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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
 
 
“Análisis bromatológico y determinación de factores tóxicos 
naturales de los hongos silvestres Morochike (Amanita 
caesarea) y Sojachi (Amanita rubescens) en forma natural 
y cocidos, consumidos en la sierra Tarahumara de 
Chihuahua” 
 
 
 
 
TESIS 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
 
QUÍMICO DE ALIMENTOS 
 
 
 
 
 
PRESENTA 
 
MIGUEL ANGEL MORALES ESCANDÓN 
 
 
 
 
 
MÉXICO, D.F. 2016 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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JURADO ASIGNADO: 
 
PRESIDENTE: M. EN C. BERNARDO LUCAS FLORENTINO 
 
VOCAL: M. EN C. LUCÍA CORNEJO BARRERA 
 
SECRETARIO: Q.F.B. JUAN DIEGO ORTÍZ PALMA 
 
1er. SUPLENTE: DRA. ILIANA ELVIRA GONZÁLEZ HERNÁNDEZ 
 
2° SUPLENTE: Q.A. GUSTAVO LOZANO VÁZQUEZ 
 
 
 
 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: 
ANEXO DE LOS LABORATORIOS 4A Y 4C DEL DEPARTAMENTO DE 
ALIMENTOS Y BIOTECNOLOGÍA, EDIFICIO A DE LA FACULTAD DE QUÍMICA, 
UNAM 
 
 
 
ASESOR DEL TEMA: 
M. EN C. BERNARDO LUCAS FLORENTINO ______________ 
 
 
 
SUPERVISOR TÉCNICO: 
DR. ROBERT BYE BOETTLER ______________ 
 
 
 
SUSTENTANTE: 
MIGUEL ANGEL MORALES ESCANDÓN ______________ 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE Página 
1 INTRODUCCIÓN 1 
 
2 OBJETIVOS 3 
2.1 Objetivo general 3 
2.2 Objetivos particulares 3 
 
3 ANTECEDENTES 4 
3.1 Generalidades de los macromicetos 4 
3.2 Importancia ecológica 4 
3.3 Micofilia y micofobia 6 
3.4 Uso y aprovechamiento de los macromicetos 7 
3.5 Importancia de los macromicetos en México 7 
3.6 Amanita caesaria y Amanita rubescens 10 
3.7 Fibra dietética 12 
3.7.1 Fibra dietética soluble 13 
3.7.2 Fibra dietética insoluble 14 
3.8 Acciones fisiológicas de la fibra dietética 14 
3.9 Proteína en los alimentos 15 
3.10 Digestibilidad proteínica in vitro 16 
3.11 Factores tóxicos en los alimentos 18 
3.11.1 Saponinas 19 
3.11.2 Lectinas 20 
3.11.3 Inhibidores de tripsina 22 
3.11.4 Importancia de la tripsina 23 
 
4 METODOLOGÍAS 24 
4.1 Información de las muestras 25 
4.2 Acondicionamiento del material biológico 25 
4.3 Análisis proximal 26 
4.3.1 Determinación de humedad en estufa al vacío 26 
4.3.2 Determinación de cenizas 28 
4.3.3 Determinación de grasa 29 
4.3.4 Determinación de proteína 31 
4.3.5 Determinación de fibra cruda 34 
4.4 Determinación de fibra dietética total 36 
4.5 Desengrasado de la muestra 42 
4.6 Digestibilidad in vitro 43 
4.7 Determinación de factores tóxicos naturales 45 
4.7.1 Determinación de saponinas 46 
4.7.2 Determinación de lectinas 51 
4.7.3 Determinación de inhibidores de tripsina 56 
 
5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 62 
 
6 CONCLUSIONES 71 
 
7 BIBLIOGRAFÍA 73 
 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
1 
 
1. INTRODUCIÓN 
 
Desde el México prehispánico la alimentación del pueblo mexicano 
ha sido muy singular, ya que se han consumido ciertos alimentos 
característicos. Sin duda alguna el maíz ha sido la base de esta 
alimentación; sin embargo existen otros alimentos que han jugado 
un papel sumamente importante dentro de nuestra cultura, como lo 
han sido el frijol, el chile, la calabaza, el nopal y los hongos, de estos 
últimos tanto los cultivados, como los silvestres comestibles han 
tenido un gran auge y demanda para su consumo. 
 
Actualmente, los hongos comestibles silvestres son parte importante 
de la alimentación humana, principalmente en zonas rurales donde 
son el sustento alimenticio para poblaciones indígenas de nuestro país. 
 
Esta fuente de alimento es muy apreciada debido a sus reconocidas 
cualidades nutritivas, contenido de proteína, hidratos de carbono y 
fibra, así como por su sabor; por ello se les coloca como un alimento 
de alto valor nutrimental. 
 
Dos especies silvestres comestibles de hongos interesantes en el norte 
de México son: Morochike (Amanita Caesarea (Scop.)Pers.) y Sojachi 
(Amanita rubescens (Pers.) Fr.) que crecen en el bosque de pino de 
San Juanito Bocoyna en la sierra Tarahumara de Chihuahua, los cuales 
sólo se consiguen en temporada de lluvia. 
 
El presente trabajo tuvo como objetivo realizar el análisis proximal de 
los dos hongos que crecen en la sierra Tarahumara de Chihuahua, 
tanto crudos como cocidos, para determinar su composición 
nutrimental, aplicando el esquema de Weende en donde la 
determinación de fibra cruda se complementó con la fibra dietética 
1. INTRODUCCIÓN 
 
2 
total (FDT), que nos da mayor información nutritiva. Así mismo se 
determinaron los agentes tóxicos: lectinas, saponinas y como agente 
antinutricional: inhibidores de tripsina, que generalmente, se 
encuentran con mayor frecuencia en este tipo de muestras. 
 
Ya que algunos tóxicos como lectinas y los inhibidores de tripsinas, 
son moléculas termolábiles, se esperó que estos disminuyeran en las 
muestras que llevaron a cabo un proceso térmico. 
 
Con los resultados de este proyecto se observa en forma global las 
similitudes y diferencias de los macronutrimentos entre las dos 
especies, así como los metabolitos secundarios (agentes tóxicos y 
antinutricionales) y el efecto del tratamiento térmico efectuado a las 
muestras para observar el impacto en los tóxicos presentes. 
 
Para complementar el análisis bromatológico efectuado a las muestras 
y concluir sobre la digestibilidad de la proteína determinada, se realizó 
la determinación de digestibilidad in vitro, la cual nos da mayor 
información nutrimental. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2. OBJETIVOS 
 
3 
 
2. OBJETIVOS 
 
2.1 Objetivo general 
 
 Determinar la composición de macronutrimentos a través del 
análisis proximal, complementado con la fibra dietética total y la 
disponibilidad de la proteína; así como algunos factores tóxicos 
naturales en dos hongos silvestres comestibles recolectados y 
consumidos en la sierra Tarahumara de Chihuahua, con la 
finalidad de evaluar su aspecto nutritivo y su seguridad 
alimenticia. 
 
2.2 Objetivos particulares 
 
 Determinar la composición nutrimental de Amanita caesarea y 
Amanita rubescens, aplicando el esquema de Weende y 
complementando la fibra cruda con la fibra dietética total (FDT). 
 Evaluar la disponibilidad de la fracción proteica con la 
determinación de digestibilidad in vitro. 
 Realizar un tratamiento con calor (cocción) en estos hongos y 
observar como se afectan los macronutrimentos, la FDT y la 
digestibilidad in vitro. 
 Determinar el contenido de los siguientes factores tóxicos: 
lectinas, inhibidores de tripsina y saponinas en los hongos, tanto 
crudos como cocidos. 
 Evaluar el efecto del tratamiento con calor sobre los factores 
tóxicos, en especial de los denominados termolábiles. 
 
 
3. ANTECEDENTES 
 
4 
 
3. ANTECEDENTES 
 
3.1 Generalidades de los macromicetos 
 
Los macromicetos son hongos macroscópicos que básicamente 
pertenecen a los Ascomicetos y la mayor parte a los Basidiomicetos 
(Herrera y Ulloa, 1998). Los macromicetos son organismoseucarióticos 
y heterótrofos, con un nivel de organización unicelular o pluricelular 
(Deacon, 1997). Algunos son dimórficos, es decir, pueden presentar 
forma de levaduras o crecer como micelio, dependiendo del medio en 
donde se desarrollan o de las fases de su ciclo biológico (Moore-
Landecker, 1990). 
Algunos macromicetos forman relaciones simbióticas con algas 
(formando líquenes) o con plantas superiores (formando micorrizas) 
(Herrera y Ulloa, 1998). 
 
El ciclo de vida de estos organismos está conformado por una fase 
vegetativa (micelo) y otra reproductora (cuerpo fructífero); presentan 
gran variedad de colores, desde el blanco hasta tonalidades negras, 
pasando por una inmensa gama de tonos intermedios. La textura que 
presentan va desde suave y aterciopelado hasta viscoso-gelatinoso. De 
un tamaño entre los 20 a 30 cm. de altura. La forma de sus cuerpos 
es variable y pueden encontrarse hongos desde forma esférica hasta 
la forma típica de las setas (Martínez, 2008). 
 
 
3.2 Importancia ecológica 
 
La importancia de los hongos a nivel ecológico es fundamental, ya que 
son necesarios para el desarrollo de muchas plantas (herbáceas, 
arbustivas o arbóreas), tanto silvestres como cultivadas, que no 
3. ANTECEDENTES 
 
5 
prosperarían sin los hongos con que forman micorrizas (Herrera y 
Ulloa, 1998). El hongo obtiene hidratos de carbono del huésped, y a la 
vez, éste beneficia a la planta que obtiene minerales como fósforo, 
potasio, azufre, calcio, magnesio, zinc y hierro (Bold et al., 1980; Pilz 
y Molina, 1996). Además proporcionan mayor resistencia a condiciones 
adversas y protección contra patógenos por medio de las hifas del 
hongo. 
 
Debido a que son heterótrofos, dependen de la materia orgánica, ya 
sea viva o muerta, como una fuente de energía. Muchos de ellos 
purifican la naturaleza, descomponiendo material animal o vegetal 
muerto a compuestos más simples que llegan a estar disponibles para 
otros miembros del ecosistema (Montoya, 2005). 
 
Los hongos macroscópicos obtienen sus alimentos por absorción; este 
proceso consiste en la liberación de enzimas digestivas al sustrato en 
el que crecen para que las moléculas orgánicas complejas se degraden 
en moléculas más pequeñas que puedan pasar a través de su pared 
celular o membrana plasmática (Deacon, 1997; Moore-Landecker, 
1990). 
 
Los hongos presentan una fuente sana y diferente de nutrición 
parecida a la de la carne; especialmente durante la estación lluviosa, 
cuando los cultivos de comida aún no son cosechables y muchos 
recursos alimenticios son escasos (Montoya et al. 2008; Shepard et 
al. 2008). Estos poseen entre 19% y 35% de proteína (peso seco), con 
aminoácidos como lisina, triptófano y leucina; minerales como potasio 
y fósforo; entre 0.05% y 2% de grasas; vitamina A, B1, B2, C, ácido 
pantoténico; y del 4% al 20% de fibra. Además, su contenido de 
hidratos de carbono (peso seco) oscila entre 51% y 88% y de 75% a 
95% de agua, dependiendo de la especie (Becker, 1989; Chang y 
Buswell, 1996; Herrera y Ulloa, 1998). 
3. ANTECEDENTES 
 
6 
 
3.3 Micofilia y micofobia 
 
En diferentes culturas del mundo coexisten dos actitudes hacia el 
consumo de hongos: micofílica y micofóbica. Estos términos fueron 
utilizados por primera vez por Wasson (1957). La micofilia se define 
como el gusto por los hongos, gusto que se observa por el 
conocimiento que se posee de ellos y la transmisión de este 
conocimiento generación tras generación. El antónimo de micofilia es 
micofobia, que se define como la aversión y/o indiferencia a los hongos 
por individuos o por grupos étnicos completos. El grado de micofilia se 
puede medir con la cantidad y transmisión del conocimiento que se 
tiene sobre los hongos, incluyendo las diversas formas de prepararlos, 
su consumo (micofagia), las características que se utilizan para 
distinguirlos, la taxonomía y nomenclatura tradicional, la estima y valor 
en que se tiene a los hongos, el conocimiento de su ecología y biología 
(Fericgla, 2001). 
 
Inclusive existe la percepción de que las personas “educadas” son 
cuidadosas en cuanto a los hongos, mientras que aquellas de culturas 
menos interesadas en este tema, tienden a consumirlos más 
asiduamente (Michelot & Melendez-Hollew 2003). En la actualidad se 
reporta un total de 2166 hongos comestibles en el mundo (Boa 2004). 
 
Moreno-Fuentes (2002) menciona que no hay que hablar de micofobia 
en un sentido absoluto, ya que la micofilia en cualquier grupo humano 
puede ser relativa (baja, media y alta) como lo muestra su análisis en 
el caso de los Rarámuris, quienes al parecer no consumen varias 
especies apreciadas en el centro de la República Mexicana como 
Boletus spp., Collybia spp., Lactarius spp., Russula spp. (a pesar de 
que están presentes en cantidades importantes en el noroeste del 
país), pero sí consumen otras especies de hongos. 
3. ANTECEDENTES 
 
7 
Guzmán (1984) plantea que la tradición micofóbica en algunos lugares 
de México se debe a que los conquistadores provenían de Extremadura 
(España), un pueblo con actitud micófoba. Los aztecas tenían una 
tradición micófila (evidenciada en el uso de hongos comestibles y 
sagrados en los códices) que permaneció arraigada en sitios como 
Tlaxcala, Estado de México, Morelos y Ciudad de México. 
 
 
3.4 Uso y aprovechamiento de los hongos macromicetos 
 
En Mesoamérica los hongos jugaron un papel muy importante como 
recurso alimentario, en los rituales y en la vida cotidiana, quedando de 
manifiesto en muchas figurillas de piedra y barro, en pinturas y frescos 
(Guzmán, 1984; Wasson, 1983). Las primeras evidencias de este uso 
son los Hongos-Piedra que fueron estudiados inicialmente por Sapper 
en 1898 en Guatemala y El Salvador (Garibay-Orijel, et al 2006). 
 
Posteriormente Lowy relacionó a los Hongos-Piedra con hongos 
alucinógenos, aunque también se cree que están relacionadas con los 
hongos silvestres comestibles (Bold et al. 1980; Guzmán, 1984). Los 
españoles impresionados por la importancia ritual y alimentaria que les 
asignaban los indígenas a los hongos, dejaron evidencia en crónicas, 
narraciones y descripciones de su valor cultural en Mesoamérica 
durante los siglos XVI y XVII (Dubovoy, 1968). 
 
