181

Vista previa del material en texto

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL 
 Centro de Desarrollo de Productos Bióticos 
 
 
 
ESTUDIO DE LA DIGESTIBILIDAD DEL ALMIDÓN Y 
CAPACIDAD ANTIOXIDANTE DE UNA TORTILLA 
ELABORADA CON UNA MEZCLA DE MAÍZ DE ALTA 
CALIDAD PROTEÍNICA (Zea mays L.) Y FRIJOL NEGRO 
(Phaseolus vulgaris L.) 
 
TESIS 
 
Que para obtener el grado de Maestría en Ciencias en Desarrollo de Productos 
Bióticos 
 
PRESENTA 
Eva María Grajales García 
 
Directores de tesis 
Dr. Luis Arturo Bello Pérez 
Dr. Salvador Horacio Guzmán Maldonado 
 
 
Yautepec, Morelos; Noviembre 2010
 
 
 
 
 
 
El presente trabajo se llevó a cabo en el Laboratorio de Control de Calidad del Departamento 
de Desarrollo Tecnológico del Centro de Desarrollo de Productos Bióticos del Instituto 
Politécnico Nacional bajo la dirección del Dr. Luis Arturo Bello Pérez y el Dr. Salvador 
Horacio Guzmán Maldonado, así como en la Unidad Asociada de Investigación Nutrición y 
Salud Gastrointestinal (UCM/CSIC) de la Facultad de Farmacia en la Universidad 
Complutense de Madrid, bajo la supervisión de la Dra. Isabel Goñi Cambrodon. 
 
Se agradece al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT), al Programa 
Institucional de Formación de Investigadores (PIFI) y a la Secretaría de Investigación y 
Posgrado (SIP) por las becas otorgadas para la realización de los estudios. 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
Al Dr. Luis Arturo Bello Pérez, por permitir que me integrara en su grupo de trabajo, ser 
director de esta Tesis y el apoyo otorgado para su realización. 
 Al Dr. Salvador Horacio Guzmán Maldonado, por dedicar su tiempo y dirigir esta Tesis. 
A la Dra. Perla Osorio Díaz por el conocimiento compartido, la orientación proporcionada y 
su constante paciencia. 
 A la M. en C. Maribel Ovando Martínez y el M. en C. Vicente Espinosa Solis, por el 
conocimiento compartido y su valiosa amistad. 
A la Dra. Isabel Goñi Cambrodon, por posibilitar la realización de una parte del trabajo 
experimental en la Universidad Complutense de Madrid y tener la oportunidad de conocer 
nuevas culturas. 
A mi comité tutorial: Dra. Edith Agama Acevedo, Dra. Perla Osorio Díaz, Dra. Silvia 
Evangelista Lozano; así como al Dr. Miguel Gerardo Velázquez del Valle por las valiosas 
observaciones para el mejoramiento del trabajo de investigación. 
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT), al Programa Institucional de 
Formación de Investigadores (PIFI) y a la Secretaría de Investigación y Posgrado (SIP) por las 
becas otorgadas para la realización de los estudios. 
A mis amigos, mi pareja y mi familia, por el apoyo brindado y su grata compañía durante esta 
etapa de mi formación. 
 
 
DEDICATORIA 
 
A mis padres, Job y Lola, gracias por todo su amor y apoyo durante toda mi vida, 
los amo mucho 
 
A mi hermanita Fabiola, por ser mi hermana, compañera hermosa 
de travesuras y mi amiga, te amo mucho hermanita 
 
A mi abuelita Nina, gracias por sus bendiciones abuelita, 
la amo mucho 
 
A mi abuelita Poli y a mis abuelitos Delfino y Vicente, donde quiera que estén, 
los amo mucho, esta es para ustedes también 
 
A mi familia en general, con quienes he tenido momentos hermosos 
 
A mis amigos, con quienes comparto mis alegrías y mis tristezas 
 
A ti mi amor, por todo tu amor y apoyo, agradezco el haberte conocido, 
te amo mucho Jaime 
 
A ese ser universal (Dios), a quien le pido que nos cuide e ilumine 
 
I 
 
RESUMEN 
 
La tortilla y los frijoles son los componentes básicos en la dieta de las personas en zonas 
urbanas y rurales de México. Se sugiere el uso del maíz de alta calidad proteínica para la 
preparación de tortillas, debido a que presenta un incremento en los niveles de lisina y 
triptófano. Los frijoles contienen una cantidad importante de fibra dietética, que confiere 
características de digestibilidad particulares al almidón, además contienen una cantidad 
importante de polifenoles. El objetivo de este estudio fue evaluar la composición química, 
digestibilidad del almidón y capacidad antioxidante en una tortilla elaborada con una mezcla 
de maíz de alta calidad proteínica y frijol negro. La tortilla adicionada con frijol presentó 
mayor contenido de proteína, fibra dietética y almidón resistente, y menor contenido de 
almidón digerible que la tortilla control. La velocidad de hidrólisis y la predicción del índice 
glucémico de la tortilla disminuyeron con la adición del frijol a la mezcla. Se detectaron 
taninos condensados en la tortilla adicionada con frijol, no así en la tortilla control. Con 
respecto a los polifenoles extraíbles, la tortilla adicionada con frijol presentó un contenido 
mayor en comparación con la tortilla control. Este patrón produjo una mayor capacidad 
antioxidante en la tortilla adicionada con frijol que en la tortilla control. La adición del frijol a 
la tortilla modificó la digestibilidad del almidón y las características antioxidantes de la 
tortilla, obteniendo un producto con características nutracéuticas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
II 
 
ABSTRACT 
 
 
Tortilla and beans are the basic components in the diet of people in the urban and rural areas 
of Mexico. Quality protein maize is suggested for tortilla preparation due to that presents an 
increase in lysine and tryptophan levels. Beans contain important amount of dietary fiber that 
conferring particular digestibility characteristics to starch; they have also contain important 
amount of polyphenols. The objective of this study was to assess the chemical composition, 
digestibility of starch and antioxidant capacity, in tortilla prepared with a blend of quality 
protein maize and black bean. Tortilla with bean had higher protein, ash, dietary fiber and 
resistant starch content, and lower digestible starch content than control tortilla. The 
hydrolysis rate and the predicted glycemic index of tortilla decreased with the addition of bean 
in the blend. Condensed tannins in the tortilla with bean were detected, but the control sample 
did not. Tortilla with bean had higher extractable polyphenols content than control tortilla. 
This pattern produced higher antioxidant capacity in tortilla with bean than control tortilla. 
The addition of bean to tortilla modified the starch digestibility and antioxidant characteristics 
of tortilla, obtaining a product with nutraceutical characteristics. 
 
 
 
 
 
III 
 
ÍNDICE 
 Página 
Resumen I 
Abstract II 
Índice III 
Índice de cuadros VI 
Índice de figuras VIII 
Abreviaturas IX 
1. INTRODUCCIÓN 1 
2. REVISIÓN DE LITERATURA 3 
2.1 Biodisponibilidad de los carbohidratos 3 
2.2 Almidón 5 
2.3 Digestibilidad del almidón 8 
2.3.1 Digestión del almidón 8 
2.3.2 Índice glucémico 9 
2.3.3 Factores que afectan la digestibilidad del almidón 11 
2.3.4 Almidón resistente 14 
2.4 Fibra dietética 16 
2.5 Polifenoles 20 
2.6 Capacidad antioxidante 25 
2.7 Enfermedades relacionadas con la nutrición en México 25 
2.8 La tortilla como alimento básico en la dieta mexicana 27 
2.9 Fortificación de la tortilla 27 
2.10 Maíz de alta calidad proteínica 28 
2.11 Centro de origen del frijol 31 
2.12 El frijol y sus propiedades 31 
2.13 Estudios de digestibilidad del almidón de la mezcla maíz y 
frijol 
32 
3.JUSTIFICACIÓN 34 
4. OBJETIVOS 35 
IV 
 
4.1 Objetivo general 35 
4.2 Objetivos específicos 35 
5. METODOLOGÍA 36 
5.1 Elaboración de las muestras 37 
5.1.1 Elaboración de la harina de frijol negro 37 
5.1.2 Elaboración de la masa de maíz de alta calidad 
proteínica 
37 
5.1.3 Elaboración de la tortilla de maíz de alta calidad 
proteínica 
37 
5.1.4 Elaboración de la tortilla compuesta de una mezcla 
de maíz de alta calidad proteínica y frijol negro 
38 
5.2 Composición química proximal 38 
5.2.1 Humedad 38 
5.2.2 Proteína 39 
5.2.3 Lípidos39 
5.2.4 Cenizas 40 
5.3 Fibra dietética total 40 
5.4 Estudios de digestibilidad del almidón 42 
5.4.1 Almidón total 42 
5.4.2 Almidón disponible 43 
5.4.3 Almidón resistente 43 
5.4.4 Tasa de hidrólisis del almidón in vitro 44 
5.5 Estudios de capacidad antioxidante 46 
5.5.1 Compuestos polifenólicos 46 
5.5.2 Capacidad antioxidante 48 
5.6 Análisis estadístico 49 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 50 
6.1 Composición química proximal 50 
6.2 Fibra dietética total 53 
6.3 Estudios de digestibilidad del almidón 54 
6.3.1 Almidón total 54 
V 
 
6.3.2 Almidón disponible 55 
6.3.3 Almidón resistente 57 
6.3.4 Tasa de hidrólisis del almidón in vitro 58 
6.4 Estudios de capacidad antioxidante 61 
6.4.1 Contenido de polifenoles 61 
6.4.2 Capacidad antioxidante 63 
7. CONCLUSIONES 66 
8. PERSPECTIVAS 67 
8. LITERATURA CITADA 68 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VI 
 
 
ÍNDICE DE CUADROS 
 
Cuadro Página 
1. Clasificación de los carbohidratos de acuerdo a su biodisponibilidad. 6 
2. Valores de índice glucémico (IG) de diferentes alimentos. 10 
3. Características de la fibra dietética y su relación con su función en el 
intestino delgado. 
18 
4. Características de la fibra dietética y su relación con su función en el 
intestino grueso. 
19 
5. Clasificación de los taninos en base a su estructura química y 
monómeros constitutivos. 
23 
6. Prevalencia nacional de sobrepeso y obesidad de acuerdo con la 
Encuesta Nacional de Salud y Nutrición del 2006 (ENSANUT 2006). 
26 
7. Composición química proximal de productos de maíz QPM de diferentes 
variedades (g/100 g). 
30 
8. Composición química proximal de harina de frijol negro, masa de maíz 
de alta calidad proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro 
(g/100 g). 
51 
9. Contenido de fibra dietética total de harina de frijol negro, masa de maíz 
de alta calidad proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro 
(g/100 g). 
54 
10. Almidón total de harina de frijol negro, masa de maíz de alta calidad 
proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro (g/100 g). 
55 
11. Almidón disponible de harina de frijol negro, masa de maíz de alta 
calidad proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro 
(g/100 g). 
56 
12. Almidón resistente de harina de frijol negro, masa de maíz de alta 
calidad proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro 
57 
VII 
 
(g/100 g). 
13. Porcentaje de hidrolisis a los 90 min (H90) y predicción del índice 
glucémico (pIG) de harina de frijol negro, tortilla de maíz de alta calidad 
proteínica (QPM) y tortilla QPM-frijol negro. 
60 
14. Contenido de polifenoles de harina de frijol negro, tortilla de maíz de 
alta calidad proteínica (QPM) y tortilla QPM-frijol negro. 
62 
15. Capacidad antioxidante de harina de frijol negro, tortilla de maíz de 
alta calidad proteínica (QPM) y tortilla QPM-frijol negro. 
64 
 
 
 
VIII 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura Página 
1. Resumen de los factores que influyen en la biodisponibilidad de los 
carbohidratos. 
4 
2. Enlaces α-(1-4) y α-(1-6) entre unidades de glucosa presentes en la 
amilosa y amilopectina del almidón (A); representación esquemática de la 
amilopectina indicando los puntos de ramificación (enlaces α-(1-6)) (B). 
7 
3. Efecto de las dietas con alimentos de índice glucémico bajo (A) o alto 
(B) en la absorción de glucosa gastrointestinal y glucosa en sangre 
postprandial. 
12 
4. Estructuras de los derivados del acido benzoico (A) y derivados del 
acido cinámico (B). 
21 
5. Estructura química de algunos flavonoides. 22 
6. Diagrama experimental de trabajo. 36 
7. Hidrólisis del almidón in vitro de la harina de frijol negro (∙∙), tortilla de 
maíz de alta calidad proteínica (QPM) (—) y tortilla QPM-frijol negro (– 
–). Las barras de error representan el error estándar. 
59 
 
 
 
 
IX 
 
ABREVIATURAS 
Abreviatura Significado 
µmol eq de Trolox/g Micromol equivalente de Trolox por gramo 
AACC American Association of Cereal Chemists 
ABTS Ácido 2,2´-azinobis-(3-etilbenzotiazolin-6-sulfónico) 
AD Almidón disponible 
AGCC Ácidos grasos de cadena corta 
AR Almidón resistente 
AR1 Almidón resistente tipo 1 
AR2 Almidón resistente tipo 2 
AR3 Almidón resistente tipo 3 
AR4 Almidón resistente tipo 4 
AT Almidón total 
CA Capacidad antioxidante 
Ca(OH)2 Hidróxido de calcio (cal) 
CIMMYT Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo 
CRCC Carbohidratos resistentes de cadena corta 
DNS Ácido 3,5-dinitrosalicílico 
DPPH 2,2-difenil-1-picrilhidracil 
ENSANUT 2006 Encuesta nacional de salud y nutrición del 2006 
FD Fibra dietética 
FNB Food and Nutrition Board of the National Academy of 
Sciences, USA 
FRAP Ferric Reducing Activity Power 
GLL Glucosa lentamente liberada 
GOD-POD Glucosa oxidasa peroxidasa 
GRL Glucosa rápidamente liberada 
H90 Porcentaje de hidrólisis a los 90 minutos 
HCl Ácido colrhidrico 
IG Índice glucémico 
X 
 
INIFAP Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias 
maíz QPM Maíz de alta calidad proteínica 
Masa QPM Masa de maíz de alta calidad proteínica 
OMS Organización Mundial de la Salud 
PE Polifenoles extraíbles 
PH Polifenoles hidrolizables 
pIG Predicción del índice glucémico 
PNA Polisacáridos no amiláceos 
TC Taninos condensados 
Tortilla QPM Tortilla de maíz de alta calidad proteínica 
Tortilla QPM-frijol 
negro 
Tortilla compuesta de una mezcla de maíz de alta calidad 
proteínica y frijol negro 
 
 
1 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
En México, en algunos países de América Central y Mexicanos que viven en Estados Unidos 
de América, consumen la mayoría del maíz (Zea mays L.) después de un proceso de cocción 
con cal llamado ―nixtamalización‖. La nixtamalización es un proceso antiguo, donde los 
granos de maíz son cocidos en un medio alcalino, remojados por 16-18 horas en el agua que se 
cocieron, y después lavados para remover el pericarpio y el exceso de cal. Los granos cocidos 
en el medio alcalino son llamados ―nixtamal‖, y después de molerlos se produce una pasta 
suave conocida como ―masa‖. La masa es usada para la producción de la tortilla, la cual es el 
alimento básico principal en la dieta Mexicana (Paredes-López y Saharopulos-Paredes, 1983; 
Robles et al., 1988). En México, el consumo per cápita de la tortilla en algunos grupos es de 
120 kg/año, lo cual es equivalente a 328 g/día (Amaya-Guerra et al., 2004). Se sabe que el 
maíz es deficiente en lisina y triptófano, dos aminoácidos esenciales, por esta razón la 
fortificación de la tortilla es necesaria. Sin embargo, el maíz de alta calidad proteínica (QPM) 
puede ser una alternativa para mejorar la calidad nutricional de la tortilla, el cual fue 
desarrollado a partir del maíz opaco-2. El maíz QPM muestra un contenido mayor de lisina 
(3.4-6.0 g/ 100 g de proteína) y triptófano (0.8–1.2 g/100 g de proteína) que el maíz regular 
(Serna-Saldívar y Rooney, 1994). Se han realizados estudios de la composición química 
(Bressani et al., 1990; Amaya-Guerra et al., 2004; Mora-Avilés et al., 2007), contenido de 
minerales (Bressani et al., 1990; Mora-Avilés et al., 2007), contenido de aminoácidos 
(Bressani et al., 1990; Amaya-Guerra et al., 2004; Mora-Avilés et al., 2007) y digestibilidad de 
proteína (Amaya-Guerra et al., 2004; Mora-Avilés et al., 2007) en tortillas elaboradas con 
maíz QPM. Mora-avilés et al. (2007) realizaron un estudio de los cambios en la digestibilidad 
de proteína y el contenido de proteína, lisina, triptófano y minerales durante el proceso de 
nixtamalización del maíz QPM. También se han realizado estudios de optimización del 
proceso alcalino (Millán-Carrillo et al., 2004) y análisis de los cambios en la calidad de la 
proteína en función del tiempo de remojo (Rojas-Molina et al., 2008) en harinas de maíz QPM 
nixtamalizado. 
El frijol común (Phaseolus vulgaris L.) ocupa un lugar importanteentre las leguminosas de 
mayor producción y consumo en África, India, América Latina, y México (Sathe et al., 1982; 
2 
 
Bourges, 1987; Reyes-Moreno y Paredes-López, 1993). En zonas rurales de México, el 
consumo de frijol en una dieta normal representa el 15% (Paredes-López et al., 2000). El frijol 
común y el maíz representan la fuente principal de alimento para más de 25 millones de 
personas Mexicanas que viven en zonas rurales, así como para 30 millones de personas que 
viven en zonas urbanas marginales (Rosado et al., 1992). Los frijoles son una fuente rica de 
proteínas (20-25%) y carbohidratos (50-60%), son de bajo costo (Rehman et al., 2001) y son 
benéficos para la salud, con índice glucémico bajo (Foster-Powell y Brand-Miller, 1995). 
Recientemente, se ha estudiado la capacidad antioxidante in vitro de tres leguminosas 
consumidas en México (frijol negro, lenteja y garbanzo cocidos), encontrando que el frijol 
negro tuvo la mayor concentración de taninos condensados (o antioxidantes) (Hernández-
Salazar et al., 2010). 
Tradicionalmente, las personas que viven en zonas rurales de México y América Central 
consumen un alimento constituido por tortilla, frijol y chile llamado ―taco‖ (Sáyago-Ayerdi et 
al., 2005). Se sabe que como una mezcla se mejoran algunas de las características 
nutricionales de los elementos individuales, especialmente en las características nutricionales 
relevantes de los polisacáridos presentes en este alimento compuesto (Sáyago-Ayerdi et al., 
2005). Se ha sugerido que la mayoría de las propiedades benéficas de los ―carbohidratos de 
lenta digestión‖ de los frijoles negros son retenidas en el taco, una observación que puede 
proporcionar bases para nuevos usos alimentarios de este alimento tradicional (Tovar et al., 
2003). 
Mora-Avilés et al. (2007) prepararon una tortilla con una mezcla de maíz QPM y frijol, y 
evaluaron la composición química, calidad de proteína y digestibilidad de proteína. Sin 
embargo, en la tortilla producida a partir de una mezcla de ―masa de maíz QPM‖ y frijol negro 
cocido no se ha estudiado su digestibilidad del almidón y capacidad antioxidante. Por lo que el 
objetivo de este trabajo fue estudiar la composición química, digestibilidad del almidón y 
capacidad antioxidante de una tortilla preparada con una mezcla maíz QPM y frijol negro. 
 
 
 
3 
 
2. REVISIÓN DE LITERATURA 
 
2.1 Biodisponibilidad de los carbohidratos 
Los carbohidratos son una fuente esencial de energía para el cuerpo (Brennan, 2005). El 
concepto de biodisponibilidad de los carbohidratos define la utilización de estos en el tracto 
gastrointestinal y sus efectos biológicos. Dependiendo de su destino en el tracto 
gastrointestinal, se definirá si estos son glucémicos (absorbidos en el intestino delgado y 
disponibles para el metabolismo) o no glucémicos (llegan al colon como sustrato para la 
fermentación y/o son excretados por las heces) (Englyst y Englyst, 2005). 
Esta biodisponibilidad está influenciada por: 
 Los componentes del alimento (carbohidratos, grasas, proteínas) 
 Las propiedades fisicoquímicas de los carbohidratos del alimento 
 El individuo que lo consume (lo cual es una variación biológica) 
A su vez, las propiedades fisicoquímicas de los carbohidratos están determinadas por su 
identidad química y la matriz del alimento. La identidad química de los carbohidratos está 
determinada por el origen botánico y en el caso de los alimentos compuestos, por la mezcla de 
los ingredientes usados; la identidad química de los carbohidratos es definida por el tipo de 
monosacárido, los enlaces entre los monosacáridos y el grado de polimerización, esta 
identidad determina a nivel químico sí las enzimas digestivas endógenas pueden hidrolizar el 
carbohidrato y el monosacárido que esté presente para su metabolismo. La matriz del alimento 
está determinada por el origen botánico y el grado de procesamiento del alimento (Figura 1). 
La matriz del alimento tiene una posición central en el concepto de biodisponibilidad de los 
carbohidratos. En los alimentos que se elaboran a partir de materias primas sin refinar, los 
constituyentes de la pared celular tienen un efecto de encapsulación, el cual restringe la 
velocidad a la cual el almidón y los azúcares son digeridos, así como su absorción en el 
intestino delgado. Sin embargo, si el alimento se procesa en exceso se destruye este efecto de 
encapsulación; por ejemplo, las propiedades de la matriz del alimento se pierden en gran parte 
 
4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Resumen de los factores que influyen en la biodisponibilidad de los carbohidratos (Englyst y Englyst, 2005). 
 
