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genética molecular: 
fundamentos y actividades prácticas 
serie textos de apoyo a la docencia
free ebooks
Número 49
Diciembre 2021
isbn: 978-956-6067-15-3
editorial universidad católica del maule 
Av. San Miguel 3605, Talca , Chile
ediciones@ucm.cl
Dirección Editorial: José Tomás Labarthe
Edición: Darío Piña
Diseño y diagramación: Javier Tiznado 
Dr. Luis Pastenes Opazo | Prof. Lorena Quezada Muñoz | 
Prof. Cristóbal Aravena Araya | Dra. Marta Fuentealba Cruz
Genética molecular: Fundamentos y actividades prácticas
Materias: Genética molecular, Biomoléculas, 
Ácidos Nucleicos, ADN, ARN, Proteínas.
Talca, Chile, Ediciones ucm, 2021, Primera Edición
La serie Textos de Apoyo a la Docencia (TAD) se presenta liberada para los lectores 
hispanoamericanos dado el compromiso que la Universidad Católica del Maule adopta 
con la difusión social del conocimiento. Todos los derechos reservados. Se autoriza su 
descarga y se autoriza su reproducción para fines académicos debiendo mencionarse 
la fuente editorial.
3 | genética molecular
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4 | genética molecular
Prólogo
Introducción
Capítulo 1
Ácidos nucleicos
Capítulo 2
Proteínas
Glosario
Referencias bibliográficas
6 | genética molecular
Luis Pastenes Opazo 
Ingeniero en Biotecnología Molecular (Universidad de Chile). Doctor en 
Ciencias Silvoagropecuarias y Veterinarias (Universidad de Chile). Investi-
gador postdoctoral en el Centro de Regulación del Genoma (CRG-FONDAP). 
Académico de la Universidad Católica del Maule desde el 2016, donde dicta 
las asignaturas de Genética y Biología Molecular. Realiza investigación en 
las áreas de genética, evolución y conservación biológica. Autor y coautor 
de numerosos artículos científicos.
Lorena Quezada Muñoz 
Profesora de Ciencias mención Biología de la Universidad Católica del 
Maule, titulada en el 2017. Actualmente trabaja como profesora de 
Ciencias en el Instituto Politécnico Ireneo Badilla Fuentes de Linares, 
desde el 2018. En este establecimiento educacional dicta las asignaturas 
de Biología, Química, Física y Ciencias para la ciudadanía.
Cristóbal Aravena Araya 
Profesor de Ciencias mención Biología de la Universidad Católica del 
Maule, titulado en el 2017. Actualmente trabaja como profesor de Cien-
cias en el Colegio Juan Salvador College de San Javier, donde dicta las 
asignaturas de Ciencias Naturales, Química y Física. 
Marta Fuentealba Cruz 
Licenciada en Ciencias Biológicas (Pontificia Universidad Católica de 
Chile). Magíster en Ciencias mención Zoología (Universidad de Concep-
ción). Doctora en Ciencias Ambientales (Universidad de Concepción). 
Académica de la Universidad Católica del Maule desde el 2001. Autora 
y coautora de numerosos artículos científicos, además de cuatro Textos 
de Apoyo a la Docencia del área de las ciencias biológicas y ciencias 
ambientales.
7 | genética molecularVolver al índice
Prólogo
8 | genética molecular
Prólogo
La genética molecular es la rama de la genética que estudia la estruc-
tura, la organización y la función de la información genética a nivel 
molecular, e intenta explicar los mecanismos de la vida a partir de 
las propiedades macromoleculares que los sustentan. En particular, 
esta disciplina estudia los mecanismos de herencia y variación a nivel 
molecular, centrándose en el flujo y la regulación de la información 
genética entre las macromoléculas ADN, ARN y proteínas.
El objetivo principal del presente texto es fortalecer el proceso 
formativo inicial en las carreras de Pedagogía de nuestra universidad, ya 
que el estudio de la genética molecular es fundamental en el Proyecto 
Formativo de Pedagogía en Ciencias con Mención. También será de 
ayuda en las carreras de Pedagogía en Educación Básica con Mención 
y Pedagogía en Educación Física. Asimismo, la enseñanza de la genética 
molecular es relevante para otras carreras vinculadas a las ciencias 
biológicas de la Universidad Católica del Maule, tales como Agronomía, 
Bioingeniería Médica, Enfermería, Ingeniería en Biotecnología, Ingeniería 
en Recursos Naturales, Medicina, Nutrición y Dietética, Química y Far-
macia, y Tecnología Médica con Mención. Este texto podrá utilizarse en 
asignaturas tales como Biología General, Biología Celular, Bioquímica, 
Genética, Biología Molecular y Mejoramiento Genético, entre otras. Ade-
más, este libro también podrá ser utilizado por carreras y asignaturas 
de otras universidades que desarrollen temáticas afines.
El presente documento ha sido elaborado a partir de un Seminario 
de Grado y Título Profesional de la carrera de Pedagogía en Ciencias, 
para complementar la labor docente y fortalecer los aprendizajes de los 
estudiantes, con la finalidad de transformarse en una ayuda efectiva, en 
aspectos teóricos como prácticos, para la comprensión de la genética 
molecular. Cada capítulo contiene las competencias por desarrollar, así 
como una síntesis histórica (indicando el avance del conocimiento en 
el área), aspectos de la estructura química, la organización y la función 
9 | genética molecular
de las macromoléculas ADN, ARN y proteínas, junto con actividades 
prácticas y un breve cuestionario con preguntas para discusión y au-
toevaluación, con el objeto de que los estudiantes puedan evaluar su 
dominio del material presentado en cada capítulo. Además, se incluye 
un glosario con vocabulario básico acerca de esta disciplina.
Por otra parte, es relevante destacar la importancia de generar 
material educativo en equidad de género, como es el caso del presen-
te texto, lo cual está en consonancia con lo que establece la Agenda 
2030. La igualdad de género es una prioridad mundial estrechamente 
ligada a los esfuerzos de la Unesco para promocionar el derecho a la 
educación y lograr los Objetivos de Desarrollo Sostenible (ODS), los 
cuales se expresan claramente en el ODS 4, cuyo fin es “garantizar una 
educación inclusiva, equitativa y de calidad, y promover oportunidades 
de aprendizaje a lo largo de la vida para todos”, y el ODS 5 que tiene 
como finalidad “lograr la igualdad entre los géneros y empoderar a 
todas las mujeres y las niñas”. Con estos lineamientos se pretende 
impulsar sociedades sostenibles y con ello beneficiar a la humanidad 
en su conjunto.
Finalmente, esperamos que este texto pueda ser de utilidad para 
estudiantes, ayudantes y colegas que deseen hacer uso del mismo, ya 
sea en clases o como medio de consulta.
10 | genética molecular
Introducción
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11 | genética molecular
Introducción
Las moléculas biológicas (también llamadas biomoléculas) son es-
tructuras químicas que se encuentran cohesionadas entre sí gracias 
a uniones débiles y fuertes, llamadas enlaces químicos, los cuales 
permiten mantener la estructura y funcionalidad de estas. Los enlaces 
fuertes son uniones covalentes entre dos átomos que comparten elec-
trones en el último nivel de energía para alcanzar el octeto estable. Los 
enlaces débiles son interacciones no covalentes, de suma importancia, 
ya que permiten una estabilidad correcta de las estructuras para la 
realización de sus distintas funciones moleculares. Existen diversas y 
numerosas biomoléculas, sin embargo, en este texto nos centraremos 
exclusivamente en el estudio de dos moléculas biológicas de gran 
tamaño molecular, los ácidos nucleicos y las proteínas.
Los ácidos nucleicos son un tipo importante de macromoléculas 
presentes en todas las células y virus. Las funciones de los ácidos 
nucleicos tienen relación con el almacenamiento y la expresión de 
información genética. Existen dos tipos de ácidos nucleicos consti-
tuyentes de los organismos, el ácido desoxirribonucleico (ADN) y el 
ácido ribonucleico (ARN). El ADN es un largo polímero compuesto de 
subunidades o monómeros llamados desoxirribonucleótidos, los cuales 
están conformadospor tres moléculas distintivas, a saber, una base 
nitrogenada, una pentosa “desoxirribosa” y un grupo fosfato. El ADN es el 
material hereditario, es decir, es la molécula portadora de la información 
genética en la gran mayoría de los seres vivos conocidos. La molé-
cula de ADN puede experimentar cuatro propiedades fundamentales 
que son la replicación, el almacenaje de información, la mutación y 
la expresión de su información. En el proceso de expresión, el ADN 
transcribe su información genética a moléculas de ARN. El ARN es un 
polímero compuesto de monómeros ribonucleótidos, los cuales están 
conformados por tres tipos de moléculas, a saber, una base nitrogenada, 
una pentosa “ribosa” y un grupo fosfato. Se conocen diferentes tipos de 
12 | genética molecular
ARN, dependiendo de su función, tales como el ARN mensajero (ARNm), 
el ARN de transferencia (ARNt), el ARN ribosómico (ARNr) y varios otros 
más, los cuales se revisarán en la sección correspondiente. La expresión 
de la información genética continúa cuando el ARNm es traducido por 
los ribosomas para formar proteínas, colaborando en tal proceso los 
ARNr y ARNt.
Las proteínas son macromoléculas biológicas de elevado peso 
molecular, constituidas básicamente por carbono, hidrógeno, oxígeno 
y nitrógeno, aunque también pueden contener azufre y, en menor 
proporción, hierro, cobre, magnesio y yodo, entre otros átomos. Las 
proteínas están formadas por monómeros llamados aminoácidos que 
se unen entre sí por enlaces peptídicos. Además, se ensamblan de muy 
diversas formas, por lo cual sirven como componentes estructurales de 
las células y los tejidos. Por este motivo, el crecimiento y la reparación, 
así como la conservación del organismo, dependen del aporte adecuado 
de estas macromoléculas. La mayor parte de las enzimas son proteínas, 
las cuales corresponden a macromoléculas que aceleran las reacciones 
químicas en los organismos. Los componentes proteínicos de una célula 
son la clave de las actividades biológicas de esta. La mayor parte de 
las proteínas son específicas para cada especie; inclusive algunas 
difieren de un individuo a otro en la misma especie. Aunque es común 
que los individuos tengan muchas proteínas idénticas, cada individuo 
es bioquímicamente único, ya que no hay dos que tengan todas las 
proteínas idénticas, a menos que sean genéticamente idénticos.
Para comprender los procesos celulares que se llevan a cabo en 
nuestro organismo y otras formas de vida, es necesario estudiar en 
detalle los ácidos nucleicos y las proteínas.
13 | genética molecular
Capítulo 1
Ácidos nucleicos
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14 | genética molecular
Capítulo 1: Ácidos nucleicos
1.1. Competencias por desarrollar
• Analizar la estructura y organización de los ácidos nucleicos, ADN y 
ARN, así como sus mecanismos de síntesis, expresión y regulación, 
tanto en organismos procariotas como eucariotas, en coherencia 
con el proceso formativo inicial de las carreras de Pedagogía de la 
Universidad Católica del Maule y de las actividades curriculares de 
otros proyectos formativos del área biológica. 
• Comprender las principales técnicas empleadas en el estudio 
de los ácidos nucleicos, así como su utilidad y limitaciones, para 
facilitar explicaciones científicas y tecnológicas en estudiantes de 
la enseñanza superior.
1.2. Síntesis histórica de los ácidos nucleicos
A continuación, se presenta un resumen cronológico con los principales 
hitos y/o descubrimientos relacionados al estudio de los ácidos nucleicos:
Año Hito/descubrimiento histórico
1848 Wilhelm Hofmeister observó núcleos en división, encon-
trando pequeñas partículas al interior de ellos (genes).
1869 Friedrich Miescher descubrió en el núcleo celular una 
sustancia rica en carbono, hidrógeno, oxígeno, nitrógeno y de 
porcentaje elevado en fósforo, a la que llamó nucleína.
1874 Jules Piccard aisló ácidos nucleicos y descubrió el 
nucleótido guanina.
15 | genética molecular
1876 Oscar Hertwig descubrió el proceso de meiosis.
1879 Walther Flemming desarrolló tinciones para observar 
el núcleo celular.
1879 Albrecht Kossel obtuvo bases nitrogenadas xantina e 
hipoxantina de núcleos de levadura.
1881 Edward Zacharias evidenció que la naturaleza química 
de los cromosomas era la nucleína.
1883 Wilhelm Roux especuló sobre que los cromosomas eran 
los portadores de la herencia.
1885 Albrecht Kossel identificó el nucleótido adenina en los 
ácidos nucleicos y evidenció que puede convertirse en hipoxantina.
1887 Theodor Boveri descubrió el centrosoma.
1887 Robert Feulgen desarrolló la tinción de Feulgen para 
observar la mitosis.
1888 Wilhelm Waldeyer bautizó como “cromosomas” a los 
filamentos en que se agrupaba la cromatina en la mitosis.
1889 Hugo de Vries acuñó el término “pangen” para la par-
tícula que se encargaba de heredar características de los seres 
vivos.
1889 Richard Altmann purificó material genético nuclear libre 
de proteínas y acuñó el término “ácido nucleico”.
16 | genética molecular
1889 August Weismann asoció los términos “herencia” y 
“cromosomas”.
1891 Albrecht Kossel identificó un azúcar en los ácidos 
nucleicos.
1894 Einar Hammarsten estableció que el azúcar es una 
pentosa reductora.
1894 Albrecht Kossel y Albert Neumann aislaron el nucleótido 
timina.
1900 Phoebus Levene comprobó que las nucleínas se encon 
traban en todas las células animales analizadas.
1901 Alberto Ascoli aisló el nucleótido uracilo.
1902 Walter S. Sutton propuso evidencia experimental de 
que los genes de Mendel son unidades físicas localizadas en los 
cromosomas.
1902 Los trabajos por separado de Sutton y Boveri llevaron a 
proponer la “Teoría cromosómica de la herencia”.
1902 Kossel, Steudel y Levene identificaron el nucleótido 
citosina.
1909 Phoebus Levene evidenció que los ácidos nucleicos 
estaban compuestos de una pentosa, ácido fosfórico y bases 
nitrogenadas. Ese mismo año aisló la ribosa, una aldopentosa 
(monosacárido) de cinco átomos de carbono presente en el ARN.
17 | genética molecular
1909 Wilhelm Johannsen acuñó el término “gen” para des-
cribir estas unidades fundamentales, físicas y funcionales de la 
herencia.
1910 Thomas H. Morgan descubrió que algunos caracteres se 
heredaban ligados al sexo (estudió el color de ojos en la mosca 
del vinagre, Drosophila melanogaster).
1919 Phoebus Levene descubrió que los nucleótidos están 
formados por una base nitrogenada, un azúcar y un grupo fosfato.
1928 Frederick Griffith experimentó con bacterias virulentas 
y postuló que existe un “principio transformante” que transforma 
bacterias no virulentas en virulentas.
1928 Thomas H. Morgan postuló que el ADN es la molécula 
de la herencia y podría ser transferido entre individuos.