 
3.5 Importancia de los macromicetos en México 
 
En México el consumo de hongos silvestres comestibles forma parte 
del acervo cultural, principalmente de la población rural; su 
conocimiento y uso fue muy importante en las culturas prehispánicas, 
ya que esta tradición etnomicológica se ha practicado desde tiempos 
3. ANTECEDENTES 
 
8 
prehispánicos, sobre todo en las culturas mesoamericanas. En la 
actualidad la población indígena y mestiza que habita en los bosques 
de zonas templadas y frías tienen un amplio conocimiento de las 
especies de hongos comestibles. El saber tradicional sobre los hongos 
comestibles también se manifiesta en el gran número de nombres 
comunes que diversos autores propician en diversos lugares de nuestro 
país, el cual supera los 400, mismos que corresponden a cerca de 200 
especies, alrededor del 46% de estas especies son micorrizógenas, lo 
que dificulta su cultivo y la única forma de aprovecharlas es durante la 
época de lluvias en donde se lleva acabo su recolección. Su distribución 
geográfica en el ámbito nacional comprende a 28 entidades federativas 
(Colegio de Postgraduados en Ciencias Agrícolas y Fundación 
Produce Tlaxcala, A.C., 2003). 
 
Se estima que en el mundo existen 1.5 millones de especies de hongos, 
las estimaciones para México indican la cifra de 200 mil especies, de 
las cuales se tiene el registro de alrededor de 3.5%, las que en su 
mayoría crecen en los bosques de coníferas, en los tropicales y en el 
mesófilo de montaña. Por ello México es considerado, como uno de los 
países más importantes por el uso y recolección de este producto para 
las poblacionesrurales (Fernández, C. 2005). 
 
Se conoce una gran variedad de especies silvestres comestibles que 
son recolectados en diferentes ecosistemas, en México existen un gran 
número de ellas, pero que hasta ahora han sido poco estudiadas y no 
se les ha dado una mayor relevancia; más que sólo a algunas 
variedades, como lo es el famoso “huitlacoche”, champiñón y algunas 
setas, entre los más conocidos para su consumo humano (Martínez, G. 
2008). 
Esta fuente de alimento es muy apreciada debido a sus reconocidas 
cualidades nutritivas y por su sabor; por ello se les coloca como un 
alimento de alto valor nutrimental. Son una excelente fuente de 
3. ANTECEDENTES 
 
9 
aminoácidos (triptófano, treonina, lisina, cistina y metionina); de 
algunas vitaminas (provitamina A, C, provitamina D, tiamina, niacina, 
riboflavina, ácido pantoténico y ácido fólico); aportan cantidades 
considerables de ciertos minerales (fósforo, sodio, potasio, magnesio, 
calcio y hierro entre los más importantes); hidratos de carbono; lípidos 
(ácidos grasos insaturados, esteroles y fosfolípidos) y muy bajas o 
nulas concentraciones de colesterol; y algo muy importante es que 
proveen de un valor nutritivo igual al de algunos alimentos ricos en 
proteínas y fibra. 
 
Muchos campesinos además de recoger los hongos para su 
alimentación, los llevan a los mercados de las ciudades obteniendo de 
su venta un beneficio a su economía (Herrera y Ulloa, 1998). Su 
contenido proteínico, su sabor e importancia económica hacen de los 
hongos un alimento muy apreciado y buscado en los bosques de 
nuestro país (Guzmán, 1984; 1997; Herrera y Ulloa, 1998). 
 
En el México actual, el uso de los hongos es amplio, se utilizan como 
ceremoniales (mágico-religioso), comestibles, cosméticos, 
insecticidas, lúdicos, medicinales, ornamentales y recreativos. 
 
El uso que los grupos étnicos de México le dan con mayor frecuencia 
a los hongos macroscópicos es como comestibles, reportándose 
distintas maneras de prepararlos y preservarlos: desde crudos a 
cocidos, hervidos, asados, tostados, fritos; combinados con distintos 
chiles, carnes y/u otros hongos; en tamal, atole, empanadas, 
quesadillas y en muchos platillos más. La forma de preservación 
generalmente es deshidratando a los hongos al sol (Guzmán, 1984; 
Herrera y Ulloa, 1998; Mapes et al., 1981; Mariaca et al., 2001; 
Montoya et al., 2001; Moreno-Fuentes, 2002; Reygadas et al., 1995; 
Villareal y Pérez-Moreno, 1989). 
 
3. ANTECEDENTES 
 
10 
 3.6 Amanita caesarea y Amanita rubescens 
 
Los nombres que las diferentes poblaciones humanas les dan a los 
distintos hongos son muy variables, y generalmente se refieren a 
colores, formas, hábitat, utilidad, etc. El conocimiento acerca de la 
comestibilidad o toxicidad de los hongos varía de cultura a cultura 
(Shepard et al. 2008). Existen en cada población, ciertas personas 
reconocidas por sus habilidades de identificación y conocimiento acerca 
de las propiedades de los hongos (Montoya et al. 2008). 
 
El nombre Amanita pudo haber derivado del monte Amanon o bien de 
la palabra griega amania que significa locura debido a que varias 
especies son venenosas y ocasionalmente alucinógenas (Pardavé, 
2001). 
 
Las especies de Amanita son principalmente subcosmopolitas con un 
número estimado de entre 500 y 1000 especies, incluyendo especies 
alucinógenas, venenosas y comestibles. Este género ha sido 
encontrado en varios ecosistemas como bosques de Pinus spp., Abies 
spp., Quercus spp., Castanea spp., Eucalyptus spp. y Fagus spp. La 
mayoría de las especies tienen un crecimiento solitario y algunas 
pueden ser gregarias. 
 
Especies como Amanita caesaria y Amanita rubescens (conocidas 
localmente como Morochike y Sojachi respectivamente) son las de 
mayor preferencia por los pobladores del municipio de Bocoyna, Urique 
y la comunidad rarámuri (Quiñonez-Martínez et al. 2010). En México 
predominan en bosque de encino y de encino-pino aunque se han 
encontrado en otro tipo de comunidades. En nuestro país el género 
Amanita ha sido estudiado por varios autores. En 1970 Pérez y Herrera 
reportaron 12 especies tóxicas. Zarco en1986 señala que A. caesarea 
3. ANTECEDENTES 
 
11 
y A. rubescens son los hongos más importantes por su consumo en el 
estado de México (Martínez, 2008; Pardavé, L. 2001). 
 
Amanita caesarea es considerada como un valioso recurso 
gastronómico en Europa, así como en Norteamérica, Asia y África. 
Adicionalmente estas especies tienen un valor etnomicológico y 
económico como hongos silvestres y comestibles (Sánchez, 2011). 
 
El porcentaje de especies de Amanita tóxicas es de 30.8 % mientras 
que las de toxicidad sospechosa 38.5% A. citrina y A. rubescens son 
tóxicas si se consumen en crudo, pero comestibles después de cocerse 
(Pacioni, 1982). La figura 1 y 2 muestran los hongos silvestres 
comestibles analizados en el presente estudio. 
 
 
 
Figura No. 1 Amanita caesaria 
 
3. ANTECEDENTES 
 
12 
 
Figura No. 2 Amanita rubescens 
 
 
3.7 Fibra dietética 
 
Con el nombre de fibra dietética se agrupa a una mezcla heterogénea 
de componentes de origen vegetal resistentes a las enzimas del tracto 
gastrointestinal del hombre. Comprende ciertos hidratos de carbono, 
entre los cuales se puede mencionar: la celulosa, la hemicelulosa, las 
pectinas, las gomas y mucílagos, como igualmente la lignina, siendo 
parte importante de las frutas, hortalizas, cereales y leguminosas. A 
continuación se enlistan los componentes más importantes y se 
describen algunas de sus características: 
 
Celulosa: Es un polisacárido formado por residuos de β-glucopiranosil 
unidos por enlaces β1-4. Es el componente más abundante de las 
paredes de las células vegetales donde se encuentra asociado con la 
3. ANTECEDENTES 
 
13 
hemicelulosa y la pectina. 
 
Hemicelulosa: Con este nombre se agrupa a una serie de moléculas 
formadas por polímeros de hexosas y/o pentosas, las cuales se hallan 
íntimamente asociadas a la celulosa. Entre los más conocidos se 
encuentran los polímeros llamados xiloglucanas, arabinogalactanas y 
ramnogalacturonanas cuyos monosacáridos principales son: xilosa y 
glucosa, arabinosa y galactosa y en el último caso ramnosa y ácido 
galacturónico. Se les encuentra en cereales integrales y verduras en 
general. 
 
Pectinas: Son hidratos de carbono complejos formados por unidades 
repetidas de ácido galacturónico. Las pectinas se encuentran en las 
paredes celulares y la porción carnosa de la fruta, verduras y plantas 
comestibles. 
 
Lignina: Es el principal componente no hidrato de carbono de la pared 
celular de las plantas. Es el polímero natural más complejo en relación 
a su estructura y heterogeneidad, por esta razón no es posible 
describir una estructura definida de la lignina; sin embargo, se han 
propuesto numerosos modelos que representan su estructura y se 
sabe que es un polímero aromático ligado a la celulosa vegetal, su 
composición elemental varía entre 61 a 65% de carbono, 5 a 6.2% de 
hidrógeno y el resto lo conforma el oxígeno; no se digiere ni se absorbe 
y tampoco es atacada por la microflora del colon. 
 
 
3.7.1 Fibra dietética soluble 
 
La fibra dietética soluble se encuentra en altas concentraciones en 
frutas y algas marinas; y básicamente se compone de pectinas, 
gomas, mucílago, ciertas hemicelulosas y celulosa modificada; estos 
3. ANTECEDENTES 
 
14 
componentes son efectivos y reducen las concentraciones de colesterol 
plasmático y/o hepático, así como la glicemia. 
 
 
3.7.2 Fibra dietética insoluble 
 
La fibra dietética insoluble presente en los alimentos, se encuentra en 
verduras, cereales, leguminosas y en frutas; incluye celulosa, lignina 
y hemicelulosa, componentes responsables de la regulación 
gastrointestinal con la reducción del tiempo de tránsito de los 
alimentos y el aumento de la masa fecal. 
 
 
3.8 Accionesfisiológicas de la fibra dietética 
 
La fibra dietética retrasa la sensación de hambre, ya que ocupa espacio 
en el estómago y provoca sensación de saciedad; no produce calorías. 
Auxiliar en el control de la diabetes, el fenómeno se relaciona con que 
la fibra dietética soluble recubre las vellosidades del intestino y retrasa 
la absorción de los monosacáridos. 
 
Reduce los niveles de colesterol en la sangre, absorbe los ácidos 
biliares, que son eliminados a través de las heces, obligando al hígado 
a sintetizar más ácidos biliares a partir del colesterol, bajando así los 
niveles de este. Restaura la flora intestinal de bifidobacterias, 
microorganismos que proliferan sólo en presencia de estos hidratos de 
carbono (fructosanos), y que producen ácidos grasos de bajo peso 
molecular como ácido láctico, propiónico y butírico, que disminuyen el 
pH y reducen el riesgo de proliferación de bacterias patógenas. 
 
La fibra insoluble atrapa agua y aumenta la materia fecal, 
disminuyendo la incidencia de cáncer de colon. 
3. ANTECEDENTES 
 
15 
3.9 Proteína en los alimentos 
 
Las proteínas son macromoléculas consideradas complejas, 
compuestas por aminoácidos unidas por un enlace peptídico, 
contienen un grupo amino y uno carboxilo además de contar con un 
grupo funcional siendo característico para cada aminoácido, con 
excepción de la glicina en donde dos de sus sustituyentes son 
hidrógeno. Existen en particular algunos aminoácidos que el 
organismo no puede sintetizar, por lo que deben ser aportados por la 
dieta diaria en proporciones adecuadas. Estos son los aminoácidos 
esenciales o indispensables: 
 Fenilalanina 
 Histidina (en niños) 
 Isoleucina 
 Leucina 
 Lisina 
 
 Treonina 
 Arginina (en niños) 
 Triptófano 
 Valina 
 Metionina 
Las necesidades de aminoácidos con grupo funcional aromático 
(fenilalanina, triptófano, tirosina) se deben a la incapacidad que tiene 
el organismo de no poder sintetizar anillos aromáticos. 
Los aminoácidos considerados dispensables, son aquellos que el 
organismo puede sintetizar en concentraciones suficientes para cubrir 
sus necesidades (Robinson, 1991). 
 
Las proteínas son los constituyentes principales de los tejidos del 
organismo y su principal función es la de aportar nitrógeno y 
aminoácidos necesarios para la síntesis de proteínas corporales y 
sustancias nitrogenadas: por lo que la calidad y la cantidad de estos 
compuestos en la dieta son parámetros fundamentales que deben ser 
considerados. 
 
 
3. ANTECEDENTES 
 
16 
Existe una gran variedad de ellas e intervienen en numerosos procesos 
desempeñando diversas funciones biológicas en el organismo humano, 
tales como: 
 
 Estructural: participan en la construcción de órganos y tejidos. 
 Catalizadoras: interviniendo en reacciones metabólicas. 
 Transportadoras: mediadoras y transportadoras que se 
encargan de transportar sustancias a través de la sangre 
(hemoglobina, mioglobina, lipoproteínas, etc.) y a través de las 
células en la membrana celular. 
 Hormonal: pueden actuar como hormonas; tal es el caso de la 
insulina y el glucagón. 
 Homeostático: algunas mantienen el equilibrio osmótico y 
actúan junto con otros sistemas amortiguadores para mantener 
constante el pH del medio interno. 
 Inmunológicas: actúan como anticuerpos y posibles antígenos, 
efecto germicida y protección de mucosas; además ayudan en 
la formación de coágulos sanguíneos para evitar hemorragias 
(trombina y fibrinógeno). 
 Contráctiles: actina y miosina constituyen las fibrillas 
responsables de la contracción muscular. 
 Reserva: ya que una pequeña cantidad de energía que requiere 
las células es suministrada por las proteínas. 
 
 
 3.10 Digestibilidad proteínica in vitro 
 
La digestibilidad es una forma de medir el aprovechamiento de un 
alimento, es decir, la facilidad con la que es transformado en el aparato 
digestivo en sustancias útiles para la nutrición. Constituye un indicador 
de calidad de la materia prima que no siempre se cumple, ya que en 
ocasiones varía notablemente de una especie a otra; así como antes y 
3. ANTECEDENTES 
 
17 
después de someterlo a tratamientos tecnológicos como el 
procesamiento térmico (Manríquez J., Romero J., 1993). 
 
La digestibilidad es uno de los parámetros utilizados para medir el 
valor nutricional debido a que no basta que la proteína se encuentre 
en altos porcentajes en el alimento sino que debe ser digerible para 
que pueda ser asimilado y, por consecuencia, aprovechado por el 
organismo que lo ingiere. Por lo tanto, la digestibilidad constituye una 
excelente medida de calidad y ello ha suscitado la idea de medirla de 
diferentes formas, in vitro simulando las condiciones y reacciones 
fisiológicas que se llevan a cabo dentro del organismo al someter a la 
proteína a una digestión artificial mediante el uso de enzimas 
proteolíticas, o in vivo que se basa esencialmente en el establecimiento 
de un balance apropiado entre las proteínas o nitrógeno que aportan 
los alimentos y del nitrógeno que es excretado a través de las heces. 
El inconveniente de la digestibilidad in vitro es que aunque este tipo 
de métodos son más precisos y reproducibles, pueden dar resultados 
inexactos, en cambio los ensayos in vivo son más confiables 
(Manríquez J. y J. Romero 1993). 
 
