disnea, a nivel ocular hay queratitis e iritis; problemas de dolor muscular y reumatoide; 
algunas veces afecta el sistema nervioso y aparecen problemas en la locomoción con paresia. 
o Agudo: fiebre, anemia, ictericia, inapetencia, decaimiento, postración y muerte; 
hemoglobinuria no siempre está presente. 
o Crónico: fiebre no muy marcada, poca ictericia, anemia 
severa, animales decaídos y emaciados. 
 B. gibsoni; enfermedad más crónica, y no hay marcada tendencia a 
la ictericia. 
 
 
Fig. 3.74. Visión Esquemática de B. equi (A) 
y B. caballi (B). Tomado de Barriga (2002) 
B 
A 
Fig. 3.75. Visión Esquemática de B. canis (A) 
y B. gibsoni (B). Tomado de Barriga (2002) 
A 
B 
Fig. 3.76. B. canis 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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G. Hallazgos de Laboratorio: anemia hipocrómica, anemia regenerativa, trombocitopenia, leucocitosis. 
 B. canis: 
 En casos agudos; es posible observarlo en el frotis; mientras que en casos crónicos; estos son 
escasos y a menudo no se ven. 
 Disminución del número de eritrocitos. 
 Hemoglobina baja. 
 Leucocitos en grados variables, asociada a neutrofilia. 
 A nivel del frotis se observan: eritrocitos nucleados, poiquilocitosis, anisocitosis, 
policromatofilia, cuerpos de Howell-Jolly. 
 
3.7.2.7. Babesia felis 
 
A. Afecta a: Felinos. 
B. Morfología: forma redonda o irregular, alargada o de pera; se ven en grupos, en forma de cruz de 
malta. 
C. Tamaño: 1.5-4µ. 
D. Localización: Eritrocitos. 
E. Transmisión/Vector: Rhipicephalus sanguineus. 
F. Cuadro Clínico: sintomatología similar a la infección con M. haemofelis, por lo que causa mucha 
confusión. 
 
3.7.3. ANAPLASMOSIS 
 
Es una enfermedad causada por Rickettsias del genero Anaplasma que parasita a rumiantes mayormente, 
pero otras especies de Anaplasmas pueden infectar a equinos y caninos. El organismo se produce en los 
eritrocitos, leucocitos o plaquetas de la sangre y se transmite por medios naturales a través de diversas 
especies de hematófagos; también se puede transmitir de forma iatrogénica en procedimiento como 
descuerne, castración, tatuaje, instrumentos y agujas hipodérmicas que no están desinfectados entre usos. 
 
 TAXONOMIA según Bergey (2005) 
 
 Reino: Bacteria 
 Phylum: Proteobacteria 
 Clase: Alphaproteobacteria 
 Orden: Rickettsiales 
 Familia: Anaplasmataceae 
 Género: Anaplasma 
 Especie: Anaplasma marginale, Anaplasma centrale, Anaplasma ovis Anaplasma 
phagocytophilum y Anaplasma platys 
 
3.7.3.1. Anaplasma marginale 
 
Llamados cuerpos marginales, son condensaciones de material cromatinico que se tiñen de azul obscuro 
con Giemsa y que no tienen citoplasma; el número de cuerpos de Anaplasmas puede variar de 1-7 por 
eritrocito. La falta de hallazgos de cuerpos de Anaplasmas en el frotis no elimina como diagnostico 
posible, ya que pueden ser indetectables en algunos casos antes de haber corregido la anemia (Medway 
et al. 1973). 
 
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Los cuerpos de Anaplasma se distinguen de los cuerpos de Howell-Jolly por su situación en la periferia 
del eritrocito, la apariencia de halo que los rodea y que no son tan suavemente redondeados como los 
cuerpos de Howell-Jolly. Los cuerpos de Anaplasma como los de Howell-Jolly se mantendrán enfocados 
mientras se enfoque bien el borde del eritrocito, en tanto que la luz se recogerá hacia el centro de los 
artefactos por poco que se desenfoquen (Benjamin 1962). 
 
A. Afecta a: Bovinos. 
B. Morfología: pequeña masa densa, esférica 
y desprovista de citoplasma. 
C. Tamaño: 0.2-0.9µ. 
D. Localización: en la periferia de los 
eritrocitos o cerca de ella. 
E. Transmisión/Vector: Boophilus microplus. 
F. Cuadro Clínico: inapetencia y una marcada 
pérdida de peso, disnea intensa, pirexia, 
anemia aguda y a medida que avanza se 
observa ictericia; no hay hemoglobinuria pero 
la orina puede aparecer de color marrón, aumento de tamaño del bazo e hígado, trastornos digestivos 
(heces oscuras, sangre y moco), andar rígido, temblores musculares, abortos (hipoxia fetal). 
G. Hallazgos de Laboratorio: 
 Plasma ictérico. 
 Valores de Hemoglobina pueden descender hasta 3 g/dl en casos graves. 
 Cuenta de eritrocito y Hematocrito no son afectados hasta que los cuerpos de Anaplasma son 
visibles en los frotis. 
 Caída rápida de los valores de Hematocrito, termina con la aparición de macrocitos en la 
sangre circulante. 
 Durante la manifestación clínica de la enfermedad el conteo de eritrocitos será 
aproximadamente de 4 millones/mm3, pero bajara hasta 2 millones/mm3 en casos graves. 
 Una vez pasado la cúspide de la infecciónse presentan eritrocitos nucleados, policromatofilia, 
cuerpos de Howell-Jolly y punteado basófilo; lo que indica aumento de la actividad de la 
medula ósea. 
 Leucocitosis y aumento de leucocitos maduros. 
 
3.7.3.2. Anaplasma centrale 
 
A. Afecta a: Bovinos. 
B. Morfología: similar al A. marginale. 
C. Tamaño: de tamaño similar al A. marginale. 
D. Localización: porción central de los eritrocitos. 
E. Transmisión/Vector: Boophilus microplus. 
F. Cuadro Clínico: enfermedad leve, a veces no manifiesta. 
 
3.7.3.3. Anaplasma ovis 
 
De rasgos similares a los de A. marginale, con excepción que solo parasite a ovinos y en ocasiones a 
caprinos; pero nunca a bovinos. 
 
 
Fig. 3.77. A. marginale 
Fig. 3.78. A. centrale 
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A. Afecta a: Ovinos y Caprinos. 
B. Morfología: idéntica a la del A. marginale. 
C. Tamaño: idéntico al A. marginale. 
D. Localización: Eritrocitos. 
E. Transmisión/Vector: Boophilus spp., Dermacentor spp. 
F. Cuadro Clínico: grados variable de anemia subclínica. 
 
3.7.3.4. Anaplasma phagocytophilum 
 
Son bacterias intracelulares obligadas gram negativas, anteriormente conocido como Ehrlichia 
phagocytophilum. 
 
A. Afecta a: Equinos, Caninos, 
Bovinos. 
B. Morfología: son 
microorganismos pequeños 
pleomorficos en formas 
bacilares o cocoide con 
ausencia de flagelos. Se hallan 
en grupos en forma de mórulas. 
C. Tamaño: 0.2-1µ. 
D. Localización: Neutrófilos (Granulocitos). 
E. Transmisión/Vector: garrapatas de la familia Ixodidae (Ixodes spp. y Rhipicephalus sanguineus). 
F. Cuadro Clínico: muy variable, como vómitos, diarreas, dolor e inflamación de las articulaciones, 
pirexia, depresión o letargo, pérdida de peso por pérdida del apetito, trastornos hemorrágicos 
(epistaxis, hematuria, equimosis o petequias), infección y/o daño de los riñones o el hígado; en 
infecciones severas, pueden presentarse problemas neurológicos como dolor de cuello, convulsiones 
y ataxia. 
G. Hallazgos de Laboratorio: anemia regenerativa, trombocitopenia, leucocitosis, leucopenia leve 
seguida por leucosis transitoria. 
 
3.7.3.5. Anaplasma platys 
 
Es una bacteria gram negativa intracellular obligada, anteriormente conocido 
como Ehrlichia platys, se le conoce como Trombocitopenia Ciclica Infecciosa 
Canina. Actualmente, el diagnóstico se basa en la demostración al microscopio de 
inclusiones basofílicas en plaquetas mediante tinción de Giemsa teñidas de azul en 
el frotis sanguíneo. La detección de la mórula en plaquetas consume mucho tiempo 
y, usualmente, no es satisfactoria, sobre todo en casos crónicos por la aparición 
cíclica de las bacterias en las plaquetas (Foglia et al. 2006 y Ramos et al. 2009). 
 
A. Afecta a: Caninos. 
B. Morfología: forma de inclusiones basofilas, como mórulas, formadas por una o varias subunidades. 
C. Tamaño: 0.3-0.5µ. 
D. Localización: Trombocitos (Plaquetas). 
E. Transmisión/Vector: Rhipicephalus sanguineus. 
Fig. 3.79. A. phagocytophilum 
Fig. 3.80. Dos Plaquetas con A. platys 
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F. Cuadro Clínico: por lo general no muestran signos clínicos relevantes, a no ser que exista co-infección 
con E. canis. Sin embargo algunos han reportado fiebre, anorexia, depresión, pérdida de peso, 
mucosas pálidas, hemorragia leve, descarga nasal mucopurulenta. 
G. Hallazgos de Laboratorio: trombocitopenia con macrotrombocitos, anemia normocitica a 
macrocitica, así como hipocrómica y monocitosis; descenso de hemoglobina hasta hemoglobina de 
9,4 g/dl y del hematocrito hasta 32%. 
 
3.7.4. MYCOPLASMOSIS (Hemoplasmosis) 
 
Son bacterias que carecen de pared celular y se tiñen de azul; los Mycoplasmas miden generalmente 
menos de 1μ, y por tanto, son difíciles de detectar con un microscopio convencional. Es común los falsos 
positivos, por confusión con los cuerpos de Howell-Jolly y precipitación de la tintura (Villiers y 
Blackwood 2005). 
 
 TAXONOMIA según Bergey (2005) 
 
 Reino: Bacteria 
 Phylum: Tenericutes 
 Clase: Mollicutes 
 Orden: Mycoplasmatales 
 Familia: Mycoplasmataceae 
 Género: Mycoplasma 
 Especie: Mycoplasma haemocanis y Mycoplasma Haemofelis 
 
3.7.4.1. Mycoplasma haemocanis 
 
Anteriormente conocido como Haemobartonella canis. Rara vez causa franca enfermedad en perros 
sanos, los animales exhiben cuerpos de M. haemocanis en el frotis solo después de la esplenectomía. 
(Benjamin 1962) 
 
A. Afecta a: Caninos. 
B. Morfología: pleomorficos, y pueden presentarse sueltos, por pares o más frecuentemente se ven como 
cadenas de cuerpos cocales, las cuales poseen hasta 12 o más cuerpos cocales; también hay formas 
simples como cocos, bacilares, anulares y de arco de violín. 
 La forma de bastón puede ser recta, curva o ramificada. 
C. Tamaño: 
 Formas redondas: 0.5µ. 
 Formas de bastones: 1-5µ de largo x 2µ de ancho. 
D. Localización: Eritrocitos 
E. Transmisión/Vector: Rhipicephalus Sanguineus. 
F. Cuadro Clínico: asintomático, sin relevancia clínica; a menos 
que haya co-infección o este esplenectomizado. Se caracteriza 
por anemia profunda; en perros esplenectomizados se desarrolla 
anemia con rapidez, anemia y malestar grave se ven si ocurren 
con B. canis. 
G. Hallazgos de Laboratorio: 
 Perros No Esplecnotomizados: 
 No se ve ningún cuerpo de M. haemocanis. 
Fig. 3.81. M. haemocanis 
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 Perros Esplecnotomizados: 
 Forma aguda: 
o En el frotis se observan cuerpos de M. haemocanis, constantemente. 
 Forma crónica: 
o Se ve cuerpos de M. haemocanis en los frotis con cierta periocidad. 
o Descenso notable de la cuenta de eritrocitos (llega a tan solo 900,000/mm3), Hematocrito 
bajo (hasta un 9%), y Hemoglobina hasta unos 2 g/dl. 
o En el periodo de anemia se aprecian: eritrocitos nucleados, policromatofilia, anisocitosis 
y cuerpos de Howell-Jolly. 
o En el periodo de convalecencia se aprecia: una macrocitosis. 
o Cuenta de leucocitos puede variar de normal a subnormal, en el periodo que hay presencia 
de M. haemocanis en los frotis. 
o Leucopenia, asociada a depresión de todos los tipos de células hemáticas. 
 
3.7.4.2. Mycoplasma Haemofelis 
 
Anteriormente conocido como Haemobartonella felis; también conocida como Anemia infecciosa felina. 
En algunos eritrocitos, pueden observarse al culminar la infección 5 o más formas M. haemofelis, fuera 
de esta etapa las formas pueden ser 1 o muchas. 
 
A. Afecta a: Felinos. 
B. Morfología: organismos pleomorficos en formas de globo, de bastón, anillo. 
 Las formas de bastón se ven frecuentemente en la periferia; pueden presentarse sueltos, por 
pares o en cadenas. 
C. Tamaño: 0.6µ las formas redondas. 
D. Localización: Eritrocitos (adheridos a la superficie de 
los mismos). 
E. Transmisión/Vector: vectores artrópodos como 
garrapatas, pulgas, piojos o mosquitos. 
F. Cuadro Clínico: enfermedad caracterizada por 
anorexia, depresión, taquipnea, taquicardia, pérdida de 
peso o emaciación, anemia moderada a severa, 
ictericia, esplenomegalia, pirexia en gatos enfermos e 
hipotermia en gatos moribundos. 
G. Hallazgos de Laboratorio: 
 En estados agudos, el número de M. haemofelis 
fluctúa considerablemente; por lo que es 
necesario realizar exámenes repetidos para descubrir al microorganismo en el frotis 
sanguíneo. 
 Anemia regenerativa, Trombocitosis. 
 Los Eritrocitos disminuyen rápidamente durante la invasión e inmediatamente después de 
ella, variando los valores entre 1-5 millones/mm3. 
 Valores de Hematocrito bajan hasta un 18%, y la Hemoglobina suele bajar hasta 7 g/dl. 
 Los índices eritrocitarios indican eritrocitos macrociticos normocrómicos, con V.C.M. 
aumentado y C.M.H.C. dentro de los valores de referencia. 
 Se aprecian: eritrocitos nucleados, anisocitosis, policromatofilia y cuerpos de Howell-Jolly.Fig. 3.82. M. haemofelis 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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o Debe recordarse que los cuerpos de Howell-Jolly se encuentran en gran número de forma 
normal en los eritrocitos de los gatos sanos, y no deben confundirse con los cuerpos de 
M. haemofelis. (Medway, Prier, Wilkinson; 1973) 
 El cuadro leucocitario puede variar: desde una leucocitosis, hasta encontrar una cuenta normal 
o leucopenia; también se puede encontrar neutrofilia y monocitosis. 
 
3.7.5. EHRLICHIOSIS 
 
Son bacterias intracelulares obligadas gram negativas, pleomorficas principalmente cocoides pequeños 
en grupos de organismos denominados mórulas. En casos de alta mortalidad, es frecuente la infección 
mixta (Medway et al. 1973). 
 
 TAXONOMIA según Bergey (2005) 
 
 Reino: Bacteria 
 Phylum: Proteobacteria 
 Clase: Alphaproteobacteria 
 Orden: Rickettsiales 
 Familia: Anaplasmataceae 
 Género: Ehrlichia 
 Especie: Ehrlichia canis 
 
3.7.5.1. Ehrlichia canis 
 
A. Afecta a: Caninos, Felinos. 
B. Morfología: grandes inclusiones homogéneas, redondeadas, que se tiñen de lila intenso; que en 
conjunto forman de mórulas. 
C. Tamaño: cada cuerpo cocoide mide 0.5µ de diámetro. 
D. Localización: en el citoplasma de los Leucocitos (Monocitos, macrófagos y granulocitos). 
E. Transmisión/Vector: Rhipicephalus sanguineus. 
F. Cuadro Clínico: patogenicidad moderada o grave. 
 Fase aguda: fiebre, anorexia, depresión, linfoadenopatia, esplenomegalia, secreción óculo-
nasal, uveítis, hipema (sangre en la cámara anterior del ojo), desprendimiento de retina, 
ceguera, signos del S.N.C., disnea, vasculitis, petequias/equimosis y hemorragia (epistaxis), 
edema de las extremidades y el escroto. 
 Fase crónica: se asocia con signos ambiguos de enfermedad y pérdida de peso; aunque puede 
presentarse neumonía intersticial, fallo renal, artritis y muerte, 
como consecuencia de las hemorragias y complicaciones por 
dichas infecciones secundarias; así como anemia moderada a 
severa, hepatomegalia moderada, esplenomegalia presente. 
G. Hallazgos de Laboratorio: 
 Aguda: trombocitopenia, leucopenia, anemia moderada 
usualmente normocitica normocrómica. 
 Crónica: pancitopenia severa como la característica principal, 
linfocitosis. 
 
 
 
Fig. 3.83. E. canis 
Fig. 3.84. E. canis en un 
Monocito 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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3.7.6. HEPATOZOONOSIS 
 
Es una enfermedad parasitaria producida por un coccidio, cuya infección ocurre por la ingestión de 
artrópodos hematófagos. Frotis que no son realizados rápidamente luego de la extracción, solo se 
observan las capsulas de los gametocitos (Vignau et al. 2005). 
 
Según Vignau, et al; 2005 el desarrollo de Hepatozoonosis está asociado con el estado inmunitario del 
animal, las infecciones inaparentes son frecuentes y se han propuesto diferentes condiciones para que 
desarrolle y produzca sintomatología: Defectos genéticos en los neutrófilos, Inmadurez del sistema 
Inmune en animales menores de 4-6 meses, Condiciones o terapias inmunosupresoras y Co-infecciones 
con Toxoplasma gondii, Babesia canis, Ehrlichia canis, Parvovirus, Distemper. 
 