1929 Phoebus Levene aisló la desoxirribosa, una pentosa 
derivada de la ribosa que ha perdido un átomo de oxígeno en su 
carbono 2’ (2’-desoxirribosa) y que está presente en el ADN.
1930 Levene y Kossel comprobaron que la nucleína de Frie-
drich Miescher es un ácido desoxirribonucleico.
1939 Se descubrió el papel del ARN en la síntesis de proteínas.
1944 Oswald Avery, Colin MacLeod y Maclyn McCarty descu-
brieron que el “principio transformante” de Frederick Griffith es 
el ADN.
18 | genética molecular
1949 Erwin Chargaff descubrió en el ADN que las bases 
nitrogenadas purinas se encuentran en la misma cantidad que 
las pirimidinas (“Ley de Chargaff”).
1952 Alfred Hershey y Martha Chase comprobaron que el 
bacteriófago T2 lleva la información genética en su ADN.
1952 Rosalind Franklin fotografió, por difracción de rayos X, 
una cadena de ADN.
1953 James Watson y Francis Crick propusieron el modelo 
de la doble hélice del ADN.
1955 Joe Hin Tjio descubrió que el número de cromosomas 
en el humano es 46.
1958 Severo Ochoa descubrió el mecanismo de síntesis del 
ARN.
1965 Robert W. Holley descubrió el ARN de transferencia.
1967 Carl Woese descubrió las propiedades catalíticas del 
ARN.
1972 Walter Fiers y su equipo determinaron la secuenciacompleta del genoma (ARN) del bacteriófago MS2.
1972 Richard J. Roberts y Phillip Sharp descubrieron que los 
genes se pueden dividir en segmentos, haciendo posible que un 
solo gen pueda codificar para varias proteínas.
19 | genética molecular
1990 Se descubrió que el ARN de interferencia puede silenciar 
la expresión de los genes.
1990 Se descubrieron los micro-ARNs, los cuales correspon-
den a pequeñas cadenas de ARN no codificante con funciones de 
regulación postranscripcional.
2003 El Proyecto Genoma Humano completó la secuencia total 
del genoma humano.
2012 Surge la edición genética vía mecanismo CRISPR-Cas9, 
una tecnología innovadora para la edición genómica de forma 
directa y precisa.
1.3. Estructura química y organización de los ácidos nucleicos
Los ácidos nucleicos son polímeros formados por monómeros llama-
dos nucleótidos, mediante uniones covalentes denominadas enlaces 
nucleotídicos. Cada nucleótido se conforma por un “grupo fosfato”, 
un monosacárido de cinco átomos de carbono denominado “pentosa” 
y una “base nitrogenada” (fig. 1.1). Una diferencia fundamental entre 
un nucleótido de ADN y otro de ARN es que en el primero la pentosa 
carece del grupo hidroxilo (–OH) en su carbono 2’ (i.e., 2’-desoxirribosa), 
mientras que en el segundo sí está presente (i.e., 2’-ribosa) (Watson y 
cols., 2014).
20 | genética molecular
Figura 1.1. Estructura química de un nucleótido (5’-monofosfato de adenina), confor-
mado por el grupo fosfato, el monosacárido pentosa y la base nitrogenada. Nótese 
en la pentosa, la unión de la base nitrogenada al carbono 1’ (flecha negra), conocido 
como enlace N-glucosídico, y la unión del grupo fosfato al carbono 5’. A) 2’-desoxirri-
bonucleótido de adenina. B) 2’-ribonucleótido de adenina.
En los nucleótidos, el grupo funcional que varía es la base nitrogenada. 
Las bases nitrogenadas pueden ser purinas (bases púricas) o pirimidinas 
(bases pirimídicas), respecto al número de anillos nitrogenados que las 
conforman. Las purinas tienen dos anillos y corresponden a adenina (A) 
y guanina (G), tanto para el ADN como el ARN. 
Las pirimidinas poseen un solo anillo, siendo citosina (C) y timina 
(T) para el ADN, y uracilo (U), en vez de timina, para el ARN. Asimismo, 
los nucleótidos se unen entre sí formando largas cadenas mediante 
enlaces covalentes entre el grupo –OH del carbono 3’ de la pentosa del 
primer nucleótido y el grupo fosfato unido al carbono 5’ de la pentosa 
del segundo nucleótido (fig. 1.2). Es por ello que esta unión se conoce 
como enlace 3’-5’-fosfodiéster (Watson y cols., 2014).
21 | genética molecular
Figura 1.2. Estructura de un polirribonucleótido (5’-adenina-citosina-guanina-3’). 
Nótese el enlace nucleotídico (i.e., enlace 3’-5’-fosfodiéster) que permite la unión de 
un nucleótido con otro.
Sin embargo, todo este cúmulo de información no fue suficiente para 
responder cómo era la estructura molecular de los ácidos nucleicos 
y en especial del ADN. En este sentido, un gran resultado se dió en el 
año 1952, cuando Rosalind Franklin y Maurice Wilkins lograron capturar 
en una película fotográfica la difracción de rayos X producida por la 
estructura del ADN (fig. 1.3). Esta hazaña permitió apreciar la forma 
helicoidal bicatenaria del ADN (Watson y cols., 2014).
22 | genética molecular
Posteriormente, James Watson y Francis Crick (1953), a partir de 
los hallazgos de Franklin y Wilkins, pudieron demostrar la existencia de 
una cadena complementaria de ADN. De esta manera, ellos presentaron 
un modelo de la estructura de doble hebra (bicatenaria) helicoidal del 
ADN. 
Este modelo describe cómo una cadena de ADN se une a otra, 
llamada cadena complementaria, a través de enlaces de hidrógeno 
(puentes de H) que se establecen entre las bases nitrogenadas com-
plementarias. Citosina y guanina interactúan mediante tres puentes de 
H, mientras que timina y adenina lo hacen por dos puentes de H (fig. 
1.4) (Klug y cols., 2011)
.
Figura 1.3. Fotografía que muestra la difracción de rayos X producida por la estructura 
del ADN. Se observa la forma helicoidal (forma en X) del ADN bicatenario. (Modificado 
de Klug y cols., 2011).
23 | genética molecular
Figura 1.4. A) Modelo de la doble hélice de ADN propuesto por Watson y Crick. Las 
hebras en forma de cinta representan los esqueletos de pentosa-fosfato y los peldaños 
horizontales representan los pares de bases nitrogenadas, de los cuales hay diez por 
giro completo. B) Vista detallada que representa las bases, azúcares, fosfatos y enlaces 
de hidrógeno de la doble hélice. C) Esquema de la disposición antiparalela de las dos 
cadenas y el apilamiento horizontal de las bases. (Modificado de Klug y cols., 2011).
24 | genética molecular
Por el contrario, el ARN es una molécula de cadena simple (mono-
catenario) y está constituido por las mismas bases nitrogenadas que 
conforman al ADN, a excepción de timina, la cual es reemplazada por 
uracilo. Otra diferencia es que su monosacárido estructural es una 
2’-ribosa. Al igual que en el ADN, los nucleótidos del ARN se unen entre sí 
para formar un polímero a través de enlaces 3’-5’-fosfodiéster (Watson 
y cols., 2014).
En cuanto a la organización de los ácidos nucleicos, podemos 
señalar que el ADN puede adoptar una forma estructural lineal o circular. 
La forma circular del ADN es una conformación característica que se 
puede observar en células procariotas y en plásmidos, mitocondrias, 
cloroplastos y algunos virus. Esta forma de ADN se presenta como una 
doble hélice superenrollada, con sus extremos cerrados, generalmente 
levógira, y más resistente a la desnaturalización que las moléculas 
lineales. En particular, los plásmidos son pequeñas moléculas circulares 
de ADN extracromosómico posibles de encontrar en las bacterias, los 
cuales se replican de forma independiente al cromosoma, portan genes 
de ventaja selectiva (v.g., resistencia, virulencia y fertilidad) y pueden 
pasar de una bacteria a otra combinándose con el ADN de la bacteria 
huésped, mecanismo conocido como transferencia horizontal de genes 
(Beas y cols., 2009).
El ADN eucariota es una macromolécula lineal, en la cual cada cro-
mosoma es una única hebra bicatenaria helicoidal y donde cada extremo 
de la hebra contiene ADN telomérico con función protectora. Existen 
diversas formas de ADN lineal, pudiéndose encontrar en el genoma 
humano, por ejemplo, tres conformaciones estructurales diferentes (i.e., 
ADN-A, ADN-B y ADN-Z). El ADN-B es la forma más común de este ácido 
nucleico (fig. 1.4), exhibiendo una estructura dextrógira (i.e., giro hacia la 
derecha), con diez pares de bases por giro completo. La forma ADN-A 
también es dextrógira y posee once pares de bases por giro completo. 
En los núcleos eucariotas, el ADN se encuentra compactado 
debido a que es una molécula extremadamente grande (v.g., el genoma 
25 | genética molecular
humano posee más de tres mil millones de pares de bases, con casi 
dos metros lineales de longitud). A esta compactación se le denomina 
“empaquetamiento de ADN”, el cual presenta diferentes niveles (fig. 
1.5). En el primer nivel de compactación, la doble hélice de ADN da dos 
vueltas alrededor de una estructura formada por ocho proteínas histó-
nicas (octámero), conformando una estructura llamada “nucleosoma”. El 
octámero está formado por dos moléculas de cada una de las histonas 
H2a, H2b, H3 y H4. Entre cada nucleosoma se intercala una proteína de 
espaciamiento (histona H1). En esta configuración el ADN forma una 
estructura parecida a un “collar de cuentas”. En el segundo nivel de 
empaquetamiento, los nucleosomas se asocian de a seis, formando una 
estructura mucho más compacta llamada “solenoide”. Los solenoides 
vuelven a compactarse dando origen a la “hebra de cromatina”, que es 
el tercer nivel de compactación. En el cuarto nivel de compactación, la 
hebra de cromatina vuelve a enrollarse sobre sí misma, llegando a una 
compactación de unas cincuenta mil veces y formando así la estructurade los cromosomas. Por el contrario, la compactación del ADN bacte-
riano no origina estructuras regulares en forma de nucleosomas (Klug 
y cols., 2011).
26 | genética molecular
Figura 1.5. Modelo de organización entre histonas y ADN en el nucleosoma, esque-
matizando la manera en que la fibra de cromatina se enrollaría en estructuras más 
condensadas, produciendo así un cromosoma mitótico. El nucleosoma es representado 
por un disco plano de 6 x 11 nm, conformado por ocho histonas (octámero) y ~147 pb 
de ADN. (Modificado de Klug y cols., 2011).
1.4. Replicación, mutación y reparación del ADN
La replicación del ADN nuclear es un mecanismo molecular por el cual 
la doble hélice es capaz de autoduplicarse, generando así una nueva 
27 | genética molecular
cadena complementaria a cada hebra de ADN molde. Durante este 
proceso se deben activar mecanismos que detecten y corrijan daños (i.e., 
mutaciones nucleotídicas) en las nuevas hebras que se han sintetizado.
En los ADN cloroplástico y mitocondrial también sucede el proceso de 
replicación, pero es independiente de la replicación del ADN nuclear, 
es decir, puede o no suceder al mismo tiempo (Watson y cols., 2014).
1.4.1. Replicación del ADN
La síntesis o duplicación de ADN es un proceso de replicación semicon-
servativo y bidireccional. El experimento de Matthew Meselson y Franklin 
Stahl (1958), en el que se utilizó ADN de la bacteria Escherichia coli, 
evidenció que el mecanismo de replicación es de tipo semiconservativo 
(fig. 1.6). Esto significa que cada ADN bicatenario resultante del proceso 
de síntesis conserva una hebra parental (o molde) y presenta una hebra 
hija nueva (Watson y cols., 2014).
28 | genética molecular
Figura 1.6. Experimento de Meselson y Stahl (1958) que evidencia la replicación se-
miconservativa del ADN, donde cada doble hebra resultante de la replicación hereda 
una hebra parental. (Obtenido y modificado de la web. Ver bibliografía).
Durante el proceso de síntesis de ADN se pueden diferenciar tres etapas 
de replicación: iniciación, elongación y terminación.
Iniciación de la replicación
La duplicación del ADN se inicia en un punto llamado “origen de repli-
cación”, el cual es bidireccional. En procariotas existe un solo origen 
de replicación llamado “OriC”, el cual forma parte de la “burbuja de 
replicación”. A partir del origen de replicación se forman dos sitios 
de duplicación del ADN, denominados “horquillas de replicación”, las 
cuales van progresando en ambas direcciones (fig. 1.7). Por el contrario, 
29 | genética molecular
en eucariotas se activan varios sitios de replicación al mismo tiempo, 
llamados “burbujas múltiples de replicación” (Watson y cols., 2014).
Figura 1.7. Modelo de la “burbuja de replicación del ADN”. Nótese la presencia de las 
hebras de ADN molde (en celeste), los cebadores de ARN (en verde) y las nuevas hebras 
de ADN (en violeta). En las hebras retrasadas es posible apreciar los fragmentos de 
Okazaki (en verde-violeta). Las flechas violetas indican la dirección de la replicación 
(5’-3’). (Modificado de © Pearson Education, Inc., 2010).
Se debe considerar que las cadenas que componen a la molécula de 
ADN son antiparalelas, esto es, mientras una va en dirección 5’-3’, la otra 
lo hace en dirección 3’-5’. La replicación siempre sucede en dirección 
5’-3’, por lo que la duplicación es continua solo para una hebra, la cual 
se denomina “cadena adelantada”. Para la otra hebra, la duplicación 
es más lenta, debiéndose generar cebadores (partidores) cada cierto 
intervalo. A esta otra cadena se le denomina “cadena retrasada” y los 
segmentos replicados reciben el nombre de “fragmentos de Okazaki” 
(fig. 1.7). No obstante, la replicación de ambas hebras es de manera 
simultánea (Klug y cols., 2011).
30 | genética molecular
En el modelo de replicación del ADN de Escherichia coli se necesita 
de ADN molde, desoxirribonucleótidos trifosfatados (dNTPs), ADN poli-
merasas, cebadores (partidores) de ARN y otras enzimas y proteínas. 
Este conjunto de elementos recibe el nombre de “replisoma” o complejo 
de replicación. En el origen de replicación se ubicará un partidor, el cual 
corresponde a una secuencia corta de ribonucleótidos sintetizados por 
la ARN primasa y que sirve como iniciador para que la ADN polimerasa 
III (ADN pol III), una polimerasa dependiente de ADN, sintetice una nueva 
cadena de ADN (fig. 1.8). La forma activa de la ADN pol III (holoenzima) 
está formada por un dímero asimétrico de diez subunidades polipeptí-
dicas distintas (tabla 1.1).
Figura 1.8. Modelo estructural de la ADN polimerasa III de Escherichia coli. Nótese 
la síntesis de ADN en dirección 5’-3’, de forma continua para la cadena adelantada y 
discontinua para la cadena rezagada. Además, se muestra la conformación estructural 
(hexámero) de la helicasa. (Modificado de © W. H. Freeman & Company, 2012).