Las proteínas de origen animal son más digeribles que las de origen 
vegetal, este decremento en la digestibilidad de las proteínas puede 
ser debido a su contenido de fibra, que actúa como una barrera física 
para la difusión enzimática, además hace que el paso por el intestino 
sea más rápido por lo que disminuye el tiempo de absorción. 
 
Además de la fibra, la digestibilidad también puede ser afectada por 
factores tóxicos, los cuales disminuyen la absorción de nutrimentos en 
la membrana intestinal o pueden provocar la disminución de la acción 
de enzimas digestivas, tal es el caso de los inhibidores de tripsina. 
 
 
3. ANTECEDENTES 
 
18 
Mediante la cocción puede mejorar la digestión de la proteína, ya que 
el calor destruye moléculas sensibles al calor, tal es el caso de algunos 
factores antinutricionales, dejando a las proteínas más accesibles para 
la acción enzimática (Kataria A. et al, 1992). 
 
 
3.11 Factores tóxicos en los alimentos 
 
Es importante determinar la presencia de sustancias toxicas en 
plantas y setas comestibles, sobre todo en muchas de las variedades 
que constituyen una parte fundamental en la dieta de grupos de la 
población. 
 
Sus efectos nocivos se pueden producir a diferentes niveles, algunas 
sustancias actúan como agentes antinutricionales (afectando la 
disponibilidad de los nutrimentos) y otros actuando como agentes 
tóxicos que alteran funciones fisiológicas vitales de los organismos que 
los ingieren. 
 
En setas se han encontrado diversos compuestos con actividad tóxica 
que limitan su uso, principalmente comestible; sin embargo, es posible 
su inactivación o disminución mediante una preparación y una cocción 
adecuada, reduciéndose a límites seguros (López M, 2000) tal es el 
caso de las lectinas e inhibidores de tripsina, moléculas termolábiles. 
Otros autores han reportado también actividad hemolítica de 
saponinas en muestras de hongos silvestres comestibles, entre ellas 
Amanita. 
 
La primer lectina fue reportada por Ford en 1910, la cual se asoció con 
la toxicidad del hongo. En la actualidad muchos macromicetos han sido 
reportados con actividad de lectinas, en el género Amanita se ha 
encontrado actividad de estas y aunque su efecto aglutinante es 
3. ANTECEDENTES 
 
19 
conocido, en la actualidad son de gran interés pues también se han 
descubierto propiedades que pueden ser usadas como antitumorales 
y/o antivirales (Sarup R. et al 2010). 
 
Por su importancia biológica e industrial, las saponinas son sustancias 
bastante estudiadas,se encuentran en plantas y hongos, su uso en la 
industria radica como espumantes y sustituto de jabón. Fueron 
reportadas por primera vez en el reino fungi en 1907 y 1911 por W. 
Ford mientras estudiaba diferentes basidiomicetos incluyendo el 
género Amanita (Ajay, P. et al 2013). 
 
En 2008 Martínez estudió varios hongos silvestres comestibles, entre 
ellos se encontraban Amanita caesaria y Amanita rubescens, reportó 
que la cantidad de inhibidores de tripsina en los hongos crudos pasaba 
los límites que se consideran seguros para la salud, sin embargo estos 
hongos generalmente se consumen cocidos en la sierra Tarahumara 
de Chihuahua. 
 
En el presente proyecto, se realizó el análisis de los tóxicos 
mencionados con anterioridad, debido a la baja concentración de 
alcaloides en las muestras de Amanita y a la sensibilidad de los 
métodos para detectar su presencia en las mismas, no se realizó 
análisis de estos (Ribero, 2008). 
 
 
3.11.1 Saponinas 
 
Las saponinas son glucósidos anfífilicos, en los cuales la parte polar la 
constituyen los azúcares (pentosas, hexosas o ácidos urónicos) que se 
encuentran enlazados a un grupo no polar llamado aglicona o 
sapogenina, el cual puede ser de naturaleza esteroidal o triterpenoide. 
Han sido clasificadas y definidas como exotoxinas que tienen 
3. ANTECEDENTES 
 
20 
capacidad hemolítica sobre eritrocitos. Las saponinas son sustancias 
de sabor amargo y en general inodoras, de difícil cristalización; sus 
soluciones coloidales al producir espuma reducen fuertemente la 
tensión superficial por lo que pueden estabilizar las emulsiones grasa-
aceite, irritan los ojos y la piel cuando se frotan, son termorresistentes, 
forman complejos con colesterol, medianamente solubles en agua y 
muy solubles en alcohol. 
 
Algunas saponinas inhiben el crecimiento de ciertos microorganismo y 
hongos, ya que actúan precipitando esteroles de la pared celular. 
En cuanto al contenido de saponinas para el hombre en ciertos 
productos alimentarios, el estatus de Merck Index 1976 indica que 
algunas especies de saponinas prácticamente no son tóxicas por 
ingestión oral. Sin embargo este hecho aún está en discusión y se sabe 
que de producir intoxicación estarían presentes los síntomas como 
lesiones gastrointestinales y si pasan a torrente sanguíneo pueden 
hemolizar las células de los glóbulos rojos, además pueden producir 
fallas en la respiración, convulsiones y coma. 
 
La toxicidad de las saponinas aún está en discusión como previamente 
se había dicho, sin embargo mientras que en algunos países se limita 
su uso en otros se permite el uso como aditivos por su propiedad de 
generar espuma, especialmente en productos fermentados como 
cerveza (López M, 2000). 
 
 
3.11.2 Lectinas 
 
El término lectinas fue introducido por Boyd y otros en 1954. Su 
interpretación no ha sido uniforme debido al desconocimiento acerca 
de las funciones fisiológicas de éstas. Existen diferentes proposiciones 
para definirlas, pero la más aceptada es la siguiente: las lectinas son 
3. ANTECEDENTES 
 
21 
proteínas o glicoproteínas de origen no inmune, fijadoras de hidratos 
de carbono con capacidad de aglutinar células y precipitar 
glicoconjugados (Hernández P. et al, 1999). 
Cualquier definición deberá tener en cuenta los siguientes aspectos: 
 
1. Las lectinas son glicoproteínas. 
2. No son de origen inmunitario. 
3. La relación de las lectinas con varias glicoproteínas que 
contienen sitios de combinación. 
 
Las lectinas están presentes en casi todo lo vivo, pues se han 
encontrado en el reino vegetal, animal y en microorganismos, pasando 
por el reino fungi. La gran importancia de las lectinas se debe 
fundamentalmente a sus propiedades biológicas, tales como la 
aglutinación de eritrocitos y otras células como linfocitos, 
espermatozoides, plaquetas y bacterias, inducción de mitosis en 
linfocitos, efectos citotóxicos y aglutinación de virus entre otras 
(Hernández, P. et al, 1999). 
 
Las lectinas son un tipo de reserva de proteínas en plantas e 
intervienen en el crecimiento fúngico, actúan en el reconocimiento del 
sitio de acción necesario para generar simbiosis o ectomicorrizas. En 
el reino fungi forman parte de la defensa; teniendo actividad toxica, 
insecticida o antiviral (Varrot A., et al 2013). 
 
Todas las lectinas tóxicas producen síntomas parecidos, entre los que 
resaltan la intensa inflamación de la mucosa intestinal, con la posterior 
destrucción de los epitelios, edema y hemorragia del tejido linfático. 
Las lectinas se unen a las microvellosidades de los enterocitos del 
yeyuno y obstaculizan su función, entonces hay destrucción de las 
células de la mucosa, disminución de la actividad enzimática, aumenta 
la descamación de las células de la mucosa y las vellosidades 
3. ANTECEDENTES 
 
22 
disminuyen de tamaño, con lo que se disminuye la superficie de 
absorción. 
 
La presencia de hidratos de carbono en la molécula de las lectinas les 
da especificidad hacía las células, lo que repercute de manera 
importante en su acción, pues de no ser especificas no pueden unirse 
ni causar daño, además para que se manifieste el efecto por vía oral, 
estas deben soportar las condiciones del tracto digestivo; estas suelen 
destruirse por métodos de calentamiento como el secado y la cocción 
(López G. 2003). 
 
 
3.11.3 Inhibidores de tripsina 
 
Los inhibidores de tripsina son sustancias que tienen la capacidad de 
inhibir la actividad proteolítica de ciertas enzimas. Estos son, 
probablemente, los más distribuidos en el reino vegetal. Existen varias 
corrientes entre los investigadores en cuanto al papel biológico preciso 
de los inhibidores de proteasa (Robinson D. 1991). 
 
Actúan inhibiendo la tripsina, que es una enzima proteolítica que se 
libera del páncreas al intestino del hombre y animales. La estructura 
y propiedades de estos factores varían ampliamente, presentan 
resistencia a la proteólisis y algunos pueden presentar resistencia a 
factores ambientales como el calor. En cuanto al mecanismo de 
inhibición existen varias corrientes entre los investigadores (Robinson 
D. 1991). 
 
 Los inhibidores de enzimas proteolíticas forman fuertes 
complejos con las enzimas que ellos inhiben. 
 La enzima e inhibidor experimentan algún tipo de intersección 
enzima-sustrato. 
3. ANTECEDENTES 
 
23 
 Los inhibidores son resistentes a la proteólisis, aunque en la 
interacción puede ocurrir la ruptura de algunos enlaces 
peptídicos 
 
La mayoría de inhibidores de tripsina en los alimentos pueden ser 
destruidos mediante el tratamiento térmico con lo que se logra 
mejorar el valor nutritivo de la proteína, no obstante en algunas 
legumbres puede detectarse actividad inhibitoria de la tripsina después 
de haber efectuado algún tratamiento térmico (Robinson D. 1991). 
 
 
3.11.4 Importancia de la tripsina 
 
La tripsina es una enzima peptidasa, que rompe los enlaces de las 
proteínas mediante hidrólisis para formar péptidos o aminoácidos de 
menor tamaño. La tripsina es producida en el páncreas en forma de 
tripsinógeno (enzima inactiva), y luego es activada en el duodeno por 
la enteroquinasa intestinal a tripsina (enzima activa), en donde es 
esencial para la digestión. El pH óptimo de funcionamiento es 8 y la 
temperatura óptima es 37⁰C. Es una enzima especifica ya que liga al 
péptido en las posiciones del carboxilo terminal donde hay Arginina o 
Lisina, ambos aminoácidos con grupos R cargados positivamente, 
fragmentando el péptido inicial (Martínez, G. 2008). 
 
 
 
 
 
 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
24 
4. METODOLOGÍAS 
 
 
A continuación en la Figura No. 3, se presenta en forma esquemática 
el diagrama de trabajo general. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 3 Diagrama de la investigación. 
 
 
 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
25 
 4.1 Informaciónde las muestras 
 
El material biológico fue recolectado en la sierra Tarahumara de 
Chihuahua por el Dr. Robert Bye y la M. en C. Edelmira Linares del 
Instituto de Biología, UNAM. Muestras de respaldo depositadas en el 
Herbario Nacional (MEXU). 
 
HONGOS SILVESTRES COMESTIBLES 
Nombre científico Número de colección Nombre común 
Amanita caesarea 37436 Morochike 
Amanita rubescens 37437 Sojachi 
 
 
4.2 Acondicionamiento del material biológico 
 
Debido a que el material biológico es perecedero se dio un tratamiento 
inmediato de deshidratación a una temperatura de 52 ⁰C en una estufa 
con aireación. Una vez obtenida la humedad original de ambas 
muestras de hongos, se tomó una porción de Amanita caesarea (Ac) y 
otra de Amanita rubescens (Ar), las cuales fueron sometidas a un 
tratamiento térmico que simula la cocción de dichos hongos, pues es 
la forma habitual en que son consumidos. Para efectuar el tratamiento 
térmico se rehidrató la muestra con agua desionizada, para Ac se tomó 
60.6 g de muestra y 150 mL de agua y para Ar se tomaron 72.3 g de 
muestra con 130 mL de agua, ambas muestras se envolvieron en papel 
aluminio por separado y se llevaron a una temperatura de 94°C por 
15 minutos. 
 
Molienda de las muestras 
Se llevó a cabo la molienda de las muestras en un micro molino 
Cyclotec marca Tecator, con mallas de 0.5 mm de diámetro con la 
4. METODOLOGÍAS 
 
26 
finalidad de que estas fueran más manejables y adecuadas para la 
utilización de las metodologías del análisis proximal y en la 
determinación de tóxicos. 
 
 
4.3 Análisis proximal 
 
De acuerdo a los métodos establecidos por la AOAC, las cuatro harinas 
obtenidas de los hongos (Ac cruda y cocida; Ar cruda y cocida) fueron 
analizadas bromatológicamente, obteniendo de cada una de ellas los 
siguientes parámetros: humedad, cenizas, grasa, fibra, proteína, 
hidratos de carbono (calculados por diferencia) y fibra dietética total 
(AOAC. 1995). 
 
 
4.3.1 Determinación de humedad en estufa al vacío 
 
Fundamento 
El método de secado se basa en la eliminación de agua libre en el 
alimento a temperaturas de 60 a 70°C, la determinación se realiza en 
una estufa de vacío con el fin de abatir la temperatura de ebullición 
del agua. 
 
Material/Reactivos 
o Estufa de vacío LAB-LINE mod. 3620 
o Balanza analítica 
o Desecador 
o Charolas de aluminio 
 
 
 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
27 
Procedimiento 
1) Poner a peso constante en la estufa al vacío el pesafiltro o charola 
de aluminio en donde se efectuará la determinación. Para el caso 
de charolas de aluminio es suficiente colocarlas de 2 a 4 horas. 
2) Pesar en charolas de aluminio a peso constante de 2 a 5 gramos de 
muestra y distribuirla tratando de que presente la mayor superficie 
de evaporación e introducirla en una estufa que se encuentre entre 
60 a 65°C. 
3) Realizar pesadas periódicas de las muestras, sacándolas de la 
estufa y colocándolas inmediatamente en un desecador donde 
permanecerán durante 15 minutos; para su posterior pesado en la 
balanza analítica; este último paso se repetirá hasta peso 
constante. Se considera peso constante una muestra cuando al 
pesarla en la balanza analítica sólo se presente variación en la 
cuarta cifra decimal con respecto al valor anterior. 
 
Cálculos 
Teniendo el peso de charola con muestra antes y después de secada 
y con el peso de la charola sola, se puede realizar la determinación. 
 
