Manual_de_técnicas_básicas_para_un_laboratorio_de_salud_OMS_2_ed

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ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA 
SALUD
GINEBRA
This manual provides a practical guide to the safe and accurate perfor-
mance of basic laboratory techniques. Intended for use by laboratory
technicians working in peripheral-level laboratories in developing coun-
tries, the book emphasizes simple, economical procedures that can
yield accurate results where resources, including equipment, are scarce
and the climate is hot and humid.
The book is divided into three parts. The first describes the setting-up
of a peripheral health laboratory and general laboratory procedures,
including use of a microscope and laboratory balances, centrifugation,
measurement and dispensing of liquids, and cleaning, disinfection and
sterilization of laboratory equipment. Methods of disposal of labora-
tory waste, dispatch of specimens to reference laboratories and labora-
tory safety are also discussed. The second part describes techniques for
the examination of different specimens for helminths, protozoa, bacte-
ria and fungi. Techniques for the preparation, fixation and staining of
smears are also discussed. The third and final part describes the
examination of urine, cerebrospinal fluid and blood, including tech-
niques based on immunological and serological principles. For each
technique, a list of materials and reagents is given, followed by a
detailed description of the method and the results of microscopic
examination.
Numerous illustrations are used throughout the book to clarify the
different steps involved. A summary of the reagents required for the
various techniques and their preparation is provided in the annex.
M A N U A L
D E T É C N I C A S
B Á S I C A S
PARA UN LABORATORIO
DE SALUD
2 ª EDICIÓN
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WHO9 789241 545303
ISBN 92-4-154530-5
http://booksmedicos.org
La Organización Mundial de la Salud se fundó en 1948 como organismo especializado de las Naciones 
Unidas que actúa como autoridad directiva y coordinadora de los aspectos internacionales de la salud y la 
salud pública. Una de las funciones constitucionales de la OMS es la de proporcionar información fiable y ob-
jetiva y asesoramiento en el campo de la salud humana, la responsabilidad que cumple en parte gracias a su 
extenso programa de publicaciones. 
La Organización busca a través de sus publicaciones apoyar las estrategias nacionales de salud y atender 
los problemas más acuciantes de salud pública de las poblaciones de todo el mundo. Para responder a las 
necesidades de los Estados Miembros en todos los niveles de desarrollo, la OMS publica manuales prácticos guías 
de referencia y material de capacitación para determinadas categorías de trabajadores de la salud; las directrices 
aplicables a escala internacional y las normas, los exámenes y análisis de políticas, programas e 
investigaciones sobre salud; y los informes de consenso de vanguardia que ofrecen asesoramiento técnico y 
recomendaciones para la toma de decisiones. Estos libros están estrechamente vinculados a las actividades 
prioritarias de la Organización, que abarca el control y prevención de enfermedades y el desarrollo de sis-
temas de salud equitativos basados en la atención primaria de la salud y la promoción de la salud de los indi-
viduos y las comunidades. Avanzar hacia la mejora de la salud para todos exige también la difusión mundial y 
el intercambio de información que se basa en el conocimiento y la experiencia de todos los países miembros 
de la OMS y la colaboración de los líderes mundiales en salud pública y el campo de las ciencias biomédicas. 
Para asegurar la más amplia disponibilidad de información autorizada y orientación en materia de salud, que 
fija la amplia difusión internacional de sus publicaciones y alienta a la traducción y adaptación. Al contribuir a 
la promoción y protección de la salud y la prevención y el control de las enfermedades en todo el mundo, los 
libros de la OMS favorecen a la consecución de los objetivos principales de la Organización: El logro que 
todas las personas tengan el mayor nivel posible de salud.
Selected WHO publications of related interest
Basic laboratory methods in medical parasitology.
1991 (122 pages)
Basic laboratory methods in clinical bacteriology.
1991 (128 pages)
Laboratory diagnosis of sexually transmitted diseases.
Van Dyck E, Meheus AZ, Piot P.
1999 (146 pages)
Maintenance and repair of laboratory,
diagnostic imaging, and hospital equipment.
1994 (164 pages)
Safe management of wastes from health-care activities.
Prüss A, Giroult E, Rushbrook P, eds.
1999 (244 pages)
Safety in health-care laboratories.
(document WHO/LAB/97.1)
1997 (157 pages)
Laboratory biosafety manual, 2nd ed.
1993 (133 pages)
Basics of quality assurance for intermediate
and peripheral laboratories, 2nd ed.
El-Nageh MM et al.
WHO Regional Publications, Eastern Mediterranean Series, No. 2
2002 (256 pages)
Further information on these and other WHO publications can be obtained from
Marketing and Dissemination, World Health Organization,
1211 Geneva 27, Switzerland.
Contents i
Manual de técnicas básicas
para un laboratorio de salud
Segunda edición
Organización Mundial de la Salud
Ginebra
 2003
ii Manual of basic techniques for a health laboratory
© Organización Mundial de la Salud 2003
Todos los derechos reservados. Las publicaciones de la Organización Mundial de la Salud pueden obten-
erse de Comercialización y Difusión, Organización Mundial de la Salud, 20 Avenue Appia, 1211 Ginebra 
27, Suiza (tel.: +41 22 791 2476; fax: +41 22 791 4857; correo electrónico: bookorders@who.int). Las 
solicitudes de autorización para reproducir o traducir las publicaciones de la OMS, ya sea para su venta o 
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del material en esta publicación no implica la expresión de opinión alguna por parte de la Organización 
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autoridades, ni respecto de la delimitación de sus fronteras o límites. Las líneas discontinuas representan 
de manera aproximada fronteras respecto de las cuales puede que no haya pleno acuerdo. La mención de 
empresas específicas o de ciertos productos no implica que estén respaldados ni recomendados por la 
Organización Mundial de la Salud con preferencia a otros de naturaleza similar que no se mencionan. Sal-
vo error u omisión, los nombres de los productos patentados se distinguen por una letra inicial mayúscula. 
La Organización Mundial de la Salud no garantiza que la información contenida en la presente publicación 
sea completa y correcta, y no será responsable de los daños que puedan resultar de su uso.
OMS Catalogación por la Biblioteca de Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud. - 2ª ed. 
1.Técnicas de laboratorio clínico - Manuales 2.Tecnología, Médica - Guías 3.Manuales 
ISBN 92 4 154530 5 (clasificación NLM: QY 25)
Versión en inglés
Diseñado por minimum graphics
Tipografiada en Hong Kong 
Impreso en Malta 
99/12670 - SNPBest-set/Interprint - 15000
Versión en castellano
Diseñado por Oíd Mortales
Hecho en Argentina
Publicación electrónica independiente
I Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud
PREFACIO. . ........................................................................................................................................................ X
1.INTRODUCCIÓN. ............................................................................................................................................. 1
1.1 OBJETIVO DE ESTE MANUAL. .............................................................................................................................2
1.2 REACTIVOS Y EQUIPO. .....................................................................................................................................2
1.2 .1 Reactivos............................................................................................................................................... 2
1.2.2 Equipo. ................................................................................................................................................... 2
1.3 LA RESPONSABILIDAD DE LOS TRABAJADORES DEL LABORATORIO..............................................................................2
1.4 UNIDADES DE MEDIDA. ....................................................................................................................................2
1.4.1 Magnitudes y unidades en el laboratorio clínico. .............................................................................. 2
1.4.2 Unidades SI y nombres para las cantidades. ..................................................................................... 2
PARTE 1. ........................................................................................................................................................... 10
2. MONTAJE DE UN LABORATORIO DE SALUD PERIFÉRICO…………………………………………………………………11
2.1 PLANO DE UN LABORATORIO MÉDICO PERIFÉRICO. . ........................................................................................... 11
2.1.1 El laboratorio de una sola habitación...............................................................................................11
2.1.2 Laboratorio de dos habitaciones. .....................................................................................................12
2.2 ELECTRCIDAD………………………………………………………………………………………………………………………………12
2.2.2 Instalación de un equipamiento eléctrico simple. ................................................................................15
2.2.3 Que hacer en caso de falla eléctrica. ....................................................................................................17
2.3 Fontanería: procedimientos sencillos. .....................................................................................................20
A. Materiales. ................................................................................................................................................20
B. El grifo de agua. ....................................................................................................................................... 20
C. El sifón del fregadero………………………………………………………………………………………………………………………..21
2.4 Agua para uso del laboratorio. . .............................................................................................................23
2.4.1 Agua limpia. . ...................................................................................................................................... 23
2.4.2 Agua destilada. . ..................................................................................................................................24
2.4.3 Agua desmineralizada. . .......................................................................................................................26
2.4.4 Agua amortiguada. .............................................................................................................................28
2.5 Equipamiento. ........................................................................................................................................ 30
2.5.1 Instrumentos de laboratorio esenciales. ............................................................................................. 30
2.5.2 Artículos adicionales. .......................................................................................................................... 30
2.5.3 Equipos y suministros. .........................................................................................................................31
2.5.4 Manufactura de utensilios de vidrio. . ..................................................................................................31
2.5.5 Recipientes para muestras. . ............................................................................................................... 40
2.5.6 Almacenamiento, y pedido de suministros. . .......................................................................................42
2.6 REGISTRO DE LAS MUESTRAS, REGISTROS DEL LABORATORIO E INFORMES MENSUALES. ............................................ 43
2.6.1 Registro de las muestras. ................................................................................................................ 44
2.6.2 Preparación del informe mensual. ................................................................................................... 44
3 PROCEDIMIENTOS GENERALES DE LABORATORIO. . ................................................................................... 48
3.1 USO DE UN MICROSCOPIO. ............................................................................................................................ 48
3.1.1 Componentes de un microscopio. .................................................................................................... 48
3.1.2 Configuración y preparación del microscopio...................................................................................53
3.1.3 Enfoque del objetivo. . ......................................................................................................................56
3.1.4 Uso de un micrómetro ocular. . ....................................................................................................... 57
3.1.5 Microscopía de campo oscuro. ........................................................................................................ 58
3.1.6 Mantenimiento rutinario. ................................................................................................................58
3.2 PESAJE: EL USO DE BALANZAS DE LABORATORIO. . ............................................................................................. 60
3.2.1 Sensibilidad de la balanza. . ............................................................................................................ 60
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II Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud
3.2.2 Balanza abierta de dos platillos................................................................................................... 60
3.2.3 Balanza analítica.........................................................................................................................62
3.2.4 Balanza de dispensario................................................................................................................63
3.3 CENTRIFUGACIÓN...................................................................................................................................63
3.3.1 Principio......................................................................................................................................63
3.3.2 Diferentes tipos de centrífugas.................................................................................................... 64
3.3.3 Instrucciones para usar la centrífuga eléctrica............................................................................. 66
3.4 Medición y dispensación de líquidos............................................................................................... 67
3.4.1 Pipetas........................................................................................................................................68
3.4.2 Matraces volumétricos................................................................................................................72
3.4.3 Buretas....................................................................................................................................... 72
3.5 LIMPIEZA, DESINFECCIÓN Y ESTERILIZACIÓN...................................................................................................74
3.5.1 Limpieza de los utensilios devidrio y de las jeringas y agujas reutilizables....................................74
3.5.2 Limpieza de los recipientes no desechables..................................................................................77
3.5.3 Limpieza y mantenimiento de otros equipos de laboratorio......................................................... 78
3.5.4 Desinfectantes............................................................................................................................ 78
3.5.5 Esterilización...............................................................................................................................80
3.6 Eliminación de residuos de laboratorio........................................................................................... 85
3.6.1 Desecho de muestras y materiales infectados..............................................................................85
3.6.2 Incineración de los materiales de desecho................................................................................... 86
3.6.3 Entierro de los desechos.............................................................................................................. 86
3.7 ENVÍO DE MUESTRAS A UN LABORATORIO DE REFERENCIA................................................................................ 86
3.7.1 Empaquetado de las muestras para su envío............................................................................... 87
3.7.2 Fijación y envío de material de biopsias para estudios de histopatología......................................90
3.8 SEGURIDAD EN EL LABORATORIO................................................................................................................92
3.8.1 Precauciones para evitar accidentes............................................................................................93
3.8.2 Primeros auxilios en accidentes de laboratorio............................................................................ 93
3.9 GARANTÍA DE CALIDAD EN EL LABORATORIO................................................................................................. 95
3.9.1 Recolección de la muestra........................................................................................................... 96
PARTE 2...................................................................................................................................................... 93
4. PARASITOLOGÍA..................................................................................................................................... 98
4.1 INTRODUCCIÓN......................................................................................................................................98
4.2 EXAMEN DE LAS MUESTRAS DE HECES PARA PARÁSITOS................................................................................... 99
4.2.1 Colección de muestras.................................................................................................................99
4.2.2 Examen visual............................................................................................................................. 99
4.2.3 El examenmicroscópico............................................................................................................ 100
4.2.4 Envío de heces para la detección de parásitos............................................................................102
4.3 PROTOZOOS INTESTINALES......................................................................................................................103
4.3.1 Identificación de formas móviles (trofozoítos)............................................................................103
4.3.2 Identificación de los quistes.......................................................................................................109
4.4 HELMINTOS INTESTINALES...................................................................................................................... 123
4.4.1 Identificación de los huevos.......................................................................................................123
4.4.2 Identificación de los helmintos adultos...................................................................................... 142
4.5 TÉCNICASPARACONCENTRARLOSPARÁSITOS………………………………………………………………………………………………….144
4.5.1 Técnica de flotación utilizando una solución de cloruro de sodio (Willis).....................................144
4.5.2 Técnica de sedimentación formaldehido-éter.............................................................................147
4.5.3 Técnica de sedimentación formaldehido-detergente..................................................................152
4.5.4 Técnica de sedimentación para las larvas de strongyloides stercoralis (Harada-Mori).................154
4.6 PRUEBA QUÍMICA PARA SANGRE OCULTA EN MATERIA FECAL (SOMF).............................................................. 156
4.6.1 Principio....................................................................................................................................156
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III Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud
4.6.2 Materiales y reactivos............................................................................................................... 156
4.6.3 Método.....................................................................................................................................156
4.6.4 Resultados................................................................................................................................ 157
4.7 LOS PARÁSITOS DE LA SANGRE Y DE LA PIEL.................................................................................................158
4.7.1 Filariae......................................................................................................................................158
4.7.2 Plasmodium spp........................................................................................................................171
4.7.3 Trypanosoma spp......................................................................................................................189
4.7.4 Leishmania spp......................................................................................................................... 200
5. BACTERIOLOGÍA....................................................................................................................................203
5.1 INTRODUCCIÓN....................................................................................................................................203
5.2 PREPARACIÓN Y FIJACIÓN DE LOS FROTIS....................................................................................................203
5.2.1 Principio....................................................................................................................................203
5.2.2 Materiales y reactivos............................................................................................................... 203
5.2.3 Preparación del frotis................................................................................................................ 203
5.2.4 Fijación de los frotis...................................................................................................................204
5.3 TÉCNICAS DE TINCIÓN............................................................................................................................205
5.3.1 Tinción de Gram........................................................................................................................205
5.3.2 Tinción con colorante de Albert (para la detección de Corynebacterium diphtheriae)................. 208
5.3.3 Tinción con Ziehl-Neelsen (para la detección de bacilos ácido-alcohol resistentes)......................209
5.3.4 Tinción con el colorante de Wayson (para la detecciónde Yersinia pestis).................................. 215
5.3.5 Tinción con azul de metileno de Loeffler (para la detección de Bacillus anthracis).......................216
5.4 EL EXAMEN DE LAS MUESTRAS DE ESPUTO Y FROTIS DE GARGANTA...................................................................217
5.4.1 Materiales y Reactivos.............................................................................................................. 217
5.4.2 Método.....................................................................................................................................217
5.4.3 Examen microscópico................................................................................................................220
5.4.4 Envío de muestras para cultivo..................................................................................................220
5.5 EXAMEN DE MUESTRAS UROGENITALES PARA LA GONORREA........................................................................... 221
5.5.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 221
5.5.2 Método.....................................................................................................................................221
5.5.3 Examen microscópico................................................................................................................223
5.5.4 Envío de muestras para cultivo..................................................................................................224
5.6 EL EXAMEN DE MUESTRAS GENITALES DE LA SÍFILIS....................................................................................... 226
5.6.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 226
5.6.2 Método.....................................................................................................................................226
5.6.3 Examen Microscópico................................................................................................................227
5.7 EXAMEN DE MUESTRAS DE SEMEN............................................................................................................228
5.7.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 228
5.7.2 Método.....................................................................................................................................228
5.7.3 El examenmacroscópico........................................................................................................... 228
5.7.4 ExamenMicroscópico...............................................................................................................228
5.8 EXAMEN DE LA SECRECIÓN VAGINAL..........................................................................................................230
5.8.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 231
5.8.2 Método.....................................................................................................................................231
5.8.3 Examen microscópico................................................................................................................231
5.9 EL EXAMEN DE LAS MUESTRAS DE HECES ACUOSAS....................................................................................... 231
5.9.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 231
5.9.2 Método.....................................................................................................................................231
5.9.3 El examenmicroscópico............................................................................................................ 231
5.9.4 Envío de muestras para cultivo..................................................................................................231
5.10 EXAMEN DE ASPIRADOS, EXUDADOS Y DERRAMES.......................................................................................233
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IV Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud
5.10.1 Materiales y reactivos................................................................................................................. 233
5.10.2 Método...................................................................................................................................... 233
5.10.3 EXAMEN MICROSCÓPICO................................................................................................................... 233
5.11 EXAMEN DE PUS DE BACILLUS ANTHRACIS................................................................................................ 234
5.11.1 Materiales y reactivos............................................................................................................. 234
5.11.2 Método...................................................................................................................................234
5.11.3 Examen microscópico.............................................................................................................. 234
5.12 EL EXAMEN DE FROTIS DE PIEL Y RASPADOS NASALES PARA MYCOBACTERIUM LEPRAE.........................................234
5.12.1 Materiales y reactivos............................................................................................................. 234
5.12.2 Método...................................................................................................................................234
5.12.3 Examen microscópico.............................................................................................................. 238
6. MICOLOGÍA...........................................................................................................................................240
6.1 EVALUACIÓN DE LA PIEL Y EL CABELLO PARA LOS HONGOS.............................................................................. 240
6.1.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 240
6.1.2 Método.....................................................................................................................................240
6.2 EXAMEN DE PUS PARA MICETOMA............................................................................................................241
6.2.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 242
6.2.2 Método.....................................................................................................................................242
6.3 EXAMEN DE LA PIEL PARA LA PITIRIASIS VERSICOLOR..................................................................................... 243
6.3.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 243
6.3.2 Método.....................................................................................................................................243
PARTE 3.................................................................................................................................................... 246
7. EXAMEN DE ORINA...............................................................................................................................247
7.1 RECOGIDA DE MUESTRAS DE ORINA.......................................................................................................... 247
7.1.1 Tipos de muestra de orina.........................................................................................................247
7.1.2 Preservación de las muestras de orina....................................................................................... 247
7.2 EXAMEN DE LAS MUESTRAS DE ORINA....................................................................................................... 247
7.2.1 Apariencia.................................................................................................................................247
7.2.2 Pruebas para la presencia de sangre......................................................................................... 247
7.2.3 Medición del pH........................................................................................................................ 248
7.2.4 Detección de la glucosa.............................................................................................................249
7.2.5 Detección y estimación de proteínas en orina............................................................................ 250
7.2.6 Detección de cuerpos cetónicos en orina....................................................................................251
7.2.7 Detección de elementos anormales........................................................................................... 252
7.2.8 Detección de la infección producida por Schistosoma haematobium......................................... 263
7.2.9 Detección de bacterias en la orina............................................................................................. 265
8. EXAMEN DEL LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO (LCR).................................................................................268
8.1 LAS RAZONES MÁS COMUNES PARA LA INVESTIGACIÓN DE LCR....................................................................... 268
8.2 RECOGIDA DE MUESTRAS DE LCR.............................................................................................................268
8.3 EL EXAMEN DE MUESTRAS DEL LCR.......................................................................................................... 268
8.3.1 Precauciones.............................................................................................................................268
8.3.2 Examen directo......................................................................................................................... 269
8.3.3 Examen microscópico................................................................................................................270
8.3.4 Determinación de la concentración de glucosa en el LCR............................................................275
8.3.5 Determinación de la concentración de proteínas en el LCR.........................................................275
8.3.6 Resumen...................................................................................................................................277
8.4 ENVÍO DE LAS MUESTRAS DE LCR PARA CULTIVO......................................................................................... 277
8.4.1 Materiales y reactivos............................................................................................................... 277
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V Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud
8.4.2 Método del medio de transporte Stuart (para el aislamiento de Neisseria meningitidis)............. 277
9. HEMATOLOGÍA..................................................................................................................................... 285
9.1 TIPOS DE CÉLULAS SANGUÍNEAS............................................................................................................... 285
9.1.1 Eritrocitos................................................................................................................................. 285
9.1.2 Leucocitos.................................................................................................................................285
9.1.3 Trombocitos..............................................................................................................................285
9.2 RECOGIDA DE MUESTRAS DE SANGRE........................................................................................................ 286
9.2.1 Principio....................................................................................................................................286
9.2.2 Materiales y reactivos............................................................................................................... 286
9.2.3 Método.....................................................................................................................................288
9.3 ESTIMACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE HEMOGLOBINA................................................................................ 293
9.3.1 Método fotométrico de la Cianmetahemoglobina......................................................................293
9.3.2 método de hematina alcalina D.................................................................................................296
9.4 ESTIMACIÓN DE LA FRACCIÓN DE VOLUMEN DE ERITROCITOS.......................................................................... 298
9.4.1 Método de la Microescala......................................................................................................... 299
9.4.2 Método de la Macroescala........................................................................................................ 304
9.5 ESTIMACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DEL NÚMERO DE ERITROCITOS................................................................. 305
9.6 ESTIMACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DEL NÚMERO DE LEUCOCITOS.................................................................. 310
9.6.1 Principio....................................................................................................................................310
9.6.2 Materiales y reactivos............................................................................................................... 310
9.6.3 Método.....................................................................................................................................310
9.6.4 Resultados................................................................................................................................ 313
9.7 MEDICIÓN DE LA VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN DE LOS ERITROCITOS (VSE)....................................................315
9.7.1 Principio....................................................................................................................................315
9.7.2 Materiales y reactivos............................................................................................................... 315
9.7.3 Método.....................................................................................................................................315
9.7.4 Resultados................................................................................................................................ 316
9.8 MEDICIÓN DEL TIEMPO DE SANGRADO: MÉTODO DE DUKE............................................................................ 318
9.8.1 Principio....................................................................................................................................318
9.8.2 Materiales y reactivos............................................................................................................... 318
9.8.3 Método.....................................................................................................................................319
9.8.4 Resultados................................................................................................................................ 319
9.9 OBSERVACIÓN DE LA RETRACCIÓN DEL COÁGULO Y LA MEDICIÓN DEL TIEMPO DE LISIS.......................................... 320
9.9.1 Principio....................................................................................................................................3209.9.2 Materiales................................................................................................................................ 320
9.9.3 Método.....................................................................................................................................320
9.9.4 Resultados................................................................................................................................ 320
9.10 PREPARACIÓN Y TINCIÓN DE EXTENSIONES SANGUÍNEAS FINAS.......................................................................323
9.10.1 Principio..................................................................................................................................323
9.10.2 Materiales y reactivos............................................................................................................. 323
9.10.3 Método...................................................................................................................................326
9.10.4 Examen microscópico.............................................................................................................. 331
9.11 PRUEBA DE LA ANEMIA DE CÉLULAS FALCIFORMES...................................................................................... 343
9.11.1 Principio..................................................................................................................................343
9.11.2 Materiales y reactivos............................................................................................................. 343
9.11.3 Método...................................................................................................................................343
9.11.4 Examen microscópico.............................................................................................................. 344
9.12 DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN / FRACCIÓN DEL NÚMERO DE RETICULOCITOS.......................................345
9.12.1 Principio..................................................................................................................................345
9.12.2 Materiales y reactivos............................................................................................................. 345
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VI Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud
9.12.3 Método...................................................................................................................................345
9.12.4 Examen microscópico.............................................................................................................. 345
9.13 DETERMINACIÓN DE LA FRACCIÓN NÚMERO DE TIPO DE LEUCOCITOS.............................................................. 347
9.13.1 Principio..................................................................................................................................347
9.13.2 Materiales...............................................................................................................................347
9.13.3 Examen microscópico.............................................................................................................. 347
9.14 DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DEL NÚMERO DE TROMBOCITOS....................................................... 349
9.14.1 Materiales...............................................................................................................................349
9.14.2 ExamenMicroscópico..............................................................................................................349
10. QUÍMICA SANGUÍNEA……………………………………………………………………………………………………………………..355
10.1 VALORACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE GLUCOSA EN SANGRE: MÉTODO DE LA O-TOLUIDINA1............................. 355
10.1.1 Principio..................................................................................................................................355
10.1.2 Materiales y reactivos............................................................................................................. 355
10.1.3 Método...................................................................................................................................356
10.1.4 Resultados.............................................................................................................................. 358
10.2 ESTIMACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE UREA EN LA SANGRE: MÉTODO DE LA DIACETIL MONOXIMA/TIOSEMICARBACIDA
............................................................................................................................................................. 359
10.2.1 Principio..................................................................................................................................359
10.2.2 Materiales y reactivos............................................................................................................. 359
10.2.3 Método...................................................................................................................................359
10.2.4 Resultados.............................................................................................................................. 360
11. TÉCNICAS INMUNOLÓGICAS Y SEROLÓGICAS..................................................................................... 368
11.1 INTRODUCCIÓN A LA INMUNOLOGÍA........................................................................................................368
11.1.1 Anticuerpos.............................................................................................................................368
11.1.2 Antígenos................................................................................................................................369
11.1.3 Interacciones antígeno-anticuerpo.......................................................................................... 369
11.2 PRINCIPIO DE LAS TÉCNICAS INMUNOQUÍMICAS......................................................................................... 369
11.2.1 Ensayos de unión primaria.......................................................................................................370
11.2.2 Ensayos de unión secundaria...................................................................................................372
11.3 DETERMINACIÓN DE LOS FACTORES REUMATOIDES MEDIANTE LA TÉCNICA DE AGLUTINACIÓN DE LÁTEX...................375
11.3.1 Materiales y reactivos............................................................................................................. 375
11.3.2 Método...................................................................................................................................375
11.4 PRUEBAS PARA LA DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS ANTI-ESTREPTOLISINA O..................................................375
11.4. 1 Prueba para la Anti-estreptolisina O (ASO, AELO)....................................................................375
11.4.2 Aglutinación en látex...............................................................................................................377
11.5 DETERMINACIÓN DE -GONADOTROFINA CORIÓNICA HUMANA (-HCG) EN LA ORINA CON LA TÉCNICA DE INHIBICIÓN DE
LA AGLUTINACIÓN...................................................................................................................................... 377
11.5.1 Materiales y reactivos............................................................................................................. 377
11.5.2 Método...................................................................................................................................377
11.6 DETERMINACIÓN CUANTITATIVA DE ANTICUERPOS IGA, IGG E IGM POR INMUNODIFUSIÓN RADIAL........................377
11.6.1 Materiales y reactivos.............................................................................................................377
11.6.2 Método...................................................................................................................................378
11.7 PRUEBAS PARA LA DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS CONTRA EL VIH............................................................ 378
11.7.1 ELISA.......................................................................................................................................378
11.7.2 Tira reactiva............................................................................................................................379
11.8 PRUEBAS PARA LA INFECCIÓN POR VIRUS DE LA HEPATITIS............................................................................ 381
11.8.1 ELISA para el antígeno de superficie de la hepatitis B (HBsAg)..................................................381
11.8.2 Tira reactiva para el antígeno de superficie de la hepatitis B.................................................... 381
11.9 TIRA REACTIVA PARA P. FALCIPARUM...................................................................................................... 382
11.9.1 Materiales y reactivos............................................................................................................. 382
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VII Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud
11.9.2 Método...................................................................................................................................383
11.10 PRUEBAS PARA LA INFECCIÓN POR SÍFILIS............................................................................................... 384
11.10.1 Prueba RPR........................................................................................................................... 385
11.10.2 Prueba TPHA......................................................................................................................... 386
ANEXO: REACTIVOS Y SU PREPARACIÓN...................................................................................................425
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x Manual of basic techniques for a health laboratory
Prefacio
Este libro es una edición revisada del Manual de técnicas básicas para un laboratorio 
de salud (OMS, 1980), revisiones importantes que se han llevado a cabo por el Dr. 
K. Engbaek, el Dr. C. C. Heuck y el Sr. A. H. Moody. La revisión es necesaria debido 
a nuevos procedimientos y tecnología que se han desarrollado desde la edición an-
terior y que han demostrado ser útiles para los pequeños laboratorios de países en 
desarrollo. Los procedimientos han sido incluidos en las secciones correspondientes 
del manual, y algunos procedimientos obsoletos se han sustituido por técnicas actu-
alizadas. 
El objetivo original del manual no ha cambiado. Se destina principalmente a la uti-
lización de personal de laboratorio en los países en desarrollo durante su formación 
y, posteriormente, en sus trabajos. En la selección de técnicas, se ha prestado espe-
cial atención al bajo costo, fiabilidad y sencillez de los métodos y a la disponibilidad 
de recursos en pequeños laboratorios. La OMS expresa su agradecimiento a todos 
aquellos que han ayudado en la revisión de este manual.
x
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1
Manual de Técnicas Básicas
para un Laboratorio de Salud
OMS
1. Introducción
https://booksmedicos.org
2
1.1OBJETIVO DE ESTE MANUAL
ste manual está destinado principalmente a los laboratorios médicos en los países en desarrollo. Está diseñado
especialmente para su uso en los laboratorios periféricos en tales países (es decir, en laboratorios pequeños o de
tamaño medio adjuntos o conectados a los hospitales regionales) y en los dispensarios y centros de salud rurales
donde el técnico de laboratorio1 a menudo tiene que trabajar solo. Se ha procurado utilizar el lenguaje más sencillo
posible. Sin embargo, cuando ha sido necesario, se han empleado términos técnicos de uso común.
El manual describe procedimientos de examen que pueden ser realizados con un microscopio u otro aparato sencillo.