31 | genética molecular
No obstante, lo primero en ocurrir es que una enzima topoisomerasa 
comienza a desenrollar la doble hélice para luego permitir la acción 
de una enzima helicasa, la que va rompiendo puentes de hidrógeno en 
el ADN bicatenario con la consiguiente separación de ambas hebras. 
Existen proteínas de unión a hebra simple (SSB, del inglés single 
strand binding-proteins) que mantienen estabilizadas las cadenas. Luego, 
cebadores de ARN se unen a cada cadena molde para que la ADN pol III 
reconozca y comience a añadir desoxirribonucleótidos a la nueva cadena 
complementaria (fig. 1.9) (Klug y cols., 2011).
Tabla 1.1. Subunidades de la holoenzima de la ADN polimerasa III. Se denota el número 
de polipéptidos para las subunidades señaladas (#). (Adaptado de Klug y cols., 2011).
Elongación de la nueva hebra de ADN
Esta etapa consiste en la extensión de la polimerización de la nueva 
hebra de ADN. La ADN pol III va añadiendo desoxirribonucleótidos a la 
cadena líder o adelantada (5’-3’) de forma continua. Sin embargo, en la 
cadena retrasada lo hace de forma discontinua, ya que la polimerasa 
solo sintetiza en dirección 5’-3’, por ende, cada cierto intervalo de síntesis 
32 | genética molecular
de la nueva hebra se va adicionando un nuevo cebador de ARN para 
que la replicación ocurra en dirección correcta. Estos segmentos poli-
merizados reciben el nombre de “fragmentos de Okazaki”. Una enzima 
ARN polimerasa (primasa) sintetiza todos los cebadores de ARN que 
la cadena retrasada necesite. Luego, una ADN polimerasa I degrada 
todos los cebadores de ARN y los reemplaza por desoxirribonucleótidos. 
Finalmente, una ADN ligasa une todos los fragmentos de Okazaki, dando 
continuidad a la replicación de la hebra rezagada (fig. 1.9) (Klug y cols., 
2011).
Terminación de la replicación
Esta etapa ocurre cuando la ADN pol III encuentra una secuencia nu-
cleotídica de terminación en la hebra de ADN molde, produciéndose 
desacople de todo el replisoma y el fin de la replicación. Los sitios de 
terminación de la replicación tienen la característica de ser secuencias 
nucleotídicas cortas y repetidas. Además, existen ciertas proteínas, de-
nominadas RTP (del inglés replication terminator proteins), cuya función es 
inhibir el desplazamiento de las helicasas, permitiendo así la disociación 
de estas enzimas en los sitios de terminación (Watson y cols., 2014).
33 | genética molecular
Figura 1.9. Mecanismo general de replicación del ADN de Escherichia coli. Nótese la 
síntesis de ADN en dirección 5’-3’, de forma continua para la cadena adelantada y 
discontinua para la cadena rezagada. (Obtenido y modificado de la web. Ver bibliografía).
34 | genética molecular
1.4.2. Mutaciones en el ADN
Las mutaciones genéticas son alteraciones heredables en la secuencia 
de ADN, las cuales pueden ocurrir espontáneamente, o bien, ser cau-
sadas por factores ambientales. Las mutaciones pueden ser puntuales, 
como las de nivel nucleotídico que afectan la constitución química de 
los genes, o pseudopuntuales, como las inserciones, las deleciones y los 
cambios debases. Los cambios de bases pueden ser transiciones (cam-
bio de una purina por una purina, o una pirimidina por una pirimidina) 
o transversiones (cambio de una purina por una pirimidina, y viceversa) 
(tabla 1.2). No obstante, las mutaciones también pueden ser cromosó-
micas, como deleciones, duplicaciones, inversiones y translocaciones 
de segmentos de cromosomas (Beas y cols., 2009).
Tabla 1.2. Mutaciones nucleotídicas en el ADN. La sustitución (transición o transversión), 
inserción o deleción de una o varias bases nitrogenadas en el ADN generará mutaciones 
(resaltado en gris).
35 | genética molecular
1.4.3. Reparación del ADN
Los organismos poseen mecanismos específicos y eficaces que reparan 
de forma continua daños en el ADN. Estas injurias surgen producto de 
alteraciones metabólicas o de exposición a agentes radiactivos, químicos 
o biológicos, los cuales inducen estados mutacionales en el ADN por 
alteración o pérdida de nucleótidos (Beas y cols., 2009).
Durante la replicación del ADN pueden producirse errores, tales 
como la inserción de un “nucleótido no complementario”. Las ADN po-
limerasas pueden detectar y corregir la inserción de nucleótidos mal 
complementados (v.g., actividad exonucleasa 3’-5’ de la ADN pol III). No 
obstante, si este mecanismo de reparación intrínseco falla, se activan 
otros sistemas generales de reparación de ADN, los cuales se clasifican 
en: i) reparación por supresión de bases (sistema BER, del inglés base 
excision repair), ii) reparación por supresión de nucleótidos (sistema NER, 
del inglés nucleotide excision repair), iii) reparación de pares erróneos 
(sistema MMR, del inglés mismatch repair) y iv) reparación de rompi-
mientos de la doble hebra (sistema DBR, del inglés double-strand break 
repair) (Beas y cols., 2009).
✓ Sistema BER: una enzima ADN glicosilasa identifica la base alterada 
y rompe el enlace N-glucosídico entre la base nitrogenada y la 
pentosa, retirando así la base mal complementada. A continuación, 
una endonucleasa reconoce el sitio alterado y genera un extremo 
3’–OH libre para que una ADN polimerasa (v.g., ADN pol I) inserte 
el nucleótido faltante. Finalmente, una enzima ADN ligasa une 
covalentemente el nu-cleótido restituido.
✓ Sistema NER: este mecanismo repara aquellos daños que deforman 
la doble hélice de ADN. Proteínas especializadas retiran de diez a 
veinte nucleótidos, luego el espacio se repara por acción de una 
ADN polimerasa (v.g., ADN pol I) y la ADN ligasa.
36 | genética molecular
✓ Sistema MMR: este es un mecanismo de reparación directo en el 
cual la ADN pol III repone nucleótidos insertados erróneamente 
durante la replicación.
✓ Sistema DBR: este mecanismo actúa cuando hay daño físico de la 
doble hélice (v.g., daño por radiación ionizante). La reparación 
sucede por unión de extremos cromosómicos no homólogos o 
por recombinación entre homólogos. La reparación mediante 
recombinación entre homólogos implica el reconocimiento de 
los extremos separados, así como de la región homóloga en el 
par de cromátidas correspondiente por complejos formados por 
varias proteínas, lo que permite la generación de entrecruzamien-
tos entre pares homólogos. En el caso de la unión de extremos 
no homólogos, los extremos cromosómicos son directamente 
ligados, denominándose “reparación de extremos no homólo-
gos”. Este mecanismo no lleva, ciertamente, un orden riguroso 
de la reparación, ya que la hebra solo se vuelve a ligar sin la 
necesidad de un molde homólogo y, generalmente, se pierden o 
añaden nucleótidos, por lo tanto, este tipo de unión puede producir 
mutaciones cromosómicas. 
1.5. Expresión genética
La expresión genética o génica es el proceso por el cual los organismos, 
tanto eucariotas como procariotas, utilizan la información codificada en 
sus genomas (i.e., su ADN total) para transcribir genes codificantes y 
no codificantes (i.e., sintetizar ARN). Aquí se revisará solo la expresión 
de genes codificantes para organismos procariotas y eucariotas (Klug 
y cols., 2011).
37 | genética molecular
1.5.1. El código genético
El código genético es un conjunto de normas o instrucciones con las 
cuales se pueden traducir las secuencias de ARNm a secuencias poli-
peptídicas. Este código presenta las siguientes características (Klug y 
cols., 2011):
✓ Está escrito de manera lineal, utilizando las bases ribonucleotídicas 
como unidades o “letras”, las cuales son un transcrito de las bases 
nucleotídicas complementarias del ADN.
✓ Cada secuencia contiene tres nucleótidos (utilizando A, C, G o U), 
conocidos como triplete o codón.
✓ Cada triplete o codón especifica un solo aminoácido.
✓ El código genético es degenerado, ya que un mismo aminoácido 
puede estar codificado por más de un codón o triplete. En general, 
existen 61 secuencias de tripletes para los 20 aminoácidos de 
importancia biológica.
✓ El código genético contiene señales de inicio y de término de la 
traducción.
✓ Una vez iniciada la traducción del ARNm, los tripletes se leen por 
orden y sin interrupción.
✓ El código genético es no solapado, es decir, cada ribonucleótido es 
parte de un solo codón.
✓ El código genético es casi universal para todos los seres vivos del 
planeta y también los virus. Este código es similar en procariotas 
y eucariotas, aunque existen algunas leves diferencias.
En la década de 1960, el biólogo sudafricano Sydney Brenner 
investigó acerca de la naturaleza del código genético, postulando que 
este código debería estar formado por tripletes, ya que tres letras 
es la combinación mínima, de un total de cuatro letras (A, C, G y T), 
38 | genética molecular
para especificar a los 20 aminoácidos, dando así 64 combinaciones 
diferentes. En 1964, los investigadores Marshall W. Nirenberg y Philip 
Leder idearon el experimento in vitro “Ensayo de unión al triplete”, una 
técnica que condujo a la asignación específica de tripletes para cada 
aminoácido (tabla 1.3). Recordar que cada triplete actúa como un codón 
en el ARNm, uniéndose a este un triplete complementario presente en 
el ARNt, el cual se denomina anticodón (Watson y cols., 2014).
El ensayo de unión al triplete se basó en las observaciones del 
comportamiento de los ribosomas, ya que cuando se les presenta in vitro 
una secuencia corta de tres ribonucleótidos, estos se unen formando un 
complejo muy parecido al que se origina in vivo. En este caso, se utilizó 
un trinucleótido para imitar un codón, logrando así la unión al ribosoma 
de un aminoacil-ARNt complementario al trinucleótido utilizado, for-
mándose un complejo trinucleótido-aminoacil-ARNt-ribosoma. Por lo 
tanto, cada codón determina el aminoácido específico en la formación 
de una cadena polipeptídica. De esta forma, se pudo asignar tripletes 
a aminoácidos específicos y llegar a dos importantes conclusiones: i) 
el código genético es degenerado, es decir, más de un codón puede 
especificar el mismo aminoácido, y ii) el código genético es no ambiguo, 
ya que un mismo codón especifica a un único aminoácido (Watson y 
cols., 2014).
39 | genética molecular
Tabla 1.3. Tabla para el código genético estándar (v.g., vertebrados). El codón AUG 
codifica solo para metionina y UGG solo para triptófano, mientras que los demás 
aminoácidos son codificados por más de un codón. Los tripletes UAA, UAG y UGA son 
codones de término (no codifican aminoácidos).
1.5.2. Mecanismos de transcripción
Un gen codificante del ADN puede transcribirse en una molécula de 
ARNm, y esta información ser traducida a proteínas en los ribosomas.
La transcripción es un mecanismo que permite producir ARN comple-
mentario a una de las cadenas del ADN, conocida como hebra molde. 
La hebra de ADN molde se denomina “no codificante” o “antisentido”, 
mientras que la otra hebra se denomina “codificante” o “sentido”. Las 
enzimas encargadas de este proceso se conocen como ARN polimerasas 
(ARN pol) y sintetizan ARN en dirección 5’-3’. Estas enzimas carecen 
P
ri
m
er
a 
ba
se
Tercera base
40 | genéticamolecular
de la función proof-reading o corrección de errores. En procariotas, el 
ARNm puede ser utilizado de inmediato para la síntesis de proteínas; sin 
embargo, en eucariotas se genera un pre-ARNm, el cual debe ingresar 
previamente a un proceso de maduración, donde el transcrito precursor 
será procesado y modificado (Watson y cols., 2014).
Transcripción en procariotas
En organismos procariontes existe solo una ARN polimerasa, la cual 
puede sintetizar a todos los tipos de ARN. En el modelo de estudio 
Escherichia coli, la ARN pol está conformada por un núcleo central 
(core) donde participan cinco subunidades polipeptídicas: dos α, una 
β, una β’ y una ω. La enzima completa u holoenzima contiene, además, 
el factor sigma (σ), una subunidad necesaria para iniciar el proceso de 
transcripción (fig. 1.10) (Klug y cols., 2011).
Figura 1.10. Estructura de la ARN polimerasa procariótica. A) La ARN pol está com-
puesta por un núcleo central de dos cadenas α, una β, una β’ y otra ω. La holoenzima 
incorpora a la subunidad σ, necesaria para iniciar la transcripción. (Modificado de 
41 | genética molecular
© W. H. Freeman & Company, 2012). B) Recreación computacional de la ARN pol del 
extremófilo Thermus aquaticus. (Modificado de Bunch, 2009).
Una vez iniciada la transcripción, la subunidad σ se libera y el núcleo 
central prosigue con la elongación de la hebra de ARN (fig. 1.11). Además, 
en estos organismos los ARNm generalmente son policistrónicos, es 
decir, un solo ARNm contiene la información necesaria para la síntesis 
de varios polipéptidos distintos que suelen estar bajo el mismo control 
genético. A este grupo de genes se le denomina “operón”. En tal proceso 
de transcripción se pueden distinguir las etapas de iniciación, elongación 
y terminación (Klug y cols., 2011):
✓ Iniciación: para que comience la transcripción, el factor σ debe estar 
unido al núcleo central de la ARN pol, ya que es la subunidad 
responsable de reconocer la región promotora (promotor) del 
ADN a transcribir y, por tanto, que la enzima se una a esta. A 
continuación, comienza la separación de la doble hebra de ADN, se 
genera una “burbuja de transcripción” (complejo promotor abierto) 
y, de esta forma, se inicia la transcripción.
✓ Elongación: una vez iniciada la transcripción, el factor σ se libera y el 
núcleo central de la ARN pol comienza a sintetizar ARN en direc-
ción 5’-3’, utilizando como sustrato ribonucleótidos trifosfatados 
libres (NTPs). Al mismo tiempo, la región de ADN que se debe 
transcribir comienza a desenrollarse.
✓ Terminación: el factor proteico de terminación rho (ρ) reconoce una 
secuencia específica del ARN (i.e., terminador), se une a ella y 
comienza a “tirar” del ARN para soltarlo de la ARN pol. También 
existe otro mecanismo de terminación que es independiente de 
la proteína rho.