 TAXONOMIA según Baneth et al. (2006) 
 
 Reino: Protista 
 Subreino: Protozoa 
 Phylum: Apicomplexa 
 Clase: Telosporasida 
 Subclase: Coccidiasina 
 Orden: Eucoccidiorida 
 Suborden: Adeleorina 
 Familia: Haemogregarinidae 
 Género: Hepatozoon 
 Especie: Hepatozoon canis 
 
3.7.6.1. Hepatozoon canis 
 
A. Afecta a: Caninos, Felinos. 
B. Morfología: cuerpos ovales, denominados gamontes o gametocitos 
 los ooquistes esporulados están formados por varios esporocistos que contienen a su vez 12-
24 esporozoitos cada uno. 
C. Tamaño: 11x5µ. 
D. Localización: gamontes en el citoplasmas de Neutrófilos y Monocitos. 
E. Transmisión/Vector: Rhipicephalus sanguineus. 
F. Cuadro Clínico: fiebre, caquexia, depresión, atrofia muscular generalizada, anemia moderada a 
severa, descarga óculo-nasal, hepato-esplecnomegalia, hiperestesia (notablemente en la región 
lumbar), agrandamiento de los ganglios linfáticos. 
G. Hallazgos de Laboratorio: 
 Anemia normocitica y normocrómica no regenerativa: por deficiencia en el metabolismo del 
hierro; a veces puede ser regenerativa e incluso contener algún componente hemolítico. 
 Leucocitosis con marcada neutrofilia, en algunos casos monocitosis y/o eosinofilia; asi como 
también basofilia. 
 Hiperproteinemia: caracterizada por hiperglobulinemia con hipoalbuminemia. 
 
 
 
 
 
Fig. 3.85. Gamontes de H. canis 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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CAPITULO IV. 
 
URIANALISIS 
 
El análisis de orina es una prueba de laboratorio simple, no invasiva y económica; y que consiste en la 
evaluación de las propiedades físico-químicas de la orina, la estimación de la concentración de sus 
solutos, y el examen microscópico del sedimento. Indicado tanto en pacientes con sospecha de 
enfermedad del sistema urinario como en pacientes con desordenes no urinarios, ya que aporta 
información de varios sistemas corporales (Núñez y Bouda 2007). 
 
Los resultados del urianalisis son válidos pero no infalibles, y su valor diagnóstico es directamente 
proporcional a la capacidad que se tenga para interpretarlos. 
 
El urianalisis está indicado en las siguientes situaciones: 
 
 Ayuda en el diagnóstico diferencial de enfermedades renales y otras enfermedades. 
 Diagnóstico de varias enfermedades y trastornos en etapas subclínicas. 
 Monitoreo de enfermedades. 
 Monitoreo de eficacia y seguridad de tratamientos. 
 Parte del examen pre-quirúrgico. 
 Se realiza en todos los animales enfermos, con problemas urinarios, y con pérdida de peso 
corporal. 
 
El Urianalisis, consta de 3 exámenes que se realizan en un orden específico, para que los resultados sean 
lo más fiable posible. El orden en que se realiza es el que sigue: 
 
 Examen Físico (Color, Olor, Transparencia y Viscosidad). 
 Examen Químico (Densidad, pH, Proteína, Glucosa, Cuerpos Cetonicos, Bilirrubina, 
Urobilinogeno, Nitritos, Sangre y Leucocitos). 
 Examen del Sedimento Urinario (Estructuras Organizadas, Estructuras No Organizadas). 
 
El Examen Físico y Químico es rápido, sencillo, económico en comparación 
con otras pruebas y es una herramienta básica. Por medio de una tira reactiva 
(prueba de campo) se puede mejorar el diagnóstico, especialmente de 
enfermedades en estadios subclínicos. El examen del sedimento por lo 
general se realiza en el laboratorio. 
 
4.1. GENERALIDADES 
 
La Orina es un líquido orgánico de desecho elaborado por los riñones durante 
su función como Órganos Reguladores del Medio Interno. La orina se forma 
a partir del plasma que circula por los riñones al entrar en función los tres 
mecanismos de intercambio de las nefronas, que son: la filtración glomerular, 
la secreción y la reabsorción tubular. Si alguno de los mecanismos antes 
mencionados se ve afectado, habrá una variación en la composición de la 
orina (Messeguer et al. 1992). 
 Fig. 4.1. Esquema del Aparato Urinario 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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Los Riñones tienen una gran importancia en el mantenimiento del Equilibrio Hídrico y Electrolítico, 
Equilibrio Acido-Básico y Presión Osmótica de los Líquidos Orgánicos. También participan en la 
eliminación de productos del catabolismo y ciertas sustancias toxicas; estas funciones se llevan a cabo 
mediante procesos de filtración selectivos que tienen lugar en los glomérulos. Debido al complicado 
proceso fisiológico de elaboración de la Orina, esta se puede alterar, no solo por enfermedades propias 
del Riñón, sino también por numerosas causas Extrarenales (Messeguer et al. 1992). 
 
4.2. EXAMEN FÍSICO 
 
El examen físico se basa en la evaluación del Color, Olor, Transparencia y Viscosidadde la orina. 
 
4.2.1. Color 
 
Generalmente es de color amarillo claro debido a la presencia de pigmento urocromo 
(derivado de la degradación de hemoglobina y mioglobina) y pequeñas cantidades de 
uroeritrina (degradación de la hemoglobina) y urobilina. El caballo puede mostrar color semejante a 
lechada de azufre o a cerveza, debido a la abundancia de carbonatos cálcicos (Messeguer et al. 1992). 
 
El color varía de acuerdo a la cantidad de pigmento contenida y es usualmente proporcional a la 
concentración. La orina se va haciendo pálida si aumenta de volumen y, a la inversa su color es más 
intenso si la cantidad es escasa o la orina queda retenida; la orina muy diluida, consecutiva a ingestión 
copiosa de agua, suele ser casi incolora. 
 
La orina puede tener casi cualquier color y estos 
cambios de coloración no son siempre 
indicativos de anormalidad, pues el color puede 
ser resultado de un proceso patológico, 
presencia de una droga o sus metabolitos, 
determinados alimentos. Es importante conocer 
la causa de la variación del color porque 
enmascara signos patológicos y puede alterar la 
valoración de otras pruebas. 
 
 Procedimiento 
 
Observe el color de la orina, ya sea directamente en el frasco con la muestra o en un tubo de ensayo o 
probeta, y se consigna el color de la siguiente forma: 
 
 Orina Incolora 
 Orina Amarilla Intensa 
 Orina Roja o Rosada 
 Orina Parda (cerveza negra) 
 Orina Negruzca 
 Orina Lechosa 
 Orina Verde o Azulada 
 Orina Turbia 
 
 
 
Fig. 4.2. Muestra de Orina en un Tubo para 
Centrifuga Punta Cónica 
Fig. 4.3. Variaciones de Color que se pueden dar en 
una Muestra de Orina 
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Cuadro 4.1. Interpretación de los Cambios de Color en la Orina 
 
Color de la Orina Interpretación 
Orinas Incoloras 
Orina diluida, poco densa; relacionado 
con poliuria 
 Grandes diuresis por mercuriales 
 Diabetes insípida (densidad baja) 
 Insuficiencia renal avanzada 
 Nefritis intersticial crónica 
 Ingestión de agua o soluciones en exceso 
Orinas Amarillas Intensas 
Orina concentrada, muy densa y escasa 
 Ictericia, cualquier sea su origen (luego evoluciona a rojo parduzco y más tarde a verdoso o 
negro) 
 Anemia perniciosa 
 Anemia hemolítica 
 Nefritis aguda 
 Ingestión escasa de fluidos 
 Deshidratación 
 Vómitos prolongados o diarreas 
Orina Roja o Rosada 
 Oligurias febriles infecciosas 
 Oligurias de las insuficiencias cardiacas congestivas 
 Hematurias (Orinas Nebulosas) o hemoglobinurias (Orinas Traslucidas) 
 Anemia perniciosa 
 Anemia hemolítica 
 Ingestión copiosa de remolachas, setas, alimentos teñidos con anilinas y alimentos tratados 
con fucsina, cascara sagrada 
 Algunos medicamentos como fenotiazina, neoprontosil, fenolftaleina 
Orina Parda (cerveza negra) 
 Ictericias parenquimatosas y mecánicas 
 Hematurias por Glomerulonefritis aguda 
 Metahemoglobinurias: intoxicación por clorato de potasio, nitritos, anilinas 
Orina Negruzca 
 Melanosarcomas y otros tumores mecánicos 
 Alteración del metabolismo de la tirosina 
 Hematurias graves 
 Intoxicación por acido fenico y derivados 
Orina Lechosa 
 Quiluria (liq. Linfático en la orina) 
 Lipurias masivas (hiperlipemia esencial o sintomática, diabetes grave, pancreatitis crónica) 
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 Piurias marcadas 
Orina Verdosa o Azulada 
 Ictericias antiguas 
 Intoxicación por timol 
 Eliminación de azul de metileno, acriflavina 
 Pigmentos biliares (sacudiéndola da espuma verdosa) 
Orina Turbia 
 En todas las Piurias 
 Fosfaturias 
 Orinas fermentadas 
Fuente: Benjamin (1962) y Messeguer et al. (1992)
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4.2.2. Olor 
 
La orina excretada tiene un olor característico en cada especie; siendo que en los carnívoros es un olor 
fuerte, más bien desagradable a caldo de carne o aliáceo; en equinos es de un olor aromático fuerte, así 
como también en rumiantes pero menos fuerte; en los porcinos es un olor fuerte y desagradable. 
 
 Procedimiento 
 
Se procede a realizar la identificación del olor de la orina, ya sea directamente en el frasco con la muestra 
o en un tubo de ensayo o probeta; acercando rápidamente la muestra a la nariz. 
 
 Interpretación 
 
Existen olores que nos dan indicio de alteraciones, como son: 
 
 Amoniacal: cistitis y otros procesos inflamatorios de las vías urinarias, orinas conservadas en 
recipientes cerrados a temperatura ambiente y sin conservantes. 
 Fétido: presencia de abundante pus, pielonefritis (consecuencia de la descomposición del pus, 
cilindros y coágulos mezclados con la orina). 
 Pútrido: destrucción de tejidos 
 Olor a Frutas Maduras: cetosis de la vaca, gestación patológica, diabetes glucosúrica, ascaridiasis 
de terneros y corderos. 
 Olor a ciertos medicamentos: acido fenico, alcanfor, aceite de trementina. 
 
4.2.3. Transparencia 
 
Normalmente la orina que no contiene elementos formes, es clara. Los cristales urinarios, los filamentos 
de moco, las bacterias, los cilindros tubulares, las células epiteliales, los leucocitos y los glóbulos rojos, 
cuando están presentes, producen diversos grados de opacidad. La orina varia según la especie animal de 
la que se trate; donde en los carnívoros es clara y trasparente, en equinos es turbia y opaca debido a la 
cantidad de carbonato cálcico en suspensión, y en rumiantes es transparente al ser emitida, volviéndose 
opaca con el tiempo debido a que se separa el carbonato cálcico (Messeguer et al. 1992). 
 
 Procedimiento 
 
Obsérvese la orina, ya sea directamente en el frasco con la muestra o en un tubo de ensayo o probeta. La 
transparencia de la orina se consignan, ya sea Clara o Nebulosa/Turbia. 
 
 Interpretación 
 
 Clara: 
 
La orina recién evacuada por el animal es comúnmente clara, salvo en el caballo que es normalmente 
espesa y nebulosa, debido a cristales de carbonato de calcio y mucus. La transparencia o claridez de la 
orina puede ser anormal en toda poliuria y en equinos con orina acida. 
 
 
 
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 Nebulosa/Turbia: 
 
No es necesariamente patológica, ya que muchas muestras de orina se vuelven nebulosas al cabo del 
tiempo. 
 
Las causas de turbidez de la orina siempre debería identificarse microscópicamente. Entre las casusas de 
turbidez tenemos los siguientes: 
 
 Células epiteliales. 
 Sangre (color que va del rojo al castaño, y humosa). 
 Leucocitos (aspecto lechoso, glutinoso). 
 Nefritis y nefrosis intensas (enturbiamiento en forma de hilos, cilindros). 
 Pielonefritis bacterianas (masas espesas gelatinosas en la orina). 
 Bacterias (turbidez uniforme, la cual no se sedimenta ni puede quitarse por filtración). 
 Mucus, exudado o pus procedente de procesos inflamatorios de las vías urinarias y órganos 
genitales que comunican con ellos. 
 Cristales: 
 Carbonato de calcio: en orina fresca de caballo o en orina de los bovinos al cabo de algún 
tiempo de emitida. 
 Uratos amorfos: una nube blanca o de color rosa en la orina acida al cabo de un tiempo, o 
bien al enfriarla rápidamente. 
 Fosfatos amorfos: una nube blanca en la orina alcalina. 
 
4.2.4. Viscosidad 
 
La viscosidad en la orina varía según la especie animal de la que se trate, en equinos es viscosa debido 
al alto contenido en mucina procedente de las glándulas de la 
pelvis renal y uréteres; mientras que en rumiantes, porcinos y 
carnívoros es de escasa viscosidad, fluida y semejante al agua 
(Messeguer et al. 1992). 
 
 Procedimiento 
 
La viscosidad se mida, vertiendo la orina lenta y cuidadosamente 
por el borde del vaso con la muestra, y observando como fluye. 
 
 Interpretación 
 
La consistencia anormal se producecomo consecuencia de residuos procedentes de reacciones 
inflamatorias del aparato urinario; así como a la mayor o menor presencia de sustancias coloidales. 
 
Los tipos de consistencia apreciables en la orina son: 
 
 Acuosa. 
 Espesa o filamentosa. 
 Mucosa. 
 Gelatinosa. 
Fig. 4.4. Diferencias en la Viscosidad 
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4.3. EXAMEN QUÍMICO 
 
4.3.1. Densidad 
 
Es el peso o densidad de un volumen medido de una sustancia, expresado en relación con el mismo 
volumen de agua pura. Significa la relativa cantidad de sólidos en solución. La densidad o peso específico 
de la orina expresa la capacidad que tiene el riñón para concentrar y diluir el filtrado glomerular (Duncan 
Prasse 2005). 
 
La densidad de la orina aumenta con la concentración de material disuelto en ella; en una orina normal 
este material consiste principalmente en electrolitos y desechos nitrogenados como urea y creatinina. 
 
 Procedimiento 
 
A. Por Urinómetro: 
 
1. Llénese el cilindro del Urinómetro hasta las ¾ partes aproximadamente. 
 El recipiente que se use para la flotación del urinómetro, debe ser lo 
suficientemente grande para evitar la adherencia del urinómetro a la 
pared. 
2. Colocar el Urinómetro en la orina y hacer girar, a fin de separarlo de la 
pared y del fondo del cilindro. 
3. Leer la escala en el cuello del Urinómetro, a ras de la superficie libre del 
líquido y dar la lectura en decimales. 
 
 Desventajas: 
 
 Se necesita una muestra relativamente grande de orina (10 a 15 ml). 
 Dificultad ocasional para hacer la lectura en el menisco. 
 Frecuente adherencia del urinometro a la pared de la probeta. 
 Un error positivo de .001 por cada 3 grados de aumento de la temperatura por encima de 16ºC, 
pues solo está calculado a esta temperatura (Messeguer et al. 1992). 
 
 Si la cantidad de orina disponible es muy pequeña, la densidad puede determinarse por otros medios: 
 
 Usar un Urinómetro miniatura y un tubo de vidrio delgado de centrifuga. 
 Diluir la orina en agua destilada. 
 Por medio de un Refractómetro de Golberg. 
 
B. Por Refractómetro: 
 
El índice de refracción es la relación del valor de la velocidad de la luz en el aire con el de la velocidad 
de la luz en la solución. Este número varia directamente con el número de partículas disueltas en la orina 
y como tal, varia igual que la densidad de la orina (Benjamín 1962). 
 
Para realizar la medida basta con colocar una gota de orina sobre la superficie oscura, que tiene el aparato 
en uno de sus extremos. Se tapa con el cristal objetivo, y mirando por el ocular hacia un foco de luz, 
Fig. 4.5. Urinometro. Tomado de 
Messeguer et al. 
(1992) 
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observamos directamente la lectura sobre una escala graduada en la lente objetivo (Messeguer et al. 
1992). 
 
 Ventajas: 
 
 Reproduce datos confiables. 
 Alto grado de seguridad, y entre 15-38ºC no necesita correcciones debido a la temperatura. 
 Solo se precisan unas gotas de orina. 
 
 Interpretación 
 
a. Densidad Inferior al normal 
 
 Nefritis intersticial crónica: debido a la incapacidad renal para concentrar la orina. 
 Uremia, en casos avanzados. 
 Diabetes Insípida: debido a la pérdida de hormona antidiurética. 
 Ingestión excesiva de líquidos. 
 Piometrio: por excesiva ingesta de agua. 
 
b. Densidad Superior al normal 
 
 Nefritis intersticial aguda: debido a la incapacidad para excretar agua. 
 Cistitis: se adiciona a la orina productos de la reacción inflamatoria. 
 Ingestión escasa de fluidos. 
 Deshidratación. 
 Vómitos y diarreas, si son prolongados. 
 
 Como norma general, aparecen Orinas Hiperdensas cuando el volumen esta disminuido y Orinas 
Hipodensas cuando el volumen esta aumentado (Benjamín 1962). 
 
Cuadro 4.2. Clasificación de las Alteraciones Urinarias teniendo en cuenta Volumen y Densidad 
 
Poliuria 
Hiperdensa 
Poliuria Hipodensa Oliguria Hipodensa 
Oliguria 
Hiperdensa 
 Diabetes 
sacarina. 
 Crónicamente 
o Diabetes insípida 
o Poliuria compensadora de la 
insuficiencia renal crónica 
o hiperparatiroidismo 
 Pasajeramente 
o Fase poliúrica de la 
insuficiencia renal aguda 
o Fase de defervescencia de una 
neumonía 
 Indica nefropatía 
 Fase inicial de 
insuficiencia 
renal aguda y 
crónica 
 Deshidratación de 
cualquier origen 
 Insuficiencia 
circulatoria 
 Hipersecreción de 
hormona 
antidiurética 
Fuente: Messeguer et al. (1992) 
 
 
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4.3.2. Concentración de Hidrogeniones (pH) 
 
La sigla “pH” significa ‘potencial de hidrógeno’ o ‘potencial de hidrogeniones’, este término fue acuñado 
por el químico danés S. P. L. Sørensen (1868-1939), quien lo definió como el opuesto del logaritmo en 
base 10 (o el logaritmo del inverso) de la actividad de los iones hidrógeno. Desde entonces, el término 
"pH" se ha utilizado universalmente por lo práctico que resulta para evitar el manejo de cifras largas y 
complejas. 
 
El pH indica la concentración de iones hidronio (H3O+) presentes en determinadas sustancias. Es una 
medida de acidez o alcalinidad de una disolución (Benjamín 1962). 
 
Los riñones y los pulmones son los órganos principales en la regulación del equilibrio acido-base. Los 
pulmones eliminan dióxido de carbono, mientras que los riñones regulan la excreción de ácidos no 
volátiles, liberados durante el proceso metabólico normal de los tejidos. El pH de la orina de los animales 
sanos está influenciado por la composición del alimento y el metabolismo del animal (Messeguer et al. 
1992). 
 