Utilización en el tracto gastrointestinal 
(Velocidad y duración de la digestión y absorción) 
Propiedades fisicoquímicas de los 
carbohidratos del alimento 
Componentes del alimento 
(Carbohidratos, lípidos y proteínas) 
Factores del individuo 
(Variación biológica) 
Identidad química 
(Identidad del monosacárido, 
tipo de enlace y tamaño) 
Matriz del alimento 
(Origen biológico y 
procesamiento del alimento) 
Fisiología y utilización de los 
carbohidratos glucémicos 
Fisiología y utilización de los 
carbohidratos no glucémicos 
Absorbido en el intestino delgado Entra al intestino grueso 
5 
 
cuando los granos enteros son molidos o cuando las frutas,como la manzana, son cocidas o 
molidas para hacer jugo. La clasificación de los carbohidratos de acuerdo a su 
biodisponibilidad se presenta en el Cuadro 1. En general, dentro de los carbohidratos 
glucémicos se encuentran los azúcares libres, maltodextrinas y el almidón disponible; dentro 
de los carbohidratos no glucémicos se encuentran el almidón resistente, polisacáridos no 
amiláceos (se encuentran naturalmente como material de la pared celular en los alimentos 
vegetales), carbohidratos resistentes de cadena corta (se definen como carbohidratos con un 
grado de polimerización de dos o más, los cuales son solubles en etanol al 80% y no son 
susceptibles a la digestión por la α-amilasa pancreática y enzimas del borde de cepillo, 
incluyen a fructooligosacáridos, isomaltooligosacáridos, xilomaltooligosacáridos, entre otros) 
y azúcares alcoholes (aunque algunos se absorben en poca cantidad en el intestino delgado, 
éstos no se metabolizan y se excretan en la orina, los que no se absorben, se fermentan en el 
intestino grueso, incluyen al sorbitol, manitol, xilitol, entre otros) (Englyst y Englyst, 2005). 
 
2.2 Almidón 
El almidón representa una fracción importante en diversos productos agrícolas como los 
cereales (maíz, trigo y arroz), cuyo contenido va del 30 al 80%; leguminosas (frijol, chícharo, 
haba), con 25 a 50% de almidón; tubérculos (papa, yuca), en los que el almidón representa 
entre 60 y 90%, y algunas frutas, como el plátano y el mango, que en su estado verde o 
inmaduro alcanzan contenidos de almidón de hasta 70% en base seca (Bello-Pérez y Paredes-
López, 1999). 
Químicamente, el almidón está compuesto de dos tipos de polímeros de D-glucosa (alfa-
glucanos), llamados amilosa y amilopectina (Figura 2). La amilosa es relativamente larga, se 
considera una molécula lineal debido a que el alfa-glucano linear contiene alrededor de un 
99% de enlaces glucosidicos α-(1-4) y el 1% restante de enlaces glucosidicos α-(1-6), estos 
forman puntos de ramificación dentro de la molécula. El tamaño y la estructura de la amilosa 
dependen del origen botánico (Tester et al., 2004). El peso molecular de la amilosa varía entre 
7x10
4
 y 2x10
5
 Dalton (Da) (Tharanathan y Mahadevamma, 2003) y constituye típicamente del 
6 
 
Cuadro 1. Clasificación de los carbohidratos de acuerdo a su biodisponibilidad. 
Tipo de 
carbohidrato 
Componentes 
químicos 
Agrupación nutricional Principal función biológica 
Carbohidratos 
Glucémicos 
Azúcares libres Fructosa y azúcares libres Metabolizado por el hígado. Posible efecto perjudicial 
enel metabolismo de lípidos 
 Maltodextrinas GRL y GLL GRL y GLL refleja la velocidad de la glucosa liberada 
del alimento, lo cual es un factor importante para el 
índice glucémico 
 Almidón Investigaciones sugieren que la respuesta metabólica 
asociada con los carbohidratos de lenta liberación 
(GLD) conducen a una salud óptima 
Carbohidratos no 
Glucémicos 
 AR Varia la velocidad y duración de la fermentación 
 PNA PNA intrínsecos: se encuentran 
naturalmente como material de la 
pared celular en alimentos 
vegetales 
La matriz del alimento modera la liberación de 
carbohidratos 
Señalados para una dieta alta en fibra, rica en 
micronutrientes 
 PNA adicionados Varían la velocidad y duración de la fermentación 
 CRCC CRCC intrínsecos: naturales Varían la velocidad y duración de la fermentación 
 CRCC adicionados 
 Azúcares alcoholes Presentes naturalmente y 
Adicionados 
Absorbidos, pero no metabolizados. Los que no son 
absorbidos, son fermentados en el intestino grueso 
CRCC: Carbohidratos resistentes de cadena corta; GRL: Glucosa rápidamente liberada; GLL: Glucosa lentamente liberada; PNA: Polisacáridos 
no amiláceos; AR: Almidón resistente. 
Fuente: Englyst y Englyst, 2005.
7 
 
A 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
B 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Enlaces α-(1-4) y α-(1-6) entre unidades de glucosa presentes en la amilosa y 
amilopectina del almidón (A) (Tharanathan y Mahadevamma, 2003); representación 
esquemática de la amilopectina indicando los puntos de ramificación (enlaces α-(1-6)) (B) 
(Tester et al., 2004). 
 
 
 
Enlace α-(1-6) 
(punto de ramificación) 
Enlace α-(1-4) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
←α-(1-6) 
 
8 
 
15 al 20% del almidón (Sajilata et al., 2006). La amilopectina es una molécula altamente 
ramificada (Figura 2), la cual está constituida por una cadena principal de D-glucosas unidas 
por enlaces α-(1-4), con ramificaciones de cadenas más cortas (formadas también por enlaces 
α-(1-4)), que se unen a la cadena principal por medio del enlace α-(1-6) (Tharanathan y 
Mahadevamma, 2003). La amilopectina contiene aproximadamente 95% de enlaces α-(1-4) y 
5 % de enlaces α-(1-6) (Tester et al., 2004); su peso molecular tiene un valor > 2x107 Da, por 
lo que la amilopectina es una de las macromoléculas más grandes que existen naturalmente 
(Tharanathan y Mahadevamma, 2003). 
 
2.3 Digestibilidad del almidón 
El almidón provee la mayor fuente de energía fisiológica en la dieta humana (Tharanatha y 
Mahadevamma, 2003), contribuye con el 60-70% de los carbohidratos ―disponibles‖ o 
―glucémicos‖. Estos se definen como la fracción del almidón digerida por las enzimas 
digestivas humanas en el tracto gastrointestinal y absorbida al torrente sanguíneo 
(principalmente como glucosa) (Slaughter et al., 2001). 
 
2.3.1 Digestión del almidón 
 La digestión del almidón inicia en la boca, cuando el alimento se mezcla con la α-amilasa 
salival, pero la hidrólisis se detiene en el estomago debido al pH ácido. Posteriormente, la 
hidrólisis se reanuda en el duodeno donde la α-amilasa pancreática es secretada (Tharanathan 
y Mahadevamma, 2003). La α-amilasa hidroliza los enlaces α-(1-4) de la amilosa y la 
amilopectina y libera oligosacáridos (Hoover y Zhou, 2003). Los productos de esta hidrólisis 
para la amilosa son: glucosa, maltosa y maltotriosa, mientras que para la amilopectina son: 
glucosa, maltosa, maltotriosa y α-dextrinas (Eliasson, 1996). Estos productos se difunden del 
lumen hacia el borde de cepillo del intestino delgado, actuando sobre ellos las enzimas 
oligosacaridasas y produciendo glucosa. La glucosa es absorbida y transportada vía vena porta 
hacia el hígado. El hígado mantiene los niveles de glucosa en sangre, convirtiendo la glucosa 
en glucosa-6-fostafo y glucógeno. La utilización de la glucosa por el cuerpo dependerá de si 
9 
 
hay o no glucosa disponible, es decir, cuando hay abundancia de glucosa, ésta es convertida en 
glucógeno, y cuando los niveles de ésta son bajos, el hígado incrementa el suministro de 
glucosa en el cuerpo utilizando el glucógeno almacenado (Brennan, 2005). 
 
2.3.2 Índice glucémico 
El índice glucémico (IG) se define como la relación del área bajo la curva de la respuesta de 
glucosa en sangre postprandial producida por un alimento a evaluar con respecto a un alimento 
estándar (glucosa o pan blanco), y consumidos por la misma persona (Jenkins et al., 2002): 
 
 
 
 á 
 
 
La velocidad de digestión de los carbohidratos del alimento es una determinante importante de 
la respuesta glucémica. En general, la respuesta insulinémica se relaciona directamente con la 
respuesta glucémica. La velocidad de liberación de los carbohidratos de un alimento en la 
digestión in vitro refleja el área de glucosa en sangre postprandial del alimento in vivo 
(Jenkins et al., 2002). 
Generalmente, al alimento que tiene un efecto similar o más grande que el alimento estándar 
(IG entre 70-100), es considerado un alimento de IG alto, los alimentos que presentan un IG 
entre 55-70 son considerados como alimentos de IG medio, mientras aquellos que tienen un 
IG debajo de 55 se clasifican como alimentos de IG bajo (Brennan, 2005). El IG de diferentes 
alimentos se muestra en el Cuadro 2. 
Los alimentos con IG alto son un factor que favorece el desarrollo de enfermedades crónicas 
(Jenkins et al., 2002). Incrementos de glucosa en sangre incrementan la velocidad metabólica, 
posiblemente por la vía de acción del sistema nervioso simpático cuya sensibilidad a la 
glucosa puede tener un papel en el desarrollo de la obesidad. Diversos estudios soportan que la 
 
10 
 
 
Cuadro 2. Valores de índice glucémico (IG) de diferentes alimentos. 
Alimento IG (Glucosa = 100) IG (pan blanco = 100) 
Pan de avena (50%) 44 63 
Wafles (Quaker Oats Co, 
Canada) 
76 109 
Pastel de chocolate (Betty 
Crocker, USA) 
38 54 
Pastel de vainilla (Betty 
Crocker, USA) 
42 60 
Mollete de manzana con 
azúcar 
44 63 
Amaranto 97 139 
Maíz dulce 60 86 
Arroz blanco cocido 64 91 
Helado sabor chocolate 68 97 
Cornflakes (Kellogg‘s, USA) 92 130 
Special K (Kellogg‘s, USA) 69 98 
Gatorade 78 110 
Jugo de manzana (Canadá) 41 59 
Jugo de naranja (Canadá) 46 66 
Jugo de zanahoria (Australia) 43 61 
Coca Cola (USA) 63 90 
Platano (Canadá) 62 89 
Kiwi (Australia) 58 83 
Mango (India) 60 86 
 
Fuente: Foster-Powell et al., 2002 
 
11 
 
señalización de la glucosa, tiene un papel clave en la regularización a largo plazo del balance 
de energía, principalmente a través de mecanismos metabólicos (Mobbs et al., 2007). 
Los efectos metabólicos se relacionan con la velocidad a la cual la glucosa es absorbida en el 
intestino delgado. Una velocidad reducida de absorción de glucosa después del consumo de 
alimentos (ricos en carbohidratos) de IG bajo, reduce el incremento postprandial de hormonas 
del intestino (ej. incretinas) y del páncreas (insulina). La absorción prolongada de 
carbohidratos produce la supresión de ácidos grasos libres y concentraciones de glucosa en 
sangre bajas (Figura 3). Con la reducción de la concentración de los ácidos grasos libres y la 
insulinización sostenida del tejido, la glucosa es retirada de la circulación a una velocidad 
mayor. En consecuencia, la concentración de glucosa en sangre regresa hacia la línea base a 
pesar de la absorción continua de glucosa en el intestino delgado. Estudios que usaron 
alimentos con IG bajo, como primera comida, mostraron una mejora en la tolerancia a los 
carbohidratos en la segunda comida, dicho efecto se llama ―efecto Staub-Traugott‖ (en donde 
la primera comida mejora la tolerancia de glucosa de la segunda comida) y relativamente 
mejora la glucemia postprandial de la segunda comida y disminuye la concentración de ácidos 
grasos libres. Además, los alimentos deIG bajo han demostrado que reducen las respuestas 
glucémicas e insulinémicas de personas con diabetes. A largo plazo, el aumento en el consumo 
de alimentos de IG bajo se ha asociado con alteraciones en las concentraciones de enzimas del 
tejido adiposo y reducción de la concentración de lípidos en sangre (Jenkins et al., 2002). 
 
2.3.3 Factores que afectan la digestibilidad del almidón 
La estructura del almidón es un factor que afecta en su digestibilidad. Los gránulos de almidón 
tienen un ordenamiento complejo en forma de estructura semicristalina. La digestión de los 
gránulos de almidón es un proceso complejo, el cual incluye diferentes fases: la difusión de la 
enzima hacia el sustrato (con el impacto de la porosidad de éste), la absorción de la enzima en 
el sustrato y el evento hidrolítico. La difusión de la α-amilasa dentro del sustrato es 
considerada un paso importante de la hidrólisis del almidón. Interacciones del almidón con la 
fibra, proteína y otros componentes, pueden impedir la difusión y la absorción efectiva de 
 
12 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3. Efecto de las dietas con alimentos de índice glucémico bajo (A) o alto (B) en la 
absorción de glucosa gastrointestinal y glucosa en sangre postprandial (Jenkins et al., 2002). 
 
G
lu
co
sa
 
G
lu
co
sa
 
Tiempo 
Tiempo 
B 
B 
A 
A 
13 
 
la enzima. El tamaño de partícula del almidón también tiene un papel importante en la 
hidrólisis, gránulos pequeños muestran mayor susceptibilidad enzimática (Lehmann y Robin, 
2007). La relación amilosa-amilopectina es otro factor que afecta la digestibilidad del almidón 
debido a que las regiones amorfas (amilosa) son más susceptibles a la amilólisis que las 
regiones cristalinas (amilopectina) (Lehmann y Robin, 2007). Zhang et al. (2006) reportaron 
que tanto las regiones amorfas como las cristalinas se digieren, por lo que sugirieron la 
hipótesis de que, si bien las regiones amorfas son más susceptibles a la hidrólisis, estas están 
densamente empaquetadas y fijadas fuertemente a la región cristalina, lo cual inhibe su 
hidrólisis. Los arreglos cristalinos tipo A o tipo B tienen una influencia marcada en la 
digestibilidad. Se ha reportado que el arreglo tipo A es más susceptible a la hidrólisis que el 
arreglo tipo B. El arreglo cristalino tipo A y tipo B difieren en el empaquetamiento de las 
dobles hélices así como en su contenido de agua. Los almidones que presentan un arreglo tipo 
A tienen dobles hélices más cortas y muestran mayor cantidad de almidón rápidamente 
digerible y almidón lentamente digerible, comparado con el arreglo tipo B, que presenta un 
alto contenido de almidón resistente (Lehmann y Robin, 2007). 
Generalmente, los alimentos son consumidos después de un procesamiento. Los almidones 
crudos son más resistentes a la hidrólisis enzimática que los almidones gelatinizados. La 
gelatinización es un proceso en donde el almidón es calentado en presencia de agua en exceso, 
produciendo cambios irreversibles tales como destrucción de la estructura semicristalina del 
almidón. Algunas veces, como en el caso de las leguminosas, los gránulos del almidón están 
rodeados por una pared celular rígida, la cual inhibe el hinchamiento y la dispersión del 
almidón (Tharanathan y Mahadevamma, 2003), los componentes de la pared celular también 
bloquean el acceso de las amilasas a los gránulos (Tovar et al., 1992). En algunos alimentos 
procesados, la proteína puede encapsular los gránulos de almidón (Tovar et al., 1990a). 
Durante el proceso de gelatinización las cadenas de amilosa pueden formar complejos con los 
ácidos grasos, que pueden afectar la digestibilidad del almidón. La susceptibilidad in vitro por 
la α-amilasa porcina de la amilosa que tiene complejos con lípidos, se reduce en comparación 
con la amilosa libre (Holm et al., 1983). Durante el procesamiento de los alimentos, la amilosa 
retrograda más rápidamente que la amilopectina, lo cual también afecta la digestión del 
almidón (Tharanathan y Mahadevamma, 2003). 
14 
 
 
2.3.4 Almidón resistente 
El almidón resistente (AR) es definido como ―la suma del almidón y sus productos de 
degradación que no son absorbidos en el intestino delgado de individuos sanos‖, ésta 
definición surgió de la conciliación de diferentes grupos de trabajo de la Comunidad Europea, 
en un proyecto conocido como EURESTA (Tovar et al., 2006). 
 
El almidón resistente se clasifica en cuatro tipos (Champ et al., 2003): 
 El AR1 se encuentra en granos y semillas parcialmente molidas. Leguminosas como 
frijoles o lentejas son fuentes principales de este tipo de almidón, debido a que se 
encuentra atrapado dentro de paredes celulares. El proceso de preparación y cocción de 
los alimentos cuando se consume es de gran importancia para el contenido de AR1, ya 
que estos procedimientos pueden contribuir a una ruptura de las paredes celulares. 
 El AR2 corresponde a los gránulos de almidón nativo, los cuales presentan fracciones 
no gelatinizadas de almidón y en el caso particular de aquellos almidones que muestran 
un patrón de difracción de rayos X tipo B, el cual se caracteriza por tener un arreglo 
cristalino del tipo hexagonal, que lo hace menos accesible a la hidrólisis enzimática, 
provocando una disminución de su digestibilidad; en esta categoría se encuentran los 
almidones de papa y plátano. 
 El AR3 está presente en la mayoría de los alimentos que han sido cocidos, enfriados y 
almacenados por varias horas o días. Corresponde a fracciones de almidón 
retrogradado, el cual se produce por la recristalización de las cadenas de almidón, 
después de la gelatinización, cuando el producto no se seca inmediatamente. Las 
cadenas simples forman dobles hélices, principalmente la amilosa es la que está 
involucrada en la retrogradación, la amilopectina también se retrograda pero más 
lentamente. 
 El AR4 incluye la estructura de los almidones modificados por tratamientos químicos 
como la esterificación y eterificación, así como también almidones entrecruzados. 
15 
 
El almidón resistente puede ser clasificado como un componente de la fibra dietética con base 
a las recientes definiciones de la AACC (American Association of Cereal Chemists, por sus 
siglas en inglés) en el 2001 y de la FNB (Food and Nutrition Board of the National Academy 
of Sciences, USA, por sus siglas en inglés) en el 2002. Aunque el AR no es un componente de 
la pared celular, nutricionalmente es más similar a los polisacáridos no amiláceos que al 
almidón disponible (Sajilata et al., 2006). 
Son varios los efectos fisiológicos que se le han atribuido al AR, los cuales han probado ser 
benéficos a la salud (Sajilata et al., 2006): 
 Prevención del cáncer de colon. El AR es fermentado por la microflora del intestino 
grueso, generalmente no se presenta en las heces humanas y animales, indicando 
generalmente una fermentación completa y produce un alto rendimiento de butirato. 
El butirato es la principal fuente de energía para las células epiteliales del intestino 
grueso (colonocitos) e inhibe la transformación maligna de dichas células, lo cual 
tiene especial interés para la prevención de cáncer de colon. 
 Efecto hipoglucémico. La fermentación del almidón por la microflora del intestino 
grueso se lleva a cabo de 5 a 7 horas después de que el alimento que lo contiene es 
consumido, lo cual reduce la insulinemia y glucemia postprandial, además de 
incrementar el periodo de saciedad. Una de las aplicaciones principales es la creación 
de alimentos que contengan AR enfocado para personas diabéticas. El AR reduce la 
respuesta de glucosa e insulina en sangre, limitando los efectos adversos de 
hiperglucemia e hiperinsulinemia en personas diabéticas. Además, el AR tiene la 
capacidad de prevenir o tratar la obesidad, debido a que incrementa el periodo de 
saciedad (Hendrich, 2010). 
 Prebiótico. El AR es un compuestoprebiótico debido a que promueve el crecimiento 
de Bifidobacterias. 
 Reducción de la formación de coágulos biliares. El almidón disponible (AD) 
contribuye a la formación de coágulos biliares a través de una mayor secreción de 
insulina, la que a su vez conduce a la estimulación de la síntesis de colesterol, por lo 
que la sustitución de AD por AR reduce el riesgo de la formación de coágulos biliares. 
16 
 
 Efecto hipocolesterilémico. El AR tiene un efecto hipocolesterolémico, por lo que se 
sugiere su uso en alimentos enfocados en mejorar la salud cardiovascular. 
 Inhibición de la acumulación de grasas. El AR incrementa la oxidación lipídica 
postprandial, sugiriendo una disminución de la acumulación de grasas a largo plazo. 
 Absorción de minerales. El AR puede tener un efecto positivo en la absorción 
intestinal de calcio y fierro. 
El AR por lo tanto puede considerarse como un compuesto nutracéutico. El término 
―nutracéutico‖ se refiere a ―cualquier sustancia que puede ser considerada como alimento o 
parte de un alimento y proporciona beneficios médicos o de salud, incluyendo la prevención y 
tratamiento de enfermedades‖ (Guzmán et al., 2009). 
 