42 | genética molecular
Transcripción en eucariotas
La transcripción en eucariontes es más compleja que en los procario-
tas, ya que intervienen distintas enzimas ARN polimerasas (ARN pol), 
elementos de control distal (v.g., enhancers) y proximal (i.e., promotores) 
de la región reguladora no transcrita del ADN, y numerosas proteínas 
reguladoras denominadas “factores de transcripción”. La transcripción 
siempre ocurre en dirección 5’-3’ y depende de los múltiples factores de 
transcripción que interaccionan con las ARN polimerasas para iniciar 
el proceso. Los ARNm sintetizados son monocistrónicos, ya que un 
ARNm contiene información para sintetizar a un solo polipéptido. Existen 
diferentes ARN pol encargadas de sintetizar a los distintos tipos de ARN 
eucarióticos (Watson y cols., 2014):
✓ ARN pol I: sintetiza a los precursores de los ARN ribosómicos (pre-AR-
Nr) 5,8S, 18S y 28S.
✓ ARN pol II: sintetiza el ARN heterogéneo nuclear (ARNhn) conocido 
como pre-ARNm, los ARN nucleares pequeños (ARNsn) y los ARN 
condicionales pequeños (ARNsc).
✓ ARN pol III: sintetiza a los precursores de los ARN de transferencia 
(pre-ARNt), pero también al ARNr 5S y los ARNsn y ARNsc.
43 | genética molecular
Figura 1.11. A) ARN polimerasa procariótica unida a la región promotora (caja TATA, 
-35 a -10) del ADN. La liberación de la subunidad σ marca el inicio de la elongación 
en la síntesis de ARN. (Modificado de © W. H. Freeman & Company, 2012). B) Etapas 
de iniciación, elongación y terminación de la transcripción. (Modificado de © Pearson 
Education, Inc., 2012).
44 | genética molecular
Secuencias promotoras
Las secuencias promotoras (promotores genéticos o promotores) son 
motivos nucleotídicos del ADN localizados en la región reguladora de 
los genes. A diferencia de los procariotas, en los eucariontes existen 
factores proteicos que estimulan, o bien atenúan, a los promotores, con 
lo cual aumenta o disminuye la tasa de transcripción, respectivamente. 
En cualquier caso, se necesita más de una proteína para iniciar, o bien 
atenuar, el proceso de transcripción (Beas y cols., 2009).
Para que la ARN pol I transcriba el ARN precursor que contiene 
la información de los ARNr 28S, 18S, 5,8S y del ARNsn, el gen corres-
pondiente cuenta con dos regiones de ADN localizadas previo al inicio 
de la transcripción: i) un elemento central más cercano a la iniciación 
y ii) un segundo elemento de control de 100 pb aproximadamente. 
Estas regiones del ADN son reconocidas por dos factores proteicos de 
unión a ADN, conocidos como UBF (del inglés up-stream binding factor), 
necesarios para comenzar la formación del complejo de preiniciación 
de la transcripción. Ambos factores promueven que el ADN se curve, 
permitiendo el reclutamiento de la proteína de unión a la caja TATA o 
TBP (del inglés TATA binding-protein) y de factores asociados TAF1 (del 
inglés TBP associated factor 1), necesarios para que la ARN pol I pueda 
unirse y formar dicho complejo. Por su parte, la ARN pol II posee las 
siguientes secuencias promotoras en su región reguladora proximal 
(Beas y cols., 2009):
✓ -25 a -30 “caja TATA” y su secuencia TATAAAA.
✓ -75 “caja CAAT” y su secuencia GGCCAATCT.
✓ -90 “caja GC” y su secuencia GGGCGG.
✓ Inr o “región iniciadora de la transcripción”, que abarca el sitio 
de inicio de la transcripción.
✓ -35 “BRE” o elementos de reconocimiento de los TFIIB.
45 | genética molecular
En eucariotas, la síntesis de ARNm es llevada a cabo por la ARN po-
limerasa II, y también consta de las etapas de iniciación, elongación y 
terminación (Beas y cols., 2009):
✓Iniciación: los factores de transcripción TFIIA, TFIIB y TFIID se unen al 
promotor del gen en la secuencia consenso “caja TATA”, localizada 
en la posición -25 de la región reguladora. Estos factores son 
necesarios para que la ARN pol II se una al promotor y comience 
la transcripción. La subunidad TBP del factor TFIID promueve 
la unión específica de la ARN pol II a la caja TATA del promotor 
(fig. 1.12).
✓ Elongación: luego de la formación del complejo de iniciación, se 
promueve la fosforilación de un dominio de la ARN pol II por 
otros factores (v.g., TFIIH), lo cual produce que esta enzima deje 
de unirse fuertemente al promotor y continúe la transcripción del 
gen. A continuación, la polimerasa abre la doble hélice de ADN en 
una pequeña zona, quedando los desoxirribonucleótidos expuestos 
y libres para unirse nuevamente. La ARN pol II comienza a agregar 
ribonucleótidos complementarios a una de las cadenas de ADN 
que sirve de molde para la formación de la cadena de ARN, en 
dirección 5’-3’.
✓ Terminación: este proceso es poco preciso en los organismos eucario-
tas, ya que no hay señales o secuencias consenso de terminación, 
como ocurre en procariotas. En todo caso, la ARN polimerasa II 
sigue la transcripción del gen, incluso en la secuencia no codifi-
cante de la región 3’-UTR (del inglés untranslated region).
46 | genética molecular
Figura 1.12. Formación del complejo de iniciación de la transcripción. Factores de 
transcripción generales (TF) se unen al promotor del gen, que también posee una 
secuencia consenso“caja TATA”. Los TF son necesarios para que la ARN polimerasa se 
fije al promotor (i.e., reclutamiento) y comience la transcripción del gen. En específico, 
la unión del factor TFIID junto con otros factores promueve la unión de la ARN pol II a 
la caja TATA. (Modificado de © Pearson Education, Inc., 2012).
47 | genética molecular
1.5.3. Maduración del pre-ARNm
Este mecanismo genético corresponde a un procesamiento postrans-
cripcional del pre-ARNm. En ambos extremos del pre-ARNm se adicionan 
grupos químicos que protegen al transcrito recién sintetizado. Primero, 
en el extremo 5’ se añade el nucleótido modificado 7-metilguanosina 
(Cap-5’) mediante un enlace 5’-5’-trifosfato, cuya función es proteger 
al transcrito de la degradación. A continuación, una poli-A polimerasa 
añade al extremo 3’ del pre-ARNm una serie de ribonucleótidos ade-
nina (100-200), denominada cola poli-A, lo cual entrega estabilidad al 
transcrito y aporta una señal de exportación al citosol (fig. 1.13) (Beas 
y cols., 2009).
Figura 1.13. Proceso de maduración del pre-ARNm eucariota, el cual es llevado a cabo 
en el núcleo en tres etapas consecutivas: 1) 5’ capping, adición de 7-metilguanosina; 
2) 3’ poliadenilación, adición de cola poli(A); y 3) splicing, eliminación de segmentos no 
codificantes de proteína (intrones) y empalme de segmentos codificantes de proteína 
(exones). (Modificado de © Pearson Education, Inc., 2008).
48 | genética molecular
Finalmente, se activa un mecanismo de corte y empalme de 
exones (splicing) para cortar las uniones exón-intrón, eliminando los 
intrones (fragmentos de ARN que no codifican para proteína), y unir los 
exones (fragmentos de ARN que codifican para proteína) (fig. 1.13). Este 
proceso se realiza en un complejo supramolecular denominado “spli-
ceosoma” que está formado por cinco ribonucleoproteínas pequeñas 
(snRNP U1, U2, U4/U6 y U5), cada una constituida por diez proteínas 
más una pequeña molécula de ARN (ARNsn) (fig. 1.14). El ARN de cada 
snRNP es el encargado de reconocer el intrón. Se han identificado dos 
tipos de spliceosomas, el mayor y el menor, cada uno con diferentes 
tipos de snRNP (Watson y cols., 2014).
49 | genética molecular
 
Figura 1.14. Pasos de la reacción de splicing mediada por el spliceosoma. Se observan el 
ensamble, los rearreglos y la catálisis dentro del spliceosoma. Notar el reconocimiento 
de los motivos nucleotídicos del pre-ARNm por las snRNP, en las cercanías de los 
límites exón-intrón-exón, tanto para los sitios 3’-splice (a) como 5’-splice (b). (Modificado 
de © Pearson Education, Inc., 2008).
50 | genética molecular
Asimismo, existe otro mecanismo de corte y empalme conocido como 
“splicing alternativo”. Este es un proceso de edición postranscripcional 
del pre-ARNm que permite obtener distintas isoformas de ARNm y, por 
ende, distintas proteínas a partir de un único gen (Beas y cols., 2009).
1.5.4. Tipos de ARN
A principios de 1960, Francis Crick estableció que entre las proteínas y 
el ADN debía existir una molécula de unión. Su investigación evidenció 
que esta molécula era el ARN. Un buen número de investigaciones 
posteriores llegó a la descripción de los mecanismos de expresión de 
la información genética, es decir, a los mecanismos de traducción. Estas 
investigaciones llevaron al descubrimiento de los diferentes tipos de 
ARN (Watson y cols., 2014):
ARNs precursores
• ARN heterogéneo nuclear (ARNhn): corresponde al pre-ARNm inmaduro.
• ARN nucleolar (ARNn): se sintetiza en el nucléolo y es precursor del 
ARNr.
ARNs implicados en la síntesis de proteínas
• ARN mensajero (ARNm): porta información codificante para sintetizar 
proteínas.
• ARN de transferencia (ARNt): transcritos pequeños de 75-90 nucleótidos. 
Se conocen alrededor de sesenta tipos. Intervienen en la síntesis de 
proteínas uniendo aminoácidos específicos.
• ARN ribosómico (ARNr): transcrito que se encuentra asociado a los 
ribosomas.
51 | genética molecular
ARNs reguladores
• ARN antisentido (ARNas): transcritos con función inhibitoria de genes.
• ARN de interferencia (ARNi): transcritos que suprimen la expresión de 
genes específicos. Se clasifican en tres grandes grupos:
✓ ARNs de interferencia pequeños (siARN): transcritos de 20-25 nucleó-
tidos que se originan por “rotura” de los ARN y son complementarios 
a ciertos ARNm. Corresponden a transcritos de silenciamiento muy 
específicos que apagan o reducen la ex-presión de un gen. 
✓ Micro-ARNs (miARN): transcritos que poseen 21-22 nucleótidos. 
Poseen actividad catalítica, bloqueando los ARNm y/o degradándolos 
a partir de la cola poli(A).
✓ ARNs asociados a Piwi: estos transcritos poseen 29-30 nucleótidos. 
Están asociados a las proteínas Piwi, siendo activos en las células 
germinales y en la gametogénesis. Su función más conocida es impe-
dir la expansión de transposones, los cuales son secuencias de ADN 
que pueden emigrar a diferentes partes del genoma (mecanismo de 
transposición) y modificar el ADN de su alrededor, pudiendo causar 
mutaciones.
• ARNs largos no codificantes (lnc-ARN): transcritos que regulan la expre-
sión génica en células eucariotas. El más conocido es el Xist, el cual 
inactiva al cromosoma X en las hembras de mamíferos, produciendo 
el silenciamiento aleatorio de uno de los genes X, haciendo que la 
expresión de los genes ligados al X sea similar a la de los machos. 
Ambos genes se mantienen activos solo en las primeras etapas del 
desarrollo embrionario de las hembras.
1.6. Regulación de la expresión genética
52 | genética molecular
La expresión genética es el proceso mediante el cual la información 
que se encuentra codificada en los genes es traducida a proteínas. 
La expresión de un gen puede regularse a diferentes niveles, desde 
la transcripción del ADN hasta la formación de una proteína madura 
y activa. No obstante, el mayor punto de control se da a nivel de la 
transcripción (Beas y cols., 2009).
1.6.1. Regulación transcripcional en procariotas
La regulación transcripcional en procariotas se encuentra estrechamen-
te relacionada con el ambiente de la célula, sus necesidades metabólicas 
y sus proteínas reguladoras. La regulación génica en procariontes 
puede ser de dos tipos, inducible y reprimible. Ambos tipos pueden 
tener control negativo (represor o supresor) o positivo (activador) (Klug 
y cols., 2011).
Cuando distintos genes codifican proteínas (v.g., enzimas) con 
funciones relacionadas, estos suelen agruparse en una única unidad 
reguladora coordinada llamada operón. Por ejemplo, el operón lac 
(lactosa) está formado por los genes estructurales Z, Y y A, y por una 
secuencia río arriba adyacente a estos genes estructurales que es co-
nocida como región reguladora de la transcripción, donde se encuentran 
las regiones promotora y operadora del operón. Además, río arriba del 
operón lac se encuentra otra región regulatoria adyacente, en la cual 
existe un gen represor I y un respectivo promotor de su expresión. El 
gen I regula la transcripción del operón lac produciendo una proteína 
represora alostérica de unión a ADN. El operón lac es un ejemplo de 
regulación inducible, el cual puede presentar tanto control negativo 
como control positivo. En cambio, un ejemplo de regulación reprimible 
es el operón trp (triptófano) (Klug y cols., 2011).
Control negativo del operón lac
53 | genética molecular
La lactosa es un disacárido formado por glucosa y galactosa. Cuando 
esta molécula se encuentra presente en el medio, ingresa a la célula 
bacteriana y se une al sitio alostérico de la proteína represora, provo-
cando un cambio conformacional que altera el sitio de unión del represor 
a una secuencia específica del ADN de la región operadora del operón 
lac. Sin interacción represor-operador, la ARN polimerasa transcribe 
los genes estructurales del operón lac, produciéndose enzimas para el 
metabolismo de la lactosa. En este caso, como el represor no se puede 
unir al operador, se dice que la regulación está bajo controlnegativo 
(fig. 1.15).
Figura 1.15. Control negativo del operón lac. Este sistema de regulación ejerce un 
control negativo en ausencia de lactosa, reprimiendo al operador y evitando la trans-
cripción. Por el contrario, en presencia de lactosa el operón lac activa la transcripción. 
(Modificado de © Pearson Education, Inc., 2011).
Control positivo del operón lac
54 | genética molecular
En ausencia de glucosa en el medio, una proteína activadora por 
catabolito (CAP) interacciona con AMP cíclico (AMPc), formando así el 
complejo CAP-AMPc, el cual se une a su sitio en la región promotora 
del operón lac, facilitando que la ARN polimerasa ingrese y se asocie 
a su sitio de unión en el promotor. Por lo tanto, en ausencia de glucosa 
y en condiciones de inducción, CAP ejerce un control positivo sobre el 
operón lac (fig. 1.16).
Figura 1.16. Control positivo del operón lac. Este sistema de regulación ejerce un control 
positivo en ausencia de glucosa, permitiendo la síntesis de enzimas para catabolizar 
lactosa. Por el contrario, en presencia de glucosa el operón lac se inactiva. (Modificado 
de © Pearson Education, Inc., 2011).
1.6.2. Regulación transcripcional en eucariotas
En una etapa inicial, la regulación transcripcional en eucariontes es 
controlada por la interacción de la ARN polimerasa con el promotor.
Este control es el punto más importante y más común de regulación. 
Tal proceso se subdivide en “regulación en cis” y “regulación en trans”. 
55 | genética molecular
No hay evidencia de regulación en las otras etapas de la transcripción 
(Klug y cols., 2011).