En equinos y rumiantes la orina es alcalina, debido a la preponderancia de carbonatos alcalinos tras la 
combustión de sales de ácidos vegetales en el metabolismo), en carnívoros la orina es acida por el 
predominio de fosfatos monosódico y monocálcico; mientras que en los porcinos al ser omnívoros, la 
orina será acida cuando la dieta contenga grandes cantidades de proteína y cereales, y será orina alcalina 
cuando la dieta sea sobre todo con hidratos de carbono (Coffin 1952). 
 
 Procedimiento 
 
Mediante las siguientes técnicas o instrumentos: 
 
1. pHmetro con electrodo de vidrio (método muy exacto, pero más cara y menos práctica en la 
práctica clínica). 
2. Papeles absorbentes (indicadores acido-básico que toman color diferente según el pH de la orina). 
3. Tiras indicadoras (llevan almohadillas correspondientes al pH). 
 contienen una combinación de indicadores rojo metilo y azul de bromotimoi que producen 
una serie de colores desde naranja (pH acido), hasta verde y azul (pH alcalino). 
 
Se sumerge la tira reactiva al pH, anotándose el resultado de la reacción según lo indica el estándar. Los 
hallazgos en este sentido se consignaran en Acida, Alcalina o Neutra. 
 
 Una técnica inadecuada con las tiras reactivas que determinen los parámetros químicos en conjunto, 
puede permitir que el tampón acido de la casilla de proteínas fluya adentro de la casilla de pH, dando 
un resultado de pH bajo falso (Duncan y Prasse 2005). 
 
 Interpretación 
 
El pH urinario determina los tipos de cilindros, cristales y urolitos que pueden formarse en la orina. Las 
alteraciones primarias de pH muchas veces expresan una situación anómala más que una enfermedad, 
debido a esto hay que tener en cuenta que estas variaciones pueden producirse después de que la orina 
ha sido eliminada (Duncan y Prasse 2005). 
 
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Entre algunos ejemplos tenemos: 
 
 La alcalinidad de la orina, puede deberse a la retención de la misma en la vejiga con la 
consiguiente fermentación y formación de amoniaco. 
 La orina se vuelve alcalina cuando se expone al aire, por ello siempre debe medirse en fresco.A. Aciduria 
 
 En las primeras fases de vida de los rumiantes (fisiológico). 
 Acidosis metabólicas (diabetes mellitus, uremia, cetosis) y respiratorias. 
 Medicación acidificante (cloruro de amonio, ácido mandelico cloruro sódico, cloruro cálcico, 
fosfato de sodio, metionina). 
 Diarreas graves. 
 Dietas excesivamente ricas en proteínas (aciduria transitoria). 
 Procesos de adelgazamiento. 
 Tras esfuerzos o fatiga excesiva. 
 Excesivo catabolismo de proteínas corporales: Periodos de hambre, Procesos febriles, 
Diabetes mellitus, Insuficiencia renal crónica. 
 
B. Alcaluria 
 
 Retraso en el examen de las muestras y conservación de las mismas, pues se forma amoniaco 
a partir de urea. 
 Fisiológicamente en herbívoros que ingieren dietas vegetales. 
 En casi todos los casos que aparece alcalosis sistémica. 
 Infecciones del tracto urinario (cistitis) asociadas con presencia de M.O. que transforman urea 
en amoniaco y bicarbonato. 
 Medicamentos alcalinizantes (bicarbonato sódico, lactato sódico, citrato sódico, 
acetazolamida, nitrato sódico). 
 Retenciones urinarias en la vejiga. 
 Alcalosis metabólicas (vómitos, ingesta excesiva de bicarbonatos) o respiratorias (síndrome 
de hiperventilación). 
 Acidosis renal tubular (los riñones son incapaces de eliminar iones de hidrogeno aunque exista 
una severa acidosis corporal). 
 Autolisis bacteriana de los conductos renales. 
 La orina alcalina contribuye a la formación de cálculos de carbonato cálcico, fosfato cálcico. 
 La orina alcalina puede lisar glóbulos rojos y disolver cilindros túbulo-renales microscópicos. 
 
 Antes de continuar con otros análisis de tipo químico, debe hacerse una medición del pH y observar 
que si la orina es muy acida (pH 4) debe pensarse en una contaminación del frasco utilizado en la 
recolección; mientras que si la orina es muy alcalina se debe pensar en un excesivo crecimiento 
bacteriano. En cualquiera de estas situaciones no debe continuarse el análisis, pues la muestra es 
inapropiada para examinarla (Messeguer et al. 1992). 
 
 
 
 
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4.3.3. Proteína 
 
En condiciones normales, la orina no contiene sustancias proteicas, al menos en cantidades suficientes 
para ponerlas de manifiesto con las técnicas analíticas de rutina (Coffin 1952). 
 
La proteína que con mayor frecuencia se encuentra en orina son las que proceden del plasma sanguíneo 
y constituyen generalmente una mezcla de albuminas y globulinas. Debido a que la albumina plasmática 
tiene un peso molecular menor que la globulina, generalmente, predomina la albumina y la proteinuria 
se expresa indistintamente como albuminuria (Messeguer et al. 1992). 
 
Ya que la importancia diagnostica de las diferentes proteínas es diferente, por orden de importancia 
podemos dividirlas en: 
 
 Proteínas Verdaderas, son las proteínas coagulables o hemáticas: Albumina, Globulinas, 
Fibrinógeno. 
 Falsas Proteínas: 
 Derivados de hidrólisis de proteínas: Albumosas, Proteosas, Peptosas. 
 Proteínas específicas: Albumina de Bence-Jones. 
 Otras Proteínas: Seudoalbumina, Albuminas espermáticas, Nucleoalbuminas, 
Mucoproteinas. 
 
 Procedimiento 
 
A. Prueba de Robert 
 
Se basa en la precipitación de las proteínas por acido fuerte. Se procede de la siguiente forma: 
 
1. Póngase 2 ml de reactivo de Robert en un tubo de ensayo. 
 
 Reactivo de Robert según Benjamín (1962) 
 Ácido Nítrico Concentrado: 1 parte 
 Solución Saturada De Sulfato De Magnesio: 5 partes 
o 770 g en 1 lt de agua destilada. 
 
2. Viértase 2 ml de orina clara, con ayuda de una pipeta de Pasteur sobre el reactivo, 
manteniendo el tubo inclinado, de modo que la orina se deslice despacio por la pared del tubo. 
 La orina nubosa deberá ser clarificada previamente por centrifugación y filtración. 
3. Una prueba positiva se manifiesta por un anillo blanco en la zona de contacto, el cual deberá 
observarse contra un fondo negro. 
4. Se consigna de la siguiente manera: 
 
a) Negativa. No aparece anillo en la zona de contacto (-) 
b) Indicios muy ligeros. Anillo apenas perceptible (±) 
c) Anillo estrecho perceptible claramente (+) 
d) Anillo más ancho y definido (++) 
e) Anillo muy ancho (+++) 
f) Anillo espeso y denso que ocupa la mayor parte de la capa de orina (++++) 
 
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B. Prueba Del Ácido Sulfosalicilico 
 
Se basa en el principio de que el ácido precipita a las proteínas de forma irreversible, usando una Solución 
de Ácido Sulfosalicilico al 20%. 
 
1. Se colocan 4-5 ml de orina clarificada en un tubo de ensayo. 
2. Agregar 10 gotas de reactivo de ácido sulfosalicilico al 20%, mezclar bien. 
3. Dejar reposar por 10 minutos y evaluar sobre un fondo negro. 
4. La positividad de la reacción se observa al formarse un coagulo blanco que sedimenta 
rápidamente. 
 
Pueden interferir y dar falsos positivos: cefaloridina, cefalotina, clorpromacina y promacina. 
 
 Las pruebas que se describen dependen del principio de coagulación de proteína (seroalbumina y 
seroglobulina) por la acción de los ácidos. Debe utilizarse orina clara para estos exámenes; la orina 
turbia u opaca puede ser clarificada por filtración o por centrifugación. (Medway et al. 1973) 
 
 Interpretación 
 
a. Proteinuria Fisiológica o Funcional 
 
Es pasajera, se atribuye a un aumento en la permeabilidad glomerular, causado por una congestión de los 
capilares; como en los casos de: Excesivo ejercicio muscular, Convulsiones, Excesiva ingestión de 
proteínas. 
 
b. Proteinuria Orgánica 
 
 Proteinuria Renal 
 
 Nefritis: se debe a un aumento de la permeabilidad del filtro glomerular, y a exudados 
infecciosos. 
o Nefritis intersticial aguda (proteinuria y sedimento notables). 
o Nefritis intersticial crónica (ligera proteinuria, grumos presentes). 
o Pielonefritis (proteinuria notable, leucocitos y eritrocitos). 
 Nefrosis: trastornos degenerativos. 
o Congestión pasiva del riñón (cantidad de proteína y sedimento en el tubo, escasos). 
o Descompensación cardiaca. 
o Presión sobre las venas abdominales debida a ascitis o tumores. 
o Fiebre o toxemia (tumefacción o degeneración tubular, procede de una proteinuria 
benigna y transitoria). 
o Intoxicación por drogas o productos químicos (con notable proteinuria). 
 entre estos tenemos: mercurio, plomo, bismuto, trementina, fenol, arsénico, fosforo, 
ácido salicílico y las sulfonamidas. 
o Nefrosis amiloide (marcada proteinuria y sedimento céreo). 
o Acidosis: especialmente en la diabetes. 
o Trauma. 
o Infarto renal. 
 
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o Neoplasma. 
 La proteína de Bence-Jones está presente en multiples mielomas, apareciendo en 
forma de precipitado al calentar la orina a temperaturas entre 50-60ºC, y desaparece 
parcialmente al hervir, si se acidifica. 
 
 Proteinuria Posrenal (falsa o accidental) 
 
Las proteínas logran entrar en la orina, después de haber dejado estas, los túbulos renales, por 
contaminación con exudados o con sangre. Como son: Pielitis, Ureteritis, Cistitis, Uretritis, Descargas 
vaginal o prepucial, Prostatitis, Urolitiasis, Trauma con hemorragia (como resultado de un cateterismo 
inadecuado). 
 
Cuadro 4.3. Clasificación de las Proteinurias en Función de su Intensidad 
 
Intensidad de Proteinuria g/día Interpretación 
Marcada 4 
 Típica del Síndrome Nefrótico 
 Glomerulonefritis severas 
 Nefroesclerosis 
 Enfermedad amiloide 
 Lupus eritematoso 
 Congestión venosa grave (trombosis de la vena renal) 
Moderada 0.4 a 4 
 En la mayor parte de las enfermedades renales 
 Glomerulonefritis crónica 
 Nefropatía toxica 
 Preeclampsia y condiciones inflamatorias malignas, 
degenerativas e irritativas del tracto urinario 
Mínima 0.5 
 Enfermedades poliquísticas de riñones 
Desordenes túbulo-renales 
 Fases de curación de las glomerulonefritis renales 
 Desordenes del tracto urinario bajo 
Fuente: Messeguer et al. (1992) 
 
 Para tener una idea clara del origen de la proteína urinaria es imprescindible realizar estudio del 
sedimento y comprobar la existencia/ausencia de elementos formes de origen renal (cel. de epitelio 
renal, cilindros, entre otros) (Messeguer et al. 1992). 
 
4.3.4. Glucosa 
 
La glucosa es el azúcar que comúnmente se busca en la orina, aunque pueden existir otros hidratos de 
carbono de importancia diagnostica. Pueden hallarse otros azucares como lactosa, fructosa, galactosas o 
pentosas (Benjamin 1962). 
 
La glucosa se filtra libremente por el glomérulo y entra en la parte proximal del túbulo, donde un sistema 
de transporte activo especifico la reabsorbe y devuelve a la circulación. Normalmente, casi toda la 
glucosa es reabsorbida del filtrado tubular proximal y muy poca pasa a la orina, pero en algunos casos la 
concentración de glucosa puede exceder la capacidad del sistema de transporte tubular y entonces la 
glucosa pasa a la orina (Medway et al. 1973). 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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Esto ocurre en: 
 
 El nivel de glucosa plasmática es excepcionalmente elevado. 
 La capacidad de reabsorción del mecanismo tubular está deteriorado. 
 
 Situaciones en las que es necesario un test de glucosuria: 
 
 Análisis rutinarios como índice de una posible diabetes. 
 Mediciones simultaneas de glucemia y glucosuria, para detectar disturbios del túbulo proximal; 
como los que se presentan en: Envenenamiento nefrotoxico, Enfermedad renal parenquimatosa, 
Síndrome Fanconi. 
 
 Procedimiento 
 
A. Prueba de Benedict 
 
Se basa en que la acción reductora de la glucosa y otras sustancias reductoras, sobre una solución alcalina 
de sulfato de cobre, reduce el ion cúprico a cuproso, el cual precipita en forma de óxido cuproso de color 
amarillo a rojo. 
 
Se procede de la siguiente forma: 
 
1. Colocar 5 ml de reactivo Benedict en un tubo de ensayo. 
 
 Reactivo de Benedict según Messeguer et al. (1992): 
 
 17.3 g de Sulfato de Cobre (disueltos en 100 ml de agua destilada calentando) 
 17.3 g de Citrato Sódico y 100 g de Carbonato Sódico (Anhidro), disueltos en 600 ml de agua 
destilada calentando 
 Se filtra la solución 
 Mezclar bien, añadiendo la solución (a) en la solución (b) y llevar el volumen hasta 1,000 ml 
de agua destilada 
 
2. Añadir 8 gotas (0.5 ml) de orina y mezclar enérgicamente por agitación de uno a otro lado. 
3. Colocar en un baño de agua hirviendo por 2-3 minutos. 
4. Dejar enfriar el tubo y observar el cambio de color. 
 
5. Anotar los resultados de la siguiente manera: 
 
a) Negativo, azul claro o ligeramente azul verdoso debido a los uratos (-) 
b) Precipitado verdoso (+) 
c) Precipitado amarillo verdoso (++) 
d) Precipitado amarillo anaranjado (+++) 
e) Precipitado anaranjado rojizo (++++) 
 
 
 
 
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 Interpretación 
 
a. Fisiológicas 
 
 Situaciones que estimulan la producción de epinefrina y liberación de glucocorticoides 
(ejercicio violento, miedo y estados de shock). 
 Alimentación excesivamente rica en carbohidratos (glicosuria transitoria, desapareciendo en 
el momento que la dieta vuelve a la normalidad). 
 Aumento de la liberación de glucosa a partir del glucógeno hepático (consecutivas anestesia 
general, convulsiones, situaciones de asfixia). 
 Hiperglucemia consecutiva a la inyección de glucocorticoides, epinefrina, soluciones de 
dextrosa. 
 
b. Patológica 
 
 Procesos Renales: 
 
 Siempre que haya una imposibilidad para que la glucosa filtrada sea reabsorbida a nivel 
tubular (Algunos casos de nefritis o Cuando haya disminución en el dintel renal para la 
glucosa). 
 En la enterotoxemia de la oveja por Cl. perfringens. 
 Tras la administración de grandes dosis de Vitamina C. 
 De origen toxico o medicamentoso. 
 
 Procesos Extrarrenales: 
 
 Diabetes Mellitus. 
 Estados de pancreatitis, que llevan consigo la disminución en la producción y liberación de 
la insulina (ej. Necrosis pancreática aguda). 
 Hipertiroidismo. 
 Hiperpituitarismo. 
 Enfermedades hepáticas crónicas. 
 Aumento de presión intracraneal (tumores hemorragias, encefalitis, fracturas). 
 Incremento de la actividad de la corteza adrenal. 
 
 Una reacción positiva falsa para la glucosa en pruebas a base de reducción de iones, puede tener 
causas por algunas drogas como: Antibióticos, Ácido ascórbico, Morfina, Salicilatos, Hidrato de 
cloral, Formaldehido; Lactosa, pentosa y otros azucares reductores. 
 
4.3.5. Cuerpos Cetonicos 
 
Cuando la cantidad de ácidos grasos movilizados es grande, se metabolizan incompletamente y se forman 
compuestos intermediarios del metabolismo de las grasas, que aparecen en sangre y son excretados por 
la orina. Estos productos son los cuerpos cetonicos: ácido acetacetico (diacéico), acetona y acido beta-
hidroxibutirico (Messeguer et al. 1992). 
 
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En condiciones fisiológicas, en orina existen pequeñas cantidades de cuerpos cetonicos, pero tan mínimas 
que no se detectan con los métodos corrientes de análisis, por tanto, siempre que se detecten cuerpos 
cetonicos en orina, su presencia debe considerarse como anormal. 
 
La presencia de Cuerpos Cetonicos en orina es consecuencia de dos situaciones generales: 
 
 Aumento de la cetogénesis debido a: 
 Alteraciones en el metabolismo intermediario de las grasas. 
 Ingestión de proteínas ricas en aminoácidos cetogenéticos. 
 Falta de aporte suficiente de hidratos de carbono con la ración. 
 Disminución de la cetolisis hepática. 
 
 Procedimiento 
 
A. Prueba de Ross 
 
El nitroprusiato de sodio (nitrosoferricianuro sódico) se descompone en Na4Fe (CN)6, NaNO2 y Fe (OH)3 
en una solución alcalina. Estos productos son agentes oxidantes que forman un complejo de color purpura 
en presencia de ácido diacéico y de la acetona (Benjamin 1962). 
 
Según Coffin (1952) el reactivo se prepara, realizando una mezcla en polvo de: 
 
 1 parte de Nitroprusiato de Sodio 
 100 partes de Sulfato Amónico 
 
Se procede de la siguiente forma: 
 
1. Se coloca en un tubo de ensayo seco, el reactivo en polvo hasta una altura de 13 mm (1.3 cm). 
2. Se añaden 5 ml de orina y se agita. 
3. Agréguese 1-2 ml de hidróxido de amonio concentrado de modo que forme una capa por encima 
de la mezcla. 
 
4. La reacción se consigna como sigue: 
 
a. Ligerísimo color purpura (Huellas) 
b. Ligero color purpura (+) 
c. Moderado color purpura (++) 
d. Purpura oscuro (+++) 
e. Purpura oscuro o negro (++++) 
 
 Interpretación 
 
 Cetosis (acetonemia): por metabolismo deficiente de los carbohidratos; se da en vacas preñadas 
y lactantes, y en ovejas preñadas (Asociada con hipoglucemia). 
 Distinguir entre cetosis grave y la cetosis benigna de un animal que deja de comer por otras 
causas patológicas. 
 
