tesis_Trejo_Ramos_Dora_09_ago_2019A

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Centro de Investigación Científica y de Educación 
Superior de Ensenada, Baja California 
 
 
 
 
 
 
Maestría en Ciencias 
en Acuicultura 
 
 
Histología sistémica de larvas y juveniles de Totoaba 
macdonaldi y su respuesta ante un evento de vibriosis 
 
 
 
Tesis 
para cubrir parcialmente los requisitos necesarios para obtener el grado de 
Maestro en Ciencias 
 
Presenta: 
 
 
 
Dora Alejandra Trejo Ramos 
 
 
 
 
 
Ensenada, Baja California, México 
2019
 
 
Tesis defendida por 
 
Dora Alejandra Trejo Ramos 
 
y aprobada por el siguiente Comité 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dora Alejandra Trejo Ramos © 2019 
Queda prohibida la reproducción parcial o total de esta obra sin el permiso formal y explícito del autor y director de la tesis
Dr. Jorge Abelardo Cáceres Martínez 
Director de tesis 
 
 
Miembros del comité 
 
 
Dra. Clara Elizabeth Galindo Sánchez 
 
Dr. Benjamín Barón Sevilla 
 
Dra. Rebeca Vásquez Yeomans 
 
Dr. Samuel Sánchez Serrano 
 
Dra. Fabiola Lafarga de la Cruz 
Coordinadora del Posgrado en Acuicultura 
 
 
 
 
Dra. Rufina Hernández Martínez 
Directora de Estudios de Posgrado 
ii 
 
Resumen de la tesis que presenta Dora Alejandra Trejo Ramos como requisito parcial para la obtención 
del grado de Maestra en Ciencias en Acuicultura. 
 
 
Histología sistémica de larvas y juveniles de Totoaba macdonaldi y su respuesta ante un evento de 
vibriosis 
 
 
Resumen aprobado por: 
_____________________________ 
Dr. Jorge Abelardo Cáceres Martínez 
Director de tesis 
 
Con el acelerado incremento de la demanda de productos pesqueros, las pesquerías han llevado a especies 
marinas como Totoaba macdonaldi a niveles de riesgo de extinción Además de su actual protección por 
normativa nacional, el cultivo de dicha especie representa una posible alternativa para su preservación. 
No obstante, la información biológica sobre los tejidos que conforman sus órganos y sistemas es 
prácticamente desconocida; aun siendo básica para la comprensión, control y prevención de 
enfermedades que pudieran presentarse en su cultivo. En el presente estudio se describió la histología 
sistémica de larvas y juveniles, así como la respuesta de los tejidos de juveniles ante un evento de vibriosis. 
Al primer día después de la eclosión (DDE), las larvas presentaron un sistema digestivo indiferenciado sin 
aperturas al exterior, ojos sin pigmentación ni estratificación de la retina y un saco vitelino prominente. A 
partir del 3 DDE, coincidiendo con el comienzo de la alimentación exógena, se fueron denotando mayores 
cambios en el desarrollo del sistema visual (pigmentación y estratificación de la retina), digestivo (apertura 
de la boca y ano), cardiorespiratorio (arcos branquiales e inicio de filamentos) y urinario (túbulos renales). 
La diferenciación y complejidad de estas estructuras aumentó con el transcurso de los días después de la 
eclosión. En los juveniles de 9 meses, se reconocieron diversos tejidos, de los que destaca la piel, con una 
epidermis, dermis e hipodermis. Las branquias, con diversas células (cloro, mucosas e indiferenciadas) 
inmersas en un epitelio estratificado. Las características de estos tejidos se vieron contrastadas con las 
lesiones histológicas en juveniles de 50 DDE. Estos tenían lesiones cutáneas que, a nivel histológico, 
evidenciaban una necrosis epidérmica, hipodérmica y muscular, así como una colonización bacteriana 
difusa de la dermis. Así mismo, se apreció una ligera respuesta inflamatoria, daño branquial, congestión 
severa y hemólisis. Se aislaron 8 colonias de las lesiones cutáneas que correspondieron a 4 especies de 
Vibrio; donde destacó la presencia de Vibrio harveyi. En términos generales, se encontró una similitud 
histológica de larvas y juveniles de totoaba con otras especies de peces marinos. Las alteraciones tisulares, 
implican, más allá de un desarreglo histológico, consecuencias en el desempeño fisiológico de los 
organismos y su cultivo. La información obtenida constituye una base para el estudio de los aspectos 
funcionales de la especie. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Palabras clave: Totoaba macdonaldi, histología sistémica, lesiones, bacteriología, vibriosis 
iii 
 
Abstract of the thesis presented by Dora Alejandra Trejo Ramos as a partial requirement to obtain the 
Master of Science degree in Aquaculture. 
 
 
Systemic histology of larvae and juveniles of Totoaba macdonaldi and their response to an event of 
vibriosis 
 
Abstract approved by: 
_____________________________ 
Dr. Jorge Abelardo Cáceres Martínez 
Thesis Director 
 
With the accelerated increase the demand of fishery products, the fisheries have led marine species such 
as Totoaba macdonaldi to risk levels of extinction. Besides its current protection by national regulations, 
the cultivation of this species represents a possible alternative to preserve this specie. However, biological 
information about the tissues that make up their organs and systems is practically unknow; even though 
it’s basic for the comprehension, control and prevention of diseases that could present in its culture. In 
the present study, the systemic histology of larvae and juveniles was described, as well as the response of 
juvenile tissues to an event of vibriosis. At the first day post hatching (DPH), the larvae presented an 
undifferentiated digestive system without external openings, eyes without pigmentation or stratification 
of the retina and a prominent yolk sac. From the 3 DPH, coinciding with the beginning of the exogenous 
feeding, there were major changes in the development of the visual system (pigmentation and 
stratification of the retina), digestive (open of the mouth and anus), cardiorespiratory (gill arches and 
primary filaments) and urinary (renal tubules). The differentiation and complexity of these structures 
increased over the course of the days post hatching. In the 9-month juveniles, various tissues were 
recognized, of which stands out the skin for its epidermis, dermis and hypodermis. The gills, with its diverse 
cells (chloride, mucous and undifferentiated) immerse in a stratified epithelium; and epithelial cells 
attached to the vascular endothelium of the secondary filament. The characteristics of these tissues were 
contrasted with the histological lesions in 50 DPH juveniles. These juveniles had skin lesions, which at 
histological level, showed an epidermal, hypodermic and muscular necrosis, as well as, a diffuse bacterial 
colonization of the dermis. Also, there was a slight inflammatory response, gill damage, severe congestion 
and hemolysis. From the skin lesions, 8 colonies were isolated, these corresponded to 4 species of Vibrio, 
were the presence of Vibrio harveyi was important. In general terms, it was found a histological similarity 
of larvae and juveniles of totoaba with other species of marine fish. The tissue alterations imply, beyond 
a histological disorder, consequences in the physiological performance of organisms and its culture. The 
information obtained constitutes a basis for the study of functional aspects of the species. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Keywords: Totoaba macdonaldi, systemic histology, lesions, bacteriology, vibriosis 
iv 
 
Dedicatoria 
 
A mis padres, Dora y Oscar, por ser los grandes pilares de mi vida. Por todo lo que me han amado, 
enseñado, motivado y apoyado en el transcurso de los años. Gracias a ustedes he culminado una etapa 
más de mi vida. 
 
A mis abuelos, Paula y Agustín, por ser mis segundos padres, por darme tanto amor y por inculcarme el 
gran valor del estudio y la dedicación. 
 
A mi hermana, Diana, por ser mi mejor amiga de toda la vida, por creer en mí cuando yo no lo hice y darme 
siempre todo tu apoyo y amor. 
 
A mi cuñado, Francisco, por ser un gran hermano para mí, por tu alegría, todos los momentos de risas, 
videos y memes compartidos. 
 
A mi familia, que, a pesar de la distancia y el tiempo, esospequeños momentos de coincidencia que 
compartimos, lo son todo para mí. 
 
v 
 
Agradecimientos 
 
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) por otorgarme la beca que me permitió realizar 
mis estudios de posgrado. 
 
Al Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada (CISESE), en especial al 
departamento de Acuicultura y a su personal, por brindarme la oportunidad de cumplir mí sueño en sus 
instalaciones y hacer que mi estadía fuera una de las mejores. 
 
A mi director de tesis, Dr. Jorge Cáceres Martínez, por confiarme este proyecto, en el cual redescubrí mi 
gran pasión por la histología. Así como, transmitirme su conocimiento a través de experiencias y 
orientación constante. 
 
A mis sinodales, por todos sus consejos y asesorías para la realización de esta investigación. A la Dra. 
Rebeca Vásquez Yeomans, por todo su apoyo y recomendaciones en técnicas bacteriológicas y 
moleculares. Al Dr. Samuel Sánchez Serrano, por su gran disposición para resolver mis dudas sobre los 
organismos y enseñarme la técnica de necropsia en peces. Al Dr. Benjamín Barón Sevilla, por su 
amabilidad, consejos y esfuerzo por compartir sus conocimientos en el aula de clases y en cada asesoría 
histológica. A la Dra. Clara Galindo Sánchez, por brindarme su disposición y comentarios valiosos en la 
realización de este trabajo. 
 
A la Universidad Autónoma de Baja California, en especial, a la Unidad de Biotecnología en Piscicultura, 
por facilitarme los organismos de Totoaba macdonaldi y la información del cultivo, dentro del marco del 
proyecto SAGARPA-CONACYT “Innovaciones tecnológicas para la conservación y reproducción de peces 
marinos con énfasis en Totoaba (Totoaba macdonaldi)” 
 
Al Instituto de Sanidad Acuícola, A. C., por el uso de equipos y reactivos para las técnicas moleculares. 
 
A la Dra. Beatriz Cordero y la Dra. Mónica Hernández, por su enseñanza, guía y consejos en la realización 
del anteproyecto de este estudio. Así como también, por el uso de equipos de laboratorio. Y más que nada 
por compartirme su invaluable amistad y cariño. 
 
A la M. en C. Yanet Guerrero Rentería, técnico del Laboratorio de Biología y Patología de Organismos 
Acuáticos del departamento de Acuicultura, por su constante entrenamiento técnico en la elaboración de 
laminillas histológicas, estandarización de protocolos y la cotización y compra de reactivos. ¡Te agradezco 
con creces la amistad que me brindaste desde mi llegada, las pláticas, risas y alegrías que hemos y 
seguiremos compartiendo! 
 
A la M. en C. Miriam Esther Mendoza, por sus consejos y apoyo incondicional en técnicas bacteriológicas 
y moleculares. A la M. en C. Gissel Dalila Tinoco, por su apoyo con el procesamiento de laminillas 
histológicas. A la M. en C. Carmen Vargas, por sus asesoramiento y uso de equipos para técnicas 
moleculares. Y a la M. en C. Cecilia Bravo, por ser una gran amiga y compañera en el laboratorio, por toda 
tu alegría y consejos tanto académicos como personales. 
 