Regulación en cis
Un “elemento regulador en cis” corresponde a una secuencia nucleo-
tídica distal a un gen y que tiene un efecto regulador sobre la tasa de 
transcripción de ese gen. Generalmente, estos reguladores se localizan 
río arriba (dirección 5’) del sitio del promotor. Se pueden encontrar a 
miles de pares de bases del gen, por eso se conocen como “reguladores 
a distancia”. En esta región se encuentra toda una serie de elementos 
genéticos sobre los cuales se fijan estos factores regulatorios, como, 
por ejemplo, las cajas CAAT y GC. Una característica de estas secuen-
cias o elementos genéticos es que, a menudo, son casi simétricas y 
las proteínas que se unen a ellas son, generalmente, homodímeros o 
heterodímeros (fig. 1.17) (Klug y cols., 2011).
Los grupos de genes bajo control común comparten un promotor 
que es reconocido por un factor de transcripción regulador. Un elemento 
que hace que un gen responda a un factor determinado se conoce como 
“elemento respuesta” (v.g., elemento de respuesta a choque térmico o 
HSE, del inglés heat-shock response element) (Klug y cols., 2011).
Regulación en trans
Este tipo de regulación consiste en la acción de proteínas de unión a 
ADN, las cuales se asocian a secuencias reguladoras (i.e., “elementos 
reguladores en cis”) y actúan en conjunto durante el proceso regulatorio 
de las tasas transcripcionales (fig. 1.17). La primera proteína tipo aislada 
fue SP1, la cual reconoce a las cajas regulatorias GC. Las “proteínas 
regulatorias en trans”, las cuales pueden ser activadoras o inhibidoras, 
suelen tener características comunes. Cada una de ellas contiene al 
menos dos dominios: i) dominio de unión a ADN, el cual permite que la 
56 | genética molecular
proteína reconozca sus genes “diana”, y (ii) dominio de acción sobre la 
transcripción, el cual producirá efectos positivos o negativos sobre la 
transcripción (Beas y cols., 2009).
Figura 1.17. Mecanismo general de la regulación transcripcional en eucariotas. El 
esquema muestra los elementos regulatorios en cis (i.e., secuencias de control proximal 
y distal) y las proteínas regulatorias en trans (i.e., activadores y mediadores). La acción 
conjunta de los “sitios de actuación en cis” y de los “elementos de actuación en trans” 
permite la formación del complejo de iniciación de la transcripción. (Modificado de © 
Pearson Education, Inc., 2011).
57 | genética molecular
1.7. Actividad sugerida
1.7.1. Paso práctico: extracción salina de ADN a partir de muestras 
biológicas de diferentes especies
Introducción
En nuestra experiencia, este procedimiento de extracción salina es útil 
para distintos tipos de tejido (v.g., piel, músculo, hígado, bazo, hueso, in-
cluso sangre o hisopado de mucosas), ya sea frescos o almacenados en 
preservantes (v.g., etanol o soluciones comerciales), tanto de organismos 
vertebrados (i.e., mamíferos, aves, reptiles, anfibios o peces) como in-
vertebrados (i.e., diversos artrópodos, anélidos, nemátodos o moluscos), 
incluso plantas, si es que sus tejidos son previamente tratados (i.e., 
nitrógeno líquido o solución CTAB “bromuro de cetiltrimetilamonio”).
Además, este protocolo de extracción permite aislar ADN genó-
mico en cantidad adecuada y con suficiente calidad (integridad), como 
para utilizarlo en diversos análisis de laboratorio (v.g., electroforesis de 
ADN, PCR, ensayos de digestión, entre otros). En este procedimiento se 
busca lisar las células, degradando proteínas de membrana, de citosol 
y de unión a ácidos nucleicos, con el fin de aislar el ADN genómico. Se 
utiliza un búfer de lisis (o solución tampón) con detergente para romper 
las células y desnaturalizar proteínas, y una proteasa (proteinasa K) para 
degradar proteínas. Esto permite la separación del ADN y su posterior 
precipitación y purificación mediante sales hiperosmolares y alcoholes 
(v.g., isopropanol o etanol, respectivamente).
Objetivos
1) Aislar ADN genómico desde diferentes tipos de muestras biológicas.
2) Analizar la integridad del ADN aislado mediante electroforesis en
58 | genética molecular
agarosa.
3) Realizar la cuantificación del ADN aislado mediante espectrofotome-
tría UV-visible.
Materiales y reactivos
* Muestras biológicas tipo: hisopado de mucosa bucal humana, 
músculo o hígado de rata, sangre de aves o cálamo de plumas, 
piel o músculo de rana, branquias o músculo de pescado, múscu-
lo de caracol de jardín, mosca doméstica completa, entre otras.
* En caso de trabajar con muestras de: 1) Invertebrados (presencia 
de mucopolisacáridos), utilizar búfer de lisis con CTAB al 2% (p/v). 2) 
Plantas (presencia de celulosa y polisacáridos), realizar molienda del 
tejido en nitrógeno líquido y utilizar búfer de lisis con CTAB al 2% (p/v).
* Tijeras punta iris (para microdisección de tejidos)
* Micropipetas P2, P20, P200 y P1000
* Puntas para micropipetas de 10, 20, 200 y 1000 µl
* Baño seco o húmedo para incubación de muestras
* Microcentrífuga (máx. 14.000 rpm)
* Tubos de microcentrífuga (microtubos) de fondo cónico estériles de 
1,5 ml
* Solución tampón de lisis 1X (Tris-HCl 50 mM pH 8, EDTA 50 mM pH 8, 
glucosa 50 mM, SDS 0,5% (p/v), NaCl 100 mM).
* Solución de proteinasa K (20 mg/ml)
* Solución de NaCl 8% (p/v)
* Cubeta con hielo pluma
* Isopropanol P.A. absoluto frío
* Etanol P.A. 70% (v/v) frío
59 | genética molecular
* Solución tampón TE 1X (Tris-EDTA) o agua de calidad mili-Q (calidad 
PCR, libre de ADNsas y ARNsas).
* Sistema de electroforesis con cámara horizontal
* Espectrofotómetro UV-visible
Procedimiento
1. Depositar una pequeña muestra de tejido (≤ 5 mm3) en un microtubo 
que contenga 1 ml de tampón de lisis 1X. Fraccionar y 
homogeneizar el tejido con tijera punta iris.
2. Tapar el microtubo y agitar enérgicamente el contenido para favorecer 
el homogeneizado. A continuación, agregar al micro- tubo 10 µl de 
solución de proteinasa K.
3. Tapar el microtubo y agitar suavemente varias veces para mezclar 
el contenido.
4. Incubar el microtubo en un baño seco o húmedo con temperatura de 
60 ºC durante ≥ 30 min.
5. A continuación, añadir 200 µl de solución NaCl 8% (p/v). Tapar 
el microtubo y agitar suavemente cinco veces.
6. Centrifugar a 10.000 rpm por 15 min. Luego, transferir 850 ul de 
sobrenadante a un microtubo nuevo de 1,5 ml. Evitar tomar particulado 
en suspensión.
7. Agregar 550 µl de isopropanol frío, dejar reposar por 5 miny luego 
agitar suavemente cinco veces. Incubar en hielo por 30 min.
8. Centrifugar a 10.000 rpm por 15 min. Descartar el sobrena- dante, 
procurando no eliminar el pellet, y dejar evaporar el isopropanol por 
completo.
9. Agregar 500 µl de etanol 70% frío y agitar suavemente para lavar 
el pellet.
10. Centrifugar a 10.000 rpm por 10 min. Descartar el sobrena-
dante, procurando no eliminar el pellet, y dejar evaporar el etanol 
70% por completo.
60 | genética molecular
11. Resuspender el pellet de ADN en un volumen ≤ 100 µl de solución 
TE 1X o agua tipo mili-Q (calidad PCR).
12. Realizar una electroforesis: utilizar 2 µl de solución de ADN (mezcla-
dos en búfer de carga) y cargarlos en un gel de agarosa al 1% (p/v). Se 
quiere verificar la integridad del ADN genómico aislado (i.e., observar 
una banda electroforética discreta de ADN).
13. Determinar la concentración de la solución de ADN utilizando 
un espectrofotómetro UV-visible a una longitud de onda de 260 nm 
(OD260).
14. Si desea iniciar un protocolo de PCR, diluir la solución de ADN en 
1/10. (Opcional).
1.8. Preguntas para discusión y autoevaluación
1. Las funciones adscritas al material genético son la replicación, la 
expresión, el almacenaje de información y la mutación. ¿Qué significa 
cada uno de estos términos?
2. Dibuje la estructura química en detalle de un ribonucleótido y un 
desoxirribonucleótido.
3. En los nucleótidos, ¿cómo se enumeran los átomos de carbono y de 
nitrógeno de los azúcares, las purinas y las pirimidinas?
4. ¿En qué se diferencian los enlaces covalentes de los puentes de 
hidrógeno? Defina el concepto de complementariedad de bases.
5. Enumere las tres diferencias más importantes entre ADN y ARN.
6. En condiciones fisiológicas, una de las lesiones espontaneas más 
comunes del ADN es la hidrólisis del grupo amino de las citosinas, 
convirtiéndolas en uracilo. Si un grupo uracilo reemplaza a una citosina, 
¿cuál será el efecto sobre la estructura del ADN?
7. Compare los modelos conservativo, semiconservativo y dispersivo 
de replicación del ADN.
61 | genética molecular
8. ¿Por qué podemos predecir que la organización del material genético 
eucariótico será más compleja que la de los virus o las bacterias?
9. Defina e indique la importancia de (i) los fragmentos de Okaza-ki, (ii) 
la ADN ligasa y (iii) el ARN cebador, durante la replicación del ADN.
10. Resuma el modelo actual de síntesis de ADN.
11. Prediga la secuencia de aminoácidos que se produce durante la 
traducción de las siguientes secuencias teóricas de ARNm. (Notar que 
la segunda secuencia está formada a partir de la primera por deleción 
de un solo nucleótido):
Secuencia 1: AUGCCGGAUUAUAGUUGA 
Secuencia 2: AUGCCGGAUUAAGUUGA
¿Qué tipo de mutación ha generado la Secuencia 2?
12. Defina el proceso de transcripción. ¿En qué lugar del dogma central 
de la genética molecular encaja este proceso?
13. Compare las funciones del ARNt y ARNm durante la traducción. 
Mencione todas las enzimas que participan en los procesos de trans-
cripción y traducción.
14. Durante la traducción, ¿qué moléculas llevan el codón y el anticodón?
15. ¿Qué características demuestran que el represor del operón lac es 
una proteína? Describa las pruebas de que esta proteína sirve como 
represor dentro del esquema del operón.
62 | genética molecular
Proteínas
Capítulo 2
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63 | genética molecular
Capítulo 2: Proteínas
2.1. Competencias por desarrollar
• Analizar la estructura y los mecanismos de la síntesis de proteí-
nas en organismos procariotas y eucariotas, en coherencia con 
el proceso formativo inicial de las carreras de Pedagogía de la 
Universidad Católica del Maule y de las actividades curriculares de 
otros proyectos formativos del área biológica.
• Comprender las principales técnicas empleadas en el estudio de las 
proteínas, así como su utilidad y limitaciones, para facilitar expli-
caciones científicas y tecnológicas en estudiantes de la enseñanza 
superior.
2.2. Síntesis histórica de las proteínas
A continuación, se presenta un resumen cronológico con los principales 
hitos y/o descubrimientos relacionados al estudio de las proteínas:
Año Hito/descubrimiento histórico
Siglo I d.C. Plinio el Viejo acuñó el término “albumen” para 
referirse a la clara del huevo.
1747 Iacopo Beccari describió cómo obtener “gluten” a partir 
de la mezcla de harina y agua.
1827 William Prout clasificó las sustancias que forman a los 
alimentos en tres categorías: sacarinosas, oleaginosas y albumi-
nosas (proteínas).
64 | genética molecular
1835 Jöns Berzelius acuñó el término “proteína”, del griego 
proteios que significa “primario”, y describió a las proteínas como 
esenciales en la nutrición animal.
1838 Gerardus Mulder clasificó a las proteínas como com-
puestos primarios, por ser el origen de muchas sustancias.
1848 Auguste Laurent y Charles Gerhardt acuñaron el término 
“aminoácido” para describir sustancias como la glicina y la leucina.
1861 Thomas Graham descubrió los coloides, sustancias 
que se difunden rápidamente a través de una membrana 
semipermeable.
1888 Albrecht Kossel evidenció que la nucleína está formada 
por proteínas.
1902 Hermann Fischer recibió el Premio Nobel de Química 
pordescubrir el enlace peptídico (el enlace formado entre 
aminoácidos).
1908 Lawrence Henderson formuló los principios que condu-
jeron al concepto de disolución reguladora.
1908 Søren Sørensen desarrolló el concepto de pH (potencial 
de hidrógeno).
1914 Thomas Osborne y Lafayette Mendel investigaron los 
aspectos nutricionales de los aminoácidos.
65 | genética molecular
1915 W. Bragg padre y W. Bragg hijo recibieron el Premio 
No-bel de Química por su contribución al estudio de estructuras 
cristalinas (v.g., proteínas) mediante rayos X.
1926 Theodor Svedberg recibió el Premio Nobel de Quími-
ca por su trabajo en sistemas dispersos (reconocimiento de 
proteínas).
1931 M. Anson y A. Mirsky demostraron que la desnaturali-
zación de una proteína puede ser reversible.
1934 J. Bernal y D. Crowfoot publicaron acerca de la difracción 
de las proteínas a través de rayos X.
1935 William Cumming creó una dieta basada en aminoácidos 
puros.
1936 L. Pauling y A. Mirsky postularon que los enlaces por 
puentes de hidrógeno son responsables de la estructura de una 
proteína.
1937 L. Pauling y A. Mirsky predijeron que el enlace peptídico 
es plano.
1937 Max Perutz comenzó el estudio de la estructura de la 
hemoglobina.
1942 William Cumming extendió el concepto de aminoácidos 
esenciales a la dieta humana.
1944 O. Avery, C. MacLeod y M. McCarty descartaron a las 
proteínas como las moléculas responsables de la herencia.
66 | genética molecular
1946 James Batcheller recibió el Premio Nobel de Química por 
descubrir que las proteínas pueden ser cristalizadas (i.e., estudios 
con la enzima ureasa).
1946 John Northrop recibió el Premio Nobel de Química por 
su trabajo con enzimas y virus-proteínas.
1947 William Astbury realizó el análisis de las proteínas y el 
ADN utilizando la difracción de rayos X.
1949 W. Stein y S. Moore publicaron la composición de ami-
noácidos de la ß-globulina.
1951 L. Pauling y R. Corey descubrieron la estructura de hélice 
en las proteínas.
1953 Hermann Staudinger recibió el Premio Nobel de Química 
por sus descubrimientos en química molecular.
1955 Francis Crick propuso la necesidad de una molécula 
acopladora de aminoácidos para la síntesis de proteínas.