2.4 Fibra dietética 
Según Asp (2004) la digestibilidad en el intestino delgado es una clave determinante de las 
características nutricionales de los carbohidratos presentes en los alimentos y debe ser por lo 
tanto el elemento crucial a la hora de distinguir entre los carbohidratos y la fibra dietética. 
En el año 2001, la AACC adoptó la siguiente definición: "Se entiende por fibra dietética las 
partes comestibles de las plantas o los carbohidratos análogos que son resistentes a la 
digestión y a la absorción en el intestino delgado de los seres humanos y fermentan total o 
parcialmente en el intestino grueso." “La fibra dietética comprende los polisacáridos, los 
oligosacáridos, la lignina y sustancias afines. Las fibras dietéticas promueven efectos 
fisiológicos benéficos que incluyen efectos laxantes y/o reducción del colesterol y de la 
glucosa presentes en la sangre." 
En el año 2002, el FNB adoptó las siguientes definiciones: "La fibra dietética consta de 
carbohidratos no digeribles y lignina, que son intrínsecos y se hallan intactos en las plantas. 
La fibra funcional consta de carbohidratos aislados no digeribles y lignina que surten efectos 
fisiológicos benéficos en los seres humanos. La fibra total es la suma de la fibra dietética y la 
fibra funcional." 
 
17 
 
 
Estas nuevas definiciones coinciden en incluir oligosacáridos resistentes, almidón resistente y 
lignina en la fibra dietética y la fibra total. Aún más: ambas definiciones requieren que los 
componentes incluidos no sólo sean indigeribles en el intestino delgado, sino que ejerzan los 
efectos fisiológicos benéficos que caracterizan a la fibra dietética (FD) (Asp, 2004). 
La FD tiene un papel importante en la disminución de riesgo de padecer enfermedades tales 
como la diabetes mellitus, enfermedades cardiovasculares y cáncer de colon. Estos beneficios 
se asocian con alimentos con altos contenidos de FD, la cual retrasa la absorción de 
nutrientes, aumentan el volumen fecal, disminuyen la concentración de lípidos en sangre, 
funcionan como una barrera para la digestión enzimática, acelera el tiempo de tránsito 
intestinal y se fermenta en el intestino grueso. Los efectos fisiológicos benéficos de la FD en 
relación a sus funciones en el intestino delgado y grueso se muestran en el Cuadro 3 y 4, 
respectivamente (Schneeman, 1999). 
La fermentación colonica de la FD produce principalmente ácidos grasos de cadena corta 
(AGCC) y gases (CO2, CH4 y H2). Los AGCC son rápidamente absorbidos por la mucosa 
colonica junto con minerales y agua. El butirato es el substrato principal de energía para los 
colonocitos, el propiaonato también es metabolizado pero en menor proporción. Los AGCC 
previenen el cáncer de colon, el butirato y hasta cierto punto el propionato, han mostrado 
inducir diferenciación y apoptosis en células cancerígenas del colon. Se ha propuesto que el 
propionato inhibe la síntesis hepática de colesterol. La fermentación se lleva a cabo en el ciego 
y en el colon ascendente, pero el tipo de sustrato puede afectar el sitio de la fermentación, por 
ejemplo, el salvado de trigo retrasa la fermentación del almidón de maíz alto en amilosa hasta 
la parte distal del intestino grueso, por lo que la combinación de carbohidratos indigeribles 
puede afectar el sitio de liberación de los AGCC en el intestino grueso (Henningsson et al., 
2002). 
La FD se clasifica principalmente en dos tipos: FD insoluble y FD soluble. La FD insoluble en 
agua está constituida por celulosa, lignina y algunas hemicelulosas, mientras que la FD soluble 
 
18 
 
 
 
 
Cuadro 3. Características de la fibra dietética y su relación con su función en el intestino delgado. 
 
Característica Efecto en el intestino delgado Implicación fisiológica 
Dispersibilidad en agua Incrementa el volumen del contenido intestinal y 
diluye los componentes 
Se han asociado con una digestión de carbohidratos 
y lípidos más lenta, lo cual promueve la absorción 
de nutrientes en la parte distal del intestino y su 
asociación con la reducción de colesterol en plasma 
y una disminución en las respuestas insulinémica y 
glucémica 
Aumento de peso Aumenta el peso de la fase del contenido intestinal 
Viscosidad Retarda el vaciamiento gástrico y altera la difusión 
en el contenido intestinal 
Absorción/envolvimiento Incrementa la excreción de ácidos biliares en el 
contenido intestinal 
Reduce el colesterol en plasma 
 
Fuente: Schneeman, 1999. 
 
 
19 
 
 
 
Cuadro 4. Características de la fibra dietética y su relación con su función en el intestino grueso. 
 
Característica Efecto en el intestino delgado Implicación fisiológica 
Dispersibilidad en agua Provee una fase acuosa para la penetración de la 
microflora en el contenido intestinal 
Aumento de la descomposición de los polisacáridos 
por la microflora 
Aumento de peso Aumenta el peso y el volumen del contenido 
intestinal 
Efecto laxante 
Absorción/envolvimiento Incrementa la concentración de ácidos biliares en 
el contenido intestinal 
Incremento en la excreción de ácidos biliares 
Fermentabilidad Crecimiento de la microflora, adaptación de la 
microflora a las estructuras de los polisacáridos 
del contenido intestinal 
Incremento de la masa de la microflora y 
producción de ácidos grasos de cadena corta 
 
Fuente: Schneeman, 1999. 
 
 
20 
 
son fibras que forman geles naturalmente, como las pectinas, gomas, mucílagos y algunas 
fracciones hemicelulosicas (Sthephen, 1995). 
 
2.5 Polifenoles 
Los polifenoles son metabolitos secundarios de las plantas y generalmente están implicados en 
la defensa contra la radiación ultravioleta y el ataque de plagas y otros agentes patógenos 
(Manach et al., 2004). Las clases principales de polifenoles están definidas de acuerdo a su 
esqueleto de carbono (Scalbert y Williamson, 2000). De esta forma, los polifenoles incluyen 
ácidos fenólicos, flavonoides, taninos condensados, taninos hidrolizables, entre otros (Naczk y 
Shahidi, 2004). Los ácidos fenólicos (Figura 4) pueden subdividirse en dos grandes grupos, 
derivados del ácido benzoico y derivados del ácido cinámico, estos pueden estar presentes en 
su forma libre o ligada a componentes de la pared celular (Liu, 2004).Dentro del grupo de 
flavonoides se encuentran los flavonoles, flavonas, isoflavonas, flavanonas, y flavanoles 
(Figura 5) (Manach et al., 2004). Los taninos condensados o proantocianidinas son polímeros 
y oligomeros de polihidroxiflavanos (o flavanoles) (Serrano et al., 2009). El nombre de 
proantocianidinas deriva de la reacción de oxidación ácido-catalizada, la cual produce 
antocianidinas rojas a partir del calentamiento de proantocianidinas en soluciones ácidas de 
alcohol (Reed, 1995). Los monómerosmás comunes (Cuadro 5) son los diasterómeros (+)-
catequina/(-)-epicatequina, (-)-galocatequina/(-)-epigalocatequina y (+)-afzelequina/(-
)epiafzelequina, los respectivos oligómeros y polímeros se llaman procianidinas, prodelfininas 
y propelargonidinas (Serrano et al., 2009). Los taninos hidrolizables son más susceptibles a la 
hidrólisis enzimática y no enzimática que los taninos condensados y usualmente son más 
solubles en agua (Reed, 1995). Los taninos hidrolizables son poliésteres de ácidos orgánicos y 
azúcar (u otro compuesto que no sea polihidroxiaromatico). En la mayoría de los casos el 
azúcar es una glucosa. Si el componente ácido es el ácido gálico, los compuestos son llamados 
galotaninos. Los esteres con ácido hexahidroxidifénico (que forma el ácido elágico cuando se 
hidroliza eliminando el agua), son llamados elagitaninos (Cuadro 5) (Serrano et al., 2009). 
 
21 
 
 (A) Ácido benzoico (B) Ácido cinámico 
 
 
 
 
 
 
 Derivados del 
ácido benzoico 
Substitutos Derivados del 
ácido cinámico 
Substitutos 
R1 R2 R3 R1 R2 R3 
p-Hidroxibenzoico H OH H p-Cumárico H OH H 
Protocatecuico H OH OH Cafeico OH OH H 
Vanílico CH3O OH H Ferúlico CH3O OH H 
Siríngico CH3O OH CH3O Sinápico CH3O OH CH3O 
Gálico OH OH OH 
 
Figura 4. Estructuras de los derivados del ácido benzoico (A) y derivados del ácido cinámico (B) (Liu, 2004). 
 
22 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5. Estructura química de algunos flavonoides (Manach et al., 2004). 
 
 
Flavonoles 
R1 = R2 = OH; R3 = H: Quercetina 
Flavonas 
R1 = R2 = OH: Luteolina 
Isoflavonas 
Flavanonas Flavanoles 
R1 = H: Diazeina 
R1 = H; R2 = OH: Naringenina 
R1 = R2 = OH; R3 = H: Catequinas 
23 
 
Cuadro 5. Clasificación de los taninos en base a su estructura química y monómeros constitutivos. 
Grupo Monomero Estructura del monómero 
Taninos condensados (+)-Catequina R1=OH, R2=H 
(+)-afzelequina R1=H, R2=H 
(-)-galocatequina R1=OH, R2=OH 
 
 
 
 
 (-)-Epicatequina R1=OH, R2=H 
(-)-epiafzelequina R1=H, R2=H 
(-)-epigalocatequina R1=OH, R2=OH 
 
 
 
Taninos hidrolizables Ácido gálico 
Ácido hexahidroxidifenico 
Ácido elágico (formado después de la 
hidrólisis) 
 
 
 
 
 
 
 
 
ácido gálico ácido hexahidroxidifenico 
Fuente: Serrano et al., 2009. 
 
24 
 
De acuerdo a su solubilidad, los polifenoles se pueden clasificar en: polifenoles extraíbles y 
polifenoles no extraíbles. Generalmente, los resultados de polifenoles reportados en los 
alimentos corresponden a análisis de polifenoles en extractos acuosos orgánicos (polifenoles 
extraíbles), mientas que son ignorados los polifenoles que se quedan en los residuos de dicha 
extracción (polifenoles no extraíbles), los cuales son potencialmente activos (Saura-Calixto et 
al., 2007). 
Los polifenoles extraíbles, son compuestos fenólicos que presentan peso molecular bajo o 
intermedio; estos son extraídos fácilmente usando diferentes disolventes (agua, metanol, 
acetona, etc.) e incluyen a los ácidos fenólicos libres, oligómeros de taninos condensados y 
taninos hidrolizables de peso molecular bajo (Bravo, 1998). 
Los polifenoles no extraíbles son polifenoles con un alto grado de polimerización o son 
polifenoles asociados con compuestos de alto peso molecular; comprenden a los taninos 
condensados (o proantocianidinas) y los polifenoles hidrolizables. Los polifenoles 
hidrolizables comprenden taninos hidrolizables y ácidos fenolicos ligados a la fibra dietética o 
proteína, los cuales se liberan por hidrólisis ácida fuerte. También pueden ser detectados 
flavonoides que no son proantocianidinas en los hidrolizados del análisis de polifenoles 
hidrolizables (Saura-Calixto et al., 2007). 
Los polifenoles son agentes reductores, que junto con otros agentes como la vitamina C, 
vitamina E y carotenoides, protegen los tejidos del cuerpo contra el estrés oxidativo. Como 
antioxidantes, estos pueden prevenir varias enfermedades asociadas con el estrés oxidativo, 
como lo son cánceres, enfermedades cardiovasculares, inflamación y otros (Scalbert y 
Williamson, 2000). Los efectos a la salud de estos dependen de la cantidad consumida y de su 
biodisponibilidad (Manach et al., 2004). Sólo los polifenoles liberado de la matriz del alimento 
por la acción de las enzimas digestivas (intestino delgado) y la microflora bacteriana (intestino 
grueso) son biodisponibles (Saura-Calixto et al., 2007). Cuando el polifenol llega al intestino 
grueso y es liberado por la microflora, éste puede ser absorbido de manera intacta a través el 
epitelio colónico y pasar al torrente sanguíneo, o se puede descomponer su estructura original 
en metabolitos (Williamson y Manach, 2005). Por otro lado, el polifenol puede no ser 
absorbido y contrarrestar los efectos prooxidantes producidos durante el metabolismo de la 
microflora colónica (Saura-Calixto et al., 2007). 
25 
 
 
2.6 Capacidad antioxidante 
La capacidad antioxidante de los polifenoles está afectada por su estructura. Cuando se 
determina la capacidad antioxidante, ésta se ve afectada por el tipo de solvente de extracción, 
el proceso de aislamiento, la pureza del componente activo, así como el sistema de análisis y 
el substrato a ser protegido por el antioxidante (Moure et al., 2001). 
Son varios los compuestos cromógenos (ABTS, DPPH, FRAP, entre otros) que se utilizan 
para determinar la capacidad de los compuestos fenólicos que contienen los alimentos, para 
captar los radicales libres (Saura-Calixto y Goñi, 2006; Pérez-Jiménez y Saura-Calixto, 2005). 
Entre los métodos más usados se encuentra el de capacidad antioxidante equivalente en Trolox 
o TEAC (Trolox equivalent antioxidant capacity, por sus siglas en inglés). En este método se 
cuantifica la capacidad de un compuesto antioxidante para captar el radical libre ABTS
●+
 
(Ácido 2,2´-azinobis-(3-etilbenzotiazolin-6-sulfónico)). Este radical catión pre-formado por 
oxidación de ABTS con persulfato potásico, es reducido por la presencia de antioxidantes. 
Para ello, se mide la decoloración producida en la mezcla por el antioxidante y se valora frente 
a un control sin antioxidante. Con el ABTS se puede medir la actividad de compuestos de 
naturaleza hidrofílica y lipofílica. El radical ABTS
●+
 tiene la ventaja de que su espectro 
presenta máximos de absorbancia a 414, 654, 754 y 815 nm en medio alcohólico (Re et al., 
1999). 
 
2.7 Enfermedades relacionadas con la nutrición en México 
La malnutrición puede expresarse en dos formas: desnutrición y obesidad. Se define como 
polarización alimentaria-nutrimental a la situación de las familias en las que conviven niños 
con alto riesgo de padecer desnutrición proteínico-energética y padres con problemas de 
sobrepeso u obesidad, dicha situación es frecuente en familias de la población urbana 
(Delgado, 2006). De acuerdo con la Encuesta Nacional de Salud y Nutrición del 2006 
(ENSANUT 2006), en México existe una prevalencia nacional en talla baja de 12.70% para 
niños en edad preescolar (entre 0 y 5 años de edad), lo cual se considera alarmante debido a 
26 
 
que representa que casi 1.2 millones de niños padecen de desnutrición. Por otro lado, se 
reporta un porcentaje elevado de prevalencia a nivel nacional en sobrepeso y obesidad a partir 
de los 5 años de edad (Cuadro 6) (Olaiz et al., 2006). A nivel mundial, México ocupa el 
segundo lugar en sobrepeso y obesidad desde el año 2004, de acuerdo con lo reportado por la 
Organización Mundial de la Salud (OMS) (Loureiro, 2004); por otro lado, México se ubica en 
el primer lugar a nivel mundial de infantes con obesidad (con edad entre 5 y 11 años) de 
acuerdo con la Encuesta Nacional de Coberturas realizada por el Instituto Mexicano del 
Seguro Social en el 2006 (IMSS, 2008). 
 
 
Cuadro 6. Prevalencia nacional de sobrepeso y obesidad, de acuerdo con la EncuestaNacional de Salud y Nutrición del 2006 (ENSANUT 2006). 
Edad Años 
Prevalencia 
Nacional Mujeres Hombres 
Niños (escolar) 5 a 11 26% 26.80% 25.90% 
Adolecentes 12 a 19 33.33% - - 
Adultos Mayores de 20 - 71.90% 66.70% 
 
Fuente: Olaiz et al., 2006. 
 
 
El sobrepeso y la obesidad son factores de riesgo importantes para el desarrollo de 
enfermedades crónicas, incluyendo las enfermedades cardiovasculares, diabetes y cáncer 
(Olaiz et al., 2006). De acuerdo con la ENSANUT del 2006, en México existe una prevalencia 
nacional de diabetes del 7%, y para personas en edad de 60 a 69 años la prevalencia 
27 
 
incrementa a un 19.2%. Con respecto a la hipertensión arterial, la prevalencia para personas 
mayores de 20 años es de 30.8% y para personas mayores de 50 años aumenta a casi 60%. 
Para la enfermedad de hipercolesterolemia, la prevalencia nacional es del 26.5% (Olaiz et al., 
2006). Por su parte la OMS reporta, con respecto a las estimaciones del 2002, que México 
tuvo una incidencia de 194 nuevos casos de cáncer por cada 100,000 habitantes (WHOGIB, 
2008a). Además, en sus proyecciones del 2005, en México las enfermedades cardiovasculares 
representaron la segunda causa de muerte con un 23.2% y el cáncer representó la cuarta causa 
de muerte con un 12.5% (WHOGIB, 2008b). Las proyecciones de mortalidad para el 2005 se 
obtuvieron usando los datos del registro de muertes entre los años 1950 y 2002 (Mathers y 
Loncar, 2006). 
 
2.8 La tortilla como alimento básico en la dieta mexicana 
En México, el consumo per cápita de la tortilla en algunos grupos es de 120 kg/año, lo cual es 
equivalente a 328 g/día (Amaya-Guerra et al., 2004).La tortilla sola proveé 38.8% de las 
proteínas y 45.2% de las calorías de la dieta diaria de la población mexicana, y en zonas 
rurales proveé aproximadamente el 70% del total de las calorías y el 50% de las proteínas 
ingeridas diariamente (Figueroa et al., 2001). Sin embargo, el maíz utilizado para la 
elaboración de estas tortillas es deficiente en lisina y triptófano, con valores de 0.290% y 
0.067%, respectivamente; dichos aminoácidos son esenciales para el crecimiento y desarrollo 
humano (Sierra et al., 2004). 
 
2.9 Fortificación de la tortilla 
Debido a que la tortilla presenta deficiencias en el contenido de lisina y triptófano, diversos 
investigadores se han dado a la tarea de fortificar la tortilla con fuentes ricas en proteína, 
además de otros micronutrientes esenciales para la salud, entre las cuales destacan: 
 Harina de soya desgrasada, vitaminas (tiamina, riboflavina, nicotinamida, ácido fólico) 
y minerales (hierro reducido y oxido de zinc) (Figueroa et al., 2001; Figueroa et al., 
2005). 
28 
 
 Residuos de leche de soya (Waliszewsky et al., 2002). 
 Lisina y triptófano (Waliszewsky et al., 2003). 
 
2.10 Maíz de alta calidad proteínica 
Otra forma de incrementar la calidad proteínica de la tortilla es el uso de maíz de alta calidad 
proteínica o maíz QPM (quality protein maize, por sus siglas en inglés), como materia prima. 
Los maíces QPM se derivan del aprovechamiento del gen mutante opaco o2o2, expresado en 
condición homocigótica recesiva que determina mayor contenido de lisina y triptófano (Mertz 
et al., 1964). 
A partir del 1996, el Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias 
(INIFAP), en colaboración con el Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo 
(CIMMYT), han generado y evaluado híbridos de maíz de alta calidad proteínica, que 
contienen, dependiendo del híbrido, hasta 100% más lisina y triptófano que los maíces 
comunes. Sierra et al. (2004) evaluaron el contenido medio de proteína, triptófano y lisina del 
híbrido H-553C (híbrido de maíz de alta calidad proteínica), cuyos valores fueron 9.35%, 
0.085% y 0.426%, respectivamente, mientas los valores presentados por el híbrido H-515 
(híbrido de maíz normal) fueron de 11.84%, 0.067% y 0.290%, respectivamente. Lo que 
significó que el contenido de triptófano y lisina en el hibrido H-553C superó en un 44% y 
46%, respectivamente, al híbrido normal H-515. En este mismo estudio también se evaluó el 
rendimiento por hectárea del H-553C durante el ciclo primavera-verano 2001, en las 
localidades de Cotaxtla, Papantla e Islas, Veracruz y Huimanguillo, Tabasco, el H-553C rindió 
6.87 t/ha, rendimiento que representó 8% más que el testigo normal H-513. 
Aunado a esto, el INIFAP también produce maíces de origen criollo con alta calidad 
proteínica, los cuales tienen un 75% de germoplasma criollo y un 25% del donador QPM. El 
que se puedan obtener diferentes variedades de QPM a partir de variedades de maíz común 
localmente adaptadas a cualquier sitio donde crezca el maíz, tiene el fin de que la variedad 
QPM que se obtenga, presente un alto rendimiento, sea resistente a plagas y enfermedades, 
tenga un endospermo vítreo y contenga, además, la característica de maíz de alta calidad 
proteínica (Graham, 1993). En el 2005, se reportó la ficha tecnológica de un maíz de calidad 
29 
 
proteínica de origen criollo, el cual contiene un porcentaje de lisina y triptófano de 0.292 y 
0.048 mg/100 g de grano, los cuales son superiores en un 50% a los maíces criollos de grano 
normal (0.182 y 0.021 mg/100g, respectivamente). Con respecto a su rendimiento, se reporta 
que supera las 2.5 t/ha (Aguilar, 2006). En estudios posteriores, se reportó un rendimiento 
promedio de 3.5 t/ha de un maíz de calidad proteínica de origen criollo blanco y de 3.4 t/ha de 
un maíz de calidad proteínica de origen criollo amarillo, los cuales superan en más del 300% 
al rendimiento medio obtenido con los criollos normales (ej, criollo X‘tup, 0.9 t/ha) (Aguilar 
et al., 2006). 
Desde el año 1999, se cuenta con semillas QPM certificadas, sin embargo el maíz QPM no se 
produce extensivamente a nivel nacional, actualmente se trabaja en el mejoramiento de la 
multiplicación de la semilla para disminuir sus costos de producción (Espinosa et al., 2005), 
además de que se están buscando estrategias para su distribución debido a que no existe una 
institución gubernamental encargada de esta actividad (Espinosa et al., 2002). 
La composición química proximal de diferentes productos de QPM de diferentes variedades se 
muestra en el Cuadro 7. Se puede observar que los productos del QPM, así como de los 
cereales en general, son una fuente rica de carbohidratos. 
 