Tales procedimientos incluyen los siguientes:
- El examen de las heces fecales para la búsqueda de parásitos intestinales (examen microscópico para buscar huevos de
helmintos parásitos – nematelmintos, platelmintos-, quistes y trofozoítos de protozoos parásitos);
- El examen de sangre para la búsqueda de parásitos del paludismo;
- El examen de esputo para la búsqueda de los bacilos de la tuberculosis;
- El examen de pigmentos biliares en la orina;
- El examen de sangre para la determinación de los glóbulos blancos (leucocitos) tipo, número, fracción (recuento
diferencial leucocitario) (también conocido como “Fórmula Leucocitaria”);
- El examen de sangre para la determinación de la concentración de glucosa.
- Envío de heces fecales a laboratorios especializados para detectar vibriones del cólera.
La intención es la de proporcionar un determinado número de técnicas básicas de laboratorio que son útiles para los
laboratorios periféricos y que pueden llevarse a cabo con una limitada gama de equipo básico.
Algunos laboratorios pueden no ser capaces de realizar todos los procedimientos descritos. Por ejemplo, un laboratorio de
un centro de salud rural no puede ser capaz de llevar a cabo determinadas pruebas de química sanguínea o pruebas
serológicas.
1.2 REACTIVOS Y EQUIPO
1.2 .1 REACTIVOS
A Cada reactivo se le ha asignado un número. Los reactivos necesarios y sus números se indican en la descripción de
cada técnica. Una lista alfabética de todos los reactivos utilizados, con los números asignados a ellos, su composición y
los métodos de preparación y los requisitos de almacenamiento aparece en el anexo al final del manual. Por ejemplo,
uno de los reactivos necesarios para la tinción de Gram es el cristal violeta, modificado por Hucker (reactivo no. 18). La
composición del cristal violeta y el método de preparación de éste aparecen en la lista por orden alfabético de los
reactivos (véase el anexo).
1.2.2 EQUIPO
Los elementos necesarios para cada técnica se enumeran al principio de la sección correspondiente. Una lista de los
aparatos necesarios para equipar un laboratorio capaz de llevar a cabo todos los exámenes descritos en este manual se
puede encontrar en la sección 2.5.
Cuando algunos de los artículos no están disponibles, el técnico debe encontrar un sustituto adecuado; por ejemplo, los
recipientes o frascos vacíos que contenían antibióticos para la inyección por vía parenteral ("frascos de penicilina"),
asimismo, pueden ser guardados los recipientes de otras drogas; soportes para tubos de ensayo (gradillas) y los
portaobjetos pueden hacerse o construirse en el mismo lugar; también las latas vacías se pueden utilizar para hacer
baños maría.
1.3 LA RESPONSABILIDAD DE LOS TRABAJADORES DEL LABORATORIO
Los trabajadores del laboratorio realizan exámenes de laboratorio para proporcionar información al personal clínico con
el fin de beneficiar a los pacientes. Por lo tanto, desempeñan un importante papel ayudando a que los enfermos
mejoren. Al mismo tiempo, en el curso de su trabajo, ellos ganan y obtienen mucha información sobre los pacientes y
sus enfermedades. Los trabajadores del laboratorio, como el personal clínico, deben considerar esta
información como estrictamente confidencial; y solamente el personal clínico que solicita los exámenes
debe recibir los informes sobre ellos. Cuando los pacientes solicitan información sobre los resultados de las
pruebas se les debe decir que pidan o pregunten acerca de los resultados al personal clínico.
En la mayoría de los países del mundo existen rigurosas normas morales y profesionales de conducta entre los
médicos y el personal capacitado de laboratorio. Todos los trabajadores del laboratorio que manipulan materiales
clínicos deberán ceñirse a esas normas.
1.4 UNIDADES DE MEDIDA
En el laboratorio usted trabajará frecuentemente con magnitudes y unidades de medición, y es importante que se
comprenda la diferencia que hay entre ambas.
Se denominamagnitud toda propiedad física mensurable. Tómese nota que la palabra "magnitud” posee dos
significados: el científico que se acaba de indicar y el de uso común, o sea "cantidad". En el terreno científico, altura,
longitud, velocidad, temperatura y corriente eléctrica son magnitudes y se miden en unidades.
1.4.1 MAGNITUDES Y UNIDADES EN EL LABORATORIO CLÍNICO
Una gran parte de su trabajo en el laboratorio consistirá en hacer mediciones de magnitudes y utilizar unidades para
comunicar los resultados de tales mediciones. Puesto que la salud y aún la vida del paciente pueden depender del
cuidado con que usted efectúe las mediciones y de la forma en que comunique los resultados, usted deberá conocer
cabalmente:
a) las magnitudes que mida;
b) los nombres que se dan a esas magnitudes, y
c) las unidades que se emplean para medirlas.
1.4.2 UNIDADES SI Y NOMBRES PARA LAS CANTIDADES
Un conjunto simple y estandarizado de unidades de medida ha sido el objetivo de los científicos durante casi dos siglos. El
sistema métrico decimal fue introducido en 1901. Desde entonces, este sistema se ha ido ampliando, y en 1960 se le dio
el nombre de "Système International d'Unités" (Sistema Internacional de Unidades) y la abreviatura internacional "SI".
1 “Laboratorista”, también un Bioquímico Clínico; NDT.
E
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3
Las unidades de medida que forman parte de este sistema se denominan "Unidades SI". Estas unidades se han utilizado
de manera creciente en las ciencias, especialmente la química y la física, desde 1901 (mucho antes de que ellas fueran
llamadas unidades SI), pero la mayoría de ellas se introdujeron en la medicina sólo después de 1960.
Para acompañar la introducción de las unidades del SI, los especialistas en ciencias médicas prepararon una lista
sistemática de los nombres para las magnitudes. Algunos de estos nombres eran los mismos que los tradicionales, en
otros casos, sin embargo, los nombres tradicionales eran inexactos, engañosos o ambiguos, y se introdujeron nuevos
nombres para reemplazarlos.
Este manual utiliza las unidades del SI y los nombres actualmente aceptados para magnitudes. Sin embargo, puesto que
las unidades tradicionales y los nombres tradicionales para cantidades todavía se utilizan en algunos laboratorios, estos
también están incluidos, y la relación entre los dos es explicada.
En la sección siguiente se describen brevemente las unidades SI y la nueva nomenclatura de las magnitudes según se
usan en este manual.
UNIDADES SI USADAS EN ESTE MANUAL
Todas las unidades del SI se basan en siete unidades básicas del SI. Sólo cuatro de ellas se utilizan en este manual,
que se indican en la Tabla 1.1.
Tabla 1.1 Unidades SI básicas utilizadas en este manual
Cantidad Nombre de la Unidad Símbolo
Longitud metro m
Masa kilogramo kg
Tiempo segundo s
Cantidad de sustancia mol mol
Las primeras tres de estas unidades serán familiares para usted, aunque los nombres de cantidad denominados "masa" y
"cantidad de sustancia" y el nombre de la unidad "mol" pueden necesitar una explicación.
Masa es el término correcto para lo que comúnmente se llama "peso". (Hay un sentido técnico del término "peso": es
una medida de la fuerza con la que la gravedad de la Tierra atrae a una dada masa. La Masa, por otra parte, es
independiente de la atracción gravitacional de la Tierra, los dos términos son confundidos en el uso cotidiano; además, se
habla de la medición de una masa como "pesar o pesaje". "Cantidad de sustancia" y su unidad, mol, son términos
importantes en medicina y afectarán su trabajo en el laboratorio más que cualquier otras cantidades o unidades SI.
Cuando dos o más sustancias químicas reaccionan entre sí, no lo hacen en relación con su masa. Por ejemplo:
En esta reacción 1 kg (1 kilogramo) de Bicarbonato de Sodio no reacciona con 1 kg de Ácido Clorhídrico; de hecho, 1 mol
de Bicarbonato de Sodio reacciona con 1 mol de Ácido Clorhídrico. Cuando las sustancias químicas interactúan, lo hacen
en relación a su masa molecular relativa (el nuevo nombre para lo que solía ser llamado "peso molecular"). El uso del mol,
que se basa en la masa molecular relativa, por lo tanto, da una medida de cantidades equivalentes de dos o más
sustancias diferentes (el uso de unidades de masa no lo hace).
La mayoría de las unidades SI son llamadas unidades derivadas del SI o unidades SI derivadas. Estas se obtienen
mediante la combinación de las unidades SI básicas (por multiplicación o división) según sea apropiado. Mediante esta
denominación se hace referencia a las unidades utilizadas para expresar magnitudes físicas que son resultado de
combinar magnitudes físicas básicas.
No se debe confundir este concepto con los de múltiplos y submúltiplos, que se utilizan tanto en las unidades básicas
como en las derivadas, sino que siempre se le ha de relacionar con las magnitudes expresadas.
Si éstas son longitud, masa, tiempo, intensidad de corriente eléctrica, temperatura, cantidad de substancia o intensidad
luminosa, se trata de una magnitud básica. Todas las demás son derivadas.
Algunas unidades comunes derivadas del SI se muestran en la Tabla 1.2.
Tabla 1.2 Unidades SI derivadas utilizadas en este manual
Cantidad Nombre de la Unidad Símbolo
Área metro cuadrado m2
Volumen metro cúbico m3
Velocidad metro por segundo m/s o ms-1
La unidad de área es metro x metro = metro cuadrado; la unidad de volumen es metro x metro x metro = metro cúbico;
y la unidad de velocidad es metro dividido en segundo = metro por segundo. Todas las unidades SI derivadas se obtienen
de esta manera simple. En algunos casos, sin embargo, es necesario multiplicar y dividir varias veces, y la expresión
resultante llega a ser muy engorrosa, por ejemplo, la unidad de presión es kilogramo dividido en (metro x segundo x
segundo.) Para evitar esta dificultad, a estas unidades se les da nombres especiales. Por ejemplo, la unidad de presión es
llamada Pascal.
Si las unidades SI básicas y las unidades derivadas fueran las únicas disponibles, las mediciones serían difíciles de llevar a
cabo debido a que estas unidades son demasiado grandes o demasiado pequeñas para muchos propósitos.
Por ejemplo, el metro es demasiado grande y poco conveniente para la medición del diámetro de un glóbulo rojo
(eritrocito). Para superar esta dificultad, el SI incorpora una serie de prefijos, llamado prefijos SI, que cuando se
añaden al nombre de una unidad se multiplica o divide esa unidad por un determinado factor, dando múltiplos o
submúltiplos decimales de la unidad. Los prefijos del SI utilizados en este manual se muestran en la Tabla 1.3.
Tabla 1.3 Prefijos SI
Factor Prefijo Símbolo
Multiplicado por 1000000 o 1 millón (× 106) mega M
Multiplicado por 1000 (× 103) kilo k
Dividido por 100 (x 0,01 o 10-2) centi c
Dividido por 1000 (x 0,001 o 10-3) mili m
Dividido por 1000000 (x 0,000001 o 10-6) micro µ
Dividido por 1000 millones (x 0,000 000 001 o 10-9) nano n
Por ejemplo, a 1 kilómetro (1 km) = 1000 metros (1000 m); 1 centímetro (1 cm) = 0,01 metros (0,01 m o 10-2m); 1
milímetro (1 mm) = 0,001 metros (0,001 m o 10-3 m), y 1 micrómetro (1 µm) = 0,000 001 metros (0,000 001 m o 10-6
m). Estos prefijos tienen el mismo significado cuando se aplican a cualquier otra unidad.
Bicarbonato de Sodio + Ácido Clorhídrico Cloruro de Sodio + Dióxido de Carbono + Agua
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4
NOMBRES PARA MAGNITUDES UTILIZADOS EN ESTE MANUAL
Algunos nombres para las magnitudes fueron introducidas para acompañar el cambio a unidades del SI. La mayoría de
estos nombres se utilizan para describir concentración y cantidades afines.
AGREGADO: TABLA DE MÚLTIPLOS Y SUBMÚLTIPLOS
El separador decimal debe estar alineado con los dígitos, mediante una coma (,), salvo en textos en inglés, en los cuales
se emplea punto (.). No se ha de usar otro signo entre los números.
Para facilitar la lectura, los guarismos pueden agruparse en grupos de tres, de derecha a izquierda, sin utilizar comas, ni
puntos, en los espacios entre grupos. Ejemplo: 123 456 789 987 546.
Para esteefecto, en algunos países se acostumbra separar los miles con un punto. (Ejemplo: 123.456.789.987.546). Esta
notación es desaconsejable y ajena a la normativa establecida en el Sistema Internacional de Unidades.13
En escritos referentes a fechas se exceptúan las cifras relativas a años: 2012 en vez de 2 012.
Artículo principal: Prefijos del Sistema Internacional.
1000n 10n Prefijo
Símbol
o
Escala corta Escala larga
Equivalencia decimal en los Prefijos del Sistema
Internacional
Asignación
10008 1024 yotta Y Septillón Cuatrillón 1 000 000 000 000 000 000 000 000 1991
10007 1021 zetta Z Sextillón Mil trillones 1 000 000 000 000 000 000 000 1991
10006 1018 exa E Quintillón Trillón 1 000 000 000 000 000 000 1975
10005 1015 peta P Cuatrillón Mil billones 1 000 000 000 000 000 1975
10004 1012 tera T Trillón Billón 1 000 000 000 000 1960
10003 109 giga G Billón
Mil millones /
Millardo
1 000 000 000 1960
10002 106 mega M Millón 1 000 000 1960
10001 103 kilo k Mil / Millar 1 000 1795
10002/3 102 hecto h Cien / Centena 100 1795
10001/3 101 deca da Diez / Decena 10 1795
10000 100 ninguno Uno / Unidad 1
1000−1/3 10−1 deci d Décimo 0,1 1795
1000−2/3 10−2 centi c Centésimo 0,01 1795
1000−1 10−3 mili m Milésimo 0,001 1795
1000−2 10−6 micro µ Millonésimo 0,000 001 1960
1000−3 10−9 nano n Billonésimo Milmillonésimo 0,000 000 001 1960
1000−4 10−12 pico p Trillonésimo Billonésimo 0,000 000 000 001 1960
1000−5 10−15 femto f
Cuatrillonési
mo
Milbillonésimo 0,000 000 000 000 001 1964
1000−6 10−18 atto a
Quintillonési
mo
Trillonésimo 0,000 000 000 000 000 001 1964
1000−7 10−21 zepto z
Sextillonésim
o
Miltrillonésimo 0,000 000 000 000 000 000 001 1991
1000−8 10−24 yocto y
Septillonésim
o
Cuatrillonésimo 0,000 000 000 000 000 000 000 001 1991
PREFIJOS DEL SISTEMA INTERNACIONAL
Los prefijos del SI para nombrar a los múltiplos y submúltiplos de cualquier unidad del Sistema Internacional (SI), ya
sean unidades básicas o derivadas. Estos prefijos se anteponen al nombre de la unidad para indicar el múltiplo o
submúltiplo decimal de la misma; del mismo modo, los símbolos de los prefijos se anteponen a los símbolos de las
unidades.
Los prefijos pertenecientes al SI los fija oficialmente la Oficina Internacional de Pesos y Medidas (Bureau International des
Poids et Mesures), de acuerdo con el cuadro siguiente:
Ejemplos:
 7 cm = 7 × 10-2 m = 7 × 0,01 m = 0,07 m
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5
 3 MW = 3 × 106 W = 3 × 1 000 000 W = 3 000 000 W
Estos prefijos no son exclusivos del SI. Muchos de ellos, así como la propia idea de emplearlos, son anteriores al
establecimiento del Sistema Internacional en 1960; por lo tanto, se emplean a menudo en unidades que no pertenecen al
SI.
REFERENCIAS
13 ↑ Bureau International des Poids et Mesures. «Resolution 10 of the 22 nd meeting of the CGPM (2003) » (en inglés). Consultado el 2 de marzo de
2009.
↑ The International System of Units (SI) (8 edición). International Bureau of Weights and Measures (BIPM). 2006. p. 133.
↑ «NIST Guide to SI Units — Rules and Style Conventions
». National Institute of Standards and Technology (July 2008). Consultado el 29 de diciembre de 2009.
Centro Español de Metrología. http://www2.cem.es:8081/cem/es_ES/documentacion/generales/SIU8edes.pdf Consultado el 15 de mayo de 2011.
ÁMBITO DE LA QUÍMICA CLÍNICA:
Consideraciones importantes a tener en cuenta en el área de la química clínica:
 En el nombre “cantidad de sustancia”, las palabras “de sustancia” podrían reemplazarse por otras palabras que
especificasen la sustancia o materia en cuestión para cada aplicación particular; así por ejemplo se podría decir
“cantidad de ácido clorhídrico, ClH” o “cantidad de benceno, C6H6”. Es importante precisar la entidad en cuestión
(como recomienda el segundo párrafo de la definición del mol), preferentemente indicando la fórmula química
empírica del material en cuestión.
Aunque la palabra “cantidad” tiene una definición más general en el diccionario, dicha abreviatura del nombre completo
“cantidad de sustancia” se usa a veces por brevedad. Ello se aplica también a las magnitudes derivadas como la
“concentración de cantidad de sustancia”, que puede denominarse simplemente “concentración de cantidad”. Sin
embargo, en el campo de la química clínica, el nombre “concentración de cantidad de sustancia” se abrevia generalmente
como “CONCENTRACIÓN DE SUSTANCIA”.
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6
Fuente: Extracto del Centro Español de Metrología. http://www2.cem.es:8081/cem/es_ES/documentacion/generales/SIU8edes.pdf Consultado el 15 de
mayo de 2011.
UNIDADES PARA LA MEDICIÓN DE LA CONCENTRACIÓN
Ya se señaló que para acompañar al cambio a unidades SI se introdujeron algunos nuevos nombres de magnitudes. No
son muchos; nombres como longitud, altura, área, volumen y velocidad siguen siendo los mismos. La mayoría de la
nueva nomenclatura se refiere a la concentración y otras magnitudes relacionadas con ella. En relación con la
concentración, existe la dificultad de que se puede expresar de varias maneras distintas. Por lo común, todas se
englobaban en el término "concentración" lo que daba origen a confusiones, En la actualidad, cada manera diferente de
decirla posee un nombre particular. Antes de describir los nuevos nombres es muy conveniente explicar acerca de la
unidad de volumen llamada "litro", Lo más probable es que ya la conozca y le haya extrañado no encontrarla en la
relación de las unidades SI derivadas. Esto obedece a que el litro, en rigor, no es una unidad SI. La unidad SI (derivada)
de volumen es el metro cúbico, excesivamente grande para que convenga a la medición de los líquidos del organismo.
Por esta razón se emplea un submúltiplo: el decímetro cúbico. Puesto que no se emplea en este manual, el prefijo "deci"
no se incluyó en el cuadro correspondiente; indica una división entre 10 (o una multiplicación por 0,1, ó 10-1). Por lo
tanto, un decímetro es 0,1 m, y un decímetro cúbico es 0,1 x 0,1 x 0,1 m3 = 0,001 m3 (ó 10-3 m3; es decir, la milésima
parte de un metro cúbico).
Aunque no forma parte del SI, la palabra "litro" se ha aceptado para utilizarla como nombre especial del decímetro
cúbico. El litro y sus submúltiplos, como el mililitro (ml), se emplean para medir volúmenes relativamente pequeños de
líquidos y, algunas veces, gases; por lo general, los volúmenes de cuerpos sólidos y los grandes volúmenes de gases y
líquidos se miden en metros cúbicos o en uno de sus múltiplos o submúltiplos. El litro es una unidad sumamente
importante, ya que se emplea en el laboratorio clínico para notificar todas las concentraciones y magnitudes conexas. Sin
embargo, es posible que usted encuentre (por ejemplo, en los artículos de vidrio marcados con escalas de medición -
material de vidrio graduado-) volúmenes que se indican en submúltiplos del metro cúbico. Los submúltiplos equivalentes
del metro cúbico y del litro se recogen en la Tabla 1.4. En ésta tabla figura un cuadro de equivalencias de los dos
sistemas.
Tabla 1.4 Unidades SI Derivadas para el Volumen
Submúltiplos equivalentes del metro cúbico y el litro
Nombre de
la Unidad
Símbolo Equivalente
en metros
cúbicos (m3)
Nombre de
la Unidad
Símbolo Equivalente
en litros (l)
Equivalente
en mililitros
(ml)
Decímetro
cúbico
dm3 0,001 litro l 1 1000
-------- 100 cm3 0,0001 decilitro* dl 0,1 100
------- 10 cm3 0,000 01 Centilitro* cl 0,01 10
Centímetro
cúbico
cm3 0,000 001 mililitro ml 0,001 1
Milímetro
cúbico
mm3 0,000 000
001
microlitro µl 0,000 001 0,001
*Rara vez se utiliza en el laboratorio
Después de estas explicaciones acerca del litro podemos volver a los nombres que se aplican a las distintas maneras de
expresar la concentración. En primer lugar suponga que tenemos una solución salina. La masa de sal disuelta, dividida
entre el volumen de la solución, recibe el nombre de concentración de masa. Se suele definir ésta como "la masa de un
componente dado (por ejemplo, una sustancia disuelta) dividida entre el volumen de la solución". La unidad con que se
https://booksmedicos.org7
mide es el gramo (o miligramo, microgramo, etc.) por litro. En el sistema SI es raro que se emplee la concentración de
masa; se aplica únicamente a sustancias cuya masa molecular relativa ("peso molecular") es dudosa, como en el caso de
las proteínas cuya masa molecular relativa es incierta.
Suponga ahora que tenemos otra solución salina, pero esta vez la cantidad de sal disuelta se expresa como "cantidad de
sustancia". La cantidad de sustancia salina (o sea el número de moles de sal) contenido en la solución y dividida entre el
volumen de esta se denomina concentración de cantidad de sustancia o, más brevemente, concentración de sustancia.
Se acostumbra definirla como "la cantidad de sustancia de un componente determinado (por ejemplo, una sustancia
disuelta) dividida entre el volumen de la solución". La unidad con que se mide es el mol (o milimol, micromol, etc.) por
litro. Cuando se utilizan unidades SI todas las concentraciones se expresan, siempre que es posible, como concentración
de sustancia.
El uso de concentración de sustancia en lugar de concentración de masa es la diferencia más importante entre el empleo
de las unidades SI y las unidades tradicionales.
En el sistema tradicional, concentración de masa se usaba de modo casi exclusivo (si bien no se denominaba
"concentración de masa", que es un nombre relativamente nuevo). Sin embargo, en el sistema tradicional no siempre se
expresaba la concentración de masa "por litro". Algunas veces se utilizaba esta expresión, y otras, "por 100 ml" (es decir,
por 100 mililitros, ó 1/10 de litro) o "por mililitro". Países distintos (y aún laboratorios distintos, en el mismo país)
adoptaban prácticas diferentes, creando serias confusiones.
Con las partículas o entidades que no se disuelven no es posible usar la concentración de masa ni la concentración de
sustancia; se debe emplear otra magnitud. Por ejemplo, el torrente sanguíneo contiene varias clases de células. Todas se
encuentran suspendidas en la sangre y es necesario disponer de una manera de expresar el número de células que hay
en cada litro de sangre. En este caso el nombre de la magnitud es concentración de número, y se define como "el
número de partículas o entidades especificadas en una mezcla, dividido entre el volumen de ésta". La unidad con que se
mide la concentración de número es el número por litro.
En el sistema tradicional la concentración de número se denominaba "recuento" y se expresaba mediante la unidad
conocida como "número por milímetro cúbico".
Algunas veces la magnitud que interesa no es el número real de células por litro (concentración de número), sino la
proporción de un tipo determinado de ellas, o sea la fracción del número total formada por las células de ese tipo, Esta
magnitud se denomina fracción de número y la unidad con que se mide es 1 (unidad, "uno"). A primera vista esto puede
parecer relativamente confuso, pero en verdad es muy sencillo. La unidad, que es el número "uno", es el todo; 0,5 es la
mitad, 0,2 la quinta parte, 0,25 la cuarta parte, 0,1 la décima parte y así sucesivamente. Por ejemplo, en la sangre hay
cinco tipos de leucocitos (glóbulos blancos). Sus respectivas fracciones de número podrían ser 0,45, 0,35, 0,10, 0,08 y
0,02. (Si usted suma estas fracciones observará que el resultado es 1,0, es decir, el todo.)
En el sistema tradicional esta magnitud carecía de nombre y los resultados se expresaban como porcentajes y no como
fracciones. Por ejemplo, una fracción de número de 0,5 era 50% y una de 0,08 era 8%. Usted advertirá en esto que el
porcentaje dividido entre 100 corresponde a la fracción de número.
Otra magnitud que se mide por la unidad "uno" es la fracción de volumen. Se define como el volumen de un
componente especifico en una mezcla, dividido entre el volumen total de ésta. En otras palabras, si todo el volumen que
ocupan los eritrocitos (glóbulos rojos) en 1 litro (1000 ml) de sangre es 450 ml, la fracción de volumen de los eritrocitos
será 450/1000 = 0,45. La fracción de volumen de los eritrocitos es importante para el diagnóstico de numerosas
enfermedades y usted habrá de medirla frecuentemente en el laboratorio.
Por esta explicación se deberá de percatar que la fracción de número es "número por un número" y la fracción de
volumen es "volumen por un volumen"; es decir que ambas son proporciones. Por conveniencia se dice que la unidad que
expresa una proporción es "uno".
En las páginas siguientes se muestra un cuadro de nombres de magnitudes nuevos y tradicionales, y de unidades SI y
tradicionales, con factores de conversión de unas a otras. (Tabla 1.5).
Tabla 1.5 nueva Nomenclatura de Magnitudes, Unidades SI, equivalentes tradicionales y Factores de Conversión
Nueva nomenclatura de
magnitudes
Unidades SI
Nomenclatura
tradicional de
magnitudes
Unidades
tradicionales
Factores de conversión y
ejemplos*a
Concentración de número de
eritrocitos (véase sección 9.5)
no. x 1012/l Recuento de eritrocitos millones/mm3
Sin factor de conversión:
número de eritrocitos
4,5 millones/mm3 = 4,5 x 1012/l;
5,0 x 1012/l = 5,0 millones/mm3
Fracción de volumen de
eritrocitos (véase sección 9.4)
1
Volumen de
sedimentación globular
o hematocrito
%
Volumen de sedimentación globular
38% x 0,01 = Fracción de volumen
de eritrocitos = 0,38;
Fracción de volumen de eritrocitos =
0,40 x 100 = 40%
Concentración de número de
leucocitos (sangre) (véase
sección 9.6)
no. x 109/l
Recuento de leucocitos
(sangre)
no./mm3 8000/mm3 x 0,001 = 8,0 x 109/l;
7,5 x109/l x 1000 = 7500/mm3
Concentración de número de
leucocitos (LCR) (véase
sección 8.3.3)
no. x 106/l
Recuento de leucocitos
(LCR)
no./mm3
Sin factor de conversión:
27/mm3 = 27 x 106/l;
25 x 106/l = 25/mm3
Fracción de número del tipo
de leucocitos (sangre y LCR)
(p. ej., fracción de número de
linfocitos) (véanse secciones
9.13 y 8.3.3)
1
Recuento diferencial de
leucocitos (p. ej.,
linfocitos)
%
Linfocitos 33% x 0,01 = fracción de
número de linfocitos 0,33
Fracción de número de linfocitos
0,33 x 100 = linfocitos 33%
Concentración de número de
reticulocitos (véase sección
9.12)
no. x 109/l
Recuento de
reticulocitos
no./mm3 86000/mm3 x 0,001 = 86,0 x 109/l;
91,5 x 109/l x 1000 = 91500/mm3
Fracción de número de
reticulocitosb (véase sección
9.12)
no. x 10-3 Recuento de
reticulocitos
% ó ‰
0,50% x10 = 5 x 10-3;
12 x 10-3 x 0,1 = 1,2%;
ó
5‰ = 5 x 10-3
12 x 10-3 = 12 ‰
Concentración de número de no. x 109/l Recuento de no./mm3 220000/mm3 x 0,001 = 220 x 109/l;
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8
trombocitos (plaquetas) (véase
sección 9.14)
trombocitos o recuento
de plaquetas
250 x 109/l x 1000 = 250000/mm3
Glucosa, concentración de
sustancia (sangre y LCR) (véase
sección 9.14)
mmol/l
Glucosa, concentración
de masac (sangre y LCR)
mg/100ml
81 mg/100ml x 0,0555 = 4,5
mmol/l;
4,2 mmol/l x 18,02 = 75,7
mg/100ml
Hemoglobina (Fe),
concentración
de sustancia (véase sección 9.3)
mmol/l
hemoglobina,
concentración de masac
g/100ml
Hb 13,7 g/100ml x 0,621 = Hb (Fe)
8,5 mmol/l;
Hb (Fe) 9mmol/l x 1,61 = Hb 14,5
g/100ml
Hemoglobina, concentración
de masa (véase sección 9.3)
g/l
hemoglobina,
concentración
de masac
g/100ml
14,8 g/100 ml x 10 = 148 g/l;
139 g/l x 0,1 = 13,9 g/100ml
Hemoglobina (Fe)
media en eritrocitos,
concentración de sustancia
(véase sección 9.4)
mmol/l
Concentración de
Hemoglobina
Corpuscular Media (v.g.,
concentración de masa)d
%e 35% x 0,621 = 21,7 mmol/l;
22 mmol/l x 1,611 = 35,4%
Hemoglobina media en
eritrocitos, concentración
de masa (véase sección 9.4)
g/l
Concentración de
Hemoglobina
Corpuscular Media (v.g.,
concentración de masa)
%e 35% x 10 = 350 g/l
298 g/l x 0,1 = 29,8%
Proteínas, concentración de
masa LCR) (véase sección
8.3.5)
g/l
Proteínas,
concentración de masac
mg/100ml
g/l
25 mg/100ml x 0,01 =0,25 g/l;
0,31 g/l x 100 =31 mg/100ml
Sin cambio
Urea, concentración de
sustancia (sangre) (véase
sección 10.2)
mmol/l
Urea, concentración de
masac
Nitrógeno de ureae,
concentración de masa
mg/100ml
mg/100ml
15 mg/100 ml x 0,167 = 2,5 mmol/l;2.9 mmol/l x 6,01 = 17,4 mg/100ml
Nitrógeno de urea, 7 mg/100ml
x 0,357 = urea 2,5 mmol/l
LCR: Líquido Cefalorraquídeo
*a En estos ejemplos se indica primeramente la conversión de valores numéricos reales, en unidades tradicionales, a valores en unidades
SI, y seguidamente la conversión de unidades SI a unidades tradicionales. Los factores de conversión se han subrayado.
b En este caso la fracción de número no se anota como fracción de 1, sino de 1000, a fin de evitar valores numéricos demasiado
pequeños e inconvenientes.
c Se acostumbraba medir efectivamente la concentración de masa, aunque por lo general no se empleaba esta denominación.
d La concentración de hemoglobina corpuscular media (CHCM) se expresaba algunas veces como fracción decimal en vez de
porcentaje; por ejemplo, 0,35 en lugar de 35%. En este caso cada uno de los factores de conversión anotados se debe multiplicar por
100 o dividir entre 100, como se indica en los ejemplos siguientes:
0,35 x 62,1 =21,7 mmol/l
22 mmol/l x 0,01611 = 0,354
0,35 x 1000 =350 g/l
298 g/l x 0,001 =0,298
e En el sistema tradicional unas veces se hacía referencia a la urea como tal y otras como nitrógeno de urea (es decir, el contenido de
nitrógeno de la urea). En el cuadro se incluye una conversión de ambos sistemas.