Al M. en C. Abelardo Campos, por su amistad, asesoramiento y consejos en la estandarización de 
protocolos histológicos. 
 
 
 
vi 
 
A mis compañeros de maestría: Rosy, Gabriel, Eliasid, Diamanda, Melina, Patricio y Leonardo. Por 
compartir y formar parte de esta gran experiencia. Por su amistad y todos los momentos de convivencia 
que dejan en mí, muy bonitos recuerdos. ¡Les deseo un gran éxito y espero que sigamos coincidiendo! 
 
A mis amigas, que a pesar de la distancia y los sacrificios que implica, siempre me apoyaron y anhelaron 
mi crecimiento personal y profesional. Las adoro. 
 
A mi director de licenciatura, el Dr. Ramón Molina Barrios, porque, de no ser por usted, no hubiera 
descubierto la acuicultura. ¡Gracias a su formación y guía, logré culminar mi maestría en una hermosa 
área! 
 
vii 
 
Tabla de contenido 
 
Página 
Resumen en español…………………………………………………………………………………………………………………… ii 
Resumen en inglés………………………………………………………………………………………………………………………. iii 
Dedicatoria…………………………………………………………………………………………………………………………………. iv 
Agradecimientos…………………………………………………………………………………………………………………………. v 
Lista de figuras……………………………………………………………………………………………………………………………. x 
Lista de tablas……………………………………………………………………………………………………………………………… xvi 
 
 
Capítulo 1. Introducción…………………………………………………………………………………………………………… 1 
1.1 Impacto de las enfermedades en piscicultura marina…………………………….…………………….. 2 
1.2 Condiciones de cultivo…………………………………………………………………………....…….…………….. 3 
1.3 Principales enfermedades en piscicultura marina ……….........................…...…................... 4 
 1.3.1 Enfermedades en Totoaba macdonaldi……………………………………………………………………. 5 
1.4 Histología sistémica………………………………………….……………………………………..…………………… 6 
 1.4.1 Respuesta celular a enfermedades……………………………………………………………………………. 7 
 1.5 Diagnóstico……….………………………………………………………………………………………………………….. 8 
 
 
Capítulo 2. Justificación, hipótesis y objetivos …………………………………………………………………………. 10 
2.1 Justificación……….......................................................................…...….................................. 10 
2.2 Hipótesis……………….………………………………………….……………………………………..…………………….. 10 
 2.3 Objetivos………………………………………………………………………………………………………………………… 11 
 2.3.1 Objetivo general………………………………………………………………………………………………………. 11 
 2.3.2 Objetivos específicos………………………………………………………………………………………………… 11 
 
 
Capítulo 3. Metodología…………………………………………………………………………………………………………… 12 
3.1 Área de estudio y cultivo de Totoaba macdonaldi ............................................................... 12 
3.2 Histología sistémica saludable de larvas y juveniles……………………………………………………….... 12 
 3.2.1 Muestreo de larvas……………………………………………………………………………………………………. 12 
 3.2.2 Muestreo de juveniles………………………………………………………………………………………………. 12 
viii 
 
 3.2.3 Análisis histológico de larvas y órganos de juveniles…………………………………………………… 13 
3.3 Histología sistémica saludable de organismos expuestos a un evento de vibriosis……………. 14 
 3.2.1 Muestreo de organismos…………………………………………………………………………………………… 14 
 3.3.2 Análisis bacteriológico………………………………………………………………………………………………. 15 
 3.3.2 Extracción de ADN bacteriano……………………………………………………………………………… 16 
 3.3.3 Amplificación del gen 16S……………………………………………………………………………………. 16 
 3.3.4 Secuenciación parcial del gen 16S……………………………………………………………………….. 17 
 3.3.3 Análisis histológico……………………………………………………………………………………………………. 17 
 
 
Capítulo 4. Resultados………………………………………………………………………………………………………………. 19 
 4.1 Histología sistémica de larvas de 1 a 19 DDE………………………………………………………………… 19 
 4.1.1 Sistema visual……………………………………………………………………………………………………………. 26 
 4.1.2 Sistema cardiorespiratorio…………………………………………………………………………………………. 28 
 4.1.3 Sistema urinario…………………………………………………………………………………………………………. 31 
 4.1.4 Sistema digestivo……………………………………………………………………………………………………….. 32 
4.2 Descripción histológica de juveniles de 9 meses………………………………………………………………… 37 
 4.2.1 Condiciones de cultivo……………………………………………………………………………………………….. 37 
 4.2.2 Hallazgos post mortem………………………………………………………………………………………………. 37 
 4.2.3 Hallazgos histológicos………………………………………………………………………………………………… 37 
 4.2.3.1 Integumento (piel)…………………………………………………………………………………………….. 37 
 4.2.3.2 Sistema cardiorespiratorio…………………………………………………………………………………. 42 
 4.2.3.3 Bazo…………………………………………………………………………………………………………………… 44 
 4.2.3.4 Riñón…………………………………………………………………………………………………………………. 46 
 4.2.3.5 Hígado y páncreas exocrino……………………………………………………………………………….. 48 
4.3 Evento de vibriosis……………………………………………………………………………………………………………. 50 
 4.3.1 Condiciones de cultivo……………………………………………………………………………………………….. 50 
 4.3.2 Cuadro clínico de signología……………………………………………………………………………………….. 50 
 4.3.3 Hallazgos post mortem………………………………………………………………………………………………. 51 
 4.3.4 Hallazgos histopatológicos………………………………………………………………………………………….52 
 4.3.4.1 Integumento (piel)…………………………………………………………………………………………….. 52 
 4.3.4.2 Branquias………………………………………………………………………………………………………….. 58 
 4.3.4.3 Bazo y corazón…………………………………………………………………………………………………… 60 
 4.3.4.4 Hígado, páncreas exocrino y riñón……………………………………………………………………… 63 
ix 
 
 4.3.4.5 Identificación de especies bacterianas……………………………………………………………………… 65 
 
 
Capítulo 5. Discusión……………………………………………………………………………………………………………. 68 
 5.1 Histología sistémica de larvas de 1 a 19 DDE……………………………………………………………….. 68 
 5.1.1 Sistema visual……………………………………………………………………………………………………….. 68 
 5.1.2 Sistema cardiorespiratorio……………………………………………………………………………………. 70 
 5.1.3 Sistema urinario…………………………………………………………………………………………………… 71 
 5.1.4 Sistema digestivo………………………………………………………………………………………………….. 72 
 5.2 Histología sistémica de juveniles de 9 meses………………………………………………………………. 73 
 5.2.1 Integumento (piel)………………………………………………………………………………………………… 74 
 5.2.2 Sistema cardiorespiratorio……………………………………………………………………………………. 75 
 5.2.3 Bazo……………………………………………………………………………………………………………………… 77 
 5.2.4 Riñón……………………………………………………………………………………………………………………. 77 
 5.2.5 Hígado y páncreas exocrino………………………………………………………………………………….. 78 
 5.3 Evento de vibriosis………………………………………………………………………………………………………. 79 
 
 
Capítulo 6. Conclusiones………………………………………………………………………………………………………. 84 
 
Literatura citada……………………………………………………………………………………………………………………. 85 
 
Anexos ………………………………………………………………………………………………………………………………….. 96 
 
 
x 
 
Lista de figuras 
 
Figura Página 
1 Protocolo de tinción de Hematoxilina de Harris en larvas de Totoaba macdonaldi……. 14 
2 Metodología del muestreo bacteriológico de las lesiones cutáneas de los juveniles de 
Tototaba macdonaldi…………………………………………….……………………………..…………………… 16 
3 Anatomía macroscópica de las larvas de Totoaba macdonaldi de diferentes edades. 
A. Larva de 1 DDE (LT 2.58 ± 0.03 mm) se observa la aleta marginal primordial (AMP), 
la boca y el ano cerrados, destacan la estructura interna del ojo (O) poco diferenciada, 
el prominente saco vitelino (SV), la gota de aceite (G), el tracto digestivo (TD) 
indiferenciado y una zona pigmentada hacia la mitad del cuerpo (ZP). B. Larva de 3 
DDE (LT 2.14 ± 0.03 mm) se aprecia el desarrollo del sistema nervioso central por una 
protuberancia en la zona cefálica (E). Así mismo, la boca (B) ya está abierta, la 
estructura interna del ojo aún se ve poco diferenciada y el TD se observa más 
desarrollado. C. Larva de 5 DDE (LT 3.4 ± 0.05 mm) el vitelo se ha absorbido en su 
totalidad, el encéfalo se ve más desarrollado, el interior de los ojos aún no muestra 
diferenciación clara, mientras que la boca y el tracto digestivo se ven más 
desarrollados. D. Larva de 13 DDE (LT 4.86 ± 0.2 mm) se observa la aleta caudal (AC) 
más desarrollada y los ojos se aprecian diferenciados y pigmentados)……………………….. 20 
4 Anatomía macroscópica de larvas de Totoaba macdonaldi diferentes edades. A. Larva 
de 14 DDE (LT 4.89 ± 0.1 mm) se aprecia el opérculo (OP) que contiene las branquias 
y sigue presentándose zonas muy pigmentadas (ZP). B. Larva de 17 DDE (LT 6.57 ± 0.3 
mm) es evidente la presencia de cromatóforos (C). C y D. Larva de 19 DDE (LT 5.95 ± 
0.2 mm), se observa una mayor presencia de (C) y la diferenciación de la aleta dorsal 
(AD) y anal (AA) en proceso. Flechas cortas señalan los 
cromatóforos……………………………………………………………………………………………………………. 21 
5 Corte histológico dorso sagital de una larva de Totoaba macdonaldi de 1 DDE. 
Abreviaturas: (AMP) aleta marginal primordial; (G) gota de aceite; (MI) miotomos; (N) 
notocorda; (O) ojo con estructuras internas poco diferenciadas; (SNC) sistema 
nervioso central; (SV) saco vitelino; (TD) tracto 
digestivo……………………………………………………………………………………………………………………. 22 
6 Corte histológico sagital de una larva de Totoaba macdonaldi de 3 DDE. A. Imagen 
completa en donde se señalan las estructuras más evidentes. B. Acercamiento de la 
región anterior. Abreviaturas: (AB) arcos branquiales; (E) encéfalo; (IA) intestino 
anterior; (IP) intestino posterior; (ME) médula espinal; (MI) miotomos; (N) notocorda; 
(O) ojo; (PE) páncreas exocrino; (R) riñón; (VN), vejiga natatoria; (VI), válvula 
intestinal…………………………………………………………………………………………………………………… 22 
7 Corte histológico sagital de unas larvas de Totoaba macdonaldi de 5 DDE. A. Aspecto 
general en donde se señalan las estructuras más evidentes. B. Región anterior. 
Abreviaturas: (A) ano; (AB) arcos branquiales; (CB) conducto biliar; (E) encéfalo; (ES) 
esófago; (H) hígado; (IA) intestino anterior; (IP) intestino posterior; (ME) médula 
 
 
 
 
 
xi 
 
espinal; (N) notocorda; (O) ojo; (PE) páncreas exocrino; (R) riñón; (VB) vesícula biliar; 
(VN), vejiga natatoria…………………………………………………………………………………………………. 
 