 
%𝑯𝒖𝒎𝒆𝒅𝒂𝒅 = (
𝑷𝒊 − 𝑷𝒇
𝒎
) × 𝟏𝟎𝟎 
 
Donde: 
Pi= peso constante de la charola con muestra antes de secada 
Pf= peso en gramos de la charola con muestra después de secada 
m= peso en gramos de muestra 
 
 
 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
28 
4.3.2 Determinación de cenizas 
 
Fundamento 
Se basa en la destrucción de materia orgánica contenida en una matriz 
alimentaria, considerándose a las cenizas como residuo inorgánico que 
queda después de incinerar dicha materia orgánica en una mufla. 
 
Material/Reactivos 
o Mufla THERMOLYNE, mod. 1500 
o Balanza analítica 
o Mechero bunsen 
o Desecador de vidrio 
o Tripié, anillo de fierro, triángulo de porcelana o tela de asbesto 
 
Procedimiento 
1) Poner a peso constante los crisoles en la mufla a una temperatura 
de 550°C, marcándolos con lápiz o cualquier sustancia que no se 
elimine en el proceso de incineración. Para pesar el crisol, una vez 
que se retira de la mufla dejarlo enfriar un poco y colocarlo en el 
desecador hasta que alcance la temperatura ambiente. Se 
considera peso constante cuando la última pesada en la balanza 
analítica sólo presente variación en la última cifra decimal con 
respecto al valor anterior. 
2) Pesar en el crisol a peso constante de 2 a 3 g de muestra y 
carbonizarla en una campana de extracción, a la flama en mechero, 
hasta que no desprenda humo. Introducir el crisol a la mufla, la 
cual debe de encontrarse entre 500 a 550°C. 
3) Si después de la incineración se obtienen cenizas con manchas 
negras, es conveniente agregarle unas gotitas de agua destilada 
una vez que estén frías, con el fin de obtener cenizas grisáceas o 
blancas homogéneas; lo que nos indica el punto final de la 
4. METODOLOGÍAS 
 
29 
determinación. El tiempo de permanencia es muy variable y 
depende del material que se esté trabajando. 
 
Cálculos 
El cálculo de cenizas en términos de porcentaje es el siguiente: 
 
%𝑪𝒆𝒏𝒊𝒛𝒂𝒔 = (
𝑷𝒇 − 𝑷𝒐
𝒎
) × 𝟏𝟎𝟎 
Donde: 
Pf= peso en gramos del crisol con la muestra después de incinerada 
Po= peso en gramos del crisol a peso constante 
m= peso en gramos de muestra 
 
 
4.3.3 Determinación de grasa 
 
Fundamento 
La determinación de extracto etéreo, incluye una gran variedad de 
compuestos orgánicos, únicamente unos pocos de ellos tienen interés 
nutricional, aquellos que se encuentran en gran cantidad incluyen 
grasa verdadera, ácidos grasos y sus ésteres, vitaminas liposolubles y 
provitaminas tales como los carotenoides. 
Al escoger el solvente de extracción (éter etílico, éter de petróleo o 
hexano), se debe de tomar en cuenta sus ventajas y desventajas para 
una buena elección. La desventaja es que el material debe de estar 
libre de agua o alcohol, ya que el éter húmedo disuelve el azúcar y 
algunos otros hidratos de carbono; por lo cual es indispensable que la 
muestra se encuentre seca. El método usado para la determinación, 
es el método de Goldfish, el cual se basa en la extracción continua por 
disolvente en donde a la muestra se le hace pasar vapor de disolvente 
y la grasa se cuantifica por pérdida de peso en la muestra o por grasa 
removida. 
4. METODOLOGÍAS 
 
30 
Material/Reactivos 
o Aparato de extracción Goldfish LABCONCO 
o Cartuchos de celulosa de 22x80 mm 
o Estufa Blue M 
o Estufa de vacío LAB-LINE, mod. 3620 
o Vasos de borde esmerilado LABCONCO 
o Balanza analítica 
o Éter de petróleo 
 
Procedimiento 
1) Llevar a peso constante un vaso esmerilado en la estufa Blue M a 
100°C por dos horas. 
2) Pesar de 2 a 5 gramos de muestra envolviéndolos en papel y 
colocarlos en los cartuchos de celulosa, tapándolos con una ligera 
tapa de algodón. 
3) El cartucho se coloca en el portadedal y este en el sostenedor del 
aparato de extracción, en un vaso esmerilado se colocan 50 mL de 
éter de petróleo y se asegura el vaso con un anillo de metal, dar 
comienzo a la circulación de agua en los refrigerantes del aparto y 
subir las parrillas hasta que estén en contacto con el vaso. 
Aproximadamente el procedimiento se lleva a cabo en 4 horas. Para 
verificar la extracción de la grasa, se deja caer una gota de la 
descarga sobre un papel filtro limpio y al evaporarse el disolvente 
no debe dejar residuos de grasa (manchas amarillas). Una vez 
concluida la extracción se bajan las parrillas y se colocan los 
platillos de seguridad 
4) Al finalizar la extracción se recupera el disolvente sacando el 
portadedal del cartuchoy sustituyéndolo por un tubo recuperador, 
se realiza el mismo procedimiento pero esta vez para recuperar el 
disolvente, habiendo sacado la muestra. 
4. METODOLOGÍAS 
 
31 
5) El vaso esmerilado con la grasa extraída se introduce a la estufa 
Blue M que debe estar a 100°C durante una hora, se llevan a cabo 
pesadas periódicas hasta obtener peso constante. 
 
Cálculos 
El cálculo de grasa en términos de porcentaje es el siguiente: 
 
%𝑮𝒓𝒂𝒔𝒂 = (
𝑷𝒇 − 𝑷𝒐
𝒎
) × 𝟏𝟎𝟎 
Donde: 
Pf= peso en gramos del recipiente después de la extracción 
Po= peso en gramos del recipiente antes de la extracción 
m= peso en gramos de la muestra seca 
 
 
4.3.4 Determinación de Proteína 
 
Fundamento 
El método empleado usualmente para la determinación de nitrógeno 
en alimentos es el método de Kjeldahl con varias modificaciones en la 
actualidad. El procedimiento consiste en una oxidación de la materia 
orgánica por acción del ácido sulfúrico para formar dióxido de carbono, 
agua y liberar el nitrógeno como amonio, debido a que en la mezcla 
de la reacción siempre hay un exceso de ácido. 
 
Digestión 
 
MATERIA ORGANICA + H2SO4 → ↑CO2 +H2O +↑SO2+ NH4HSO4 
 
Una vez digerida la muestra se alcaliniza y destila directamente para 
desprender el amoniaco, el cual es atrapado en una solución de ácido 
bórico y posteriormente es titulado. 
4. METODOLOGÍAS 
 
32 
Destilación 
 
NH4HSO4 + 2NAOH → Na2SO4 + ↑NH3 + 2H2O 
3NH3 + H3BO3 → (NH4)3BO3 
 
Titulación 
 
(NH4)3BO3 + 3HCl → 3NH4Cl + H3BO3 
 
Material/Reactivos 
o Digestor TECATOR, mod. Ab-20/40 
o Dispositivo de destilación TECATOR, Kjeltec Auto 1030 Analyzer 
o Tubos de digestión Tecator de 100 mL 
o Mezcla digestiva (a) 
o Peróxido de hidrogeno al 30% 
o Sulfato de potasio 
o Solución de hidróxido de sodio al 40% (p/v) 
o Solución de ácido bórico con indicadores (b) 
 Verde de bromocresol al 0.1% en metanol 
 Rojo de metilo al 0.1% en metanol 
o Solución de ácido clorhídrico 0.01 N valorada 
a) Disolver 3 gramos de sulfato de cobre (CuSO4 5H2O) en 20 mL 
de agua destilada y una vez que este disuelto, agregar 50 mL 
de ácido ortofosfórico (H3PO4); a continuación adicionar 430 mL 
de ácido sulfúrico concentrado resbalando por la pared del 
recipiente. Agitar por aproximadamente 30 minutos. 
b) Pesar 10 gramos de ácido bórico y colocarlo en un matraz 
aforado de 1 L; se adiciona agua y se agita hasta disolverlo, a 
continuación se adicionan 10 mL del indicador verde de 
bromocresol al 0.1% en metanol (100 mg de verde de 
bromocresol en 100 mL de metanol) y 7 mL del indicador de 
rojo de metilo al 0.1% en metanol (100mg de rojo de metilo en 
4. METODOLOGÍAS 
 
33 
100 mL de metanol). Se ajusta el color a un tono café rojizo con 
ácido o álcali según se requiera y se afora a 1 L con agua 
destilada. 
 
Procedimiento 
1) Pesar de 10 a 100 mg de muestra y colocarla en el tubo de 
digestión, agregar 0.5 g de sulfato de sodio y 3 mL de mezcla 
digestiva, se colocan los tubos en el digestor junto con los tubos 
usados como blancos (glucosa) a una temperatura de 340°C 
durante 15 minutos. 
2) Retirar el tubo del digestor y dejar enfriar para agregar 1.5 mL de 
peróxido de hidrógeno al 30%, los tubos nuevamente se colocan en 
el digestor a una temperatura de 370°C. Se considera que la 
digestión esta realizada, cuando el tubo no muestra manchas ni 
puntos negros y además la mezcla de digestión es translucida con 
un ligero tono verde-azuloso. 
3) Los tubos se dejan enfriar, la destilación y titulación se realizan en 
el equipo Kjeltec Auto 1030 Analyzer, usando HCl 0.01 N y NaOH 
al 40 %, utilizando como indicador el ácido bórico con indicadores. 
 
Cálculos 
Para realizar los cálculos es conveniente correr un blanco, donde se 
substituye la muestra por el equivalente en peso de glucosa o 
sacarosa; tratándose en la misma forma que en las muestras 
 
%𝑵𝟐 =
(𝑷 − 𝑩) × 𝑵 × 𝒎𝒆𝒒 × 𝟏𝟎𝟎
𝒎
 
 
 %𝑷𝒓𝒐𝒕𝒆𝒊𝒏𝒂 = %𝑵𝟐 × 𝑭 
Donde: 
P= mL de titulación de la muestra 
B= mL de titulación del blanco 
4. METODOLOGÍAS 
 
34 
N= normalidad de la solución de HCl 
meq= miliequivalentes de nitrógeno (0.014) 
m= peso en gramos de la muestra 
F=factor de conversión (6.25) 
 
Con respecto al factor de conversión se debe aclarar que este depende 
de cada tipo de muestra, el cual esta relacionado al contenido de 
nitrógeno de la proteína en estudio. 
 
 
4.3.5 Determinación de fibra cruda 
 
Fundamento 
Por definición de acuerdo al método de Weende, la fibra cruda es la 
pérdida por ignición, del residuo seco remanente después de la 
digestión de la muestra con ácido sulfúrico al 1.25% e hidróxido de 
sodio al 1.25% bajo condiciones bien especificadas, de una muestra 
previamente desengrasada. 
Para esta determinación la muestra debe estar desengrasada y es 
sometida a una hidrólisis ácida, seguida de una hidrólisis alcalina con 
una posterior incineración del material insoluble para que por 
diferencia obtener el contenido de hidratos de carbono no degradables. 
 
Material/Reactivos 
o Aparato de digestión marca LABCONCO 
o Embudo buchner con malla metálica tipo California 
o Vasos de Berzelius de 600 mL 
o Estufa de vacío LAB-LINE mod. 3620 
o Mufla THERMOLYNE mod. 1500 
o Crisol de porcelana a peso constante 
o Solución de H2SO4 al 1.25% (m/v) 
o Solución de NaOH al 1.25% (m/v) 
4. METODOLOGÍAS 
 
35 
o Antiespumante (emulsión SIGMA-B) 
o Alcohol etílico 
o Silicato de aluminio (limpio y calcinado) 
o Perlas de vidrio 
 
Procedimiento 
1) Pesar de 3 a 5 gramos de muestra desengrasada y sobre un vaso 
de Berzelius que contenga 0.5 gramos de silicato (limpio y 
calcinado) y unas perlas de vidrio. 
2) Adicionar 200 mL de H2SO4 al 1.25% hirviendo y adicionar unas 
gotas de antiespumante y colocarlo inmediatamente en el 
aparato de digestión Labconco, el cual debe de estar 
previamente caliente; digerir por exactamente 30 minutos. 
3) Vaciar el contenido sobre un Buchner con malla metálica y 
realizar la filtración con ayuda de vacío, lavar el residuo con agua 
destilada caliente, una vez lavado el residuo se transfiere 
nuevamente al vaso Berzelius. 
4) Agregar unas gotas de antiespumante y 200 mL de NaOH al 
1.25% que debe de estar hirviendo y colocar inmediatamente 
en el aparato de digestión por exactamente 30 minutos. 
5) Transcurrido el tiempo calentar en el mismo buchner california 
y lavar el residuo con agua caliente hasta eliminar el álcali, se 
quitan las perlas de vidrio lavándolas con agua para eliminar el 
material adherido, lavar con 25 mL de alcohol etílico. 
6) El residuo se transfiere a un crisol de porcelana (a peso 
constante) de forma cuantitativa. Se coloca en una estufa para 
su secado (aprox. De 4- 8 horas) y después pesar. 
7) Se carbonizan y se introducen en la mufla para su incineración, 
para después de dicha operación volver a pesar el crisol 
previamente enfriado en un desecador. 
 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
36 
Cálculos 
%𝑭𝒊𝒃𝒓𝒂 𝒄𝒓𝒖𝒅𝒂 =
𝑷𝒔 − 𝑷𝒄
𝒎
× 𝟏𝟎𝟎 
 
Donde: 
Ps= peso del crisol con residuo después de secado en gramos 
Pc= Peso del crisol con residuo después de calcinado en gramos 
m= peso de la muestra en gramos 
 
 
4.4 Determinación de fibra dietética total 
 
Fundamento 
Este ensayo mide el contenido de fibra dietética de los alimentos 
usando una combinación de métodos enzimáticos y gravimétricos. Las 
muestras secas y libres de grasa son gelatinizadas con α-amilasa, 
estable al calor, posteriormente digeridas enzimáticamente con 
proteasa y amiloglucosidasa para eliminar la proteína y almidón 
presentes en las muestras. Para precipitar la fibra dietética soluble se 
adiciona etanol. Los residuos obtenidos son filtrados y lavados con 
etanol y acetona. Después de secarlos, los residuos se pesan. En la 
mitad de las muestras se mide la proteína y los otros son calcinados a 
cenizas. Lafibra dietética se obtiene restando al peso del residuo el 
peso de la proteína y el de la ceniza (AOAC, 1995). 
 