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AGREGADO: LITRO
El litro (símbolo l o L) es una unidad de volumen equivalente a un decímetro cúbico (1000 cm³). Su uso es aceptado en
el Sistema Internacional de Unidades (SI), aunque ya no pertenece estrictamente a él.
Fue adoptado por la Oficina Internacional de Pesos y Medidas en 1879.
En 1901 fue descrito como el volumen ocupado por una masa de 1 kg de agua pura en su máxima densidad y a presión
normal (a 4 °C y 1 atm respectivamente). Esta definición fue derogada en 1964 porque el litro difería del decímetro
cúbico en aproximadamente 28 partes por millón, induciendo a error en las mediciones que requieren bastante precisión.
Actualmente sólo es usado como un nombre especial del decímetro cúbico.
Es la única unidad que posee doble símbolo reconocido (l o L). El símbolo original es "l", debido a que los símbolos de las
unidades se escriben en minúscula (excepto aquellas que provienen de nombre propio). No obstante, en el año 1979 se
adoptó el símbolo alternativo "L" para disminuir el riesgo de confusión entre la letra l y el número 1 en ciertas tipografías.
Antes de 1979 se usaba ℓ que todavía está presente en el uso, aunque no en la norma.
PREFIJOS DEL SI APLICADOS AL LITRO
El litro puede ser usado con cualquier prefijo del SI. El más frecuentemente usado es el mililitro, definido como la
milésima parte del litro (un centímetro cúbico). Otras unidades pueden verse en la tabla, las más frecuentes en negrilla.
Múltiplos del Sistema Internacional para litro (l)
Submúltiplos Múltiplos
Valor Símbolo Nombre Valor Símbolo Nombre
10−1 l dl decilitro 101 l dal decalitro
10−2 l cl centilitro 102 l hl hectolitro
10−3 l ml
mililitro o centímetro
cúbico
103 l kl kilolitro o metro cúbico
10−6 l µl microlitro 106 l Ml megalitro
10−9 l nl nanolitro 109 l Gl gigalitro
10−12 l pl picolitro 1012 l Tl teralitro
10−15 l fl femtolitro 1015 l Pl petalitro
10−18 l al attolitro 1018 l El exalitro
10−21 l zl zeptolitro 1021 l Zl zettalitro
10−24 l yl yoctolitro 1024 l Yl yottalitro
Prefijos comunes de unidades están en negrita.
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9
REFERENCIAS
Non-SI units accepted for use with the SI by the CIPM http://physics.nist.gov/Pubs/SP811/sec05.html#table6
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1 
Manual de Técnicas Básicas 
para un Laboratorio de Salud 
OMS 
PARTE 1 
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11
2. MONTAJE DE UN LABORATORIO DE SALUD PERIFÉRICO
2.1 PLANO DE UN LABORATORIO MÉDICO PERIFÉRICO
2.1.1 EL LABORATORIO DE UNA SOLA HABITACIÓN
a figura 2.1 presenta la posible distribución del espacio de un laboratorio médico periférico anexo a un centro de
salud. Se muestra un laboratorio adecuado para llevar a cabo todas o algunas de las técnicas descritas en el manual.
El plano se limita a una habitación, ya que, con frecuencia, éste es todo el espacio que está disponible para el
laboratorio. La habitación deberá medir, por lo menos, 5 m x 6m.
La figura 2.2 Indica otra posible distribución para la instalación de un laboratorio periférico. Es obvio que puede ser
modificado para adaptarse a las diferentes circunstancias.
Figura 2.1 Plano para un laboratorio de una sola habitación. En esta imagen aparecen las distintas áreas con sus respectivos nombres en
inglés provenientes de la versión inglesa del manual de la OMS. Explicación en castellano de cada una de las áreas: A) Sala de espera; 1)
Asientos para los pacientes ubicados en la sala de espera; 2) Área de registro de los datos; 3) Autoclave; 4) Área para el lavado de los
utensilios de vidrio del laboratorio; 5) Recibo de las muestras; 6) Cubo de basura; 7) Fregaderos; 8) Área para la realización de los exámenes
de las muestras de orina; 9) Área para la realización de los exámenes de las muestras de materia fecal; 10) Microscopio (área destinada para
la observación microscópica); 11) Ventana; 12) Frigorífico; 13) Área destinada para la extracción de las muestras de sangre; 14) Área
destinada para las tinciones; 15) Armario.
(A los fregaderos se los denomina también "Bachas” en Hispanoamérica, término que no aparece en el DRAE); Al frigorífico también se lo
denomina refrigerador, nevera o heladera en los países hispanoamericanos. La ventana es esencial para la luz y el aireamiento, la luz cuando
en el laboratorio trabajan con un microscopio óptico sin lámpara de luz eléctrica incorporada (con espejo). Las flechas señalan el trayecto
por donde los pacientes ingresarán y se dirigirán hacia el lugar en donde se practica la flebotomía. DRAE: Diccionario de la Real Academia
Española.
L
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Figura 2.2 Plan alternativo para un laboratorio de una sola habitación.
A) Asientos para los pacientes. 1) Mesa para los pacientes externos ambulatorios; 2) Centrífuga manual; 3) Microscopios; 4) Área de
hematología; 5) Colorímetro; 6) Baño maría; 7) centrífuga eléctrica; 8) Área de serología de la sífilis y bioquímica; 9) Frigorífico para
reactivos; 10) Estante para los reactivos 11) Estante para los utensilios de vidrio; 12) Balanza; 13) Cubeta para tinciones; 14) Área para el
examen de las muestras de esputo; 15) Mechero Bunsen; 16) Fregaderos; 17) Vertedero de desechos; 18) Cama para los pacientes; 19) Área
de registro de los datos; 20) Área para la preparación de las muestras de materia fecal para su posterior examen; 21) Área para la
preparación de las muestras de orina para su posterior examen; 22) Área de recepción de las muestras; 23) Cilindro de gas. (En la figura, el
cilindro de gas se muestra conectado al mechero Bunsen).
La cama para los pacientes en algunos lugares puede ser usada para eventuales donadores de sangre.
Con respecto al cilindro de gas, el recipiente contenedor llamado cilindro también es denominado garrafa o bombona (Arg., Bol. y Ur.)
la cual designa a una "vasija metálica muy resistente, de forma cilíndrica o acampanada y cierre hermético. Sirve para contener gases
a presión y líquidos que, por ser muy volátiles, originan grandes presiones si se impide la salida del vapor” (DRAE).
Colorímetro: En la actualidad, varios lugares ya cuentan con espectrofotómetros capaces de leer en el espectro visible y el ultravioleta,
aunque a veces, aún persiste el uso de los fotocolorímetros.
2.1.2 LABORATORIO DE DOS HABITACIONES
En algunos lugares alejados también se realizan transfusiones sanguíneas en un laboratorio, es decir, el espacio físico del
laboratorio es aprovechado en estos casos cuando no hay otro lugar al cual recurrir. Si se cuenta con dos habitaciones se
recomienda que el servicio de transfusión sanguínea se organice en la segunda habitación. En otros lugares, el paciente a
ser transfundidoes derivado hacia un centro de mayor complejidad para realizarle la transfusión, por ende, no se realiza
en el laboratorio periférico.
Si no existe este servicio de transfusión, y si éste laboratorio cuenta con dos habitaciones, y si éstas dos habitaciones
están disponibles, se recomienda que la segunda se use para el lavado y la esterilización. Los materiales sucios y/o
contaminados se deberán eliminar del lugar de trabajo del laboratorio con toda la rapidez posible con el fin de proteger la
salud de los operadores, esto es, para su seguridad, y asimismo, evitar confusiones (errores) o contaminaciones cruzadas.
2.2 ELECTRICIDAD
Un suministro de energía fiable debe estar disponible para asegurar la continuidad de los trabajos en el laboratorio. La
energía puede ser proporcionada por las siguientes fuentes:
-Red eléctrica
-Grupos electrógenos
-Sistema de suministro de energía solar (energía lumínica).
Los laboratorios ubicados en lugares remotos a menudo tienen problemas a la hora de asegurar un suministro continuo
https://booksmedicos.org
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de energía eléctrica y pueden generar electricidad mediante el uso de un generador local (grupo electrógeno) o un
sistema de suministro de energía solar (véase ilustración anexa A).
2.2.1 FUENTES DE ELECTRICIDAD
GENERADORES
La energía eléctrica puede ser proporcionada por un generador que funcione con combustible (grupo electrógeno a
gasolina, keroseno, gas propano/butano.) Es posible utilizar el motor de combustión del motor de un automóvil o un
sistema generador de electricidad diseñado exclusivamente para ello (construido expresamente para generar energía
eléctrica, como los grupos electrógenos.)
Un generador de electricidad construido exclusivamente para producir electricidad produce una corriente alterna de 110
voltios (V) o 220 V y normalmente puede generar más energía que el motor de un vehículo. El motor de un vehículo
proporciona una corriente continua de 12 V o 24 V, que puede ser introducida o inyectada en las baterías recargables
(véase más adelante).
El tipo de corriente disponible limitará la selección de equipos de laboratorio, por ejemplo, un instrumento que requiere
corriente continua puede ser alimentado con energía a partir de:
-Baterías
-Una red de corriente continua con un transformador
-Una red de corriente alterna con un convertidor.
La instalación de una red de corriente continua es simple, de funcionamiento fiable y seguro de utilizar. Sin embargo,
para los instrumentos que requieren una baja tensión (6 V, 12 V o 24 V) de corriente continua, la alta tensión producida
por la red de corriente continua debe ser convertida por medio de un transformador. Alternativamente, para los
instrumentos que requieren corriente alterna (110 V, 220 V o 240V), la corriente continua debe ser convertida en
corriente alterna por medio de un inversor u ondulador. Los inversores u onduladores son pesados y caros y se producen
pérdidas significativas de energía en el proceso de conversión. Por tanto, es preferible utilizar cualquiera de los aparatos
de corriente continua o alterna, dependiendo de su oferta y suministro, y evitar la necesidad de la conversión.
Si no hay ningún generador disponible o si una fuente de alimentación de red eléctrica está accesible, pero la corriente
eléctrica suministrada por esta red fluctúa o es propensa a las averías frecuentes, puede ser preferible escoger un
suministro de energía solar (véase más adelante).
SISTEMAS DE SUMINISTRO DE ENERGÍA SOLAR (SISTEMAS FOTOVOLTAICOS)
Un laboratorio que cuenta con unos pocos instrumentos con bajos requerimientos de energía puede funcionar con un
pequeño suministro de energía. Para los laboratorios ubicados en áreas remotas, un sistema de abastecimiento de
energía solar puede ser más conveniente que un generador, puesto que no hay problemas de abastecimiento de
combustible y puede ser fácil de mantener.
Un sistema de suministro de energía solar tiene tres componentes:
- Un panel solar (o varios paneles solares)
- Un regulador de carga electrónico
- Baterías.
PANELES SOLARES
Dos tipos diferentes de paneles solares están disponibles comercialmente:
-Paneles con células de silicio cristalino
-Paneles con células de silicio amorfo.
Los paneles de silicio amorfo son menos costosos, pero producen energía solar con menos eficiencia que los paneles de
silicio cristalino.
Los paneles solares deben ser instalados de tal manera que estén expuestos a la luz directa, ya que ubicados en un lugar
con sombra reducen la eficiencia de la producción de energía. Deben ser inclinados con un ángulo de 15°. La parte
inferior del panel debe estar libremente ventilada. La distancia mínima de la parte inferior del panel a partir de la
superficie de la construcción de soporte debe ser mayor a 5 cm para evitar el calentamiento del panel, porque este
calentamiento reduce la eficacia de la producción de energía.
REGULADORES DE CARGA ELECTRÓNICOS
Un regulador de carga controla la carga y descarga de las baterías de forma automática. Cuando el voltaje de la batería
cae por debajo de un valor umbral durante la descarga, el instrumento de laboratorio se desconecta de la batería. Por
otra parte, si el voltaje aumenta por encima de un valor umbral (por ejemplo, cuando la batería se recarga), el panel solar
se desconecta de la batería. Un buen regulador de carga adapta la tensión máxima de la batería para el cambio en la
temperatura del medio ambiente. Esto evita la pérdida de agua de la batería por evaporación.
Es importante tener un regulador de carga de repuesto en stock en caso de avería. El regulador de carga elegido debería
ser estable en condiciones tropicales. Es aconsejable elegir un regulador de carga con una pantalla digital integrada que
permite que la carga de la batería sea monitorizada fácilmente.
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Ilustración anexa A. Grupos electrógenos portátiles. 1) Grupo electrógeno a gas; 2) Grupo electrógeno a gasolina.
Paneles solares. 3) Una instalación de 24 paneles solares en una zona rural de Mongolia; 4) Un panel solar o módulo fotovoltaico
está compuesto de células fotovoltaicas individuales. Este panel de silicio cristalino tiene un marco de aluminio y vidrio en la
parte delantera; 5) Diagrama esquemático que explica el uso de la energía solar la cual es captada por un panel solar que la
transforma en energía eléctrica; la electricidad generada es usada para diversos fines como se aprecia en la ilustración.
BATERÍAS
BATERÍAS DE PLOMO
Los sistemas de energía solar requieren baterías recargables, que pueden ser o bien de plomo o de níquel-
cadmio (Ni-Cd). Las baterías de plomo son las preferidas y muchos tipos están disponibles comercialmente
(véase la Tabla 2.1). Las baterías de alta eficiencia tienen ventajas prácticas, aunque son más caras que las
baterías normales.
Al adquirir baterías, elija baterías de 12 V con la más alta capacidad (1000 amperios-hora (Ah)).
Existen varios tipos de baterías de plomo libres de mantenimiento que están disponibles comercialmente, pero
son caras y menos eficientes que las que requieren mantenimiento. El desarrollo de este tipo de batería todavía
está en marcha, pero no ha sido probado a fondo en los climas tropicales. Por lo tanto, las baterías libres de
mantenimiento no se recomiendan.
TRANSPORTE DE BATERÍAS DE PLOMO
Las baterías de plomo deben ser vaciadas antes de ser transportadas. Es importante recordar que si las baterías
de plomo se van a transportar por aire deben estar vacías de solución de electrolitos, que debe ser reemplazado
cuando lleguen al destino.
Tabla 2.1 Especificaciones de las baterías usadas para el suministro de energía solar
Especificación
Tipo de batería
Níquel-
Cadmio
Plomo- calcio
antimonio (2%)
Plomo-calcio
antimonio (6%)
Plomo-calcio
Tipo de electrolito Líquido Líquido Líquido Líquido
Máximo de descarga 100% 80% 80% 50%
Descarga durante el
funcionamiento normal
20% 20% 20% 20%
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Tensión / celda 1,2 V 2 V 2 V 2 V
Tasa de Auto-descarga Elevada Baja Media BajaRellenado requerido Mínimo Infrecuente Frecuente Infrecuente
Costos de capital Alto De valor medio De valor medio Bajo
Aptitud para el uso fotovoltaico
Altamente
recomendada
Altamente
recomendada
Recomendada No recomendada
MANTENIMIENTO DE LAS BATERÍAS DE PLOMO
La descarga diaria de las baterías de plomo no debe exceder del 20% de la capacidad de las baterías, de lo contrario la
vida útil de las baterías (normalmente de unos 1100 ciclos de recarga), se acortará. Si las baterías se descargan
repetidamente a 40% de su capacidad, tendrán una duración de sólo alrededor de 600 ciclos. (Hay disponibles algunas
baterías especiales de plomo que pueden ser descargadas en un 40%, pero tendrán una duración de alrededor de 3000
ciclos de recarga.) Para el mantenimiento del nivel de fluido deben ser revisadas periódicamente y cuando sea necesario
rellenarlas con agua destilada de la que se utiliza para las baterías de automóvil.
Las baterías de alta eficiencia no pueden ser reemplazadas por las baterías de automóvil normales en caso de una avería.
Cuando sólo estén disponibles baterías de automóvil para reemplazar una batería de alta eficiencia defectuosa, todas las
baterías en el sistema de almacenamiento de energía deben ser reemplazadas con baterías de vehículo.
BATERÍAS DE NÍQUEL - CADMIO (Ni-Cd)
Las baterías de Ni-Cd pueden recargarse mediante un panel solar. Algunas baterías de Ni-Cd son del mismo tamaño, pero
tienen diferentes capacidades. El tamaño de batería AA de Ni-Cd está disponible con una capacidad de 0,5 Ah hasta 0,7
Ah. Elija las baterías con mayor capacidad. En cuanto a las baterías pequeñas de Ni-Cd, tipo AAA hasta la D, para su uso
en instrumentos de laboratorio, se deben recargar con antelación para permitir la operación continua en un laboratorio.
La vida útil de las baterías de Ni-Cd puede ser de 1000 ciclos de recarga, en función de su calidad.
MANTENIMIENTO DE LAS BATERÍAS DE Ni-Cd
Las baterías de Ni-Cd parecen funcionar de forma poco fiable en los países tropicales. Esta aparente falta de fiabilidad es
causada por un aumento de la frecuencia de descarga en lugar de una recarga ineficiente de la batería a temperaturas
ambiente elevadas (ver más abajo). Tales problemas pueden superarse parcialmente como sigue:
● La batería de Ni-Cd debe recargarse a una temperatura ambiente baja (por ejemplo, en el frigorífico o en una caja
especialmente construida para la recarga) poco antes de ser utilizada. (Por ejemplo, sólo el 62% de la energía puede
estar disponible a partir de una batería de Ni-Cd que se cargó a 40 ºC)
● Las baterías de Ni-Cd recargadas se deben almacenar en un lugar fresco y seco para reducir al mínimo la tasa de auto-
descarga. (Por ejemplo, una batería de Ni-Cd almacenada durante 2 semanas a 40 °C tendrá una capacidad residual de
sólo 32%.) La alta humedad también acelerará la auto-descarga de la batería.
2.2.2 INSTALACIÓN DE UN EQUIPAMIENTO ELÉCTRICO SIMPLE
Si el laboratorio tiene un suministro de electricidad, de los siguientes equipos se pueden utilizar:
-Una lámpara eléctrica para el microscopio (una iluminación estable hace que el ajuste sea más fácil);
-Centrifuga eléctrica (mucho más rápida que la del tipo de accionamiento manual o centrífuga manual);
-Una centrífuga de microhematocrito (para la detección de la anemia);
-Un espectrofotómetro o colorímetro (permite la estimación exacta de la hemoglobina);
-Un baño maría, un frigorífico, un esterilizador eléctrico, etc.
Puede que tenga que realizar conexiones simples o reparaciones a este equipamiento en el laboratorio. Las explicaciones
dadas a continuación están destinadas a ayudar al técnico de laboratorio para hacer esto y se limitan a los pasos a seguir
en cada caso. Las personas sin experiencia deben comenzar por la realización de los procedimientos en presencia de un
instructor.
El contador de corriente eléctrica (Fig. 2.3)
Un medidor mide la electricidad y registra la cantidad de electricidad utilizada. Indica:
-La tensión, medida en voltios (220 V, 110 V, etc.);
-La fuerza de la corriente, medida en amperios (A);
-La frecuencia de la corriente alterna, por ejemplo 50 Hertz (Hz) (ciclos por segundo).
Algunos tipos de medidores tienen interruptores o botones:
- Un interruptor que gira el cual puede ser girado en un sentido para cortar el suministro de electricidad a todo el edificio
(fusible principal de la red eléctrica) y girado en el otro sentido para restaurar el suministro;
- Un botón rotulado "OFF" (apagado) que se puede presionar para cortar el suministro de electricidad;
- Un botón rotulado "ON" (encendido) que se puede presionar para restablecer el suministro eléctrico.
El interruptor de giro u botón "OFF" también actúa como un interruptor de circuito, automáticamente corta la corriente
cuando el circuito está sobrecargado. Cuando esto sucede, en primer lugar se debe encontrar y corregir la falla que causó
el corte, y a continuación, pulse el botón "ON" o active el interruptor para restablecer la corriente.
INSTALACIÓN DE EQUIPAMIENTO ELÉCTRICO NUEVO
VOLTAJE
Compruebe que la tensión indicada en el instrumento es la misma que la de su suministro de electricidad. El instrumento
tiene una etiqueta que indica la tensión con la que debe ser utilizado. El voltaje de la corriente eléctrica está marcado en
el medidor de electricidad.
EQUIPO DE DOBLE VOLTAJE
Los instrumentos de doble voltaje se pueden usar con dos fuentes de voltaje diferentes.
Hay un dispositivo en el instrumento que le permite seleccionar el voltaje adecuado, es decir, el voltaje marcado en el
contador de corriente eléctrica. Dependiendo del instrumento, este dispositivo puede ser:
-Una palanca o interruptor que puede ser movido a la posición de 110 V o a la posición de 220 V (Fig. 2,4 (a));
-Un enchufe sin cables que se puede transferir desde la posición 110 V a la posición 220 V (Fig. 2,4 (b));
-Un tornillo que se puede girar a la posición de 110 V o a la posición de 220 V (Fig. 2,4 (c)).
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Figura 2.3 Un contador o medidor de corriente
eléctrica
Figura 2.4 Instrumentos
de doble voltaje
LA POTENCIA ELÉCTRICA DEL INSTRUMENTO
La energía eléctrica se mide en vatios (W) y está marcado en la placa que indica la tensión correcta para su instrumento.
Cada pieza del equipo eléctrico en el laboratorio utiliza una cierta cantidad de energía. La potencia total utilizada en un
momento dado no debe exceder la potencia de la fuente de electricidad. Usted puede calcular la cantidad de energía
disponible a partir de las cifras que aparecen en el medidor: multiplicar el voltaje (V) por la corriente (A). Por ejemplo, si
el voltaje es de 220 V y la corriente es 30 A, la energía eléctrica suministrada será 220 x 30 = 6.600 vatios o 6,6 kW.
(kW= kilovatios.)
USO DE UN TRANSFORMADOR
Si un instrumento se ha construido para emplearlo con una tensión diferente a la del circuito del laboratorio, éste
instrumento se deberá usar con un transformador. Por ejemplo, si una centrífuga adquirida sólo funciona a 110 V y la
tensión de la corriente eléctrica es de 220 V, pida un transformador de 110-220 V, indicando la potencia de la centrífuga.
Conecte la centrífuga en la conexión de 110 V del transformador suministrado, a continuación, conecte el cable de 220 V
del transformador a la red eléctrica de laboratorio (toma de pared).
APAGADO DE LOS EQUIPOS ELÉCTRICOS
Una vez que se ha apagado un instrumento eléctrico se debe desenchufar del contacto de pared. Si se deja enchufado
puede causar un incendio.
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Imágenes de transformadores. 1)
Transformador Elevador De Tensión 100 W
Entrada 110 V Salida 220 V con botón; 2)
Transformador 110 V- 220 V, otro modelo; 3)
Ilustración de un transformador de 110 V a 220 V,
donde por un extremo se enchufa el aparato que
funciona con 110 V y por el otro se enchufa el
cable del transformador a una toma de pared (220
V). Ambos voltajes están indicados en la figura.
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2.2.3 QUE HACER EN CASO DE FALLA ELÉCTRICA
Si uno de los instrumentos eléctricos deja de funcionar, examínense: Los fusibles
 El enchufe que se encuentra en el extremo del cable
 El cable
 El contacto de pared
 La tensión del instrumento y la de la fuente de electricidad.
ANTES DE HACER ALGO, CORTE LA CORRIENTE:
 Oprimiendo el botón del interruptor que indica "OFF” (apagado) en el medidor de electricidad o jalando
la palanquita del interruptor hacia OFF en otros modelos, o bien,
 Quitando el fusible del suministro de corriente (Figura 2.5)
HERRAMIENTAS ÚTILES (Figura 2.6)
● Destornillador
● Pinzas para cortar cable o alambre
● Alicates de picos chatos o piramidales
● Alambre para fusible
● Piezas de repuesto: enchufes, interruptores, etc.
Figura 2.5 Figura 2.6
Figura 2.5 Quitar el fusible de red
Figura 2.6 Herramientas para el trabajo eléctrico
CAMBIO DE FUSIBLE
Levántese la tapa de la caja del fusible.
Si el fusible es de tornillos, el alambre se encontrará extendido entre dos de ellos. Si el alambre se ha roto o fundido la
corriente eléctrica no podrá pasar; el fusible se ha quemado. Aflójense los dos tornillos (Fig. 2.7). Quítese el alambre
averiado.
Sustituya el alambre averiado con alambre nuevo para fusible, del mismo calibre (grosor), o más delgado si no se
consigue alambre del mismo grosor. Monte el alambre dándole forma de "S", con una vuelta en cada extremo.
Si el fusible es de tornillos, el alambre deberá pasar debajo de las pequeñas arandelas protectoras.
Si el fusible es de dos clavijas, móntese el alambre en la base de éstas y apriétense las clavijas con alicates (Fig. 2.8).
Después de arreglar el fusible revísese todo el circuito antes de conectar nuevamente la corriente eléctrica.
EL ENCHUFE
COMPROBACIÓN DEL ENCHUFE
Desmonte el enchufe que se encuentra en el extremo del cable si sospecha que de ahí proviene la falla.
Existen muchos tipos diferentes de enchufes. Algunos tienen un tornillo externo que se puede aflojar.
ENCHUFE DE DOS CLAVIJAS (Figura 2.9)
Dentro del enchufe las dos líneas del cable se montan en las terminales (T) de las clavijas (C). Compruebe que los
tornillos de las terminales estén suficientemente apretados. A veces esto es todo lo que se necesita hacer para arreglar
un enchufe.
INSTALACIÓN DE UN NUEVO ENCHUFE
Para montar un nuevo enchufe, sepárese 1 - 1,5 cm del material aislante de cada uno de los dos cordones que componen
el cable. Para lograrlo raspe con una navaja, aunque con el debido cuidado de no averiar los alambres que se encuentran
dentro de las envolturas de material aislante. (También, en lugar de una navaja se puede usar un cúter o un pelacables.)
Tuerza el extremo de cada alambre desprovisto de su envoltura aislante, formando en cada uno un cabo compacto que
entre sin dificultad en la terminal correspondiente con el tornillo aflojado. (Fig. 2.10.)
Introduzca cada extremo expuesto de los alambres en la respectiva terminal del enchufe. Apriete los tornillos y coloque
las terminales en su sitio (Fig. 2.11). Los tornillos en las terminales deberán retener los alambres con firmeza; compruebe
si están bien fijados tirando de los alambres suavemente.
ENCHUFE DE TRES CLAVIJAS (Figura 2.12)
Dos de las clavijas de estos enchufes se conectan a la corriente eléctrica; una es "viva” y la otra "neutral”. La tercera, que
generalmente se encuentra en medio, se conecta a la "tierra”. Es sumamente importante que cada uno de los tres
alambres del cable se conecte a la clavija apropiada y habitualmente con el enchufe vienen instrucciones que se deben
cumplir estrictamente. A la menor duda, consúltese un electricista.
El alambre de tierra del cable está envuelto en material aislante de color verde o verde y amarillo (T). Proporciona un
escape a la corriente eléctrica en caso que haya un aislamiento defectuoso, evitando que pase por el cuerpo humano.
VERIFICACIÓN DEL CABLE Y DEL INTERRUPTOR
EL CABLE (CONDUCTOR ELÉCTRICO PRINCIPAL)
Si el cable se quema o se rompe, éste debe ser reemplazado. En todo caso, pídase al electricista que haga la conexión
según los reglamentos de seguridad vigentes.
INTERRUPTORES
Existen muchos tipos diferentes de interruptores. Si se desea confirmar que funcionen adecuadamente se deben
desatornillar y abrir. Cerciórese que los dos alambres del cable de entrada y los dos de salida se encuentren firmemente
montados en sus respectivas terminales por medio de los tornillos 1, 2, 3 y 4 (Fig. 2.13).
EXTENSIÓN ELÉCTRICA
Una extensión eléctrica es un cable provisto de un enchufe macho (M) en un extremo y una entrada hembra (H) en el
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otro. La entrada hembra se conecta al cable principal por medio de dos terminales que posee en su interior, exactamente
igual que el enchufe macho normal.
La extensión eléctrica también recibe distintos nombres en varios países de habla hispana. Ejemplos de esto se tiene
alargador eléctrico, prolongador eléctrico, extensión eléctrica o alargue. Cuba, y México Alargador (pieza para alargar)
(DRAE). En Argentina, alargador, prolongador, alargue; España, prolongador. En varios de estos países casi no hay
confusión sobre su significado.
De todas maneras, Un alargador eléctrico, prolongador eléctrico, extensión eléctrica o alargue es un trozo de cable
eléctrico flexible, con un enchufe en uno de sus extremos y una o varias tomas de corriente en el otro (normalmente del
mismo tipo que el enchufe). El término se usa habitualmente para extensiones de cable eléctrico para uso doméstico,
pero también es válido para referirse a otro tipo de extensiones de cable (de red, telefónico, cable USB,...). Si el enchufe
o conector de uno de los extremos es de un tipo diferente al del los otros extremos, más que un alargador debe llamarse
un cable adaptador.