23 
8 Corte histológico sagital de una larva de Totoaba macdonaldi de 13 DDE. 
Abreviaturas: (B) boca; (BR) branquias; (BF) bucofaringe; (E) encéfalo; (FM) fibras 
musculares hipaxiales; (H) hígado; (HI), hipurales; (IA) intestino anterior; (IM) 
intestino medio; (IP) intestino posterior; (N) notocorda; (O) ojo; (P) peritoneo; (PE) 
páncreas exocrino; (VN) vejiga natatoria…………..……………………………………………………….. 24 
9 Corte histológico sagital de una larva de Totoaba macdonaldi de 14 DDE. 
Abreviaturas: (B) boca; (BR) branquias; (E) encéfalo; (FM) fibras musculares 
hipaxiales; (H) hígado; (IA) intestino anterior; (IM) intestino medio; (IP) intestino 
posterior; (O) ojo; (P) peritoneo; (PE) páncreas exocrino; (VN) vejiga 
natatoria…………………………………………………………………………………………………………………... 25 
10 Corte histológico de una larva de Totoaba macdonaldi de 17 DDE. Abreviaturas: (B) 
boca; (BR) branquias; (E) encéfalo; (FM) fibras musculares hipaxiales; (H) hígado; (IA) 
intestino anterior; (IM) intestino medio; (IP) intestino posterior; (N) notocorda; (O) 
ojo; (PE) páncreas exocrino; (VN) vejiga natatoria…………….………………………………………… 25 
11 Corte histológico de una larva de Totoaba macdonaldi de 19 DDE. Abreviaturas: (B) 
cavidad bucal; (BA) bulbo arterioso; (BF) bucofaringe; (BR) branquias; (E) encéfalo; 
(ES) esófago; (FM) fibras musculares hipaxiales; (H), hígado; (IA) intestino anterior; 
(IP) intestino posterior; (N) notocorda; (O) ojo; (P) peritoneo; (PE) páncreas exocrino; 
(V) ventrículo; (VN) vejiga natatoria……………………………………………………………. 26 
12 Diferencias histológicas en los ojos de larvas de Totoaba macdonaldi de diferentes 
edades. A. Larva de 1 DDE. B. Larva de 3 DDE. Abreviaturas: (C) coroides; (CB) conos 
y bastones; (CNE) capa nuclear externa; (CNI) capa nuclear interna; (CPE) capa 
plexiforme externa; (CPI) capa plexiforme interna; (EP) epitelio pigmentario; (H) 
humor vitreo; (R) retina. (Línea blanca delimita la extensión de la retina)…………………... 27 
13 Diferencias histológicas en los ojos de larvas de Totoaba macdonaldi de diferentes 
edades. A. Larva de 5 DDE. B. Larva de 13 DDE. Abreviaturas: (C) coroides; (CB) conos 
y bastones; (CG) capa ganglionar; (CH) cartílago hialino; (CNE) capa nuclear externa; 
(CNI) capa nuclear interna; (CPE) capa plexiforme externa; (CPI) capa plexiforme 
interna; (CR) cristalino; (EP) epitelio pigmentario…………………………………………….………… 27 
14 Corte histológico de la cavidad pericárdica de una larva de Totoaba macdonaldi de 13 
DDE. Abreviaturas: (AT) atrio; (BA) bulbo arterioso; (BF) bucofaringe; (CA) cavidad 
abdominal; (CP) cavidad pericárdica; (H) hígado; (IA) intestino anterior; (PE) páncreas 
exocrino; (ST) septo transverso; (SV) seno venoso; (V) ventrículo…………………….………… 28 
15 Corte histológico atrio y ventrículo de una larva de Totoaba macdonaldi de 13 DDE. 
A. Atrio colmado de eritrocitos. B. Ventrículo con tejido muscular esponjoso. 
Abreviaturas: (EP) epicardio; (ER) eritrocitos; (ME) miocardio esponjoso; (T) 
trabéculas. Flecha corta señala núcleos periféricos de posible endocardio. Flecha 
larga señala cardiomiocitos centrales……………………………………………………………….………..29 
xii 
 
16 Corte histológico del bulbo arterioso y parte del ventrículo de una larva de Totoaba 
macdonaldi de 13 DDE. Abreviaturas: (BA) bulbo arterioso; (EP) epicardio; (ME) 
miocardio esponjoso; (ML) músculo liso; (V) ventrículo………………………………..……………. 29 
17 Corte histológico de las branquias de una larva de Totoaba macdonaldi de 13 DDE. 
Abreviaturas: (BF) bucofaringe; (CB) cartílago branquial; (FB) filamento branquial; (H) 
hígado; (IA) intestino anterior; (P) peritoneo………………………………………………….………….. 30 
18 Corte histológico de las branquias de larvas de Totoaba macdonaldi de diferentes 
edades. A. Larva de 3 DDE. B. Larva de 13 DDE. Abreviaturas: (AB) arco branquial; (CB) 
cartílago branquial; (CE) células epiteliales; (E) eritrocitos; (FB) filamento branquial; 
(L) lamelas…………………………………………………………………………………………………………………. 30 
19 Corte histológico del riñón de una larva de Totoaba macdonaldi de 5 DDE. 
Abreviaturas: (BC) borde de cepillo (FM) fibras musculares; (P) peritoneo; (TH) tejido 
hematopoyético; (TR) túbulos renales; (VN) vejiga natatoria………….………………………….. 31 
20 Corte histológico de la vejiga urinaria de una larva de Totoaba macdonaldi de 5 DDE. 
Abreviaturas: (A) ano; (IP) intestino posterior; (R) riñón; (VU) vejiga urinaria.…………….. 32 
21 Corte histológico del sistema digestivo de una larva de Totoaba macdonaldi de 1 DDE. 
A. Imagen completa del tracto gastrointestinal. B. Acercamiento del intestino y saco 
vitelino. Abreviaturas: (MI) miotomos; (N) notocorda; (O) ojo; (SNC) sistema nervioso 
central; (SV) saco vitelino; (TD) tubo digestivo. Las flechas señalan inclusiones lipídicas 
en el vitelo…………………………………………………………………………………………………………………. 33 
22 Corte histológico del sistema digestivo de una larva de Totoaba macdonaldi de 3 DDE. 
A. Imagen de la sección anterior. B. Sección posterior. Abreviaturas: (A) ano; (AB) 
arcos branquiales; (B) boca; (BF) bucofaringe, (E) encéfalo; (ES) esófago; (IA) intestino 
anterior; (IP) intestino posterior; (VN) vejiga natatoria; (VU) vejiga urinaria……………….. 34 
23 Corte histológico del tracto gastrointestinal de una larva de Totoaba macdonaldi de 
3 DDE. A. Imagen completa de la división del intestino. B. Válvula intestinal. 
Abreviaturas: (E) enterocitos; (IA) intestino anterior; (IP) intestino posterior; (N) 
notocorda; (PE) páncreas exocrino; (R) riñón; (VN) vejiga natatoria; (VI) válvula 
intestinal. La flecha en B, señala al epitelio con microvellosidades tipo cepillo……………. 34 
24 Corte histológico de intestino anterior y posterior y del páncreas de una larva de 
Totoaba macdonaldi de 3 DDE. A. Intestino posterior B. Intestino anterior y páncreas 
exocrino. Abreviaturas: (A) acinos pancreáticos; (CA) células acinares; (E) enterocitos; 
(ED) enterocitos en diferenciación; (GZ) gránulos de zimógenos; (IA) intestino 
anterior; (L) lumen intestinal. La flecha en A, señala al epitelio con microvellosidades 
tipo cepillo.……………………………………………………………………………………………………………….. 35 
25 Corte histológico de dientes de una larva de Totoaba macdonaldi de 13 DDE. A. 
Imagen de dientes romos en desarrollo. B. Imagen de dientes caniniformes maduros. 
Abreviaturas: (DC) diente caniniforme; (DR) dientes romos; (EE) epitelio estratificado; 
(M) mandíbula. La flecha señala la punta del diente protruyendo al exterior.……………… 36 
26 Corte histológico de hígado y páncreas de una larva de Totoaba macdonaldi de 13 
DDE. A. Imagen del hígado y páncreas exocrino B. Imagen del páncreas exocrino y 
 
 
xiii 
 
endocrino. Abreviaturas: (A) acinos pancreáticos; (CA) células acinares; (CB) conducto 
biliar; (CP) conducto pancreático; (GZ) gránulos de zimógenos; (H) hígado; (IL) islotes 
de Langerhans; (PE) páncreas exocrino. Los asteriscos señalan las inclusiones lipídicas 
en los hepatocitos……………………….…………………………………………………………………………….. 
 