1955 Paul Zamecnik comprobó que la síntesis de proteínas 
ocurre en ciertas partículas intracelulares, conocidas posterior-
mente como ribosomas.
1956 Francis Crick propuso el dogma central de la biología 
molecular.
1956 Alfred Gierer evidenció que ciertas proteínas contribuyen 
a la protección celular ante infecciones por virus.
67 | genética molecular
1958 Frederick Sanger recibió el Premio Nobel de Química por 
el descubrimiento de la estructura de las proteínas (i.e., estudios 
en la insulina).
1960 Max Perutz describióla estructura de la hemoglobina.
1962 Se fundó el Laboratorio de Biología Molecular en el 
Consejo de Investigación Médica de Cavendish.
1963 Investigadores alemanes sintetizaron por primera vez 
una proteína en el laboratorio (insulina).
1970 Günter Blobel evidenció que existen secuencias de señal 
y receptores que regulan el tráfico de proteínas dentro de la célula.
1972 W. Stein y S. Moore recibieron el Premio Nobel de Quí-
mica por sus trabajos con la enzima ribonucleasa.
1972 Christian Anfinsen recibió el Premio Nobel de Química 
por su trabajo con secuencias aminoacídicas.
1992 E. Fischer y E. Krebs recibieron el Premio Nobel de Fi-
siología y Medicina por descubrir los mecanismos de fosforilación 
reversibles de las proteínas.
1994 A. Gilman y M. Rodbell recibieron el Premio Nobel de 
Fisiología y Medicina por descubrir las proteínas G y su papel en 
la comunicación celular.
68 | genética molecular
2.3. Estructura química y organización de las proteínas
Los aminoácidos son los constituyentes estructurales esenciales de las 
proteínas. Los aminoácidos se unen entre sí a través de un enlace cova-
lente de tipo amida (enlace peptídico), formando cadenas poliméricas de 
diferentes longitudes y, por tanto, distintas propiedades. La estructura 
de los aminoácidos está compuesta por un grupo carboxilo (–COOH 
o –COO-), un grupo amino (–NH
2
 o –NH
3
+) y una cadena lateral o grupo 
residual (–R), todos unidos a un carbono quiral, conocido como carbono 
alfa o central (fig. 2.1) (Karp, 2014).
Figura 2.1. Estructura química general de un aminoácido. Se muestran el carbono 
quiral alfa (Cα), los grupos amino (–NH
3
+) y carboxilo (–COO-) terminal y la cadena 
lateral o grupo radical (–R).
Debido a que el carbono quiral es asimétrico, los aminoácidos pre-
sentan dos configuraciones isoméricas (imágenes especulares) no 
superponibles entre sí (fig. 2.2), conocidas como D-aminoácidos (sentido 
dextrógiro) y L-aminoácidos (sentido levógiro) (Karp, 2014).
69 | genética molecular
Figura 2.2. Estructura isomérica de un aminoácido. Se muestran las formas o confi-
guraciones D y L del aminoácido glicina.
En la naturaleza existe una enorme variedad de proteínas, por ejemplo, 
un mamífero puede llegar a contener diez mil tipos de proteínas diferen-
tes, cada una de ellas a cargo de una función particular. El estudio de las 
proteínas en los organismos ha revelado que existen 20 aminoácidos con 
actividad biológica, conociéndose en detalle la estructura y propiedades 
de cada uno de ellos (fig. 2.3). Estos aminoácidos son fundamentales 
en la generación de proteínas (Karp, 2014).
70 | genética molecular
Figura 2.3. Estructura química de los 20 aminoácidos de importancia biológica, agru-
pados según sus propiedades químicas, resaltando el grupo radical (–R). (Modificado 
de © OpenStax Publisher, 2016).
La secuencia lineal de aminoácidos que constituye una proteína se le 
conoce como cadena polipeptídica (fig. 2.4). La cadena puede plegarse 
por la flexibilidad que le otorgan sus enlaces covalentes, no obstante, 
este plegamiento está condicionado por otras interacciones débiles, 
como son los enlaces o puentes de hidrógeno, las atracciones elec-
trostáticas y las atracciones de Van der Waals. Otro factor que influye 
en el plegamiento de las proteínas es su distribución de aminoácidos 
polares y apolares. Los grupos –R polares tienden a posicionarse cerca 
71 | genética molecular
de la parte externa de la proteína plegada, permitiendo la formación de 
puentes de hidrógeno con el agua y otras moléculas polares; mientras 
que los grupos –R apolares se posicionan al interior de la proteína 
plegada, evitando el contacto con el citosol acuoso que los rodea (Alberts 
y cols., 2011).
Figura 2.4. Modelo estructural de una cadena polipeptídica (secuencia lineal de ami-
noácidos). En color azul se resalta la unión covalente entre los átomos de C y N (enlace 
peptídico) de los grupos –COO- y –NH
3
+ de los diferentes aminoácidos, respectivamente. 
(Obtenido y modificado de la web. Ver bibliografía).
Las cadenas polipeptídicas contienen, en promedio, unos 450 aminoácidos 
y la cadena más larga conocida, la proteína muscular “titina”, tiene más de 
30 mil aminoácidos. Cuando los aminoácidos se incorporan a una cadena 
polipeptídica, se les denomina residuos (Alberts y cols., 2011). 
En ciertas ocasiones se pueden generar alteraciones en las 
cadenas laterales de los 20 aminoácidos, particularmente después de 
su incorporación a la cadena polipeptídica. Tales procesos son denomi-
nados modificaciones postraduccionales (Karp, 2014).
La estructura química de la mayoría de las proteínas ya está 
definida, debido a que cada aminoácido constituyente de estas se po-
72 | genética molecular
siciona en un sitio específico. Se ha podido describir la composición de 
las proteínas respecto a diferentes niveles de organización estructural, 
conocidos como primaria, secundaria, terciaria y cuaternaria (Karp, 
2014).
Estructura primaria
Es la secuencia lineal de aminoácidos que conforman a una cadena 
polipeptídica (ver fig. 2.4). La variedad en la estructura primaria es 
prácticamente ilimitada y el orden de los aminoácidos para una cadena 
particular está codificado en el material genético de cada organismo. 
Este nivel es crucial para determinar la forma tridimensional y fun-
ción que adoptará finalmente la proteína. Además, algunos residuos 
aminoacídicos de la cadena polipeptídica pueden interaccionar entre 
sí para originar enlaces covalentes (v.g., puentes disulfuro, debido a la 
presencia de aminoácidos sulfurados como la metionina o la cisteína).
Estructura secundaria
Este nivel describe la disposición espacial de la cadena polipeptídica. 
Se han propuesto dos conformaciones estructurales (fig. 2.5): i) alfahé-
lice, consistente en una espiral giratoria donde el esqueleto central se 
encuentra al interior y las cadenas laterales (–R) se proyectan hacia 
fuera; y ii) hoja beta-plegada, la cual consiste en segmentos de la cadena 
polipeptídica dispuestos lado a lado, donde el esqueleto central es una 
hoja que adquiere una conformación plegada.
73 | genética molecular
Figura 2.5. Estructuras secundarias de una proteína. Se pueden apreciar las confor-
maciones alfa-hélice (A) y beta-plegada (B) de una cadena polipeptídica. (Modificado 
de © Pearson Education, Inc., 2011).
Estructura terciaria
Este nivel hace referencia a la estructura tridimensional de una proteína, 
la cual describe la conformación completa y funcional de su cadena. Esta 
estructura se estabiliza mediante interacciones no covalentes entre las 
cadenas laterales (–R) de la proteína (fig. 2.6.A). Un aspecto relevante 
de la estructura terciaria es la formación de dominios proteínicos. Estos 
dominios son módulos distintivos en el espacio, debido a que poseen 
la capacidad de plegarse de una forma particular en comparación a 
otros. Cada dominio, por lo general, cumple una función específica. De 
esta manera, se puede identificar la función de una proteína mediante 
el estudio de los dominios que la constituyen.
74 | genética molecular
Estructura cuaternaria
Este nivel de organización es característico de aquellas proteínas que 
poseen más de una cadena polipeptídica (o subunidad) en su estruc-
tura (fig. 2.6.B). Estas subunidades pueden unirse mediante enlaces 
covalentes o no covalentes. Dependiendo de la proteína (i.e., estructura 
cuaternaria), sus cadenas polipeptídicas podrán ser idénticas o no. Una 
proteína con estructura cuaternaria que presenta dos cadenas polipep-
tídicas idénticas es conocida como “homodímero”, mientras que una 
proteína que presenta dos cadenas polipeptídicas diferentes es conocida 
como “heterodímero” (v.g., hemoglobina).
Figura 2.6. Estructuras polipeptídicas terciaria y cuaternaria. A) Estructura terciaria 
helicoidal plegada de la subunidad β de la hemoglobina. B) Se puede apreciar la es-
tructura cuaternaria tetramérica de la hemoglobina, compuesta por dossubunidades 
α (verde) y dos β (violeta). (Modificado de © Pearson Education, Inc., 2011).
75 | genética molecular
2.4. Traducción del ARNm
La traducción corresponde al proceso por el cual la secuencia de ribonu-
cleótidos de un ARNm es utilizada para ordenar y unir los aminoácidos 
en una cadena polipeptídica. En procariontes, la traducción transcurre 
de manera colineal (i.e., al mismo tiempo) con la transcripción del ARNm. 
En cambio, en las células eucariontes la síntesis de proteínas tiene 
lugar en el citoplasma, por lo que se debe esperar a que el ARNm sea 
sintetizado y procesado (i.e., maduración) en el núcleo celular. En el 
proceso de traducción, tres tipos de moléculas de ARN se reúnen para 
realizar funciones distintas, pero cooperativas. Las tres moléculas de 
ARN que participan en este proceso son el ARNm, el ARNt y el ARNr 
(Lodish y cols., 2005).
2.4.1. Ribosomas
Los ribosomas fueron descubiertos gracias a la microscopía electrónica, 
concluyéndose que eran partículas pequeñas, ricas en ARN y que “secre-
taban” grandes cantidades de proteínas. Aunque se desconocía el papel 
que desempeñaban en la síntesis de proteínas, numerosas investigacio-
nes pudieron establecer una relación entre estos y los polipéptidos. En la 
actualidad, el ribosoma se describe como un complejo supramolecular 
de ARNr y proteínas, el cual está organizado en dos subunidades, una 
grande (mayor) y otra pequeña (menor) (fig. 2.7) (Lodish y cols., 2005).
76 | genética molecular
Figura 2.7. Modelo estructural de un ribosoma procarionte. A) Se muestran las subuni-
dades grande o mayor (50S) y pequeña o menor (30S). Notar la presencia de los sitios 
aminoacil (sitio A), peptidil (sitio P), de salida (sitio E) y de unión al ARNm en el ribosoma 
ensamblado. B) Se muestra al ribosoma montado sobre un ARNm (rojo) y sintetizando 
una cadena polipeptídica (violeta). (Modificado de © Pearson Education, Inc., 2012).
Las subunidades ribosómicas, así como las moléculas de ARNr, se 
suelen designar en unidades Svedberg (S), la cual corresponde a una 
medida de la velocidad de sedimentación de partículas centrifugadas. 
La longitud de las moléculas de ARNr, la cantidad de proteínas en cada 
subunidad y los tamaños de las subunidades son diferentes en células 
procariontes y eucariontes. Los ensamblajes ribosómicos (unión entre 
subunidades mayor y menor) son 70S en ribosomas procarióticos y 80S 
en ribosomas eucarióticos (fig. 2.8) (Lodish y cols., 2005).
En procariotas, la subunidad ribosomal grande es 50S y contiene 
dos moléculas de ARNr y alrededor de treinta proteínas; mientras que la 
subunidad ribosomal pequeña es 30S y contiene una molécula de ARNr y 
alrededor de veinte proteínas. En el caso de los organismos eucariontes, 
la subunidad ribosomal grande es 60S y contiene tres moléculas de 
ARNr y alrededor de cincuenta proteínas; mientras que la subunidad 
ribosomal pequeña es 40S y contiene una molécula de ARNr y alrededor 
de treinta proteínas (Karp, 2014).
77 | genética molecular
Figura 2.8. Esquema que muestra las diferencias entre los ribosomas procariótico 
(70S) y eucariótico (80S). El coeficiente de sedimentación de cada ribosoma, y de sus 
subunidades constituyentes, es representado en unidades Svedberg (S). (Obtenido y 
modificado de la web. Ver bibliografía).
Recién en el año 2000 se pudo obtener la conformación tridimensional 
completa de las subunidades ribosómicas, confirmando la evidencia de 
que son los ARNr, y no las proteínas, los responsables de su estructura, 
su habilidad para unir ARNm y ARNt, y su capacidad de formar enlaces 
peptídicos. Ahora bien, la eficiencia de la traducción (i.e., el proceso de 
síntesis de proteínas) se incrementa por la unión de ARNm y enzimas al 
complejo ARN-proteína más abundante de la célula, llamado ribosoma. 
Este complejo supramolecular dirige la elongación de un polipéptido a 
una velocidad de tres a cinco aminoácidos adicionados por segundo, es 
decir, pequeñas proteínas de 100-200 aminoácidos se pueden formar 
en minutos o segundos, por lo cual la maquinaria ribosómica debe ser 
precisa y persistente (Alberts y cols., 2010).
78 | genética molecular
2.4.2. Síntesis de proteínas
La síntesis de una cadena polipeptídica se puede dividir en tres etapas, 
conocidas como inicio, elongación y terminación (Karp, 2014):
Inicio de la cadena
Una vez que el ribosoma se une a un ARNm, siempre se mueve a lo 
largo del transcrito, desde un codón al próximo, esto es, en bloques 
consecutivos de tres nucleótidos (i.e., tripletes o codones). Para asegurar 
que los tripletes se lean, el ribosoma se une al ARNm en un sitio preciso 
denominado codón de inicio, el cual está codificado como triplete AUG. 
Esta unión sitúa al ribosoma de manera automática en el marco 
de lectura correspondiente, de tal modo que el ribosoma lee el mensaje 
entero, de forma correcta, desde este punto de inicio hasta su fin (i.e., 
hasta encontrar un codón de término) (fig. 2.9).
Elongación de la cadena
Paso 1: selección del aminoacil-ARNt
Con el ARNt iniciador cargado con su aminoácido (i.e., metionina) y en 
posición dentro del sitio peptidil (sitio P), el ribosoma queda disponible 
para la entrada de un segundo aminoacil-ARNt (aa-ARNt) en el sitio 
aminoacil (sitio A) vacante, lo cual representa el primer paso de la 
elongación.
Antes de que el segundo aa-ARNt se una de manera eficiente 
al ARNm expuesto en el sitio A, debe combinarse con un factor de 
elongación unido a GTP. Este factor es necesario para liberar los aa-ARNt 
hacia el sitio A del ribosoma. Aunque cualquier complejo aa-ARNt puede 
ingresar al sitio, solo el que tiene el anticodón complementario del codón 
del ARNm alojado en el sitio A activará los cambios conformacionales 
79 | genética molecular
necesarios dentro del ribosoma, haciendo que el ARNt permanezca 
unido al ARNm en el centro de decodificación.