COMPROBACIÓN DE LA TOMA DE CORRIENTE
CONTACTOS DE PARED
Para revisar un contacto de pared enchúfese una lámpara que se encuentre en buenas condiciones de funcionamiento.
Algunos contactos están provistos de un pequeño fusible que se puede sustituir. En caso contrario conviene conseguir un
electricista para reparar el contacto de pared.
PRECAUCIONES
ALGUNAS COSAS QUE NUNCA SE DEBEN HACER
1. Nunca desarme los aditamentos eléctricos sin cortar antes la corriente.
2. Nunca toque los equipos eléctricos con las manos húmedas (el agua es un conductor excelente de la electricidad).
3. Nunca enchufe una pieza nueva de equipo eléctrico en los contactos de pared sin haber leído antes la laminilla
correspondiente para tener la seguridad de que el voltaje que se indica en ella es igual al del circuito del laboratorio (110
V, 220 V, etc.).
4. Nunca desconecte un enchufe tirando del cable.
5. Nunca sustituya el alambre para fusible que esté fundido con alambre de mayor grosor.
Figura 2.7 Extracción del alambre de un fusible quemado.
Figura 2.8 Cambio de un fusible de dos clavijas.
Ilustración anexa A
Ilustración anexa A Existen muchos tipos diferentes de enchufes. Algunos tienen un tornillo externo que se
puede aflojar con un destornillador.
Figura 2.9 Un enchufe de dos clavijas. T: Tornillos, C: Clavijas.
Ilustración anexa B Remoción del material
aislante del cable con un cúter o un pelacables
dejando al descubierto a los alambres.
Figura 2.10 Tuerza los extremos expuestos de los alambres de ambos cables.
Figura 2.11 Después de insertar los cables en las terminales del enchufe, apriete los tornillos de las terminales y
coloque estas terminales en su sitio.
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Figura 2.12
Figura 2.12 Un enchufe de tres clavijas. Se
señala el alambre de tierra del cable (T) con
color verde.
Figura 2.13 Ilustraciones que representan a un interruptor, en este caso a dos tipos de interruptores. Se señalan
los tornillos 1, 2, 3 y 4.
Figura 2.14 Extensión eléctrica. Macho (M); Hembra (H).
Arreglando un enchufe de tres clavijas. Nótese el
cable a tierra cubierto con el material aislante de
color verde y amarillo.
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Herramientas utilizadas para estos arreglos eléctricos. 1) Set de destornilladores. 2) Alicate con bordes
cortantes (ideal para trabajar con cables). 3) Cúter sencillo de cuchilla segmentada. 4)Pelacables. 5) Navaja
común. 6) Hoja de afeitar. En este caso se puede usar cuando ya no se encuentra a mano ninguna
herramienta apropiada, pero debe ser manipulada con cuidado para no dañar los cables ni a la persona. La
misma advertencia se contempla para con cualquier instrumento cortante.
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Extensiones eléctricas. 1) Extensión con una hembra. 2) Extensión múltiple con cuatro hembras.
2.3 FONTANERÍA: PROCEDIMIENTOS SENCILLOS
Los defectos en la fontanería del laboratorio (un grifo que gotea, un vertedero obstruido, etc.) pueden afectar el trabajo
considerablemente. A continuación se describen algunos procedimientos simples para resolver estos problemas cuando no
se pueda conseguir fácilmente un fontanero.
A. MATERIALES (Fig. 2.15)
* Una llave inglesa
* Una llave para tubería
* Un juego de destornilladores
* Un cepillo para botellas
* Arandelas de goma para grifos de agua.
Tapones de goma como los que se usan en los frascos de penicilina.
Un succionador para destapar cañerías obstruidas.
Fibra y pegamento, si es posible.
Importante: Antes de iniciar todo trabajo de fontanería córtese el suministro de agua.
B. EL GRIFO DE AGUA
COMPONENTES DEL GRIFO
El grifo consta de dos partes (Fig. 2.16):
El cuerpo (C) por el que fluye el agua
La llave (L) que regula el flujo de agua por medio de una arandela de goma (A).
Entre el cuerpo y la llave existe una juntura (J) de goma o fibra.
1. si el grifo continúa goteando después de cerrarlo
- Se debe cambiar la arandela.
(a) Desatornillar la llave del grifo empleando la llave inglesa (gírese en sentido contrario a las manecillas del reloj). (Fig.
2.17).
(b) Quite la arandela gastada de la base de la llave (B) (Fig. 2.18 (a)). Si la arandela es del tipo que se calza, tírese de
ella. Si está atornillada, desatorníllela (Fig. 2.18 (b)).
(c) Sustituya la arandela con otra, nueva, del mismo tipo.
(d) Si el grifo sigue goteando después que se ha cambiado la arandela, es probable que el asiento (A) que la recibe
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tenga algún defecto (Fig. 2.19 (a)). En este caso colóquese un tapón de goma en el orificio (Fig. 2.19 (b)). Este
funcionará temporalmente como sello, hasta que se consigan los servicios de un fontanero.
2. Si el agua escapa por la llave del grifo la juntura se debe cambiar
(a) Destornille la llave del resto del grifo empleando la llave inglesa.
(b) Sustituya la juntura por otra nueva del mismo tipo.
Si la juntura está hecha de fibra:
(a) Quite la juntura vieja, raspe la cuerda del tornillo con un instrumento punzante (Fig. 2.20).
(b) Enrolle la fibra nueva sobre la cuerda del tornillo comenzando por arriba y siguiendo el sentido de las manecillas del
reloj (Fig. 2.21 (a)).
(c) Aplique el pegamento sobre la fibra (Fig. 2.22 (b)).
(d) Coloque de nuevo en su sitio la llave del grifo y atorníllela hasta que no dé más vuelta.
3. Cambio de todo el grifo
Destornille el grifo defectuoso utilizando una llave para tubería (dele vuelta en sentido contrario a las manecillas del reloj).
Tenga a mano el nuevo grifo; el cuerpo termina en un tornillo amplio (T) (Fig. 2.23 (a)). Enrolle fibra de fontanería sobre
la cuerda de este tornillo y aplíquese pegamento como se ha indicado anteriormente.
Atornille el grifo nuevo en el tubo de suministro de agua que se encuentra en la pared (Fig. 2.23 (b)).
Apriete el grifo con la llave inglesa.
C. EL SIFÓN DEL FREGADERO
Componentes del sifón (Fig. 2.24)
El sifón del fregadero o vertedero consta de:
* El cuerpo, que se fija al escape del fregadero mediante la juntura J1
* El cuello del sifón, que tiene forma de "U" y se fija al cuerpo mediante la juntura J2.
Todo el sifón se encuentra montado en el tubo de desagüe mediante la juntura J3.
El agua de desecho entra en el sifón, que se halla permanentemente lleno de agua; esto funciona como tapón sellador.
Así se impide que el aire fétido de los tubos de desagüe y las cañerías entre en el sifón.
Cuando los sifones se obstruyen, los vertederos o fregaderos no eliminan el aguade desecho.
Empleo del succionador para destupir el sifón
Coloque el succionador sobre el orificio de desagüe del fregadero. Deje que fluya cierta cantidad de agua a su alrededor,
de modo que el succionador se adhiera (Fig. 2.25).
Presione hacia abajo con el mango de madera para aplanar el succionador. A continuación tire hacia arriba y presione
hacia abajo. Repita estos movimientos varias veces, con toda la rapidez posible. Con la succión que se produce es muy
probable que el sifón se destupa.
Empleo de agentes químicos para destupir el sifón
Utilice uno de los productos comerciales que se elaboran con ese propósito. Si no hay, emplee 250 g de cristales de
hidróxido sódico. Colóquelos en el fondo del vertedero o fregadero, sobre el orificio de desagüe.
Vierta dos litros de agua hirviendo sobre los cristales de hidróxido sódico (no eche el agua bruscamente).
Deje que los cristales actúen durante 5 minutos. (Véase ilustración anexa A).
A continuación abra el agua fría del grifo y déjela correr un rato.
Vaciamiento del sifón para destupirlo
Coloque un balde bajo el sifón. Destornille la juntura J2 con la llave inglesa. Limpie el sifón con un cepillo para botellas o
un trozo de alambre. Saque todos los desechos (Fig. 2.26).
Si existe un depósito blanquecino (piedra caliza) en el sifón, desármelo completamente. Caliente sus componentes en
ácido acético diluido (20 ml de ácido por cada litro de agua).
Vuelva a montar el sifón.
Si el agua escapa por el sifón
Si por el orificio de desagüe salen olores fétidos, es probable que el depósito permanente de agua del sifón (que hace las
veces de tapón) tenga un escape a causa de un defecto de la juntura J2. Atorníllela firmemente o cambie la juntura por
una nueva (Fig. 2.27).
Importante: Nunca derrame ácidos fuertes en el fregadero o vertedero porque pueden causar corrosión.
Figura 2.15 Herramientas y materiales para las
reparaciones de fontanería.
Figura 2.16 Los componentes de un grifo: C: cuerpo; L: llave; J: juntura; A: arandela.
Figura 2.17 Extracción de la llave de un grifo con una llave inglesa.
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Figura 2.18 Extracción de la arandela. B: base
de la llave.
Figura. 2.19 Reparación del asiento de la arandela. A: Asiento. b) Colocación de un tapón de goma en el
orificio. Este funcionará temporalmente como sello, hasta que se consigan los servicios de un fontanero.
Figura. 2.20 Extracción de la juntura alrededor de la rosca de
tornillo con un instrumento punzante.
Figura 2.21 (a) Enrollando la fibra nueva sobre la cuerda del tornillo.
Figura 2.22 (b) Aplicando el pegamento sobre la fibra.
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Figura 2.23 Sustitución de un grifo. T: Tornillo. Luego de remover el grifo dañado, coloque el nuevo y
apriételo con la llave inglesa.
Figura 2.24 Componentes del sifón de un fregadero. J1, J2, J3: Junturas.
Figura 2.25 Desobstrucción de un fregadero con un succionador o desatascador de fregaderos colocado
sobre el orificio de desagüe.
Ilustración anexa A
Ilustración anexa A Empleo de agentes químicos
para destupir el sifón.
Figura 2.26 Vaciamiento del sifón para destupirlo usando un cepillo para botellas.
Figura 2.27 Substitución de la juntura en la parte inferior de un sumidero.
2.4 AGUA PARA USO DEL LABORATORIO
El laboratorio médico necesita un suministro de agua adecuado para su labor. Se requiere:
* Agua limpia
* Agua destilada
* Agua desmineralizada (si es posible)
* Agua tamponada (si es posible).
En algunas áreas el agua es escasa y está sumamente contaminada. ¿Cómo se puede obtener agua limpia?
2.4.1 AGUA LIMPIA
A. Inspección de la calidad
1. Llene una botella con agua.
2. Déjela reposar durante 3 horas.
3. Examine el fondo de la botella. Si hay un sedimento será necesario filtrar el agua. (Véase ilustración anexa A).
B. FILTRADO
1. Filtro de porcelana no vidriada, o de vidrio calizo (vidrio sinterizado)
(a) Este filtro se puede ajustar al grifo.
(b) De lo contrario, se puede conservar sumergido en el agua que se va a filtrar, en un recipiente amplio. (Véase Fig.
2.28).
Importante:Los filtros de este tipo se deben desarmar una vez al mes y lavarlos en agua hirviendo previamente filtrada.
2. Filtro de arena (Véase Fig. 2.29)
Este filtro se puede fabricar en el laboratorio. Se necesitan:
(a) Un depósito (que puede ser un recipiente amplio como un barril metálico, una olla grande de barro o una cubeta
perforada)
(b) Arena
(c) Grava.
Nota: El agua que se ha filtrado a través de un filtro de arena es casi libre de partículas, pero puede contener compuestos
químicos solubles en el agua y bacterias.
C. ALMACENAMIENTO DEL AGUA
Si el agua es escasa o proviene de un tanque o pozo, consérvese siempre una reserva abundante, de preferencia, en
depósitos de vidrio o material plástico.
Antes de filtrarla decante el agua almacenada.
D. Suministro de agua
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Si en el laboratorio no se dispone de agua corriente prepare un distribuidor de la manera siguiente (Véase Fig. 2.30):
1. Coloque el depósito de agua en un anaquel alto.
2. Ponga un tubo de goma al depósito, de manera que el agua descienda por él.
3. Mantenga cerrado el tubo de goma con una grapa de Mohr o una pequeña pinza de tornillo.
Ilustración anexa A
Ilustración anexa A. Se observa una botella con agua la cual es dejada reposar durante 3 horas, para averiguar si
hay sedimento o no, así se procede a realizar la filtración del agua en caso que haya sedimento en el fondo.
Figura 2.28 Filtrado de agua utilizando una porcelana sin esmaltar porosa o un filtro de vidrio sinterizado.
Figura 2.29 Filtrado de agua utilizando un filtro de arena. G: grava, A: Arena
Figura 2.30 Un distribuidor de agua
2.4.2 AGUA DESTILADA
El agua destilada es libre de compuestos no volátiles (como, por ejemplo, minerales) pero puede contener compuestos
orgánicos volátiles.
A. Preparación
El agua destilada se prepara por medio de una retorta en que:
— Se caliente agua normal hasta el punto de ebullición
— El vapor que se produce se enfría al pasar por un serpentín (tubo de refrigeración) y se condensa formando agua
destilada.
Para este fin existen los aparatos siguientes:
1. Retortas de cobre (alambiques)
2. Retortas de vidrio.
3. Destilador solar.
Se calientan con gas, queroseno, electricidad o energía solar dependiendo del tipo de retorta.
1. ALAMBIQUES DE COBRE O ACERO INOXIDABLE (Fig. 2.31)
Uno de los modelos más simples es el alambique que proporciona la UNICEF (ref: 01.680.02).
(a) Llene el depósito (D) con el agua que se va a destilar.
(b) Conecte el tubo de agua fría (T) a un grifo.
(c) Caliente el depósito con:
— Un mechero de Bunsen (B), o
— Un calentador de queroseno (tipo Primus).
Este alambique puede producir 1 ó 2 litros de agua destilada por hora, dependiendo de la calidad del sistema de
calentamiento.
2. RETORTAS DE VIDRIO (Fig. 2.32)
Estas retortas son más frágiles, pero casi siempre producen agua más pura. El procedimiento de destilación es el mismo.
Cerciórese que el agua corriente circule con libertad alrededor del condensador (C). El agua se puede calentar en la
retorta por medio de un aditamento eléctrico (E).
Importante:
(a) Almacénese el agua destilada en un recipiente de vidrio o material plástico que se encuentre protegido de la
atmósfera.
(b) No destile el último % del agua que se ha calentado.
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DESTILADORES SOLARES (Fig. 2.33)
Para los laboratorios ubicados en áreas remotas y con recursos limitados, un destilador simple que utilice energía solar
para destilar agua se puede crear fácilmente usando un contenedor plástico limpio con dos compartimientos (uno grande
y uno pequeño) y una gran área de superficie, en el que se coloca una tapa de cristal en una posición inclinada. El agua
se vierte sobre el compartimento grande a partir del cual el agua vertida es evaporada por el sol. Esta se condensa en la
cubierta de vidrio y cae en el compartimiento pequeño. El compartimiento pequeño tiene una salida en la parte inferior a
través de la cual el agua destilada puede pasar a un recipiente de cristal colocado debajo del contenedor.
En los climas tropicales, alrededor de 2-7 litros de agua destilada puede ser producida diariamente en un alambique solar
con una superficie de 1 m2.
B. inspección de la calidad del agua destilada (Control de Calidad)
Normalmente el pH del agua destilada es entre 5,0 y 5,5 (ácido).
Utilice una solución acuosa de nitrato de plata (AgN03) (véase sección de reactivos, para conocer la composición) en
proporción de 17 g/l (17 g en 1 litro de la solución) (1,7%). Esto es para evaluar la ausencia de compuestos de cloruro
(Por ejemplo, cloruro de calcio). (Ilustración anexa C).
Ponga en un vaso de precipitados:
— 10 ml de agua destilada
— 2 gotas de ácido nítrico
— 1 ml de la solución de nitrato de plata.
El agua deberá continuar completamente clara.
Si aparece una ligera turbidez blanquecina indicará que la calidad del agua destilada es deficiente.
C. USOS
El agua destilada se utiliza para:
1. Preparar reactivos
2. Enjuagar algunos utensilios de vidrio antes de secarlos.
Importante:
1. No use agua destilada comercial (del tipo empleado para llenar las baterías acumuladoras de los automóviles) en la
preparación de reactivos para el laboratorio.
2. Es preferible el agua destilada que se ha preparado recientemente; si no es posible disponer de esta, guárdese el
agua destilada en recipientes de vidrio o material plástico que se lavarán periódicamente. Es conveniente guardar el agua
destilada en estos tipos de recipientes.
3. Utilice siempre agua destilada preparada en la misma semana.
4. No destilar la última cuarta parte del agua que se calienta, ya que contiene residuos.
Ilustración anexa B. Ilustración que representa un destilador de agua de vidrio con todos sus componentes.
Ilustración anexa C Figura 2.31
Ilustración anexa C. Equipo para agua destilada. Retorta de vidrio, mechero calentador, condensador recipiente
colector, entrada y salida del agua. Nótese el sentido de ingreso del agua (flechas) de abajo hacia arriba para
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inundar el condensador y refrigerarlo, facilitando de esta forma la condensación del vapor de agua.
Figura 2.31 Componentes de un alambique de cobre o acero inoxidable B: Mechero Bunsen; C: Columna de
refrigeración; R: Reservorio; T: Tubo para el agua.
Figura 2.32
Figura 2.32 Componentes de un aparato de
destilación de vidrio. C: Condensador; D: Destilado;
E: Aditamento eléctrico.
Figura 2.33. Componentes de un
destilador solar. Botella con agua
(recolecta el agua destilada); Salida del
agua; Dispositivo de recolección; Barra
del condensador; Contenedor de agua;
Cubierta de vidrio; Entrada del agua.
Ilustración anexa D
Destilador 2/4 eléctrico
Ilustración anexa D Inspección de la calidad del agua destilada con Nitrato de Plata.
Destilador 2/4.
Tipo Hongo. Caldera, tapa, condensador y trampa de vapor en acero inoxidable. Para la producción de agua
destilada exenta de Pirógenos. Calefacción eléctrica blindada en vaina de acero inoxidable. Rendimiento de 2 a 4
litros/hora según modelo. Este tipo de destiladores de agua, existía desde la década de los 1970, continuando hasta
hoy. Era usado y sigue usándose en algunos laboratorios de hospitales regionales y distritales de ciertos países, que
tengan acceso a la red eléctrica. (Fuente: http://www.rolcosrl.com)
2.4.3 AGUA DESMINERALIZADA
PRINCIPIO
El agua desmineralizada está libre de iones pero no necesariamente libre de compuestos orgánicos.
El agua desmineralizada se prepara haciendo pasar el agua ordinaria por una columna de resinas de intercambio iónico.
El aparato que se utiliza consiste en un tubo largo (cartucho) lleno de gránulos de resinas de intercambio iónico. El agua
se filtra a través de la columna de gránulos, que retienen todos los iones minerales (sales minerales disueltas). Esta agua,
desprovista de iones, se llama agua desmineralizada.
A. PREPARACIÓN (Fig. 2.34)
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1. Compruebe que el tubo está completamente lleno de gránulos de la resina de intercambio iónico. Algunos aparatos
desmineralizadores tienendos tubos (cartuchos) por los que pasa el agua sucesivamente.
2. Conecte el tubo de la entrada del aparato al suministro de agua (el grifo o un pequeño tanque colocado en un plano
alto, por encima del aparato).
En algunos modelos el agua entra por la parte superior de la columna y en otros lo hace por el fondo.
3. Deje que el agua entre despacio.
4. Recoja el agua desmineralizada en un recipiente cerrado.
B. Inspección de la calidad del agua desmineralizada (Control de Calidad)
1. Aparatos con cuadrante regulador
En este cuadrante se mide la conductividad del agua.
Mientras más completa sea la desmineralización menor será la conductividad eléctrica del agua.
(a) Compruebe que el sistema regulador esté provisto de una pila eléctrica que funcione adecuadamente.
(b) Para comprobar que la pila está cargada apriete el botón "prueba en cero". La aguja del cuadrante deberá oscilar
hasta el cero.
(c) Deje entrar agua en el cartucho (Fig. 2.35 (a)).
(d) Cuando el agua desmineralizada comience a salir por el otro extremo, apriete el botón "prueba de agua". La
aguja deberá marcar una resistencia superior a 2 megaohms/cm (2 M Ω/cm) (Fig. 2.35 (b)).
(e) Si la aguja se detiene antes de la línea 2 o permanece en 0, indicará que el cartucho de resinas de intercambio
iónico se ha usado demasiado tiempo y se debe reemplazar o reactivar.
La graduación del aparato puede estar hecha en términos de resistencia (MΩ/cm) o el valor recíproco, la conductancia
(cm/MΩ o Siemens, S).
La mayor parte de los aparatos modernos fabricados en Europa tiene la graduación marcada en siemens.
2. APARATOS SIN CUADRANTE REGULADOR
Con un papel indicador determine:
— El pH del agua normal que se introduce en el aparato
— El pH del agua desmineralizada que sale por el otro extremo.
Si el pH es el mismo (generalmente inferior a 6,5), la resina ya no está activa. El agua desmineralizada de buena calidad
debe tener un pH de 6 ,6 a 7,0.
Se puede comprobar de nuevo empleando una solución de nitrato de plata (AgN03), en proporción de 17g/l (1,7%). Haga
pasar por la resina una solución débil de cloruro sódico (sal de mesa) y a continuación efectúe la misma prueba que se ha
descrito anteriormente para inspeccionar la calidad del agua destilada (sección 2.4.2). Si se forma una ligera turbidez
blanquecina es necesario sustituir la resina.
3. CAMBIO DE COLOR DE LA RESINA
En algunas resinas cambia el color (se suelen ennegrecer) cuando están gastadas y se deben sustituir. Consulte las
instrucciones para el uso de las resinas que proporcione el fabricante.
4. Sustitución o reactivación de las resinas de intercambio iónico
Dependiendo del modelo, se puede hacer de las maneras siguientes:
(a) El cartucho se sustituye por otro que se haya llenado con resina y se encuentre listo para usarse.
(b) La columna del aparato se llena nuevamente con una resina o una mezcla de 2 resinas.
(c) La resina gastada se puede usar otra vez, reactivándola, lo que se consigue haciendo pasar por el aparato una
solución de amoníaco.
Síganse las instrucciones que proporcione el fabricante para usar el aparato.
C. Usos del agua desmineralizada
El agua desmineralizada es un poco menos pura que el agua destilada, ya que puede contener vestigios de materias
orgánicas. Sin embargo, es lo suficiente pura como para:
— Enjuagar los utensilios de vidrio antes de secarlos
— Preparar casi todos los reactivos que se usan en los laboratorios médicos, incluso las tinciones.
Se puede ahorrar agua destilada preparando en el laboratorio agua desmineralizada (especialmente para enjuagar los
utensilios de vidrio).
Ilustración anexa E Ilustración anexa F
Ilustración anexa E e Ilustración anexa F. Columnas de resinas de intercambio iónico. Como se muestra,
el aparato que se utiliza consiste en un tubo (cartucho) lleno de resinas de intercambio iónico. El agua es
filtrada a través del pasaje por la columna. Esta agua saliente es llamada agua desmineralizada (libre de iones).
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Figura 2.34 Diagrama de un
desmineralizador. Water inlet: Entrada de
agua; Cation Exchange resin: Resina de
intercambio catiónico; Anion Exchange
resin: Resina de intercambio aniónico;
Deionized water outlet: Salida del agua
desmineralizada; Conductivity meter:
Medidor de Conductividad.
Ilustración anexa G
Figura 2.35 Medición de la resistividad del agua desmineralizada.
Ilustración anexa G En algunas resinas cambia el color (se suelen ennegrecer) (véase la flecha) cuando están
gastadas y se deben sustituir.
2.4.4 AGUA AMORTIGUADA
Por lo general el agua destilada es ácida y el agua desmineralizada se acidifica cuando se expone al aire. Para algunos
procedimientos de laboratorio (preparación de colorantes, etc.) el pH del agua debe ser de 7,0, aproximadamente (agua
neutra) y conservarse en estas condiciones. Esto se logra, cuando es posible, disolviendo sales amortiguadoras en el agua
(agua amortiguada).
* Materiales
* Probetas de 10 ml y 1000 ml
* Un matraz volumétrico de 1000 ml
* Papeles universales indicadores del pH, (para medición del pH de 1 hasta 10)
* Papeles indicadores del pH de rango limitado: Para un rango de 5.0 a 7.0 y para el rango de 6.0 a 8.0
* Agua destilada (o desmineralizada)
* Solución de Ácido Acético al 5% (véase sección de reactivos para el número correspondiente), diluido 1/10 con agua
destilada
* Hidrofosfato disódico (Na2 HP04: 2H2O), hidratado
* Fosfato de potasio y dihidrógeno (KH2P04), anhidro
* Rojo Fenol, solución al 1% (véase sección de reactivos para el número correspondiente)
* Carbonato de Sodio solución al 0,2% (véase sección de reactivos para el número correspondiente)
B. MÉTODO
1. Pese con precisión 3,76 g del fosfato disódico.
2. Páselo a un matraz volumétrico de 1000 ml con un embudo (Fig. 2.36).
3. Enjuague con agua varias veces el recipiente donde se pesó el hidrofosfato disódico y vierta el agua por el embudo
en el matraz volumétrico.
4. Pese con precisión 2,1 g del fosfato de potasio y dihidrógeno y repita la operación indicada en los puntos 2 y 3.
5. Añada un poco más de agua y mezcle la solución hasta que las dos sustancias químicas se disuelvan (Ilustración
anexa G).
6. Vierta agua en el matraz hasta la marca de 1 litro.
7. Ponga el tapón en el matraz y mezcle completamente la solución.
8. Pase la solución a un frasco para reactivos, de vidrio blanco, y guárdela en el frigorífico.
9. Sumerja una tira de papel indicador universal en la solución tampón y comparar el color obtenido con la que se
muestra en la cartilla estándar (Fig. 2.37). Leer la unidad de pH dada por el color obtenido y compárelo buscando que
coincida con el color más cercano de la cartilla de colores.
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10. De acuerdo con el resultado obtenido, seleccione una tira de papel indicador para la gama limitada correspondiente.
Por ejemplo, si el pH es 6, use papel indicador para la gama 5,0-7,0. Si el pH es de 7,5, use papel indicador para la gama
6,0-8,0.
11. Repita la prueba, usando el papel para la gama limitada correspondiente. Leer el pH de la solución tampón en la tabla
estándar.
12. Si el pH está entre 7,0 y 7,2, el agua tamponada es satisfactoria. Si es inferior a 7,0, el agua es ácida. Si el agua es
ácida, preparar una solución fresca, usando agua destilada que haya sido hervida durante 10 minutos en un matraz
redondo descubierto, sin tapón, (esto elimina el dióxido de carbono) (Véase Ilustración anexa H).
13. Si el agua es ácida aún después de la ebullición:
- Agregar cinco gotas de solución de rojo fenol por cada litro de agua;
- Neutralizar mediante la adición de una solución de carbonato de sodio al 0,2%, una gota a la vez, hasta que el agua se
vuelve rosa (Fig. 2.38).
14. Si el agua es alcalina (pH superior a 7,2):
- Agregar cinco gotas de solución de rojo fenol por cada litro de agua;
- Neutralizar mediante la adición de una solución de ácido acético 0,5%, una gota a la vez, hasta que el agua se vuelve
de color naranja (Fig. 2.39).
Si no se dispone de los compuestos fosfatados:
Si no hay disponibleHidrofosfato disódico ni Fosfato de potasio y dihidrógeno, neutralizar agua destilada o
desmineralizada directamente, como se muestra en los pasos 12-14 anteriores.
Nota: El pH también puede corregirse mediante la adición de pequeñas cantidades de las sales amortiguadas:
* El Hidrofosfato disódico se puede utilizar para aumentar el pH si el agua es ácida (pH inferior a 7,0).
* El Fosfato de potasio y dihidrógeno puede ser añadido para reducir el pH si el agua es alcalina (pH por encima de 7,2).
Figura 2.36 Transferencia de Hidrofosfato disódico a un matraz volumétrico aforado.
Ilustración anexa H
Ilustración anexa H Añada un poco más de agua y mezcle la solución hasta que las dos sustancias químicas se
disuelvan. Vierta agua en el matraz hasta la marca de 1 litro.
Figura 2.37 Controlar el pH usando papel indicador universal.
Ilustración anexa I
Ilustración anexa I Si el agua es ácida, preparar una
solución fresca, usando agua destilada que haya sido
hervida durante 10 minutos en un matraz redondo
descubierto, sin tapón, (esto elimina el dióxido de
carbono).
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Figura 2.38 Corrección del pH ácido del agua tamponada con Carbonato de Sodio 0,2% y usando Rojo Fenol
como indicador.
Figura 2.39 Corrección del pH alcalino del agua tamponada con Ácido Acético 0,5% y usando Rojo Fenol
como indicador.
RELACIÓN DE APARATOS NECESARIOS PARA EQUIPAR UN LABORATORIO PERIFÉRICO
2.5 EQUIPAMIENTO
A continuación se presenta una relación de los aparatos necesarios para equipar un laboratorio que sea capaz de
efectuar todos los ensayos que se describen en este manual. Por lo general este tipo de laboratorio se instalará en un
hospital rural pequeño (hospital de distrito) que tenga entre 60 y 100 camas.
Las cantidades de los diferentes artículos que se proponen bastan para que un laboratorio que cuente con uno o dos
técnicos realice 20-50 ensayos por día en lapsos de 6 meses.
2.5.1 INSTRUMENTOS DE LABORATORIO ESENCIALES
MICROSCOPIOS1
El laboratorio debería estar equipado con dos microscopios.
 Un microscopio con tubo binocular inclinado, platina mecánica, 3 objetivos (x 10, x 40, x 100), oculares (x 5, x
10), condensador y espejo planocóncavo. Si existe suministro de electricidad o una batería, una lámpara eléctrica
de microscopio, que se usará en los ensayos de hematología. (Microscopio binocular con luz incorporada).