 
 
36 
27 Ejemplar de Totoaba macdonaldi de 9 meses. A. Imagen del ejemplar completo (LT= 
26.2 ± 0.8 cm). No se apreciaron laceraciones o lesiones externas. B. Parte superior 
de la cabeza. Es evidente la simetría ocular. C. Branquias derechas. D. Branquias 
izquierdas. Las branquias de ambos flancos presentaron un color rojo brillante, así 
como estructura uniforme y no se observaron hemorragias Abreviaturas: (BD) 
branquias derechas; (BI) branquias izquierdas; (N) narinas; (O) ojos; (OP) opérculo……. 39 
28 Órganos internos de un ejemplar de Totoaba macdonaldi. A. Posición natural de los 
órganos al momento de la apertura de la ventana de inspección. B. Órganos debajo 
el lóbulo hepático. C. Órganos al retirar una porción del lóbulo hepático y el bazo. 
Abreviaturas: (B) bazo; (CP) ciegos pilóricos; (E) estómago; (H) hígado; (I) intestino; 
(R) riñón; (VN) vejiga natatoria………………………………………………………………………….……….. 40 
29 Corte histológico de piel de Totoaba macdonaldi donde se muestran las diversas 
capas que la integran. Abreviaturas: (B) bolsillo de escama; (D) dermis; (E) escama; 
(EP) epidermis; (H) hipodermis; (M) capa de músculo estriado o esquelético; (P) 
proyecciones de las escamas; (*) células de Goblet. La flecha señala los pigmentos de 
melanina…………………………………………………………………………………………………………………… 41 
30 Corte histológico de la epidermis de Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: (CGE) células 
de gránulos eosinofílicos; (CM) células de Malpighi (*), célula de Goblet. La flecha 
señala los pigmentos de melanina………….………………………………………………………………….. 41 
31 Corte histológico de atrio y ventrículo de Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: (A) atrio; 
(CM) miocardio compacto; (EP) epicardio; (ER) eritrocitos; (T) trabéculas; (V) 
ventrículo………………………………………………………………………………………………………………….. 42 
32 Corte histológico de la base de los filamentos branquiales de Totoaba macdonaldi. Se 
observa una capa de tejido conectivo denso, que da sostén al filamento branquial, 
que contiene cartílago, rodeado por tejido conjuntivo y vasos sanguíneos. 
Abreviaturas: (CB), cartílago branquial; (FB), filamento branquial; (LB), lamelas 
branquiales; (TCD), tejido conjuntivo denso; (VS), vasos sanguíneos………………………….. 43 
33 Corte histológico de la base y de las lamelas branquiales en Totoaba macdonaldi. 
Abreviaturas: (CC) células de cloro; (CE) células epiteliales; (CG) células de Goblet; (CI) 
células indiferenciadas; (CP) células pilares; (E) eritrocitos; (FB) filamentos 
branquiales; (LB) lamelas branquiales; (LC) lumen del capilar sanguíneo……………………. 44 
34 Corte histológico del parénquima esplénico de Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: 
(AC) arteria central; (CMM) centro melanomacrófago; (PB) pulpa blanca; (PR) pulpa 
roja; (SV) seno venoso……………………………………………………………………………………………….. 45 
35 Corte histológico del bazo en el que se observa un centro de melanomacrófagos. 
Abreviaturas: (CMM) centros de melanomacrófagos; (MM) melanomacrófagos; (PB) 
pulpa blanca; (PR) pulpa roja……………………………………………........................................... 46 
xiv 
 
36 Corte histológico de riñón de Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: (CR) corpúsculos 
renales, (TC) túbulo colector; (TCP) túbulo contorneado proximal; (TH) tejido 
hematopoyético…………………………………………………………………………………………….………… 47 
37 Corte histológico de los corpúsculos renales de Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: 
(A) artefacto; (CP) capa parietal de la cápsula de Bowman; (CS) capilar sanguíneo del 
glomérulo; (E) eritrocito; (EU) espacio urinario; (G) glomérulo; (P) podocito; (TH) 
tejido hematopoyético; (TR) túbulo renal…………………………………………………………………… 48 
38 Corte histológico del parénquima hepático de Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: (A) 
espacio resultado del corte; (CB) conducto biliar; (GZ) gránulos de zimógenos, (H) 
hepatocitos; (PE) páncreas exocrino; (VS) vaso sanguíneo; (*), vacuolas 
intracitoplasmáticas………………………………………………………………………………………………….. 49 
39 Corte histológico del parénquima hepático vacuolado de Totoaba macdonaldi. 
Abreviaturas: (N) núcleo desplazado; (VC) vacuola intracitoplasmática……………………… 49 
40 Corte histológico del páncreas exocrino en el parénquima hepático de Totoaba 
macdonaldi. Abreviaturas: (AP) acino pancreático;(GZ) gránulos zimógenos; (NA) 
núcleo basal del acino pancreático………………………….…………………………………………………. 50 
41 Cuadro de signología de juveniles de Totoaba macdonaldi de 50 DDE. A. Juveniles sin 
signología. B. Juveniles con signos clínicos. Abreviaturas: (P1) pez 1; (P2) pez 2. La 
flecha indica lesión en la base de la aleta dorsal………………………………………….…………….. 51 
42 Lesiones epidérmicas en organismos con signos clínicos. A y B. Pez 1. C. Pez 2 D. Pez 
3. Se observan las diferentes lesiones con una presenta de despigmentación 
superficial localizada en la base de la aleta dorsal (D) y otra con una descamación. Así 
como, una opacidad ocular (A) y (B). Por último, una lesión grisácea en la región 
cefálica (C). Flecha señala la opacidad en el ojo del Pez 1……………………………………………. 53 
43 Ejemplar de Totoaba macdonaldi con signología (Pez 3). A. Pez 3 con ventana de 
inspección abierta. B. Imagen del interior de la cavidad abdominal. C. Imagen de la 
cavidad opercular donde se visualizan las branquias. D. Imagen superficial a la cavidad 
abdominal. Abreviaturas: (B) bazo; (BR) branquias; (CP) ciegos pilóricos; (E) 
estómago; (H) hígado; (I) intestino; (M) mandíbula; (O) opérculo; (PLB) extremo distal 
de los filamentos branquiales ligeramente blanquecinas………………………………………….. 54 
44 Corte histológico de las lesiones en las capas de la piel de Totoaba macdonaldi. 
Abreviaturas: (D), dermis; (E), escama; (ME), músculo esquelético; (NE), necrosis de 
la epidermis; (NH), necrosis de la hipodermis…………………………………………………………….. 55 
45 Bacterias bacilares sobre la escama de la lesión en la piel de Totoaba macdonaldi. 
Abreviaturas: (B) bacterias; (E) escama; (NE) necrosis de epidermis. En el recuadro 
superior derecho se presenta una ampliación de los bacilos………………………………………. 56 
46 Bacterias bacilares en la hipodermis necrosada con un ligero infiltrado leucocitario en 
Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: (B) bacterias; (CM) célula muscular; (NH) necrosis 
de la hipodermis; (LE) leucocitos. En el recuadro superior derecho se observa un 
diplobacilo.……………………………………………………………………………………………………… 56 
xv 
 
47 Colonia bacteriana en la dermis de Totoaba macdonaldi. Se observa la colonia de 
bacterias del segundo morfotipo (cocobacilos) invadiendo la dermis. Abreviaturas: 
(CB) colonia bacteriana; (D) dermis; (E) escama; (PT) pérdida de continuidad del tejido 57 
48 Bacterias colonizando la dermis de Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: (B) bacterias; 
(D) dermis; (E) escama; (NE) necrosis de la epidermis…………………………………………………. 57 
49 Corte histológico de filamentos y lamelas branquiales con lesiones en Totoaba 
macdonaldi. Abreviaturas: (AL) acortamiento de lamelas; (CO) congestión severa; (FB) 
filamento branquial…………………………………………………………………………………………………… 58 
50 Corte histológico de lamelas y espacio interlamelar de Totoaba macdonaldi 
Abreviaturas: (DCC) degeneración de células de cloro; (HCM) hipertrofia de células 
mucosas. Las flechas señalan la disociación epitelial………………………………………………….. 59 
51 Corte histológico de un filamento branquial con acortamiento lamelar en Totoaba 
macdonaldi. Abreviaturas: (AL) acortamiento de lamelas branquiales; (CB) cartílago 
hialino del filamento branquial; (DCC) degeneración de células de cloro…………………….. 59 
52 Corte histológico de lamelas branquiales con necrosis de Totoaba macdonaldi. 
Abreviaturas: (FB) filamento branquial; (L) lamela; (NL) necrosis lamelar. Las flechas 
señalan disociación epitelial de las lamelas………………………………………………………………… 60 
53 Corte histológico del bazo de Totoaba macdonaldi. Se aprecia la destacada presencia 
de la pulpa blanca en el parénquima esplénico y las aparentes zonas de necrosis del 
tejido hematopoyético. Abreviaturas: (ZN) zonas de necrosis…………………………………….. 61 
54 Corte histológico de zonas necróticas en el bazo de Totoaba macdonaldi. El 
acercamiento permite distinguir la desorganización del tejido hematopoyético, así 
como los restos celulares. Abreviaturas: (DC) detritos celulares…………………………………. 61 
55 Corte histológico del atrio con dilatación por congestión en Totoaba macdonaldi. Se 
aprecia la severa congestión (*) en el atrio que dio lugar a la dilatación y menor 
definición de sus trabéculas…………………………………………………………………………………….… 62 
56 Corte histológico de hemolisis en el atrio de Totoaba macdonaldi. Los eritrocitos 
presentan una diferencia entre su tamaño y con bordes irregulares. En el cuadro 
superior derecho se aprecia la lisis de eritrocitos….……………………………………………………. 62 
57 Corte histológico del parénquima hepático con degeneración en Totoaba 
macdonaldi. Abreviaturas: (CS) congestión de sinusoides; (PN) prominencia nuclear; 
(VT) vacuolización turbia……………………………………………………………………………………………. 63 
58 Corte histológico del vaso portal y el páncreas exocrino de Totoaba macdonaldi. Se 
aprecia la hemolisis presente en el vaso portal, rodeado por el páncreas exocrino (PE). 
En el recuadro superior derecho se muestra a detalle la hemólisis……………………………… 64 
59 Corte histológico del riñón en degeneración de Totoaba macdonaldi. Abreviaturas: 
(DC) detritos celulares; (DT) degeneración tubular; (FN) fragmentación del nucléolo. 
En el recuadro superior izquierdo se muestra a detalla la fragmentación del nucléolo... 65 
 
xvi 
 
Lista de tablas 
 
Tabla Página 
1 Enfermedades infecciosas descritas para las especies de la familia Sciaenidae 
cultivadas en México……………………………………………………………………………………………….. 
 