Paso 2: formación del enlace peptídico
El segundo paso en el ciclo de elongación es la formación de un enlace 
peptídico entre estos dos aminoácidos. La formación del enlace peptídico 
se realiza cuando el nitrógeno del grupo amino del aa-ARNt en el sitio 
A reacciona con el carbono del grupo carbonilo del aminoácido unido 
al ARNt del sitio P, lo cual desplaza el ARNt del sitio P. Como resultado, 
el ARNt unido al segundo codón en el sitio A tiene un dipéptido unido 
(dipeptidil-ARNt) y de esa forma el ARNt en el sitio P se desacila, es decir, 
pierde grupos acilo (–CO–R). La formación del enlace peptídico ocurre 
de manera espontánea, sin la utilización de energía externa, gracias a 
la ribozima peptidil transferasa.
80 | genética molecular
Figura 2.9. Formación del complejo de iniciación de la traducción en eucariontes, donde 
se observan las distintas etapas del inicio de este proceso. El ARNt iniciador, que 
porta al aminoácido metionina, ingresa al sitio P de la subunidad pequeña y presenta 
el anticodón complementario para el codón AUG del ARNm. (Modificado de © W. H. 
Freeman & Company, 2002).
81 | genética molecular
Paso 3: translocación
Este paso se caracteriza por un movimiento parecido al de un trinque-
te (i.e., cuando un mecanismo de engranaje gira hacia un lado, pero 
impide su movimiento en sentido contrario) de la subunidad pequeña 
con respecto a la grande. Como resultado, el ribosoma se mueve tres 
nucleótidos por el ARNm en sentido 5’→3’. La translocación se acompaña 
del movimiento del dipeptidil-ARNt del sitio A al sitio P del ribosoma 
ensamblado, el cual aún se encuentra enlazado al segundo codón del 
ARNm, pero también del movimiento del ARNt desacilado del sitio P al 
sitio E (sitio de salida del ARNm) (fig. 2.10).
Paso 4: liberación del ARNt desacilado
Por cada ciclo de elongación, al menos dos moléculas de GTP se hi-
drolizan, una durante la selección del aminoacil-ARNt y otra durante 
la translocación. Cada ciclo de elongación toma alrededor de 0,05 
segundos, la mayor parte de ese lapso, tal vez, perdido en buscar los 
aa-ARNt del citosolcircundante. Una vez que el peptidil-ARNt se ha mo-
vido al sitio P por translocación, el sitio A queda nuevamente disponible 
para la entrada de otro aa-ARNt, en este caso, uno con un anticodón 
complementario al tercer codón. Cuando el tercer ARNt cargado se 
vincula con el ARNm en el sitio A, el dipéptido del ARNt del sitio P se 
transfiere al aa-ARNt del sitio A y forma el segundo enlace peptídico. 
En consecuencia, se tiene un tripéptido fijado al ARNt del sitio A y el 
ARNt del sitio P se encuentra otra vez desprovisto del aminoácido. A la 
formación de enlaces peptídicos le sigue la translocación del ribosoma 
ensamblado al cuarto codón y la expulsión del ARNt desacilado, con lo 
cual el ciclo está listo para comenzar otra vez (fig. 2.10).
82 | genética molecular
Terminación de la cadena
Tres de los 64 tripletes del ARNm funcionan como codones de término, 
los cuales finalizan la polimerización del polipéptido naciente en lugar de 
codificar para un aminoácido. No existen ARNt cuyos anticodones sean 
complementarios a los codones de término. Cuando el ribosoma alcanza 
uno de estos codones (i.e., UAA, UAG o UGA), el mensaje interpretado 
significa detener la elongación adicional y liberar al polipéptido del último 
ARNt.
83 | genética molecular
Figura 2.10. Proceso de elongación de la cadena polipeptídica. Se aprecia la primera 
ronda de elongación (izquierda) y las rondas subsecuentes de elongación (derecha). 
(Modificado de © W. H. Freeman & Company, 2002).
2.5. Modificaciones postraduccionales
Existen alteraciones en las cadenas laterales de los 20 aminoácidos, 
posterior al proceso de traducción, conocidas como modificaciones 
postraduccionales (PTM, del inglés posttranslational modifications). 
Diversas investigaciones han permitido descubrir docenas de tipos 
distintos de PTM (ver tabla 2.1). Así, por ejemplo, la modificación más 
difundida e importante es la adición de un grupo fosfato a un residuo 
aminoacídico de serina, treonina o tirosina. Las PTM pueden generar 
cambios relevantes en las propiedades y función de una proteína, siendo 
los más importantes aquellos que ocurren a nivel de la estructura tri-
dimensional, la actividad, la localización dentro de la célula, la duración 
de su vida y/o de sus interacciones con otras moléculas. Por ejemplo, 
en una proteína reguladora clave la presencia o ausencia de un solo 
grupo fosfato es capaz de modificar el comportamiento de la célula 
(v.g., cancerosa o normal). A causa de las PTM, un solo polipéptido 
puede adquirir características diferentes y comportarse como molécula 
biológica distinta (Karp, 2014).
84 | genética molecular
Tabla 2.1. Cuadro resumen de las principales modificaciones aminoacídicas postra-
duccionales en las proteínas. Incluye las modificaciones en los extremos N-terminal 
y C-terminal.
2.6. Tipos de proteínas
Las proteínas se pueden clasificar en diferentes tipos, dependiendo de 
las tareas o funciones que llevan a cabo en el organismo. Cabe recordar 
que las proteínas son macromoléculas esenciales para la vida y pueden 
llevar a cabo gran parte de los procesos vitales de los organismos. A 
continuación, se presenta una recopilación de los principales grupos de 
proteínas (según su función) con algunos ejemplos (Alberts y cols., 2011):
Enzimas
Su función es catalizar la formación o rotura de enlaces químicos. Por 
ejemplo, la pepsina estomacal, una proteasa que degrada proteínas 
ingeridas en la dieta.
85 | genética molecular
Proteínas estructurales
Encargadas de brindar soporte mecánico a las células y los tejidos. 
Por ejemplo, el colágeno y la elastina son componentes de la matriz 
extracelular y de las fibras de tendones y ligamentos.
Proteínas de transporte
Transportan moléculas pequeñas y/o iones. Por ejemplo, la hemoglobina, 
la cual transporta oxígeno a través de la sangre.
Proteínas motoras
Su función es generar movimiento en las células y los tejidos. Por 
ejemplo, la miosina, la cual está presente en las células musculares es-
queléticas, proporcionando fuerza motriz para la contracción muscular.
Proteínas de almacenamiento
Almacenan moléculas pequeñas y/o iones. Por ejemplo, la ferritina, la 
cual facilita el almacenamiento de hierro en el hígado.
Proteínas de señalización celular
Encargadas de transducir señales entre diferentes tejidos celulares. 
Por ejemplo, el factor de crecimiento nervioso (NGF), el cual estimula 
el crecimiento de axones en algunos tipos de células nerviosas.
Proteínas receptoras
Detectan señales y las transmiten a la maquinaria de respuesta intra-
celular. Por ejemplo, el receptor de acetilcolina de la membrana de una 
célula muscular, el cual recibe señales químicas (i.e., neurotransmisor 
acetilcolina) liberadas desde una terminación nerviosa.
86 | genética molecular
Proteínas reguladoras de la expresión génica
Su función es unirse al ADN y activar o desactivar la transcripción 
de genes. Por ejemplo, las proteínas de homeodominios, las cuales 
actúan como interruptores para controlar el desarrollo en organismos 
multicelulares.
Proteínas de propósito especial
Sus funciones son variadas y algunas de ellas son altamente especiali-
zadas. Por ejemplo, las proteínas anticongelantes presentes en algunos 
peces que habitan en los mares polares, las cuales sirven para proteger 
su sangre del congelamiento.
2.7. Actividad sugerida
2.7.1. Paso práctico: separación de proteínas mediante electroforesis 
en gel de poliacrilamida
Introducción
La poliacrilamida gelificada es una fina matriz porosa que permite la 
fácil migración de proteínas de tamaño pequeño, pero dificulta el paso de 
proteínas de mayor tamaño, lo cual resulta en una separación por masa 
molecular. Además, el gel de poliacrilamida presenta agentes que tienen 
la capacidad de desnaturalizar proteínas (v.g., β-mercapto-etanol y SDS 
“dodecil-sulfato de sodio”), lo cual permite exponer cargas negativas en 
la macromolécula.
El gel de poliacrilamida está conformado por dos fases: (i) una 
superior, conocida como gel stacking, donde se generan los bolsillos para 
cargar las muestras, permitiendo su paso sin considerar el tamaño, y (ii) 
una inferior, conocida como gel separador, el cual permite la segregación 
efectiva de las muestras. A mayor porcentaje de acrilamida, menor será 
87 | genética molecular
el tamaño de los poros en la matriz gelificada. Debido a que las muestras 
(solución de proteínas) son incoloras, se les debe agregar un colorante 
(v.g., azul de bromofenol) para seguir su migración en el proceso de 
electroforesis. Asimismo, en uno de los bolsillos del gel se debe agregar 
un marcador de peso molecular (i.e., proteínas con una masa molecular 
conocida) que permita estimar el tamaño de las diferentes muestras. 
Los polipéptidos se hacen migrar a través de un campo eléctrico que 
posee carga negativa en un extremo y positiva en el otro. De esta forma, 
las muestras (aniones) migrarán hacia el extremo con carga positiva.
Objetivos
1) Separar proteínas mediante la técnica PAGE-SDS.
2) Estimar la masa molecular de algunas proteínas de interés comercial.
Materiales y reactivos
* Distintas muestras de proteínas comerciales (v.g., albumina, caseína, 
papaína, entre otras)
* Sistema de electroforesis con cámara vertical
* Micropipetas P10, P20 y P200
* Solución de acrilamida o bisacrilamida al 4% (p/v) y 12% (p/v), stacking 
y separador, respectivamente.
* β-mercapto-etanol
* Persulfato de amonio (APS)
* Tetrametiletilendiamina (TEMED)
* Colorantes azul de bromofenol y azul brillante de Coomassie
* Metanol 5% (p/v)
* Búfer de corrida 1X [3 g/l de Tris-base pH 8,3 + 10 ml/l de SDS 10% + 
14,4 g/l de glicerol].
88 | genética molecular
* Búfer de carga 1X [0,5 ml de Tris-HCl 0,5M pH 6,8 + 2,5 ml de SDS 10% 
+ 1 ml de glicerol + 0,5 ml de azul de bromofenol 0,05% + 0,2 ml de 
β-mercapto-etanol].
Procedimiento
I. Preparación del gel separador
1. Mezclar en un tubo de ensayo 5 ml de poliacrilamida al 12%, 100 µl 
de APS y 5 µl de TEMED.
2. Homogeneizarrápidamente y verter la poliacrilamida entre losdos 
vidrios. Agregar unas gotas de isobutanol entre ambos vidrios para 
que el borde superior del gel separador no presente irregularidades. 
Esperar la polimerización del gel.
3. Lavar con agua destilada para eliminar el isobutanol y secar mediante 
sacudidos fuertes. Utilizar papel filtro entre ambos vidrios para absor-
ber excedentes del agua destilada.
II. Preparación del gel stacking
1. Mezclar en un tubo de ensayo 2 ml de poliacrilamida al 4%, 50 µl de 
APS y 2,5 µl de TEMED.
2. Homogeneizar rápidamente y verter la poliacrilamida entre ambos 
vidrios sobre el gel separador. Colocar la peineta (para formar los 
bolsillos del gel), procurando que esté bien posicionada y no se formen 
burbujas.
3. Sacar la peineta una vez que haya polimerizado el gel.
III. Montaje de la cámara de electroforesis
1. Marcar y enumerar los bolsillos con un rotulador indeleble en el vidrio 
más grande.
2. Montar los vidrios que contienen el gel en la cámara de electroforesis.
89 | genética molecular
3. Llenar la cámara con búfer de corrida 1X y eliminar las burbujas que 
puedan quedar en el fondo de la cámara.
IV. Preparación de las muestras de proteínas
Cargar la misma cantidad de muestra de proteína en cada bolsillo para 
que se pueda realizar una comparación de las bandas resultantes. Cada 
muestra debe tener la misma cantidad de búfer de carga 1X, el cual 
brindará densidad y color a las muestras, facilitando su depósito en los 
bolsillos y evitando su salida del gel. A continuación, mezclar y calentar 
las muestras en agua recién hervida para favorecer la desnaturalización 
de las proteínas.
V. Carga de las muestras en los bolsillos del gel de poliacrilamida
1. Con la ayuda de una micropipeta P20, cargar las muestras a partir 
del segundo bolsillo.
2. Cargar en el primer bolsillo un marcador de peso molecular.
3. Conectar la cámara de electroforesis a su fuente de poder y progra-
mar la corrida electroforética a 100V.
4. Una vez que el colorante haya migrado hasta el límite del gel separa-
dor, incrementar el voltaje de la fuente de poder hasta 150V.
5. Una vez que el colorante haya migrado hasta el final del gel separador, 
detener el proceso de electroforesis.
6. Desmontar los vidrios de la cámara de electroforesis, separarlos 
y eliminar los restos de poliacrilamida con ayuda de una espátula y 
agua destilada.
90 | genética molecular
VI. Preparación de la tinción con azul brillante de Coomassie
1. Sumergir el gel en metanol 5% (solución fijadora) y dejar en agitación 
durante 5 min. A continuación, agitar durante 5 min en agua destilada. 
Repetir este paso por completo.
2. Sumergir el gel en la solución de azul brillante de Coomassie (con 
agitación) durante 30 min. A continuación, lavar con agua destilada 
hasta que las bandas aparezcan nítidas.
2.8. Preguntas para discusión y autoevaluación
1. Dibuje la fórmula estructural de un aminoácido sencillo e identifique 
los grupos carboxilo, amino y residual “R”.
2. Defina y compare los niveles de organización de las proteínas y señale 
los enlaces que mantienen a cada una de ellas:
 (i) Primaria y enlace presente
 (ii) Secundaria (alfa-hélices y hojas-beta plegadas) y enlace presente
 (iii) Terciaria y enlaces presentes
 (iv) Cuaternaria y enlaces presentes
3. Enumere tantas funciones proteicas diferentes como pueda y dé un 
ejemplo de cada categoría, siempre que sea posible.
4. ¿Cómo influye la estructura primaria de un polipéptido en las estruc-
turas secundaria y terciaria? ¿Cómo puede alterarse la conformación 
de una proteína?
5. ¿Cómo funciona una enzima? ¿Por qué las enzimas son esenciales 
para la vida de los organismos de la Tierra?
6. Si bien las mutaciones en el ADN son esenciales para el proceso 
de evolución, ¿por qué se cree que la mayoría de las mutaciones son 
deletéreas?