 El segundo microscopio es para uso en otros procedimientos del laboratorio (parasitología, análisis de orina,
bacteriología, etc.) y debería ser binocular, es decir, con un tubo binocular inclinado y los accesorios que se han
indicado anteriormente.
Si el laboratorio se encuentra en un centro de salud, un microscopio binocular será suficiente.
CENTRÍFUGAS2
Es útil tener dos centrífugas:
 Una centrífuga eléctrica con aditamento especial para microhematocrito en el cabezal y cuadrante indicador.
(Centrífuga para microhematocrito con un lector o ábaco para la lectura de los capilares de microhematocrito).
 Una centrífuga manual con cuatro cubetas o una eléctrica con cuatro cubetas.
BALANZA3
Si los reactivos se han de elaborar en el laboratorio, se necesitará una balanza analítica. Accesorios: un juego de
pesas.
Si en el laboratorio se necesita preparar una amplia gama de reactivos, es de utilidad tener una balanza analítica de dos
platos con su correspondiente juego de pesas (véase sección 3.2.2).
En la actualidad, se puede usar una balanza electrónica de precisión de un solo plato la cual funciona con energía eléctrica o con pilas. Este
tipo de balanzas ya se encuentran disponibles en los comercios y son de fácil acceso.
FRIGORÍFICOS
Siempre que se establezca un laboratorio se deberá contar con un frigorífico exclusivo para tal servicio. Existen reactivos
que necesitan mantenerse refrigerados (VDRL, pruebas de embarazo, etc.) así como ciertos materiales (algunos medios
de transporte, muestras, etc.). Estos se podrán conservar en un compartimiento del frigorífico del hospital o centro de
salud.
BAÑO MARÍA REGULADO POR TERMOSTATO (37 °C - 56 C)
Un baño maría equipado con un termostato regulador de la temperatura es requerido cuando las muestras o materiales
deban ser mantenidos a una cierta temperatura y cuando las mediciones deben ser realizadas a una dada temperatura.
En otras palabras, trabajos en que se requieren temperaturas constantes durante un tiempo relativamente prolongado.
CONTADOR DIFERENCIAL
Si bien se puede utilizar un contador manual para hacer los recuentos (llamado también “cuenta personas o cuenta
ganado”) o un sistema de ábaco manual escribiendo en un papel, con un contador diferencial se ahorra tiempo y se logra
mayor eficiencia.
FOTÓMETRO O COLORÍMETRO
Es necesario tener un fotómetro o un colorímetro para la medición de las pruebas de química sanguínea y para la
determinación precisa de los niveles de hemoglobina. Existen modelos comerciales disponibles que funcionan con pilas.
En la actualidad, también se usan los espectrofotómetros por su accesibilidad tanto los modelos con cubeta como
aquellos semiautomáticos.
1 Para obtener más información, consulte la sección 3.1.
2 Para obtener más información, consulte la sección 3.3.
3 Para obtener más información, consulte la sección 3.2.3.
2.5.2 ARTÍCULOS ADICIONALES
AUTOCLAVE
Si el laboratorio se encuentra instalado en un hospital, se podrá utilizar el servicio de esterilización de éste. Si se halla en
un centro de salud, se necesitará uno de los esterilizadores siguientes:
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— una olla de presión
— un autoclave pequeño (eléctrico o calentado en estufa de aceite o gas butano).
HORNO DE AIRE CALIENTE
Si el laboratorio es relativamente grande será provechoso que cuente con un pequeño horno de aire caliente que es muy
útil para secar los utensilios de vidrio y esterilizar materiales conjuntamente con el autoclave.
DESIONIZADOR O RETORTA PARA PREPARAR AGUA DESTILADA
El desionizador es un aparato para desmineralizar agua por medio de cartuchos de resinas de intercambio iónico (véase la
sección 2.4.3).
En lugar de un desmineralizador se puede utilizar una retorta.
Si todos los reactivos que se obtienen están listos para usarse o se cuenta con agua destilada, este tipo de artículo se
puede excluir de esta relación.
2.5.3 EQUIPOS Y SUMINISTROS
Una lista de equipos y suministros para un laboratorio periférico de salud está indicada en la Tabla 2.2. Las cantidades
propuestas son suficientes como para permitir que un laboratorio con uno o dos técnicos realicen 20-50 exámenes al día
durante un período de 6 meses. En la Fig. 2.40, se muestra material de vidrio y pequeños artículos de equipamiento de
laboratorio de uso frecuente.
2.5.4 MANUFACTURA DE UTENSILIOS DE VIDRIO
El vidrio se produce por la fusión, a temperaturas muy elevadas, de una mezcla de arena y potasio (o sodio). De este
modo se forma un silicato (vidrio ordinario, de cal y soda).Cuando se agrega ácido bórico a estos ingredientes se produce
vidrio de borosilicato (Pyrex, etc.), que es menos quebradizo y más resistente al calor. En el laboratorio se pueden
manufacturar ciertas piezas del equipo que se suele usar, calentando vidrio ordinario.
MATERIALES
1. Tubos huecos de vidrio:
— diámetro externo: 4-8 mm
— espesor de la pared: 0,9-1,0 mm
2. Varillas de vidrio:
— diámetro: 4-8 mm
3. Cortador de vidrio: lápiz de diamante o sierra.
4. Una pieza de tela
5. Un mechero de Bunsen (o, aún mejor, una lámpara de soplete pequeña, de gas o petróleo).
MANUFACTURA DE UNA PIPETA DE PASTEUR
1. Utilice tubos de vidrio de 4-6 mm de diámetro.
Marque con la sierra la longitud de los tubos que necesita:
— 14 a 15 cm para las pipetas pequeñas
— 18-25 cm para las pipetas largas.
Haga las marcas alrededor de cada tubo, formando un círculo (Fig. 2.41).
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TABLA 2.2 EQUIPO Y SUMINISTROS PARA UN LABORATORIO DE SALUD PERIFÉRICO
ARTÍCULO
CANTIDAD
REQUERIDA
EQUIPO PARA LA OBTENCIÓN DE MUESTRAS
EQUIPO ESENCIAL
Jeringas, graduadas, desechables,20 ml
Según sea
necesario
Jeringas, graduadas, desechables, 10 ml
Según sea
necesario
Jeringas, graduadas, desechables, 5 ml
Según sea
necesario
Agujas desechables, calibre 18 (1,2 mm) x 40 mm
Según sea
necesario
Agujas desechables, calibre 19 (1.0-1.1 mm) x 40 mm
Según sea
necesario
Agujas desechables, calibre 20 (0,9 mm) x 40 mm
Según sea
necesario
Agujas desechables, calibre 22 (0,7 mm) x 40 mm
Según sea
necesario
Agujas desechables, calibre 23 (0,6 mm) x 32 mm
Según sea
necesario
Agujas desechables, calibre 23 (0,6 mm) x 90 mm
Según sea
necesario
Tubo de goma para aplicar torniquetes, 2-5 mm de diámetro 2 piezas
Lancetas para extraer sangre capilar
Según sea
necesario
Algodón hidrófilo, blanco, absorbente 2x500 g
Algodón hidrófilo, no absorbente 2x500 g
Frascos vacíos de inyecciones, que anteriormente contenían antibióticos, reactivos, etc.
Para tantos como
sea posible
EQUIPO ADICIONAL
Bisturí con cuchillas desechables para cortar y tomar muestras cutáneas para hacer frotis (para
la lepra)
1
Pinzas (fórceps) de cierre curvo sin dientes para la toma de muestras cutáneas para hacer frotis
(para la lepra)
1
Cajas, de plástico o de cartón, desechables, para la recolección de heces 50
Aplicadores de madera de (12 cm x 1mm) (pueden fabricarse en el mismo laboratorio) 50
Frascos de 2,5 ml y 5 ml, preferiblemente de material plástico 50
Frascos de vidrio blanco, de boca amplia, de 50 ml, con tapa de rosca metálica y arandela de
goma, para recoger muestras de esputo
25
Frascos de vidrio blanco, de 25 ml, con tapa de rosca y arandela de goma, para recoger diversas
muestras
25
Frascos de boca amplia, de todas variedades, para recoger orina 20-40
Pinzas de sacabocado para biopsias de piel (para oncocercosis) 1
Depresor lingual de madera (abatelenguas) 50
UTENSILIOS DE VIDRIO
ARTÍCULOS ESENCIALES
Varillas de vidrio, sólidas, 6 mm de diámetro 3
Vasos para análisis (beackers), de fondo plano, de material plástico, de 50 ml 4
Vasos para análisis (beackers), de fondo plano, de material plástico, de 100 ml 4
Vasos para análisis (beackers), de fondo plano, de material plástico, de 250 ml 4
Cubetas para tinción, rectangulares, para 20 portaobjetos 4
Embudo de vidrio, de 60 mm de diámetro 1
Embudos de vidrio, de 90 mm de diámetro 2
Embudo de material plástico, de 200 mm de diámetro 1
Probetas graduadas, de vidrio, con tapón, de 25 ml 3
Probetas graduadas, de vidrio, con tapón, de 100 ml 3
Probetas graduadas, de vidrio, con tapón, de 250 ml 2
Probetas graduadas, de vidrio, con tapón, de 500 ml 1
Probetas graduadas, de vidrio, con tapón, de 1000 ml 1
Matraces de Erlenmeyer, de boca amplia, vidrio Pyrex (resistente al calor), 250 ml 3
Matraces de Erlenmeyer, de boca amplia, vidrio Pyrex (resistente al calor), 500 ml 3
Matraces de Erlenmeyer, de boca amplia, vidrio Pyrex (resistente al calor), 1000 ml 3
Frascos goteros de material plástico o vidrio, de 100 ml 12
Frascos goteros de vidrio color ámbar, 100 ml 3
Frascos para reactivos, de material plástico o vidrio de 100 ml 20
Frascos para reactivos, de material plástico o vidrio de 500 ml 10
Frascos para reactivos, de material plástico o vidrio de 1000 ml 10
Matraces volumétricos de vidrio, con tapón:
— de 100 ml 4
— de 250 ml 2
— de 500 ml 2
— de 1000 ml 1
Portaobjetos de (25 x 75) mm (1,1 a 1,3 mm de espesor) 2x1000
Cubreobjetos cuadrados de (20 x 20) mm (0,13 a 0,16 mm de espesor) 20x100
Frascos de lavado (pisetas), de material plástico, de 500 ml 2
Frascos de lavado (pisetas), de material plástico, de 1000 ml 2
Cristales cóncavos de reloj (vidrios de reloj), de 50 mm de diámetro 2
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Pipetas graduadas desde el extremo superior, pero no hasta el inferior:
— de 1 ml (divididas en 0,01 ml) 12
— de 2 ml (divididas en 0,01 ml) 10
— de 5 ml (divididas en 0,1 ml) 10
— de 10 ml (divididas en 0,1 ml) 6
Pipetas Pasteur 2 x 144
Tubos de ensayo de vidrio Pyrex, de 150 x 16 mm 50
Tubos de ensayo de vidrio Pyrex, de 85 x 15 mm (tubos de Kahn) 100
Tubos de ensayo de vidrio Pyrex, de 50 x 6 mm (para estudios de compatibilidad) 20
Tubos para centrífuga, cónicos, de 15 ml 40
Tubos para centrífuga, cónicos, de 15 ml, graduados divididos en 0,1 ml 6
Tubos de vidrio; grosor de la pared, 1 a 1,5mm; diámetro, 7 a 8 mm 1 kg
OTROS ARTÍCULOS
Placas de Petri, de vidrio:
— de 112 mm de diámetro 4
— de 156 mm de diámetro 4
Platos para evaporación, de 75 mm (75 ml) 2
Desecador 1
UTENSILIOS PARA HEMATOLOGÍA
Pipetas de Sahli, de 0,02 ml, con tubos de goma 30
Pipetas para sangre, de 0,05 ml 20
Cámaras de recuento:
— de Neubauer mejorada (con línea brillante si es posible) 3
— de Fuchs y Rosenthal 1
Cubreobjetos, ópticamente planos, para cámaras de recuento (“Cubrecámaras”) 12
Contador manual (“Cuenta ganado”) 1
Tubos (pipetas) de Westergren para medir la velocidad de sedimentación de los eritrocitos
(Eritrosedimentación, Velocidad de Sedimentación Globular: VSG)
30
Soportes para los tubos de Westergren 2
Centrífuga para microhematocrito 1
Tubos capilares para microhematocrito, con heparina 1000
Sellador de tubos para microhematocrito (cera, plastilina) 1 juego
(10 bandejas)
EQUIPO PARA BACTERIOLOGÍA Y PRUEBAS BIOQUÍMICAS
Alambre de aleación de Níquel y Cromo (Nicromo), de 1 mm de diámetro 1 metro
Mangos para asas de alambre 4
Bloque de madera para los mangos 1
Tubos estándar para proteínas 1 juego
Gradillas grandes para 12 tubos de ensayo 4
Gradillas pequeñas para 12 tubos de ensayo 4
Portatubos de madera 2
Pinzas de acero inoxidable, para portaobjetos 2
Mechero Bunsen para gas butano 1
Depósitos de gas butano (garrafas de gas) los necesarios
Trípode con gasa de amianto 1
Espátulas de diversos tamaños, para pesar reactivos 33
REGISTROS E INFORMES DEL LABORATORIO
Cuadernos para registro, de cubierta dura, grandes 6
Cuaderno para registro, de cubierta dura, pequeño (para donadores de sangre) 1
Lápices de cera para marcar vidrio, de color rojo 12
Lápices de cera para marcar vidrio, de color azul 12
Marcadores “permanentes” con tinta al solvente para marcar vidrios (diversos colores, de
preferencia, rojo, azul, negro, verde)
12
Marcador de vidrio con punta de diamante 1
Lápices de grafito 12
Estilográficas, bolígrafo, tinta azul o negra 3
Estilográficas, bolígrafo, tinta roja (para anotar resultados positivos) 2
Resaltadores fluorescentes (diversos colores, por ej., amarillo, naranja, verde) para resaltar
resultados positivos)
2
Cinta de celofán 3 rollos
Cinta adhesiva blanca 3 rollos
Etiquetas para los frascos de los pacientes 1000
Planillas preparadas con solicitudes al laboratorio (de preferencia estandarizada por oficinas
centrales)
Las necesarias
Gomas de borrar 5
Almohadilla para sellos 1
Tinta para sellos 1
Sello 1
Portasello 1
Reglas 3
Sujetapapeles (clips) Tantos como sea
necesario
Pisapapeles 2
EQUIPOS VARIOS
Microscopios 2
Colorímetro (Espectrofotómetro) 1
Baño maría 1
Frigorífico 1
Horno de aire caliente 1
Centrífuga 1
Balanza 2
Desmineralizador o destilador de agua 1
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Temporizador (timer), de 0 – 60 minutos con alarma 1
Lámpara de alcohol 1
Martillo 1
Alicate 1 par
Alicate de electricista 1 par
Destornillador pequeño 1
Destornillador mediano 1
Destornillador grande 1
Sierra metálica obtusa, de 5 mm 1
Sierras pequeñas, para ampolletas 12
Cacerola de 30 cm, de fondo plano, con tapa 1
Placa caliente 1
Mortero y mano (10 cm de diámetro) 1
Tazones de material plástico, de 50 x 30 cm 3
Cubeta de material plástico de 12 litros 1
Propipeta de goma 4
Micropipeta de 20 µl 1
Micropipeta de 50 µl 1
Micropipeta de 100 µl 1
Micropipeta de 200 µl 1
Micropipeta de 500 µl 1
Tips (puntas) para micropipeta de 20 µl de plástico desechables Las necesarias
Tips (puntas) para micropipeta de 50 µl de plástico desechables Las necesarias
Tips (puntas) para micropipeta de 100 µl de plástico desechables Las necesarias
Tips (puntas) para micropipeta de 200 µl de plástico desechables Las necesarias
Tips (puntas) para micropipeta de 500 µl de plástico desechables Las necesarias
Tijeras (mediana, grande) 1 de cada una
Bombade vacío, metálica 1
Termómetro 0 – 100 ºC 1
Tapones de goma 1 juego
Tapones de corcho 1 juego
Sacacorchos 1
Cepillos para limpiar tubos de ensayo y frascos (varios tamaños) 6
Papel de filtro de 15 cm de diámetro (tipo Whatman No. 1 o equivalente) 4 cajas
Papel para pH, de graduación estrecha (6,8-7,2) 6 cuadernos
Papel para pH, de graduación amplia (0 - 12) 6 cuadernos
Papel para lentes 2 paquetes
Pincel fino, cepillo de pelo de camello suave (para limpiar lentes) 1
Pera de goma pequeña sopladora (para la limpieza de lentes)
Esta pera de goma puede tener un cepillo de pelo de camello suave incorporado, o puede
retirarse el cepillo para usar solo el bulbo de goma para soplar el polvo y la pelusa
1
Papel higiénico 10 rollos
Toallas y trapos limpios Los necesarios
Aceite de inmersión
6 frascos (de 10
ml cada uno)
Calorífero portátil de gas 1
Pera de goma (para limpiar las pipetas) 1
Ilustración anexa A Ilustración anexa B
Ilustración anexa C
Ilustración anexa A Tubos huecos de vidrio, varillas
de vidrio y sierra.
Ilustración anexa B Colocación de los tubos de vidrio
en un beaker para dejarlos enfriar.
Ilustración anexa C Lavado y enjuague de los tubos
de vidrio recién preparados.
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Figura 2.41 Marcando la longitud necesaria del tubo de vidrio utilizando una sierra
Figura 2.42 Rompiendo el tubo de vidrio a mano
Figura 2.43 Redondeo de los extremos del tubo de vidrio por flameado a la llama del mechero
2. Envuelva con una pieza de tela la parte del tubo que va a partir. Sostenga el tubo con ambas manos, colocando las
yemas de los pulgares a cada lado de la marca (Fig. 2.42). Rompa el tubo ejerciendo presión con los pulgares.
3. Redondee el extremo de las dos piezas resultantes, de la manera siguiente como se muestra en la Fig. 2.43:
— caliente el extremo del tubo, sosteniéndolo en posición casi vertical inmediatamente arriba de la llama azul del
mechero
— vaya girándolo lentamente
— deténgase cuando el vidrio se ponga al rojo vivo.
4. Coloque los tubos en un vaso de precipitado o en un pote abierto, con los extremos calientes hacia arriba, y déjense
enfriar.
Lave todas las piezas que se han preparado (siga las instrucciones que figuran en la sección 3.5.1). Enjuáguelas y
séquelas.
5. Estire el tubo para formar la pipeta del modo siguiente:
— caliente el tubo a la mitad de su longitud en la llama azul (Fig. 2.44);
— haga girar el tubo hasta que el vidrio enrojezca.
En este momento la llama se pondrá color amarillo.
6. Retire el tubo de la llama sin dejar de girarlo continuamente y tire con lentitud de ambos extremos conservando las
dos manos exactamente en el mismo nivel (Fig. 2.45). El tubo se estirará. Continúe tirando de los extremos hasta lograr
la longitud requerida (10-20cm).
7. Espere que enfríe.
Corte por la porción estirada exactamente a la longitud que se necesite.
Redondee los bordes cortantes sosteniéndolos algunos segundos al calor de la llama (Fig. 2.46).
Separe y selle las dos pipetas calentándolas en la parte alta de la llama.
Figura 2.44 Calentamiento del tubo de vidrio antes de
estirar la pipeta.
Figura 2.45 Estirando la pipeta.
Figura 2.46 Redondeo de los extremos.
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Figura 2.47 Redondeo de los extremos de la varilla de
vidrio por flameado.
MANUFACTURA DE UN AGITADOR
1. Procúrese una varilla de vidrio sólido, de unos 5 mm de diámetro.
Con una sierra córtese la varilla en trozos de 15, 20 ó 25 cm, según sean las necesidades (véase Fig. 2.41). El
procedimiento para cortar es el mismo que se usa para los tubos de vidrio.
2. Redondee los extremos haciéndolos girar sobre la llama azul del mechero hasta que se pongan al rojo vivo en una
porción de 1 cm, aproximadamente (Fig. 2.47).
3. Con una pesa de 500 g ó 1 kg aplane los extremos calientes contra el mosaico o azulejo (seco) de la superficie de
trabajo (Fig. 2.48).
4. Caliente cada uno de los otros extremos y aplástelos presionándolos suavemente contra un azulejo (Fig. 2.49).
Las nuevas varillas se pueden utilizar también para decantar líquidos o verterlos con lentitud (véase Fig. 3.52).
Figura 2.48 Aplanar el extremo caliente de la varilla de vidrio con un peso.
Figura 2.49 Presionando el extremo caliente de la varilla de vidrio hacia abajo sobre la superficie de un mosaico.
Figura 2.50 Calentado el tubo de vidrio antes de doblarlo.
Figura 2.51 Curvando el tubo de vidrio para hacer un ángulo recto.
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Ilustración anexa D
Figura 3.52 e Ilustración anexa D Las nuevas varillas se pueden utilizar también para decantar líquidos o verterlos con lentitud.
Figura 2.52 Problemas comunes con el curvado del
tubo de vidrio doblado.
DOBLADO DE UN TUBO DE VIDRIO
1. Caliente la parte por donde quiere doblar el tubo haciéndolo girar sobre la llama hasta que el vidrio tome un color rojo
pálido y se haga maleable (Fig. 2.50).
2. Dóblelo muy despacio hasta formar un ángulo recto (use como guía el ángulo de un azulejo; Fig. 2.51).
Doblados defectuosos (Fig. 2.52)
a) El vidrio se calentó demasiado.
b) El vidrio no se calentó suficientemente.
PREPARACION DE UN MATRAZ DE LAVADO
Materiales
Se necesitan:
— un matraz redondo o un matraz Erlenmeyer de 1000 ml
— dos trozos de tubo de vidrio
— un tapón de corcho o goma.
Método
Perfore el tapón con una broca o perforador de corcho. Humedezca los extremos de los tubos con algunas gotas de agua
(cuando se use tapón de corcho) o glicerol (si se usa tapón de goma) antes de insertarlos en las perforaciones (Fig. 2.53).
Protéjase las manos con una pieza de tela.
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Figura 2.53 Componentes de un frasco de lavado
Figura 2.54 Recipientes para muestras de heces
2.5.5 RECIPIENTES PARA MUESTRAS
En el laboratorio se emplean distintos recipientes para recolectar muestras de heces fecales, sangre, orina y esputo.
RECIPIENTES PARA HECES FECALES
Los siguientes tipos de contenedores son adecuados para la recogida de muestras de heces (Fig. 2.54):
- Caja de cartón encerado o parafinado
- Lata vacía con tapa
- Frasco de plástico liviano
-Frasco de vidrio especialmente diseñado para la recogida de heces, con una cuchara unida al tapón.
FRASCOS Y TUBOS PARA RECOLECTAR MUESTRAS DE SANGRE
SANGRE SIN ANTICOAGULANTES
— Use tubos limpios y secos con capacidad para 5-20 ml, según las necesidades.
— Separe el suero después de que la sangre se haya coagulado y centrifugado.
— Si las muestras de suero se van a enviar a otro laboratorio esterilice los tubos y frascos.
El mejor tipo de tubos es el que se puede centrifugar; se evita así la manipulación excesiva de las muestras.
SANGRE CON ANTICOAGULANTES
Anticoagulantes para ensayos de hematología
Solución salina bipotásica EDTA
EDTA: Ácido Etilendiaminotetraacético; también conocido como Ácido Edético.
Coloque 0,5 ml de esta solución al 10% (reactivo No. 22) en una serie de frascos de 5 ml (Fig. 2.55) (o bien 0,2 ml en
frascos de 2 ml). Deje secar los frascos abiertos a la temperatura ambiente o colóquelos en una incubadora a 37°C, si
está disponible.
Utilícense para:
— recuentos de células sanguíneas
— cálculos de hemoglobina
— identificación de grupos sanguíneos.
Tubos con heparina
Este anticoagulante es costoso y poco estable en los climas cálidos. Los tubos con heparina se pueden obtener en el
comercio o prepararse en laboratorios centrales; tienen marcas indicadoras del nivel hasta donde se deben llenar con
sangre.
Citrato trisódico al 3,2%
(a veces se usa al 3,8%)
Preparación: véase el reactivo No. 60.
Se usa para determinar la velocidad de sedimentación de los eritrocitos. Empléese 1 ml de solución de citrato trisódico
por cada 4 ml de sangre (ó 0,4 ml por cada 1,6 ml de sangre).
Importante: Nunca se hagan recuentos de células sanguíneas con citrato.
Anticoagulante para efectuar ensayos bioquímicos
Generalmente se emplea fluoruro sódico (NaF).
Use 10 mg de polvo de fluoruro por cada 10 ml de sangre, ó 2 mg por cada 2 ml de sangre.
Se utiliza para:
— calcular la glucosa sanguínea
— calcular la urea sanguínea (con ciertas técnicas).
Advertencia: El fluorurosódico es venenoso.
Precauciones que se deben tomar al usar anticoagulantes
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o Mézclese inmediatamente después de recolectar la sangre, invirtiendo el recipiente varias veces con
suavidad y uniformidad. No se agite el contenido.
o Utilice recipientes limpios. Séquense antes de añadir el anticoagulante. Advertencia: Los residuos de
detergente disuelven los glóbulos rojos. Asegúrese que los recipientes se enjuaguen abundantemente antes del secado.
o Guarde los frascos que contengan anticoagulantes en un lugar seco. La solución de sal dipotásica de EDTA
y el fluoruro sódico son estables a la temperatura ambiente, pero el citrato trisódico y la heparina se deben conservar en
el frigorífico.
o Utilice las proporciones correctas. Use recipientes y tubos graduados o coloque etiquetas en ellos de modo
que el borde superior de estas quede al nivel de la cantidad de sangre que se requiera (2 ml ,5 ml, etc.)
RECIPIENTES PARA RECOLECTAR OTRAS MUESTRAS
El procedimiento mejor para los análisis de orina consiste en que los pacientes las recojan cerca del laboratorio.
Use matraces de boca ancha de Erlenmeyer limpios y secos, con capacidad para 250 ml, o frascos limpios de boca amplia
para efectuar los exámenes directos y los ensayos bioquímicos habituales.
Recolección de agua para examen bacteriológico.
Frascos para recolectar líquido cefalorraquídeo (véase sección 8.2).
CAJAS Y TARROS PARA RECOLECTAR MUESTRAS DE ESPUTO
Se pueden utilizar tarros de vidrio con tapón de rosca o tarros desechables de material plástico con tapa, o bien se
pueden fabricar pequeñas cajas en el propio laboratorio con piezas de cartón que se arman con grapas, es decir, usando
cartón y una grapadora. Estas cajas solo se pueden usar una vez, y nada más que para el esputo que se recolecta en el
propio laboratorio.
1. Corte las piezas de cartón en cuadros de 18 cm y dóblelos como se indica en la ilustración (Fig. 2.56):
• primero, de esquina a esquina
• a continuación, en nueve cuadros iguales.
2. Dóblense hacia adentro los pliegues diagonales del cuadro de cada esquina (Fig. 2.57).
3. Doble dos de las esquinas hacia atrás, sobre un lado de la caja, y las otras dos sobre el otro lado (Fig. 2.58).
4. Fíjense con grapas las dos esquinas que se han doblado sobre cada lado de la caja (Fig. 2.59), que de este modo
quedará lista para recibir la muestra.
5. Incinere las cajas de cartón y los tarros de plástico después de usarlos, como se explica en la sección 3.6.2.
Figura 2.55 Dispensación de solución de EDTA en frascos (tubos) para la recogida de muestras de sangre.
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Figura 2.56 Plegando cartón para hacer cajas de cartón para la recogida de esputo
Figura 2.57 Doblando las esquinas hacia adentro
Figura 2.58 Doblando dos de las esquinas hacia atrás, sobre un lado de la caja, y las otras dos sobre el otro lado
Figura 2.59 Asegurando las esquinas dobladas con grapas
Ilustración anexa A Tarro plástico y caja para la
recogida de esputo.
2.5.6 ALMACENAMIENTO, INVENTARIO Y PEDIDO DE SUMINISTROS
ALMACENAMIENTO
UTENSILIOS DE VIDRIO
Guárdense los utensilios de vidrio en los anaqueles de un armario, protegidos del polvo. Los matraces de Erlenmeyer y los
de fondo redondo se deban taponar con algodón no absorbente o cubrir con papel de estraza (o, de preferencia, con
hojas delgadas de parafina encerada o material plástico adherente, como Parafilm o Saran, si se cuenta con ellos) y
ordenarlos por tipos y tamaños. Las pipetas graduadas se guardarán en gavetas (cajones) divididas en secciones.
Ilustración anexa A Cajón donde se guardan las
pipetas graduadas en secciones.
AGENTES QUÍMICOS Y REACTIVOS
Deben colocarse en estricto orden alfabético.
Los ácidos y las sustancias químicas inflamables y peligrosas (que se identificarán por medio de etiquetas de colores
apropiados) se deben guardar por separado en una sección especial. Los frascos que no se han abierto se conservarán en
cajas rellenas de aserrín.
Los venenos se deben guardar aparte, en un armario con candado, con etiquetas de colores diferentes que los
identifiquen.
INSTRUMENTOS PESADOS
Algunos instrumentos, como los espectrofotómetros, se conservarán en una habitación provista de un sistema de
enfriamiento de aire si el clima es cálido y húmedo. Para guardar los microscopios consúltense la sección 3.1.6.
ORGANIZACIÓN DEL ALMACÉN E INVENTARIO
FICHAS DE REGISTRO DE EXISTENCIAS
Se deberá elaborar una ficha de registro de existencias para cada sustancia química, tinción, utensilio de vidrio, etc. Una
forma de ficha sencilla se muestra en la tabla 2.3.
Cuando se pida un artículo, indíquese:
— En la columna encabezada "Pedido a" — dónde se envió el pedido
— En la columna encabezada "Pedido" — la fecha y la cantidad pedida.
Cuando se reciba un artículo, indíquese:
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— En la columna encabezada "Recibido" — la fecha de recibo y la cantidad recibida
— En la columna encabezada "Existencia" — el total en existencia en el laboratorio después de que el artículo se haya
recibido.