6 
2 Características morfológicas de las bacterias aisladas de las lesiones en Totoaba 
macdonaldi………………………………………………………………………………………………..…………….. 66 
3 Análisis por distintos métodos de las bacterias aisladas de las lesiones de los peces…… 67 
4 Reactivos para la preparación del Formol amortiguado al 10% (1L)……………………..…… 96 
5 Reactivos para la preparación de la solución stock de Ácido fórmico al 90% (100 mL)… 97 
6 Reactivos para la preparación de la solución Ácido fórmico-formalina (100 mL)…..…… 97 
7 Protocolo de deshidratación de tejidos (17h)……………………………………………………………. 98 
8 Desparafinación e hidratación de los cortes…………………………………………………………….. 99 
9 Tinción Hematoxilina-Eosina……………………………………………………………………………………. 100 
10 Reactivos para la preparación de la solución fijadora Davidson…………………………………. 101 
 
1 
 
Capítulo 1. Introducción 
Uno de los principales retos que se presenta a nivel mundial, es el pronosticado incremento de la población 
a más de 9000 millones de personas para el año 2050. Junto con este crecimiento, se espera que el 
consumo per cápita de pescado continúe aumentando, implicando el gran desafío de satisfacer tal 
demanda alimenticia. Anteriormente, las pesquerías habían logrado proveer estos recursos tanto de aguas 
continentales como marinas. Sin embargo, muchas de estas especies se encuentran sobreexplotadas y su 
producción por captura no puede incrementarse. Lo anterior, constituye una de las razones centrales por 
la que se le está dando especial importancia al desarrollo de la piscicultura y su aportación para satisfacer 
la demanda de pescado, la cual, ha rebasado la contribución obtenida por la pesca (FAO, 2016a). 
A nivel nacional, el 58.8% de las especies que se capturan en el Golfo de México están en su máximo 
aprovechamiento sostenible mientras que, en el Pacífico Mexicano, esta cifra es del 31.5% (INAPESCA, 
2012). Entre las especies afectadas por la sobrepesca encontramos a la Totoaba (Totoaba macdonaldi), 
especie nativa y endémica del Golfo de California, cuya pesquería fue una de las más importantes en el 
transcurso de los años 20’s, por el alto valor comercial de su vejiga natatoria en el mercado asiático. Como 
resultado de su intensa captura, las poblaciones de totoaba fueron las primeras en reflejar signos de 
sobreexplotación, lo cual incentivó su protección con una veda permanente bajo la Norma Oficial 
Mexicana (NOM-059-ECOL-2001) y en 1976 se incluyó en la lista de especies amenazadas por la 
Convención Internacional del Tráfico de Especies Silvestres de Flora y Fauna en Peligro (CITES)(Pedrín-
Osuna et al., 2001; Minjarez-Osorio et al., 2004; Findley, 2010; True, 2012). Ante este escenario, la 
acuicultura y en particular, la piscicultura de totoaba, se puede considerar como una alternativa para 
proteger y recuperar a la especie y adicionalmente, comercializarla para el consumo humano. A partir de 
1993, se comenzaron las investigaciones para establecer su cultivo en la Facultad de Ciencias Marinas 
(FCM) de la Universidad Autónoma de Baja California (UABC), con el objeto de repoblar y recuperar su 
población. El proyecto de cultivo ha generado gran interés, ya que se ha demostrado el alto potencial 
acuícola que posee esta especie al tener un rápido crecimiento y adaptarse a condiciones de cautiverio. 
Así mismo, ciertos productos de totoaba como sus filetes y la vejiga natatoria alcanzan altos precios en el 
mercado nacional e internacional (Minjarez-Osorio et al., 2004; True, 2012). A pesar de que se han dado 
grandes avances para su cultivo, se carece de información biológica fundamental que, en su momento, 
constituye una limitante para continuar con su desarrollo. En particular, la información sobre los tejidos 
que conforman sus órganos y sistemas es prácticamente inexistente, a pesar de que es indispensable para 
comprender las alteraciones que resultan de una mala nutrición, herencia genética, exposición a noxas 
2 
 
ambientales y biológicas, es decir, enfermedades no infecciosas e infecciosas, causadas por virus, 
bacterias, hongos, protozoos y metazoos. 
Por ser la totoaba una especie endémica, cuyo cultivo se encuentra en la fase de desarrollo comercial, aún 
se desconoce mucho de las enfermedades que se puedan presentar durante su cultivo. Uno de los 
problemas recurrentes en la acuicultura a nivel mundial es la incidencia de enfermedades, que generan 
pérdidas económicas que pueden alcanzar hasta un 90% en los cultivos marinos. En este sentido, es 
indispensable conocer qué enfermedades pueden afectar el cultivo de T. macdonaldi. Una de las bases 
para la caracterización y estudio de las enfermedades es el conocimiento de la estructura tisular sistémica 
saludable, para diferenciarla de los cambios tisulares asociados a las enfermedades infecciosas y no 
infecciosas. De esta manera, se comprenderán las patologías que afectan a la especie, así como la manera 
en que estas se desarrollan, lo cual contribuirá al establecimiento de las medidas para su control y 
prevención (Hernández-Martínez, 2002; Bruno et al., 2013). 
 
1.1 Impacto de las enfermedades en piscicultura marina 
Una de las principales amenazas para el cultivo de peces marinos son las enfermedades. Estas generan un 
desequilibrio en la homeostasis del animal, que se observa a través de signos, lesiones y cambios en su 
comportamiento (Vásquez-Díaz et al., 2001; Trigo et al., 2004; Godoy, 2013). Tales desequilibrios 
conducen a una disminución del crecimiento, de la reproducción y de la ingesta, así como a un incremento 
tanto en su vulnerabilidad frente a depredadores como a la sensibilidad ante parámetros de la calidad del 
agua y, por último, una mayor susceptibilidad a enfermedades (FAO, 2016b). 
Las enfermedades no solo se traducen en importantes pérdidas económicas para el productor, sino que 
también pueden influir en la calidad del producto final. Por ejemplo, pueden originar una mala apariencia 
o sabor del producto, así como también pueden ser un riesgo para la salud de los consumidores, por la 
posible transferencia de parásitos y enfermedades (zoonosis) (Balbuena, 2011; Godoy, 2013; Lafferty et 
al. 2015). Por otra parte, una condición saludable es importante para el bienestar de los organismos 
acuáticos, la promoción de un producto con calidad e inocuidad y una eficiencia productiva (Ashley, 2007). 
En este sentido, resulta imperativo la prevención y el control de las enfermedades. La prevención es la 
base de cualquier programa de sanidad acuícola e implica conocer las enfermedades, su etiología, 
transmisión, las condiciones ambientales y biológicas que las favorecen; así como la implementación y 
3 
 
desarrollo de técnicas para prevenir el ingreso de agentes etiológicos a la unidad de producción y el 
correcto manejo de las condiciones ambientales para conservar un estado saludable en los organismos 
cultivados (OIE, 2000; Pillay y Kutty, 2005). De igual manera, es importante conocer y establecer medidas 
terapéuticas que contribuyan a controlar las enfermedades presentes en el cultivo. Estas terapias deben 
de considerar varios factores como el agente etiológico, efectos secundarios del tratamiento en los 
organismos, tipo de cultivo, consideraciones legales (quimioterapéuticos), entre otros. Por los costos e 
incluso la logística de estas medidas, se hace hincapié en los programas sanitarios acuícolas para la 
prevención de estas enfermedades (Noga, 2010). 
 
1.2 Condiciones del cultivo 
Los peces en cultivo pueden enfrentar un manejo inadecuado, que puede incluir cambios bruscos de 
temperatura, altas densidades de cultivo, variaciones en la calidad del agua, exposición a contaminantes 
químicos, nutrición deficiente y exposición a intensidades de luz y sonido inadecuados; estas condiciones 
en conjunto constituyen estímulos estresantes. El estrés, es un mecanismo adaptativo que permite la 
recuperación y mantenimiento de la homeostasis, a través de modificaciones metabólicas; sin embargo, 
la persistencia del factor estresor por periodos prolongados puede tener efectos negativos en el 
organismo, como bajo crecimiento, inhibición reproductiva, disminución en la actividad del sistema 
inmune y, por lo tanto, en el aumento de la susceptibilidad a las enfermedades (Avilés, 2000; Ashley, 2007; 
Pillay y Kutty, 2005; Paul, 2007). Iguchi et al. (2003), encontraron que cuando el Ayu (Plecoglossus altivelis) 
se mantiene en altas densidades, el estrés promueve respuestas inmunes deficientes, que conducen a una 
mayor susceptibilidad y ocurrencia de mortalidades asociadas con Flavobacterium psychrophilum. Por otra 
parte, Ganzhorn (1994), describe que los brotes infecciosos por Vibrio salmonicida en el Salmón del 
Atlántico (Salmo salar) y la Trucha Arcoiris (Onchorhynchus mykiss), generalmente se presentan a 
temperaturas menores de 10°C. Así mismo, cuando se incrementa la temperatura en los cultivos de Seriola 
sp., se han observado mortalidades por Lactoccocus garvieae (Sheppard, 2005). También, otros factores 
como la ineficiencia en los sistemas de filtración y protocolos alimenticios inadecuados son motivo de 
serios impactos en un cultivo. Noga (2010), describe la falla en los filtros biológicos como una causa en el 
incremento tóxico del amonio, el cual, puede afectar órganos delicados como las branquias. Mientras que, 
la deficiencia de algún nutriente como el ácido ascórbico (vitamina C), puede dar lugar a deformidades 
esqueléticas (Hardy, 2012). 
4 
 
Por lo anterior, el mantenimiento de la salud de los peces puede lograrse a través de un buen manejo 
rutinario, que incluya el mantenimiento de una óptima calidad de agua, las densidades adecuadas (acordes 
a la capacidad de carga del sistema y al bienestar animal), dietas que cumplan con todos los 
requerimientos del organismo, así como la remoción o disminución de la carga de patógenos en el 
ambiente (Inglis, 2000). 
 
1.3 Principales enfermedades en piscicultura marina 
En el extenso panorama de la piscicultura marina donde tanto las enfermedades infecciosas como no 
infecciosas están presentes; son las enfermedades infecciosas, originadas por agentes patógenos 
(bacterias, virus, hongos, protozoos y metazoos), las que constituyen el grupo de mayor atención en los 
cultivos marinos, al ser casi siempre la principal razón de mayores pérdidas económicas (Pillay y Kutty, 
2005; Patarnello y Vendramin, 2017). Estos agentes se encuentran naturalmente en el medio acuático 
coexistiendo con los hospederos y la sola presencia de algunode ellos no implica necesariamente el 
desarrollo de la enfermedad, ya que su interacción puede encontrarse en equilibrio. Es decir, que la 
manifestación de una enfermedad infecciosa no solo está dada por el patógeno, si no por una interacción 
entre éste, el huésped y el ambiente (Pillay y Kutty, 2005; Ashley, 2006; Saravanan et al., 2013). 
Dentro de estos agentes infecciosos, los patógenos bacterianos se encuentran como los agentes causales 
de las principales enfermedades infecciosas que afectan a la piscicultura marina. Tales microorganismos 
se caracterizan por tener una distribución mundial y ser en su mayoría oportunistas. Así mismo, según la 
especie bacteriana de la que se trate, las enfermedades se conocen como: vibriosis, flexibacteriosis, 
fotobacteriosis, pseudomonadiasis, estreptococosis y micobacteriosis (Toranzo et al., 2005; Saravanan et 
al., 2013). Actualmente y considerando el aspecto económico, la vibriosis se ha convertido en una de las 
enfermedades más problemáticas para la maricultura moderna. Aunque esta patología ha sido 
principalmente relacionada con Vibrio anguillarum, se han reconocido otras especies “atípicas” de este 
género, como V. harveyi, V. ordalii, V. vulnificus, V. alginolyticus, entre otras; siendo posible que todos los 
peces marinos sean susceptibles al menos a una especie de Vibrio (Noga, 2010; Pillay y Kutty, 2005; 
Patarnello y Vendramin, 2017). Los brotes infecciosos por este organismo Gram negativo se presentan 
generalmente con altas mortalidades en estadios juveniles y finales del ciclo de producción. Así como, se 
ven predispuestos por fluctuaciones de temperaturas y factores estresantes como altas densidades, 
deficiente calidad de agua, entre otros (Noga, 2010; Patarnello y Vendramin, 2017). 
5 
 