91 | genética molecular
7. ¿Por qué se supone más probable que una mutación aleatoria sea 
deletérea en vez de beneficiosa?
8. ¿Por qué la mayoría de las mutaciones de un organismo diploide son 
recesivas?
9. Compare las funciones de las proteínas con las de los ácidos nucleicos.
10. Encierre en un círculo el residuo “R” de los aminoácidos y escriba 
sobre la línea el grupo al cual pertenece:
Fenilalanina Treonina Cisteína
Isoleucina Asparragina Prolina
11. Marque como verdadero (V) o falso (F) el enunciado correcto 
acerca de las proteínas:
[ ] El puente de hidrógeno es el enlace que mantiene la estructura 
primaria.
92 | genética molecular
[ ] De las proteínas que muestran una cadena polipeptídica se dice 
que su estructura es terciaria.
[ ] Debido al tipo de enlace que presentan las estructuras terciaria y 
cuaternaria, las proteínas no se pueden desnaturalizar.
[ ] El enlace peptídico mantiene la estructura secundaria.
[ ] El puente de hidrógeno se establece entre el oxígeno del carbonilo 
y el hidrógeno del nitrógeno.
[ ] Los enlaces hidrofóbicos, puentes disulfuro, atracciones electros-
táticas y fuerzas de Van der Waals, son las uniones que mantienen 
la estructura terciaria de las proteínas.
[ ] La hélice triple es un ejemplo de estructura cuaternaria.
[ ] Las proteínas solo pueden presentar dos formas, fibrosas o 
globulares.
[ ] La hoja zigzag (conformación beta) es un ejemplo de es-tructura 
terciaria.
93 | genética molecular
Glosario
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94 | genética molecular
Glosario
Ácido nucleico. Polímero de nucleótidos unidos mediante enlaces del 
tipo fosfodiéster.
Activador (enhancer). Factor estimulador de la transcripción.
Alelo. Forma alternativa de un gen.
Aminoácidos. Monómeros que conforman a las proteínas.
Anticodón. Secuencia específica de tres nucleótidos del ARNt que es 
complementaria a un codón específico del ARNm.
Apoenzima. Fracción proteica de una enzima que es catalíticamente 
inactiva, desprovista de sus cofactores y/o coenzimas.
β-globulina. Proteína circulante del plasma sanguíneo.
Bicatenario. Referido a dos cadenas o hebras.
Caja TATA. Secuencia nucleotídica conservada, localizada en el promotor 
de muchos genes eucariontes codificadores de proteínas, la cual permite 
el reclutamiento del complejo de iniciación de la transcripción.
Cebador (partidor o primer). Secuencia nucleotídica corta que contiene 
un grupo 3’–OH libre, el cual se aparea con una secuencia molde comple-
mentaria, actuando como punto de inicio para la adición de nucleótidos 
con el fin de copiar la hebra molde.
Clivaje. Escisión o ruptura de enlaces químicos mediante acción 
enzimática.
Código genético. Conjunto de reglas por las cuales los tripletes de 
nucleótidos codificantes (codones) del ADN (o del ARNm) especifican 
aminoácidos en las proteínas.
Codón. Secuencia de tres nucleótidos del ADN codificante (o del ARNm) 
que especifica un aminoácido en particular durante la síntesis de 
proteínas.
Codón de terminación. Uno de los tres tripletes (i.e., UAG, UAA o UGA) 
que provocan la finalización de la síntesis proteica.
Coenzima. Cofactor orgánico no proteico y termoestable de una enzima.
95 | genética molecular
Complementariedad de bases. Propiedad de las bases nitrogenadas de 
los ácidos nucleicos por la cual una adenina se aparea siempre a una 
timina (o uracilo, en el caso del ARN), y una citosina se aparea siempre 
a una guanina.
Deleción. Pérdida de un nucleótido o de una secuencia nucleotídica en 
el ADN.
Desoxirribosa. Azúcar (pentosa) constituyente del ADN.
Desnaturalización (denaturación). Modificación de las propiedades 
fisicoquímicas y estructurales de una proteína, un ácido nucleico u otra 
molécula biológica, al ser expuestas a calor o ácidos y bases fuertes.
Enlace nucleotídico (enlace 3’-5’-fosfodiéster). Enlace covalente entre 
dos nucleótidos de una cadena de ADN (o ARN). Involucra un grupo 
fosfato unido a los carbonos 3’ y 5’ de las pentosas de dos nucleótidos 
adyacentes.
Enlace peptídico.Enlace tipo amida entre el grupo amino (–NH
2
) de un 
aminoácido y el grupo carboxilo (–COOH) de otro aminoácido, presentes 
en un péptido o proteína.
Enzima. Proteína que cataliza reacciones bioquímicas específicas en 
el metabolismo.
Exón. Segmento nucleotídico de un gen eucariota (o de su transcrito 
primario) que codifica para proteína.
Fragmentos de Okazaki. Segmentos cortos de ADN de hebra simple que 
se forman durante la síntesis de la hebra rezagada en la replicación 
del ADN.
Gen. Unidad física y funcional de la herencia, la cual transporta infor-
mación de una generación a la siguiente.
Histonas. Proteínas pequeñas de carácter básico, ricas en lisina y 
arginina, que se unen al ADN en la formación de la cromatina.
Holoenzima. Complejo catalítico funcional constituido por una apoenzima 
y su cofactor o coenzima específica.
Intrón. Segmento nucleotídico de un gen eucariota (o de su transcrito 
primario) que no es codificante para proteína.
96 | genética molecular
Metilación del ADN. Proceso de adición de grupos metilo (–CH
3
) al ADN, 
generalmente asociado con la inactivación de genes en los cromosomas.
Macromolécula. Molécula polimérica (v.g., proteína, ácido nucleico, 
polisacárido), con una masa molecular del orden de los kilodaltons.
Monocatenario. Referido a una sola cadena o hebra.
Monocistrónico. ARNm con un solo codón de inicio de la traducción.
Monómero. Molécula pequeña, unidad básica y estructural de un 
polímero.
Nucleosoma. Unidad estructural y fundamental de la cromatina, com-
puesta por un octámero de histonas y aproximadamente 146 pares de 
bases nucleotídicas de ADN.
Operador. Región genómica adyacente al promotor que interactúa con 
una proteína represora específica para controlar la expresión de genes 
adyacentes.
Operón. Unidad genética de los procariotas, constituida por uno o más 
genes estructurales y sus secuencias regulatorias adyacentes (i.e., el 
operador y el promotor).
Plasmidio (plásmido). Elemento genético extracromosómico y circular 
de ADN bicatenario, presente en bacterias.
Pentosa. Monosacárido simple formado por cinco átomos de carbono.
Poliadenilación. Proceso de clivaje y adición de múltiples nucleótidos 
adenilatos (A) en el extremo 3’ del pre-ARNm (i.e., cola poli-A).
Policistrónico. ARNm con dos o más codones de inicio de la traducción.
Polipéptido. Molécula formada por la unión covalente (enlace peptídico) 
de dos o más aminoácidos.
Promotor. Región genómica adyacente a los genes estructurales, 
compuesta por diferentes motivos nucleotídicos de unión a factores 
de transcripción y a la ARN polimerasa, el cual gatilla el inicio de la 
transcripción.
Proof-reading (lectura de prueba). Mecanismo de corrección de prueba 
de los nucleótidos polimerizados por parte de la ADN polimerasa durante 
el proceso de replicación del ADN.
97 | genética molecular
Quiral (quiralidad). Propiedad de algunas moléculas de no ser super-
ponible con su imagen especular.
Replisoma. Complejo de enzimas y proteínas, incluyendo la ADN poli-
merasa, que se ensamblan en la horquilla de replicación para duplicar 
las hebras de ADN.
Splicing (corte y empalme). Proceso de corte y eliminación de intrones 
y empalme de exones en la maduración del ARNm.
Splicing alternativo. Mecanismo de modificación postranscripcional 
de un único pre-ARNm que permite originar diferentes moléculas de 
ARNm, donde cada una de ellas codifica para polipéptidos diferentes.
Translocación. Acción y efecto de trasladar una molécula de un lugar 
a otro.
98 | genética molecular
Referencias 
bibliográficas
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99 | genética molecular
Referencias bibliográficas
Alberts, B., Bray, D., Hopkin, K., Johnson, A., Lewis, J., Raff, M., Roberts, 
K. & Walter, P. (2011). Introducción a la Biología Celular. (3a ed.). Editorial 
Médica Panamericana, S. A.
Alberts, B., Johnson, A., Lewis, J., Raff, M., Roberts, K. & Walter, P. (2010). 
Biología Molecular de la Célula. (5a ed.). Editorial Omega.
Beas, C., Ortuño, D. & Armendáriz, J. (2009). Biología Molecular: Funda-
mentos y Aplicaciones. (1a ed.). McGraw-Hill Interamericana Editores, S. A.
Bunch, H. (2009). Regions of E. Coli RNA Polymerase Required for λ 
Q-Mediated Antitermination in Binding and Function. Thesis for Ph. D., 
Cornell University, Ithaca, New York.
Karp, G. (2014). Biología Celular y Molecular. Conceptos y Experimentos. 
(6a ed.). McGraw-Hill Interamericana Editores, S. A.
Klug, W. S., Cummings, M. R., Spencer, C. A. & Palladino, M. A. (2011). 
Concepts of Genetics. (10th ed.). Pearson Education, Inc.
Lodish, H., Berk, A., Matsudaira, P., Kaiser, C., Krieger, M., Scott, M., 
Zipursky, L. & Darnell, J. (2005). Biología Celular y Molecular. (5a ed.). 
Editorial Médica Panamericana, S. A.
Watson, J. D., Baker, T. A., Bell, S. P., Gann, A., Levine, M. & Losick, R. 
(2014). Molecular Biology of the Gene. (7th ed.). Pearson Education, Inc.
100 | genética molecular
Sitios (copyright) consultados para figuras y tablas modificadas:
© 2002 W. H. Freeman & Company. Biochemistry, 5th Edition [Figuras 
2.9 y 2.10]
© 2008 Pearson Education, Inc. [Figuras 1.13 y 1.14]
© 2010 Pearson Education, Inc. [Figura 1.7]
© 2011 Pearson Education, Inc. [Figuras 1.15, 1.16, 1.17, 2.5 y 2.6]
© 2012 Pearson Education, Inc. [Figuras 1.11B, 1.11 y 2.7]
© 2012 W. H. Freeman & Company. Biochemistry, 7th Edition [Figura 1.8]
© 2012 W. H. Freeman & Company. Introduction to Genetic Analysis, 10th 
Edition [Figuras 1.10A y 1.11A]
© 2016 OpenStax Publisher [Figura 2.3]
https://images.app.goo.gl/2ZDZ4iACtCq6ZVXK9 [Figura 1.6]
http://www7.uc.cl/sw_educ/biologia/bio100/html/portadaMI-
val2.1.1.2.html [Figura 2.4]
http://b.se-todo.com/biolog/1146/index.html [Tabla 1.1]
Sitios web consultados para elaborar las secciones “Síntesis histórica 
de los ácidos nucleicos” y “Síntesis histórica de las proteínas”:
http://www.medtrad.org/panacea/IndiceGeneral/n12_tribuna_GClaros.
pdf
https://sites.google.com/site/ampliabiogeo/biotecno/histo-
ria-de-un-descubrimiento
https://prezi.com/vg3oqrlmhvx5/linea-del-tiempo-acidos-nucleicos/
http://cdn.idtADN.com/support/Technical/TechnicalBulletinPDF/A_
Brief_History_of_ADN.pdf
http://www.bbm1.ucm.es/public_html/divul/HistoriadeProteinas.pdf
https://images.app.goo.gl/2ZDZ4iACtCq6ZVXK9 [Figura 1.6] http://www7.uc.cl/sw_educ/biologia/bio100/html/portadaMIval2.1.1.2.html [Figura 2.4] http://b.se-todo.com/biolog/1146/index.html [Tabla 1.1] 
https://images.app.goo.gl/2ZDZ4iACtCq6ZVXK9 [Figura 1.6] http://www7.uc.cl/sw_educ/biologia/bio100/html/portadaMIval2.1.1.2.html [Figura 2.4] http://b.se-todo.com/biolog/1146/index.html [Tabla 1.1] 
https://images.app.goo.gl/2ZDZ4iACtCq6ZVXK9 [Figura 1.6] http://www7.uc.cl/sw_educ/biologia/bio100/html/portadaMIval2.1.1.2.html [Figura 2.4] http://b.se-todo.com/biolog/1146/index.html [Tabla 1.1] 
https://images.app.goo.gl/2ZDZ4iACtCq6ZVXK9 [Figura 1.6] http://www7.uc.cl/sw_educ/biologia/bio100/html/portadaMIval2.1.1.2.html [Figura 2.4] http://b.se-todo.com/biolog/1146/index.html [Tabla 1.1] 
http://www.medtrad.org/panacea/IndiceGeneral/n12_tribuna_GClaros.pdf
http://www.medtrad.org/panacea/IndiceGeneral/n12_tribuna_GClaros.pdf
https://sites.google.com/site/ampliabiogeo/biotecno/historia-de-un-descubrimiento https://prezi.com/vg3oqrlmhvx5/linea-del-tiempo-acidos-nucleicos/ http://cdn.idtADN.com/support/Technical/TechnicalBulletinPDF/A_Brief_History_of_ADN.pdf http://www.bbm1.ucm
https://sites.google.com/site/ampliabiogeo/biotecno/historia-de-un-descubrimiento https://prezi.com/vg3oqrlmhvx5/linea-del-tiempo-acidos-nucleicos/ http://cdn.idtADN.com/support/Technical/TechnicalBulletinPDF/A_Brief_History_of_ADN.pdf http://www.bbm1.ucm
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Genética molecular: fundamentos y actividades prácticas es un libro que busca 
ser un aporte en el aprendizaje y comprensión de la genética molecular, a través 
de herramientas teóricas y ejercicios que serán útiles para el público interesado en 
profundizar sus conocimientos en esta disciplina. Para ello, y de manera pedagógica, 
los autores ahondan en el estudio de los ácidos nucleicos y las proteínas, realizando 
una síntesis histórica acerca del avance que han tenido estas áreas y una revisión de 
la estructura química, organización, función y regulación de las macromoléculas ADN, 
ARN y proteínas. Todo ello, sumado a una serie de actividades prácticas y cuestionarios 
con preguntas para discusión y autoevaluación, con el objeto de que los lectores, y en 
particular los estudiantes, puedan evaluar su domino del material presentado en los 
dos capítulos que conforman estas páginas.
Inscrita en la Colección de Textos de Apoyo a la Docencia de Ediciones UCM, 
Genética molecular es una obra que nace con el fin de fortalecer el proceso formativo 
de Pedagogía en Ciencias con Mención de la Universidad Católica del Maule, pero que 
también se hace extensiva para otras carreras relacionadas a las ciencias biológicas, 
tanto de universidades chilenas como extranjeras, y con ello para estudiantes, 
profesores y público en general que deseen aprender y enseñar sobre esta materia.