Cuando un artículo se haya usado (o roto), indíquese:
— En la columna encabezada "Despachado" -- la fecha y la cantidad salida del almacén
— En la columna encabezada "Existencia" — el total que ha quedado en existencia después de que el artículo ha salido
del almacén.
Clasifíquense las fichas de existencias en orden alfabético estricto y consérvense en una caja o un archivero. Se asignará
un número a cada artículo que se anotará en la ficha de existencias, junto a "Artículo No.".
Tabla 2.3 Muestra de una ficha de existencias
Artículo: Tinción de Giemsa (frasco con 250 ml)
Artículo
No. 29
Pedido a Pedido Recibido Despachado
En
existencia
Fecha Cantidad Fecha Cantidad Fecha Cantidad
2 frascos
Compañía
A
01 /08/ 01 2 frascos 20 /08/ 01 2 frascos 4 frascos
10 /10/ 01 1 frasco 3 frascos
03 /12/ 01 1 frasco 2 frascos
Compañía
A
15/11/01 2 frascos 10/12/01 2 frascos 4 frascos
INVENTARIO
Cada 6 meses se hará un inventario de todos los suministros del laboratorio. Deberá contarse la cantidad o los números
de los artículos que se tengan en existencia y se comprobará que la cifra corresponde a la que figura en la columna
"Existencia" de la ficha.
PEDIDO DE SUMINISTROS
Un laboratorio adecuadamente organizado hará un pedido de suministros a los expendios centrales cada 3 meses. Para
elaborar cada pedido examínense las fichas de existencias, una por una.
Es más fácil calcular las cantidades que se necesitan por mes (véase tabla 2.4) si en la parte inferior de cada ficha de
existencias se añade un cuadro como el siguiente:
Tabla 2.4 Estimación de la cantidad de suministros requeridos
Año Cantidad usada por mes
Enero Febrero Marzo Abril Mayo Junio Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre
2000
2001
2002
2003
En el caso de las sustancias químicas, las tinciones y los reactivos, pídanse las cantidades que se suelen usar en 3 meses,
tomando en cuenta cualesquiera aumentos o disminuciones recientes en tales cantidades. Por ejemplo:
— En un año se han usado 8 frascos de tinción de Giemsa
— Esto equivale a una medida de 2 frascos cada 3 meses
— Pídanse 2 frascos cada 3 meses (ó 4 frascos cada 6 meses si los pedidos se elaboran dos veces al año).
FECHAS DE VENCIMIENTO
Algunos reactivos (antisueros para grupos sanguíneos, antígenos, etc.) se deben emplear antes que se cumplan sus
fechas de vencimiento. Anótense las fechas de vencimiento en las fichas de existencias.
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Tabla 2.5 Registro de Hematología a
Fecha Muestra Pacien
te
En
viado
Eritrocitos CHCMd Leucocitos Paludismo Otras RRReeesssuuullltttaaadddooosss
no.
por
Concentraciónb
VSG Morfología
Fracción deosc (g/l)
Fracción de número de los tipos
pruebas enviados
 de Hb (g/l) Fracción
de (mm/h)
Concentración
de No.
Concentración
de No.
N L M E O
en
(fecha)
2.1.01 1 Sr R Dr M 117 — 23 — ANS ++ 124 ¥ 10-3 — 4.2 ¥ 109 0.48 0.35 0.13 0.04 — Numerosos. — 2.1.01
POIQ +
P. falciparumPMN ++
2.1.01 2 Sra L Dr H 58 0.21 52 — ANS ++ 0.071 ¥ 10-3 276 5.7 ¥ 1090.32 0.56 0.04 0.08 — — 2.1.01
POIQ ++
HC ++
PMN +
Hb: Hemoglobina; VSG: Velocidad de Sedimentación Globular; ANS: Anisocitosis; POIQ: Poiquilocitosis; PMN: Eritrocitos polimorfonucleares (¿?); HC: Hematíes hipocrómicos; CHCM: Concentración de Hemoglobina Corpuscular 
Media ; N: Neutrófilos; L: Linfocitos; M: Monocitos; E: Eosinófilos; O: Otros.
a Para explicación de los encabezados de columna, consulte las secciones pertinentes del texto.
b La hemoglobina también puede ser expresada en función de la concentración de la sustancia, el título de la columna sería entonces “Hb (Fe), concentración de la sustancia (mmol / l)”. En ese caso, los valores citados en los dos ejemplos serían 
7,3 y 3,6 mmol / l, respectivamente.
c
“
Tabla 2.6 Registro de química sanguínea
Fecha Urea, concentración Concentración de Otras pruebas
Resultados 
no. de sustancia (mmol/l) Glucosa (mmol/l) (especificar)
enviados en 
(fecha)
2.1.01 1 Sra W Sala 1
1
12.8 — — 2.1.01
2.1.01 2 Sr G Dr W — 5.3 — 2.1.01
Tabla 2.7 Registro de análisis de orina
Fecha pH Examen microscópico Prueba de Pigmentos Pruebas 
químicas 
para sangre
Otras pruebas Resultados 
no. por directo glucosa
Proteínas
biliares
Urobilinógeno
Cetonas (especificar) enviados 
en (fecha)
2.1.01 1 Sr C Dr R 7.0 Leucocitos (20–30 por cam-
po
Negativo Negativo NR NR NR NR NR 2.1.01
 de alta resolución), esca-
sos cilindros hialinos
2.1.01 2 Sra E Dr A 6.8 Leucocitos (5–10 por campo +++ Negativo NR NR + NR Prueba de 2.1.01
de alto aumento), escasas embarazo: 
positivacélulas epiteliales
NR: Prueba no realizada; —: negativo; +: positivo débil; ++: moderadamente positivo +++: fuertemente positivo.
Volumen
 no. de 
Reticulocitos
trofozoítos de
Moderado no de 
trofozoítos de 
P. falciparum
En este ejemplo los reticulocitos se expresan como fracción de número. También se pueden expresar como concentración de número, o sea su número por litro. A sí, el encabezado de la columna sería “concentración de número de reticulocitos (x 109/l)” y 
las cifras dependerían de las concentraciones de número de los eritrocitos (que no se indican en los ejemplos puestos en este cuadro).
d La concentración media de hemoglobina en los eritrocitos también se puede expresar como concentración de sustancia; de este modo el encabezado de la columna sería “Concentración de Hemoglobina (Fe) 
Corpuscular media CHCM (Fe) (mmol/l)”. En este caso, el ejemplo que se cita (No. 2) tendría un valor de 17.1.
Enviado
Enviado 
por
Paciente
PacienteMuestra
Muestra
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Tabla 2.8 Examen del LCR (en el registro de análisis de orina o por separado)
Fecha Muestra Paciente Envia
do
Apariencia Examen microscópico Concentración 
del no. de de Glucosa
Concentración Prueba de 
Pandy
Otras pruebas (especificar) Resultados 
no.
por
macroscópica directo
leucocitos
de Proteínas 
totales
de las enviados 
en(mmol/l) (g/l) globulinas (fecha)
2.1.01 1 Srta W Dr G Turbio Gram: Abundantes 30 1.5 0.45 + Leucocitos tipo, no., fracción: 2.1.01
leucocitos neutrófilos 0.94,
Escasos diplococos linfocitos 0.06
intracelulares
Gram negativos
17.1.01 2 Sr L Dr C Claro NR 4 3.3 0.25 Negativo NR 17.1.01
Tabla 2.9 Registro de bacteriología
Fecha Muestra Paciente Enviado por Muestra Examen solicitado Resultados Resultados 
enviados enno. (fecha)
2.1.01 1 Sr J Dr R Esputo Examen microscópico de frotis 
para
No se observan BAAR (bacilos ácido - alco-
hol resistentes
2.1.01
tuberculosis
2.1.01 2 Sra A Pus de Examen microscópico de frotis 
teñido con Gram
Abundantes leucocitos; escasos hematíes; 
escasas células epiteliales; cantidad modera-
da de bacilos Gramnegativos
2.1.01Sala Médica 2
herida
3.1.01 3 Sr L Dr M Pus uretral Examen microscópico de frotis
 teñido con Gram
Cantidad moderada de diplococos 
Gramnegativos intracelulares, incluyendo 
cocos gonocócicos
3.1.01
3.1.01 4 Sra R
Sala Médica 1
LCR Examen microscópico de frotis 
teñido con Gram
Muy escasos leucocitos y células epiteliales; 
no se observan hematíes ni 
microorganismos
3.1.01
Concentración
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Tabla 2.10 Registro de parasitología 
Fecha Muestra Examen Resultados Resultados envia-
dos enno. provista solicitado (fecha)
2.1.01 1 Sr F Dr A Heces Parásitos
intestinales
Microscopia directa: Se observa cantidad modera-
da de huevos de AAAssscccaaarrriiisss llluuummmbbbrrriiicccoooiiidddeeesss
2.1.01
2.1.01 2 Srta M Dr C Heces Parásitos
intestinales
Microscopia directa: No se observan huevos 
ni parásitos.
Técnica de concentración: No se observan huevos 
ni parásitos.
2.1.01
2.1.01 3 Sra L Cortes de
piel
Oncocercosis No se observan parásitos 3.1.01Sala 
Médica 1
3.1.01 4 Sr S Dr R Heces Parásitos Sangre oculta: Positivo 3.1.01
Microscopia directa: Se observan 
numerosos trofozoítos de EEEnnntttaaammmoooeeebbbaaa 
hhhiiissstttooolllyyytttiiicccaaa y algunos huevos de AAAnnncccyyylllooossstttooommmaaa 
ddduuuooodddeeennnaaallleee
Tabla 2.11 Registro de serología
Fecha
Muestra no. Paciente
Enviado por Muestra Examen solicitado Resultados
Resultados 
enviados en
3.1.01 1 Sra P Clínica prenatal Sangre ELISA para la determinación No reactivo 3.1.01
de Ac anti-HIV
3.1.01 2 Sra T Dr M Sangre ELISA para la determinación Reactivo, 1 :8 3.1.01
de Ac anti-HIV
ELISA: Ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas; HIV: Virus de la Inmunodeficiencia humana; Ac: Anticuerpos
(Fecha)
Paciente
Muestra Enviado 
por
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Tabla 2.12 Muestra del informe mensual para un laboratorio de salud
Nombre del laboratorio:
Informe de fin de mes:
REGISTRO DE LABORATORIO
Número de exámenes realizados
Hematología (general) 1235
Química sanguínea 27
Análisis de orina:
 Examen directo 287
 Química 43
 Pruebas de embarazo 17
Exámenes del LCR:
 Examen directo 3
 Química 3
Parasitología:
 Examen de heces 162
 Examen de sangre 802
Otros exámenes (por ej., examen de glándulas linfáticas para tripanosomas) 2
Bacteriología:
 Tinciones de Gram 63
 Tinciones ácido-alcohol resistentes 41
 Tinciones de Wayson 11
Micología 3
Serología
 Cualitativa 114
 Cuantitativa 16
Número de muestras enviadas a laboratorios especializados
Agua para análisis bacteriológico 8
Muestras para cultivo bacteriológico 32
Suero para serología 0
Biopsias de tejidos 2
Otras muestras 0
REGISTRO DE ENFERMEDADES TRANSMISIBLES a
Número de casos informados
Exámenes bacteriológicos
Gonorrea 11
Lepra 0
Plaga 0
Tuberculosis 7
Exámenes parasitológicos
Amebiasis 14
Ascaridiasis 22
Filariosis 1
Ancilostomiasis 80
Paludismo 253
Oncocercosis 0
Esquistosomiasis 2
a La lista de enfermedades de notificación obligatoria, varía de un país a otro. Las autoridades centrales de salud
pública la formulan teniendo en cuenta:
 Los reglamentos internacionales para la notificación de enfermedades transmisibles
 Las enfermedades prevalecientes en el área
https://booksmedicos.org
484848 3 PROCEDIMIENTOS GENERALES DE LABORATORIO
Muchas enfermedades prevalecientes en los climas cálidos son transmisibles y se propagan por
gérmenes que a menudo se pueden observar por medio del microscopio en muestras obtenidas de
pacientes. Por lo tanto, la microscopia directa es indispensable en los laboratorios de los países
tropicales.
Un laboratorio clínico sin microscopio, o con un microscopio que no se conserva de manera
adecuada, no se puede considerar equipado con propiedad.
3.1 Uso de un microscopio
El microscopio es un instrumento esencial para el diagnóstico de una enfermedad. Es un
instrumento de precisión que requiere un mantenimiento cuidadoso para evitar daños en las partes
mecánicas y oculares y también para detener los hongos que producen oscurecimiento de las lentes.
3.1.1 COMPONENTES DE UN MICROSCOPIO
Los diversos componentes del microscopio se pueden agrupar en cuatro sistemas:
- El sistema de soporte
- El sistema de aumento
- El sistema de iluminación
- El sistema de ajuste.
SISTEMA DE SOPORTE (Fig. 3.1)
Este consiste en:
- El pie (1)
- El bastidor o brazo (2)
- Portaobjetivo revólver giratorio (cambiadorde objetivos) (3)
- La platina (4)
- La platina mecánica (5), que imprime un movimiento lento y regulado al portaobjeto.
SISTEMA DE AUMENTO (Fig. 3.2)
Consiste en un conjunto de lentes.
Las lentes del microscopio se encuentran montadas en dos grupos, uno en cada extremo de un
tubo relativamente largo, o tubo del microscopio,
— el primer grupo de lentes se halla en el extremo inferior del tubo, inmediatamente arriba de la
preparación que se va a examinar (el objeto), y se denomina objetivo
— el segundo grupo se encuentra en el extremo superior del tubo, por donde mira el microscopista,
y se llama ocular.
LOS OBJETIVOS
(a) Aumento
El poder de aumento de cada objetivo se indica por un número grabado en la manga de la lente
(Fig. 3.3):
— el objetivo x 10 aumenta 10 veces
— el objetivo x 40 aumenta 40 veces
— el objetivo x 100 aumenta 100 veces.
(El objetivo x 100 generalmente se encuentra marcado con un anillo rojo para indicar que se debe
usar con aceite de inmersión.)
Algunos microscopios están equipados con un objetivo x 3 o x 5 en lugar de un objetivo x 10.
(b) La abertura numérica (AN)
La AN también se halla grabada en la manga de la lente, junto a la indicación del poder de
aumento (Fig. 3.4); por ej.
— 0,30 en el objetivo x 10
--- 0,65 en el objetivo x 40
— 1,30 en el objetivo x 100
A medida que aumenta la AN es mayor el poder de resolución (capacidad de hacer perceptibles
detalles adyacentes muy cercanos, separándolos y aclarándolos) (véase a continuación).
(Además, a medida que aumenta la AN disminuyen las dimensiones de la lente frontal montada en
la base del objetivo. La lente frontal del objetivo x 100 tiene el tamaño de una cabeza de alfiler, por
lo que se debe manejar con cuidado.)
(c) En la manga del objetivo puede haber varios números:
La longitud recomendada en mm para el tubo del microscopio (entre el objetivo y el ocular),
es generalmente de 160 mm
El grosor recomendado en mm para el cubreobjetos utilizado para tapar el portaobjetos, por ej.,
0,16 o 0,17.
Las roscas para atornillar todos los objetivos son uniformes, de manera que estos se pueden
intercambiar en el revólver.
(d) Distancia de operación del objetivo
Esta es la distancia que hay entre la lente frontal del objetivo y el portaobjetos cuando la imagen se
encuentra enfocada.
A medida que el poder de aumento del objeto es mayor disminuye la distancia de operación (Fig.
3.5).
— objetivo x 10: la distancia de operación es de 5 - 6 mm
— objetivo x 40: la distancia de operación es de 0,5 -1,5 mm
— objetivo x 100: la distancia de operación es de 0,15 - 0,20 mm
(e) Poder de resolución
Cuanto mayor sea el poder de resolución del objetivo será más clara la imagen y aumentará la
capacidad de poner de manifiesto detalles adyacentes muy cercanos, separándolos y aclarándolos.
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494949
El poder de resolución máximo de un buen microscopio de laboratorio médico es, aproximadamente,
de0,25 µm (el poder de resolución del ojo humano normal es de 0,25 mm).
El aceite de inmersión aumenta el poder de resolución al hacer que se conserven muchos rayos luminosos que se
perderían por refracción al usar un objetivo seco.
Ilustración anexa A
Ilustración anexa A Los componentes del microscopio óptico, básicamente, pueden ser agrupados en 4 sistemas a) El sistema de soporte; b)
El sistema de aumento; c) El sistema de iluminación; d) El sistema de ajuste.
Figura 3.1 Componentes del sistema de soporte de un microscopio: El pie o base (1); El bastidor o brazo (2); Portaobjetivo revólver
giratorio (cambiador de objetivos) (3); La platina (4); La platina mecánica (5), que imprime un movimiento lento y regulado al portaobjeto.
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505050
Figura 3.2 Componentes del sistema de aumento de un microscopio.
Figura 3.3 Objetivos. Se muestran uno de x 10, otro de x 40 y uno de x 100. El objetivo de x 100 genralmente se encuentra marcado con un
anillo rojo para indicar que se debe usar con aceite de inmersión.
Figura 3.4 Apertura numérica (AN). La an también se halla graba en la manga de la lente, junto a la indicación del poder de aumento, en este
caso, en la figura es 1.30 (AN) en el objetivo x 100.
Figura 3.5 Distancia de operación o trabajo del objetivo entre la lente frontal del objetivo y el portaobjetos. Esta distancia indica la longitud
en la cual la imagen ya está enfocada. Nótese en la figura que a mayor aumento menor es la distancia con el portaobjetos.
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Ilustración anexa B Cuanto mayor sea el poder de resolución del objetivo será más clara la imagen y aumentará
la capacidad de poner de manifiesto detalles adyacentes muy cercanos, separándolos y aclarándolos.
El poder de resolución máximo de un buen microscopio de laboratorio médico es, aproximadamente, de 0,25 µm
(el poder de resolución del ojo humano normal es de 0,25 mm). El agregado de aceite de inmersión aumenta el
poder resolutivo. Obsérvese los puntos dentro de los círculos, la distancia de separación entre ambos puntos que
puede ser percibida a distintos poderes resolutivos. Con uno menor a 0,25 µm los puntos aparecen muy cercanos,
casi juntos, sin apreciarse separación entre ellos.
EL OCULAR
Aumento
El poder de aumento se encuentra marcado en el ocular (Fig. 3.6):
— Un ocular x 5 aumenta 5 veces la imagen que produce el objetivo
— Un ocular x 10 aumenta la imagen 10 veces.
Si la imagen del objeto se hace aumentar 40 veces mediante el objetivo x 40 y en seguida 5 veces
mediante el ocular x 5, el aumento total será de 5 x 40 = 200.
Para calcular el aumento total de la imagen del objeto que se observa, multiplíquese el poder de
aumento del objetivo por el del ocular.
El poder de aumento de los microscopios utilizados en los laboratorios médicos oscila entre 50 y
1000.
Ciertos oculares tienen una retícula calibrada. Estos oculares se utilizan para medir el tamaño de un
objeto bajo el microscopio (por ejemplo, los quistes de protozoarios).
Microscopios binoculares
Los microscopios binoculares (que poseen dos oculares, pero solo se usa un objetivo en cada
ocasión) fatigan menos los ojos cuando se deben realizar exámenes prolongados. Sin embargo, la
iluminación eléctrica es esencial para el objetivo x 100.
EL SISTEMA DE ILUMINACIÓN
1. La fuente luminosa
De preferencia se empleará luz eléctrica, pues es más fácil de ajustar. Puede proporcionarla una
lámpara contenida en el microscopio por debajo de la platina o mediante una lámpara exterior
colocada frente al microscopio.
De lo contrario se podrá utilizar la luz del día. El microscopio nunca se debe utilizar ni debe permanecer bajo la
luz directa del sol. Deberá estar bien iluminado, pero se usará una luz amortiguada. Si la luz del sol es
excesivamente brillante se colocará frente al microscopio una botella o redoma de vidrio claro, llena de agua, a fin
de reducir la intensidad de la luz.
2. El espejo
El espejo refleja los rayos de la fuente luminosa sobre el objeto. Por un lado su superficie es plana
y cóncava por el otro (Fig. 3.7). El lado cóncavo constituye un condensador de escaso poder y no
se debe usar si ya se cuenta con un condensador propiamente dicho.
3. El condensador
El condensador (Fig. 3.8) lleva los rayos luminosos a un foco común sobre el objeto que se habrá
de examinar.
Se encuentra colocado entre el espejo y la platina.
Se puede elevar (iluminación máxima) y bajar (iluminación mínima). Se debe centrar y ajustar
adecuadamente.
4. El diafragma
El diafragma (Fig. 3.9), que se encuentra dentro del condensador, se utiliza para reducir o ampliar
el ángulo, y, por lo tanto, también la cantidad de luz que entra en el condensador.
Cuanto más se abre el diafragma más se amplía el ángulo y en consecuencia aumenta la AN y se
pueden observar detalles más pequeños. Sin embargo, al mismo tiempo se reduce el contraste.
Filtros
En algunos microscopios se ajustan filtros de colores (principalmente azules) debajo del
condensador. Se pueden dejar en su sitio o quitarlos, según el tipo de preparación que se vaya a
observar.
EL SISTEMA DE AJUSTE (Figs. 3.10 y 3.11)Este sistema comprende:
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 La cremallera de avance rápido o tornillo macrométrico
 El tornillo micrométrico de avance lento
 El tornillo de ajuste del condensador
 Los tornillos para centrar el condensador
 El elevador del diafragma iris
 Reguladores de la platina mecánica
1. La cremallera de avance rápido
Es el tornillo mayor. Se utiliza primero para lograr la aproximación del enfoque. También, es
llamado Macrométrico.
2. El tornillo micrométrico de avance lento
Hace que el objetivo se desplace más lentamente. Se emplea para conseguir un enfoque perfecto
del objeto.
3. El tornillo de ajuste del condensador
Se utiliza para elevar el condensador y aumentar la iluminación o descenderlo y reducir la
iluminación.
4. Los tornillos para centrar el condensador
Puede haber tres tornillos colocados alrededor del condensador: uno al frente, uno a la izquierda y
uno a la derecha. Se usan para centrar el condensador exactamente en relación con el objetivo.
5. El elevador del diafragma iris
Este es un pequeño elevador que se encuentra fijo al condensador. Se puede mover para cerrar o
abrir el diafragma, reduciendo o aumentando así el ángulo y la intensidad de la luz.
6. Reguladores de la platina mecánica
Se utilizan para desplazar el portaobjetos sobre la platina (véase Fig. 3.11):
1 tornillo lo desplaza hacia atrás y hacia adelante
1 tornillo lo desplaza a la izquierda o la derecha.
Figura 3.6 Un ocular. Figura 3.7 Un espejo de microscopio.
Figura 3.8 Un condensador. Figura 3.9 Un diafragma.
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Fig. 3.11
Figura 3.10 Sistema de ajuste del microscopio. 1) Tornillo de avance rápido o tornillo macrométrico; 2) Tornillo
micrométrico de avance lento; 3) Tornillo de ajuste del condensador; 4) Tornillos para centrar el condensador; 5)
Elevador del diafragma iris.
Figura 3.11 6) Reguladores de la platina mecánica Se utilizan para desplazar el portaobjetos sobre la platina. Un
tornillo lo desplaza hacia atrás y hacia delante, un tornillo lo desplaza a la izquierda o la derecha (véanse las
flechas).
3.1.2 CONFIGURACIÓN Y PREPARACIÓN DEL MICROSCOPIO
Cuando se recibe un nuevo microscopio en el laboratorio es importante saber cómo prepararlo.
1. Posición del microscopio
Coloque el microscopio sobre una mesa firme, de nivel uniforme (compruebe con un nivel de
burbuja) y tamaño adecuado, pero no demasiado alta. Si se va a usar iluminación eléctrica el
microscopio deberá estar a la sombra, lejos de las ventanas. Debajo del microscopio coloque una
pieza cuadrada de fieltro. Si no se dispone de fieltro utilice una pieza de tela gruesa.
MONTAJE DE UNA LÁMPARA PARA EL MICROSCOPIO
Si se dispone de un microscopio con espejo se podrá armar una lámpara que le proporcione
iluminación. En una base de madera se montará un soporte de porcelana para bombillas
incandescentes y se encerrará este conjunto en una caja de madera u hojalata con una abertura
para que salga la luz (Fig. 3.12). Ábranse ranuras en la tapa de la caja a fin de evitar que la
bombilla se caliente demasiado, y al mismo tiempo se facilita su enfriamiento.
También se puede fijar una hoja plegadiza encima de la abertura de la caja, que sirva de postigo
(Fig. 3.13). Úsese una bombilla opaca del tipo "luz de día" (azul-blanco):
— de 60 vatios para microscopios monoculares
— de 100 vatios para microscopios binoculares.
2. Colocación de los accesorios
— Atornille los objetivos en el revólver en el sentido de las manecillas del reloj y en el siguiente
orden:
— (objetivo x 3 ó x 5)
-- objetivo x 10
— objetivo x 40
— objetivo x 100 (para inmersión en aceite).
Las roscas para atornillar los objetivos son estándar.
— Coloque en su sitio el ocular o los oculares.
— Fije el condensador debajo de la platina.
— Fije el espejo en el pie del microscopio.
3. Posición de la lámpara
Si se va a usar iluminación eléctrica ponga la lámpara a una distancia de 20 cm al frente del
microscopio, por delante del espejo, que se colocará en un ángulo de 45°. Cubra el espejo con una
pieza de papel.
Ajuste la posición de la lámpara de manera que la luz brille en el centro del espejo (Fig. 3.14).
Si la lámpara está provista de una lente, los filamentos del bombillo se proyectan sobre la pieza de
papel con que se ha cubierto el espejo. Esto permite centrar el haz luminoso con mayor precisión.
En algunos modelos se hace girar el bombillo hasta que se obtiene una imagen clara del filamento
4. Ajuste preliminar del espejo
Utilice el lado plano del espejo. Quite, si los hay, los filtros de colores. Abra el diafragma iris hasta
el máximo. Eleve el condensador. Coloque una pieza de papel blanco de poco espesor sobre la
lente de la cúpula del condensador. En esta pieza de papel se deberá observar una imagen del
bombillo eléctrico, rodeada por un círculo de luz (Fig. 3.15).
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Ajuste el espejo de manera que la imagen del bombillo quede exactamente en el centro del círculo
luminoso (Fig. 3.16), (o bien, si se utiliza la luz del día, que quede en el centro la porción más
brillante).
5. Pasos a seguir para centrar el condensador (cuando existe el mecanismo pertinente)
Es muy importante centrar correctamente el condensador. Este aspecto se descuida con frecuencia.
a) Coloque en la platina una preparación en su correspondiente portaobjetos, sin cubreobjetos.
Haga descender el condensador. Abra el diafragma iris. Examine con el objetivo de menos poder (x
3, x 5 ó x 10). Observe la preparación a través del ocular y enfóquese.
b) Cierre el diafragma. En el campo microscópico aparecerá un círculo borroso de luz rodeado por
un anillo oscuro (Fig. 3.17).
c) Eleve el condensador lentamente hasta que los bordes del círculo luminoso estén claramente
enfocados (Fig. 3.18).
d) Ajuste, si es necesario, la posición del espejo, de manera que el círculo luminoso quede centrado
exactamente o sobrepuesto al área clara que está rodeada por la zona oscura (Fig. 3.19).
e) Por medio de los tornillos para centrar el condensador haga los ajustes necesarios hasta que el
círculo luminoso se halle exactamente en el centro del campo microscópico (Fig. 3.20). Repita esta
operación con los demás objetivos.
6. Ajuste del diafragma
Abra el diafragma completamente. Retire el ocular y observe directamente a través del tubo del
microscopio; la lente superior del objetivo aparecerá llena por un círculo luminoso. Cierre el
diafragma lentamente hasta que este círculo luminoso ocupe solo 2 /3 de la superficie (Fig. 3.21).
Repita esta operación al usar cada objetivo.
7. Ajuste de los oculares
Elección del ocular
Los oculares x 5 ó x 10 proporcionan resultados satisfactorios en el laboratorio médico. Si se
utilizan oculares de mayor poder se intensificará el aumento, pero es probable que no se observen
mejor los detalles. El ocular que se use dependerá de la elección que se haga.
Ajuste binocular
En los microscopios binoculares la distancia interpupilar (distancia entre las pupilas de los ojos) se
puede ajustar según la conveniencia del operador.
Enfoque de los ojos derecho e izquierdo
Uno de los soportes de los oculares (casi siempre el izquierdo) está provisto de un anillo para
enfoques (Fig. 3.22).
Si este anillo se encuentra en el soporte del ocular izquierdo, cierre el ojo izquierdo y, empleando el
objetivo x 40, enfoque la imagen para el ojo derecho por el ocular derecho.
A continuación cierre el ojo derecho y observe con el ojo izquierdo a través del ocular izquierdo. Si
la imagen se encuentra enfocada no se necesitará ajuste alguno. Si la imagen no es clara, haga
girar el anillo de enfoque hasta aclararla. En este momento el microscopio habrá quedado ajustado
de acuerdo con la visión binocular propia del operador.
Figura 3.12 Montando una lámpara para el microscopio.
Figura 3.13 Fuente alternativa de luz para el microscopio.
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Figura 3.14 Ajustando la posición de la fuente de luz
Figura 3.15 Ajuste del espejo.
Figura 3.16 Imagen de la fuente de luz, como se ve a través del condensador.
Figura 3.17 Paracentrar el condensador, primero cierre el diafragma.
Figura 3.18 Eleve el condensador hasta los bordes del círculo de luz están en foco.
Figura 3.19 Ajuste la posición del espejo al centro de la fuente de luz.
Figura 3.20 Use los tornillos de centrado del condensador al centro de la fuente de luz.
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Figura 3.21 Ajuste del diafragma.
Figura 3.22 Enfoque de los oculares.
3.1.3 ENFOQUE DEL OBJETIVO
1. Empleo de un objetivo de bajo poder (x 10)
Descienda el condensador completamente.
Descienda el objetivo hasta que se encuentre inmediatamente por arriba de la preparación que se
encuentra en el portaobjetos.