1.3.1 Enfermedades en Totoaba macdonaldi 
Actualmente, es prácticamente nula la información existente sobre los parásitos y enfermedades que se 
pueden presentar durante el cultivo de T. macdonaldi, (Silva, 2000). Al no haber registros de enfermedades 
virales en esta especie, de manera informativa y preventiva, el Comité Estatal de Sanidad Acuícola e 
Inocuidad de Baja California (CESAIBC) (2015), ha realizado análisis sobre la posible presencia de algunas 
enfermedades virales de importancia en peces marinos, tales como la septicemia hemorrágica viral, la 
iridovirosis de la dorada japonesa y recientemente, la encefalopatía y retinopatía virales, que además la 
autoridad sanitaria (SENASICA) considera de vigilancia obligatoria, mismas que al momento no han sido 
detectadas. Respecto a infecciones bacterianas y parasitarias, True (2012) reportó la aparición de lesiones 
cutáneas (úlceras corporales y en aletas) asociados a agentes bacterianos y, mediante técnicas 
bacteriológicas, identificó la presencia de Flexibacter sp. y Vibrio sp. en el cultivo. Así mismo, este autor, 
también registró infecciones parasitarias por Amyloodinium sp., Cryptocanyon sp. y Uronema sp. Estos 
brotes compartían una signología similar y se relacionaban con cambios bruscos de temperatura. 
Por otra parte, se han registrado enfermedades no infecciosas como la enteritis nutricional por la inclusión 
de harina de soya en dietas de juveniles de Totoaba macdonaldi. En este sentido, dietas con una inclusión 
de soya mayor al 22%, desencadenaron alteraciones histológicas asociadas a una respuesta inflamatoria 
en el intestino e hígado (Fuentes-Quesada et al., 2018). 
A pesar de que es poco el compendio de patologías descritas para T. macdonaldi, en México se realiza el 
cultivo de otras especies de la Familia Sciaenidae (corvinas): Atractoscion nobilis, Cynoscion nebulosus, 
Cynoscion regalis, Sciaenops ocellatus (Cárdenas, 2012), para las cuales se tiene un mayor registro de 
enfermedades infecciosas, las cuales se muestran en la Tabla 1. 
 
6 
 
Tabla 1. Enfermedades infecciosas descritas para las especies de la familia Sciaenidae cultivadas en México. 
Enfermedad Agente etiológico Especie Autor 
Linfocistis Virus de la linfocistis Cynoscion regalis Nigrelli y Rugieri, 1965 citado 
por Lawler y Ogle, 1977 
Pscirickettsiosis Psirickettsia salmonis Atractoscion nobilis Arkush et al., 2005 
Tenacibaculosis 
(Flexibacteriosis) 
Tenacibaculum maritimus 
(Flexibacter maritimus) 
Atractoscion nobilis Santos et al., 1999 
Estreptococosis Streptococcus iniae Sciaenops ocellatus Eldar et al., 1999 
Vibriosis Vibrio harveyi Sciaenops ocellatus Liu et al., 2003 
Parasitosis Poecilancitrium caryophyllum Cynoscion nebulosus Overstreet, 1977 
Parasitosis Philometra carolinensis sp. n. 
Philometra cynoscionis sp. n. 
Cynoscion nebulosus Moravec et al., 2006 
Parasitosis Kudoa inornata sp. n. Cynoscion nebulosus Dyková et al., 2009) 
 
1.4 Histología Sistémica 
Los peces, como otros vertebrados, están compuestos por unidades estructurales básicas llamadas células, 
las cuales además de realizar actividades imperativas para el organismo; se agrupan de acuerdo con su 
semejanza y función, dando lugar a tejidos; estos a su vez se asocian para formar órganos, los cuales 
contienen diversos epitelios organizados para trabajar en conjunto y formar sistemas, constituidos 
estructuralmente por uno o más órganos. La estructuración y organización de los órganos y sistemas se da 
por diferenciaciones progresivas a las que se le denomina desarrollo (Urroz, 1991; Gilbert, 2003; Marieb, 
2008), el cual es particular para cada tejido; donde para unos termina al finalizar la diferenciación de las 
células que lo componen y para otros este desarrollo prevalece con una generación continua de células a 
lo largo de la vida (Slack, 2013). 
Dentro de la histología, disciplina de la biología que estudia la estructura y conformación de células, tejidos 
y órganos, se distinguen cuatro tejidos fundamentales que son: epitelial, conectivo, muscular y nervioso 
(Bassan y D’ottavio, 2012; Slack, 2013). El tejido epitelial incluye a todas las células de revestimiento o 
glandulares. Este tejido se clasifica de acuerdo al número de capas que posee (simple, estratificado) y por 
la forma de las células que lo conforman (escamoso, cúbico y cilíndrico). Por otra parte, el tejido conectivo 
7 
 
como su nombre lo indica, está constituido por células especializadas para la unión o sostén entre otros 
tejidos como el epitelial, muscular, etc. y se categoriza en: conectivo embrionario (mesenquimales y 
mucosos), conectivo (laxo, denso, reticular, elástico y adiposo), cartílago, hueso, sangre y médula ósea. El 
tejido muscular, formado por células contráctiles llamadas miocitos, se divide en tres tipos: liso, cardíaco 
y esquelético. Estos últimos llamados también estriados, debido a que sus células poseen estriaciones 
transversales. El músculo liso, deriva su nombre de la ausencia de estas estriaciones y este se puede 
encontrar en el sistema digestivo, los vasos sanguíneos, entre otros. Tanto el músculo cardiaco como el 
liso se contraen de forma involuntaria, mientras que el estriado esquelético es voluntario. Finalmente, el 
tejido nervioso incluye diversos tipos de neuronas de diferentes tamaños junto con sus elementos de 
soporte. Tal tejido integra el cerebro, meninges y nervios (Geten et al., 2009; Bacha y Bacha, 2012; Slack, 
2013). 
 
1.4.1 Respuesta celular a enfermedades 
Cuando las células que componen los tejidos se exponen a estímulos estresores, responden a través de 
ajustes estructurales y funcionales con el objeto de preservar su viabilidad. Estos estímulos pueden ser 
agentes físicos (térmicos, mecánicos y radiaciones), biológicos (bacterias, virus, etc.), químicos (toxinas y 
contaminantes), deficiencias nutricionales (proteínas, vitaminas y minerales) y alteraciones genéticas 
(Trigo et al., 2004). 
Entre las principales respuestas celulares, se encuentran la hipertrofia (aumento del tamaño de la célula), 
la hiperplasia (aumento del número de células), la atrofia (disminución del tamaño de la célula),la 
metaplasia (sustitución de una célula diferenciada de un determinado tejido por otra célula de un tejido 
diferente) y la displasia (crecimiento celular desorganizado). La mayoría de estas adaptaciones son 
reversibles al corregirse el estímulo desencadenante, pero de no ser así, se puede sobrepasar la capacidad 
adaptativa de la célula generando una lesión, la cual aún se puede revertir. Sin embargo, ante la 
persistencia del factor desencadenante, la lesión pasa a ser irreversible, dando lugar a la muerte celular 
(necrosis) o reproducción descontrolada de células, generando un tumor que puede ser canceroso (Kumar 
et al., 1999; Kumar et al., 2010; Trigo et al., 2004; Miller y Zachary, 2017). 
La apoptosis, es la muerte celular no patológica, regulada por una serie de señales que conducen a la 
disgregación de la célula en fragmentos que se mantienen rodeados por la membrana celular intacta. Sin 
8 
 
embargo, en un escenario patológico, donde las lesiones se han tornado irreversibles, se llega a un punto 
de no retorno para la célula que progresa a la necrosis. Ya sea por hipoxia o cualquier agente que dañe la 
membrana celular (toxinas, etc.), esta pérdida en la integridad de la membrana genera que los 
componentes celulares salgan al espacio extracelular, induciendo la inflamación. Estos cambios celulares 
se distinguen como lesiones en los tejidos, órganos y sistemas, manifestándose en signos clínicos de 
comportamiento y morfológicos característicos de una enfermedad (Miller y Zachary, 2017). 
Para detectar estos cambios, el patólogo posee dos herramientas fundamentales: el examen post mortem 
y la histología. La primera, es el análisis sistemático de órganos y tejidos de un cadáver 
(autopsia/necropsia), con el objeto de identificar alteraciones macroscópicas y tomar muestras de dichos 
tejidos. Por su parte la histología, por medio de la microscopía óptica, permite elucidar las adaptaciones y 
lesiones celulares que presentan los tejidos, imperceptibles a simple vista (Trigo et al., 2004; Leifsson y 
Elvang, 2011). Esta cualidad hace de la histología una herramienta indispensable y de amplio uso en la 
patología humana y veterinaria. 
 
1.5 Diagnóstico 
La palabra diagnóstico (del griego diagnostikós, dia- “a través de”, gnosis- conocimiento y -tico “relativo 
a”) (Rivas-Muñoz, 2008; Real academia española, 2018) generalmente se asocia con el proceso por el cual 
se reconoce, un estado de salud o enfermedad, por medio de una guía que facilita la integración de toda 
la información referente al animal a evaluar (Leatherland, 2006). Esta “guía”, constituye la historia clínica 
del animal, y es un documento (ficha clínica) donde se integra toda la información pertinente del caso, 
iniciando con una reseña de los datos esenciales, como especie, sexo, edad, longitud y peso; así como, los 
datos del propietario y los contactos para su localización. Después de este apartado, se continúa con la 
anamnesis, de los datos actuales del caso como el registro de las anormalidades de comportamiento y 
físicas (signos clínicos) y el tiempo de desarrollo (agudo o crónico). Posteriormente, se registran los 
antecedentes que aportan una mayor comprensión de la situación actual como: datos sanitarios 
(vacunaciones, desparasitaciones), ambientales (temperatura, oxígeno, pH, etc.), nutricionales (dietas, 
régimen alimenticio), fin zootécnico (reproductor, cría) y cualquier información adicional que pueda ser 
recopilada (Noga, 2010; Duguma, 2016). 
9 
 
En el caso de que se remitan organismos vivos para su diagnóstico, la historia clínica se completará con el 
análisis físico del organismo para identificar signos clínicos, y la toma de muestras como biopsias en fresco, 
frotis y cultivos bacteriológicos. Así mismo, si se procede al sacrificio del ejemplar o la recepción del 
cadáver, se opta por un análisis post mortem e histológico, los cuales, pueden proporcionar gran cantidad 
de información acerca de las lesiones macro y microscópicas presentes en los órganos del animal (Noga, 
2010). 
Toda esta información nos dará la pauta para la interpretación de los hallazgos del caso y para emitir un 
diagnóstico presuntivo que será corroborado con los resultados de las técnicas diagnósticas, lo cual se verá 
finalmente traducido a un tratamiento y prevención futura de la enfermedad (Leatherland, 2006). 
 