Material/Reactivos 
o Crisol Gooch: porosidad # 2 (abertura 40 a 60 micrones). 
o Fuente de vacío. Con trampa para prevenir la contaminación en 
caso de que se pase líquido. 
o Horno a 105 °C o un horno con vacío a 70°C 
o Desecador de vidrio 
o Mufla Heraeus 
4. METODOLOGÍAS 
 
37 
o Baño de agua hirviendo 
o Baño de agua constante a 60°C Lab-line con agitación 
o Vasos de precipitados de 100, 400 y 600 mL de forma alta 
o Balanza analítica Startorius extend 
o Potenciómetro Thermo Scientific, Orión 3 
o Matraces Kitasato de 100 mL 
o Alargadera de hule para crisol Gooch 
o Barras magnéticas 22x8 mm 
o Micropipeta automática Genex-Beta de 50 a 200 µL 
o Termómetro (-10 a 100°C) 
o Kit Total Dietary Fiber Assay (SIGMA TDF-100A). Este equipo 
contiene reactivos para realizar 200 determinaciones. Consérvese 
en refrigeración. 
 α-Amilasa, estable al calor 10 mL; (Sigma A 3306) 
 Proteasa de Bacillus licheniformis (500 mg); (Sigma P 3910) 
 Amiloglucosidasa de Aspergillus niger (10 mL); (Sigma A 
9913) 
 Celita TM, lavada con ácido (50 g);(Sigma C 8656) 
o Kit Total Dietary Fiber Assay (SIGMA TDF-C10). Cada frasco 
contiene reactivos para aproximadamente 10 análisis. Consérvese 
en refrigeración. 
 Arabinogalactana (1g); (Sigma A9788) 
 Caseína (5g); (Sigma 7906) 
 Β-Glucano (1g); (Sigma G7391) 
 Pectina(1g); (Sigma P 7536) 
 Almidón de maíz (10g); (Sigma S 2388) 
 Almidón de trigo (10g); (Sigma S 1514) 
o Éter de petróleo, reactivo analítico 
o Alcohol etílico, reactivo analítico 
o Acetona, reactivo analítico 
o Fosfato de sódio dibásico anhidro, reactivo analítico 
o Fosfato de sódio monobásico anhidro, reactivo analítico 
4. METODOLOGÍAS 
 
38 
o Hidróxido de sodio, 1.0 N 
o Ácido clorhídrico, 1.0 N 
 
Preparación de reactivos 
I. Etanol al 78%. Medir 207 mL de agua destilada en un matraz 
volumétrico de un litro, agregar etanol al 95%. Mezclar y llevar 
al volumen con etanol al 95%. Mezclar. 
II. Amortiguador de fosfatos 0.08M, pH 6.0. Disolver 1.4 g de 
Na2HPO4 anhidro y 8.4 g de NaH2PO4 anhidro en 
aproximadamente 700 mL de agua. Diluir sin llevar a aforo con 
agua. Verificar el pH y ajustar si es necesario con NaOH o H3PO4, 
aforar a un litro y mezclar. Guardar en frascos bien tapados a 
temperatura ambiente. 
III. Solución de hidróxido de sodio 0.275 N. Diluir 275 mL de 
solución de NaOH 1.0N a 1 litro de agua en un matraz 
volumétrico. Guardar en frascos bien tapados a temperatura 
ambiente. 
IV. Solución de ácido clorhídrico 0.325 N. Diluir 325 mL de solución 
de HCl 1.0N a 1 litro de agua en un matraz volumétrico. Guardar 
en frascos bien tapados a temperatura ambiente. 
 
Procedimiento 
Correr un blanco con las muestras a lo largo de todo el procedimiento 
para corregir cualquier contribución de los reactivos al residuo. A las 
muestras y el blanco que se les va a medir el contenido de fibra 
dietética se les debe realizar, al menos, por cuadruplicado para tener 
duplicados de la determinación de cenizas y proteína para corregir el 
peso del residuo en caso necesario. 
 
1. Preparación de los crisoles: lavar los crisoles, secarlos, 
calentarlos una hora a 450°C y enfriarlos, remojar y enjuagar 
los crisoles con agua y secarlos. Agregar 0.5 g de Celita a cada 
4. METODOLOGÍAS 
 
39 
crisol y secar hasta peso constante. Enfriar en desecador y pesar 
hasta tener 0.1 mg de diferencia. Registrar este peso como 
Celita+ peso del crisol o P1. Conservar en desecador hasta 
ocuparlos. 
2. Pesar cuatro muestras de 0.5 g de muestra y poner en vasos de 
precipitados de 100 mL de forma alta. Los pesos de las muestras 
no deben tener una diferencia de 20 mg. Registrar los pesos. 
3. Hidrólisis enzimática: Agregar a cada vaso, 25 mL de 
amortiguador de fosfatos pH 6.0, 0.05 mL de α-Amilasa (Sigma 
A 3306) y mezclar muy bien. Cubrir cada vaso con papel 
aluminio y poner en un baño de agua hirviendo. Agitar 
suavemente los vasos a intervalos de 5 minutos. Incubar por 15 
minutos después de que la temperatura dentro de los vasos 
alcance los 95°C. 
4. Dejar enfriar las soluciones a temperatura ambiente. Ajustar el 
pH de las soluciones a 7.5 ± 0.2 agregando 5 mL de solución de 
hidróxido de sodio 0.275N a cada vaso. Verificar el pH y ajustar 
si es necesario, ya sea con NaOH o HCl. 
5. Preparar una solución de proteasa (Sigma P3910) de 25 mg/mL 
en amortiguador de fosfatos pH 6.0 inmediatamente antes de 
utilizarse. Pipetear 0.1 mL (2.5 mg de proteasa) dentro de cada 
vaso. 
6. Cubrir cada vaso con papel aluminio y poner en baño de agua 
con agitación continua a 60°C, incubar por 30 minutos después 
que la temperatura de las soluciones alcance los 60°C. 
7. Dejar enfriar las soluciones a temperatura ambiente. Ajustar el 
pH de 4.0 a 4.6 agregando 5 mL de HCl 0.325N a cada vaso, 
verificar el pH y ajustar si es necesario ya sea con NaOH o HCl. 
8. Agregar 0.05 mL de amiloglucosidasa (Sigma A 9913) a cada 
vaso y cubrir cada vaso con papel aluminio, poner en un baño 
de agitación continua a 60°C, incubar por 30 minutos después 
de que la temperatura en las soluciones alcance los 60°C. 
4. METODOLOGÍAS 
 
40 
9. Agregar 125 mL de etanol al 95% a cada vaso. Dejar las solución 
durante toda la noche a temperatura ambiente para permitir la 
precipitación de la fibra dietética soluble. 
10. Filtración: montar un sistema de filtración al vacío para cada 
crisol Gooch. Humedecer y distribuir la cama de celita en cada 
crisol usando etanol al 78%. Aplicar succión suave para traer la 
celita al filtro y formar una superficie lisa. Mantener la succión 
suave y pasar cuantitativamente el precipitado y suspensión de 
cada uno de los vasos a sus respectivos crisoles. Lavar el residuo 
con tres porciones de 10 mL de etanol al 78%, dos porciones de 
5 mL de etanol al 95% y dos porciones de 5 mL de acetona. 
11. Secar los crisoles que contienen los residuos durante la noche 
en una estufa con aire a 105°C o en estufa con vacío a 70°C. 
12. Enfriar todos los crisoles en un desecador, pesar hasta la cuarta 
cifra decimal y registrar estos pesos como “Residuo+celita+peso 
del crisol” o P2. 
13. Determinación de cenizas: dos crisoles de la muestra y dos 
crisoles del blanco se calcinan a 5 horas a 450°C hasta peso 
constante. Enfriar en desecador y pesar hasta la cuarta cifra 
decimal, registrar este peso como “cenizas+celita+peso del 
crisol” o P3. Si los residuos contienen cenizas calcular el peso 
promedio y con este dato corregir el peso del residuo. 
14. Determinación de proteína: con ayuda de una espátula sacar el 
residuo +celita de cada crisol y pesarlo, registrar este peso como 
“Residuo+celita” o P4, moler en un mortero y pesar de este 
polvo por triplicado 100 mg para llevar a cabo la determinación 
de proteína. Con este dato, calcular el contenido de proteína en 
el residuo de cada crisol. 
15. Analizar en dos residuos de la muestra y dos residuos del blanco, 
el contenido de proteína por el método de Kjeldahl, como se 
especifica en el procedimiento de la AOAC. Usar el factor de 6.25 
para convertir el nitrógeno, medido en el análisis, a proteína 
4. METODOLOGÍAS 
 
41 
excepto cuando el contenido en la muestra es conocido. Si los 
residuos contienen proteína calcular el peso promedio y con este 
dato corregir el peso del residuo. 
 
Cálculos 
 
Contenido de cenizas en el residuo de cada crisol 
 
𝑪 = 𝑷𝟑 − 𝑷𝟏 
Donde: 
C= g de ceniza en el crisol 
P1=Celita+ peso del crisol 
P3=Cenizas + celita + peso del crisol 
 
Contenido de proteína en el residuo de cada crisol 
 
𝑵 =
(𝑽𝒎 − 𝑽𝒃) × 𝒎𝒆𝒒 × 𝑵𝑯𝑪𝒍 × 𝑴
𝒎
 
 
𝑷 = 𝑵 × 𝑭 
 
Donde: 
N= g de nitrógeno en el residuo + celita 
P= g de proteína en el residuo + celita 
Vm= Volumen de HCl gastado en la titulación de la muestraVb= Volumen de HCl gastado en la titulación del blanco 
Meq= miliequivalentes del N (0.014) 
N HCl= normalidad de la solución valorada de HCl 
m= g de muestra (residuo + celita) utilizada en la determinación 
F= factor de conversión a proteína 6.25 
M= g de residuo + celita 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
42 
 
Contenido de fibra dietética total 
%𝑭𝑫𝑻 =
(𝑹 − 𝑷 − 𝑪 − 𝑩) × 𝟏𝟎𝟎
𝒑𝒎
 
Donde: 
FDT= fibra dietética total 
B= Rblanco-Pblanco-Cblanco 
R= peso del residuo que corresponde a la definición de P2-P1 (mg) 
P= peso promedio de proteína en el crisol (mg) 
C= peso promedio de cenizas en el crisol (mg) o P3-P1 
pm= peso de la muestra (mg) 
 
 
4.5 Desengrasado de la muestra 
 
Fundamento 
El desengrasado de la muestra se realiza con un dispositivo Soxhlet 
de capacidad para procesar aproximadamente 50 gramos de material, 
la extracción se realiza con hexano Q.P. obteniéndose la muestra 
desengrasada y la grasa bruta por otro lado. El extracto hexanóico se 
refiere al conjunto de sustancias extraídas con hexano, que incluyen 
además de los ésteres de los ácidos grasos con el glicerol a los 
fosfolípidos, las lecitinas, los esteroles, las ceras, los ácidos grasos 
libres los carotenoides y otros pigmentos. 
 
Material/Reactivos 
o Dispositivo tipo Soxhlet 
o Costal de tela de manta 
o Rotavapor 
o Canasta de calentamiento eléctrica Glas-Col de 10 cm de 
diámetro 
o Hexano Q.P. 
4. METODOLOGÍAS 
 
43 
Procedimiento 
1. El desengrasado se lleva a cabo por el método de Soxhlet, para el 
cual se monta el dispositivo adecuado, en donde se coloca la harina 
de los hongos en un costal de tela de manta y es insertado en el 
dispositivo. 
2. Para llevar a cabo la extracción de la grasa cruda se ocupa un rango 
de temperatura de 55 a 60° C utilizando hexano Q.P. como 
disolvente, el procedimiento tiene una duración aproximada de 8 
horas. 
3. Transcurrido el tiempo se deja enfriar el dispositivo y se retira el 
costal con la muestra desengrasada, dicha muestra se extiende en 
charolas de aluminio para evaporar el disolvente durante 24 horas. 
En el caso del disolvente presente en el matraz receptor se recupera 
en rotavapor, obteniendo así el aceite crudo y la harina de los 
hongos desengrasada. 
 
 
4.6 Digestibilidad in vitro 
 
Fundamento 
Este método enzimático que se basa en crear un medio similar al del 
organismo digiriéndose las proteínas con sistema multienzimático, y 
asumiendo que por cada enlace peptídico se produce un protón [H+], 
el cambio de pH está relacionado a la hidrólisis de la proteína. Los 
métodos in vitro tienen la ventaja de determinar la disponibilidad de 
la proteína en alimentos que han sido sometidos a algún proceso, 
siendo métodos relativamente rápidos y de mayor precisión y en 
consecuencia menos costosos que los métodos biológicos (Howitz, 
2005). 
 
Material/Reactivos 
o Balanza analítica Sartorius mod. A-210-P 
4. METODOLOGÍAS 
 
44 
o Baño de agua Grant mod. 5E-10 a 37°C± 0.5 
o Baño de agua Polystat a 55°C ± 0.5 
o Potenciómetro Corning mod. 10 o equivalente (con pendiente 
>95%) 
o Contenedor de vidrio con camisa para recirculación de agua 
atemperada 
o Matraz aforado de 10 mL 
o Agitadores magnéticos de ½ pulgada (tipo arroz) 
o Espátulas 
o Naves de vidrio para pesar 
o Pipeta volumétrica de 10 mL 
o Parrilla con agitación 
o Pipeta volumétrica de 1 mL 
o Cronometro digital mod. Cole-Parmer de triple tiempo 
o Buffers de referencia 
o Solución enzimática A. Disolver 227,040 BAEE unidades de tripsina 
pancreática porcina (SIGMA T-0134), 1,860 unidades de α-
quimotripsina pancreática bovina (SIGMA C-4129) y 2,321 
unidades de peptidasa intestinal porcina (SIGMA P-7000) en 10 mL 
de agua destilada. 
o Solución enzimática B. Disolver 65 unidades de caseína de proteasa 
bacteriana (SIGMA P-5147) en 10 mL de agua destilada. 
 
Procedimiento 
1. Se parte de 10 mg de N2 de la proteína (caseína) o muestra según 
sea el caso, a la cual se le agregan 10 mL de agua destilada en 
agitación a una temperatura de 37 °C ± 0.5 por una hora, 
recirculando el flujo de agua. 
2. Transcurrido el tiempo de humectación de la muestra, ajustar el pH 
a 8.0 ± 0.03 utilizando HCl o NaOH diluido (usar la mínima cantidad 
de soluciones). 
4. METODOLOGÍAS 
 
45 
3. Adicionar 1 mL de la solución A a la muestra e inmediatamente 
iniciar el conteo con el cronometro digital, dejar en agitación por 
exactamente 10 minutos. 
4. Transcurridos los 10 minutos, inmediatamente añadir 1 mL de la 
solución B y al mismo tiempo hacer el cambio de recirculación de 
agua, cerrando el flujo de 37°C y abriendo el flujo de 55°C. 
5. A los 19 minutos de añadida la solución A, realizar nuevamente el 
cambio de baño, en donde de cierra la llave de 55°C y se abre al 
mismo tiempo la llave de entrada y salida de 37°C. 
6. A los 20 minutos exactos con cronometro después de añadida la 
solución A se apaga la agitación e inmediatamente medir el pH 
introduciendo el electrodo y efectuar la lectura. 
EL pH del control de la caseína debe de ser de 6.42 ± 0.05 
 
Cálculos 
 
El porcentaje de digestibilidad se obtiene al sustituir el pH en la 
siguiente formula: 
 
%𝑫𝒊𝒈𝒆𝒔𝒕𝒊𝒃𝒊𝒍𝒊𝒅𝒂𝒅 = 𝟐𝟑𝟒. 𝟖𝟒 − 𝟐𝟐. 𝟓𝟔(𝒑𝑯) 
 
Reunida la condición de que la referencia de la caseína muestra un pH 
igual 6.42±0.05 
 
 
4.7 Determinación de factores tóxicos naturales 
 
En cuanto a la determinación de factores tóxicos fueron determinados; 
saponinas y lectinas y como factor antinutricional, inhibidores de 
tripsina. 
 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
46 
4.7.1 Determinación de Saponinas 
 
Fundamento 
La detección de saponinas en extractos de plantas se lleva a cabo con 
una técnica de diluciones seriadas en el cual se determina el punto 
final por una estimación visual de la hemólisis de los glóbulos rojos en 
la sangre del humano. 
El método de microtitulación es rápido y requiere una mínima cantidad 
de muestra, para llevar a cabo la determinación se necesita 
sensibilizar los eritrocitos con lavados de solución de tripsina, ya que 
la sensibilidad de los eritrocitos se mejora considerablemente con este 
tratamiento (Sotheeswaran, 1988). 
 