Utilizando la cremallera de avance rápido eleve el objetivo hasta que observe una imagen clara a
través del ocular.
En algunas ocasiones no se puede lograr una imagen clara a pesar de que el objetivo se ha bajado
todo lo posible. Esto obedece a que el tornillo micrométrico de avance lento se ha girado
completamente hacia la derecha. Gire este tornillo hacia la izquierda hasta donde sea posible y a
continuación busque el enfoque subiendo el objetivo.
Si la iluminación es insuficiente suba el condensador ligeramente.
2. Empleo de un objetivo de gran poder (x 40)
Baje el condensador hasta la mitad de la distancia que recorre. Descienda el objetivo hasta
colocarlo inmediatamente por arriba de la preparación que se encuentra en el portaobjetos (la
distancia de operación es muy corta: aproximadamente 0,5 mm).
Por medio de la cremallera de avance rápido eleve el objetivo muy lentamente hasta que aparezca
una imagen borrosa en el campo microscópico.
Busque el enfoque por medio del tornillo micrométrico de avance lento.
Eleve el condensador para obtener suficiente iluminación.
Si el microscopio no tiene condensador utilice el lado cóncavo del espejo.
3. Empleo del objetivo de inmersión en aceite (x 100)
Se deben utilizar preparaciones teñidas completamente secas.
Ponga una pequeña gota de aceite de inmersión sobre la porción que se va a examinar (de
preferencia use aceites sintéticos que no se secan, en vez de aceite de madera de cedro, que se
seca rápidamente).
Eleve el condensador hasta donde pueda llegar y abra completamente el diafragma iris. Descienda
el objetivo x 100 hasta que se ponga en contacto con el aceite.
Acerque el objetivo al portaobjetos hasta donde sea posible, pero evite que presione la preparación
(los objetivos modernos están provistos de un amortiguador).
Observe a través del ocular y gire hacia arriba, muy despacio, el tornillo micrométrico de avance
lento hasta que la imagen se encuentre enfocada.
Si la iluminación es inadecuada utilice el lado cóncavo del espejo como se ha recomendado para el
objetivo x 40.
Importante: En la mayoría de los microscopios actuales no se sube o baja el soporte del objetivo,
sino la platina que se mueve por medio de la cremallera de avance rápido y el tornillo micrométrico
de avance lento. En este caso los tornillos se deben girar en dirección opuesta para enfocar la
imagen.
Profundidad del campo microscópico
Cuando se usa un objetivo de escaso poder se puede observar la profundidad de la imagen. En
estas condiciones la profundidad del enfoque es pequeña y la impresión que se obtiene de ella
aumenta al emplear objetivos de mayor poder (x 40, x 100); se debe usar el tornillo micrométrico
de avance lento para examinar todos los detalles del objeto observado, de arriba abajo del enfoque
(por ejemplo, los diferentes núcleos de un quiste amebiano esférico).
4. Imágenes que se observan mediante el microscopio
Recuerde que el círculo luminoso que se observa a través del ocular se denomina "campo
microscópico".
Cómo determinar la posición de los objetos observados
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Los objetos que se observan en el campo microscópico se pueden localizar en relación con las
manecillas del reloj.
Por ejemplo, en la ilustración se ha colocado un huevo de esquistosoma "a las 2" (Fig. 3.23).
Inversión de las imágenes
Las imágenes son invertidas por las lentes:
— los objetos que aparecen en el fondo del campo microscópico se encuentran realmente en la
parte más alta
— los objetos que aparecen en el lado izquierdo del campo microscópico se encuentran realmente
en el lado derecho.
Desplazamiento del objeto
Si mueve el portaobjetos hacia la derecha, el objeto examinado se desplazará hacia la izquierda.
Si mueve el portaobjetos hacia usted, el objeto examinado se alejará (Fig. 3.24).
Cambio de los objetivos
Los microscopios modernos están construidos de tal manera que cuando se cambia de un objetivo
de escaso poder a otro de mayor poder para examinar el mismo objeto, éste permanece más o
menos enfocado. Si no ocurre así, suba el revólver antes de hacer el cambio aun objetivo de mayor
poder y enfoque nuevamente.
Antes de cambiar los objetivos cerciórese de que el objeto examinado se encuentra en medio del
campo microscópico, a fin de no perderlo después del cambio.
Figura 3.23 El establecimiento de la posición de las imágenes vistas bajo el microscopio. Nótese que se dispone
el campo microscópico como un reloj de agujas, con “las horas” para indicar la posición de un determinado
elemento que se quiere ubicar para orientarse. Por ej., en la imagen se observa un huevo de esquistosoma a “las 2
horas”. En el campo no existen estos números sino que Ud. los tiene que imaginar.
Figura 3.24 Al mover el objeto hacia el operador el objeto se aleja, si lo mueve hacia la derecha, éste se mueve a
la izquierda. Además, los objetos que aparecen en el fondo del campo microscópico se encuentran realmente en
la parte más alta.
3.1.4 USO DE UN MICRÓMETRO OCULAR
El tamaño de los microorganismos o las subestructuras de los organismos puede ser medido por
microscopía utilizando un ocular con un disco micrómetro calibrado. El disco micrómetro tiene una
escala que se suele dividir en 0,1 -mm y 0,01 -mm de subdivisiones (Fig. 3.25).
Un micrómetro de platina se utiliza para calibrar el micrómetro ocular.
Figura 3.25 Un disco micrómetro ocular
Figura 3.26 Calibraciones de un micrómetro ocular con un micrómetro
de platina
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Materiales
 Microscopio Binocular
 Ocular con un aumento de x 10
 Disco micrométrico ocular
 Micrómetro de platina
 Papel lente
 Aceite de inmersión.
MÉTODO
1. Desenroscar la lente del ojo del ocular.
2. Coloque el micrómetro con escala grabada con la cara hacia abajo en el ocular. Utilice papel de
lente para manejar el disco.
3. Vuelva a colocar el lente con cuidado.
4. Coloque el ocular con el micrómetro en el tubo ocular del microscopio.
5. Ponga el micrómetro calibrado sobre la platina del microscopio y se centran en la escala. Usted
debe ser capaz de distinguir claramente las subdivisiones 0,1-mm y 0,01 mm.
6. Ajustar el micrómetro de platina de manera tal que la línea 0-mm coincida con la línea 0-mm del
micrómetro ocular.
7. Mire para otro conjunto de líneas, donde la escala del micrómetro de platina coincida con la de la
micrómetro ocular. Este conjunto de líneas debe estar lo más lejos de la línea 0-mm como sea
posible (Fig. 3.26). La distancia entre los dos conjuntos coincidentes de las líneas varía,
dependiendo del aumento del objetivo del microscopio.
8. Contar el número de subdivisiones en 0,1-mm de la escala del micrómetro de platina entre la
línea 0 y el segundo conjunto de líneas coincidentes.
9. Cuente el número de subdivisiones de la escala del micrómetro ocular entre el 0-línea y el
segundo conjunto de líneas coincidentes.
10. Calcular la proporción de un milímetro que se mide por una unidad ocular sola utilizando la
siguiente fórmula:
(µm)ocular unidades
mm 1 xocular del lectura 
 µm 1000 x (mm)platina la delectura 

Ejemplo
Para un microscopio con un objetivo de alta potencia (40 aumentos), el cálculo es como sigue:
µm 2
mm 1 x unidades 50
 µm 1000 x mm 0,1

Importante: los objetivos correspondientes no deben ser cambiados por un objetivo calibrado, sino
que deben ser calibrados por separado. El ocular que contiene el disco micrómetro debe
almacenarsehasta que se necesite. Cada microscopio que se va a utilizar para medir el tamaño de
los organismos debe ser calibrado individualmente.
3.1.5 MICROSCOPÍA DE CAMPO OSCURO
Para obtener un campo oscuro se utiliza un condensador especial con un centro oscuro. Si esto no
está disponible, es posible obtener un campo oscuro bajo los objetivos x10 y x40 mediante la
inserción de un disco o un tope en el soporte del filtro por debajo del condensador.
Los topes deben estar hechos de un material a través del cual la luz no puede pasar y deben ser
del tamaño correcto para el objetivo en uso. Si el tope es demasiado pequeño, demasiada luz
pasará al objetivo y un campo oscuro no se obtendrá.
Si el tope es demasiado grande, estará disponible una luz insuficiente para iluminar la muestra.
3.1.6 MANTENIMIENTO RUTINARIO
Los Microscopios deben ser instalados en un entorno limpio, alejado de productos químicos.
Los lugares de trabajo deben estar bien ventilados o en lugar con aire acondicionado permanente
(el uso intermitente de los acondicionadores de aire produce agua condensada). El microscopio
requiere atención diaria para mantenerlo en buen estado de funcionamiento y de esta manera
garantizar resultados confiables de laboratorio. Los instrumentos ópticos no deben mantenerse
durante largos períodos en compartimentos cerrados ya que estas condiciones también favorecen el
crecimiento de hongos que pueden corroer las superficies ópticas. Se requiere especial cuidado en
climas cálidos y húmedos.
LIMPIEZA DEL MICROSCOPIO
Los microscopios se utilizan para investigar los tejidos y fluidos biológicos y por lo tanto deben ser
descontaminados a intervalos regulares.
Materiales
1. Piezas de trapos viejos y un pañuelo fino, de lino, que estén limpios
2. Papel de seda especial para lentes o, en su defecto, papel blanco absorbente (papel de tocador)
3. Si es posible, una pieza de piel de gamuza (de lo contrario, un trapo que no desprenda pelusa)
4. Un frasco pequeño de solución de limpieza (véase después)
5. Una cubierta de material plástico
6. Una pequeña pera de goma y, si es posible, un pincel fino de pelo de camello (o una brocha
especial para limpiar lentes o un soplador para limpiar lentes)
7. En los climas cálidos y húmedos,
En laboratorios que cuentan con electricidad:
— un armario que esté templado, se calienta mediante uno o dos bombillos incandescentes de 40
vatios
En los laboratorios que no cuentan con electricidad:
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— si es posible, un secador de 15 - 20 cm de diámetro, con no menos de 250 g de gel de sílice azul
(que indica la existencia de humedad al tomar un color rojizo).
Método
Limpieza de las superficies ópticas
Las superficies ópticas (condensador, los objetivos y oculares) debe mantenerse libre de polvo con
un pincel fino, un pincel suave de pelo de camello (Fig. 3.27) o un soplador. Si el polvo se
encuentra dentro del ocular, desenroscar la lente superior y limpie el interior.
Los residuos de aceite en las lentes deben eliminarse con papel especial para lentes, papel
absorbente o algodón de grado médico. Las superficies ópticas pueden ser finalmente limpiadas
con una solución especial, que consiste en lo siguiente:
- 80% de éter de petróleo (punto de ebullición 60-80 °C)
- 20% de 2-propanol.
Nota: No utilizar 95% de etanol, xileno o tolueno para la limpieza de las lentes, ya que estas sustancias
disuelven el cemento. Ellos pueden, sin embargo, utilizarse para la limpieza de espejos.
Limpieza del instrumento
La contaminación en exceso puede ser
eliminada con soluciones jabonosas suaves.
La grasa y el aceite se pueden eliminar con la
solución de limpieza especial descritos
anteriormente. El instrumento debe ser limpiado
con una mezcla 50:50 de agua destilada y 95%
de etanol. Esta mezcla no es adecuada para la
limpieza de las superficies ópticas.
Las partes mecánicas (tornillo de ajuste grueso
o macrométrico, tornillo de ajuste fino o
micrométrico, enfoque del condensador y la
platina mecánica) deberán ser periódicamente
limpiadas y lubricadas con aceite de máquina
para que funcionen libremente.
Mantenimiento del microscopio
Al llevar a cabo los procedimientos de
reparación y mantenimiento, tenga cuidado de
no confundir los tornillos del centrado del
condensador con los tornillos de sujeción del
condensador. Para mantener el microscopio proceder de la siguiente manera:
 Verifique la platina mecánica.
 Compruebe el mecanismo de enfoque.
 Retire el crecimiento de hongos.
 Revise el diafragma.
 Limpie todas las piezas mecánicas.
 Lubricar el microscopio de acuerdo a las instrucciones del fabricante.
 Compruebe la carga del resorte de la pinza que sujeta los portaobjetos. Un exceso de
tensión puede provocar la rotura de los portaobjetos y dañar la pinza.
 Compruebe la alineación óptica. Un aspecto oscuro de la muestra es a menudo debido a
una mala alineación de las piezas ópticas, más que la falta de luz.
Precauciones
 Nunca sumergir los objetivos en xileno o etanol, ya que esto puede provocar que las lentes
se desprendan.
 Nunca use papel ordinario para limpiar las lentes.
 Nunca toque las lentes con los dedos.
 Nunca limpie el soporte o la platina con xileno o acetona.
 Nunca limpie las lentes del interior de los oculares y objetivos con tela o papel (esto puede
quitar la capa anti-reflectante), el uso de un pincel suave de pelo de camello, un pincel
fino o un soplador en su lugar.
 Nunca deje el microscopio sin los oculares a menos que las aberturas están tapadas.
 Nunca mantenga el microscopio en una caja cerrada de madera en los países húmedos y
calientes.
 No pulse nunca el objetivo al portaobjeto, ya que tanto el portaobjeto y el objetivo se
puede romper. Tenga cuidado al enfocar el microscopio.
 Mantenga limpia la platina mecánica.
 No desmonte los componentes ópticos, ya que esto puede causar desalineación. Las
superficies ópticas deben limpiarse con papel para lentes de limpieza o un pañuelo de
papel suave.
 Nunca ponga el microscopio alejado con aceite de inmersión sobre el objetivo. Quite todo el
aceite todos los días. Una solución de jabón suave es adecuada para la mayor parte de la
limpieza.
 Utilizar disolventes orgánicos sólo de acuerdo con las recomendaciones del fabricante.
 Nunca lleve el microscopio por el brazo con una mano; utilice ambas manos, una en el pie,
la otra sosteniendo el brazo o bastidor.
 Al cambiar una lámpara, evite tocar la lente con los dedos, ya que las huellas dactilares
reducen la intensidad de la iluminación. (A veces, en algunos microscopios modernos con luz
Figura 3.27 Limpieza de los objetivos usando un
pincel suave de pelo de camello.
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incorporada, la lámpara viene con dos electrodos que se colocan directamente, pero éstos así como la
lámpara, si son tocados con los dedos de la mano pueden quemarse directamente debido a que los
afecta la grasa de los dedos, entonces, deben ser acarreados envueltos en un papel absorbente y
manipulados con guantes de goma).
 Para maximizar la vida útil de las lámparas, ajustar el voltaje con un regulador de
intensidad para dar la menor intensidad de luz requerida.
 Si la tensión de la red varía excesivamente, utilizar un estabilizador de tensión.
Precauciones adicionales que deben tomarse en climas cálidos
Los climas secos
En climas cálidos y secos, el principal problema es el polvo. Las partículas finas se abren camino en
las roscas de los tornillos y en las lentes. Esto se puede evitar del siguiente modo:
 Siempre mantenga el microscopio bajo una cubierta de plástico herméticamente cerrada
cuando no esté en uso.
 Al final de la jornada de trabajo, limpie a fondo el microscopio soplando aire sobre ella con
una perilla de goma.
 Terminar la limpieza de las lentes con un pincel suave de pelo de camello, un pincel fino o
un soplador. Si las partículas de polvo permanecen en la superficie del objetivo, se limpia
con un papel especial para lentes.
Climas húmedos
En climas calientes y húmedos y durante la temporada húmedaen climas cálidos y secos, los
hongos pueden crecer en el microscopio, particularmente en la superficie de las lentes, en las
ranuras de los tornillos y debajo de la pintura, y el instrumento pronto será inútil. Esto se puede
evitar, como se describe a continuación.
Siempre mantenga el microscopio bajo una cubierta de plástico herméticamente cerrada cuando no
esté en uso, junto con un plato lleno con sílice azul para secar el aire debajo de la tapa. (La sílice se
vuelve rojo cuando se ha perdido su capacidad de absorber la humedad del aire. Puede ser
simplemente regenerado mediante calentamiento en un horno de aire caliente o sobre un fuego.) El
microscopio debe ser limpiado diariamente para eliminar el polvo.
Estos procedimientos deben llevarse a cabo con regularidad, y son esenciales en relación con los
procedimientos de reparación y mantenimiento.
3.2 PESAJE: EL USO DE BALANZAS DE LABORATORIO
Las balanzas pueden ser eléctricas o manuales. Todos los tipos se deben colocar en una mesa firme
y nivelada lejos de las vibraciones, corrientes de aire y la luz solar directa.
La balanza se utiliza para pesar productos químicos para la producción de reactivos, y la limpieza es
esencial si se desea obtener resultados precisos:
● Quite el polvo soplando o con un cepillo suave.
● Elimine los tintes o los productos químicos con un cepillo suave.
● Utilice una cápsula de pesaje de plástico o un papel de filtro para pesar los productos químicos en
la balanza, nunca coloque directamente productos químicos en el plato.
Importante: Si ha utilizado agua para limpiar la balanza, asegúrese de que esté completamente
seco antes de pesar. Siempre poner la balanza a cero antes de pesar. Compruebe la precisión de la
balanza regularmente de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. Maneje las pesas sueltas
con pinzas.
3.2.1SENSIBILIDAD DE LA BALANZA
La sensibilidad de la balanza corresponde a la masa más pequeña que desplace el fiel una división
en la escala de medición. Por ejemplo, si la sensibilidad de la balanza es de 1 mg se necesitará por
los menos una masa de 1 mg para desplazar el fiel.
Para los fines habituales del laboratorio se puede considerar que la sensibilidad de una balanza es
la masa más pequeña que esa balanza puede pesar con precisión.
3.2.2 BALANZA ABIERTA DE DOS PLATILLOS (Fig. 3.28)
Esta balanza cuenta con dos platillos que reposan en sendas columnas. Puede estar construida para
usarse con pesos separados, como la balanza que figura en la ilustración (Fig. 3.29), o tener un
astil graduado en que se coloca una pesa corrediza (balanza suelta de Harvard). Se emplea para
pesar cantidades grandes (hasta varios kg) cuando no se necesita una gran precisión; por ejemplo:
22,5 g, 38 g, 8,5 g, 380 g.
Sensibilidad: 0,5 g (500 mg).
Si los platillos han sido fabricados con un material que se pueda rayar o corroer fácilmente,
protéjanse con discos recortados en piezas de material plástico resistente o películas para rayos X
usadas, que tengan pesos iguales.
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Figura 3.28 Una balanza abierta de dos platillos.
Figura 3.29 Juego de pesas (en gramos) para usar con una balanza abierta de dos platillos.
PROCEDIMIENTO PARA PESAR CON LA BALANZA DE DOS PLATILLOS ABIERTA
1. Coloque a la izquierda de la balanza el recipiente que contenga la sustancia que va a pesar.
2. Coloque en el platillo izquierdo el receptáculo (papel doblado o plato pequeño) en que se
pesará la sustancia.
3. Coloque en el platillo derecho las pesas equivalentes al peso del receptáculo más el de la
cantidad de sustancia que se va a pesar.
4. Para medir la sustancia que se va a pesar:
— con la mano izquierda sosténgase el recipiente inclinado hacia abajo (con la etiqueta hacia arriba)
— con la mano derecha golpéese muy suavemente el cuello del recipiente de modo que el polvo o
los cristales que se van a pesar caigan poco a poco en el receptáculo (Fig. 3.30).
— utilice una espátula limpia cuando se pesan pequeñas cantidades de las sustancias.
5. Inmediatamente después de que se haya pesado la sustancia coloque el recipiente a la
derecha de la balanza (Fig. 3.31). De este modo:
— las sustancias que se han pesado quedarán a la derecha de la balanza
— las sustancias que no se han pesado estarán a la izquierda.
Esto evita confusiones.
6. Lea la etiqueta tres veces:
— antes de retirar el recipiente de su anaquel
— mientras se pesa la sustancia (la etiqueta deberá estar hacia arriba)
— después de pesar la sustancia, ponga el recipiente a la derecha de la balanza
Ilustración anexa A
Ilustración anexa A Colocar a la izquierda el frasco con
la droga a pesar. En el platillo izquierdo poner el pael
doblado o receptáculo donde se pondrá la sustancia a
pesar. En el platillo derecho se colocan las pesas.
Figura 3.30 Medición de la sustancia a ser pesada. Colocando la droga en un papel de filtro.
Figura 3.31 Mantenga las sustancias pesadas y sin pesar aparte separadas para evitar la confusión.
Ilustración anexa B Lea la etiqueta tres veces durante
todo el proceso: antes, durante y después de pesar.
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Ilustración anexa C Imágenes que muestran cápsulas de pesaje plásticas usadas para colocar las drogas a pesar.
3.2.3 BALANZA ANALÍTICA
Esta balanza consta de dos platillos suspendidos de un astil (viga transversal) dentro de un estuche
de vidrio.
La balanza analítica se emplea:
— para pesar cantidades pequeñas (hasta 20 ó 200 g, dependiendo del modelo)
— cuando se requiere gran precisión; por ejemplo, 3,85 g, 0,220 g, 6,740 g.
Sensibilidad: 0,5 mg - 0,1 mg, dependiendo del modelo
COMPONENTES DE LA BALANZA ANALÍTICA (Fig. 3.32)
 A= astil. Esta es la estructura de que se suspenden los platillos.
 AC = aristas de los cuchillos (AC1, AC2, AC3). Sostienen el astil en el fulcro durante el
tiempo que se determina el peso y proporcionan sensibilidad a la balanza. Las aristas que
se encuentran en el astil sostienen los platillos suspendidos.
 E = estribos (El, E2).
 F= fiel.
 P = platillos.
 T = tornillo liberador del astil (o sujetador de los platillos). Detiene el movimiento de los
platillos de modo que la adición súbita de pesas o de sustancias químicas no dañe las
delicadas aristas de los cuchillos.
 TA = tornillos de ajuste (TA1, TA2). Solo se usan para ajustar inicialmente la balanza al
cero sin carga.
Fig. 3.32
Figura 3.32 Componentes de la balanza analítica. AC1, AC2, AC3: Aristas de los cuchillos; A: Astil; E1, E2:
Estribos; TA1, TA2: Tornillos de ajuste; F: Fiel; P: Platillos; T: Tornillo liberador del astil (o sujetador de los
platillos).
Figura 3.33 La figura muestra un juego de pesas para usar con la balanza analítica.
INSTRUCCIONES PARA USAR LA BALANZA ANALÍTICA
1. El astil siempre se deberá encontrar en descanso (con el tornillo liberador apretado) antes de
que se coloquen en los platillos las pesas y la sustancia que se va a pesar.
2. El astil siempre deberá quedar nuevamente inmóvil antes de retirar de los platillos las pesas y la
sustancia que se ha pesado.
3. Coloque siempre la sustancia que va a pesar sobre una pieza de papel doblada cuatro veces, o
bien en un cristal cóncavo (de reloj) o un platillo de porcelana.
4. Utilice siempre pinzas para recoger las pesas.
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5. Compruebe que los platillos se encuentran equilibrados aflojando el tornillo liberador del astil
después de cerrar el estuche de vidrio.
6. Use los tornillos de ajuste TA1 y TA2 para lograr un equilibrio perfecto compensando el peso del
receptáculo en que se ha colocado la sustancia que se va a pesar.
— Cuando estos tornillos se giran hacia afuera del soporte central aumenta el peso.
— Cuando se giran hacia adentro del soporte central el peso disminuye.
3.2.4 BALANZA DE DISPENSARIO (Fig. 3.34)
Esta balanza también está provista de dos platillos suspendidos, pero carece de estuche de vidrio y
el astil no tiene brazo de soporte.
Sensibilidad: 5 -1 0 mg
La balanza de dispensario es más exacta que la balanza abierta de dos platillos, pero solo puede
pesar hasta 50 g.(Después de usarla, guarde la balanza en una alacena cerrada.)
Juego de pesas para usarse en la balanza analítica.
Pesas sueltas: 1, 2, 5, 10, 20, 50, 100, 200 y 500 g.
Pesas fraccionarias sueltas: 2, 5, 10, 20, 50, 100, 200 y 500 mg
Figura 3.34 Una balanza de dispensario.
AGREGADO:
BALANZAS ELECTRÓNICAS DE PRECISIÓN
En la actualidad también se usan estas balanzas electrónicas de un solo plato abiertas o
adicionalmente se les puede colocar un estuche protector de vidrio o plástico transparente para
evitar la acción del aire.
Funcionan con electricidad, y en algunos modelos a pilas. Han avanzado en el terreno del pesaje
ganando lugar por su practicidad, bajo costo, y fácil funcionamiento. Quizás en algunos lugares
todavía no esté al alcance, pero en muchos otros ya lo está, especialmente en centros de salud
periféricos de algunos países hispanoamericanos que disponen de acceso a la red eléctrica. Si no
hay electricidad se usan las pilas en los modelos que permiten usarlas.
Alcanzan sensibilidades bastante buenas, la suficiente como para pesar las cantidades usadas
habitualmente en los laboratorios. Si bien, una balanza analítica de precisión electrónica tiene
mayor sensibilidad, no está al alcance de todos por el precio abultado. En estas condiciones, estas
balanzas como las mostradas en las figuras, cumplen y suplen la función de una balanza analítica
aunque con limitaciones de sensibilidad, pero prácticas para las necesidades básicas de un
laboratorio de salud periférico.
3.3 CENTRIFUGACIÓN
3.3.1 PRINCIPIO
Fuerza centrífuga
La fuerza centrífuga hace que un cuerpo se ponga en movimiento circular a gran velocidad (Fig.
3.35). De este modo se genera una fuerza que aleja este cuerpo del centro del círculo; se llama
fuerza centrífuga (g) o fuerza centrífuga relativa (FCR).
Al usar una centrífuga se deben respetar las instrucciones del fabricante.
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Para calcular la fuerza centrífuga relativa (FCR) o (g) de una centrifuga individual, medir el radio (r)
del brazo del rotor (en cm) y el número de revoluciones por minuto (rpm) y utilizar la fórmula
siguiente:
Para calcular la fuerza centrífuga relativa (FCR) de una centrifuga individual:
g ó  2610118.1 rpmrFCR  
Por ejemplo, si el radio es de 25 cm y las rpm son de 1300 r/min, la FCR o g es aproximadamente
de 50 g.
Las centrífugas vienen con indicaciones de las rpm a las cuales podemos usar. Generalmente, una
perilla para las rpm y otra perilla para el tiempo (temporizador), algunas más modernas traen una
pantalla donde se indica las rpm utilizadas.
Componentes de una centrífuga (Fig. 3.36)
Las centrífugas constan de:
— un eje o árbol central (A) que gira a gran velocidad
— un cabezal (E) fijo al árbol y provisto de cubetas para sostener los tubos de centrifugación
— los tubos (T) que contienen el líquido que se va a centrifugar, que se montan en el cabezal.
Cuando el árbol gira ejerce sobre los tubos la fuerza centrífuga. Los tubos oscilan hasta colocarse
en posición horizontal y las partículas en suspensión en los líquidos que contienen los tubos se
impulsan hacia el fondo de cada uno.
Las partículas que hay en los líquidos se comprimen en el fondo de los tubos de centrifugación y se
forman los sedimentos centrifugados.
Los sedimentos se pueden separar del líquido flotante y es posible examinarlos. Pueden contener:
— corpúsculos sanguíneos huevos de parásitos (cuando se han centrifugado heces fecales diluidas)
— células de los conductos urinarios (en la orina), etc.
Figura 3.35 Principio de centrifugación
Ilustración anexa A Ilustración anexa B
Ilustración anexa A La acción de la fuerza centrífuga sobre los tubos hace que estos oscilen hasta que se
coloquen en posición horizontal y las partículas se van ubicando en el fondo de los tubos.
Ilustración anexa B Luego de un tiempo las partículas se depositan en el fondo de los tubos y se produce el
sedimento centrifugado (véase el círculo).
3.3.2 DIFERENTES TIPOS DE CENTRÍFUGAS
Centrífuga manual (Fig. 3.37)
Esta centrífuga se hace girar por medio de un manubrio.
Contiene de 2 a 4 tubos.
Usos
1. Para examinar sedimentos en la orina
2. Para concentrar ciertos parásitos en las heces fecales.
Su velocidad no es suficiente para separar en la sangre los glóbulos rojos y el plasma.
Importante:
1. Con la prensa de sujeción de la centrífuga de mano fije ésta firmemente en un punto de apoyo
estable (el borde de una mesa).
2. Equilibre completamente los dos tubos que se hallan diametralmente opuestos, como se indica
en las instrucciones para el uso de esta clase de centrífuga, en la sección 3.3.3.
3. Manténgase a cierta distancia mientras efectúa la centrifugación.
4. Para detener la centrífuga no reduzca lentamente la velocidad del manubrio. Separe el manubrio
de la máquina con un movimiento brusco.
5. Saque los tubos lenta y cuidadosamente (para no agitar los sedimentos).
6. Lubrique con regularidad el árbol de la centrífuga.
Advertencia: La centrífuga manual puede causar serias lesiones físicas, por tanto, siga estas
instrucciones minuciosamente.
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Ilustración anexa C
Figura 3.36 Componentes de una centrífuga. Un eje o árbol central (A) que gira a gran velocidad; un cabezal (E)
fijo al árbol y provisto de cubetas para sostener los tubos de centrifugación; los tubos (T) que contienen el
líquido que se va a centrifugar, que se montan en el cabezal.
Figura 3.37 Centrífuga manual.
Ilustración anexa C Algunos modelos de centrífuga cuentan con un cronómetro (C) o temporizador que
detiene la centrífuga automáticamente cuando se cumple el tiempo (por ejemplo, 5 ó 10 minutos), un contador
de revoluciones (CR) que es un cuadrante provisto de una aguja que indica la velocidad de la máquina durante la
centrifugación en rpm.
Centrífugas eléctricas
En algunos sitios se pueden usar centrífugas que funcionan con pilas eléctricas.
Las centrífugas eléctricas se construyen con dos tipos de cabezal.
1. Cabezal oscilante
Este cabezal está diseñado para que durante la centrifugación los tubos adopten una posición
horizontal.
Este es el tipo de cabezal que se necesita con más frecuencia (Fig. 3.38).