30 
 
 
Cuadro 7. Composición química proximal de productos de maíz QPM de diferentes variedades (g/100 g). 
 
 
Producto Humedad Proteína Lípidos Cenizas Carbohidratos 
Tortilla de maíz QPM hibrido H-368C
a
 - 7.2 2.5 1.4 82.5 
Tortilla de maíz QPM variedad Nutricta
b
 12.8 9.5 3.1 1.5 73.1* 
Tortilla de maíz QPM variedad no reportada
c
 6.8 9.6 3.7 1.7 78.2* 
Harina de maíz QPM nixtamalizado 
Variedad V 537
d
 
- 10.3 5.0 1.9 82.8 
*valor obtenido por diferencia. 
Fuentes: 
a
 Mora-Avilés et al., 2007. 
b
 Bressani et al., 1990. 
c
 Amaya-Guerra et al., 2004. 
d
 Milán-Carrillo et al., 2004 
 
31 
 
2.11 Centro de origen del frijol 
Se planteó la hipótesis que establece tres centros de origen y domesticación del frijol común: 
1) Sur de los Andes, que abarca desde el sur de Perú hasta San Luis, Argentina, con 
menor especiación y transferencia temprana de materiales hacia los otros dos centros, 
donde se efectuó una especiación más activa. 
2) Norte de los Andes, desde el occidente de Venezuela hasta el Norte de Perú, lugar que 
se llevó a cabo cierta especiación que, posteriormente dio origen a dos distribuciones 
desproporcionadas: una hacia Mesoamérica y otra hacia el sur de los Andes y 
3) La región limitada por los valles de los ríos Panuco y Santiago en México, hasta el 
norte de Costa Rica, donde se llevó a cabo una especiación elevada. 
Sin embargo, se acepta que el principal centro de origen del género Phaseolus fue México, y 
que de ahí se difundieron algunas especies hacia el sur del continente.Este planteamiento 
responde al hecho de que en México se han identificado 47 de las 52 especies clasificadas de 
este género, además de que en este país se han identificado los ancestros silvestres verdaderos 
de las cinco especies cultivadas del género: P vulgaris o frijol común, P acutifolius Asa Gray 
o frijol tépari, P lunatus o frijol lima, P coccineous o frijol escarlata y P polyanthus o frijol 
anual, lo que no has sucedido en Centro y Sudamérica. Por otro lado, el 30% del frijol común 
que se encuentra en el banco de germoplasma del Centro Internacional de Agricultura Tropical 
(CIAT, Colombia) es en su mayoría de origen mexicano, en contraste con la región andina 
(20%), Europa (15%) y África (10%), lo cual demuestra la importancia que tiene México 
como fuente de diversidad genética (Guzmán-Maldonado y Paredes-López, 1998). 
 
2.12 El frijol y sus propiedades 
Actualmente, existe la tendencia de incorporar nuevos ingredientes derivados de fuentes de 
alimentos tradicionales a los alimentos más consumidos en forma de formulaciones, con el fin 
de desarrollar productos más saludables para la población. Entre estos ingredientes se 
encuentran los granos de leguminosas, los cuales están libres de gluten, tienen un alto 
contenido de fibra dietética, bajo contenido de grasas saturadas, son libres de colesterol, no 
32 
 
son genéticamente modificados y contienen niveles altos de lisina para complementar la 
deficiencias de lisina en las dietas a base de cereales (Patterson et al., 2010). 
La fibra dietética de las leguminosas se encuentra tanto en la testa como en el cotiledón. Las 
paredes de las células del cotiledón contienen sustancias pécticas, celulosa y glucanos no 
amiláceos. La testa contiene cantidades grandes de celulosa y cantidades pequeñas de 
hemicelulosa y pectinas (Patterson et al., 2010). Diversos autores han reportado un contenido 
alto de fibra dietética de diferentes variedades de frijol (Rosin et al., 2002; Candela et al., 
1997; Bednar et al., 2001). 
Las leguminosas también contienen una cantidad importante de almidón resistente comparado 
con los cereales (Hoover y Zhou, 2003). Anteriormente se especificaron los efectos 
fisiológicos benéficos al consumo de fibra dietética y almidón resistente. Además, los frijoles 
tienen característica de digestión lenta del almidón (Tovar et al., 1990b). 
Los frijoles también contienen cantidades importantes de polifenoles (Aparicio-Fernandez et 
al., 2005; Xu et al., 2007; Paredes-López et al., 2006; De Mejía et al., 2003; Guzmán-
Maldonado et al., 1996), y se ha demostrado que dietas ricas en polifenoles ayudan a reducir el 
riesgo de padecer enfermedades cardiovasculares y cáncer (Kris-Etherton et al., 2002). 
 
2.13 Estudios de digestibilidad del almidón de la mezcla maíz y frijol 
Tradicionalmente, las personas que viven en zonas rurales de México y América Central 
consumen un alimento constituido por tortilla, frijol y chile llamado ―taco‖ (Sáyago-Ayerdi et 
al., 2005). 
Tovar et al. (2003) realizaron un estudio de la digestibilidad del almidón del taco y sus 
ingredientes (tortilla y frijol), por su parte Sáyago-Ayerdi et al. (2005) realizaron un estudio 
semejante, en ambos estudios encontraron que el taco tiene un menor índice de hidrólisis y 
predicción de índice glucémico que la tortilla sola, lo cual indicó que el frijol en el taco juega 
un papel predominante en la digestibilidad del almidón, ya que el taco conserva las 
características de digestión lenta del almidón de los frijoles. Sáyago-Ayerdi et al., (2005) 
también encontraron que el taco contiene una menor cantidad de almidón disponible y mayor 
33 
 
cantidad de almidón resistente que la tortilla sola, esto debido a que el frijol tiene mayor 
contenido de almidón resistente, por lo que disminuyó el contenido de almidón disponible en 
el taco. 
Por su parte, Hernández-Salazar et al. (2006) realizaron un estudio de la digestibilidad del 
almidón de tortillas elaboradas con una harina comercial compuesta de maíz y frijol, de la cual 
no se conocía la relación de estos componentes, encontrando que la cantidad de almidón total 
y almidón disponible en la tortilla de maíz y frijol fue menor que la tortilla de maíz, lo cual se 
debió al menor contenido de almidón total y disponible en los frijoles en comparación con el 
maíz. La tortilla de maíz y frijol también tuvo mayor cantidad de almidón resistente que la 
tortilla de maíz. 
No se han realizado estudios de la digestibilidad del almidón (ni de la capacidad antioxidante) 
en una tortilla producida a partir de una mezcla de maíz QPM y frijol negro cocido. Mora-
Avilés et al. (2007) prepararon una tortilla con una mezcla de maíz QPM y frijol, y evaluaron 
la composición química, la calidad de proteína y digestibilidad de la proteína. Al adicionar el 
frijol al maíz QPM para elaborar la tortilla, se incrementó en contenido de minerales, lisina y 
triptófano y la calidad de la proteína de ésta. 
 
 
 
34 
 
3. JUSTIFICACIÓN 
 
Debido a que la tortilla forma parte de la base de la alimentación en México y a la 
problemática que se tiene con respecto a sus altos índices de sobrepeso y obesidad, se 
pretendió elaborar una tortilla con una mezcla de maíz de alta calidad proteínica y frijol negro 
que, además de su mayor cantidad de aminoácidos esenciales, lo cual podría prevenir la 
desnutrición, principalmente infantil, también presente mayor capacidad antioxidante y un 
menor índice glucémico, con respecto a la tortilla elaborada con maíz de alta calidad 
proteínica, que podría ayudar a prevenir el sobrepeso, la obesidad y por lo tanto, enfermedades 
crónicas degenerativas. 
Actualmente, la producción de maíz QPM en México no es extensiva, sin embargo se están 
buscando estrategias para la distribución de su semilla, por lo que este trabajo de investigación 
podría dar una ventaja adicional para su mayor producción. 
 
 
35 
 
4. OBJETIVOS 
 
4.1 Objetivo general 
Evaluar la digestibilidad del almidón así como la capacidad antioxidante de una tortilla 
elaborada a partir de una mezcla de maíz de alta calidad proteínica y frijol negro. 
 
4.2 Objetivos específicos 
 Determinar la composición química proximal de la harina de frijol negro, masa QPM, 
tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro. 
 Determinar el contenido fibra dietética total de la harina de frijol negro, masa QPM, 
tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro. 
 Determinar el contenido de almidón total, disponible y resistente de la harina de frijol 
negro, masa QPM, tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro. 
 Evaluar la tasa de hidrólisis del almidón in vitro de la harina de frijol negro, tortilla 
QPM y tortilla QPM-frijol negro. 
 Determinar la predicción del índice glucémico de la harina de frijol negro, tortilla 
QPM y tortilla QPM-frijol negro. 
 Cuantificar el contenido de polifenoles extraíbles, taninos condensados y polifenoles 
hidrolizables, y su capacidad antioxidante de la harina de frijol negro, tortilla QPM y 
tortilla QPM-frijol negro. 
 
 
36 
 
5. METODOLOGÍA 
 
El diagrama experimental de trabajo (Figura 6) consistió en la obtención de harina de frijol 
negro y masa de maíz de alta calidad proteínica. Posteriormente se elaboró la tortilla de maíz 
de alta calidad proteínica y la tortilla elaborada con una mezcla de maíz de alta calidad 
proteínica y frijol negro cocido (grano y caldo) en una proporción 70:30 en base seca, 
respectivamente. Se realizó el análisis proximal, pruebas de digestibilidad del almidón y 
capacidad antioxidante en las muestras. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Diagrama experimental de trabajo. 
* Metodología no determinada en la masa QPM. 
 
 
Grano de 
maíz QPM 
Masa QPM 
Tortilla 
QPM 
(control) 
Grano de 
frijol negro 
Harina de 
frijol negro 
Tortilla QPM- frijol 
negro (70:30) 
Digestibilidad del almidón: 
- Almidón total 
- Almidón disponible- Almidón resistente 
- Tasa de hidrólisis del almidón 
in vitro* 
- Predicción del índice 
glucémico* 
Capacidad antioxidante*: 
- Polifenoles extraíbles 
- Taninos condensados 
- Polifenoles hidrolizables 
- Composición 
química 
proximal 
 - Fibra 
dietética total 
37 
 
5.1 Elaboración de las muestras 
Se utilizó como materia prima frijol común (Phaseolus vulgaris L.) variedad Negro 8025 y 
maíz (Zea mays L.) variedad QPM Ancho. El frijol Negro 8025 fue cosechado en septiembre 
del 2008 y proporcionado por el campo experimental Bajío del Instituto Nacional de 
Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP), ubicado en Celaya, Guanajuato. 
El maíz QPM Ancho, fue cosechado en mayo del 2009 y proporcionado por el INIFAP, 
campo experimental Iguala, Guerrero. 
 
5.1.1 Elaboración de la harina de frijol negro 
Los granos de frijol negro fueron cocidos durante 85 min a 97 ºC en agua con NaCl (10 g/Kg 
de frijol), los granos cocidos se molieron con el caldo en una licuadora Proctor Silex (Modelo 
57171- MX, Hamilton Beach/Proctor-Silex, Inc.), las pasta posteriormente fue liofilizada y 
finalmente fue molida en un molino Cyclotec (1093 Sample Mill) y tamizada en malla 40. La 
harina obtenida se almacenó a 10 ºC en bolsas de polietileno. 
 
5.1.2 Elaboración de la masa de maíz de alta calidad proteínica (Masa QPM) 
Los granos de maíz QPM fueron cocidos por 30 min a 97 ºC en una solución de agua (1:3 p/v) 
a un pH alcalino usando cal (10 g/Kg de grano), posteriormente se dejaron remojar durante 12 
horas. Después del remojo, los granos se lavaron tres veces con agua y se llevaron a moler a 
una tortillería comercial con la finalidad de obtener una masa homogénea. La masa se liofilizó 
y finalmente se molió en un molino Cyclotec (1093 Sample Mill) y tamizó en malla 40. La 
muestra se almacenó a 10 ºC en bolsas de polietileno. 
 
5.1.3 Elaboración de la tortilla de maíz de alta calidad proteínica (Tortilla QPM) 
Se utilizó la masa QPM recién elaborada para hacer las tortillas, la elaboración de las tortillas 
se realizó en una tortillería comercial con la finalidad de obtener tortillas homogéneas. Se 
38 
 
elaboraron tres lotes. Las tortillas QPM se liofilizaron y finalmente se molieron en un molino 
Cyclotec (1093 Sample Mill) y tamizaron en malla 40. La muestra se almacenó a 10 ºC en 
bolsas de polietileno. 
 
5.1.4 Elaboración de la tortilla compuesta de una mezcla de maíz de alta calidad 
proteínica y frijol negro (Tortilla QPM-frijol negro) 
Se utilizó la masa QPM recién elaborada, se sustituyó en un 30 % (peso seco) de la masa QPM 
por harina de frijol negro, posteriormente se elaboraron las tortillas, la elaboración de las 
tortillas se realizó en una tortillería comercial con la finalidad de obtener tortillas homogéneas. 
Se elaboraron tres lotes. Las tortillas QPM-frijol negro se liofilizaron y finalmente se molieron 
en un molino Cyclotec (1093 Sample Mill) y tamizaron en malla 40. La muestra se almacenó a 
10 ºC en bolsas de polietileno. 
 
5.2 Composición química proximal 
 
5.2.1 Humedad 
Se determinó por el método oficial 44-19, de la AACC (2000). Se pesaron 0.5 g de muestra en 
charolas de aluminio (puestas previamente a peso constante), se colocaron en la estufa (Lab-
line, Imperial V, USA) a 100±1 °C durante 3 h, posteriormente se enfriaron en un desecador 
por 20 min. Finalmente se pesaron y se determinó la humedad por diferencia de peso con la 
siguiente ecuación: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
39 
 
5.2.2 Proteína 
La determinación de proteína se realizó en las muestras desgrasadas. Estas se cuantificaron 
con el método oficial 46-13 de la AACC (2000). El porcentaje de proteína se determinó 
indirectamente por la cuantificación de nitrógeno total utilizando el método Kjeldahl. Se pesó 
1 g de muestra y se pasó a un tubo Kjendahl, al cual se le agregó 1 g de sulfato de cobre, 10 g 
de sulfato de potasio anhídro y 15 ml de ácido sulfúrico concentrado. La muestra se calentó 
gradualmente a 400 °C, hasta que el contenido del tubo presentó un color verde claro 
(digestión). El tubo se dejó enfriar a temperatura ambiente. Se le adicionaron 15 ml de agua 
para lavar los residuos que quedaron en la pared del tubo, posteriormente se adicionaron 50 ml 
de hidróxido de sodio al 40%. Por otro lado, en un matraz erlenmeyer se añadieron 50 ml de 
ácido bórico al 4% y 10 gotas de indicador wesslow. Se realizó la destilación hasta obtener un 
volumen de 100 ml de la muestra en el matraz preparado anteriormente. La muestra obtenida 
se tituló con ácido clorhídrico 0.1N. Se calculó el porcentaje de proteína con la siguiente 
ecuación: 
 
 
 
 
 
 
 
 
Donde 
 F: Factor de conversión a proteína, 6.25 
N: Normalidad 
 
5.2.3 Lípidos 
Se utilizó el método oficial 30-25 de la AACC (2000). Se pesaron 3 g de muestra seca en 
cartuchos de celulosa. Se colocaron en el aparato de extracción Soxhlet (Böchi Labortehnik 
AG, Extraction system B-811, Suiza), se adicionaron 100 ml de éter de petróleo a los vasos 
del equipo y posteriormente se realizó la extracción por 4 h. Finalmente, los vasos se secaron 
40 
 
en la estufa (Lab-line, Imperial V, USA) a 60±1 °C por 1 h y se pesaron para determinar el 
porcentaje de lípidos con la siguiente ecuación: 
 
 é 
 
 
 
 
 
 
 
5.2.4 Cenizas 
Se analizaron con el método 08-01 de la AACC (2000). Se pesó 1 g de muestra en un crisol 
(puesto a peso constante), se carbonizó la muestra sobre la flama de un mechero y se introdujo 
en la mufla (Thermolyne, Furnace 6000, USA), a 550±1 °C por 5 h. Cuando las cenizas 
estuvieron blancas, se enfriaron en un desecador. Finalmente se pesaron y se calculó el 
porcentaje de cenizas como: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5.3 Fibra dietética total 
La fibra dietética total (FDT) es determinada para muestras gelatinizadas por duplicado 
(anteriormente desgrasadas si su contenido de grasa es > 3%) con α-amilasa termoestable, las 
cuales se digieren con proteasa y amiloglucosidasa para eliminar la proteína y el almidón, 
posteriormente se diluye la digestión acuosa con cuatro volúmenes de etanol para precipitar la 
fibra dietética soluble. El residuo se filtra; se lava con etanol al 75% v/v, etanol al 95% v/v y 
acetona; se seca y se pesa. La FDT colectada es corregida restando la determinación de 
proteína y cenizas del residuo. Esta determinación se realizó por el método oficial 985.29, de 
la AOAC 1997. 
41 
 
Primeramente se llevó a cabo una limpieza de impurezas de los crisoles de vidrio de fondo 
poroso (2µm), colocándolos en la mufla (Thermolyne, Furnace 6000, USA) a 550 ±1 ºC por 
45 minutos, posteriormente se llevaron a peso constante a 100 ºC. 
Se pesaron 4 porciones de 1 g de muestra en base seca o desgrasada en vasos berzelius de 400 
ml, se le adicionaron 50 ml de regulador de fosfatos 0.08M (pH 6). Se verificó que el pH fuera 
de 6. Se adicionó 0.1 ml de α-amilasa termoestable (A3306, Sigma Aldrich Co., ST Luis, MO, 
USA) y se incubaron en un baño de agua a temperatura de ebullición durante 15 min (agitando 
suavemente cada 5 min). Posteriormente se dejaron enfriar. Se agregaron 10 ml de NaOH 
0.275 N, se ajusto el pH a 7.5, se agrego 0.1 ml de solución de proteasa (50 mg/ml regulador 
de fosfatos 0.08M, P3910, Sigma Aldrich Co.) y se incubaron en un baño de agua a 60±0.5 ºC 
por 30 min con agitación constante. Se dejaron enfriar. Se agregaron 10 ml de HCl 0.325 N, se 
ajusto el pH a 4.75, se agrego 0.1 ml de solución de amiloglucosidasa (A9913, Sigma Aldrich 
Co.) y se incubaron en un baño de agua a 60±0.5 ºC por 30 min conagitación constante. Se 
agregaron 4 volúmenes de etanol al 95% v/v, dejándolos toda la noche. Posteriormente se 
filtraron las muestras al vacio, utilizando los crisoles de fondo poroso (2µm) que contenían 
una capa de celite de 5 g, se realizaron 3 lavados de 20 ml de etanol al 78% v/v, 2 lavados de 
10 ml de etanol al 95% v/v y 2 lavados de 10 ml de acetona. Las muestras se secaron a 100 ºC 
por 12 horas y se pesaron. Para un duplicado se analizo el contenido de proteína y para el otro 
el contenido de cenizas. Finalmente se efectuó el cálculo del contenido de fibra dietética total 
con la siguiente fórmula: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
42 
 
5.4 Estudios de digestibilidad del almidón 
 
5.4.1 Almidón total 
Este método nos permite cuantificar el contenido de almidón total (AT) por hidrólisis 
enzimática. Para ello, se realizó una solubilización del almidón en un medio alcalino, 
finalmente, se hidrolizaron totalmente con amiloglucosidasa los enlaces α-(1-4) y α-(1-6) de 
las cadenas de amilosa y amilopectina, constituyentes del almidón. Esta hidrólisis total rindió 
glucosa libre, la cual fue cuantificada espectrofotométricamente mediante el empleo de un test 
enzimático que contiene glucosa-oxidasa y peroxidasa (GOD-POD). El AT se determinó por 
el método de Goñi et al. (1997) con pequeñas modificaciones, las cuales fueron un incremento 
en el tiempo de solubilización del almidón de 30 min a 60 min, la cantidad de 
amiloglucosidasa agregada se incrementó de 60 μl a 80 μl, así como el tiempo de incubación 
con ésta enzima (de 45 a 90 min). 
Se pesaron 50 mg de muestra en base seca, en tubos de centrifuga de 50 ml. Para solubilizar el 
almidón se añadieron 3 ml de agua destilada y 3 ml de KOH 4 M. Se dejó mezclar y se agitó 
vigorosamente a temperatura ambiente durante 60 min. Se adicionaron 5.5 ml de HCl 2 M y 3 
ml de tampón acetato sódico 0.4 M (CaCl2 20 mM, pH 4.75). Se ajustó el pH a 4.75, se 
agregaron 80 μl de suspensión de amiloglucosidasa (No. 10 102857 001, Roche Diagnostics 
GmbH, Mannheim, Alemania). Las muestras se mezclaron e incubaron a 60±0.5 ºC durante 90 
min en un baño de agua con agitación constante, para alcanzar la hidrólisis completa de los 
constituyentes del almidón. Posteriormente, se realizó la centrifugación de las mismas (15 
min, 3000 g, 4 ºC) y se recogió el sobrenadante en matraces aforados de 50 ml. Los residuos 
se lavaron dos veces con 10 ml de agua destilada, repitiéndose la centrifugación. El volumen 
total se llevó a 50 ml con agua destilada. Para determinar la concentración de glucosa liberada 
durante la hidrólisis enzimática en las muestras, se tomaron al cuotas de 50 μl del contenido 
del matraz en tubos que contenían 1 ml de reactivo glucosa oxidasa/peroxidasa (GOD-POD), 
se incubaron por 15 min a 37±0.5 °C y se midió el contenido de glucosa con un 
espectrofotómetro Spectronic Genesys 5 (Spectronic Instruments, NY, USA) a 500 nm. Las 
muestras se leyeron a la par con una curva patrón de glucosa para poder calcular la 
43 
 
concentración de glucosa. Para calcular el porcentaje de almidón total, se utilizó la siguiente 
fórmula: 
 
 
 
 
 
 
 
Donde: 
0.9: Factor de transformación de glucosa a glucano 
 
5.4.2 Almidón disponible 
El contenido de almidón disponible se calculó por diferencia entre el almidón total (AT) y el 
almidón resistente (AR) (Goñi et al., 1997). 
 