 
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 Diabetes (Asociada con hiperglicemia, como falta de utilización normal de los carbohidratos). 
 La cetosis clínica es rara en perros, cuando se observa en estos animales, suele estar asociada 
con diabetes, por lo que esta debe ser la primera afección a investigar. 
 Acidosis. 
 Dieta demasiada grasa. 
 Inanición o ayuno. 
 Agotadas las reservas de carbohidratos, el metabolismo de las grasas es predominante. 
 El perro adulto es relativamente resistente al desarrollo de la cetosis durante el ayuno; pero 
en los cachorros, se observa un desarrollo notable de cetosis. 
 Trastornos en la función hepática. 
 Después de anestesia con éter o cloroformo. 
 Vómitos y diarrea prolongada: cetosis por inanición. 
 Enfermedadesinfecciosas: asociada con desequilibrio térmico. 
 Fiebre de leche: si es prolongada. 
 Desordenes endocrinos. 
 Hiperfunción de la pituitaria anterior o de la corteza adrenal. 
 Exceso de hormonas sexuales femeninas. 
 
4.3.6. Bilirrubina 
 
La Bilirrubina se elimina en la sangre circulante al pasar por el hígado que la conjuga con el ácido 
glucuronico y luego es vertida al intestino por el tracto biliar. Cuando la ruta de salida está deteriorada 
(obstrucción del conducto biliar debido a cálculos o tumores, o bien obstrucción intrahepatica debida a 
la hinchazón de células dañadas), la bilirrubina conjugada refluye nuevamente al torrente circulatorio. 
Esta bilirrubina conjugada o directa es soluble en plasma y por tanto se filtra a través del glomérulo, 
pudiendo encontrarla en la orina; por el contrario, la bilirrubina indirecta, no conjugada, ligada a una 
albumina, no se excreta a menos que también se presente albuminuria (Messeguer et al. 1992). 
 
 Procedimiento 
 
A. Modificación de Rosenbach a la Prueba de Gmelin 
 
La prueba consiste en que los pigmentos biliares al ser oxidados por los ácidos dan diversos derivados 
altamente coloreados como lo son las Biliverdina (verde), la Bilicianina (azul) y la Coletelina (amarilla). 
 
1. Dejar secar parcialmente el papel filtro a través del que ha pasado la orina. 
2. Colocar 1 gota de ácido nítrico amarillo, en el área húmeda del papel filtro. 
3. El desarrollo de color entorno a la gota de ácido nítrico, principalmente de colores verde, azul y 
violeta indica la presencia de pigmentos biliares. 
 El ganado vacuno contiene pigmentos distintos de la bilis que se vuelven entre rosados y rojos 
al contacto con el ácido. 
 
B. Prueba Semicuantitativa para la Bilirrubina 
 
Según Hawkinson et al. (1945) esta prueba es simple, especifica y reproducible, por lo que se recomienda 
para el laboratorio clínico. 
 
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1. Sumergir una tira de papel filtro especialmente preparado en la orina y dejar que la bilirrubina 
vaya siendo absorbida a lo largo de la línea de contacto. 
 Tiras de papel filtro grueso, saturadas con una solución concentrada de cloruro de bario, dejar 
secar y cortar en tiras de 1 x 10 cm. 
2. Retirar el papel y agregar 2 a 3 gotas de Reactivo de Fouchet en el punto de máxima absorción. 
 
 Reactivo de Fouchet según Coffin (1952) 
 
 Ácido Tricloracetico: 25 g 
 Solución acuosa de Cloruro Férrico 10%: 10 ml 
 Agua destilada: 100 ml 
 
3. Se consigna de la siguiente manera: 
 
a) Ningún cambio de color (-) 
b) Verde apenas perceptible (±) 
c) Verde claro (+) 
d) Verde intensidad media (++) 
e) Verde muy oscuro (+++) 
 
 Interpretación 
 
El descubrimiento de Bilirrubina en orina indica, un nivel sérico elevado de la forma conjugada que se 
asocia a trastornos obstructivos hepáticos. 
 
 Las consideraciones a tener en cuenta según las diferentes especies animales son: 
 
 Carnívoros: En estados fisiológicos, febriles o consecuencia de inanición, puede dar test 
débilmente positivos. Esto no necesariamente indican existencia de trastornos hepáticos. 
(Solo debe considerarse una positividad significativa cuando aparezcan niveles medio o altos) 
 Bovinos: La interpretación debe ser muy cuidadosa, atendiendo a la anamnesis del animal en 
cuestión. Se ha comprobado que solo el 60% de los bovinos que presentan hepatopatías, 
evidencian bilirrubina en sus orinas. 
 Equinos: la prueba es poco significativa. 
 
a. Situaciones en que aparece bilirrubina en la orina 
 
 Obstrucción del flujo de bilis del hígado. 
 Obstrucción completa: presencia de bilirrubina sin urobilinogeno. 
 Obstrucción parcial: presencia de bilirrubina y urobilinogeno. 
 Afección hepática: la bilirrubina en la orina puede preceder a la ictericia clínica. 
 Hepatitis: presencia de bilirrubina y urobilinogeno. 
 Destrucción rápida de células hepáticas. 
 Ictericia causada por hemolisis: la bilirrubina no se presenta hasta que la excesiva 
hemoglobinemia ocasiona trastornos en el hígado. 
 La ausencia de bilirrubina y la presencia de cantidades crecidas de urobilinogeno ayuda a 
la diferenciación de la ictericia hemolítica de la causada por obstrucción biliar y 
enfermedad hepatocelular. 
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Página 137 
 Enteritis aguda. 
 Obstrucción intestinal. 
 
4.3.7. Urobilinogeno 
 
La bilirrubina conjugada, segregada por el hígado a la bilis, es excretada al tracto intestinal a través de 
los conductos biliares. La acción bacteriana que tiene lugar en el tracto intestinal convierte la bilirrubina 
en urobilinogeno (Messeguer et al. 1992). 
 
El urobilinogeno es excretado en las heces en forma de estercobilina (pigmento que contribuye al color 
castaño oscuro en las heces), pero algo es absorbido en el intestino y transportado en la sangre portal 
hasta el hígado, donde es reciclado y excretado en la bilis. Una pequeña cantidad de urobilinogeno pasa 
a través del filtrado glomerular a la orina (Duncan y Prasse 2005). 
 
 Procedimiento 
 
A. Prueba para Urobilinogeno de Wallace y Diamond 
 
Se basa en que la reacción del urobilinogeno y otros cromógenos con el reactivo de benzaldehído de 
Ehrlich produce una coloración roja (Benjamín 1962). 
 
 Es esencial que la orina sea fresca ya que el urobilinogeno, al ser expuesto a la luz y al aire, se 
convierte en urobilina la cual no reacciona. En caso de que haya una gran cantidad de bilis presente 
en la orina, deberá mezclarse esta con un volumen igual de solución acuosa de cloruro de bario al 
10%, y filtrarse, a fin de separar el precipitado, ya que la bilirrubina estorba para apreciar el resultado 
del urobilinogeno (Messeguer et al. 1992). 
 
1. Añadir 0.5 ml del reactivo de Ehrlich en un tubo de ensayo que contengan 5 ml de orina 
 
 Reactivo de Benzaldehído de Ehrlich según Benjamín (1962): 
 
 2 g de Para-Dimetilaminobenzaldehido 
 100 ml Solución acuosa al 20% de HCL 
 
2. Dejar reposar la mezcla en el tubo por 5 minutos y observar si aparece coloración, de rosa a rojo, 
mirando contra un fondo blanco en la dirección de la longitud del tubo. 
 
3. Los resultados se consignaran de la siguiente forma: 
 
a) Entre rosa y rojo tenue (Normal) 
b) Ni rojo, ni color rosa (Ausencia) 
c) Rojo cereza (Aumento) 
 
 Cuando la orina, sin diluir, exhibe una evidente alta proporción de urobilinogeno, lo cual se aprecia 
por un color rojo cereza, puede ser útil llevar a cabo una “Determinación Semicuantitiva”, haciendo 
diluciones de orina y repitiendo la prueba. 
 
 
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B. Determinación Semicuantitativa 
 
1. Colocar de 6-8 tubos de ensayo del mismo diámetro en una gradilla. Verter 5 ml de agua en 
cada tubo. 
2. Se añaden 5 ml de orina fresca en el primer tubo, mezclarlo; luego se extrae 5 ml de esta 
solución, usando una pipeta y agregarla al segundo tubo. 
3. Repítase este procedimiento en los sucesivos tubos hasta el último, del cual se extraerán 5 ml 
de solución que se apartaran por si fuera necesario una dilución más. 
4. Se añadirá 0.5 ml de reactivo de Ehrlich a cada tubo y mezclar perfectamente. 
5. Dejar reposar cada tubo durante 5 minutos; el último tubo en que aparezca un color rosa 
desvaído debe tomarse como punto final. 
 
 Cuando se emplee cloruro de bario para separar la bilirrubina, debe tomarse en cuenta la dilución que 
resulta de esta adición; pues la dilución en el primer tubo, para la determinación Semicuantitativa, 
sería de 1:4 (y no de 1:2), la dilución en el segundo seria de 1:8, y así sucesivamente. 
 
 Interpretación 
 
a. Ausencia de Urobilinogeno 
 
 Obstrucción completa del conducto biliar. 
 Escasa destrucción de eritrocitos. 
 Desarreglos de la absorción intestinal (como en la diarrea). 
 Ciertos antibióticos: como aureomicina,debido a la inhibición de las bacterias intestinales 
 Cirrosis del hígado. 
 Nefritis: debido a la dilución del urobilinogeno, ocasionada por la poliuria inherente a la 
nefritis crónica. 
 
b. Aumento de Urobilinogeno 
 
 Procesos hemolíticos en los que aumenta el urobilinogeno eliminado por el riñón. 
 Anemia hemolítica. 
 Anemia perniciosa. 
 Cuando hay reducción funcional de la masa hepática. 
 Ictericia hepatocelular. 
 Todos los trastornos hepáticos en los que disminuye la capacidad del hígado para eliminar 
el urobilinogeno. 
 
 Entre las sustancias que interfieren con la prueba, pueden ser: Indol (coloración rojiza), Bilis y nitritos 
(coloración verde), Sulfamidas y procaina (coloración amarillo verdoso), Formalina. 
 
4.3.8. Nitritos 
 
La presencia de nitritos en la orina puede utilizarse para indicar la existencia de bacterias. Para la 
determinación de Nitritos Urinarios se realiza, mediante tiras reactivas de diferentes laboratorios. La 
mayoría utilizan una amina aromática que reacciona con el Nitrito para formar un compuesto diazoico 
que se visualiza por el cambio de color (Messeguer et al. 1992). 
 
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Reducen el Nitrato a Nitrito: 
 
 E. coli 
 Proteus 
 Klebsiella 
 Enterobacter 
 Corinebacterium 
 Salmonella 
Formadores Parciales de Nitrito: 
 
 Enterococus 
 Staphylococus 
 Pseudomonas 
 
 
 
 Dan falso positivos: orinas que llevan mucho tiempo recolectadas. 
 Dan falsos negativos: ácido ascórbico a altas dosis y antibióticos. 
 
4.3.9. Sangre 
 
La presencia de sangre o hemoglobina libre en la orina, es siempre patológica y recibe nombres distintos 
según se trate de uno u otro elemento. 
 
 Hematuria: presencia de sangre total en la orina. 
 Hemoglobinuria: presencia de pigmento hemático (hemoglobina) libre en la orina. 
 Mioglobinuria: presencia de mioglobina en orina. 
 
 Es normal encontrar unas cuantas células hemáticas en la orina (5-7 por campo) dependiendo de la 
técnica de extracción de la muestra de orina, a esta se le considera como microhematuria fisiológica; 
pero si aparecen más células por campo, a altos aumentos; indican hemorragia, inflamación, traumas, 
neoplasias (Messeguer et al. 1992). 
 
 Procedimiento 
 
Los análisis para detectar la presencia de sangre o pigmentos sanguíneos los podemos clasificar en: 
 
 Examen Microscópico: Se centrifuga la orina y se hace un frotis del sedimento, con el fin de 
observar los hematíes. 
 
 Examen Espectroscópico: Se anotan las bandas de absorción de la muestra de orina, comparando 
con las observaciones de la tabla de referencia a fin de identificar la hemoglobina o sus derivados. 
 
 Examen Químico: Es la forma más fácil para diferenciar si se trata de uno u otro pigmento. 
 
a. Centrifugación: se centrifuga una parte de orina y se compara el sobrenadante con la porción 
de orina sin centrifugar. 
 El sobrenadante de la muestra con hemoglobinuria o mioglobinuria permanecerá del 
mismo color que la porción sin centrifugar de orina. 
 El sobrenadante de la muestra con hematuria tendrá menor tono. 
 
b. Comparación del plasma: al comparar el aspecto del plasma, nos permite diferenciar entre 
hemoglobinuria y mioglobinuria. 
 Pacientes con hemoglobinuria tienen el plasma rosáceo; mientras que el color del plasma 
en la mioglobinuria no se modifica. 
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Página 140 
c. Tiras Reactivas. 
 
d. Prueba de Bencidina 
 
Se basa en que la peroxidasa de la hemoglobina reduce al peróxido y libera oxigeno que es detectado por 
el indicador, la Bencidina (Benjamín 1962). 
 
Se procede de la siguiente manera: 
 
1. Disuélvase una pequeña cantidad de base de Bencidina (la punta de un cuchillo) en 2 ml de ácido 
acético glacial. 
2. Agréguense 2 ml de orina y mézclese. 
3. Agréguense 1 ml de Peróxido de Hidrogeno reciente y mézclese. 
4. La aparición a los 5 minutos, de un color verde o azul indica la presencia de sangre. 
 
 Para probar si el peróxido de hidrogeno es reciente; se añaden a unos mililitros de peróxido de 
hidrogeno, unas gotas de ácido sulfúrico concentrado y unas gotas de una solución de dicromato 
potásico; una coloración azul denota que el peróxido tiene la actividad requerida. 
 
 Interpretación 
 
La hematuria no es un indicador específico de que exista enfermedad del tracto urinario. Una vez se 
demuestra que existe, hay que localizar la fuente; y ello debe interpretarse teniéndose en cuenta otros 
hallazgos del sedimento (Messeguer et al. 1992). 
 
 Agentes oxidantes en la orina, pueden dar resultado falso positivo para la sangre (Duncan y Prasse 
2005). 
 
Cuadro 4.4. Causas de una Prueba de Sangre Oculta Positiva y su Diferenciación 
 
Hematuria 
 Orina roja y turbia, que se aclara con centrifugación. 
 Eritrocitos en el sedimento urinario. 
 Ausencia de evidencia clínica o laboratorial de anemia hemolítica o enfermedad 
muscular. 
Hemoglobinuria 
 Orina roja a marrón que no se aclara tras la centrifugación. 
 Ausencia de eritrocitos en el sedimento urinario. 
 Decoloración roja concomitante del plasma (hemoglobinemia). 
 Evidencia de anemia, particularmente del tipo hemolítica intravascular. 
 Ausencia de evidencia clínica o laboratorial de enfermedad muscular. 
 La adición de una solución de sulfato amónico saturado elimina el color 
mediante la precipitación de hemoglobina. La solución de sulfato amónico no 
precipitara la mioglobina y la orina permanece decolorada. 
Mioglobinuria 
 Orina roja a marrón que no se aclara tras la centrifugación. 
 Ausencia de eritrocitos en el sedimento urinario. 
 Plasma claro, de color normal. 
 Ausencia de evidencia clínica o laboratorial de anemia. 
 Evidencia clínica o laboratorial de enfermedad muscular. 
Fuente: Duncan y Prasse (2005) 
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A. Causas de Hematurias 
 
a. Hematurias Renales 
 
 Glomerulonefritis aguda y lesión tubular intensa. 
 Nefritis agudas y purulentas. 
 Pielonefritis y pielitis. 
 Traumatismos a nivel renal. 
 Litiasis renales. 
 Neoplasias renales. 
 Infarto renal. 
 
b. Hematurias Extrarrenales 
 
 De origen uretral (traumatismo, litiasis). 
 De origen prostático (tumores y prostatitis). 
 De origen vesical: son hematurias que aparecen al final de la micción (traumatismos, litiasis, 
cistitis agudas, cáncer de vejiga). 
 De origen ureteral: la causa más frecuente, es la migración de cálculos a lo largo del uréter 
 Parásitos (Sioctophyma renal y Capillaria plica). 
 Traumatismos iatrogénicos (cateterización, palpación de vejiga o riñón). 
 Hematuria enzootica bovina. 
 Estro. 
 Inflamación o tumores del tracto genital. 
 Traumatismos a nivel del tracto genital. 
 
B. Causas de Hemoglobinurias 
 
Ligada siempre a un aumento de la concentración de hemoglobina plasmática, casi siempre relacionada 
a enfermedades prerrenales. 
 
 Reacción frente a transfusiones. 
 Anemia hemolítica: Anemia infecciosa equina, Leptospirosis, Babesiosis, Anaplasmosis, 
Hemoglobina bacilar, Hemoglobinuria postpartum, Enfermedad hemolítica del recién nacido, 
Agentes tóxicos (nabos silvestres). 
 Ciertas neoplasias. 
 Enfermedades autoinmunes. 
 Intoxicación por fenotiacina. 
 
 Las Hemoglobinurias vienen a ser la expresión de una enfermedad general, mientras que las 
Hematurias están más relacionadas con alguna alteración localizada o generalizada del aparato 
urinario (Messeguer et al. 1992). 
 
 
 
 
 
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C. Causas de Mioglobinurias 
 
Es relativamente rara en animales, pero puede aparecer en las siguientes situaciones: 
 
 Mioglobinuria paralitica equina (azoturia). 
 Distrofia muscular enzootica de terneros y corderos (laorina no se colorea intensamente, 
porque los músculos no tienen suficiente hemoglobina cuando los animales son jóvenes). 
 Aplastamiento y cirugía que dañe el tejido muscular. 
 Crisis epilépticas. 
 Ejercicio muy intenso. 
 Enfermedades víricas. 
 
 Este tipo de procesos, provocan un síndrome clínico caracterizado por la presencia de: mioglobina, 
creatinina, creatinakinasa, potasio y fosfato inorgánico en 
torrente circulatorio. 
 
 
4.3.10. Método Semi-automatizado 
 
Es un procedimiento rápido, económico y sencillo; sin mucha 
dificultad en la interpretación de los resultados. Se basa en la 
utilización de Tiras Reactivas con varias almohadillas impregnadas 
en reactivos, para reaccionar ante los diferentes parámetros para los 
cuales fue destinada. 
 
 
Hay variedad de Tiras Reactivas, fabricada por diferentes laboratorios o casas comerciales; pero la 
mayoría evalúan 10 parámetros específicos, como son: 
 
1) Glucosa. 
2) Bilirrubina. 
3) Cuerpos Cetonicos. 
4) Densidad. 
5) Sangre. 
6) pH. 
7) Proteína. 
8) Urobilinogeno. 
9) Nitritos. 
10) Leucocitos.
 