10 
 
Capítulo 2. Justificación, hipótesis y objetivos 
2.1 Justificación 
El cultivo de Totoaba macdonaldi es una actividad potencialmente importante para el país, tanto por su 
potencial acuícola como para la recuperación de su población silvestre. Sin embargo, como en toda 
piscicultura, las enfermedades son una limitante para la producción, por lo que la salud de los animales es 
una de las principales preocupaciones de los productores. 
El estudio y descripción de la anatomía estructural de células y tejidos representa la base fundamental 
para las investigaciones biológicas. Al comprender la histología de una especie, se abre un abanico de 
posibilidades para poder reconocer cambios o adaptaciones estructurales que se desarrollan en presencia 
de una enfermedad ya sea infecciosa o no infecciosa. 
Para el caso de la Totoaba, cuyo cultivo tiene un desarrollo incipiente, aún se desconoce tanto su histología 
sistémica, como las patologías que se presentan en su producción en cautiverio, y el efecto que las 
enfermedades tienen en el organismo a nivel tisular y sistémico. Por ello, resulta indispensable contar con 
información que permita una mayor comprensión de la condición de los tejidos bajo condiciones 
“normales” es decir, de organismos saludables en cultivo y las respuestas de estos ante un estímulo 
negativo que pueda derivar en una enfermedad. Esta información nos permitirá contribuir con bases 
científicas para el diagnóstico, prevención y control de las enfermedades. 
 
2.2 Hipótesis 
La Totoaba macdonaldi bajo condiciones de cultivo en laboratorio presentará características tisulares 
sistémicas consideradas normales, mismas que podrán verse alteradas como respuesta ante 
enfermedades infecciosas y no infecciosas. 
 
11 
 
2.3 Objetivos 
2.3.1 Objetivo general 
Determinar la condición normal de los tejidos de las larvas y juveniles de Totoaba macdonaldi y sus 
alteraciones ante la presencia de enfermedades infecciosas y no infecciosas, durante la operación de su 
cultivo en el laboratorio. 
 
2.3.2. Objetivos específicos 
• Describir las condiciones histológicas de larvas y juveniles saludables durante la operación del 
cultivo de Totoaba macdonaldi. 
• Describir las condiciones histopatológicas de juveniles de T. macdonaldi afectadas por un evento 
de mortalidad. 
• Generar la información básica para la elaboración de un atlas histológico de apoyo veterinario 
para el cultivo de Totoaba macdonaldi en etapa larval y juvenil. 
 
12 
 
Capítulo 3. Metodología 
3.1 Área de estudio y cultivo de Totoaba macdonaldi 
El presente estudio se realizó a partir de muestras de ejemplares obtenidos de las instalaciones de la 
Unidad de Manejo para la Conservación de Vida Silvestre (UMA), para el cultivo de Totoaba macdonaldi, 
en la Facultad de Ciencias Marinas (FCM) de la UABC unidad Sauzal en el municipio de Ensenada, B.C., 
México, a partir de dos eventos de desove acontecidos en el mes de julio de 2018. 
 
3.2 Histología sistémica saludable de larvas y juveniles 
3.2.1 Muestreo de larvas 
Para describir la organogénesis larval se tomaron 30 larvas de manera aleatoria (N= 240 larvas) a partir de 
dos desoves, el primero el 2 y el segundo el 30 julio de 2018. El muestreo inició a partir del primer día 
después de la eclosión y continuó a intervalos que correspondieron a los cambios de alimento de las larvas. 
Del primer desove se recolectaron larvas de 1, 3, 13 y 17 días después de la eclosión (DDE), mientras que, 
del segundo desove se tomaron larvas de 1, 5, 14 y 19 DDE. Elmuestreo llegó hasta esa edad, ya que a 
partir de ese momento se presentaron mortalidades. Las larvas muestreadas fueron cultivadas a un 
intervalo de temperatura de 23-24°C y alimentadas con el protocolo estándar manejado por la UMA de 
UABC. 
 
3.2.2 Muestreo de juveniles 
En enero de 2019, se sacrificaron 8 ejemplares juveniles de 9 meses de edad, de apariencia saludable, 
mediante una sobredosis de 200 mg/L de MS-222 (Metanosulfonato de tricaína, Sigma-Aldrich) en un baño 
de inmersión por 10 minutos hasta el cese del movimiento opercular (Noga, 2010), con el objeto de realizar 
su necropsia y determinar la condición histológica de sus órganos. 
13 
 
Se registró la longitud total del pez y se prosiguió con el protocolo de Ferguson (2013) para realizar la 
necropsia correspondiente, misma que se describe brevemente a continuación: se acomodaron los peces 
sobre su flanco derecho en una superficie anti-adherente, se realizó un corte anterior a la cintura pélvica 
con bisturí, el cual se prolongó con tijeras en dirección a las ramas mandibulares y posteriormente, hacia 
el ano. Se removió la pared abdominal para obtener la ventana de inspección visual y se examinaron los 
órganos internos. Adicionalmente, para su posterior análisis histológico, se tomaron muestras de 
aproximadamente 1 cm3 del corazón, arco branquial, hígado, bazo, tracto gastrointestinal y riñón. La 
muestra de cerebro se tomó, una vez hecho un corte en el cráneo que expuso al órgano. Además, se tomó 
una muestra de piel con músculo epaxial de la zona anterior a la aleta dorsal. 
 
3.2.3 Análisis histológico de larvas y órganos de juveniles 
Tanto las muestras de larvas como de órganos se fijaron con formol amortiguado al 10% (Anexo 1). El 
tiempo de fijación para las larvas fue de 24 h y para los órganos de 48 h. Después de su fijación, ambas 
muestras se transfirieron a alcohol al 70% hasta su análisis. En el caso de los arcos branquiales, estos se 
descalcificaron con una solución de ácido fórmico-formalina por 10 días (Anexo 2) antes de transferirlos a 
alcohol al 70%. 
Antes del procesamiento de las larvas fijadas, se hizo un registro de su longitud total (mm) en un 
estereoscopio (Zeiss Discovery V8) acoplado con una cámara digital (AxioCam ICC 5), utilizando el 
programa Zen lite 2012. Así mismo, para facilitar su visualización durante y después del procesamiento, se 
tiñeron por 15 s con Hematoxilina de Harris (Harris Hematoxylin, Electron Microscopy Sciences) (Figura 1). 
Todas las muestras (órganos y larvas teñidas), se transfirieron a casetes histológicos para someterse a un 
proceso de deshidratación en gradientes alcohólicos, aclaración en benceno e inclusión en parafina en un 
procesador automático de tejidos LEICA TP 1040 (Anexo 3). Al finalizar el procesamiento, se embebieron 
en parafina utilizando un incluidor automático de tejidos LEICA EG 1160 y se realizaron cortes histológicos 
seriados de 5 a 6 μm de grosor con un microtomo LEICA RM2255. Estos se extendieron en un baño de agua 
destilada, grenetina y alcohol a 40°C para fijarse al portaobjetos. Las laminillas se dejaron secar en una 
estufa (Precision Scientific Co, modelo 4) por 24 h a 65°C y se tiñeron utilizando el protocolo de 
Hematoxilina-Eosina (H&E) para diferenciar la estructura celular y tisular. Finalmente, se montaron con un 
cubreobjetos y resina (Cytoseal 60, Thermo Scientific) (Anexo 4). 
14 
 
Figura 1. Protocolo de tinción de Hematoxilina de Harris en larvas de Totoaba macdonaldi. 
 
Las laminillas se observaron en un microscopio (Primo Star, Zeiss) y se fotografiaron con un microscopio 
(Axioplan 2 imaging, Zeiss) acoplado a una cámara digital (AxioCam HRc, Zeiss). Las imágenes se editaron 
con el programa AxioVision 4.0. 
 
3.3 Histología sistémica de organismos expuestos a un evento de vibriosis 
3.3.1 Muestreo de organismos 
En agosto de 2018, se presentó un episodio de mortalidad, del cual, se obtuvieron 3 juveniles moribundos 
de 50 DDE. Los ejemplares presentaron signos clínicos y lesiones en la piel. Los peces se transportaron en 
una hielera con refrigerantes al Laboratorio de Biología y Patología de Organismos Acuáticos del CICESE, 
donde se procedió a registrar la longitud total, así como los cambios morfológicos y la signología externa 
referida anteriormente, misma que fue documentada mediante toma de fotografías. Finalmente, se 
solicitaron los registros de las condiciones ambientales del cultivo para obtener más información sobre el 
episodio. 
 
15 
 
 3.3.2 Análisis bacteriológico 
Los juveniles se identificaron como pez 1, 2 y 3. Estos organismos presentaron lesiones cutáneas, las cuales 
se lavaron de 2 a 3 veces con agua de mar estéril en una caja de Petri, con el propósito de eliminar cualquier 
rastro de materia orgánica o microorganismos. Debido a que las lesiones se presentaron en ubicaciones 
diferentes, el muestreo bacteriológico se realizó de dos maneras. En el pez 1, cuya lesión facilitaba su 
acceso, se hizo un corte con un bisturí estéril en la zona y se introdujo un asa bacteriológica estéril. En los 
peces 2 y 3, la ubicación de la lesión dificultaba la metodología anterior, por lo que se optó por una 
impronta directa sobre las cajas Petri. Las inoculaciones se realizaron en placas con un medio general 
Zobell y selectivo de Tiosulfato Citrato Bilis Sacarosa (TCBS Difco™). Los medios se incubaron a 25°C± 1°C 
(Incubadora Precision 2EG) por 24 h. 
Las colonias bacterianas que crecieron se aislaron por estría cruzada en los mismos medios, 
seleccionándose por morfología colonial, color y dominancia. Las colonias se aislaron hasta obtener un 
solo morfotipo de colonia, incubándose a 25°C± 1°C. 
Para la caracterización bacteriana, se siguieron los protocolos fenotípicos y bioquímicos descritos por 
García-Mendoza (2017). Para la descripción fenotípica de las bacterias por su morfología colonial, se utilizó 
el diagrama de morfologías bacterianas que considera la forma, borde, superficie y color de las colonias. 
Así mismo, se clasificó su morfología microscópica por tinción Gram a las 24 h (Kit de tinción Gram, Azer 
Scientific). También, se realizaron las pruebas bioquímicas de citocromo oxidasa (Reactivo N,N,N,N-
tetrametil-p-fenilendiamina, Sigma-Aldrich) y catalasa (Peróxido de hidrógeno al 3%). 
Posteriormente, las bacterias aisladas se criopreservaron siguiendo el protocolo de Sambrook y Russell 
(2001), que se describe a continuación: Se sembró una colonia de cada aislamiento en medio líquido Luria 
Bertani por 24 h a temperatura ambiente con agitación constante. A partir de este aislado, se tomó un 
inóculo bacteriano de 700 μL, que se homogenizó con 300 μL de glicerina estéril, previamente colocada 
en un criovial identificado (Cryogenic Vial, CORNING®) de 2.0 mL. Los crioviales se congelaron en hielo seco 
y se transportaron al Subsistema Nacional de Recursos Genéticos Acuáticos (SUBNARGENA) en CICESE para 
su almacenamiento en nitrógeno líquido a -196°C. 
 