5.4.3 Almidón resistente 
El almidón resistente se determinó por el método de Goñi et al. (1996). Este método permitió 
determinar el contenido de almidón indigerible en las muestras. Se realizó una hidrólisis 
proteica con pepsina a pH ácido para simular las condiciones estomacales. Posteriormente, se 
hidrolizó el almidón digerible con α-amilasa pancreática durante 16 h con un pH cercano a la 
neutralidad. Una vez eliminados los productos de la hidrólisis por centrifugación, en el residuo 
permanece la fracción de almidón indigerible. Esta fue dispersada en medio alcalino e 
hidrolizada en su totalidad con amiloglucosidasa, la glucosa liberada se determina mediante un 
método enzimático-colorimétrico. 
Se pesaron 100 mg de muestra en base seca en tubos de centrífuga de 50 ml, se adicionaron 10 
ml de regulador KCl-HCl 0.2 M (pH 1.5) y se verificó que el pH estuviera a 1.5. Se añadieron 
0.2 ml de solución de pepsina (P-7000, Sigma Chemical Co., St. Louis, MO), la cual se 
preparó solubilizando 1 g de pepsina en 10 ml de regulador KCl-HCl 0.2 M. Las muestras con 
enzima, se mezclaron e incubaron en un baño a 40±0.5 °C con agitación continua durante 60 
min. Posteriormente se dejaron enfriar. A continuación se añadieron 9 ml de regulador Tris-
Maleato 0.1 M (pH 6.9). Se ajustó el pH a 6.9. Se añadió 1 ml de solución de α-amilasa 
44 
 
pancreática (40 mg/ml de regulador Tris-Maleato 0.1 M, A-3176, Sigma Chemical Co.). Se 
mezclaron e incubaron por 16 h en un baño con agitación constante a 37±0.5 °C. Las muestras 
se centrifugaron (15 min, 3000 g, 4 ºC) y se eliminó el sobrenadante. Se realizaron dos lavados 
con 10 ml de agua destilada y se repitió la centrifugación. Se agregaron 3 ml de agua destilada 
sobre los residuos y se agitaron. Se añadieron 3 ml de KOH 4 M, se mezclaron y agitaron 
vigorosamente a temperatura ambiente durante 30 minutos. Se adicionaron 5.5 ml de HCl 2 M 
y 3 ml de regulador acetato sódico 0.4 M (CaCl2 20 mM, pH 4.75). Se ajustó el pH a 4.75. Se 
añadieron 80 μl de suspensión de amiloglucosidasa (No. 10 102857 001, Roche Diagnostics 
GmbH). Se mezclaron e incubaron a 60±0.5 °C durante 45 min en un baño con agitación 
continua. Se centrifugaron (15 min, 3000 g, 4 ºC) y se recogió el sobrenadante en matraces 
aforados de 50 ml. El residuo se lavó dos veces con 10 ml de agua destilada y se repitió la 
centrifugación. El contenido del matraz se llevó a 50 ml con agua destilada. El contenido de 
glucosa liberada se midió con el reactivo glucosa oxidasa/peroxidasa (GOD-POP) a 500 nm 
con un espectrofotómetro Spectronic Genesys 5 (Spectronic Instruments, NY, USA). El 
porcentaje de almidón resistente (AR) se calculó con la siguiente fórmula: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Donde: 
0.9: Factor de transformación de glucosa a glucano 
 
5.4.4 Tasa de hidrólisis del almidón in vitro 
La tasa de hidrólisis del almidón in vitro se determinó por el método de Holm et al. (1985) con 
una pequeña modificación. Este método in vitro permite determinar la tasa de digestión del 
almidón en alimentos tal y como se ingieren mediante la hidrólisis controlada con α-amilasa 
pancreática. La hidrólisis se monitorea mediante la toma de alícuotas a distintos tiempos de 
incubación, las cuales se hacen reaccionar con DNS, reportándose los resultados como 
45 
 
equivalentes de maltosa determinados espectrofotométricamente. La modificación que se 
realizó fue un cambio en la ecuación para obtener el % de hidrólisis, la cual está reportada por 
Goñi et al. (1997). 
Se pesaron 500 mg de almidón o su equivalente en un matraz erlenmeyer de 100 ml y se 
añadieron 50 ml de regulador de fosfato (pH 6.9). Se colocaron en un baño de agua a 37±0.5 
°C con agitación constante. Se dejó estabilizar la temperatura de la muestra con la del baño. 
En los primeros 5 min, y antes de adicionar la enzima, se tomaron alícuotas de 0.2 ml de cada 
muestra para marcar como tiempo cero. A intervalos exactos de 1 min, se añadió 1 ml de la 
solución de enzima α-amilasa pancreática (40 mg/ml de regulador de fosfatos, A-3176, Sigma 
Chemical Co.) a cada frasco. A los 15, 30, 45, 60, 75 y 90 min exactos, respetando los 
intervalos de un minuto entre muestras, se tomaron alícuotas de 0.2 ml y se añadieron en tubos 
de ensayo que contenían 0.8 ml de agua destilada y 1 ml de DNS. Los tubos se calentaron en 
unbaño de agua en ebullición durante 10 min. Con un frasco dosificador, se añadieron 15 ml 
de agua destilada y se mezclaron bien. Se leyó la absorbancia a 530 nm con un 
espectrofotómetro Spectronic Genesys 5 (Spectronic Instruments, NY, USA) en paralelo con 
una curva estándar de maltosa. Para obtener el % de hidrólisis se utilizó la siguiente fórmula: 
 
~ % Hidrólisis a tiempo 0 
 ó 
 
 
 
~ % Hidrólisis 15-90 minutos. 
 ó 
 
 
 ó 
Donde: 
0.95: Factor de transformación de maltosa a glucano 
La predicción del índice glucémico (pIG) fue calculada mediante la ecuación de Goñi et al. 
(1997): 
 (r = 0.909, p ≤ 0.05). 
46 
 
Donde: 
H90 = porcentaje de hidrólisis a los 90 minutos. 
 
5.5 Estudios de capacidad antioxidante 
 
5.5.1 Compuestos polifenólicos 
 
5.5.1.1 Polifenoles extraíbles 
Se pesaron 500 mg de muestra en tubos de centrifuga (previamente puestos a peso constante) 
y se adicionaron 20 ml de metanol ácidificado (0.8% de una solución de HCl 2N en 
metanol/agua (50:50). Se agitaron enérgicamente durante 1 h a temperatura ambiente en un 
agitador Heidolph (tipo Reax 2, Alemania). Se centrifugaron a 3000 rpm durante 10 min a 
temperatura ambiente para recuperar el sobrenadante en un matraz aforado de 50 ml. Al 
residuo se le adicionaron 20 ml de una solución acetona:agua (70:30), se agitó enérgicamente 
a temperatura ambiente durante 1 h, posteriormente se centrifugó durante 10 min a 3000 rpm a 
temperatura ambiente. El sobrenadante obtenido se mezcló con el obtenido anteriormente y se 
llevo al aforo con una mezcla al 50% de las soluciones utilizadas. El residuo se guardó a 4±1 
°C para análisis posteriores. 
Los polifenoles extraíbles se determinaron por el método de Folin-Ciocalteau (Singleton et al., 
1999). Una al cuota de 500 μl del l quido aforado, se mezcló con 500 μl del reactivo de Folin-
Ciocalteau (VINIKIT, Panreac, Química, S. A.); se dejó reposar por 3 min y posteriormente 
se añadieron 10 ml de carbonato de sodio al 7.5% y 14 ml de agua. Se dejó reposar a 
temperatura ambiente por 1 h, agitando de vez en cuando. Finalmente, se leyó la absorbancia a 
750 nm en un espectrofotómetro UV-1800 UV-vis (Shimadzu Europe GmbH, Duisburg, 
Alemania). La concentración se calculó con una curva patrón de ácido gálico. 
 
47 
 
5.5.1.2 Polifenoles no extraíbles 
Los taninos condensados (proantocianidinas o procianidinas) y los polifenoles hidrolizables 
fueron determinados a partir de los residuos de la extracción de metanol-agua y acetona-agua. 
 
5.5.1.2.1 Taninos condensados 
A los residuos se les adicionaron 10 ml de una solución butanol/HCl/FeCl3 (0.7 g de 
FeCl3.6H2O más 25 ml de HCl al 37%. Se añadieron 900 ml de 1-butanol y se aforó a 1000 ml 
con este mismo), y se incubaron por 3 h a 100±1 ºC (Reed et al., 1982). Posteriormente se 
centrifugaron a 3000 rpm por 10 min a temperatura ambiente y el sobrenadante se recuperó en 
un matraz de 25 ml, se lavó el residuo con 10 ml de la solución antes utilizada y se llevó a un 
aforo con la misma solución. Las muestras se leyeron a una absorbancia de 555 nm en un 
espectrofotómetro UV-1800 UV-vis (Shimadzu Europe GmbH, Duisburg, Alemania). La 
concentración se calculó con una curva patrón de taninos condensados (Algarroba de Nestlé, 
Ceratonia siliqua L.). 
 
5.5.1.2.2 Polifenoles hidrolizables 
El residuo se mezcló con 20 ml de metanol y 2 ml de ácido sulfúrico concentrado; se incubó a 
85±1 ºC por 20 h (Hartzfeld et al., 2002). Posteriormente se centrifugó a 3000 rpm durante 10 
min a temperatura ambiente; se recuperó el sobrenadante en un matraz aforado de 50 ml; se 
lavó el residuo con 10 ml de la solución metanol:ácido sulfúrico (90:10) dos veces 
consecutivas, y se recuperó el sobrenadante en el mismo matraz. Se llevó al aforo con la 
solución metanol:ácido sulfúrico (90:10). 
La determinación de polifenoles hidrolizables se realizó con el método de Folin-Ciocalteau 
(Singleton et al., 1999), utilizando ácido gálico como patrón. 
 
 
48 
 
5.5.2 Capacidad antioxidante 
La capacidad antioxidante de los polifenoles extraíbles, taninos condensados y polifenoles 
hidrolizables se determinó por el método de TEAC (Re et al., 1999 con una modificación 
Pulido et al., 2003). En este análisis se cuantifica la capacidad de un compuesto antioxidante 
para captar el radical libre ABTS
•+
 (Ácido 2,2´-azinobis-(3-etilbenzotiazolin-6-sulfónico). Este 
radical catión preformado por oxidación de ABTS con persulfato potásico, es reducido por la 
presencia de antioxidantes. Para ello se mide la decoloración producida en la mezcla por el 
antioxidante y se valora frente a un control sin antioxidante. 
Generación del catión ABTS
•+
: Se añadieron 10 ml de la disolución de persulfato potásico 
2.45 mM sobre 38.4 mg de ABTS en un frasco color ámbar. La mezcla se dejó en agitación 
suave de 12-16 h a temperatura ambiente en la oscuridad. El radical catión se conservo a 4 °C 
y en ausencia de luz durante dos días. 
Medida de capacidad de secuestrar el radical ABTS
•+
: El ABTS
•+
 generado, se diluyó con 
metanol puro hasta obtener una absorbancia de 0.70±0.02 a 658 nm (aproximadamente 1 ml 
de ABTS
•+
 en 75 ml de metanol puro); al llegar a esta absorbancia, el ABTS
•+
 se mantuvo a 
30±1 ºC en un baño de agua. Para medir la capacidad antioxidante de la muestras, se utilizaron 
cuatro celdas simultáneamente, a la primera, como control, sólo se le adicionaron 3.9 ml de 
ABTS
•+
 con 100 μl del disolvente de la muestra, al resto de las celdas, se les adicionaron 3.9 
ml de ABTS
•+
 y 100 μl del extracto (polifenoles extraíbles, taninos condensados o polifenoles 
hidrolizables). El contenido de las celdas se mezcló por inmersión. Finalmente, se leyó la 
absorbancia cada 12 s a 658 nm durante 6 min con un espectrofotómetro UV-1800 UV-vis 
(Shimadzu Europe GmbH, Duisburg, Alemania). Se graficó el porcentaje de inhibición frente 
al tiempo y se calculó el área bajo la curva de dicha gráfica. Aplicando el método anterior a 
distintas concentraciones de Trolox (entre 3 y 20 μM) y representando el área bajo la curva 
frente a la concentración, se obtuvo una curva de calibrado. De esta forma, el área bajo la 
curva de las muestras se expresó como μmoles de equivalente Trolox por gramo de muestra en 
base seca. 
 
 
49 
 
5.6 Análisis estadístico 
Para el análisis estadístico de los resultados obtenidos, se utilizó un análisis de varianza de una 
v a con un nivel de significancia α=0.05, utilizando el paquete estad stico SigmaPlot para 
Windows (versión 11.0, Alemania). Cuando se encontraron diferencias estadísticas 
significativas entre las muestras se utilizó una prueba de comparación múltiple de Tukey. 
 
 
50 
 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
6.1 Composición química proximal 
La composición química proximal de la harina de frijol negro, masa QPM, tortilla QPM y 
tortilla QPM-frijol negro se muestra en el Cuadro 8. 
La harina de frijol negro mostró el mayor contenido de proteína (21.45 g/100 g). Los frijoles 
se caracterizan por tener un contenido alto de proteína, como fue reportado por Vargas-Torres 
et al. (2004a) para diversas variedades de frijol con un intervalo entre 18.9 a 24.2 g/100 g; 
otras variedades (Flor de mayo, Mayocoba y Negro opaco) tuvieron un contenido de 21.2 
g/100 g (Osorio-Díaz et al., 2003a), 23.4 g/100 g (Carmona-García et al., 2007) y 23.2 g /100 
g (Osorio-Díaz et al., 2003b), respectivamente. El contenido alto de proteína en este frijol es 
importante debido a la posible formación de complejos almidón-proteína, un fenómeno bien 
conocido en el pan (Preston, 1998), dichos complejos producen una digestión más lenta 
(Thorne et al., 1983). El maíz tuvo un contenido menor de proteína que el frijol, en varios 
híbridos y variedades de maíz comúny QPM se ha reportado un contenido de proteína entre 
8.3 y 11.3 g/100 g, mostrando que el contenido de proteína fue más alto en los granos de tipo 
dentado y semidentado que en los granos de tipo cristalino y semicristalino (Méndez-
Montealvo et al., 2005). No hubo diferencia estadística significativa entre el contenido de 
proteína de la masa QPM (7.89 g/100 g) y la tortilla QPM (8.78 g/100 g). Se ha reportado un 
intervalo de contenido de proteína entre 8.3 y 9.3 g/100 g (Agama-Acevedo et al., 2004) en 
harinas de maíz. Mora-Avilés et al. (2007) reportaron un valor de 7.2 g/100 g para tortilla 
QPM del híbrido H-368C; Milán-Carrillo et al. (2004) reportaron un valor de 10.3 g/100 g 
para harina QPM nixtamalizada de la variedad V 537 y Bressani et al. (1990) reportaron un 
valor de 9.5 g/100 g para tortilla QPM de la variedad Nutricta. Las diferencias entre los 
valores pueden ser atribuidas a la variedad del maíz, como se observó en los resultados 
reportados por Serna-Saldivar et al. (2008), donde diferentes genotipos de maíz QPM tienen 
un intervalo de 7.31 g/100 g a 10.13 g/100 g de contenido de proteína. Se encontró un 
incremento del 37% en el contenido de proteína en la tortilla QPM-frijol negro (12.04 g/100 
g) comparado con la tortilla QPM (8.78 g/100 g). Esta es una característica importante desde 
51 
 
el punto de vista nutrimental y es deseable para aquellas poblaciones con una ingesta proteica 
baja. Este comportamiento se debe, como se observa claramente, a que el contenido de 
proteína de la harina de frijol negro fue mayor, produciéndose un efecto de dilución cuando se 
mezcló con la masa. Una tortilla de maíz-frijol comercial tuvo un contenido de proteína de 
10.5 g/100 g y fue ligeramente más alto que en la tortilla (9.3 g/100 g); sin embargo, la 
relación maíz-frijol no fue declarada (Hernández-Salazar et al., 2006). 
 
Cuadro 8. Composición química proximal de harina de frijol negro, masa de maíz de alta 
calidad proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro (g/100 g). 
Muestra Proteína* Lípidos
 
Cenizas
 
Harina de frijol negro 21.45 ± 0.36a 1.24 ± 0.03c 4.66 ± 0.02a 
Masa QPM 7.89 ± 0.11c 5.03 ± 0.22a 1.61 ± 0.02c 
Tortilla QPM 8.78 ± 0.06c 4.37 ± 0.23ab 1.67 ± 0.00c 
Tortilla QPM-frijol negro 12.04 ± 0.43b 3.89 ± 0.25b 2.58 ± 0.01b 
Los valores son la media ± error estándar, n=3, base seca. 
Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística significativa (p<0.05). 
* 
N x 6.25 
 
Los cereales presentan un contenido mayor de lípidos que las leguminosas (Cuadro 8), esto 
debido al germen del primero en el cual se concentran los aceites (Ragaee et al., 2006). El 
contenido de lípidos de la harina de frijol negro fue de 1.24 g/100 g. El contenido de lípidos en 
diferentes variedades de frijoles se encuentra en un intervalo de 1.3 y 2.8 g/100 g (Vargas-
Torres et al., 2004a). En cuanto al contenido de lípidos de la masa QPM (5.03 g/100 g) y la 
tortilla QPM (4.37 g/100 g), no hubo diferencia estadística significativa. Se evaluó un 
contenido de lípidos en maíz crudo de 6.6 g/100 g, en masa de 3.1 g/100 g y en tortilla de 2.5 
g/100 g, este comportamiento se debe a que durante la nixtamalización parte de los lípidos son 
eliminados en el nejayote (Rendon-Villalobos et al., 2002). Sin embargo, los valores del 
contenido de lípidos en la masa y la tortilla son mayores en este estudio. La variedad de maíz 
puede tener una papel importante en estos valores, diferentes híbridos y variedades de maíz 
52 
 
(incluyendo QPM) tuvieron un contenido de lípidos entre 4.0 y 7.0 g/100 g (Méndez-
Montealvo et al., 2005), una tortilla comercial tuvo un contenido de lípidos de 3.0 g/100 g 
(Hernández-Salazar et al., 2006), una tortilla de maíz QPM, cuya variedad no se reportó, tuvo 
un valor de 3.7 g/100 g (Amaya-Guerra et al., 2004), la masa de maíz QPM variedad Nutricta 
tuvo un valor de 5.2 g/100 g (Bressani et al., 1990), y la harina de maíz QPM nixtamalizada 
(Variedad V 537) tuvo un valor de 5.0 g/100 g (Milán-Carrillo et al., 2004). Al igual que en 
las variedades de maíz común, en las variedades de maíz QPM, la variedad puede ser la 
causante de las diferencias en el contenido de lípidos (Méndez-Montealvo et al., 2005, 
Graham, 1993), debido a que actualmente las diferentes variedades de maíz QPM pueden 
obtenerse a partir de variedades de maíz común localmente adaptadas a cualquier sitio donde 
crezca el maíz, con el fin de que la variedad QPM que se obtenga, presente un rendimiento 
alto, sea resistente a plagas y enfermedades, tenga un endospermo vítreo y contenga, además, 
la característica de maíz de alta calidad proteínica (Graham, 1993). En las tortillas, la 
diferencia en el contenido de lípidos puede atribuirse a la variedad y a las condiciones que 
prevalecieron durante el proceso de nixtamalización (Agama-Acevedo et al., 2005). La tortilla 
QPM-frijol negro tuvo un contenido de lípidos similar a la tortilla QPM, este comportamiento 
fue debido a que en la mezcla la cantidad de maíz fue alta y no se encontró un efecto de 
dilución. El contenido de lípidos en las tortillas es de importancia, debido a la posible 
interacción entre los constituyentes lineales del almidón (amilosa y cadenas largas externas de 
amilopectina) y los lípidos, llevando a la formación de complejos lípido-amilosa, los cuales 
podrían desarrollarse durante la cocción y posterior enfriamiento, y por lo tanto contribuir a la 
disponibilidad limitada del almidón (Holm et al., 1983). 
El contenido de cenizas fue más alto en el frijol negro (4.66 g/100 g) que en la masa (1.61 
g/100 g) y la tortilla (1.67 g/100 g) (Cuadro 8). En general, el frijol se caracteriza por tener 
niveles altos de minerales (4.7 g/100 g, Campos-Vega et al., 2009; 5.4 g/100 g, Silva-Cristobal 
et al., 2010; 4.54 g/100 g, Carmona-García et al., 2007; 4.69 g/100 g, Osorio-Díaz et al., 
2003b; 3.6 a 5.2 g/100 g, Vargas-Torres et al., 2004a), el contenido de cenizas depende de la 
variedad y a las características del suelo donde fue cultivada. Los valores altos de cenizas en el 
frijol parecen ser la consecuencia del alto nivel de hierro y potasio (Reyes-Moreno y Paredes-
López, 1993). No hubo diferencia significativa en el contenido de cenizas entre la masa y la 
tortilla. El maíz muestra un bajo contenido de cenizas, así como se ha reportado en varios 
53 
 
híbridos y variedades (1.1-1.7 g/100 g, Méndez-Montealvo et al., 2005). Una tortilla preparada 
en el laboratorio mostró un contenido de cenizas de 1.6 g/100g (Rendon-Villalobos et al., 
2002) y una tortilla comercial presentó un valor de 1.9 g/100 g (Hernández-Salazar et al., 
2006). Por otro lado, la tortilla QPM-frijol negro mostró un contenido de cenizas de 2.58 
g/100 g debido a la contribución del frijol. Un comportamiento similar fue reportado en una 
tortilla comercial preparada con harina que contenía una mezcla de maíz y frijol (2.95 g/100 g, 
Hernández-Salazar et al., 2006). 
 