Material/Reactivos 
o Extractor de grasa Goldfish, LABCONCO 
o Cartuchos de celulosa Whatman 
o Rotavapor Buchi, 461, MOD. RE-111 
o Centrifuga EPPENDORF 5702 
o Incubadora bacteriológica, Blue M 
o Espectrofotómetro Coleman, Junior II-A 
o Tubos de centrifuga de 15 mL con graduación 
o Jeringa de 5 ó 10 mL calibre 22 
o Microtiter Kit (Cook Eng-Alexander Virginia USA) 
o Matraz Erlenmeyer de 25, 125 y 250 mL 
o Probeta de 100 mL 
o Embudo de filtración de talle corto 
o Gasa 
o Placas de poliestireno de 96 pozos con fondo V para microtitulación 
o Solución salina al 1% preparada con agua desionizada 
o Solución salina al 0.9% preparada con agua desionizada 
o Solución de metanol (R.A.) y agua destilada al 85% 
o Sangre humana tipo O 
4. METODOLOGÍAS 
 
47 
o Alcohol etílico desnaturalizado 
o Solución anticoagulante (a) 
o Tripsina de páncreas bovino al 0.1% (b) 
o Estándar de saponinas (c) 
a) Solución anticoagulante: cuando la sangre se va a utilizar 
inmediatamente se puede utilizar heparina (solución 
heparina: sangre 15 a 20 UI; 1mL de sangre). Si la sangre 
no se va a utilizar inmediatamente y se desea conservar en 
refrigeración, se debe utilizar como solución ALSEVER 
(glucosa 0.6833 g, citrato de sodio 0.8080 g, ácido cítrico 
0.0550 g, cloruro de sodio 0.4200 g, agua destilada 100 mL) 
para conservar las células. 
b) Tripsina de páncreas bovino: (Sigma T-8128 tipo II) al 0.1 % 
en solución salina al 0.9%. 
c) Solución estándar de saponinas: el estándar es una mezcla 
de 1:1 de digitonina (saponina esteroidal) y un extracto de 
quijalla (saponina tipo triterpenoide), al 0.5% en solución 
salina. 
 
Procedimiento 
1. Preparación del extracto 
a) Pesar exactamente 3.75gramos de la muestra finamente 
molida y desengrasada, colocarla en un cartucho de 
celulosa. 
b) Colocar el cartucho de celulosa en el portadedal del 
extractor Goldfish, la extracción se realiza por 2 horas con 
50 mL de metanol:agua (85:15). 
c) Una vez transcurrido el tiempo de extracción se concentra 
a sequedad en el rotavapor Buchi a una temperatura no 
mayor de 65 °C, la muestra se re-disuelve en solución 
salina al 0.9%, se filtra y se lleva a un aforo de 50 mL con 
la misma solución. 
4. METODOLOGÍAS 
 
48 
2. Preparación de la sangre 
a) Extraer la sangre humana, aproximadamente 5 mL, 
empleando el set de recolección de sangre que contenga 
anticoagulante y agitar suavemente para homogeneizar 
con la solución. 
b) La sangre con anticoagulante se trasvasa a tubos de 
centrifuga para su lavado (por triplicado), con solución 
salina 0.9%, posterior a los lavados centrifugar a 1500 
rpm por 10 minutos y se decanta el líquido sobrenadante. 
c) Al terminar el tercer lavado se diluye el paquete de 
eritrocitos al 4%, es decir que por cada mililitro de 
eritrocitos se adiciona 24 mL de solución salina 0.9%, en 
caso de coágulos se filtra a través de una gasa. 
3. Sensibilización de glóbulos rojos 
a) Por cada 10 mL de suspensión de glóbulos rojos se agrega 
1 mL de tripsina al 0.1% y se coloca en una incubadora a 
37 °C por una hora. 
b) Transcurrido el tiempo se centrifuga a 1500 rpm por 10 
minutos, para eliminar la enzima y se efectúan tres 
lavados con solución salina 0.9% centrifugando entre 
cada lavado por 10 minutos a 1500 rpm, terminando los 
lavados decantar el líquido sobrenadante. 
c) Después del último lavado se mide el paquete de 
eritrocitos y se resuspende al 5%, por lo que por cada 
mililitro de paquete se añade 19 mL de solución salina al 
0.9%, se coloca la suspensión en matraz Erlenmeyer de 
125 mL efectuando previamente una filtración con gasa. 
4. Ajuste de la suspensión de glóbulos rojos 
a) Ajustar el espectrofotómetro COLEMAN al 100% de T con 
solución salina al 0.9% a una longitud de onda de 620 nm. 
b) Tomar 0.5 mL de suspensión de eritrocitos con pipeta 
volumétrica (tratando de que este lo más homogénea 
4. METODOLOGÍAS 
 
49 
posible), colocarlo en un celda y adicionar 2 mL de 
solución salina con pipeta volumétrica, homogeneizar e 
introducir en el espectrofotómetro. 
c) Diluir lo necesario hasta que se obtenga una lectura de 24 
a 29 de % T. 
5. Microtitulación 
a) La microtitulación se realiza en placa tipo “U” y en cada 
pozo se colocan 50 microlitros de solución salina al 0.9%. 
b) Se llena el microdiluctor con 50 microlitros del extracto o 
del estándar de saponinas y se llevan a cabo diluciones 
sucesivas desde el primer pozo siguiendo por la línea 
horizontal, eliminar el residuo de la última dilución. 
c) Ya realizadas las diluciones pertinentes se colocan con el 
pipeteador de gota 50 microlitros de la solución de 
eritrocitos sensibilizados y ajustados. Se recomienda que 
en cada placa se tenga una hilera de control negativo 
(Solución salina: sangre ajustada) y otra positiva 
(Solución salina: estándar de saponinas al 0.5%). 
d) Terminada la placa se rota en forma circular para 
homogeneizar y se colocan en incubadora por una hora a 
37 ± 1°C. 
6. Lectura 
a) Para obtener el título de hemólisis se observa empleando 
un espejo adaptado al dispositivo y se localiza en la hilera 
horizontal de la placa, el número que corresponde al 
último pozo donde se aprecia la hemólisis. 
 
Cálculos 
La mezcla de saponinas triterpenoide y esteroidal (1:1) tienen una 
concentración de 0.5% en la solución estándar, si en la microtitulación 
se toma 0.05 mL, se tiene entonces una concentración de 0.25 mg de 
4. METODOLOGÍAS 
 
50 
saponinas en dicho volumen, en una dilución seriada se tiene que 
cumple con la fórmula: 
 
𝒄𝒐𝒏𝒄𝒆𝒏𝒕𝒓𝒂𝒄𝒊ó𝒏 𝒅𝒆𝒍 𝒆𝒙𝒕𝒓𝒂𝒄𝒕𝒐
𝟐𝒕
 
Donde 
t= título de la hemólisis 
Si la solución estándar de saponinas tiene un valor promedio de 7 para 
el título de hemólisis, entonces en este pozo se tiene la siguiente 
concentración. 
 
𝟎. 𝟐𝟓 𝒎𝒈
𝟐𝟕
= 𝟎. 𝟎𝟎𝟏𝟗𝟓 𝒎𝒈 𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔 = 𝟏. 𝟗𝟓 𝝁𝒈 𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔 
 
El cálculo para las muestras es: la concentración del extracto de la 
muestra para todos los casos es 75 mg/mL, en 0.05 mL tenemos 3.7 
mg; para un título de hemólisis con valor de 1 se tiene la siguiente 
concentración: 
𝟑. 𝟕𝟓
𝟐𝟏
= 𝟏. 𝟖𝟕𝟓 𝒎𝒈 𝒅𝒆 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂 
 
Ahora bien hay 1.95 µg de saponinas en 1.875 mg de muestra, por lo 
cual da resultado: 
 
𝟏. 𝟗𝟓 µ𝒈 𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔
𝟏. 𝟖𝟕𝟓 𝒎𝒈 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂
=
𝟏. 𝟎𝟒µ𝒈𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔
𝒎𝒈 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂
= 𝟎. 𝟏𝟎𝟒
𝒈𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔
𝟏𝟎𝟎𝒈 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂
= 𝟎. 𝟏𝟎𝟒 % 
 
 
 
 
 
 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
51 
4.7.2 Determinación de Lectinas 
 
Fundamento 
La determinación de lectinas (fitohemaglutininas) se basa en la 
capacidad aglutinante de las lectinas presentes en un extracto para 
aglutinar los eritrocitos. La técnica consiste en hacer diluciones 
seriadas de las cuales se determina el punto final de la aglutinación de 
los glóbulos rojos de hámsteres lavados y sensibilizados con solución 
de proteasa mediante una estimación visual. 
El método de micro titulación es rápido y requiere de una mínima 
cantidad de muestra, el resultado se relaciona con la cantidad mínima 
de aglutinación que produce la faseolotoxina como prueba positiva, 
definiéndose esta como una unidad hemaglutinante (U.H.G.), 
equivalente a 1 mg de esta lectinas (Vasconcelos, I y Olvera, J.2004). 
 
Material/Reactivos 
o Balanza analítica Startorius mod. A-210-P 
o Agitador magnético multiple Corning Stirrer mod. 440825 
o Centrifuga Eppendorf 5702 
o Incubadora bacteriológica Blue M 
o Espectrofotómetro Coleman, Junior II-A 
o Tubos de centrifuga de 15 mL con graduación 
o Microtiter kit (Cook Eng-Alexander Virginia USA) 
o Matraz Erlenmeyer de 25, 125 y 250 mL 
o Embudo de filtración de talle corto 
o Filtros de vidrio de poro grueso 
o Gasa 
o Microdiluctor 50 microlitros 
o Pipeta automática multicanales 
o Dispositivo de lectura de placas 
o Placas de poliestireno de 96 pozos con fondo “V” para 
microtitulación 
4. METODOLOGÍAS 
 
52 
o Solución salina al 1 % preparada con agua desionizada 
o Solución salina al 0.9% preparada con agua desionizada 
o Sangre de Hámster Sirio macho-joven desfibrinada y lavada 
o Solución anticoagulante (a) 
o Solución de lectina purificada de frijol (Phaseolus vulgaris) (PHT) al 
0.01 % en solución salina 0.9% (b) 
a) Cuando la sangre se va a trabajar inmediatamente se 
puede emplear heparina; solución heparina: sangre=15-
20 Ul: 1mL sangre. Si la sangre no se va a utilizar de 
inmediato y se desea conservar en refrigeración por uno 
o dos días, lo más conveniente es usar como solución 
anticoagulante, ELSEVER. 
b) Pesar con la mayor exactitud posible 1 mg de 
faseolotoxina (SIGMA- L8754) y pasarla a un matraz 
aforado de 10 mL; a continuación aforar con solución 
isotónica (0.9%). De esta solución (0.1 mg/mL) se realiza 
una dilución de 1:100 para ocuparla en la placa de micro 
dilución tipo ”V”, con la finalidad de definir la cantidad 
mínima de PHT que produce prueba positiva de 
aglutinación (L). 
 
Procedimiento 
1. Preparación del extracto 
a) Suspender 0.1 mg de material finamente molido y 
desengrasado en 10 mL de solución salina al 1% y 
efectuar la extracción mecánica por 2 horas a 300 rpm a 
temperatura ambiente. 
b) Transcurrido el tiempo centrifugar el extracto a 3000 rpm, 
durante 10 minutos para eliminar el residuo insoluble. 
c) Filtrar el sobrenadante a través de un filtro de vidrio de 
poro grueso y de ser necesario se puede lavar el residuo 
4. METODOLOGÍAS 
 
53 
con solución salina al 1% para llevar finalmente a un 
volumen de 10 mL. 
2. Preparación de la sangre 
a) En un matraz de 25 mLcon heparina (0.1 mL de heparina 
UI/para 5 mL sangre) colocar de 30 a 50 gotas de sangre 
de Hámster Sirio (técnica realizada por punción ocular) 
agitar suavemente el matraz para la completa 
homogeneización de la sangre con la solución 
anticoagulante. 
b) Trasvasar la sangre con anticoagulante a tubos de 
centrifugas para su lavado (por triplicado) con solución 
salina al 0.9% a 1500 rpm por 15 minutos y decantar el 
líquido sobrenadante. 
c) Al termino del ultimo lavado se diluye el paquete de 
eritrocitos al 4%, es decir por cada mL de eritrocitos, se 
adicionan 24 mL de solución salina al 0.9%, en presencia 
de coágulos, filtrar con una gasa. 
3. Sensibilización de los glóbulos rojos 
a) A cada 10 mL de suspensión de glóbulos rojos al 4% se 
agrega 1 mL de solución de pronasa al 0.2% y se coloca 
en incubadora por espacio de una hora a 37 ± 1°C, 
transcurrido el tiempo se centrifuga para eliminar la 
enzima sobrenadante y se efectúan tres lavados a 1500 
rpm por 15 minutos con solución salina 0.9%. Después 
del último lavado medir el paquete de eritrocitos y 
resuspender al 4% por lo que por cada mL del paquete se 
añaden 24 mL de solución salina 0.9%, se coloca la 
suspensión en matraz Erlenmeyer de 125 mL 
previamente efectuando una filtración con gasa. 
4. Ajuste de la suspensión de glóbulos rojos 
a) Ajustar el espectrofotómetro COLEMAN al 100% de T con 
solución salina 0.9% a una longitud de onda de 620 nm. 
4. METODOLOGÍAS 
 