Al utilizar tiras impregnadas en reactivos, hay que recordar seguir ciertos consejos, para que los 
resultados sean confiables y no hallan falsos positivos, ni dificulten la interpretación de los diferentes 
parámetros. 
 
Fig. 4.6. Equipos Usados en el 
Método Semi-Automatizado 
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Página 143 
 Messeguer et al. (1992) aconseja que para la utilización de tiras reactivas, y productos semejantes; 
se debe seguir los siguiente: 
 
a. Almacenar en un sitio fresco y seco (no frigorífico). 
b. Preservar de la luz directa y del calor. 
c. Tapar inmediatamente después de sacar la tira, solo deben abrirse los 
recipientes cuando sea absolutamente necesario. 
d. No tocar con las manos las áreas que están impregnadas con reactivo. 
e. Cuando veamos un color anormal en las tiras deben desecharse. 
f. Utilizar orina recogida recientemente y bien mezclada. Si la orina se 
conservó en nevera, antes de introducir la tira dejaremos que adquiera 
la temperatura ambiente. 
g. No filtrar ni centrifugar la orina antes de utilizarlas. 
h. Sumergir completamente, pero solo durante unos segundos para evitar 
que se pierdan los reactivos por el lavado. 
i. Hacer las lecturas al tiempo exacto que indican las casas fabricantes. 
j. Anotar inmediatamente los resultados de la lectura comparativa con la 
carta estándar, para evitar problemas de olvidos o confusión de 
resultados. 
 
Las diferentes casas comerciales y autores, recomiendan la lectura de los 
parámetros en un orden y tiempo determinado, como podemos observar en el 
“Cuadro 4.5.”: 
 
 
 
Cuadro 4.5. Orden y Tiempo de Lectura de los Principales Parámetros Evaluados para el Examen 
Químico de la Orina 
 
Parámetros Orden 
Tiempo (segundos) 
Según Autores Según Casas Comerciales 
Glucosa 1 30 
60 
Bilirrubina 2 30 
Cuerpos Cetonicos 3 40 
Densidad 4 45 
Sangre 5 60 
pH 6 60 
Proteína 7 60 
Urobilinogeno 8 60 
Nitritos 9 60 
Leucocitos 10 120 120 
 
 Procedimiento 
 
Antes de centrifugar la orina se procede a homogenizar la muestra, y realizar el Examen Químico: 
 
1. Se introduce la tira reactiva en la muestra, logrando que la orina cubra toda la tira. 
2. Se deja entre 2-4 segundos y se retira inmediatamente. 
Fig. 4.7. Tira Reactiva 
para el Ex. Químico de la Orina 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 144 
3. Al remover la tira de la orina, sujétela contra el contenedor para eliminar el exceso de líquido. 
4. Coloque la tira en posición horizontal, y ponga las puntas en contacto con un papel toalla para 
evitar el derrame de la muestra. 
5. Compare los resultados con los parámetros definidos en la tabla de color del frasco, a los tiempos 
indicados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Interpretación 
 
La interpretación es la misma que la expuesta anteriormente, en cada uno de los parámetros que se evalúa 
en el Examen químico. 
 
4.4. EXAMEN MICROSCÓPICO DEL SEDIMENTO URINARIO 
 
El examen microscópico del sedimento urinario se realiza para detectar la presencia de elementos 
figurados y partículas microscópicas en la orina; siendo por esto de gran importancia clínica y por lo cual 
no debería de omitirse nunca. El reconocimiento de objetos significativos en el sedimento urinario solo 
es posible lograrlo por experiencia (Messeguer et al. 1992). 
 
La orina normal, contiene poco sedimento, en este puede haber uno que otro leucocito, células epiteliales, 
mucus, cristales, y bacterias si la orina no fuese recogida asépticamente. Los cilindros y eritrocitos 
desaparecen al reposar la muestra, por lo que el examen debe hacerse en muestras de orina reciente. 
 
Las estructuras cuya identificación interesan son cilindros, eritrocitos, leucocitos, bacterias e 
identificación de los cristales con significancia patológica; debe hacerse caso omiso a objetos que carecen 
de significación clínica, dado que la orina puede estar contaminada por todo género inimaginable de 
detritus. Un excesivo número de alguno de los elementos que componen el sedimento, por campo a altos 
aumentos, puede indicar anormalidades (Benjamín 1962). 
 
 Procedimiento 
 
Normalmente se hace una centrifugación previa de la orina antes del examen; pero algunos laboratorios 
no centrifugan, pues la orina sin centrifugar es apta para visualizar células pero no para detectar cilindros. 
Fig. 4.8. Tira Reactiva 
Sumergida en la Orina. Tomado de 
Chew y DiBartola (1998) 
 
Fig. 4.9. Lectura de la Tira 
Reactiva. Tomado de Chew y 
DiBartola (1998) 
 
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Página 145 
Por lo que se aconseja hacer 2 exámenes, uno con orina sin centrifugar y otro con orina centrifuga, para 
poder dar un resultado más fiable. 
 
1. Homogenizar bien la muestra y pasar a un tubo de centrifugación cónico. 
2. Llénese con orina hasta poco menos de 1 cm, del borde, o 10 ml de orina para mayor exactitud. 
3. Centrifugar a 1500-2000 r.p.m, durante 5 minutos. 
4. Nótese la cantidad de sedimento depositado en el fondo del tubo, y consígnese como: Nulo, 
Escaso, Moderado o Abundante. 
5. Decantar el sobrenadante, dejando únicamente la cantidad precisa para poder hacer la 
resuspensión del mismo, mediante ligeros golpes con los dedos. 
6. Si se desea se puede añadir el colorante. 
 
 Reactivo 
 Solución acuosa de eosina 0.5%: 
o 500 mg de eosina en 100 ml de agua destilada. 
 Solución de azul de metileno – acido pícrico: 
o 1 ml de solución acuosa de azul de metileno 1% en 10 ml de solución saturada de ácido 
pícrico. 
o Agregar 10 gotas de glicerol por cada 10 ml. 
 
 Método: 
 Agregar 1 gota de eosina 0.5% al sedimento asilado y mezclar. 
 Dejar transcurrir 2 minutos y añadir 2 gotas de azul de metileno – acido pícrico. 
 El sedimento debe aparecer verde-azulado, si aparece teñido de rojo marrón-rojizo, añadir 
1 gota más de solución azul. 
 
7. Colocar 1 gota del sedimento en un portaobjeto y colocamos el cubreobjeto. La gota no debe ser 
demasiado grande y evitar la formación de burbujas. 
8. Examinar antes que se produzca la evaporación. 
9. Examinar en el microscopio de la siguiente manera: 
a. Con poca iluminación (cerrar el diafragma o quitar el condensador) 
b. A bajo aumento (objetivo 10x), para: 
 Comprobar si el sedimento es abundante. 
 Observar si la distribución de los diferentes elementos es relativamente homogénea. 
 Estimar semi-cuantitativamente el número de cristales (en Ocasionales, Moderados, 
Abundantes). 
 Contar el número de cilindros por campo (al menos 10) y dar un valor relativo, e 
identificando los diferentes tipos. 
c. A aumento mayor (objetivo 40x), para: 
 Contar el número de hematíes y leucocitos por campo (al menos 10) y dar un valor 
relativo. 
 Diferenciar y contar el número de los diferentestipos de células epiteliales, por campo o 
realizar una estimación relativa. 
 Observar la presencia de otros elementos del sedimento (ej. microorganismos) y realizar 
una estimación de su concentración. 
 
 Si se quiere hacer un examen semicuantitativo del sedimento, deben visualizarse al menos 10 campos 
y hallar la media de los elementos como resultado final (Benjamín 1962). 
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4.5. INTERPRETACIÓN DE LOS HALLAZGOS DEL SEDIMENTO URINARIO 
 
Lo más importante del análisis del sedimento no es identificar cristales ni otros elementos de desecho sin 
importancia, sino tener un buen conocimiento de lo que no es fisiológico (Messeguer et al. 1992). 
 
4.5.1. Estructuras Organizadas 
 
4.4.1.1. Células Epiteliales 
 
Consisten en grandes células transicionales del 
fondo vesical, o pequeñas células de transición del 
cuello de la vejiga. En ocasiones se aprecian grandes 
células de epitelio monoestratificado provenientes de 
la pelvis renal y pequeñas células cuboidales de los túbulos renales (Coffin 1952). 
 
A. Células de Descamación 
 
Puede detectarse en orinas normales debido al proceso continuo de descamación fisiológica que sufre 
todo epitelio. Su presencia es patológica cuando existen en gran número debido a irritaciones por: 
 
 Microorganismos. 
 Productos químicos (de acción irritante, caustica o alérgica). 
 Cuerpos extraños (cálculos, sondas, catéteres). 
 Procesos degenerativos (presencia de células anormales). 
 Procesos invasivos destructivos. 
 
B. Células de Epitelio Columnar o Cuboides 
 
Revisten el área que va desde la capsula de la nefrona hasta los tubos colectores, pasando por los túbulos 
proximales y distales. De morfología redondeada, ligeramente prismáticas, tamaño un poco mayor que 
los Gl. Blancos, de núcleos claros y grandes. Se presentan en situaciones patológicas como: 
Glomerulonefritis, Pielonefritis, Esclerosis renal, Amiloidosis. 
 
C. Células de Epitelio de Transición 
 
Recubre los cálices, pelvis renal, uréteres, vejiga y uretra. 
Consta de 3 capas: basales, intermedias y células 
superficiales. De morfología redondeada, oval y piriforme, 
con prolongación del citoplasma en forma de cola, llamadas 
células en raqueta. Tamaño del doble de los leucocitos, 
estructura granular y el núcleo es redondo y pequeño. 
 
Algunas células de epitelio de transición pueden estar 
presentes en la orina, de forma normal. El número de células 
se ve aumentado en los casos de: Cistitis y Pielonefritis. 
 
 
 
Fig. 4.10. Células del Epitelio Vesical y Renal 
Fig. 4.11. Células del Epitelio Transicional. 
Tomado de Chew y DiBartola (1998) 
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Página 147 
D. Células del Epitelio Escamoso 
 
Proceden de la capa más superficial de la vejiga, uretra y vagina. Son 
las de mayor tamaño, contorno irregular, polimorfas, núcleo pequeño 
y redondo. Aparecen en los procesos de Cistitis, Uretritis, Vaginitis. 
 
 
4.4.1.2. Células Hemáticas 
 
A. Eritrocitos 
 
Aparecen con formas circulares, bicóncavas, sin núcleos y refractan la luz; su coloración va de amarillo 
a anaranjado, aunque puede ser incoloro si su permanencia en la orina ha sido suficiente para disolver su 
hemoglobina, de tamaño menor al de los Leucocitos. 
Es fisiológico encontrar de 3 a 5 hematíes por campo; 
más de 7 se considera como patológico (Messeguer et 
al. 1992). 
 
Su aspecto puede variar de acuerdo a las propiedades 
físicas y químicas de la orina: 
 
 En orinas concentradas, los eritrocitos se 
presentan de aspecto irregular, estrellado o 
identadas. 
 En orinas diluidas, los eritrocitos se 
presentan de forma globosa o anillos, de 
color desviado o incoloro. 
 
Se pueden confundir con levaduras, gotas de grasa, cristales de urato amónico y oxalato cálcico. Para 
distinguirlos, se puede realizar una tinción de Gram y se teñirán de rojo. 
 
 La hematuria indica siempre una alteración extrínseca o intrínseca del tracto urinario: 
 
a. Factores Extrínsecos: procesos invasivo-destructivos que afectan el sistema excretor, en estos 
casos la hematuria puede ser macroscópica. 
 
 Tumores retroperitoneales. 
 Tumores endometriales. 
 
b. Factores Intrínsecos 
 
 Origen nefrológico: la hematuria puede ser macro o microscópica: 
o Glomerulonefritis. 
o Purpuras. 
o Lupus eritematoso. 
o Pielonefritis. 
 
Fig. 4.12. Células del Epitelio Escamoso. Tomado de 
Sink y Feldman (2004) 
 
Fig. 4.13. Eritrocitos. Tomado de Sink y Feldman (2004) 
 
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Página 148 
 Origen urológico: debido a la transformación de la sangre en hematina acida, se hace tan 
oscura que parecen posos de cafés. 
o Infecciones (tuberculosis, cistitis). 
o Invasivas (tumores). 
o Litiasis. 
o Obstructivas (adenoma prostático). 
o Congestivas (prostatitis). 
 
B. Leucocitos 
 
Se presentan como células granulares, forma redondeada 
mono o polinucleada, de tamaño intermedio entre los 
eritrocitos y las células epiteliales. A veces es difícil la 
diferenciación entre ambas tipos de células (eritrocitos y 
leucocitos), es de utilidad la adición de 1 a 2 gotas de ácido 
acético al 25%, con ello se hemolizaran los eritrocitos y se 
destacaran claramente los núcleos de los leucocitos 
(Messeguer et al. 1992). 
 
Es normal que aparezcan 2-3 leucocitos por campo en machos 
y hasta 7 por campo en hembras. Toda cifra superior se considera patológica. Aparece en las siguientes 
situaciones: 
 
 Infecciones acompañadas de bacterias (si se aprecian cilindros, el origen es una infección 
renal). 
 Infecciones tuberculosas (piurias sin bacterias y orinas acidas). 
 Tumores renales o de las vías (uroepiteliales). 
 Síndrome nefrótico y glomerulonefritis. 
 
 Las Piurias indican un proceso purulento en algún lugar del tracto genito-urinario; la orina aparece 
turbia y de aspecto lechoso. 
 
 Contaminación procedente del tracto genital: Vulvitis, Vaginitis, Balanitis, Metritis. 
 Uretritis. 
 Cistitis. 
 Pielitis o Pielonefritis. 
 Nefritis. 
 
4.5.1.3. Cilindros Tubulares 
 
Son formaciones de proteínas y mucopolisacaridos, que se forman a nivel del Asa de Henle, Tubos 
Contorneados y Tubos Colectores; también puede llevar adheridos restos celulares que se condensan 
dentro del lumen de los túbulos (Messeguer et al. 1992). 
 
Las causas de formación de cilindros son: 
 
 Por descamación celular de los túbulos, que suministrarían el material de la matriz y cuando estas 
células se degeneren, se producirán los cilindros. 
Fig. 4.14. Leucocitos. Tomado de Sink y 
Feldman (2004) 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 149 
 Una segunda teoría, la cual es la aceptada actualmente; atribuye la formación de cilindros a 
precipitaciones de mucoproteinas dentro de los túbulos debido, a que en estos niveles la 
concentración y acidez de la orina están a su máximo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Normalmente cuando se aprecien cilindros en el sedimento, la tasa de proteínas en la orina, esta 
aumentada. Cualquier lesión mínima llevara a la consecuencia de perdida de albumina y con ello a la 
formación de cilindros. 
 
Según Benjamín (1962) la presencia de cilindros en la orina puede indicar grados variables de 
alteraciones renales, como pueden ser: Irritación renal, Inflamación renal, Degeneración renal. 
 
El tamaño y morfología de los cilindros están en función de su origen, y los hay de muy diversos tipos. 
Los cilindros que contienen sustancias adicionales reciben el nombre de los elementos añadidos: céreos, 
epiteliales, eritrocitarios, leucocitarios o granulares. 
 
A. Cilindros Hialinos 
 
Contienen solamente proteínas y mucopolisacaridos, homogéneos, de 
extremos redondeados, semitransparentes e incoloros. Todos los demás 
cilindrostienen una matriz hialina, a la que se insertan otros materiales. 
Soluble en orina alcalina, por tanto su presencia en la orina de grandes 
animales es rara; se deben visualizar en campo oscuro. Presencia de 
pocos hialinos no es patológica, pues puede ser por irritación renal ligera, 
por estados febriles, tras anestesia o tras ejercicio intenso. En cambio en 
grandes cantidades indican lesión renal (Benjamín 1962). 
Fig. 3.15. Teoría de Addis para la Formación de Cilindros. Tomado de Chew y DiBartola (1998) 
Fig. 4.16. Cilindro Hialino. Tomado 
de Sink y Feldman (2004) 
 
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Página 150 
B. Cilindros Gránulos-Hialinos 
 
Son cilindros hialinos que además llevan granulaciones en la superficie, de origen variado (minerales, 
células degeneradas, etc.). La misma interpretación que los cilindros hialinos. 
 
C. Cilindros Granulomatosos 
 
Contienen granulaciones finas o gruesas cubriendo todo el 
cilindro, que proceden de la degeneración de las células 
epiteliales. Indican un tipo más grave de afección renal que el 
cilindro hialino, ya que suponen una desintegración del epitelio 
tubular renal. Aparece en los casos de trastornos crónicos del 
riñón (nefritis intersticial crónica) e insuficiencia renal en el perro 
(Messeguer et al. 1992). 
 
D. Cilindros Epiteliales 
 
Estructuras cilíndricas formadas por células desprendidas del epitelio que reviste los túbulos renales, en 
cuyas células pueden observarse los núcleos. Se presentan en 2 filas de células epiteliales. Su presencia 
es indicativo de: Nefritis Aguda, Degeneración del epitelio tubular, síndromes de hipertensión 
prolongada e ingestión de venenos (fosforo, tetracloruro de carbono, cloruro mercúrico). 
 
E. Cilindros Céreos 
 
Son cilindros formados por la coagulación de beta-lipoproteínas, de color amarillo o grisáceo y con 
aspecto opaco; más anchos que los Cilindros Hialinos, fuertemente refringentes, a menudo quebrado y 
con los extremos rectos. Indican lesiones crónicas en los túbulos renales, degeneración amiloide y formas 
muy graves de glomerulonefritis y pielonefritis. 
 
F. Cilindros Granulo-Lipídicos 
 
Son cilindros hialinos que han absorbido granulaciones lipídica, incoloros y que les da aspecto de cuerpos 
refringentes. Aparecen en casos de Diabetes Mellitus en perros, Nefrosis e Hiperlipemias o 
Hipercolesterinemias. 
 
G. Cilindros Hemáticos 
 
Son cilindros hialinos que han absorbido en su superficie hematíes. Pueden ser de 2 tipos: 
 
 Cilindro de Sangre: masa homogénea y de color amarillo intenso o anaranjado. En 
enfermedades renales a nivel glomerular (glomerulonefritis). 
 Cilindro Hialino de Gl. Rojos: De color amarillo anaranjado y en su superficie tiene incrustado 
eritrocitos visibles. En hemorragias que se han originado dentro del nefrón del riñón y 
procesos invasivos intersticiales (tumor renal, litiasis). 
 