6.2 Fibra dietética total 
El contenido de fibra dietética total (FDT) de la harina de frijol negro, masa QPM, tortilla 
QPM y tortilla QPM-frijol negro se muestra en el Cuadro 9. 
El frijol tuvo el contenido más alto de FDT con un valor de 36.24 g /100 g. Los frijoles se 
caracterizan por un contenido elevado de este componente. Se reportó un valor de FDT de 
24.1 g/100 g en frijoles cocidos (Rosin et al., 2002). En otras variedades de frijol los niveles 
de FDT fueron altos (32.3 g/100 g, Candela et al., 1997; 36.2 y 36.8 g/100 g, Bednar et al., 
2001), estas diferencias pueden deberse a la variedad. Reynoso-Camacho et al. (2007) 
reportaron que el frijol disminuye el cáncer de colon en ratas e hipotetizaron que fue por 
causa, entre otros factores, de la fibra dietética. La masa y la tortilla tuvieron un contenido 
similar de FDT (8.55 y 9.36 g/100 g, respectivamente) y la tortilla adicionada con frijol tuvo 
un valor mayor (14.72 g/100 g) al de la tortilla.La adición del frijol a la mezcla incrementó 
este componente nutrimental en la tortilla en un 57%, lo cual es importante debido a que la 
tortilla de frijol negro podría ser considerada como un alimento con características 
nutracéuticas. 
 
 
 
 
54 
 
Cuadro 9. Contenido de fibra dietética total de harina de frijol negro, masa de maíz de alta 
calidad proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro (g/100 g). 
Muestra Fibra dietética total 
Harina de frijol negro 36.24 ± 0.70a 
Masa QPM 8.55 ± 0.41c 
Tortilla QPM 9.36 ± 0.27c 
Tortilla QPM-frijol negro 14.72 ± 0.30b 
Los valores son la media ± error estándar, n=3, base seca. 
Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística significativa (p<0.05). 
 
 
6.3 Estudios de digestibilidad del almidón 
 
6.3.1 Almidón total 
El contenido de almidón total (AT) de la harina de frijol negro, masa QPM, tortilla QPM y 
tortilla QPM-frijol negro se muestra en el Cuadro 10. 
El frijol negro presenta el contenido menor de AT (44.36 g/100 g)) y la masa y la tortilla QPM 
el contenido mayor de éste (77.68 y 76.69 g/100 g, respectivamente). Diferentes variedades de 
frijoles negros cultivadas en México mostraron un contenido de AT entre 33.6 y 36.7 g/100 g, 
estos valores pueden ser atribuidos a que los frijoles no fueron cocidos y parte del almidón fue 
inaccesible a la acción enzimática (Vargas-Torres et al., 2004a). Sin embargo, Silva-Cristobal 
et al. (2010) reportaron un contenido de AT de 53.8 g/100 g para frijoles negros cocidos 
(variedad Cotaxtla), un valor más alto al que se evaluó en este estudio, la diferencia puede 
deberse a la variedad. 
 
 
55 
 
Cuadro 10. Almidón total de harina de frijol negro, masa de maíz de alta calidad proteínica 
(QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro (g/100 g). 
Muestra Almidón total 
Harina de frijol negro 44.36 ± 0.52c 
Masa QPM 77.68 ± 0.20a 
Tortilla QPM 76.69 ± 0.82a 
Tortilla QPM-frijol negro 66.75 ± 0.47b 
Los valores son la media ± error estándar, n=3, base seca. 
Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística significativa (p<0.05). 
 
El contenido de AT de la masa y la tortilla fueron similares. Tortillas elaboradas con diferentes 
harinas de maíz nixtamalizado comerciales tuvieron un contenido de AT entre 76.2 y 79.0 
g/100 g (Agama-Acevedo et al., 2004), y las elaboradas con diferentes masas comerciales 
entre 74.8 y 79.7 g/100 g (Agama-Acevedo et al., 2005), valores similares a los reportados en 
este estudio. 
La tortilla QPM-frijol negro tuvo un contenido (66.75 g /100 g) menor que la tortilla QPM, 
este efecto puede ser debido a la dilución producida por la adición de frijol negro, el cual tiene 
un contenido menor de AT. Un contenido similar de AT fue determinado para una tortilla que 
contenía frijol (65.6 g/100 g, Hernández-Salazar et al., 2006). 
 
6.3.2 Almidón disponible 
El contenido de almidón disponible (AD) de la harina de frijol negro, masa QPM, tortilla 
QPM y tortilla QPM-frijol negro se muestra en el Cuadro 11. El contenido de AD del frijol fue 
de 37.92 g/100 g. Se reportó un contenido menor de AD en frijoles cocidos de diferentes 
variedades cultivadas en México, con valores entre 21.7 y 32.2 g/100 g (Vargas-Torres et al 
2004b). Sin embargo, se ha reportado un intervalo más alto del contenido de AD en frijoles 
cocidos (27.88-39.21 g/100 g, Osorio-Díaz et al., 2003b), sugiriendo que el método de 
56 
 
cocción, el almacenamiento y posiblemente la variedad, tienen un efecto importante en el 
contenido de AD. 
 
Cuadro 11. Almidón disponible de harina de frijol negro, masa de maíz de alta calidad 
proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro (g/100 g). 
Muestra Almidón disponible* 
Harina de frijol negro 37.92 ± 0.55d 
Masa QPM 74.50 ± 0.20a 
Tortilla QPM 71.65 ± 0.80b 
Tortilla QPM-frijol negro 60.45 ±0.48c 
Los valores son la media ± error estándar, n=3, base seca. 
Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística significativa (p<0.05). 
* 
Valores calculados como diferencia entre el almidón total y el almidón resistente. 
 
La masa tuvo el contenido mayor de AD (74.50 g/100 g) y disminuyó cuando se obtuvo la 
tortilla (71.65 g/100 g). Rendon-Villalobos et al. (2002) reportaron un comportamiento 
semejante, con un valor de AD mayor en la masa (79.64 g/100 g) que en la tortilla (72.92 
g/100 g), además reportaron un contenido de almidón resistente retrogradado (ARR) en la 
masa de 0.65 g/100 g y en la tortilla de 1.06 g/100 g, por lo que, la disminución del contenido 
de AD puede deberse a que el almidón de la masa se encuentra parcialmente gelatinizado y 
parte de éste se retrograda cuando se produce la tortilla, la formación del ARR requiere de la 
deshidratación de la muestra gelatinizada, un fenómeno que es posible que ocurra cuando la 
tortilla es horneada aproximadamente a 250 ºC y enfriada. Valores similares de AD para 
tortillas elaboradas con masas comerciales fueron reportados (70.1-76.0 g/100 g, Agama-
Acevedo et al., 2005), y para tortillas elaboradas con diferentes harinas de maíz nixtamalizado 
comerciales (70.6-74.9 g/100 g, Agama-Acevedo et al., 2004). 
La adición del frijol a la tortilla disminuyó aproximadamente un 15.6% comparado con la 
tortilla, este comportamiento se debe a la cantidad de frijol adicionada y el menor contenido de 
57 
 
AD de esta leguminosa. El taco mexicano (alimento compuesto de tortilla y frijol 60:40) fue 
estudiado en su contenido de AD, mostrando un valor de 52.6 g/100 g (Sáyago-Ayerdi et al., 
2005); esta diferencia se debe a la proporción de ambos componentes y el método de 
preparación de las muestras. En la tortilla de maíz-frijol comercial se reportó un contenido de 
AD de 60.3 g/100 g, sin que la proporción maíz-frijol fuera declarada (Hernández-Salazar et 
al., 2006). 
 
6.3.3 Almidón resistente 
El contenido de almidón resistente (AR) de la harina de frijol negro, masa QPM, tortilla QPM 
y tortilla QPM-frijol negro se muestra en el Cuadro 12. 
El frijol negro tuvo el contenido de AR más alto (6.44 g/100 g) y fue similar al de la tortilla 
QPM-frijol negro (6.30 g/100 g). Se reportó un contenido de AR entre 3.5 y 5.1 g/100 g en 
cinco variedades de frijol negro cocido; otras variedades de frijol común tuvieron un valor de 
AR de 4.8 g/100 g (Rosin et al., 2002), 5.4 g/100 g (Landa-Habana et al., 2004), 5.3 g/100 g 
(Sáyago-Ayerdi et al., 2005) y 6.4 g/100 g (Osorio-Díaz et al., 2005). 
 
Cuadro 12. Almidón resistente de harina de frijol negro, masa de maíz de alta calidad 
proteínica (QPM), tortilla QPM y tortilla QPM-frijol negro (g/100 g). 
Muestra Almidón resistente 
Harina de frijol negro 6.44 ± 0.07a 
Masa QPM 3.17 ± 0.01c 
Tortilla QPM 5.04 ± 0.05b 
Tortilla QPM-frijol negro 6.30 ± 0.08a 
Los valores son la media ± error estándar, n=3, base seca. 
Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística significativa (p<0.05). 
 
58 
 
La masa tuvo el contenido menor de AR (3.17 g/100 g) y se obtuvo un incremento en la 
tortilla (5.04 g/100 g). Rendon-Villalobos et al. (2002) reportaron un comportamiento similar, 
con un valor menor en la masa (2.05 g/100 g) que en la tortilla (3.12 g/100 g). El valor de AR 
en la tortilla QPM fue más alto que el reportado para tortillas elaboradas con diferentes harinas 
de maíz nixtamalizado comerciales (1.20-2.46 g/100 g, Agama-Acevedo et al., 2004), tortillas 
elaboradas con diferentes masas comerciales (1.36-3.05 g/100 g, Agama-Acevedo et al., 
2005), tortilla comercial (2.14 g/100 g, Sáyago-Ayerdi et al., 2005) y tortilla elaborada con 
harina de maíz nixtamalizado comercial (2.55 g/100 g, Hernández-Salazar et al., 2006). La 
variedad QPM podría ser responsable de este contenido alto de AR en la tortilla, hasta ahora 
no había reportes concernientes con el contenido de AR en este tipo de tortilla. 
La adición del frijol a la tortillaprodujo un incremento pequeño en la cantidad de AR en la 
tortilla, porque el valor del AR en la tortilla QPM fue alto. Sáyago-Ayerdi et al. (2005) 
reportaron un contenido de AR de 3.93 g/100 g en el taco mexicano (alimento compuesto de 
tortilla y frijol 60:30), y Hernández-Salazar et al. (2006) reportaron un contenido de AR de 
2.99 g/100 g en la tortilla de maíz-frijol comercial. La tortilla QPM-frijol negro tuvo esta 
característica que es importante en la salud, ya que recientemente se ha considerado al AR 
como un ingrediente que combate la obesidad (Hendrich, 2010). 
 
6.3.4 Tasa de hidrólisis del almidón in vitro 
La tasa de hidrólisis del almidón in vitro de la harina de frijol negro, tortilla QPM y tortilla 
QPM-frijol negro se muestra en la Figura 7. 
La tortilla QPM exhibió el porcentaje de hidrólisis mayor durante el análisis. Este porcentaje 
de hidrólisis fue muy rápido en los primeros 15 min, a partir de entonces el incremento fue 
más lento, llegando a aproximadamente el 55 % a los 30 min y a un 60.7 % a los 90 min. Las 
tortillas elaboradas con diferentes harinas de maíz nixtamalizado comerciales tuvieron un 
comportamiento similar, pero su porcentaje de hidrólisis para el final fue entre 70 y 80 % 
(Agama-Acevedo et al., 2004), y para las tortillas elaboradas con diferentes masas comerciales 
el porcentaje de hidrólisis fue entre 70 y 75 % después de 30 min del ensayo, y no incrementó 
a partir de entonces (Agama-Acevedo et al., 2005). El porcentaje de hidrólisis menor en la 
59 
 
tortilla QPM puede ser debido a que el carácter QPM modifique algunas características 
estructurales del almidón. 
 
 
Figura 7. Hidrólisis del almidón in vitro de la harina de frijol negro (∙∙), tortilla de ma z de 
alta calidad proteínica (QPM) (—) y tortilla QPM-frijol negro (– –). Las barras representan el 
error estándar. 
 
Se encontró un comportamiento similar en el análisis de hidrólisis en la tortilla QPM-frijol 
negro con respecto a la tortilla QPM, pero el porcentaje de hidrólisis fue menor, alcanzando 
aproximadamente un 45 % de hidrólisis a los 30 min y un 50.5 % a los 90 min. La adición del 
frijol a la tortilla disminuye la velocidad de hidrólisis del almidón presente en la mezcla, 
debido a que el frijol tuvo los valores de hidrólisis menores, alcanzando un porcentaje de 
hidrólisis aproximado de 6 % a los 30 min y 10.77 % a los 90 min. Vargas-Torres et al. (2004b) 
reportaron un porcentaje de hidrólisis entre 17 y 28 % para diferentes variedades de frijol 
negro cosechadas en México. Tovar et al. (1990b) reportaron que son varios los factores 
involucrados en la reducción de la biodisponibilidad de los almidones de leguminosas. La 
presencia de tejido y estructuras celulares intactas encerrando los gránulos de almidón, 
0
10
20
30
40
50
60
70
0 15 30 45 60 75 90
H
id
ró
li
si
s 
(%
)
Tiempo (min)
60 
 
dificulta el hinchamiento y solubilización del almidón dando como resultado una reducción en 
la velocidad de digestión in vitro. 
La predicción del índice glucémico (pIG) de la harina de frijol negro, tortilla QPM y tortilla 
QPM-frijol negro se calculó a partir de los valores del porcentaje de hidrólisis a los 90 min 
(Goñi et al., 1997) (Cuadro 13). La tortilla QPM tuvo el pIG mayor (87.97) de las tres 
muestras analizadas; sin embargo, este valor fue menor al determinado para diferentes tortillas 
(elaboradas con maíz nixtamalizado en el laboratorio, masa comercial y harina de maíz 
nixtamalizado comercial), con valores entre 102 y 108 (Bello-Pérez et al., 2006), y una tortilla 
comercial con un valor de 97.5 (Hernández-Uribe et al., 2007). La tortilla QPM mostró 
parámetros de digestibilidad menores que los determinados en tortillas elaboradas con 
diferentes harinas de maíz nixtamalizado comerciales, masas comerciales y tortillas 
comerciales, el uso del QPM podría ser importante para producir tortillas con baja respuesta 
calórica. 
 
Cuadro 13. Porcentaje de hidrolisis a los 90 min (H90) y predicción del índice glucémico 
(pIG) de harina de frijol negro, tortilla de maíz de alta calidad proteínica (QPM) y tortilla 
QPM-frijol negro. 
Muestra H90 (%) pIG* 
Harina de frijol negro 10.77 ± 0.35c 47.92 ± 0.27c 
Tortilla QPM 60.72 ± 0.27a 87.97 ± 0.22a 
Tortilla QPM-frijol negro 50.50 ± 0.23b 79.76 ± 0.18b 
Los valores son la media ± error estándar, n=3, base seca. 
Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística significativa (p<0.05). 
* Predicción del índice glucémico (pIG)=39.21+0.803(H90) (Goñi et al., 1997). 
 
El frijol negro cocido tuvo el pIG menor (47.92), pero usando otros métodos (análisis de 
masticación/diálisis) se reportó un pIG menor para frijoles negros cocidos (27, Sáyago-Ayerdi 
et al., 2005), y usando frijoles negros enlatados con el método de masticación/diálisis el valor 
61 
 
de pIG fue de 44 (Tovar et al., 2003). La adición del frijol negro disminuye el valor del pIG de 
la tortilla (79.76), el cual fue más alto que el determinado por el método de 
masticación/diálisis en el taco Mexicano (alimento compuesto de tortilla y frijol 60:40), 
usando diferentes tortillas y frijoles, con valor de 48 (tortilla y frijol negro enlatado comercial) 
(Tovar et al., 2003) y 51(tortilla y frijol negro cocido) (Sáyago-Ayerdi et al., 2005). 
 
6.4 Estudios de capacidad antioxidante 
 
6.4.1 Contenido de polifenoles 
La harina de frijol negro muestra el contenido mayor de polifenoles extraíbles (PE) (Cuadro 
14), el cual fue de 5.55 mg/g. Xu et al. (2007) reportaron un contenido de compuestos 
fenolicos de 3.37-6.99 mg/g en extractos de acetona/agua/acido acético (70:29.5:0.5, v/v/v) de 
dos variedades de frijol negro. La diferencia en el contenido de PE se debe a la variedad del 
frijol, el valor determinado en la harina de frijol negro se encuentra dentro de este intervalo. El 
valor obtenido para PE en la tortilla QPM (0.96 mg/g) fue similar a lo reportado para maíz 
Amarillo con un contenido de fenoles libres de 1.04 mg/g (Lopez-Martinez et al., 2009) y para 
cereales de la dieta española con un contenido de PE de 1.07 mg/g (Saura-Calixto et al., 2007). 
Se encontró un incremento del 107% en el contenido de PE en la tortilla QPM-frijol negro 
(1.99 mg/g) comparado con la tortilla QPM. 
El contenido de polifenoles no extraíbles (taninos condensados y polifenoles hidrolizables) en 
las tres muestras fue mayor que el de los polifenoles extraíbles, lo cual fue consistente con lo 
reportado para leguminosas y cereales por Saura-Calixto et al. (2007). 
La harina de frijol negro tuvo el contenido mayor de taninos condensados (TC) (Cuadro 14), 
con un valor de 22.94 mg/g, el cual se encuentra dentro de los valores reportados por otros 
autores. Paredes-López et al. (2006) reportaron que el contenido de TC de distintas variedades 
Mexicanas de frijol puede encontrarse en un intervalo de 9.6-131.4 mg/g, De Mejía et al. 
(2003) reportaron un intervalo de 16.8-38.1 mg/g y Guzmán-Maldonado et al. (1996) 
reportaron un intervalo de 6.9-32.4 mg/g para diferentes variedades de frijol. Las diferencias 
62 
 
del contenido de TC en los frijoles dependen de la variedad y del lugar donde se cultivan (De 
Mejía et al., 2003). En la tortilla QPM no se detectaron TC, lo cual fue consistente con lo 
reportado por Pérez-Jiménez y Saura-Calixto (2005) y Saura-Calixto et al. (2007) para 
cereales. En la tortilla adicionada con frijol negro se detectaron TC (8.68 mg/g); este 
comportamiento indica que la proporción de leguminosa en la tortilla tiene un papel 
importante en el contenido de este tipo de componente nutraceutico. 
 