54 
b) Se toman 0.5 mL de solución de eritrocitos con pipeta 
volumétrica (procurar que este lo más homogénea 
posible), colocándola en una celda y se adicionan 2 mL de 
solución salina 0.9% con pipeta volumétrica, 
homogeneizar antes de introducir al espectrofotómetro, 
diluir lo necesario hasta obtener una lectura de 24 ± 1%T. 
5. Microtitulación 
a) La microtitulación se realiza en placas tipo “V” y en cada 
pozo se colocan 100 μL de solución salina al 0.9 %. 
b) Se llena el microdiluctor con 50 μL del extracto problema 
o del estándar de faseolotoxina y se realizan las diluciones 
sucesivas desde el primer pozo (siguiendo la línea 
horizontal hasta donde se desee) y se elimina el residuo 
de la última dilución. 
c) Ya realizadas las diluciones pertinentes se coloca en el 
primer pipeteador una gota de 50 μL de la suspensión de 
eritrocitos ya sensibilizados y ajustados, se recomienda 
que en cada placa se tenga una hilera de control negativo 
(solución salina: sangre ajustada) y otra positiva de 
solución salina 0.9% con estándar de faseolotoxina 0.2%. 
d) Terminada la placa se rota en forma circular, para 
homogeneizar y se coloca en una incubadora por una hora a 
37 ± 1 °C. 
6. Lectura 
a) Para obtener el título de la hemólisis se observa 
empleando un espejo adaptado al dispositivo y se localiza 
en la hilera horizontal de la placa, el número que 
corresponde al último pozo donde se aprecia la hemólisis, 
y que resulta ser la mínima cantidad de muestra que 
produce prueba positiva de hemólisis. 
 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
55 
Cálculos 
 
A continuación, se explica la definición de las unidades del método las 
cuales se definieron como unidades de hemaglutinación por gramos 
de muestra (UHG/g muestra). La solución estándar de lectinas 
(faseolotoxina) tiene una concentración de 0.01 μg/μL en la solución 
estándar, si en la microtitulación se toma 50 μL entonces se tiene una 
concentración de 0.05 μg de faseolotoxina en dicho volumen. En una 
dilución seriada, se tiene la siguiente fórmula: 
 
𝑳 =
𝟐 × 𝒆
𝟑𝒕
 
 
Donde: 
L= mínima aglutinación para producir una prueba positiva 
e= concentración de extracto 
t= título de la aglutinación 
 
Por ejemplo, si la solución estándar de lectinas tiene un valor promedio 
de 2 para el título de aglutinación, entonces en este pozo se tiene la 
siguiente concentración: 
 
𝟐 × 𝟎. 𝟎𝟓𝝁𝒈
𝟑𝟐
= 𝟎. 𝟎𝟏𝟏𝝁𝒈 = 𝟎. 𝟎𝟎𝟎𝟎𝟏𝟏𝒎𝒈 𝒅𝒆 𝒇𝒂𝒔𝒆𝒐𝒍𝒐𝒕𝒐𝒙𝒊𝒏𝒂 
 
El cálculo para la muestra es el siguiente: 
La concentración del extracto de la muestra es de 70 mg/mL (0.1 g 
de muestra en 10 mL de solución salina 1%), por lo tanto, en 50 μL 
tenemos 0.5 mg. A continuación se presenta un ejemplo de cálculo 
para el título de aglutinación con valor de 3, se tiene la siguiente 
concentración: 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
56 
𝟐 × 𝟎. 𝟎𝟓 𝒎𝒈
𝟑𝟑
= 𝟎. 𝟎𝟑𝟕𝒎𝒈 𝒅𝒆 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂 = 𝟎. 𝟎𝟎𝟎𝟎𝟑𝟕 𝒈 𝒅𝒆 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂 
 
Por definición 1 mg del estándar de lectinas (faseolotoxina) es 
equivalente a 1 Unidad de Hemaglutinación (UHG). El resultado se 
reporta como unidades de hemaglutinación por gramos de muestra 
(UH/g de muestra). 
 
𝟎. 𝟎𝟎𝟎𝟎𝟏 𝒎𝒈 𝒇𝒂𝒔𝒆𝒐𝒍𝒐𝒕𝒐𝒙𝒊𝒏𝒂
𝟎. 𝟎𝟎𝟎𝟎𝟑𝟕𝒈 𝒅𝒆 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂
×
𝟏 𝑼𝑯𝑮
𝟏 𝒎𝒈 𝒅𝒆 𝒇𝒂𝒔𝒆𝒐𝒍𝒐𝒕𝒐𝒙𝒊𝒏𝒂
= 𝟎. 𝟑𝟎
𝑼𝑯𝑮
𝒈 𝒅𝒆 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂
 
 
 
 
4.7.3 Determinación de inhibidores de tripsina 
 
Fundamento 
La técnica es utilizada por Kakade y colaboradores, la cual se basa en 
observar la inhibición producida por un extracto acuoso (solución de 
NaOH 0.01 N) de la muestra sobre una solución estándar de tripsina. 
 
El extracto directo o diluido se pone en contacto con una solución 
estandarizada de tripsina (40 μg/10 mL), y después de cierto tiempo 
se determina la actividad proteolítica remanente, por medio de un 
substrato sintético (BAPNA), el cual producirá una coloración que se 
lee en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 410 nm. Dicha 
coloración es inversamente proporcional al contenido de inhibidores de 
tripsina de la muestra (Kakade, 1974). 
 
Material/Reactivos 
o Potenciómetro Thermo Scientific Orion 3 Star 
o Parrilla con agitación magnética Wisestir 
o Baño de agua con control de temperatura y agitación GRANT 
4. METODOLOGÍAS 
 
57 
o Espectrofotómetro Thermo Scientific genesis 10 uv Scanning 
o Mezclador de tubos Vortex LAB-LINE 
o Hidróxido de sodio 0.01 N 
o Solución amortiguadora de TRIS, pH 8.2, 0.05 M (a) 
o Solución BAPNA (b) 
o Ácido acético al 30% 
o Solución estándar de tripsina 20 μg/mL (c) 
o Ácido clorhídrico 0.001 N 
a) Pesar 6.05 g de TRIS (hidroximetil-amino-metano P.M. 
121.14) y 2.94 g de CaCl2. 2H2O, disolver en 900 mL de 
agua destilada, ajustar el pH a 8.2 y aforar a un volumen 
de un litro. 
b) Pesar 100 mg de α-Nbezoil-DL-arginina-p-nitro anilida-
HCl (BAPNA), disolver en 2.5 mL de dimetilsulfóxido y 
aforar a 250 mL con amortiguador TRIS previamente 
calentando a 37 °C. Esta solución debe ser prepara el 
mismo día y cuando este en uso debe mantenerse a 37°C 
c) Pesar con mucha exactitud 4 mg de tripsina bovina 
(Sigma T-8253) y disolver en 200 mL de ácido clorhídrico 
0.001 N. Esta solución contiene 20 μg de tripsina por mL 
y debe ser almacenada en refrigeración donde puede 
durar de 2 a 3 semanas sin pérdida apreciable de la 
actividad. 
 
Procedimiento 
 
1) Preparación del extracto 
a) Pesar 1.0 g de muestra finamente molida y desengrasada 
(<5% de grasa) en un vaso de precipitados y adicionar 45 
mL de hidróxido de sodio 0.01 N, a esta suspensión 
ajustar el pH a 9.6 ± 0.2 y aforar con agua a 50 mL. 
4. METODOLOGÍAS 
 
58 
b) Trasvasar a un vaso que contenga un agitador magnético 
para agitar las suspensión mecánicamente en la parrilla 
de agitación por 2 y media horas a 300 rpm después de 
este tiempo retirar el agitador magnético y dejar por 
media hora en reposo, por decantación separar el 
sobrenadante eliminando el residuo insoluble. El 
sobrenadante debe de ser diluido hasta el punto de que 1 
mL produzca una inhibición de 40 a 60%; este requisito 
es indispensable para reducir la desviación estándar 
relativa. 
2) Determinación de la actividad 
a) Pipetear porciones de 0.0, 0.6, 1.0, 1.4, 1.8 mL de 
extracto directo o diluido en tubos de ensaye por 
duplicado y ajustando el volumen a 2.0 mL con agua 
destilada, introducir en el baño de agua a 37°C y adicionar2.0 mL de solución estándar de tripsina a 37°C e incubar 
por 10 minutos. 
b) A continuación se adicionan 5 mL de solución de BAPNA 
a 37°C a cada tubo y se mantiene dicha mezcla de 
reacción por 10 minutos exactos. La reacción se detiene 
con 1 mL de ácido acético al 30%, el cual debe 
homogeneizarse inmediatamente. 
c) Cuando por la adición del ácido acético el tubo de reacción 
se enturbie o forme un precipitado, será necesario filtrar 
el contenido a través de papel filtro (Whatman #1); para 
ello es conveniente dejar el tubo en reposo por 15 minutos 
para después filtrar primeramente el sobrenadante y por 
ultimo filtrar la porción del precipitado gelatinoso. Es 
necesario cerciorarse que el precipitado este 
transparente, de lo contrario deberá centrifugarse el 
precipitado. 
 
4. METODOLOGÍAS 
 
59 
La siguiente tabla muestra la forma de trabajar la serie de diluciones 
en los tubos para determinar la actividad inhibitoria hacia la tripsina. 
 
 
 
 
d) Realizar la lectura en el espectrofotómetro a 410 nm para 
cada una de las alícuotas del extracto, primero ajustar el 
equipo a 0.000 de absorbancia (100% T) con su 
respectivo blanco. Hay que recordar que el tubo con 0.0 
mL del extracto es la referencia (40 μg de tripsina/10 mL), 
sobre el cual se basarán los cálculos. 
 
 
Cálculos 
Una unidad de tripsina (U.T.) es arbitrariamente definida como un 
incremento de 0.01 unidades de absorbancia a 410 nm por 10 mL de 
mezcla de reacción descritas por Kakade y colaboradores. La actividad 
de los inhibidores de tripsina se expresa en términos de unidades de 
CLAVE 
Vol. de 
Vol. 
de 
Vol. de 
Std. 
Vol. de 10 Vol. de 10 Vol. de 
extracto H2O Tripsina 
Acético 
al 30% 
min. BAPNA Min. 
Acético 
al 30% 
(mL) (mL) (mL) (mL) a 37°C 
Bco.1 1.8 0.2 2.0 1.0 5.0 - 
1 1.8 0.2 2.0 - 5.0 1.0 
Bco. 2 1.4 0.6 2.0 1.0 5.0 - 
2 1.4 0.6 2.0 - 5.0 1.0 
Bco. 3 1.0 1.0 2.0 1.0 5.0 - 
3 1.0 1.0 2.0 - 5.0 1.0 
Bco. 4 0.6 1.4 2.0 1.0 5.0 - 
4 0.6 1.4 2.0 - 5.0 1.0 
Bco. R 0.0 2.0 2.0 1.0 5.0 - 
R 0.0 2.0 2.0 - 5.0 1.0 
4. METODOLOGÍAS 
 
60 
tripsina inhibida (U.T.I.) la lectura de absorbancia (A), puede ser 
transformada directamente en unidades de tripsina 
 
𝑼. 𝑻. = 𝑨 × 𝟏𝟎𝟎 
 
Ya que se tiene una serie de diluciones, se tendrá a su vez una serie 
de valores de U.T., es conveniente determinar el % de inhibición para 
lo cual se toma como referencia el tubo 3 que es el que contiene 1mL 
de extracto. Si el porcentaje de inhibición no cae dentro del rango de 
40 a 60% de inhibición, es necesario hacer un ajuste del extracto para 
que se cumpla este requisito. 
% 𝑰𝒏𝒉𝒊𝒃𝒊𝒄𝒊ó𝒏 =
𝑹 − 𝑨𝟑
𝑹
× 𝟏𝟎𝟎 
 
 
Donde 
R= U.T. de la referencia (tubo con 0.0 mL de extracto) 
A3= U.T.I. del tubo 3 (tubo con 1.0 mL del extracto) 
 
Para obtener los valores correspondiente s de U.T.I. se restan los 
valores de U.T. al dato de referencia y posteriormente se puede 
calcular el valor de U.T.I./ mL de cada una de las alícuotas. 
 
𝑼. 𝑻. 𝑰. = 𝑹 − 𝑼. 𝑻. 
 
Donde 
R= Valor de las unidades de tripsina de la referencia. 
U.T.= Unidad de tripsina de cada tubo de la muestra analizada. 
 
Cuando se grafica la actividad inhibitoria (U.T.I./mL) en función de 
extracto de prueba se observa una correlación lineal negativa de 
4. METODOLOGÍAS 
 
61 
donde se puede obtener el valor extrapolado que corresponde al valor 
cero de la solución inhibitoria. 
Este valor extrapolado, es el más cercano a la actividad inhibitoria real 
o verdadera (si se refiere al inhibidor de soya del tipo Kunitz). 
Si la correlación lineal no es satisfactoria (r<0.9), se puede trabajar 
con un valor promedio de la serie de alícuotas y reportar en U.T.I./mL. 
 
𝑼. 𝑻. 𝑰.
𝒎𝑳
=
𝑼. 𝑻. 𝑰.
𝒎𝑳 𝒅𝒆𝒍 𝒆𝒙𝒕𝒓𝒂𝒄𝒕𝒐
 
 
Es conveniente reportar en unidades de tripsina inhibida con respecto 
a 1 mg de muestra. 
 
𝑼. 𝑻. 𝑰.
𝒎𝒈 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂
= 𝑩𝒙𝑭𝒙𝑵 
 
Donde 
B= valor extrapolado o promedio en U.T.I./ mL 
F= factor de dilución, el cual depende de las diluciones realizadas. 
Cuando se tiene el factor directo F=1 
N= concentración de la muestra mL/mg muestra. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
62 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
A continuación en la tabla No. 1 se muestran los promedios de la 
humedad original de los hongos analizados, cabe mencionar que en 
las determinaciones analíticas presentan un coeficiente de variación 
menor al 5%. 
 
Tabla No. 1 Determinación de humedad en la muestra original 
 
Determinación Amanita caesaria Amanita rubescens 
% Humedad 92.79 ± 0.81 93.86 ± 0.15 
* Expresado en g de agua/100 g muestra (%). Los valores se expresan 
como valor promedio ± desviación estándar, n=3 (CV ≤5). 
 
 
Como puede observarse en la tabla No. 1 el porcentaje de humedad se 
encuentra dentro del rango reportado por otros investigadores para 
hongos silvestres comestibles el cual se encuentra entre el 75 y 95% 
de agua, siendo esta la parte más representativa de las muestras 
frescas. 
 
La Tabla No. 2 muestra los resultados obtenidos del análisis proximal 
en base húmeda (BH) de la harina obtenida de los hongos analizados. 
 
Posteriormente para realizar una adecuada comparación de los macro 
nutrimentos, se presenta la tabla No. 3; la cual muestra los datos 
obtenidos en base seca (BS), esto con la finalidad de que el agua en 
la muestra no interfiera en la comparación. 
 
 
 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
63 
Tabla No. 2 Análisis proximal determinado en la harina de los dos 
hongos en base húmeda (BH). 
 