 
 
 
Fig. 4.17. Cilindro Granulomatoso. Tomado 
de Sink y Feldman (2004) 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 151 
H. Cilindros Leucocitarios 
 
No se trata realmente de cilindros, son más acúmulos de leucocitos que se forman a nivel de vejiga y 
uréteres, y que se adhieren a la masa hialina. Se presentan en los casos de procesos supurativos del riñón, 
pielonefritis, abscesos del riñón (Messeguer et al. 1992). 
 
I. Cilindros Bacterianos 
 
Formados por fibras de microglobulinas con bacterias y leucocitos, y que indican pielonefritis. 
 
4.5.1.4. Cilindroides 
 
Formaciones similares a los Cilindros pero más largos y finos, pero que suelen proceder de las vías 
urinarias (pelvis, uréter, uretra) y no del riñón. Semejan específicamente a los Cilindros Hialinos, pero 
en uno de sus extremos se adelgaza hasta terminar en un fino filamento. Su presentación se debe a la 
presencia de un factor irritante o cuerpo extraño. En la orina no se detecta proteína, lo cual es un dato 
esencial para diferenciar de los Cilindros; aunque es de escasa significación clínica (Messeguer et al. 
1992). 
 
4.5.1.5. Filamentos Mucosos 
 
Están compuestos por moco que ha sido depositado en filamentos largos. Son fáciles de confundir con 
los cilindros hialinos, pero difieren de ellos en que están trenzados a modo de cintas estrechas, ondulantes 
y retorcidas, que tienen una estructura interna de tipo fibroide. 
 
Es normal encontrarlo en la orina de los Equinos, el cual aparece homogéneo. Debe observarse bajo luz 
amortiguada. Su presencia no otorga significancia patología en los equinos, más sin embargo en los 
demás animales puede ser indicio de irritación de la uretra, pero generalmente se debe a contaminación 
de la muestra de orina por secreciones genitales (Benjamín 1962). 
 
4.5.1.6. Microorganismos Varios 
 
La orina puede contener un gran número de microorganismos, que pueden indicar un proceso patológico 
propio del tracto urinario o contaminación ambiental. 
 
A. Bacterias 
 
Aparecen como pequeñas partículas, que poseen movimientos brownianos o rectilíneos; apenas visibles 
con el objetivo de bajo aumento y deberán ser diferenciadas del material amorfo, inorgánico, por su 
estructura y agrupación. La morfología hará fácil su identificación, pero su tinción la hará más precisa, 
utilizando la tinción de Gram. 
 
Clínicamente solo tendrán significancia clínica, si aparecen en cantidad abundante y la muestra fue 
obtenida en buenas condiciones (lo más aséptica posible). Procesos en los que pueden aparecer son: 
 
 Infecciones del tracto urinario (Cistitis y Pielonefritis). 
 Infecciones del tracto genital (Metritis, Vaginitis, Prostatitis). 
 
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Página 152 
B. Hongos/Levaduras 
 
Los hongos se presentan como hifas separadas, segmentadas y a veces coloridas. Las Levaduras son 
incoloras, redondas u ovoides; de tamaño variable, mayor que las bacterias pero menor que los leucocitos. 
 
Solo tienen importancia diagnostica las levaduras, que aparecen como elementos similares a los hematíes 
pero incoloros. Para distinguirlos se hará una tinción de Gram. Las levaduras se encuentran en piel, 
mucosas (vagina) y tracto intestinal, por tanto su presencia indica contaminación de contacto. 
 
C. Parásitos 
 
Entre los parásitos que se pueden encontrar con mayor frecuencia están: Capillaria plica (gusano de la 
vejiga de los caninos y felinos), Dictophyma renale (en riñón de los caninos) y Stephanorus dentatus (en 
riñón de los porcinos); los demás géneros que podamos encontrar indican contaminación fecal. Entre los 
Protozoarios que podemos encontrar tenemos: Trichomonas 
procedentes de contaminación por secreciones genitales, mientras 
que las Giardias y Entamoebas proceden de contaminación fecal. 
 
4.5.1.7. Espermatozoides 
 
De características morfológicas inconfundibles; con una cabeza 
pequeña, ovalada seguida de una larga cola móvil. No tienen 
ninguna significancia patológica. 
 
4.5.1.8. Restos Fecales 
 
Contaminan la orina y aparecen en el sedimento, las siguientes estructuras: 
 
 Fibras musculares: procedentes de la digestión alimentos cárnicos, de color amarillo con 
estriaciones. 
 Fibras y tráqueas vegetales: celulosa indigestible. 
 Células vegetales: con membranas citoplasmáticas gruesas y vacuolas muy evidentes. 
 Pelos y apéndices vegetales: alargados, afilados, formados por una fila de células de paredes 
gruesas. 
 Gránulos de almidón. 
 Algunos parásitos: como Giardia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 4.18. Capillaria plica. Tomado de 
Sink y Feldman (2004) 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 153 
4.5.2. Estructuras No Organizadas 
 
4.5.2.1. Elementos Mineraloides 
 
Comúnmente se ven cristales de distintas formas y tamaños en la orina, solo raramente tiene significación 
clínica. Se forman por precipitación de sales excretadas cuandola orina se retiene en la vejiga o en el 
vaso de recolección (Messeguer et al. 1992). 
 
Según Núñez y Bouda (2007) la observación de cristales en el sedimento urinario dependerá de: 
 
 pH urinario. 
 Concentración urinaria. 
 Presencia de promotores e inhibidores de cristales en la orina. 
 La temperatura puede favorecer la formación de cristales (refrigeración antes del análisis). 
 Tiempo entre la recolección y realización del análisis. 
 
La cristaluria se presenta generalmente en orina refrigerada, puede no ser observada en la misma muestra 
si es analizada enseguida; luego de la recolección. La cristaluria en la orina que ha sido refrigerada, es 
de escaso significado clínico (Chew y DiBartola 1998). 
 
Los diferentes cristales en el sedimento urinario se pueden dividir en 3 tipos, según sea la fase de 
cristalización a la que reaccionen; su clasificación es como sigue: 
 
 Compuestos de Predominio Acido: sustancias cuya fase de cristalización se encuentran en pH 
inferior a 7. 
 Compuestos de Predominio Básico (Alcalino): sustancias cuya fase de cristalización se 
encuentran en pH superior a 7. 
 Compuestos Anfóteros: sustancias cuya fase de cristalización se encuentran en pH entre 6-6.5 o 
7.5-8. 
 
La identificación del tipo de cristales se hace a través de su morfología, por esto para un mejor análisis 
de los diferentes cristales que se pueden encontrar en el sedimento urinario, se describirá su morfología 
e interpretación en el cuadro “3.6. Cristales en el Sedimento Urinario”. 
 
 
 
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Página 154 
Cuadro 4.6. Cristales en el Sedimento Urinario 
 
Cristal Imagen 
Fase de 
Cristalización 
Color Morfología Interpretación 
Oxalatos 
Cálcicos Mono y 
Dihidratados 
 Acido Incoloro 
De varias formas; 
octaedros o sobres de 
carta 
Si aparece en gran número 
se sospecha de: 
 Diabetes Mellitus 
 Enfermedades 
Hepáticas, Cardiacas o 
Pulmonares 
 
Ácido Úrico 
 
Acido Amarillo 
Morfología variable: 
prisma, rombo, roseta 
o fusiforme 
Aparecen en perros 
dálmatas de forma 
fisiológica. 
 
Clínicamente indican: 
 Nefritis Crónica 
 Cuadros urémicos 
 Procesos febriles 
agudos 
Forma Dihidrato 
Forma Monohidrato 
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Página 155 
Uratos Amorfos 
 
Acido 
Amarillo 
parduzco 
Cristalizan en forma 
de agujas o estrellas, 
se observan al 
microscopio con 
aspecto de 
precipitado amorfo 
No poseen significancia 
clínica 
Sulfamidas 
 
Acido -- 
Forma semejante a los 
uratos de sodio y 
ácido úrico 
-- 
Cristales de 
Tirosina 
 
Acido Incoloro 
Forma de pequeñas 
agujas que se agrupan 
en haces estrelladas  Enfermedad hepática 
grave 
 Error congénito que 
afecta a estos 
aminoácidos 
Cristales de 
Leucina 
 
Acido Amarillo 
Aspecto de glóbulos 
redondeados con 
estriaciones interiores 
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Página 156 
Cristales de 
Acido Hipúrico 
 
Acido Amarillo 
Aspecto de prismas 
aciculares; se pueden 
confundir con 
Oxalato Cálcico 
forma Monohidrato 
Normal en Rumiantes y 
Equinos 
 
Intoxicación con Tolueno 
Cristales de 
Bilirrubina 
 
Acido 
Pardo 
rojizo 
Forma de agujas con 
color marrón-rojizo 
Pacientes con 
Bilirrubinemia 
Fosfocarbonatos 
 
Básico Incoloro 
Semejante a los 
precipitados de uratos 
amorfos, se diferencia 
en que en que tienen 
hábitat alcalino, no 
son nunca coloreados 
No poseen significancia 
clínica 
Fosfato Cálcico 
 
Básico -- 
Formas estelares (de 
roseta o estrellados) y 
en forma de laminas 
 En procesos 
metabólicos 
patológicos como 
hipercalciuria, 
hiperfosfaturia 
 En ciertas alteraciones 
del tracto urinario 
como obstrucciones y 
estasis urinarias 
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Página 157 
Fosfatos 
Amonico-
Magnesico 
(Estruvita o 
Fosfato Triple) 
 
Básico Incoloro 
El mas pleomorfico, 
su forma prismática le 
da aspecto de “tapa de 
ataúd” (forma 
poliédrica de 8 
prismas); pero si se 
rompe puede tener 
formas muy 
diferentes y 
fácilmente 
confundibles con el 
ácido úrico 
 Hay una forma rara, 
que es la tubular en 
forma de “hojas de 
helecho” 
 En proceso infeccioso 
del tracto urinario 
debido a gérmenes 
uroliticos, como los 
casos de cistitis, 
prostatitis 
 Contaminantes 
ambientales, si la 
muestra tarda en 
realizarse o se 
mantiene a 
temperatura ambiente 
 La forma de «hojas de 
helecho», no se haya 
en orinas de individuos 
sanos 
Carbonato 
Cálcico 
 
Básico Incoloro 
3 formas: 
romboédrica, 
hexagonal, 
ortorrómbica (las 2 
últimas propias de 
rumiantes) 
Normal en orinas de 
herbívoros 
Urato Amónico 
 
Básico 
Amarillo 
parduzco 
Gránulos 
redondeados con o sin 
espículas, 
fuertemente estriados 
a partir de un radio 
central (radio de 
bicicleta) 
No tienen mucha 
importancia clínica 
 
Pueden estar asociados a 
infecciones del tracto 
urinario, por bacterias con 
ureasa 
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Página 158 
Cistina 
 
Anfóteros Incoloro 
Forma de láminas 
hexagonales 
 Incapacidad de 
reabsorción tubular de 
este aminoácido 
 Defecto enzimático 
congénito que 
imposibilita su 
correcta utilización 
 Cistinuria o Urolitiasis 
de Cistina 
Colesterina 
 
Anfóteros Incoloro 
Forma de placas 
rectangulares o 
romboideas 
 Obstrucción 
abdominal o torácica 
del drenaje linfático 
 Rotura de vasos 
linfáticos a nivel de la 
pelvis renal, por 
tumores invasivos o 
procesos infecciosos 
acompañados de 
litiasis como Pielitis, 
Nefritis y Cistitis 
Creatinina 
 
Anfóteros -- 
Rectangulares, 
biaxiales, pseudo-
hexagonales 
Procedente de la 
destrucción muscular, por 
lo que estará aumentado 
en: 
 Distrofias musculares 
 Miositis difusas 
Fuente: Benjamin (1962), Messeguer et al. (1992), Chew y DiBartola (1998) y Sink y Feldman (2004) 
 
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Página 159 
4.5.2.2. Gránulos O Filamentos Orgánicos 
 
A. Gránulos De Grasa 
 
a. Gotas de grasa 
 
Constituidas mayormente por vaselina y parafina. 
De morfología redondeada, incolora, fuertemente 
refringentes y de tamaño variable. Aparecen a 
consecuencia de la utilización de catéteres 
lubricados y empleo de recipientes sucios para la 
recogida de orina. 
 
Debe tenerse cuidado de no confundirlos con 
eritrocitos; su diferencia radica en la falta de 
uniformidad de sus dimensiones y en que no se rompen por la adición de ácido acético. Carecen de 
significación clínica. 
 
b. Corpúsculos lipídicos 
 
Compuestos por alfa-1 y beta-lipoproteínas, normalmente agregadas a cilindros, leucocitos o células 
epiteliales. Morfología redondeada y de tamaño menor que las gotas de grasa, incoloros y se pueden 
confundir con los hematíes. Su presencia indica el grado de alteración del glomérulo. Aparecen en la 
obesidad, diabetes, hipotiroidismo y dietas excesivamente grasas. 
 
c. Esteres de ácidos grasos 
 
Gránulos de tamaño similar al de los leucocitos, que acompañan a la cristaluria del colesterol. Morfología 
de cruz de malta. 
 
B. Gránulos Amiláceos 
 
Semejantes a los hematíes pero sin significancia patología. Para diferenciarlos podemos utilizar cualquier 
sustancia que actué lisando los hematíes. 
 
C. Mucina 
 
Secreción del uroepitelio y de las glándulas anexas, tiene función lubrificadora. Aparece en orinas en 
pequeñas cantidades. Se observa como líneas imprecisas que se extienden en todas direcciones y dan la 
sensación de no poder enfocar bien. 
 
D. Gránulos de Almidón 
 
Normalmente son contaminantes externos, se observan como gránulos redondeados, ovalados o 
poliédricos; del tamaño de un leucocito. Para diferenciarlo de otras estructuras, se adiciona unasgotas de 
lugol, mediante las cuales los gránulos de almidón se teñirán de color violeta. 
 
 
Fig. 4.19. Gotas de Grasa. Tomado de Sink y 
Feldman (2004) 
 
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4.6.3. Artefactos y Materiales Extraños 
 
Aquellos elementos o estructuras ajenos a la orina y que además no presentan un valor patológico ni en 
el tracto urinario ni el organismo. 
 
Según Messeguer et al. (1992) entre los principales orígenes de estos artefactos están: 
 
 En los frascos de recogida: polen, cabellos, mohos, algas 
 Artefactos propios del animal: pelos, hilos de algodón, fibras sintéticas, polvos secantes (talco) 
 Artefactos propios del medio ambiente: ceniza, carbonilla, caspa 
 Artefactos de la propia observación: partículas de vidrio, gotas de aire, portaobjetos con 
rayaduras. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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CAPITULO V. 
 
EXAMEN DE PIEL 
 
5.1. GENERALIDADES 
 
La piel es el mayor de los órganos del cuerpo y realiza varias funciones vitales destinadas a mantener el 
estado homeostático del organismo. Entre las principales funciones de la piel se encuentran: 
 
Cuadro 5.1. Funciones de la Piel Relacionadas con la Homeostasia 
 
Función Serie de Actividades 
Barrera 
Control de la pérdida de agua, electrolitos, etc. Exclusión de agentes 
químicos, físicos y biológicos. 
Sensación Calor, frio, dolor, picor y presión. 
Regulación de la Temperatura Aislamiento, variación del flujo sanguíneo y sudación. 
Control Hemodinámico Cambios vasculares periféricos. 
Secreción, Excreción 
Función glandular, crecimiento folicular y epidérmico. Perdida 
percutánea de grasas, lípidos y solutos. 
Síntesis Vitamina D. 
Función Inmune Vigilancia, respuesta. 
Fuente: Locke et al. (1999) 
 
La piel esta compuestas por 3 capas, la Epidermis, Dermis y Subdermis; las cuales tienen composición 
y funciones determinadas. Además también está compuesta por sus derivados como son; el Pelo y las 
Glándulas Cutáneas (Lamping y García 1996). 
 
 Epidermis que forma la capa superficial, y por tanto sometida a diferentes factores químicos, 
físicos y biológicos. Por tanto debe proteger su integridad mediante la secreción continua de 
componentes protectores, como son el pelaje, células queratinizadas del estrato corneo y las 
secreciones de las glándulas cutáneas. 
 
 Dermis es el mayor de los componentes estructurales de la piel. Aporta una matriz de estructuras 
y secreciones que sirven de soporte y 
mantienen una interacción con la epidermis y 
sus anejos. Incluye tejido conectivo, vasos 
sanguíneos y linfáticos, nervios y receptores, 
y componentes celulares. Cumple un 
importante papel en la termorregulación y 
sensibilidad (Lloyd 1992). 
 
 Subdermis compuesta de tejido conjuntivo en 
el cual se acumulan, reservas de grasa 
subcutánea; la subdermis no existe en los 
labios, nariz, morro, cejas y otros lugares en 
los que penetran las asas musculares en el 
Fig. 5.1. Estructura de la Piel 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 162 
corion. Reviste de importancia ya que permite el deslizamiento de la piel sin que se desgarre 
(Lamping y García 1996). 
 
 El Pelo: consta de 3 partes; la Raíz del Pelo que se encuentra en el espesor de la piel, el Tallo del 
Pelo la cual es la parte libre que sobresale de la superficie epidérmica y la porción terminal a la 
que se le denomina Vértice del Pelo. 
 
 La Raíz, se aloja en el folículo piloso, cuya pared consta de las vainas epiteliales interna y 
externa, y la bolsa conjuntiva pilosa; en cada folículo piloso existe un musculo, cuya 
contracción eriza el pelo. 
 
 Según Lamping y García (1996) por la longitud, grosor, resistencia, elasticidad y región 
corporal que ocupan se pueden distinguir varios tipos de pelo; como son: Pelos de Cubierta, 
Pelos Vellosos o Lana, Pelos Largos, Cerdas, Pelos Táctiles o Sinuales, Pelos Sensibles, Pelos 
Defensores (Vellosidades). 
 
 Glándulas Cutáneas; la piel incorpora diversas glándulas exocrinas tubulares y alveolares que 
pueden emerger en el folículo piloso (glándulas pilosebáceas o epitriquiales) o 
independientemente, en la superficie cutánea de zonas glabras (glándulas atriquiales o libres). 
 
 Glándulas Sudoríparas: aporta humedad que ayuda en la protección contra la fricción, 
mantener la flexibilidad de la piel, excreción de productos de deshecho, defensa química a 
través de la producción de sustancias. Las sales y proteínas presentes proveen de una fuente 
de nutrientes para la microflora de la piel y contribuyen en el efecto del tampón del pH 
cutáneo. Esta secreción, solamente tiene importancia en la función de termorregulación en los 
equinos, bovinos y algunos primates. 
 