Cuadro 14. Contenido de polifenoles de harina de frijol negro, tortilla de maíz de alta calidad 
proteínica (QPM) y tortilla QPM-frijol negro. 
 Polifenoles (mg/g) 
Muestra Polifenoles extraíbles Taninos condensados Polifenoles hidrolizables 
Harina de frijol negro 5.55 ± 0.08a 22.94 ± 2.12a 12.13 ± 0.23a 
TortillaQPM 0.96 ± 0.05c N.d. 5.70 ± 0.13b 
Tortilla QPM-frijol negro 1.99 ± 0.08b 8.68 ± 1.28b 6.17 ± 0.18b 
Los valores son la media + el error estándar, n=3, base seca. 
Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística significativa (p<0.05). 
N.d.: No detectado. 
 
Con respecto al contenido de polifenoles hidrolizables (PH) (Cuadro 14), la harina de frijol 
negro tuvo el valor mayor (12.13 mg/g). Hasta ahora, no se habían realizado estudios de PH en 
frijoles, Saura-Calixto et al. (2007) reportaron un contenido de PH de 5.93 mg/g para una 
mezcla de leguminosas (35% garbanzo, 31% frijol y 34% lenteja), el cual fue un valor inferior 
al reportado en este trabajo, por lo que alguno de los constituyentes de la mezcla presentó un 
contenido menor al del frijol. El contenido de PH de la tortilla QPM (5.70 mg/g) fue mayor al 
reportado por Lopez-Martinez et al. (2009), quienes encontraron un contenido de fenoles 
ligados a la pared celular de 4.47 mg/g para maíz Amarillo, esta diferencia puede ser debido a 
la variedad del maíz. El valor determinado de PH de la tortilla QPM fue mayor al reportado 
para cereales en la dieta española (arroz y productos de trigo) con un contenido de PH de 4.72 
mg/g (Saura-Calixto et al., 2007). No se observó una diferencia significativa en el contenido 
63 
 
de PH entre la tortilla QPM y la tortilla QPM- frijol negro (6.17 mg/g). La doble cocción del 
frijol negro pudo haber sido la responsable de este comportamiento, se ha reportado que los 
PH pueden ser degradados por acción térmica a altas temperaturas (Maillard y Berset, 1995). 
En general, el contenido de polifenoles total (polifenoles extraíbles y polifenoles no extraíbles) 
en la tortilla de maíz QPM-frijol negro (16.84 mg/g) fue más alto que el contenido fenólico de 
alimentos considerados ricos en polifenoles como pimienta (13.45 mg/g), brócoli (12.04 mg/g) 
y espinacas (12.75 mg/g) (Turkmen et al., 2005). 
 
6.4.2 Capacidad antioxidante 
La capacidad antioxidante de la harina de frijol negro, la tortilla QPM y la tortilla QPM-frijol 
negro se muestra en el Cuadro 15. 
Los PE de la harina de frijol negro muestran la capacidad antioxidante (CA) más alta, con un 
valor de 57.58 µmol eq de Trolox/g. Xu et al. (2007) reportaron una CA de 48.91 y 92.73 
µmol eq de Trolox/g para dos variedades de frijol negro usando el método de capacidad de 
absorción de radicales de oxígeno (ORAC, por sus siglas en ingles). La variedad del frijol y el 
método de determinación pueden ser responsables de esta diferencia. La capacidad 
antioxidante de los PE de la tortilla de maíz QPM (6.95 µmol eq de Trolox/g) fue similar a la 
reportada para vegetales (6.7 µmol eq de Trolox/g, Saura-Calixto y Goñi, 2006). Se 
incrementó en un 80.5% la capacidad antioxidante de los PE de la tortilla al adicionar la harina 
de frijol negro (12.55 µmol eq de Trolox/g). La CA de los PE de la tortilla QPM-frijol negro 
fue similar a la reportada para productos con CA alta, tal como el vino rojo (12.14 µmol eq de 
Trolox/ml, Pellegrini et al., 2003) 
El contenido de TC en la harina de frijol negro fue más alto que el de PE; sin embargo, los TC 
exhiben una capacidad antioxidante menor (11.27 µmol eq de Trolox/g) (Cuadro 15). Esto 
puede ser debido a las diferencias en las estructuras químicas. Macheix et al. (1990) reportaron 
que aproximadamente el 90% de los flavonoides en las plantas se producen como glucósidos. 
Los TC pueden estar esterificados con unidades de glucosidos en la posición C3 (Dueñas et 
al., 2003). El remplazo de los grupos hidroxilo por moléculas de glucósidos tiene un impacto 
64 
 
significativo en la capacidad antioxidante, por lo que los flavonoides glucosilados exhiben una 
capacidad antioxidante menor (Plum et al., 1999). El resultado fue menor al reportado para 
frijoles negros cocidos con una capacidad antioxidante de taninos condensados de 13.2 µmol 
eq de Trolox/g (Hernández-Salazar et al., 2010), la variedad del frijol y el método de 
determinación pueden ser los responsables de esta diferencia. En la tortilla QPM no se detectó 
capacidad antioxidante, lo cual fue consistente con lo reportado por Pérez-Jiménez y Saura-
Calixto (2005) para cereales. Se cuantificó una capacidad antioxidante de TC de 3.62 µmol eq 
de Trolox/g para la tortilla QPM-frijol negro, esto se debió a un efecto de dilución cuando el 
frijol negro fue mezclado con el maíz, dicho resultado fue similar al reportado para espárragos 
(3.92 µmol eq de Trolox/g) y el tallo de acelgas (3.53 µmol eq de Trolox/g). El consumo de 
vegetales ha sido asociado con la reducción de la mortalidad por enfermedades degenerativas 
(Pellegrini et al., 2003). 
 
Cuadro 15. Capacidad antioxidante de harina de frijol negro, tortilla de maíz de alta calidad 
proteínica (QPM) y tortilla QPM-frijol negro. 
 
Capacidad antioxidante (método TEAC) 
(μmol eq de Trolox/g) 
Muestra Polifenoles extraíbles Taninos condensados Polifenoles hidrolizables 
Harina de frijol negro 57.58 ± 0.18a 11.27 ± 0.65a 14.54 ± 0.24a 
Tortilla QPM 6.95 ± 0.49c N.d. 0.87 ± 0.46b 
Tortilla QPM-frijol negro 12.55 ± 0.42b 3.62 ± 0.23b 1.44 ± 0.35b 
Los valores son la media + el error estándar, n=3, base seca. 
Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística significativa (p<0.05). 
N.d.: No detectado. 
TEAC: Trolox equivalent antioxidant capacity, por sus siglas en inglés. 
 
La capacidad antioxidante de los PH de la harina de frijol negro fue de 14.54 µmol eq de 
Trolox/g (Cuadro 15), la cual fue similar a la reportada en col roja (13.77 µmol Trolox eq/g, 
Proteggente et al., 2002). No se observó diferencia significativa entre la capacidad 
65 
 
antioxidante de los PH de la tortilla QPM (0.87 µmol eq de Trolox/g) y la tortilla adicionada 
con frijol negro (1.44 µmol eq de Trolox/g). Esto puede ser debido a que los PH en el frijol 
pudieron haber sido degradados por acción térmica en la segunda cocción (Maillard y Berset, 
1995). 
Se ha reportado que los polifenoles tienen actividad anticancerígena (Jankun et al., 1997), 
antiproliferativa (Seeram et al., 2004) y antimutagénica (Aparicio-Fernández et al., 2005). 
 
 
66 
 
7. CONCLUSIONES 
La tortilla elaborada a partir de la mezcla de maíz de alta calidad proteínica y frijol negro en 
comparación con la tortilla elaborada solamente con maíz de alta calidad proteínica: 
 Presentó un contenido mayor de fibra dietética total, proteína y cenizas 
 Su contenido de almidón total y disponible fue menor 
 Su contenido de almidón resistente fue mayor 
 Presentó un porcentaje de hidrólisis menor, lo que se vio reflejado en un índice 
glucémico menor 
 Presentó un contenido mayor de polifenoles extraíbles 
 Contuvo taninos condensados 
 Presentó una capacidad antioxidante mayor, con respecto a los polifenoles extraíbles y 
taninos condensados 
 
67 
 
8. PERSPECTIVAS 
 
Para investigaciones futuras, se sugiere hacer pruebas para encontrar el proceso para que el 
frijol negro no sea cocido completamente cuando se elabora la harina, y que llegue a su 
cocción final al hacer la tortilla; aunado a ello, se recomienda evaluar la digestibilidad de 
almidón y capacidad antioxidante de esta nueva tortilla, para conocer si de esta forma se 
incrementan sus propiedades benéficas en comparación con la actual, esto debido a que se 
podría tener un menor efecto del proceso térmico en las propiedades del frijol negro. Además, 
se plantea que se realicen pruebas de evaluación sensorial a la tortilla elaborada con la mezcla 
de maíz QPM y frijol negro, con el fin de conocer su aceptabilidad. 
 
Sería importante hacer un estudio del índice glucémico y capacidad antioxidante in vivo en 
humanos, debido a que la tortilla elaborada con una mezcla de maíz QPM y frijol negro cocido 
podría ser un producto enfocado hacia personas que necesitan un consumo restringido de 
calorías, talescomo personas con sobrepeso, obesidad o diabetes, o para quienes cuidan su 
salud, así como para prevenir el cáncer de colon. 
 
68 
 
8. LITERATURA CITADA 
 
AACC (2000). Approved Methods of the American Association of Cereal Chemists (10th ed.). 
St. Paul, MN: American Association of Cereal Chemists. 
Agama-Acevedo, E., Rendón-Villalobos, R., Tovar, J., Paredes-López, O., Islas-Hernández, J. 
J., & Bello-Pérez, L. A. (2004). In vitro starch digestibility changes during storage of 
maize flour tortillas. Nahrung/Food, 48, 38-42. 
Agama-Acevedo, E., Rendón-Villalobos, R., Tovar, J., Trejo-Estrada, S. R., & Bello-Pérez, L. 
A. (2005). Effect of storage time on in vitro digestion rate and resistant starch content 
of tortillas elaborated from commercial corn masas. Archivos Latinoamericanos de 
Nutricion, 55, 86-92. 
Aguilar, C. G. (2006). Maíz criollo mejorado con calidad prote nica para el sistema ―Milpa‖. 
pp: 35. En: Innovaciones tecnológicas 2005. Folleto técnico No. 4. Secretaria de 
Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (SAGARPA) e 
Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP). 
Aguilar, C. G., Torres, P. H., & Uribe, V. G. (2006). Validación de maíz criollo converso a 
calidad proteínica para el sistema Milpa en Yucatán. Boletín técnico. Fundación 
Produce Yucatán, A. C., Mérida, Yucatán. 
Amaya-Guerra, C. A., Alanis-Guzman, M. G., & Serna-Saldívar, S. O. (2004). Effects of 
soybean fortification on protein quality of tortilla-based diets produced from regular 
and quality protein maize. Plant Foods for Human Nutrition, 59, 45-50. 
AOAC (1997). Official methods of analysis (16th ed.). Gaithersburg: Association of Official 
Analytical Chemists. 
Aparicio-Fernández, X., Manzo-Bonilla, L., & Loarca-Piña, G. F. (2005). Comparison of 
antimutagenic activity of phenolic compounds in newly harvested and stored common 
beans phaseolus vulgaris against aflatoxin B1. Journal of Food Science, 70, S73-S78. 
 
69 
 
Asp, N. G. (2004). Definition and analysis of dietary fibre in the context of food 
carbohydrates. In: Dietary fibre. Bio-active carbohydrates for food and feed. (Eds: Van 
der Kamp JW, Asp NG, Miller Jones J, Schaafsma G), pp 21-26. Wageningen 
Academic Publishers, Países Bajos. 
Bednar, G. E., Patil, A. R., Murray, S. M., Grieshop, C. M., Merchen N. R., & Fahey, G. C. Jr. 
(2001). Starch and fiber fractions in selected food and feed ingredients affect their 
small intestinal digestibility and fermentability and their large bowel fermentability in 
vitro in a canine model. The Journal of Nutrition, 131, 276-286. 
Bello-Pérez, L. A., & Paredes-López O. (1999). El almidón: lo comemos, pero no lo 
conocemos. Ciencia, 50, 29-33. 
Bello-Pérez, L. A., Rendón-Villalobos, J. R., Agama-Acevedo, E., & Islas-Hernández, J. J. 
(2006). In vitro starch digestibility of tortillas elaborated by different masa preparation 
procedures. Cereal Chemistry, 83, 188-193. 
 Bourges, R. H. (1987). Las leguminosas en la alimentación. II Parte. Cuadernos de Nutrición, 
10, 22-30. 
Bravo, L. (1998). Polyphenols: chemistry, dietary sources, metabolism, and nutritional 
significance. Nutrition Reviews, 56, 317-333. 
Brennan, C. S. (2005). Dietary fibre, glycaemic response, and diabetes. Molecular Nutrition 
and Food Research, 49, 560-570. 
Bressani, R., Benavides, V., Acevedo, E. & Ortiz, M. A. (1990). Changes in selected nutrient 
contents and in protein quality of common and quality-protein maize during rural 
tortillaspreparation. Cereal Chemistry, 67, 515-518. 
Campos-Vega, R., Reynoso-Camacho, R., Pedraza-Aboytes, G., Acosta-Gallegos, J. A., 
Guzmán-Maldonado, S. H., Paredes-López, O., Oomah, B. D., & Loarca-Piña, G. 
(2009). Chemical composition and in vitro polysaccharide fermentation of different 
beans (Phaseolus vulgaris L.). Journal of Food science, 74, T59-T65. 
 
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925389232&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
70 
 
Candela, M., Astiasaran, I., & Bello, J. (1997). Cooking and warm-holding: Effect on general 
composition and amino acids of kidney beans (Phaseolus vulgaris), chickpeas (Cicer 
arietinum), and lentils (Lens culinaris). Journal of Agricultural and Food Chemistry, 
45, 4763-4767. 
Carmona-García, R., Osorio-Díaz, P., Agama-Acevedo, E., Tovar, J., & Bello-Pérez, L. A. 
(2007). Composition and effect of soaking on starch digestibility of Phaseolus vulgaris 
(L.) cv. ‗Mayocoba‘. International Journal of Food Science and Technology, 42, 296-
302. 
Champ, M., Langkilde, A-M., Brouns, F., Kettlitz, B., & Bail-Collet, Y. L. (2003). Advances 
in dietary fibre characterisation. 2. Consumption, chemistry, physiology and 
measurement of resistant starch; implications for health and food labeling. Nutrition 
Research Reviews, 16, 143-161. 
De Mejía, E. G., Guzmán-Maldonado, S. H., Acosta-Gallegos, J. A., Reynoso-Camacho, R., 
Ramírez-Rodríguez, E., Pons-Hernández, J. L., González-Chavira, M. M., Castellanos, 
J. Z., & Kelly, J. D. (2003). Effect of cultivar and growing location on the trypsin 
inhibitors, tannins, and lectins of common beans (Phaseolus vulgaris L.) grown in the 
semiarid highlands of Mexico. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 51, 5962-
5966. 
Delgado, H. L. (2006). La seguridad alimentaria y nutricional en Centroamérica: situación 
actual. Instituto de Nutrición de Centroamérica y Panamá. [En línea] Disponible: 
wqce.sica.int/busqueda/busqueda_archivo.aspx?Archivo=nttc_10503_1_21092006.pdf, 
Abril del 2009. 
Dueñas, M., Sun, B., Hernández, T., Estrella, I., & Spranger, M. I. (2003). Proanthocyanidin 
composition in the seed coat of lentils (Lens culinaris L.). Journal of Agricultural and 
Food Chemistry, 51, 7999-8004. 
Eliasson, A. C. (1996). Carbohydrates in Food. Marcel Dekker, New York. 
Englyst, K. N., & Englyst, H. N. (2005). Carbohydrate bioavailability. British Journal of 
Nutrition, 94, 1-11. 
71 
 
Espinosa, A., Sierra, M. M., & Gómez, M. N. (2002). Producción y tecnología de semillas 
mejoradas de maíz por el INIFAP en el escenario sin la PRONASE. Agronomía 
Mesoamericana, 14, 117-121. 
Espinosa, C. A., Gómez, M. N., Sierra, M. M., Caballero, H. F., Coutiño, E. B., Palafox, C. 
A., Rodríguez, M. F., García, B. A., Cano, R. O., & Betanzos, M. E. (2005). Los 
maíces de calidad proteínica y la producción de semillas en México. Ciencia y 
Desarrollo en Internet, 184, 1-10. 
Figueroa, C. J. D., Acero, G. M. G., Quezada, T. T., & Rebollar, S. E. (2005). Effect of 
nutritionally fortified tortillas on growth and physical development in the pig. Nutrition 
Research, 25, 711–716. 
Figueroa, C. J. D., Acero, G. M. G., Vasco, M. N. L., Lozano, G. A., Flores, A. L. M., & 
González-Hernández, J. (2001). Fortificación y evaluación de tortillas de 
nixtamal. Archivos Latinoamericanos de Nutrición, 51, 293-302. 
Foster-Powell, K., & Brand-Miller, J. (1995). International tables of glycemic index. The 
American Journal of Clinical Nutrition, 62, 871S–893S. 
Foster-Powell, K., HA, H. S., & Brand-Miller, J. C. (2002). International table of glycemic 
index and glycemic load values: 2002. The American Journal of Clinical Nutrition, 76, 
5-56. 
Goñi, I., Garcia-Alonso, A., & Saura-Calixto, F. (1997). A starch hydrolysis procedure to 
estimate glycemic index. Nutrition Research, 17, 427-437. 
Goñi, I., García-Diz, L., Mañas, E., & Saura-Calixto, F. (1996). Analysis of resistant starch: A 
method for foods and food products. Food Chemistry, 56, 445-449. 
Graham, G. G. (1993). Quality-protein maize with a high fat content as a weaning food. 
Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition, 17, 139-144. 
Guzmán, A. B., Hernández, E. J., Ortega, E. S., Viruegas, R. R., & Barrita, J. L.S. (2009). Los 
nutracéuticos. Lo que es conveniente saber. Revista Mexicana de Pediatría, 76, 136-
145. 
72 
 
Guzmán-Maldonado, H., Castellanos, J., & González, M. E. (1996). Relationship between 
theoretical and experimentally detected tannin content of common beans (Phaseolus 
vulgaris L.). Food Chemistry, 55, 333-335. 
Guzmán-Mardonado, S. H., & Paredes-López, O. (1998). Perdidas irreversibles de un rico 
legado de la naturaleza para la humanidad. El caso del frijol común en México. 
Ciencia, 49, 5-13. 
Hartzfeld, P. W., Forkner, R., Hunter, M. D., & Hagerman, A. E. (2002). Determination of 
hydrolizable tannins (gallotannins and ellagitanins) after reaction with potassium 
iodate. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 50, 1785-1790. 
Hendrich, S. (2010). Battling obesity with resistant starch. Food Technology, 64, 22-30. 
Henningsson, A. M., Björck, I. M. E., & Nyman, E. M. G. L. (2002). Combinations of 
indigestible carbohydrates affect short-chain fatty acid formation in the hindgut of rats. 
The Journal of Nutrition, 132, 3098-3104. 
Hernández-Salazar, M., Agama-Acevedo, E., Sáyago-Ayerdi, S. G., Tovar, J., & Bello-Pérez, 
L. A. (2006). Chemical composition and starch digestibility of tortillas prepared with 
non-conventional comercial nixtamalized maize flours. International Journal of Food 
Sciences and Nutrition, 57, 143-150. 
Hernández-Salazar, M., Osorio-Diaz, P., Loarca-Piña, G., Reynoso-Camacho, R., Tovar, J., & 
Bello-Pérez, L. A. (2010). In vitro fermentability and antioxidant capacity of the 
indigestible fraction of cooked black beans (Phaseolus vulgaris L.), lentils (Lens 
culinaris L.) and chickpeas (Cicer arietinum L.). Journal of the Science of Food and 
Agriculture, 90, 1417-1422. 
Hernández-Uribe, J. P., Agama-Acevedo, E., Islas-Hernández, J. J., Tovar, J., & Bello-Pérez, 
L. A. (2007). Chemical composition and in vitro starch digestibility of pigmented corn 
tortilla. Journal of the Science of Food and Agriculture, 87, 2482–2487. 
Holm, J., Björck, I., Asp, N. G., Sjoberg, L. B., & Lundquist, I. (1985). Starch availability in 
vitro and in vivo after flaking, steam-cooking and popping of wheat. Journal of Cereal 
Science, 3, 193-200. 
http://www.refdoc.fr/?traduire=en&FormRechercher=submit&FormRechercher_Txt_Recherche_name_attr=listeTitreSerie:%20(Food%20technology)
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925419039&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925419039&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
73 
 