Componentea 
Muestra 
Amanita 
caesarea 
Amanita 
rubescens 
A. caesarea 
cocida 
A. rubescens 
cocida 
Humedad 5.18 ± 0.15 6.86 ± 0.02 6.87 ± 0.04 6.37 ± 0.11 
Proteína 26.28 ± 0.51 35.62 ± 0.37 26.47± 0.87 35.57 ± 0.17 
Cenizas 12.28 ± 0.14 12.35 ± 0.02 11.80 ± 0.11 12.26 ± 0.25 
Grasa 14.16 ± 0.47 12.31 ± 0.44 12.40 ± 0.32 10.99 ± 0.49 
Fibra cruda 7.28 ± 0.67 6.95 ± 0.56 5.48 ± 0.31 6.64 ± 0.35 
Hidratos de 
carbonob 
34.82 25.91 36.98 28.17 
a Expresado en g/100 g de muestra (%). Los valores se expresan como 
valor promedio ± desviación estándar, n=3 (CV≤5%). 
b Calculados por diferencia según el esquema de Weende. 
 
 
Tabla No. 3 Análisis proximal determinado en la harina de los dos 
hongos en base seca (BS). 
 
Componentea 
Muestra 
Amanita 
caesaria 
 
Amanita 
rubescenes 
 
A. caesaria 
cocida 
 
A. rubescens 
cocida 
 
Proteína 27.73 ± 0.54 38.12 ± 0.40 28.32 ± 0.93 37.99 ± 0.18 
Cenizas 12.95 ± 0.15 13.22 ± 0.02 12.52 ± 0.12 13.10 ± 0.27 
Grasa 14.74 ± 0.49 13.17 ± 0.47 13.27 ± 0.35 11.74 ± 0.52 
Fibra cruda 7.68 ± 0.67 6.95 ± 0.56 5.48 ± 0.31 6.54 ± 0.35 
Hidratos de 
carbonob 
36.90 28.54 40.41 30.64 
a Expresado en g/100 g de muestra (%). Los valores se expresan como 
valor promedio ± desviación estándar, n=3 (CV≤5%). 
b Calculados por diferencia según el esquema de Weende. 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
64 
 
De las dos especies de hongos analizados se observa que el contenido 
de proteína es mayor en Amanita rubescens, tanto en la muestra cruda 
(38.12 %) como en la cocida (37.99 %), superando por alrededor de 
diez unidades a Amanita caesarea, el contenido de proteína no se ve 
afectado por el cocimiento efectuado, cabe destacar que ambas 
muestras son ricas en proteína en particular A. rubescens. 
 
No se observa una notable diferencia entre el contenido de cenizas en 
ambas especies, tanto en cruda como cocidas los resultados son 
similares. 
 
En las muestras crudas se observa que el contenido de grasa es 
ligeramente mayor que en las muestras cocidas, el calor de la cocción 
afectó el valor de este nutrimento, ya que al someter las muestras a 
un tratamiento térmico, las grasas se funden y quedan adheridos al 
contenedor en donde se les dio cocción, provocando una ligera 
disminución de dicho nutrimento.Es importante resaltar que el 
porcentaje de grasa es mayor al 10%, siendo una importante 
aportación de este nutrimento a la población que los consume, ya que 
según varios autores el porcentaje de grasa para setas y hongos 
comestibles se encuentra entre 0.05% y 2% (Becker, 1989; Chang y 
Buswell, 1996; Herrera y Ulloa, 1998), esta característica les confiere 
propiedades sensoriales más agradables hacia los consumidores. 
 
Los hidratos de carbono según el esquema de Weende son calculados 
por diferencia de los otros nutrimentos cuantificables (agua, grasa, 
cenizas, proteína y fibra cruda), en este caso al determinarlos, 
encontramos que Amanita caesarea tiene un mayor contenido de los 
mismos (36.90 %), superando por alrededor de ocho unidades, a los 
calculados en la otra especie del hongo (Amanita rubescens). 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
65 
La tabla No. 4 Muestra los resultados obtenidos para la fibra dietética 
total en base húmeda (BH) y la tabla No. 5 muestra los mismos 
resultados pero esta vez expresándolos en base seca (BS), esto con la 
intención de comparar de una manera más uniforme sin la 
intervención del agua. 
 
Tabla No. 4 Fibra dietética determinada en la harina de Amanita 
caesaria y Amanita rubescens 
Fibra Muestra 
 
Amanita 
caesarea 
Amanita 
rubescens 
A. caesarea 
cocida 
A.rubescens 
cocida 
Fibra 
dietética 
totala 
30.02±1.97 27.86±1.41 17.79±0.62 21.22±1.05 
a Expresado en g/100 g de muestra (%). Los valores se expresan como 
valor promedio ± desviación estándar, n=3 (CV≤10%). 
 
Tabla No. 5 Fibra dietética determinada en la harina de los dos 
hongos en base seca (BS). 
Fibra Muestra 
 
Amanita 
caesarea 
Amanita 
rubescens 
A.caesarea 
cocida 
A.rubescens 
cocida 
Fibra 
dietética 
totala 
30.68±1.97 28.55±1.41 18.69±0.62 21.99±1.05 
a Expresado en g/100 g de muestra (%). Los valores se expresan como 
valor promedio ± desviación estándar, n=3(CV≤10%). 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
66 
La fibra cruda (FC) es siempre un valor mucho menor que la fibra 
dietética total (FDT), ya que el método para determinar FC es un 
método más drástico y sólo contempla el material no degradable del 
tejido de la planta como lo es la lignina y fibras de celulosa, pero no 
contempla otros oligosacáridos o peptinas que sí están incluidos en la 
FDT. En este caso se ve drásticamente disminuida comparada con la 
fibra dietética en las cuatro muestras analizadas, ya que esta fibra es 
una magnitud analítica, que al ser sometida a digestión ácida y alcalina 
ocurre degradación y solubilización de sustancias no digeribles. Por lo 
general, el contenido de fibra bruta no constituye un índice absoluto; 
sirve más bien como medida de los compuestos de origen vegetal no 
aprovechables por el organismo que existen en un alimento (Mattisek, 
M. 1998). 
 
En cuanto a la fibra dietética total se observó que en ambas muestras 
que no llevaron a cabo el proceso de cocción el contenido de la misma 
fue más alta, en A. caesarea cruda (30.68 %), en la cocida (18.69 %) 
y en A. rubescens cruda (28.55 %) y cocida (21.99 %). Estos 
resultados se explican debido a que el tratamiento térmico promueve 
el rompimiento de la fibra dietética como la celulosa, hemicelulosa, 
lignina, pectinas y gomas, como lo explica Carnvale y Lintas (1995). 
En este caso la fibra bruta representa en las Amanita caesarea un 21% 
de la FDT (fibra dietética total) y un 24% de la FDT de Amanita 
rubescens en las muestras crudas. 
 
La tabla No. 6 muestra la digestibilidad de la proteína por el método 
de digestibilidad in vitro, los resultados se expresan en porcentaje y 
puede observarse que para Amanita caesarea mantiene la 
digestibilidad tanto cruda como cocida (alrededor del 60 %) y para 
Amanita rubescens la digestibilidad en la muestra cocida aumenta 
ligeramente (aumenta alrededor de 4 unidades). 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
67 
Una alta digestibilidad en un alimento debe ser mayor al 80% en el 
caso de las proteínas de origen animal, sin embargo para las proteínas 
de origen vegetal se considera que deben de estar en el rango de 60 
a 70 %, esta característica se cumple en las muestras, proporcionando 
una disponibilidad de proteína aceptable. 
 
Tabla No. 6 Digestibilidad de las muestras 
 Muestra 
 
Amanita 
caesarea 
Amanita 
rubescens 
A.caesarea 
cocida 
A.rubescens 
cocida 
%Digestibilidad 61.88±0.57 59.62±0.35 62.48±0.81 63.22±0.73 
Los valores se expresan como valor promedio ± desviación estándar, 
n=3 (CV≤5%). 
 
Las tablas 7 y 8 muestran la actividad de los tóxicos analizados; 
saponinas y lectinas presentes en los extractos de los hongos. 
 
Tabla No. 7 Actividad hemolítica de saponinas 
 Tóxico Muestra 
 
Amanita 
caesaria 
Amanita 
rubescens 
A. caesarea 
cocida 
A. rubescens 
cocida 
 
Saponinasa 0.104 0.104 0.103 0.104 
aExpresados en gramos de la mezcla de saponinas/ 100 gramos de 
muestra (g Saponinas/100 g muestra). 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
68 
Tabla No. 8 Actividad aglutinante de lectinas 
Tóxico Muestra 
 
Amanita 
caesarea 
Amanita 
rubescens 
A. caesarea 
cocida 
A. rubescens 
cocida 
 
Lectinasa 0.9 0.9 0.1 0.03 
a Expresada en UHG/mg muestra (Unidades de Hemaglutiación/ 
miligramo de muestra) en donde 1 UH= 1mg de faseolotoxina. 
 
En la determinación de saponinas se observó que el tratamiento 
térmico que se aplicó a las muestras no afectó el nivel de este factor 
tóxico, ya que no hay diferencia alguna entre las muestras crudas y 
cocidas; sin embargo se pudo observar que el valor obtenido es 
relativamente bajo, si consideramos que son alrededor de 0.1 gramos 
del estándar de saponinas. Es decir, que por cada 100 g de la harina 
de los hongos hay 0.1g de mezcla de saponinas, la cual es una 
cantidad que no tiene efectos adversos sobre la salud para este factor; 
además si se considera que en estado natural estos hongos son 
consumidos frescos, la concentración de estas saponinas disminuye en 
un 90%, por lo que se necesitaría un consumo exagerado de los 
hongos para que pudiera manifestar síntomas adversos. 
 
Cabe mencionar que varios autores aún discuten la toxicidad de las 
saponinas, debido a que están permitidas como aditivos para 
alimentos y bebidas (formadores de espuma en cerveza) en algunos 
países (Linder, E.1995). 
 
En cuanto a la actividad aglutinante de las lectinas presentes en ambas 
muestras, al ser tratadas térmicamente se vio disminuida 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
69 
favorablemente, lo cual señala que el tratamiento aplicado fue eficaz 
contra este factor. Aunque la concentración de las lectinas se ven 
afectadas térmicamente, no son de mayor relevancia puesto que se 
encuentra por debajo del nivel dañino para la salud <1 UHG/g 
muestra, tanto crudas como cocidas. 
 
Como factor antinutricional se determinó la inhibición hacia la tripsina, 
la cual se muestra en la tabla No. 9. 
 
Tabla No. 9 Actividad inhibitoria hacia la tripsina 
Factor 
antinutricional 
Muestra 
Inhibidores de 
tripsinaa 
Amanita 
caesarea 
Amanita 
rubescens 
A.caesarea 
cocida 
A. rubescens 
cocida 
 
10.44±2.80 16.87±3.39 10.05±3.85 11.42±0.28 
aMedidas en U.T.I./mg de muestra (Unidades de tripsina inhibida/ 
miligramo de muestra). Los valores se expresan como valor promedio 
± desviación estándar, n=3 (CV≤5%). 
 
 
Los inhibidores de tripsina son moléculas capaces de inhibir la 
actividad proteolítica de la tripsina y según la técnica de Kakade, se 
considera que el valor permitido es de 10 UTI/mg muestra, por lo tanto 
aunque las muestras sobrepasan este valor sus efectos son del tipo 
antinutrimental y tendrían que pasar mucho tiempo y consumir estos 
hongos por un período de tiempo largo para ver efectos adversos. 
 
La actividad inhibitoria hacia la tripsina en A. caesarea cruda y cocida 
se mantuvo (alrededor de 10 U.T.I./mgmuestra), es decir que el 
tratamiento térmico no afectó dichos inhibidores, sin embargo estos se 
encuentran en el límite que es de 10 U.T.I./mg muestra, para causar 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
70 
daños a la salud. Si se relaciona la digestibilidad de la proteína con el 
factor inhibidores de tripsina en dichos resultados se ve que tanto la 
digestibilidad y la inhibición hacia la tripsina se mantienen. Contrario 
al caso de A.rubescens que, vio disminuida la inhibición hacia la tripsina 
(alrededor de 5 unidades) en la muestra con el tratamiento térmico y 
en consecuencia aumentó su digestibilidad de proteína (alrededor de 
cuatro unidades). 
 
Comparadas entre las dos muestras A.caesarea tiene una inhibición 
menor, tanto cruda como cocida y el calor no afecta dichos inhibidores 
pues se mantienen casi con la misma actividad. 
 
Sin embargo a pesar de estar presentes, ser cuantificables y estar en 
un nivel que podría resultar dañino a la salud, cabe mencionar que al 
considerar la muestra en fresco, que es como habitualmente se 
consumen, estos inhibidores se ven disminuidos drásticamente, por lo 
cual se necesitaría consumir una gran cantidad de estos hongos para 
poder ver los efectos a la salud. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6. CONCLUSIONES 
 
71 
6. CONCLUSIONES 
 
 Las dos especies de hongos estudiados mostraron un alto 
contenido de proteína (>25% en forma de harina en BS), incluso 
A. rubescens, presentó un contenido arriba del 30%. 
 Una característica relevante de estos hongos es su relativa alta 
concentración de grasa (>10%) que en cierta forma le confiere 
características sensoriales especiales y desde el punto de vista 
nutritivo son considerados como alimentos energéticos, que es 
relevante en comunidades indígenas como lo es la sierra 
Tarahumara de Chihuahua. 
 Referente al contenido de FC y FDT se corroboró que la primera 
es menor que la segunda como en otros alimentos y en el caso 
de las muestras cocidas la FDT, disminuyó con el calor aplicado. 
 La digestibilidad de la proteína aumenta en A. rubescens cocida 
(alrededor de cuatro unidades) y no así para A. caesaria que 
mantiene el mismo valor tanto cruda como cocida. 
 Ambas muestras tanto crudas como cocidas presentan una 
digestibilidad aceptable según su origen vegetal (60-70%). 
 Con respecto a los factores tóxicos, no obstante que estas 
especies presentaron dichas sustancias, el nivel de saponinas es 
relativamente bajo (aproximadamente 0.1% en la harina) y a 
pesar de no disminuir su actividad con el tratamiento térmico no 
representan un riesgo para la salud. 
 A pesar de que el calor aplicado a la muestra disminuye la 
concentración de lectinas, estas se encuentran en un valor por 
debajo de donde se reporta un riesgo a la salud (<1 UHG/g). 
 En cuanto a la actividad de los inhibidores de tripsina, para A. 
rubescens su concentración sí tiene significancia (16.87 
U.T.I./mg de muestra), para ambas muestras tanto cruda como 
cocida su valor fue arriba del nivel permitido (>10 U.T.I./mg de 
muestra), aunque A. caesarea se encuentra en el límite; sin 
6. CONCLUSIONES 
 
72 
embargo estos valores son en la harina y definitivamente en los 
hongos en fresco son mucho más bajos (<10U.T.I./mg 
muestra). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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	Portada
	Índice
	1. Introducción
	2. Objetivos
	3. Antecedentes
	4. Metodologías
	5. Resultados y Discusión
	6. Conclusiones
	7. Bibliografía