 Glándulas Sebáceas: mayores en áreas con baja densidad de folículos pilosos y se hallan en 
mayor número en las uniones mucocutáneas, espacios interdigitales, en el dorso del cuello, 
en el mentón y en el dorso de la cola (glándula de la cola). Colabora en la formación de la 
barrera cutánea, protegiendo contra la proliferación e invasión de microorganismos patógenos 
a través del estrato corneo y del folículo piloso. Contribuye conjuntamente con el sudor en el 
mantenimiento y control de la flora normal de la piel, ayuda en el control de la perdida de 
agua y mantiene flexibilidad cutánea. 
 
Aunque una historia y un examen clínico completo son esenciales para un caso dermatológico, las 
investigaciones a través de exámenes complementarios son de importancia fundamental para alcanzar un 
diagnóstico definitivo. 
 
Entre los procedimientos diagnósticos preestablecidos en Dermatología incluyen: Muestras de Pelo, 
Raspados Cutáneos, Citología de Extendidos y Aspirados, Tricogramas, Examen con Lámpara de Wood, 
Cultivos de Hongos, Biopsias de Piel y Cultivos Bacteriológicos. Otros procedimientos diagnósticos 
especializados incluyen Pruebas Intradérmicas, Pruebas Alérgicas in vitro y pruebas de parches. 
 
Procedimientos como Prueba de Fluorescencia, Raspados Cutáneos, Tricogramas, Cultivos de Hongos, 
Citología de la Piel, pueden ser realizados dentro de la clínica; mientras que Cultivos Bacteriológicos, 
Identificación y Pruebas de Sensibilidad, Pruebas Alérgicas In Vitro, Biopsias e interpretación requieren 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 163 
instalaciones y personal calificado. Dependiendo de la información obtenida, algunas interpretaciones 
frecuentemente requieren a un patólogo clínico. 
 
5.2. IDENTIFICACIÓN DE DERMATOFITOS 
 
La Dermatofitosis se caracteriza por lesiones redondas con alopecia, eritema, reacciones inflamatorias. 
Son causadas por un grupo de hongos queratinofilicos, llamados Dermatofitos, caracterizados por su 
parasitismo, que prefiere el epitelio queratinizado, pelo y uñas. Existen 22 especies de dermatofitos 
patógenos que pertenecen a los géneros Epidermophyton, Microsporum y Trichophyton. Los 
dermatofitos patógenos para los animales se encuentran en los géneros Microsporum y Trichophyton 
(Medway et al. 1973). 
 
Cuadro 5.2. Principales Especies de Dermatofitos de los Géneros Microsporum sp. y Trichophyton 
sp. 
 
Genero Microsporum sp. Trichophyton sp. 
Especies 
M. canis T. mentagrophytes 
M. gypseum T. verrucosum 
M. nanum T. equinum 
M. distortum T. rubrum 
M. vanbreusegheimii T. schoenleinii 
 
T. violaceum 
T. ajelloi 
Fuente: Medway et al. (1973) 
 
La identificación de los diferentes dermatofitos, se basa en el raspado de las lesiones y la observación de 
las diferentes especies de hongos al microscopio, para su identificación a través de sus características 
particulares. La identificación microscópica de dermatofitos es muy difícil, requiere entrenamiento y 
experiencia importante (Benjamin1962). 
 
A. Aspecto a Simple Vista según Benjamín (1962) 
 
La mayor parte de los Dermatofitos ofrece un cuadro clínico que evidencian al agente causal de la 
enfermedad: 
 
 En Caninos: se muestran lesiones circulares con pérdida de pelo o pelos frágiles quebrados 
cubiertos de escamas o costras; generalmente en la cabeza, aunque también pueden ocurrir en el 
cuerpo, extremidades o la cola. En ocasiones la lesión 
puede estar completamente expuesta y libre de escamas. 
 
 En Felinos: lesiones circulares sin pelo y cubierta de 
escamas, por regla general en la cabeza. Pueden darse 
infecciones sin lesiones visibles, que solo es posible 
reconocer con la Lámpara de Wood y Cultivo. 
 
 En Equinos: lesiones circulares o de forma irregular, con 
pérdida de pelo acompañada de espesas costras grises, 
ubicadas en áreas en que la silla o la brida rozan la piel, o a veces en la cabeza. 
Fig. 5.2. Dermatofitosis en un Bovino 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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 En Bovinos: lesiones circulares sin pelo cubiertas de costras grises espesas, localizadas en la 
cabeza o cuello. 
 
B. Características Microscópicas de los Dermatofitos 
 
Los dermatofitos aparecen como entidades morfológicas definidas y no deben ser confundidas con 
burbujas de aire, gotas de grasa, etc. 
 
Se observan en las costras o dentro de los tallos del pelo cerca de la porción basal de la raíz, como 
elementos miceliales, estrechamente tabicados, hialinos; o como cadenas o vainas de esporas 
(artrosporas) en la superficie externa del pelo. El tamaño de la espora varía con la especie de dermatofitos. 
Las artrosporas de las especies de Microsporum tienden a ser más pequeñas que las especies de 
Trichophyton (Medway et al. 1973). 
 
Los Trichophyton poseen forma alargada, en forma de cigarro de habano, pared lisa y tiene microconidas 
de forma variada; mientras que los Microsporum tienen macroconidios fusiformes con ornamentación 
en la superficie (McCurnin 1987). 
 
Cuadro 5.3. Caracteres Diferenciales de los Dos Dermatofitos Comunes 
 
Pelos Microsporum canis Trichophyton mentagrophytes 
Fluorescencia Verde amarillento Ninguna 
Artrosporas 
Mosaico de pequeñas artrosporas 
(2-3 micras) envolviendo el pelo 
como un forro 
Cadenas de artrosporas grandes (3-5 micras) 
en filas paralelas 
Microconidias Pocas si las hay (nacen a los lados) 
Numerosas (de todos los microorganismos 
patógenos es el que produce más), nacen 
separadas y en racimos 
Macroconidias 
Numerosas 
Grandes 
Fusiformes 
Segmentadas por múltiples tabiques 
Protuberancias en los extremos 
De paredes gruesas 
Raras 
Tamaño menor que el Microsporum 
Forma de clava 
Multitabicadas 
De paredes delgadas 
Fuente: Benjamin (1962) 
 
5.2.1. Prueba de Fluorescencia 
 
Consiste en examinar mediante la utilización de la 
“Lámpara de Wood”, la cual produce una fuente de luz 
ultravioleta filtrada, que causa fluorescencia de los pelos 
infectados por ciertos dermatofitos. Este procedimiento es 
relativamente simple de realizar, pero la interpretación está 
cargada de dificultad (Medway et al. 1973). 
 
La Lámpara de Wood es una lámpara con luz especial que 
posee un filtro de cobalto o níquel que genera luz UV a 
253.7 nm. El propósito primordial del examen con lámpara 
Fig. 5.3. Lámpara de Wood. Tomado de 
Colombini (2005) 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 165 
de Wood, es la identificación de ciertos Dermatofitos (Primariamente Microsporum canis y M. audouinii 
y ocasionalmente M. distortum y Trichophyton schoenlinii); que producen un producto derivado 
(metabolito triptofano) que fluoresce en color verde amarillento (Ihrke 2010). 
 
 Procedimiento 
 
1. La Lámpara de Wood debe encenderse y dejar aclimatarse por 5-10 min. 
2. Se examina al paciente en un cuarto oscuro, se inspecciona la piel y pelaje bajo la luz UV de la 
lámpara de Wood. 
 La piel y pelos deben ser expuestos a la lámpara durante 3-5 minutos. 
3. Los pelos infectados con Dermatofitos positivo, brillaran con una fluorescencia de un amarillo 
brillante a un amarillo verdoso o verde amarillento (Benjamín 1962). 
4. El material que resulta fluorescente, se selecciona para raspaje y realizar la confirmación 
microscópica. 
 
 Su uso es beneficioso en los casos de enfermedades como, Dermatofitosis (especialmente en gatos); 
debido a que un alto porcentaje de la dermatofitosis felina es ocasionada por M. canis (50 a 60 %). 
 
 Limitaciones del Uso de la Lámpara de Wood (Benjamín 1962) 
 
 Se limita al reconocimiento de pelo infectado con Microsporum sp. principalmente, ya que solo 
estos producen fluorescencia. 
 La fluorescencia característica puede aparecer enmascarada o confundirse con, fluorescencia 
blanca o azul blanquecina, de las escamas de la piel, de lodo, de uñas, de sustancias que contengan 
petrolato como base y de otros medicamentos usuales. 
 El que no presente fluorescencia, no quiere decir que el paciente esté exento de dermatofitosis. 
 Puede estar infectado por uno de los muchos dermatofitos no fluorescentes. 
 Incluso si la infección es de Microsporum canis, un gran número de pelos no presenta 
fluorescencia. 
 
5.2.2. Método de Examen Directo 
 
El examen microscópico puede confirmar la presencia de dermatofitosis y servir como guía para 
encontrar el organismo infectante. Si aparecen pelos fluorescentes se debe proceder a hacer el examen, 
si no aparecen; pero se tiene sospecha, se eligen los pelos deslustrados y partidos o los que presentan en 
su base un collarejo blanco grisáceo (Benjamín 1962). 
 
5.2.2.1. Técnica para Identificación Directa 
 
 Materiales 
 
 Muestra 
 Cubreobjeto 
 Portaobjeto 
 Pipeta de Pasteur plástica 
 Solución de Hidróxido de Potasio 10% 
(KOH) 
 Mechero de Bunsen 
 Microscopio 
 
 
 
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 Sol. de Hidróxido de Potasio 10% según Coffin (1952) 
 
 Hidróxido de Potasio: 10g 
 Agua Destilada: 100 ml 
 
 Procedimiento 
 
1. Se coloca la muestra de pelos y raspaduras de piel, sobre el portaobjeto; agregue 1 a 2 gotas de 
Hidróxido de Potasio (KOH) al 10%, el cual cumple su función como agente aclarador (Benjamín 
1962). 
 Si la muestra está muy costrosa, se debe triturar primero. Los pelos pigmentados se 
blanquean mediante Peróxido de Hidrogeno 3% antes de agregar el KOH (Coffin 1952). 
2. Se coloca el cubre objetos, evitando la formación de burbujas; es conveniente sellar los bordes 
del cubreobjeto usando parafina para evitar la evaporación durante el examen. 
3. Se aplica calor suave bajo el portaobjetos, manteniéndolo unos segundos sobre una llama o apoyar 
el portaobjetos sobre la lámpara del microscopio durante corto tiempo. De no hacer uso de calor 
dejar reposar la muestra durante 20 a 30 minutos (Benjamín 1962). 
4. Examinar al microscopio bajo luz tenue, primero a bajo aumento (10X) para búsqueda de pelos 
anormales, engrosados con bordes irregulares o que contengan artrosporas. 
5. Los pelos sospechosos se examinan a objetivo 40X, para ver los detalles de las esporas e hifas, 
sobre los pelos (ectotrix) o en el interior de ellos (endotrix). 
 
 La preparación puede ser teñida, con “Lactofenol Azul de Cola de Algodón” o “Acido Peryodico de 
Schiff”; aunque no es necesario ya que para la detección de esporas e hifas, pueden verse con solo 
alumbrar con luz tenue cuando el pelo ha sido aclarado (Benjamin 1962). 
 
 Lactofenol Azul de Cola de Algodón según Benjamin (1962) 
 
 Disolviendo 20 g de Fenol Cristalizado en 20 ml de Agua Destilada, con 20 ml de Ácido 
Láctico y 40 ml de Glicerina; luego se añade 0.05 g de Cola de Algodón (Azul de Anilina 
W.S., C.I. Nº707) calentando despacio. 
 
5.3. GALERÍA PARA LA IDENTIFICACIÓN DE DERMATOFITOS 
 
 
 
 
 Fig. 5.5. Microsporum gypseum 
 
Fig. 5.4. Microsporum canis 
 
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Fig. 5.6. Microsporum nanum 
 
Fig. 5.7. Microsporum distortum 
 
Fig. 5.8. Trichophyton mentagrophytes var. granulare 
 
 
Fig. 5.9. Trichophyton verrucosum 
 
Fig. 5.10. Trichophyton equinum 
 
Fig. 5.11. Trichophyton rubrum 
 
Fig. 5.12. Trichophyton ajelloi 
 
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5.4. IDENTIFICACIÓN DE ÁCAROS 
 
Los ácaros de la Sarna son pequeños, solo Psoroptes sp. y Chorioptes 
sp. pueden verse a simple vista, no obstante son difíciles de encontrar 
en lesiones costrosas o crónicas. La búsqueda debe realizarse mediante 
el raspado de la piel enferma y su examen microscópico. La habilidad 
para identificar y diferenciar ectoparásitos es muy importante y 
relativamente fácil de aprender (Vignau et al. 2005). 
 
5.4.1. Especies de Ácaros 
 
5.4.1.1 Familia Sarcoptidae 
 
A. Sarcoptes scabei 
 
La infestación por ácaros de Sarcoptes sp. se le conoce como Sarna Sarcoptica o Escabiosis, la cual afecta 
a Bovinos, Ovinos, Equinos, Porcinos y Caninos; por las especies Sarcoptes scabei var. bovis, Sarcoptes 
scabei var. ovis, Sarcoptes scabei var. equis, Sarcoptes scabei var. suis y Sarcoptes scabei var. canis 
respectivamente. Se halla en las zonas del cuerpo de escaso pelo, en las capas profundas de la piel donde 
la hembra abre sus túneles; las otras etapas del ciclo se dan en las costras superficiales. 
 
 El Sarcoptes scabei, se transmite a las personas. 
 
Características Principales: 
 
 Mide 150 a 300µ (0.15 a 0.3 mm) de longitud. 
 De forma ovalada, cuerpo con múltiples espinas dorsales, ventralmente aplanados y con dorso 
convexo. 
 Poseen 4 pares de patas (2 pares al frente y 2 pares detrás). Los miembros anteriores terminan en 
procesos largos y tubulares, conocidos como ventosas, y las patas posteriores terminan en cerdas 
largas. 
 Los 2 pares de patas posteriores no se extienden más allá de los márgenes del cuerpo. 
 Opérculo anal es ventral. 
 
B. Notoedres cati 
 
La infestación por ácaros de Notoedres cati, afecta a Felinos. Se halla en la cabeza y cuello de los felinos; 
y la capacidad para atravesar la piel, similar al Sarcoptes scabei. 
 
Características Principales: 
 
 Mide 85 a 250µ (0.085 a 0.25 mm) de longitud. 
 Similar al Sarcoptes sp, cuerpo con múltiples espinas dorsales; pero difiere en que el opérculo 
anal es dorsal. 
 
 
 
 
Fig. 5.13. Regiones del Cuerpo de un Acaro. Tomado 
de Vignau et al. (2005) 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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5.4.1.2. Familia Psoroptidae 
 
A. Psoroptes communis 
 
La infestación por ácaros de Psoroptes sp. se le conoce como Sarna Psoroptica, la cual afecta a Bovinos, 
Ovinos y Equinos; por las especies Psoroptes communis bovis y Psoroptes communis ovis 
respectivamente. Se halla en la cabeza y oreja de los ovinos; en el cuello, cruz y base de la cola de los 
equinos; cola y base de la ubre de los bovinos. Localizados superficialmente en la piel, viviendo en los 
surcos formados por su actividad en el huésped. 
 
Características principales: 
 
 Mide entre 300 a 600µ (0.3 a 0.6 mm) de longitud; siendo el mayor de todos los ácaros. 
 Gnatosoma largo, opistoma con tubérculos caudales grandes. 
 Pedículos triarticulados. 
 Es el único acaro que presenta succionadores tarsales originados en pedículos segmentados. 
 
B. Chorioptes sp. 
 
La infestación por ácaros de Chorioptes sp. se le conoce como Sarna Corioptica, la cual afecta a Bovinos, 
Ovinos y Equinos; por las especies Chorioptes bovis, Chorioptes ovis y Chorioptes equi respectivamente. 
Se halla en la pata y extremidad distal de la misma en los equinos; en la pata y base de la cola de los 
bovinos; y pata de la oveja. 
 
Características Principales: 
 
 Mide 180 a 400µ (0.18 a 0.4 mm). 
 Gnatosoma mediano, y pedículos no articulados. 
 Similar al Psoroptes sp., excepto que sus elementos de succion se encuentran en pediculos cortos, 
no segmentados. 
 
C. Otodectes cyanotis 
 
La infestación por ácaros de Otodectes cyanotis se le conoce como Sarna Otodectica, afecta a Caninos y 
Felinos. Se halla en la oreja, en la superficie del conducto auditivo externo, en el que produce grandes 
cantidades de exudado. 
 
Características Principales: 
 
 Mide 280 a 500µ (0.28 a 0.5 mm) de longitud. 
 Semejante al Chorioptes sp. y casi tan grande como el Psoroptes sp. 
 Gnatosoma mediano, pedículos no articulados y tubérculos caudales poco desarrollados 
 
 
 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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5.4.1.3. Demodex sp. 
 
La infestación por ácaros de Demodex sp. se le conoce como Demodicosis o Sarna Demodectica, la cual 
afecta a Bovinos, Porcinos, Caninos y Felinos; por las especies Demodex bovis, Demodex phylloide, 
Demodex canis y Demodex cati respectivamente. Se halla en los folículos pilosos y glándulas sebáceas, 
de la cara y otras áreas del cuerpo. 
 
Características Principales: 
 
 Mide aproximadamente entre 200 a 300µ (0.2 a 0.3 mm) de longitud. 
 Cuerpo alargado en forma de gusano, idiosoma con estrías transversales en posición dorsal y 
ventral. 
 Patas cortas, apenas esbozadas. 
 
5.4.1.4. Cheyletiella sp. 
 
La infestación por ácaros de Cheyletilla sp. se le conoce como Cheyletiellosis, la cual afecta a Caninos 
y Felinos. No penetran la piel, sino que vive en la queratina. 
 
Características Principales: 
 
 Mide aproximadamente 385µ (0.38 mm) de longitud. 
 Posee 4 pares de patas, con peines en vez de garras; tienen palpos que terminan en ganchos 
prominentes. 
 
5.4.2. Métodos para Identificación de Ácaros 
 
De forma similar que en la identificación de Dermatofitos, se realiza el raspado de la lesión y se observa 
e identifica al microscopio las diferentes especies de Ácaros; útil cuando la muestra es pequeña. 
 
5.4.2.1. Técnica para Identificación Directa 
 
 Materiales 
 
 Muestra 
 Cubreobjeto 
 Portaobjeto 
 Pipeta de Pasteur plástica 
 Solución de Hidróxido Potasio al 10% 
(KOH) 
 Mechero de Bunsen 
 Microscopio 
 
 Procedimiento 
 
1. Se coloca la muestra sobre un portaobjetos y se agrega unas gotas de KOH al 10%, luego se 
coloca el cubreobjetos y se presiona ligeramente, evitando la formación de burbujas. 
2. Se calienta ligeramente con el mechero bunsen, y se pasa al microscopio. 
3. Se observa con objetivo 4X y/o 10X para identificar el acaro. 
 