Holm, J., Bjorck, I., Ostrowska, S., Eliasson, A. C., & Asp, N. G. (1983). Digestibility of 
amylose-lipid complexes in vitro and in vivo. Staerke, 35, 294-297. 
Hoover, R., & Zhou, Y. (2003). In vitro and in vivo hydrolysis of legume starches by α-
amylase and resistant starch formation in legumes-a review. Carbohydrate Polymers, 
54, 401-417. 
IMSS (2008). Asume IMSS el reto de reducir sobrepeso y obesidad en los niños. Instituto 
Mexicano del seguro social coordinación de comunicación social. No. 397. 
Jankun, J., Selman, S. H., Swiercz, R., & Skrzypczak-Jankun, E. (1997). Why drinking green 
tea could prevent cancer. Nature, 387, 561. 
Jenkins, D. JA., Kendall, C. WC., Augustin, L. SA., Franceschi, S., Hamidi, M., Marchie, A., 
Jenkins, A. L., & Axelsen, M. (2002). Glycemic index: overview of implications in 
health and disease. American Journal of Clinical Nutrition, 76, 266S-273S. 
Kris-Etherton, P. M., Hecker, K. D., Bonanome, A., Coval, S. M., Binkoski, A. E., Hilpert, K. 
F., Griel, A. E. & Etherton, T. D. (2002). Bioactive compounds in foods: their role in 
the prevention of cardiovascular disease and cancer. The American Journal of 
Medicine, 113, 71S-88S. 
Landa-Habana, L., Piña-Hernández, A., Agama-Acevedo, E., Tovar, J., & Bello-Pérez, L. A. 
(2004). Effect of cooking procedures and storage on starch bioavailability in common 
beans (Phaseolus vulgaris L.). Plant Foods for Human Nutrition, 59, 133-136. 
Lehmann, U., & Robin, F. (2007). Slowly digestible starch-its structure and health 
implications: a review. Trends in Food Science and Technology, 18, 346-355. 
Liu, R. H. (2004). Potential synergy of phytochemicals in ancer prevention:mechanism of 
action. The Journal of Nutrition, 134, 3479S-3485S. 
Lopez-Martinez, L. X., Oliart-Ros, R. M., Valerio-Alfaro, G., Lee, C-H., Parkin, K. L., & 
Garcia, H. S. (2009). Antioxidant activity, phenolic compounds and anthocyanins 
content of eighteen strains of Mexican maize. LWT - Food Science and Technology, 
42, 1187-1192. 
http://www.ajcn.org/
74 
 
Loureiro, M. L. (2004). Obesity: Economic Dimensions of a ―Super Size‖ Problem. Choices. 
[En línea] Disponible: www.choicesmagazine.org/2004-3/obesity/2004-3-02.htm, 
Enero del 2009. 
Macheix, J-J., Fleuriet, A., & Billot, J. (1990). Fruit phenolics. Boca Raton, FL: CRC Press. 
Maillard, M-N, & Berset, C. (1995). Evolution of antioxidant activity during kilning: Role of 
insoluble bound phenolic acids of barley and malt. Journal of Agricultural and Food 
Chemistry, 43, 1789-1793. 
Manach, C., Scalbert, A., Morand, C., Rémésy, C., & Jiménez, L. (2004). Polyphenols: food 
sources and bioavailability. The American Journal of Clinical Nutrition, 79, 727-747. 
Mathers, C. D., & Loncar, D. (2006). Updated projections of global mortality and burden of 
disease, 2002-2030: data sources, methods and results. World Health Organization. 
Méndez-Montealvo, G., Solorza-Feria, J., Velázquez, V. M., Gómez-Montiel, N., Paredes-
López, O., & Bello-Pérez, L. A. (2005). Composición química y caracterización 
calorimétrica de híbridos y variedades de maíz cultivadas en México. Agrociencia, 39, 
267-274. 
Mertz, E. T., Bates, L. S., & Nelson, O. F. (1964). Mutant gene that changes protein 
composition and increase lysine content of maize endosperm. Science, 145, 279. 
Tomado de: Sierra, M. M., Palafox, C. A., Cano, R. O., Rodríguez, M. F. A., Espinosa, 
C. A., Turrent, F. A., Gómez, M. N., Córdova, O. H., Vergara, A. N. & Aveldaño, S. 
R. (2004). H-553C, híbrido de maíz de calidad proteínica para el trópico húmedo de 
México. Revista Fitotecnia Mexicana, 27, 117-119. 
Milán-Carrillo, J., Gutiérrez-Dorado, R., Cuevas-Rodríguez, E. O., Garzón-Tiznado, J. A., & 
Reyes-Moreno, C. (2004). Nixtamalized flour from quality protein maize (zea mays l). 
Optimization of alkaline processing. Plant Foods for Human Nutrition, 59, 35–44. 
Mobbs, C. V., Mastaitis, J., Yen, K, Schwartz, J., Mohan, V., Poplawski, M., & Isoda, F. 
(2007). Low-carbohydrate diets cause obesity, low-carbohydrate diets reverse obesity: 
a metabolic mechanism resolving the paradox. Appetite, 48, 135-138 
 
http://www.choicesmagazine.org/2004-3/obesity/2004-3-02.htm
75 
 
Mora-Avilés, A., Lemus-Flores, B., Miranda-López, R., Hernández-López, D., Pons-
Hernández, J. L., Acosta-Gallegos, J. A., & Guzmán-Maldonado, S. H. (2007). Effects 
of common bean enrichment on nutritional quality of tortillas produced from 
nixtamalized regular and quality protein maize flours. Journal of the Science of Food 
and Agriculture, 87, 880-886. 
Moure, A., Cruz, J. M., Franco, D., Domínguez, J. M., Sineiro, J., Domínguez, H., Nuñes, M. 
J., & Parajó, J. C. (2001). Natural antioxidants from residual sources. Food Chemistry, 
72, 145-171. 
Naczk, M., & Shahidi, F. (2004). Extraction and analysis of phenolics in food. Journal of 
Chromatography A, 1054, 95-111. 
Olaiz, G., Rivera, J., Shamah, T., Rojas, R., Villalpando, S., Hernández, M., & Sepúlveda, J. 
(2006). Encuesta nacional de salud y nutrición 2006. Instituto Nacionalde Salud 
Pública y Secretaria de Salud. 
Osorio-Díaz, P., Bello-Pérez, L. A., Sáyago-Ayerdi, S. G., Benítez-Reyes, M. P., Tovar, J., & 
Paredes-López, O. (2003a). Effect of processing and storage time on in vitro 
digestibility and resistant starch content of two bean (Phaseolus vulgaris L) varieties. 
Journal of the Science of Food and Agriculture, 83, 1283-1288. 
Osorio-Díaz, P., Méndez-Montealvo, G., Agama-Acevedo, E., Islas-Hernández, J. J., Sánchez-
Muñoz, J., & Bello-Pérez, L. A. (2003b). Biodisponibilidad del almidón en dos 
variedades comerciales de frijol (Phaseolus vulgaris L.) y en frijoles industrializados. 
Agrociencia, 37, 565-573. 
Osorio-Díaz, P., Tovar, J., Paredes-López, O., Acosta-Gallegos, J. A., & Bello-Pérez, L. A. 
(2005). Chemical composition and in vitro starch bioavailability of Phaseolus vulgaris 
(L) cv Mayocoba. Journal of the Science of Food and Agriculture, 85, 499-504. 
Paredes-López, O., & Saharopulos-Paredes, M. E. (1983). A review of tortilla production 
technology. Bakers Dig, 13, 16-25. 
Paredes-López, O., Guevara-Lara, F. & Bello-Pérez, L. A. (2006). Los alimentos mágicos de 
las culturas indígenas mesoamericanas, 1a ed. Fondo de Cultura Económica. 
México. pp.16-88. 
76 
 
Paredes-López, O., Guzmán-Maldonado, H., & Serna-Saldívar, S. (2000). Los alimentos 
mágicos de las culturas indígenas de México-El caso de la tortilla. Culiacán, Sinaloa, 
México: El Colegio de Sinaloa City. 
Patterson, C. A., Maskus, H., & Bassett, C. M. C. (2010). Fortifying foods with pulses. Cereal 
Foods World, 55, 56-62. 
Pellegrini, N., Serafini, M., Colombi, B., Del Rio, D., Salvatore, S., Bianchi, M., & Brighenti, 
F. (2003). Total antioxidant capacity of plant foods, beverages and oils consumed in 
Italy assessed by three different in vitro assays. The Journal of Nutrition, 133, 2812-
2819. 
Pérez-Jiménez, J., & Saura-Calixto, F. (2005). Literature data may underestimate the actual 
antioxidant capacity of cereals. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53, 5036-
5040. 
Plumb, G. W., Prince, K. R., & Williamson, G. (1999). Antioxidant properties of flavonol 
glucosides from tea. Redox Report, 4, 13-16. 
Preston, K.R. (1998). Interaction: The Keys to Cereal Quality (edited by R.J. Hamer & R.C. 
Hoseney) pp. 81-93. St Paul, MN: American Association of Cereal Chemists. 
Proteggente, A. R., Pannala, A. S., Paganga, G., van Buren, L., Wagner, E., Wiseman, S., van 
de Put, F., Dacombe, C., & Rice-Evans, C. A. (2002). The antioxidant activity of 
regularly consumed fruit and vegetables reflects their phenolic and vitamin C 
composition. Free Radical Research, 36, 217-233. 
Pulido, R., Hernández-García, M., & Saura-Calixto, F. (2003). Contribution of beverages to 
the intake of lipophilic and hydrophilic antioxidants in the Spanish diet. European 
Journal of Clinical Nutrition, 57, 1275-1282. 
Ragaee, S., Abdel-Aal, E-S. M., & Noaman, M. (2006). Antioxidant activity and nutrient 
composition of selected cereals for food use. Food Chemistry, 98, 32–38. 
Re, R., Pellegrini, N., Proteggente, A., Pannala, A., Yang, M., & Rice-Evans, C. (1999). 
Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. 
Free Radical Biology and Medicine, 26, 1231-1237. 
77 
 
Reed, J. D. (1995). Nutritional toxicology of tannins and related polyphenols in forage 
legumes. Journal of Animal Science, 73, 1516-1528. 
Reed, J. D., McDowell, R. E., Van Soest, P. J., & Horvath, P. J. (1982). Condensed tannins: A 
factor limiting the use of cassava forage. Journal of the Science of Food and 
Agriculture, 33, 213-220. 
Rehman, Z., Salariya, A. M., & Zafar, S. I. (2001). Effect of processing on available 
carbohydrate content and starch digestibility of kidney beans (Phaseolus vulgaris L.). 
Food Chemistry, 73, 351-355. 
Rendon-Villalobos, R., Bello-Pérez, L. A., Osorio-Díaz, P., Tovar, J., & Paredes-López, O. 
(2002). Effect of storage time on in vitro digestibility and resistant starch content of 
nixtamal, masa, and tortilla. Cereal Chemistry, 79, 340-344. 
Reyes-Moreno, C., & Paredes-López, O. (1993). Hard to cook phenomenon in common beans- 
A review. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 33, 227-286. 
Reynoso-Camacho, R., Ríos-Ugalde, M. C., Torres-Pacheco, I., Acosta-Gallegos, J. A., 
Palomino-Salinas, A. C., Ramos-Gómez, M., González-Jasso, E., & Guzmán-
Maldonado, S. H. (2007). El consumo de frijol común(Phaseolus vulgaris L.) y su 
efecto sobre el cáncer de colon en ratas Sprague-Dawley. Agricultura Técnica en 
México, 33, 43-52. 
Robles, R. R., Murray, E. D., & Paredes-López, O. (1988). Physicochemical changes of maize 
starch during the lime-heat treatment for tortilla making. International Journal of Food 
Science and Technology, 23, 91-98. 
Rojas-Molina, I., Gutiérrez, E., Cortés-Acevedo, M. E., Falcón, A., Bressani, R., Rojas, A., 
Ibarra, C., Pons-Hernández, J. L., Guzmán-Maldonado, S. H., Cornejo-Villegas, A., & 
Rodríguez, M. E. (2008). Analysis of quality protein changes in nixtamalized QPM 
flours as a function of the steeping time. Cereal Chemistry, 85, 409-416. 
Rosado, J. L., López, P., Morales, M., Muñoz, E., & Allen, L. H. (1992). Bioavailability of 
energy, nitrogen, fat, zinc, iron and calcium from rural and urban Mexican diets. The 
British Journal of Nutrition, 68, 45-58. 
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925389232&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
http://www.informaworld.com/smpp/title~db=all~content=t713606380
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925574952&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925574952&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925389232&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925250109&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925250109&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
78 
 
Rosin, P. M., Lajolo, F. M., & Menezes, E. W. (2002). Measurement and characterization of 
dietary starches. Journal of Food Composition and Analysis, 15, 367-377. 
Sajilata, M. G., Singhal, R. S., & Kulkarni, P. R. (2006). Resistant starch-a review. 
Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 5, 1-17. 
Sathe, S. R., Rangnekar, P. D., Deshpande, S. S., & Salunkhe, D. K. (1982). Isolation and 
partial characterization of black gram (Phaseolus mungo L.) starch. Journal of Food 
Science , 47, 1524-1538. 
Saura-Calixto, F., & Goñi, I. (2006). Antioxidant capacity of the spanish mediterranean diet. 
Food Chemistry, 94, 442–447. 
Saura-Calixto, F., Serrano, J., & Goñi, I. (2007). Intake and bioaccessibility of total 
polyphenols in a whole diet. Food Chemistry, 101, 492-501. 
Sáyago-Ayerdi, S. G., Tovar, J., Osorio-Diáz, P., Paredes-López, O., & Bello-Pérez, L. A. 
(2005).In vitro starch digestibility and predicted glycemic index of corn tortilla, black 
beans, and tortilla-bean mixture: Effect of cold storage. Journal of Agricultural and 
Food Chemistry, 53, 1281-1285. 
Scalbert, A., & Williamson, G. (2000). Dietary intake and bioavailability of polyphenols. The 
Journal of Nutrition, 130, 2073S-2085S. 
Schneeman, B. O. (1999). Fiber, inulin and oligofructose: similarities and differences. The 
Journal of Nutrition, 129, 1424S-1427S. 
Seeram, N. P., Adams, L. S., Hardy, M. L., & Heber, D. (2004). Total cranberry extract versus 
its phytochemical constituents: antiproliferative and synergistic effects against human 
tumor cell lines. Journal of Agricultural and Food Chemistry,52, 2512-2517. 
Serna-Saldívar, S. O., & Rooney, L. W. (1994). Quality protein maize processing and 
perspectives for industrial utilization. In B. A. Larkins, & E. T. Mertz (Eds.), Quality 
protein maize: proceedings of the International symposium on quality protein maize 
(pp. 89–120). EMBRAPA/CNPMS, Sete Lagoas, M G, Brazil, 1–3 December. 
 
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925413890&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925413890&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
79 
 
Serna-Saldivar, S. O., Amaya, G. C. A., Herrera, M. P., Melesio, C. J. L., Preciado, O. R. E., 
Terron I. A. D., & Vazquez, C. G. (2008). Evaluation of the lime-cooking and tortilla 
making properties of quality protein maize hybrids grown in Mexico. Plant Foods for 
Human Nutrition, 63,119–125. 
Serrano, J., Puupponen-Pimiä, R., Dauer, A., Aura, A-M., & Saura-Calixto F. (2009). 
Tannins: current knowledge of food sources, intake, bioavailability and biological 
effects. Molecular Nutrition and Food Research, 53, S310-S329. 
Sierra, M. M., Palafox, C. A., Cano, R. O., Rodríguez, M. F. A., Espinosa, C. A., Turrent, F. 
A., Gómez, M. N., Córdova, O. H., Vergara, A. N., & Aveldaño, S. R. (2004). H-
553C, híbrido de maíz de calidad proteínica para el trópico húmedo de México. Revista 
Fitotecnia Mexicana, 27, 117-119. 
Silva-Cristobal, L., Osorio-Díaz, P., Tovar, J., & Bello-Pérez, L. A. (2010). Chemical 
composition, carbohydrate digestibility, and antioxidant capacity of cooked black bean, 
chickpea, and lentil Mexican varietiesComposición química, digestibilidad de 
carbohidratos, y capacidad antioxidante de variedades mexicanas cocidas de frijol 
negro, garbanzo, y lenteja. CyTA - Journal of Food, 8, 7-14. 
Singleton, V. L., Orthofer, R., & Lamuela-Raventós, R. M. (1999). Analysis of total phenols 
and other oxidation substrates and antioxidants by means of Folin-Ciocalteu reagent. 
Methods in Enzymology, 299, 152-178 
Slaughter, S. L., Ellis, P. R., Butterworth, & P. J. (2001). An investigation of the action of 
porcine pancreatic α-amylase on native and gelatinised starches. Biochimica et 
Biophysica Acta, 1525, 29-36. 
Stephen, A. M. (1995). Resistant starch. En D. Kritchevsky, & C. Bonfield (Eds.), Dietary 
fibre in health and disease (pp. 453-458). St. Paul, MN: Eagan Press. Referenciado en: 
Tharanathan, R. N., & Mahadevamma, S. (2003). Grain legumes-a boon to human 
nutrition. Trends in Food Science and Technology, 14, 507-518. 
Tester, R. F., Karkalas, J., & Qi X. (2004). Starch-composition, fine structure and architecture. 
Journal of Cereal Science, 39, 151-165. 
80 
 
Tharanathan, R. N., & Mahadevamma, S. (2003). Grain legumes-a boon to human nutrition. 
Trends in Food Science and Technology, 14, 507-518. 
Thorne, M. J., Thompson, L. U., & Jenkins D. JA. (1983). Factors affecting starch digestibility 
and the glycemic response with special reference to legumes. The American Journal of 
Clinical Nutrition, 38, 481-488. 
Tovar, J., Bello-Pérez, L. A., Osorio D. P., & Rendón, V. R. (2006).Almidón resistente: 
caracterización y análisis. En: F. M. Lajolo, & M. E. Wenzel (eds), Carbohidratos en 
alimentos regionales iberoamericanos (pp. 63-88). Säo Paulo, Brasil: Editora da 
Universidade. 
Tovar, J., Björck, I. M., & Asp, N-G. (1990b). Starch content and α-amylolysis rate in 
precooked legume flours. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 38, 1818-1823. 
Tovar, J., Bjorck, I., & Asp, N. G. (1990a). Analytical and nutritional implications of limited 
enzymic availability of starch in cooked red kidney beans. Journal of Agricultural and 
Food Chemistry, 38, 488-493. 
Tovar, J., Bjorck, I., & Asp, N. G. (1992). Incomplete digestion of legume starches in rats: a 
study of pre-cooked flours containing retrograded and physically inaccessible starch 
fractions. Journal of Nutrition, 122, 1500-1507. 
Tovar, J., Sáyago-Ayerdi, S. G., Peñalver, C., Paredes-López, O., & Bello-Pérez, L. A. (2003). 
In vitro starch hydrolysis index and predicted glycemic index of corn tortilla, black 
beans (Phaseolus vulgaris L.), and Mexican ―taco‖. Cereal Chemistry, 80, 533-535. 
Turkmen, N., Sari, F., & Velioglu, Y. S. (2005). The effect of cooking methods on total 
phenolics and antioxidant activity of selected green vegetables. Food Chemistry, 93, 
713-718. 
Vargas-Torres, A., Osorio-Díaz, P., Islas-Hernández, J. J., Tovar, J., Paredes-López, O., & 
Bello-Pérez, L. A. (2004b). Starch digestibility of five cooked black bean (Phaseolus 
vulgaris L.) varieties. Journal of Food Composition and Analysis, 17, 605-612. 
Vargas-Torres, A., Osorio-Díaz, P., Tovar, J., Paredes-López, O., Ruales, J., & Bello-Pérez, L. 
A. (2004a). Chemical composition, starch bioavailability and indigestible fraction of 
common beans (Phaseolus vulgaris L.). Starch/Stärke, 56, 74-78. 
http://helena-1.lib.iastate.edu:3210/sfxlcl3?url_ver=Z39.88-2004&url_ctx_fmt=infofi/fmt:kev:mtx:ctx&ctx_enc=info:ofi/enc:UTF-8&ctx_ver=Z39.88-2004&rfr_id=info:sid/sfxit.com:azlist&sfx.ignore_date_threshold=1&rft.object_id=954925389232&rft.object_portfolio_id=&svc.fulltext=yes
81 
 
Waliszewski, K. N., Estrada, Y., & Pardio, V. (2003). Recovery of lysine and tryptophan from 
fortified nixtamalized cornflour and tortillas. International Journal of Food Science 
and Technology, 38, 73–75. 
Waliszewski, K. N., Pardio, V., & Carreon, E. (2002). Physicochemical and sensory properties 
of corn tortillas made from nixtamalized corn flour fortified with spent soymilk residue 
(Okara). Journal of Food Science 67, 3194-3197. 
WHOGIB (2008a). The Impact of Cancer In Your Country - Data Tables. WHO Global 
InfoBase 2008. [En línea] Disponible: 
http://apps.who.int/infobase/report.aspx?rid=153&iso=MEX&generateResults=Genera
te+Report, Enero del 2009. 
WHOGIB (2008b). The Impact of Cancer In Your Country – Graphs. WHO Global InfoBase 
2008. [En línea] Disponible: 
http://apps.who.int/infobase/report.aspx?rid=119&iso=MEX&generateReport=Generat
e+Report, Enero del 2009. 
Williamson, G., & Manach, C. (2005). Bioavailability and bioefficacy of polyphenols in 
humans. II. Review of 93 intervention studies. American Journal of Clinical Nutrition, 
81, 243S–255S. 
Xu, B. J., Yuan, S. H., & Chang, S. K. C. (2007). Comparative analyses of phenolic 
composition, antioxidant capacity, and color of cool season legumes and other selected 
food legumes. Journal of Food Science, 72, S167-S177. 
Zhang, G., Ao, Z., & Hamaker, B. R. (2006). Slow digestion property of native cereal 
starches. Biomacromolecules,7, 3252-3258.