16 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Metodología del muestreo bacteriológico de las lesiones cutáneas de los juveniles de Totoaba 
macdonaldi. 
 
3.3.2.1 Extracción de ADN bacteriano 
De cada una de las colonias aisladas, se depositó 1 mL de inóculo bacteriano en un tubo de microcentrífuga 
de 1.5 mL (MaxyClear™, Corning Axygen), se centrifugaron a 2,000 rpm (centrifuga 5417R eppendorf) por 
2 minutos de 3 a 4 veces hasta la obtención de un pellet. La extracción de ADN se realizó con el kit Qiagen 
siguiendo el protocolo del reglamento de la UE N° 175/2012. Posteriormente, se verificó la integridad y 
calidad del ADN extraído en un gel de agarosa al 0.8% (Apex™), mezclando 1.5 μL del colorante de carga 
5X (xilencianol y azul de bromofenol en Ficoll) con 8 μL de ADN. Se utilizó el Súper Buffer para la cámara 
de electroforesis aplicando 100 voltios por una 1 h. Transcurrido este tiempo, se retiró el gel de la cámara 
y se tiñó con GelRed(Biotum) por 10 minutos y se observó en un transiluminador (Modelo M-20E). 
 
3.3.2.2 Amplificación del gen 16S por medio de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) 
Se utilizaron los oligonucleótidos fd1 (5’-ccgaattcgtcgacaacAGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3’) y rP2 (5’-
cccgggatccaagcttACGGCTACCTTGTTACGACTT-3’) que amplifica el gen 16S (1500 pb). La reacción de PCR 
fue a 25µL con las siguientes concentraciones: amortiguador 1X con MgCl2 1.5 mM, 100 µM de dNTP’s, 1 
H
2
O de mar estéril 
2-3 lavados 
Muestreo con asa bacteriológica 
Impronta directa en la placa 
Siembra en medio 
Zobell y TCBS 
17 
 
µM de los oligo sentido y antisentido (Eton Bioscience y Alpha DNA), 1 U de Taq DNA polimerasa (APEX™) 
y 700 ng de ADN. Para la reacción de PCR se utilizó un termociclador (Apollo Modelo #ATC201) con las 
condiciones de amplificación descritas por Devereux y Wilkinson (2004) y que se resumen a continuación: 
desnaturalización inicial a 95°C por 2 min, 35 ciclos de 95°C por 20 s, alineamiento a 55°C por 20 s, 
extensión a 72°C por 20 s, y una extensión final a 72°C por 2 min. 
La corroboración de la amplificación de las muestras se realizó por electroforesis en un gel de agarosa al 
1.2%, donde se utilizó un volumen de 8 µL de muestra y 1.5 µL de marcador de referencia de 100 a 1013 
pb. Se utilizó solución amortiguadora Súper Buffer 1X y se aplicó una carga de 100 voltios por 1 hora. 
Finalmente, el gel se tiñó con la solución de GelRed por 10 minutos y se observó en un transiluminador. 
 
3.3.2.3 Secuenciación parcial del gen 16S 
Las muestras de PCR amplificadas se enviaron a secuenciar al laboratorio Eton Bioscience, Inc., localizado 
en San Diego, Estados Unidos. La secuenciación fue parcial utilizando el oligo sentido con el que se 
amplificó respectivamente cada muestra. Las secuencias se analizaron con el software MEGA7 y se 
compararon en la base de datos del GenBank del gen 16S rRNA por medio del BLAST (Basic Local Alignment 
Search Tool), esto con el fin de identificar la identidad, cobertura y similitud con otras secuencias. 
 
3.3.3 Análisis histológico 
Para evitar cualquier cambio autolítico, los organismos de longitud total <6 cm se fijaron completos; y los 
>6 cm, se les abrió la ventana de inspección de acuerdo con el procedimiento descrito en el punto 3.2.2. 
Los tres ejemplares se fijaron en la solución Davidson por 7 días (Anexo 5). Posteriormente, se pasaron a 
la solución descalcificadora de ácido fórmico-formalina y finalmente se transfirieron a alcohol al 70% hasta 
su análisis. 
Para su procesamiento, a los organismos <6 cm (fijados completamente), se les retiró el pedúnculo caudal 
y se hizo un corte sagital para incorporarse en los casetes histológicos. Mientras que, a los organismos >6 
cm (con ventana de inspección), se les seccionaron los órganos y se colocaron en casetes debidamente 
18 
 
identificados. Así mismo, a los 3 juveniles se les seccionó la porción de la lesión y se colocaron en casetes 
separados. 
El procesamiento de estas muestras se realizó mediante el protocolo histológico descrito en el punto 3.2.3 
(Anexo 3 y 4). Después, las laminillas se observaron con un microscopio (Primo Star, Zeiss) y se 
fotografiaron con un microscopio (Axioplan 2 imaging, Zeiss) con una cámara digital (AxioCam HRc, Zeiss). 
Las imágenes se editaron con el programa AxioVision 4.0. 
 
19 
 
Capítulo 4. Resultados 
4.1 Histología sistémica de larvas de 1 a 19 DDE 
Las características macroscópicas de la anatomía de las larvas fijadas de 1 a 19 DDE se muestran en las 
figuras 3 y 4. Mientras que la morfología interna, se evidencia en las secciones histológicas con relación a 
su longitud y edad. 
Al primer día después de la eclosión (2.58 ± 0.03 mm LT), se observó un saco vitelino prominente con un 
vitelo eosinofílico e inclusiones lipídicas. Así mismo, la notocorda, compuesta por células turgentes, se 
encontró posicionada bajo lo que será la médula espinal. El ojo y el sistema nervioso central (SNC), también 
se encuentran en desarrollo. El tracto gastrointestinal (TGI) está compuesto por un tubo digestivo simple, 
dorsal al saco vitelino, con una curvatura hacia la región ventral y sin aberturas al exterior. Por otra parte, 
las larvas tienen una aleta marginal primordial (AMP) o “primordial marginal finfold” formada por células 
esféricas con un núcleo periférico y células escamosas, que las delimita de su entorno (Figura 5). 
Posteriormente la AMP dará origen a los radios o leptpidotriguias de las aletas. 
A los 3 DDE (2.14 ± 0.03 mm LT), ya no fueron perceptibles el vitelo ni la gota de aceite. Así mismo, las 
larvas ya poseen las aberturas naturales (boca y ano), y el tracto gastrointestinal se ha dividido en 
bucofaringe, esófago e intestino. Se observa el páncreas exocrino, adosado al intestino, con células que 
contienen gránulos eosinofílicos. El SNC se aprecia más diferenciado, se pueden distinguir el encéfalo y la 
médula espinal (Figura 6A). En la retina, ya son perceptibles las diversas capas que la componen, mismas 
que se describirán más adelante. Se aprecian los arcos branquiales compuestos por cartílago hialino; y los 
túbulos renales del riñón en desarrollo, dorsales a la vejiga natatoria (Figura 6B). 
 
20 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3. Anatomía macroscópica de las larvas de Totoaba macdonaldi de diferentes edades. A. Larva de 1 DDE (LT 2.58 ± 0.03 mm) se observa la aleta marginal 
primordial (AMP), la boca y el ano cerrados, destacan la estructura interna del ojo (O) poco diferenciada, el prominente saco vitelino (SV), la gota de aceite (G), el tracto 
digestivo (TD) indiferenciado y una zona pigmentada hacia la mitad del cuerpo (ZP). B. Larva de 3 DDE (LT 2.14 ± 0.03 mm) se aprecia el desarrollo del sistema nervioso 
central por una protuberancia en la zona cefálica (E). Así mismo, la boca (B) ya está abierta, la estructura interna del ojo aún se ve poco diferenciada y el TD se observa 
más desarrollado. C. Larva de 5 DDE (LT 3.4 ± 0.05 mm) el vitelo se ha absorbido en su totalidad, el encéfalo se ve más desarrollado, el interior de los ojos aún no muestra 
diferenciación clara, mientras que la boca y el tracto digestivo se ven más desarrollados. D. Larva de 13 DDE (LT 4.86 ± 0.2 mm) se observa la aleta caudal (AC) más 
desarrollada y los ojos se aprecian diferenciados y pigmentados. 
SV 
G TD O 
A 
TD 
E 
B 
O 
B 
B 
O 
TD
D 
E 
C D 
AC 
O 
B ZP 
AMP AMP 
21 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4. Anatomía macroscópica de larvas de Totoaba macdonaldi. A. Larva de 14 DDE (LT 4.89 ± 0.1 mm) se aprecia el opérculo (OP) que contiene las branquias y 
siguen presentándose zonas muy pigmentadas (ZP). B. Larva de 17 DDE (LT 6.57 ± 0.3 mm) es evidente la presencia de cromatóforos (C). C y D. Larva de 19 DDE (LT 5.95 
± 0.2 mm), se observa una mayor presencia de C y la diferenciación de la aleta dorsal (AD) y anal (AA) en proceso. Flechas cortas señalan los cromatóforos.
C 
B 
D 
A 
OP ZP 
AC 
ZP 
C 
AD 
AA 
AA 
AD 
22 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5. Corte histológico dorso sagital de una larva de Totoaba macdonaldi de 1 DDE. Abreviaturas: (AMP) aleta 
marginal primordial;(G) gota de aceite; (MI) miotomos; (N) notocorda; (O) ojo con estructuras internas poco 
diferenciadas; (SNC) sistema nervioso central; (SV) saco vitelino; (TD) tracto digestivo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Corte histológico sagital una larva de Totoaba macdonaldi de 3 DDE. A. Imagen completa en dónde se 
señalan las estructuras más evidentes. B. Acercamiento la región anterior. Abreviaturas: (AB) arcos branquiales; (E) 
encéfalo; (IA) intestino anterior; (IP) intestino posterior; (ME) médula espinal; (MI) miotomos; (N) notocorda; (O) 
ojo; (PE) páncreas exocrino; (R) riñón; (VN), vejiga natatoria; (VI), válvula intestinal.
200um