 
 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
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5.4.2.2. Técnica de la Maceración Alcalina 
 
Esta técnica recurre a una solución alcalina para disolver y limpiar la piel de detritus y pelo. Es el mejor 
procedimiento de diagnóstico debido a que emplea gran cantidad de material y los Ácaros se destacan en 
un medio relativamente claro (Coffin 1952). 
 
 Materiales 
 
 Muestra 
 Cubreobjeto 
 Portaobjeto 
 Tubo de Ensayo 
 Pipeta de Pasteur plástica 
 Solución de Hidróxido Potasio 5% 
(KOH) 
 Mechero 
 Soporte Universal 
 Microscopio 
 
 Procedimiento 
 
1. La muestra de raspado, se coloca en un tubo de ensayo y se agrega Sol. de KOH al 5% en cantidad 
suficiente para cubrir la muestra completamente. 
2. Colocar el tubo de ensayo en un soporte universal y se procede a calentar con un mechero de 
bunsen. 
3. Se calienta cuidadosamente hasta alcanzar el punto en que va a comenzar la ebullición; luego se 
continúa calentando hasta que se disuelva el pelo (aprox. 5 minutos). 
 La maceración durante toda la noche es suficiente, sin que haya necesidad de calentar (Coffin 
1952). 
4. Una vez pasado los 5 minutos, se retira del fuego y se deja reposar unos minutos. 
5. Se toma la muestra del sedimento y se deposita en un portaobjeto, posteriormentese cubre con 
un cubreobjetos; y se pasa a observar al microscopio. 
6. Se observa la muestra en el microscopio a 4X y/o 10X; se hace con luz tenue, así los ácaros que 
sean parcialmente translucido no se pasaran por alto. 
 
5.5. GALERÍA PARA LA IDENTIFICACIÓN DE ÁCAROS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 5.14. Genero Sarcoptes. Hembra (Izquierda), Macho 
(Derecha). Tomado de Benbrook y Sloss (1966) 
 
Fig. 5.15. Notoedres cati Vista Ventral. 
Tomado de Vignau et al. (2005) 
 
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Fig. 5.16. Notoedres cati Vista Dorsal. 
Tomado de Vignau et al. (2005) 
Fig. 5.17. Genero Psoroptes. Hembra (Izquierda), 
Macho (Derecha). Tomado de Vignau et al. (2005) 
 
 
Fig. 5.18. Genero Chorioptes Vista Ventral. 
Tomado de Vignau et al. (2005) 
 
 
Fig. 5.19. Genero Demodex Vista Dorsal (A), Vista 
Ventral (B). Tomado de Benbrook y Sloss (1966) y 
Quiroz (1990) 
 
Fig. 5.20. Genero Cheyletiella Vista Dorsal. 
Tomado de Barriga (2002) 
 
Fig. 5.21. Otodectes cyanotis. Hembra (Derecha), 
Macho (Izquierda). Tomado de Vignau et al. (2005) 
 
A 
B 
Manual de Diagnostico con Énfasis en Laboratorio Clínico Veterinario - Gallo Lamping, CA. 2014 
Página 173 
CAPITULO VI. 
 
EXAMEN COPROLOGICO 
 
El diagnostico parasitológico veterinario no se basa exclusivamente en coprología, existen también 
métodos inmunológicos, xenodiagnósticos y otras técnicas consideradas de elección de acuerdo al 
parasito a diagnosticar (frotis sanguíneo para hematozoarios…etc.). La coprología es una herramienta 
útil principalmente para diagnosticar parásitos gastrointestinales, hepáticos y pulmonares; pero siempre 
considerando los hallazgos clínicos y las anamnesis de los pacientes a diagnosticar, por tanto esta siempre 
será un apoyo al diagnóstico clínico (Cardona 2005). 
 
La coprología se encarga del estudio de la materia fecal, cuyo propósito es identificar si hay parásitos, 
bacterias, alimentos no digeridos, entre otros. 
 
Un resultado negativo no descarta la posibilidad de parasitismo, ya que el propio método conlleva a 
falsos resultados negativos, por diversas causas. Entre las principales causas de Falsos Negativos están: 
 
 Muestra recogidas y conservadas inadecuadamente. 
 La sensibilidad de los métodos coprológicos es relativamente baja. 
 Presencia de pocos parásitos en la muestra. 
 Biología y ciclo de los parásitos. 
 
6.1. GENERALIDADES 
 
Existen numerosos tipos de parásitos que podemos dividir en Protozoos, Helmintos (Cestodos, 
Nematodos y Trematodos), Acantacephalos. El examen coprológico, es una herramienta muy importante 
para poder diagnosticar enfermedades parasitarias mediante la detección de parásitos. Por ello en el 
examen se pueden observar huevos, larvas y/o adultos de nematodos; proglótidos y huevos de cestodos; 
quistes, formas vegetativas y ooquistes de protozoarios; así como también sangre oculta en heces 
(Cardona 2005). 
 
Si bien en un inicio pueden pasar desapercibidas, pueden ocasionar problemas digestivos (vómitos, 
diarrea, pérdida de peso, mala digestión de alimentos). Los parásitos intestinales también pueden afectar 
a las personas y constituyen por tanto un riesgo para la salud pública. 
 
6.2. EXAMEN MACROSCÓPICO 
 
El Examen Macroscópico proporciona información sobre el estado del tracto gastrointestinal del paciente 
y la naturaleza de su dieta. Se basa en la observación y en algunos casos con ayuda de instrumentos. Para 
determinar si hay o no alteraciones primero debe conocerse que es lo normal; de esa forma se describirán 
alteraciones que pueden observarse y se explicara su interpretación. Se considerara anormal todo aquel 
resultado que varié de los estándares. 
 
6.2.1. Color 
 
El color de las heces proporciona información sobre patología, disfunciones orgánicas, hemorragia, 
alimentación o ingestión de medicamentos. El color anormal ayuda al médico a seleccionar las pruebas 
tanto químicas como microbiológicas necesarias para llegar a un diagnóstico (Messeguer 1999). 
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Debe recordarse que el color varía en función de la especie, así como también del tipo de alimentación 
lo que origina grandes diferencias, así por ejemplo: 
 
 Equinos: su color varía en función de la alimentación seca o verde. 
 Bovinos: su color es verde oscuro. 
 Caninos, Felinos: con dieta mixta las heces son de color pardo a marrón, más o menos oscuro, en 
el adulto; mientras que con dieta láctea y en los lactantes es canela o marrón claro. 
 
Cuadro 6.1. Interpretación de Color de las Heces 
 
Coloración Interpretación 
Arcilloso Disfunción de la vesícula biliar 
Color oscuro Exceso de bilis o presencia de sangre 
Oscuras, como posos de café Enteritis y coccidiosis en bovinos 
Marrón-negruzco Retención fecal 
Amarillo-verdoso Ictericia 
Blanquecinas Diarreas de los lactantes 
Claras y grasientas Insuficiencias pancreáticas 
Fuente: Coffin (1952) y Messeguer (1999) 
 
6.2.2. Consistencia 
 
La consistencia es un parámetro relacionado con la cantidad y con la frecuencia de la emisión. El 
procedimiento se basa en el reconocimiento de las heces, distinguiéndolas de la consistencia normal de 
las heces, así como su forma. 
 
 Equinos: heces en forma de bolas, ligeramente alargadas por sus polos que, normalmente se 
suelen romper al caer al suelo. 
 Bovinos: heces más o menos pastosas que forman una especie de ensaimada al caer al suelo; en 
los animales que pastan son prácticamente liquidas. 
 Óvidos, Caprinos: son bolas ovoides o esféricas de pequeño tamaño. 
 Caninos, Felinos: sólidas y uniformes. 
 
Según Messeguer (1999) hay 2 alteraciones que revisten de importancia, como anormalidades de la 
consistencia: 
 
A. Diarreas 
 
La disminución de la consistencia hace que las heces sean más blandas, incluso liquidas; si a esto se les 
une un incremento de la frecuencia, nos encontramos ante lo que se llama “diarrea”. Intervienen tres 
factores al margen de la alimentación propiamente dicha, como son: Aumento de la actividad motriz del 
intestino, Menor absorción de agua de la luz intestinal, Aumento de las secreciones. 
 
Las características de las heces diarreicas son distintas según se trate de un síndrome “coleriforme” o 
“disenteriforme”. Puede deberse a parásitos, bacterias, virus, cambio brusco del clima o la dieta (Coffin 
1952). 
 
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En síndrome coleriforme, las heces son claras y fluidas, se observan retortijones y no suelen ser 
excesivamente malolientes; mientras que en el síndrome disenteriforme, las heces son pastosas, sin ir 
acompañadas de retortijones y son malolientes. La mayoría de las veces, la diarrea comienza de forma 
intrascendente y tiene un origen alimentario (con restos de alimento, espuma y olor acido), 
posteriormente, la acción bacteriana o vírica la transforma en diarrea de tipo infeccioso. 
 
 Esteatorrea: Se manifiesta por heces de color claro, de consistencia semilíquidas, oleosas o 
espumosas; lo que sugiere una deficiencia de la porción acinosa del páncreas (Coffin 1952). 
 
B. Constipaciones 
 
El aumento de la consistencia es consecuencia de una constipación, acompañada de una disminución en 
la frecuencia de deposición. Debido a que se presenta una disminución del peristaltismo, lo que favorece 
una mayor absorción del agua intestinal y la desecación de las heces, que suelen estar recubiertas de 
moco. Causas del aumento de la consistencia: ayuno, obstrucciones intestinales parciales, falta de 
ejercicio, menor ingestión de agua o deshidratación y alteraciones hepáticas (Messeguer 1999). 
 
6.2.3. Presencia de Sustancias Anómalas 
 
Las heces pueden contener muchas sustancias extrañastales como moco, trozos de mucosa, cuerpos 
extraños, etc. Pero lo más importante, desde el punto de vista del diagnóstico, son la sangre y los parásitos 
o sus huevos (Meseguer 1999). 
 
 Presencia de Moco: indica inflamación catarral. 
 Presencia de Residuos: claro signo de peristaltismo exagerado o disfunción digestiva cuando se 
observa presencia de restos de alimentos sin digerir u otro tipo de residuos. 
 Presencia de Material Anormal: indicio de perversiones del apetito en animales adultos por lo 
general; y de travesuras en animales jóvenes. 
 Presencia de Parásitos: Ascárides adultos, estrongilos, segmentos de tenias, entre otros; son vistos 
con frecuencia en las heces (Coffin 1952). 
 Presencia de Sangre 
 Sangre Roja, fresca: hemorragia del recto o colon. 
 Sangre Ennegrecida, digerida: hemorragia a niveles altos del intestino o gástrica. 
 
 Hemorragia Alta: 
o De escasa cantidad, la sangre pasa desapercibida y hay que recurrir a pruebas químicas 
(Prueba de Bencidina). 
o Si la hemorragia es seria, la sangre se digiere y se mezcla con las heces en toda su masa, 
dando a estas un aspecto marrón oscuro. 
 
 Hemorragia del Tramo Medio: 
o Excrementos son marrones por fuera, mientras que en su interior el color es normal. 
 
 Hemorragia Caudal (colon): 
o Excrementos salen cubiertos de sangre roja; mientras que si es rectal, la sangre sale en 
forma de coágulos sin mezclarse con las heces. 
 
 
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6.3. PRUEBA DE SANGRE OCULTA EN HECES 
 
6.3.1. Prueba de Bencidina 
 
El fundamento de esta prueba se basa en que, la peroxidasa de la hemoglobina reduce al peróxido y libera 
oxigeno que es detectado por el indicador, la bencidina (Benjamín 1962). 
 
 Sol. de Bencidina 
 
 Se diluye la punta de un cuchillo de Bencidina Base, en 2 ml de Ácido Acético Glacial. 
 
 Procedimiento 
 
1. Sobre un papel filtro manchado con heces, se derraman unas gotas de Solución de Bencidina. 
2. Enseguida se añade 1 gota de Agua Oxigenada (Peróxido de Hidrogeno) a 10 volumen. 
3. Si existe sangre, se formara un halo verde-azulado en el papel mojado, entorno a la mancha de 
heces. 
 
6.4. EXAMEN CUALITATIVO 
 
Se denominan así a aquellas técnicas que revelan solamente la presencia de elementos parasitarios, 
caracterizándose por la rapidez de su ejecución y su sensibilidad. Para facilitar el diagnóstico es necesario 
concentrar los huevos, quistes u ooquistes; por tanto se usan técnicas de Flotación, Sedimentación o de 
Filtración (Vignau et al. 2005). 
 
Según Coffin (1952) y Benjamín (1962) algunos términos cualitativos que pueden orientar al clínico 
corresponden a Infecciones bajas, leves, moderadas y graves. Correspondiéndose con el sistema de 
cruces según el número de formas parasitarias así: 
 
Cuadro 6.2. Términos Cualitativos para el Grado de Infección 
 
Nivel de Infección Resultado Representación del Resultado 
Nula No se vio ningún huevo Ninguno visto 
Ocasional 
Menos de 1 forma por campo, 
bajo pequeño aumento 
Ocasional 
Baja 
1 a 3 formas por campo, bajo 
pequeño aumento 
Una cruz (+) 
Leve 
4 a 7 formas por campo, bajo 
pequeño aumento 
Dos cruces (++) 
Moderada 
8 a 10 formas por campo, bajo 
pequeño aumento 
Tres cruces (+++) 
Grave 
Más de 10 formas por campo, 
bajo pequeño aumento 
Cuatro cruces (++++) 
Fuente: Benjamin (1962) 
 
 Se recomienda hacer lectura de cinco campos escogidos al azar en la preparación o frotis. 
 
 
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6.4.1. Frotis Directo 
 
Según Benjamín (1962) está indicado en los casos de: 
 
 Protozoarios: Tricomonas, Giardia, Ameba, Balantidium, 
Coccidiosis (la técnica de flotación es preferible, salvo en 
infecciones graves). 
 Espiroquetas: como Spirillum eurygyata (se mueve sobre su 
largo eje, bastante grueso y tiene 1 a 4 espirales flojamente 
enrolladas), Borrelia canis (se mueve, tanto sobre su largo 
eje, como ejecutando ondulaciones, largo, filiforme y posee 
varias espirales flojas); detectables con objetivo de gran 
aumento. 
 Vestigios de sangre denominados “sangre oculta”, que 
indican hemorragia en el tracto gastrointestinal. 
 Materias alimenticias no digeridas. 
 
 Materiales 
 
 Muestra 
 Microscopio 
 Sol. Salina 
 Lugol 
 Asa 
bacteriológica 
 Cubreobjetos 
 Portaobjetos 
 
 Lugol 3% según Coffin (1952) 
 
 Yodo molecular (I2): 5 g 
 Yodo potásico (KI): 10 g 
 Agua destilada: 85 ml 
 
 Procedimiento 
 
1. Se emulsifica una pequeña cantidad de heces, en un poco de agua o solución salina fisiológica, 
sobre un portaobjetos. Asegurarse que la capa sea lo suficientemente delgada para poder ser 
observada al microscopio. 
 Se pueden colocar 2 muestras del mismo espécimen, en el mismo portaobjetos; emulsificando 
uno con sol. salina fisiológica y el otro con 
Lugol 3% (Fig. 6.2.). 
2. Se coloca el cubreobjetos y se examina, con el 
objetivo de menor aumento, para después ir dando 
más aumento; investigando esmeradamente la 
presencia de huevos, quistes y larvas. 
 
 
 Este método requiere de la transparencia en el campo de observación, por lo que se diluye en una 
gota de agua, solución salina o Lugol débil (ciertos huevos, como los de Giardia se visualizan mejor 
con esta solución) (Benjamin 1962). 
Fig. 6.1. Giardia sp. Trofozoito (A), Quiste (B). 
Tomado de Vignau et al. (2005) 
 
 
Fig. 6.2. Esquema de la Técnica del Frotis 
Directo, Usando Sol. Salina (A) y Lugol (B) 
A 
B 
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6.4.2. Métodos de Concentración 
 
Los Métodos de Concentración, son aquellos los cuales hacen uso de procedimientos y sustancias 
específicas, para mejorar las posibilidades de la identificación cualitativas de los parásitos, ya sea larvas, 
huevos u ooquistes. Entre los diferentes métodos de concentración están los de Flotación, Sedimentación; 
así como también combinaciones como son los de Sedimentación – Flotación. 
 
6.4.2.1. Flotación 
 
Se disuelve la materia fecal en soluciones de alta densidad, las que provocan la flotación de los huevos, 
quistes y ooquistes. Estas técnicas a continuación descritas son las más adecuadas para la búsqueda de 
huevos de nematodos, cestodos y ooquistes de coccidios (Vignau et al. 2005). 
 
6.4.2.1.1. Técnica de Fulleborn 
 
Es una solución saturada de cloruro de sodio (NaCl), con una densidad de 1:150. Dicha solución se 
prepara de la siguiente forma: 400 g de sal, en 1 lt de agua destilada entibiada. 
 
 Materiales 
 
 Microscopio 
 Pesa Digital 
 Solución Saturada de NaCl 
 Mortero 
 Embudo 
 Colador 
 Tubos de 100 ml, de 3 a 4 cm de diámetro 
 Ansa metálica 
 Porta y cubreobjetos 
 
 Procedimiento 
 
1. Mezclar en un mortero 3-5 g de materia fecal con 50 ml 
de solución saturada de NaCl. 
2. Filtrar la mezcla con un colador, recogiendo el líquido 
en el tubo a través del embudo. 
3. Dejar reposar 20 minutos y tomar luego una gota de la 
superficie utilizando un ansa metálica. 
4. Colocar la gota entre porta y cubreobjeto y observar al 
microscopio. 
 
 Conviene revisar una gota del sedimento luego de 6 horas, 
algunos huevos de Trichuris y Acantocéfalos no alcanzan a 
flotar pero pueden sedimentar en ese lapso (Vignau, et al. 
2005). 
 
6.4.2.1.2. Técnica de Sheather 
 
Es una solución saturada de azúcar, con una densidad de 1:300. 
Dicha solución se prepara de la siguiente forma: 550 g de azúcar 
refinada, en 1 lt de agua destilada entibiada, a esta solución se le agregar 10 ml de formol al 40%, para 
evitar la formación de hongos u otros microorganismos. 
Fig. 6.3. Esquema del Método de 
Flotación. Tomado de Barriga (2002) 
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 Materiales 
 
 Microscopio 
 Centrífuga y tubos para centrifuga