2. Cabezal oblicuo
Sostiene los tubos en un ángulo de 45°, aproximadamente, durante la centrifugación. Es útil en la
aplicación de ciertas técnicas, como en los ensayos de aglutinación para determinar grupos
sanguíneos por el método del tubo de ensayo. Sin embargo, no es esencial para las técnicas que se
describen en este manual (Fig. 3.39).
Accesorios de las centrífugas eléctricas
Cubetas (para sostener los tubos)
Existen varios tipos, según sea el modelo de la centrífuga (Fig. 3.40):
(a) Cubetas diseñadas para sostener un solo tubo de fondo redondo o cónico
(b) Cubetas para dos tubos de fondo redondo o cónico
(c) Cubetas para nueve tubos pequeños (para precipitinas) etc.
Algunos modelos de centrífuga cuentan con:
— un cronómetro (C) o temporizador que detiene la centrífuga automáticamente cuando se cumple
el tiempo (por ejemplo, 5 ó 10 minutos)
— una cámara de enfriamiento que evita el calentamiento de la muestra durante la centrifugación;
— un contador de revoluciones (CR) que es un cuadrante provisto de una aguja que indica la
velocidad de la máquina durante la centrifugación (es útil para aplicar algunos métodos de
concentración de parásitos).
Centrifuga operada a baterías
Centrifugas eléctricas pequeñas que funcionan con pilas se utilizan a veces para medir el volumen
de células empaquetadas en hematología.
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Figura 3.38 Una centrífuga con cabezal oscilante.
Figura 3.39 Una centrífuga con cabezal oblicuo.
Figura 3.40 Tipos de cubetas porta tubos para una centrífuga.
3.3.3 INSTRUCCIONES PARA USAR LA CENTRÍFUGA ELÉCTRICA
Equilibrio de las cubetas (Fig. 3.41)
Si las cubetas están numeradas colóquense de la manera siguiente:
— el tubo 1 frente al tubo 2
— el tubo 3 frente al tubo 4.
Equilibre los tubos que se encuentran frente a frente pesándolos en sus cubetas en la balanza
abierta de dos platillos. Para hacerlo puede:— agregar al tubo de menor peso cierta cantidad del líquido que va a centrifugar (Fig. 3.42), o
— verter agua en la cubeta que contenga el tubo de menor peso (utilizando un frasco de lavado,
Fig. 3.43).
Si solamente se va a centrifugar un tubo que contenga líquido, equilíbrelo con un tubo idéntico
lleno de agua.
Para evitar que los tubos se rompan
Cubra siempre el fondo de las cubetas con los cojincillos de goma que vienen con la centrífuga,
para proteger el fondo de los tubos.
Con un frasco de lavado vierta una pequeña cantidad de agua entre las paredes de cada tubo y la
cubeta
Arranque y detención de la centrífuga
(a) Encienda el motor y aumente gradualmente la velocidad girando con lentitud la perilla hasta
lograr la velocidad deseada.
(b) Detenga la centrífuga gradualmente (algunos modelos tienen freno para este propósito).
(c) Retire los tubos lenta y cuidadosamente.
(d) Nunca abra la centrífuga hasta que se haya detenido completamente.
(e) Nunca trate de reducir la velocidad de la centrífuga con la mano.
Limpieza y lubricación
Consérvese la olla de la centrífuga muy limpia. Enjuague las cubetas después de usarlas. Limpie
todos los residuos de sangre, etc.
La lubricación deberá hacerla un experto de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
Importante: Si se acostumbra a centrifugar sin equilibrar primero los tubos, la centrífuga se
romperá muy pronto.
Para obtener información detallada de limpieza y mantenimiento de centrifugas, véase sección
3.5.3.
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Figura 3.41 Equilibrando las cubetas porta tubos.
Figura 3.42 Equilibre los tubos que se encuentran frente a frente pesándolos en sus cubetas en la balanza abierta
de dos platillos. Adicionar líquido en la cubeta que contenga el tubo de menor peso (utilizando un frasco de
lavado o piseta).
Figura 3.43 Equilibrando los tubos añadiendo agua en la cubeta que contiene el tubo de menor peso (usando una
piseta).
Centrífuga de mesada. Tapa a bisagra y cierre a
presión.
Motor flotante, protegido contra derrames, con eje
de acero inoxidable. Reloj interruptor automático de
0 a 30 minutos. Variador Electrónico de Velocidad.
Múltiples rotores intercambiables. web:
www.rolcosrl.com
3.4 MEDICIÓN Y DISPENSACIÓN DE LÍQUIDOS
Muchos de los líquidos manipulados en el laboratorio son bien infecciosos, corrosivos o tóxicos.
Es importante para la prevención de accidentes que los procedimientos correctos para la medición y
la distribución de estos líquidos sean claramente comprendidos y sean seguidos concienzudamente.
Muchos de los nuevos métodos para análisis requieren volúmenes muy pequeños de líquido y están
disponibles diversos dispositivos de pipeteado y dispensación de esos volúmenes pequeños para
permitir que estos sean medidos con gran precisión.
Los volúmenes grandes pueden medirse mediante una probeta o un matraz aforado.
Una probeta mide diferentes volúmenes de líquido pero no es muy precisa. Un matraz aforado mide
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un único volumen de líquido, por ejemplo, 1 litro, con mucha precisión.
Pequeñas cantidades de líquido (0,1 - 10ml) puede ser dispensado con rapidez y precisión usando
uno de los siguientes métodos:
 Un dispensador de volumen fijo o variable conectado a un recipiente de vidrio o
polipropileno. Varios volúmenes de 0,1 a 1,0 ml y de 2,0 a 10,0 ml pueden ser dispensados.
 Una pipeta calibrada que usa un bulbo de goma de seguridad.
En el laboratorio se emplean los utensilios siguientes para medir volúmenes:
1. Cilindros graduados (probetas)
2. Pipetas
3. Matraces volumétricos
4. Buretas
5. Pipetas cuentagotas graduadas
6. Vasos cónicos para análisis, graduados
1. CILINDROS GRADUADOS (PROBETAS)
Con ellos se pueden medir diversos volúmenes, aunque sin gran precisión.
Úsense probetas cuya capacidad se aproxime al volumen requerido. Por ejemplo:
— para medir 45 ml úsese una probeta de 50 ml
— para medir 180 ml úsese una probeta de 200 ml
— para medir 850 ml úsese una probeta de 1000 ml.
LECTURA DEL NIVEL
En los tubos delgados de vidrio se forma un menisco cóncavo (M) en la superficie del agua (y la
mayor parte de otros líquidos).
La lectura se debe hacer en la línea de graduación (G) correspondiente a la parte más baja del
menisco.
Para evitar errores en la lectura colóquese la probeta en posición vertical sobre una mesa y
ajústese el nivel de la visión a la superficie del líquido.
Ilustración anexa A Ilustración anexa B
Ilustración anexa A Utensilios para medir volúmenes usados en el laboratorio. 1) Probeta; 2) Pipeta; 3)
Matraz volumétrico; 4) Bureta; 5) Pipeta cuentagotas graduada; 6) Vaso cónico para análisis, graduado.
Ilustración anexa B Probetas de distintos tamaños.
Ilustración anexa C En los tubos delgados de
vidrio se forma un menisco cóncavo (M) en la
superficie del agua (y la mayor parte de otros
líquidos). La lectura se debe hacer en la línea de
graduación (G) correspondiente a la parte más
baja del menisco.
3.4.1 PIPETAS
TIPOS DE PIPETAS
PIPETAS GRADUADAS
En el extremo de estas pipetas se encuentran las siguientes indicaciones (Fig .344):
— el volumen total que se puede medir con ellas
— el volumen que hay entre dos líneas de graduación
Existen varios tipos de pipetas graduadas (en especial 2 tipos) (Fig. 3.45):
1. Pipetas cuyas graduaciones llegan hasta el extremo inferior (A). El volumen total que se puede
medir es el que hay entre la línea 0 y el extremo inferior de la pipeta.
2. Pipetas con graduaciones que no llegan hasta el extremo inferior (B). En estas pipetas el
volumen total es el que hay entre la línea 0 y la última línea antes del extremo inferior (este tipo de
pipeta se recomienda para ensayos químicos cuantitativos).
Con las pipetas graduadas se pueden medir varios volúmenes. Por ejemplo:
— se puede usar una pipeta de 10 ml para medir 8,5 ml
— se puede usar una pipeta de 5 ml para medir 3,2 ml
— se puede usar una pipeta de 1 ml para medir 0,6 ml.
PIPETAS VOLUMÉTRICAS
Sirven para medir un volumen exacto con gran precisión (pipetas A y B). Las pipetas B son mucho
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menos costosas que las pipetas A y, sin embargo, son lo suficientemente precisas para los análisis
clínicos.
Existen otros dos tipos de pipetas (Fig. 3.46):
1. Pipetas con una sola línea de graduación, que se deben llenar hasta esta línea. Después de
vaciarlas de su contenido se deja que estas pipetas escurran de 15 a 45 segundos (de acuerdo con
su tamaño, que se indica en el bulbo) y que la última gota se deslice contra la pared del recipiente.
No se debe soplar dentro de estas pipetas.
2. Pipetas con 2 líneas de graduación. En manos expertas estas pipetas pueden ser más precisas,
aunque no lo son tanto para las personas menos expertas, pues es fácil pasar de la línea inferior de
graduación al vaciarlas.
Sujetar la pipeta en posición vertical para asegurarse que el líquido alcance la marca de la
graduación deseada (G en la Fig. 3.47). Esta marca debe estar al nivel de la parte inferior del
menisco formado por el líquido. La punta de la pipeta debe mantenerse en el lateral del receptáculo
mientras que el líquido se descarga.
Figura 3.44 Pipeta graduada.
Figura 3.45 Pipetas cuyas graduaciones llegan hasta el extremo inferior (A). Pipetas con graduaciones que no
llegan hasta el extremo inferior (B).
Figura 3.46 A: Pipetas con una sola línea de graduación, que se deben llenar hasta esta línea. B: Pipetas con 2
líneas de graduación.
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Fig. 3.47
Ilustración anexa E
Figura 3.47 Cómo sostener la pipeta. Sostenga la pipeta en posición vertical para confirmar que el líquido
llegue a la línea de graduación deseada (G). Esta línea deberá encontrarse al mismo nivel de la parte más baja
del menisco formado por el líquido. La punta (P) de la pipeta deberá sostenerse contra la pared del receptáculo.
Ilustración anexa E Para manejar líquidos peligrosos. Utilice una pipeta con bulbo de seguridad (S) cerca de
la boquilla. Tapone la pipeta con algodón (no absorbente) (C), o Aspire la solución con una pipeta provista con
pera degoma (propipeta de goma) (éste es, con mucho, el mejor procedimiento).
Ilustración anexa F
Ilustración anexa G
Ilustración anexa F Propipeta de goma.
Ilustración anexa G Pipetas Pasteur de plástico (pipetas plásticas con bulbo)
PIPETAS DE PLÁSTICO CON BULBO (PIPETAS PASTEUR DE PLÁSTICO)
Las pipetas de plástico con bulbo son baratas y muy útiles para transferir volúmenes de líquido tal
como suero o desinfectante. Están disponibles con diferentes puntas y se puede conseguir con
calibraciones indicadas en el vástago. Ellas pueden ser reutilizadas después de la desinfección y
lavado, pero no pueden ser sometidas al autoclave.
Las pipetas de plástico con bulbo también son llamadas pipetas Pasteur de plástico.
Las pipetas Pasteur de plástico, también se hace referencia a estas como pipetas de transferencia,
tienen sus tallos y bulbos en forma de una sola pieza de plástico. Existen diferentes tamaños. Los
volúmenes están marcados en el tallo, aunque las marcas son bastante groseras y no son
especialmente precisas.
Las pipetas Pasteur de plástico se utilizan a menudo en biología, donde la mayoría de los medios de
comunicación son acuosos, y la resistencia a los disolventes no es importante. La mayoría de
disolventes orgánicos, tales como hexano y acetona, no se pueden utilizar en pipetas Pasteur de
plástico. Estos disuelven el plástico, haciéndolos inadecuados para muchos tipos de aplicaciones.
Las pipetas son también difíciles de lavar, y se desechan con los residuos de riesgo biológico
después de cada uso.
Las pipetas de plástico con bulbo generalmente no son lo suficientemente precisas como para ser
utilizadas para las mediciones exactas, mientras que sus homólogas de vidrio pueden ser
extremadamente precisas.
Generalmente son desechables, pero con mucho cuidado pueden ser lavadas, desinfectadas pero
no esterilizadas con autoclave.
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MICROPIPETAS
Las micropipetas con puntas desechables se utilizan con frecuencia para medir pequeños
volúmenes. Están disponibles en una variedad de volúmenes, que van de 5 ml a 1000 ml. También
hay volúmenes menores partiendo por ejemplo desde 10 µl hasta 200 µl. Las puntas usadas se
desechan directamente en un desinfectante utilizando un mecanismo eyector. Las micropipetas
tienen dos posiciones del émbolo operado por el pulgar (Fig. 3.48). La primera posición se utiliza
para recoger la muestra y la segunda para expulsar la muestra de la punta en un tubo o pocillo.
Las micropipetas deben ser calibradas y mantenidas de acuerdo con las instrucciones del
fabricante.
PIPETAS GOTEROS CALIBRADAS
Las pipetas goteras calibradas del tipo usual suelen dar 20 gotas de agua destilada por cada ml, de
manera que una gota = 0,05 ml.
Sostenga la pipeta gotera en posición completamente vertical para contar las gotas (Fig. 3.49).
Cerciórese que no contengan burbujas de aire.
CALIBRACIÓN DE LAS PIPETAS GOTERAS (Fig. 3.50)
Por medio de una pipeta volumétrica (véase antes) mida 1 ml de agua y coloque en un tubo de
ensayo pequeño.
Aspire el agua con la pipeta gotera que se va a calibrar.
Cuente el número de gotas que se obtienen del ml de agua.
Repita este procedimiento 3 veces para confirmar su precisión.
El pipeteo con la boca es peligroso y no se debe hacer. Puede causar lo siguiente:
-Infección
-Quemaduras
-Envenenamiento
- Cortes.
Siempre use una propipeta de goma (véanse ilustración anexa F y Fig. 3.50) con la pipeta en su
lugar.
Figura 3.48 Una micropipeta con punta descartable.
Figura 3.49 Usando una pipeta gotero. Sostenga la pipeta gotera en posición completamente vertical para
contar las gotas. Cerciórese que no contengan burbujas de aire.
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Fig. 3.50
Figura 3.50 Calibración de las pipetas goteras. B: Bulbo
de goma. (Alternativamente una propipeta de goma).
3.4.2 MATRACES VOLUMÉTRICOS
Estos matraces están graduados para medir ciertos volúmenes cuando se llenan hasta la línea de
graduación correspondiente.
Tienen varias capacidades:
- 2000 y 1000 ml
500 ml
- 250 y 200 ml
100 ml
- 50 y 25 ml
Los matraces volumétricos son más precisos que las probetas. Se deben utilizar en la preparación
de reactivos.
Por ejemplo: 1 litro de solución de cloruro sódico (reactivo No. 53) se prepara colocando 8,5 g de
cloruro sódico que se haya disuelto en agua en un vaso, en un matraz de 1000 ml por medio de un
embudo, diluyéndolo nuevamente (a medida que mezcla) hasta alcanzar la línea de los 1000 ml
(Fig. 3.51). la solución debe ser sacudida antes de usarla.
También las sustancias se pueden disolver en un receptáculo y vaciar la solución en el matraz
usando como guía una varilla de vidrio (Fig. 3.52).
Enjuáguese el recipiente varias veces, vaciando el líquido en el matraz a lo largo de la varilla de
vidrio cada vez.
Llénese el matraz hasta la línea de graduación correspondiente.
(Este método se recomienda para preparar reactivos químicos titulados).
TEMPERATURA DE LOS LÍQUIDOS
La temperatura a la que se deben medir los líquidos se índica en el matraz (junto a la cifra
indicadora de la capacidad; Fig. 3.53).
Por ejemplo:
- 200 ml: 20°C.
Los líquidos se dilatan con el calor y se contraen con el frío.
Nunca se deben medir líquidos calientes ni líquidos fríos recién sacados del frigorífico.
Tapones
Los matraces volumétricos deben acompañarse de tapones de material plástico (de preferencia) o
de vidrio esmerilado. Se debe tener cuidado de no extraviarlos, así pues átense al cuello del matraz
con un trozo de hilo.
Costo
Los matraces volumétricos suelen ser sumamente costosos, por lo que se deben usar con mucho
cuidado.
3.4.3 BURETAS
Las buretas son tubos de vidrio graduado que tienen una espita de vidrio en el extremo inferior. Se
llenan por el extremo superior con el líquido que se quiere medir (Fig. 3.54). Su capacidad puede
ser de 10 ml, 20 ml, 25 ml y 50 ml.
Mantenimiento de las buretas
Espita y canilla (A)
La espita y la canilla se deben conservar adecuadamente lubricadas. Para lubricar con propiedad
una espita limpia, aplique con la yema del dedo una capa de vaselina tan delgada como sea
posible, hacia abajo, a ambos lados de la espita, sin llegar al orificio capilar. A continuación inserte
la espita en la bureta y gírela hasta lograr que quede untada toda la espita con una capa de
vaselina fina y uniforme. Conserve el extremo superior de la bureta (B) taponado o cubierto (Fig.
3.55).
Vasos cónicos graduados de vidrio para análisis
Estos vasos no son muy exactos. Se debe evitar usarlos en análisis de laboratorio.
EXACTOS MENOS EXACTOS INEXACTOS
Pipetas Probetas Vasos cónicos para análisis
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Matraces volumétricos Pipetas goteras calibradas
ALGUNAS COSAS QUE NO DEBEN HACERSE
1. Nunca mida el volumen de los líquidos cuando están calientes (se encuentran dilatados).
2. Nunca caliente en una llama los utensilios de vidrio graduados.
3. Nunca deje los utensilios de vidrio graduados en remojo en soluciones alcalinas (hidróxido sódico
o potásico, amoníaco).
Figura 3.51 Preparando una solución de Cloruro de Sodio en un matraz volumétrico.
Figura 3.52 Métodos alternativos para preparar reactivos usando un matraz volumétrico (obsérvese el uso de
una varilla de vidrio para hacer verter el líquido).
Figura 3.53 La temperatura a la que se deben medir los líquidos se indica en el matraz (junto a la cifra
indicadora de la capacidad). Por ejemplo: 200 ml : 20°C.
Figura 3.54 Llenando una bureta.
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Figura 3.55 Conserve el extremo superior de la bureta taponado o cubierto.
Figura 3.56 Vaso cónico de vidrio para análisis graduado.
3.5 LIMPIEZA, DESINFECCIÓN Y ESTERILIZACIÓN
3.5.1 LIMPIEZA DE LOS UTENSILIOS DE VIDRIO Y DE LAS JERINGAS Y AGUJAS
REUTILIZABLES
PROCEDIMIENTOS PARA LIMPIAR
1. Recipientes de vidrio (matraces de Erlenmeyer, vasos de precipitados, tubos)
2. Pipetas
3. Portaobjetos
4. Cubreobjetos
4. Jeringas y agujas reutilizables
RECIPIENTES DE VIDRIO
UTENSILIOS DE VIDRIO NUEVOS
Los utensilios de vidrio que nunca se utilizaron son ligeramente alcalinos. Con objetode
neutralizarlos deben seguirse los procedimientos siguientes:
— ponga en una cubeta 3 litros de agua con 60 ml de ácido clorhídrico (es decir, una solución de
este ácido al 2%)
— sumerja completamente en esta solución durante 24 horas los utensilios de vidrio sin usar
— después enjuáguelos dos veces con agua corriente y una vez con agua desmineralizada.
— séquelos.
UTENSILIOS DE VIDRIO SUCIOS
Descártense los recipientes de muestras (véase más adelante).
PRIMER ENJUAGUE
Enjuague los utensilios dos veces con agua fría o tibia (los tu b o s con residuos de sangre nunca se
deben enjuagar con agua caliente). Jamás deje que se sequen los utensilios que se han usado con
líquidos que contienen proteínas; es imprescindible enjuagarlos primero y lavarlos de inmediato.
REMOJO EN SOLUCIÓN DETERGENTE
En una palangana prepare agua con detergente para lavar en polvo o en líquido. Coloque en ella
los utensilios de vidrio y límpielos por dentro con un cepillo para tubos de ensayo (Fig. 3.57).
Déjelos en remojo durante 2 - 3 horas.
ENJUAGUE
Saque de la palangana los utensilios, uno a uno. Enjuague cada uno detenidamente con el chorro
de agua del g rifo y a continuación coloque todos en una palangana con agua durante 30 minutos.
Enjuague de nuevo cada uno bajo el chorro de agua limpia. (Se debe recordar que las partículas de
detergente que queden en los utensilios de vidrio pueden causar resultados falsos en el
laboratorio).
PARA ESCURRIRLOS
Coloque los recipientes (vasos, matraces, probetas) en las clavijas de una gradilla de pared para
secado. Ponga los tubos con las bocas hacia abajo en una canastilla de alambre.
6. Secado
Ponga los utensilios en canastillas de alambre y séquelos en un horno de aire caliente a 60°C. De lo
contrario coloque las canastillas con los utensilios en un sitio soleado del laboratorio y cúbralos con
una pieza de tela delgada.
TAPONAMIENTO
El material de vidrio limpio y seco se deberá guardar en una alacena para preservarlo del polvo. Se
recomienda que los recipientes se taponen con algodón no absorbente, guata, o se les cubra la
boca con pequeñas tapas hechas de papel de periódico (Fig. 3.58) o, de preferencia, con hojas
delgadas de parafina o material plástico adherente (por ejemplo, Parafilm o Saran), si se
encuentran disponibles.
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Figura 3.57 Lavando utensilios de vidrio sucios.
Figura 3.58 Tapone o cubra el material de vidrio para protegerlo del polvo.
PIPETAS
ENJUAGUE INMEDIATO
Tan pronto como se haya usado una pipeta se debe enjuagar con un chorro de agua fría para
limpiarla desangre, orina, suero, reactivos, etc.
REMOJO EN AGUA
Después de enjuagarlas coloque las pipetas en una probeta grande, de material plástico (o una
palangana) llena de agua. Si las pipetas se han utilizado para medir material infeccioso déjelas en
una probeta llena de solución desinfectante (algún compuesto cuaternario de amonio, o fenol al
2%) durante 24 horas.
REMOJO EN DETERGENTE Y ENJUAGUE
Siga las instrucciones dadas anteriormente acerca de los utensilios de vidrio del laboratorio.
PIPETAS OBSTRUIDAS
(a) Ponga en un cilindro lleno con una solución limpiadora de bicromato (reactivo No. 20),
depositándolas con suavidad. Déjelas 24 horas en esta solución.
(b) Al día siguiente traslade la solución de bicromato a otro cilindro (se puede usar 4 veces).
(c) Coloque el cilindro que contiene las pipetas bajo el chorro de agua del grifo y enjuáguelas
minuciosamente.
(d) Saque las pipetas, una a una. Verifique que se han eliminado las obstrucciones. A continuación
enjuáguense nuevamente.
(e) Remoje las pipetas en agua limpia durante 30 minutos, cambie el agua y vuélvalas a remojar
otros 30 minutos.
Advertencia: La solución de bicromato es sumamente corrosiva y se debe emplear con cuidado
extremo. Si se derrama accidentalmente sobre la piel, los ojos o la ropa, lávese inmediatamente
con cantidades copiosas de agua.
SECADO
Seque las pipetas de vidrio Pyrex en el horno de aire caliente a 60°C y las de vidrio ordinario en la
incubadora a 37°C o al aire.
USO DE LA BOMBA AL VACÍO
Este es un pequeño aparato de metal o vidrio (frágil) que se anexa al grifo.
(a) Abra el grifo bastante de manera que produzca un chorro vigoroso que pase a través de la
bomba y el tubo de goma anexo.
(b) Ajuste el tubo de goma al extremo superior de la pipeta.
(c) Sumerja el otro extremo de la pipeta en el líquido para enjuagar, que será succionado a través
de la pipeta y descargado en el vertedero (Fig. 3.59).
Figura 3.59 Usando una bomba de vacío para enjuagar una pipeta.
PORTAOBJETOS
PORTAOBJETOS NUEVOS
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REMOJO EN SOLUCIÓN DETERGENTE
En una palangana prepare agua con detergente para lavar en polvo o en líquido, empleando la
cantidad que recomienda el fabricante. Coloque en la palangana los portaobjetos uno a uno y
déjelos en remojo toda la noche.
ENJUAGUE EN AGUA
Enjuague cada portaobjetos con agua del grifo y luego remojar en agua limpia durante 15 minutos.
LIMPIEZA Y SECADO
Limpie los portaobjetos, uno a uno, con una tela suave, que no desprenda pelusa. Colóquelos
separados, en una hoja de papel de filtro, uno a uno. Deje que se sequen. Posteriormente,
examine cada portaobjeto. Descarte los portaobjetos que estén teñidos o raspados y los que
tengan un color amarillento o porciones opacas, y tratar de limpiarlos de nuevo.
ENVOLTURA
Junte los portaobjetos en montoncitos de 10 ó 20 y envuélvalos con hojas pequeñas de papel.
NUMERACIÓN
En algunos laboratorios se acostumbra numerar los portaobjetos por anticipado en grupos de cinco
paquetes, de 1 a 100, con un lápiz de diamante (de esta manera los paquetes contienen
portaobjetos del 1 al 20, del 21 al 40, del 41 al 60, del 61 al 80 y del 81 al 100).
PORTAOBJETOS SUCIOS
PORTAOBJETOS CON RESIDUOS DE ACEITE DE INMERSIÓN
Tome los portaobjetos uno a uno y frótelos con papel de periódico para limpiarlos del aceite hasta
donde sea posible.
PORTAOBJETOS CON CUBREOBJETOS
Separe los cubreobjetos de los portaobjetos con la punta de una aguja o el extremo de una pinza,
también una varilla de vidrio, y colóquense en un vaso para análisis lleno de agua (Fig. 3.60) (para
la limpieza de los cubreobjetos véase más adelante).
REMOJO EN SOLUCIÓN CONCENTRADA DE DETERGENTE
Prepare una palangana con:
 Agua fría o tibia
 Detergente (en la cantidad que recomiende el fabricante).
Déjense en remojo los portaobjetos durante 24 horas. Los detergentes que contienen enzimas son
excelentes para limpiar los residuos de sangre.
Nota: Si los portaobjetos se han usado con muestras infectadas (orina, heces fecales) se deben
colocar en una solución desinfectante.
LIMPIEZA DE LOS PORTAOBJETOS
Prepare otra palangana, que contenga una solución débil de detergente (15 ml de detergente de
uso doméstico por cada litro de agua).
Saque los portaobjetos, uno a uno, de la solución detergente fuerte.
Frote cada portaobjetos con algodón humedecido en la solución detergente fuerte y colóquense en
la palangana que contiene la solución detergente débil.
Déjense en remojo durante 1 a 2 horas en la palangana con solución detergente débil.
ENJUAGUE DE LOS PORTAOBJETOS
Tome los portaobjetos uno a uno usando de preferencia una pinza. Si se utilizan los dedos cójalos
por los bordes. Enjuáguelos por separado bajo el chorro de agua y a continuación pónganse en
remojo durante 30 minutos en una palangana llena de agua. Este es el mejor procedimiento.
MÉTODO RÁPIDO
Vacíese la palangana de solución detergente débil y llénese con agua limpia. Cámbiese el agua 3
veces agitando vigorosamente la palangana cada vez.
LIMPIEZA, SECADO Y ENVOLTURA
Síganse las instrucciones que se han dado para los portaobjetos nuevos.
CUBREOBJETOS
Después de usarlos, los cubreobjetos se pueden recobrar, limpiar y usar nuevamente. Para
limpiarlos:
1. Remójense en una solución débil de detergente a la que se haya agregado un desinfectante
preparado en un vaso grande de precipitado como se indica a continuación:
- 200 ml de agua
- 3 ml de detergente
- 15 ml de lejía o 5 ml de un desinfectantecuaternario derivado del amonio (véase más adelante).
Déjense en remojo durante 2 - 3 horas, moviéndolos suavemente de vez en cuando.
2. Enjuague cuatro veces el vaso donde estaban con agua del grifo, agitándolo suavemente.
3. Lávese por último con agua desmineralizada.
4. Escurra los cubreobjetos colocándolos cuidadosamente de punta sobre una pieza de gasa
doblada.
5. Si es posible, séquense en el horno de aire caliente a 60°C.
6. Consérvense en una placa de Petri pequeña. Para sacarlos utilice una pinza especial para
portaobjetos si se dispone de ella.
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Figura 3.60 Removiendo los cubreobjetos de un portaobjeto para lavarlos usando una pinza o una varilla de
vidrio.
Figura 3.61 Limpiando una jeringa reutilizable tapada con Ácido Acético al 50%.
JERINGAS Y AGUJAS REUTILIZABLES
Inmediatamente después de tomar una muestra quite el émbolo de la jeringa y enjuague éste y el
cilindro. Llene el cilindro con agua y coloque el émbolo en su lugar; impulse con fuerza el agua a
través de la jeringa. Por último, quite la aguja y enjuague la cavidad de su enchufe.
JERINGA CON EL ÉMBOLO ADHERIDO
Para aflojar el émbolo se puede proceder de varias maneras:
 Ponga en remojo la jeringa durante 2 horas en agua caliente (a 70 ºC
aproximadamente).
 O bien, con una pipeta Pasteur delgada introduzca solución de Ácido Acético al
50% (reactivo Nº 3) por la boquilla de la jeringa (Fig. 3.61). Coloque la jeringa sobre su
extremo posterior, con el émbolo hacia abajo. Téngala así durante 10 minutos.
 Ponga la jeringa en remojo durante varias horas en un recipiente con peróxido de
hidrógeno a 10 vol.
ENJUAGUE Y REMOJO DE LAS AGUJAS
Inmediatamente después que se haya usado una aguja enjuáguese mientras continúa colocada en
la jeringa y póngase en remojo de la misma manera que ésta.
AGUJAS OBSTRUIDAS
Utilice un hilo de nylon remojado en Ácido Acético al 50%(reactivo Nº 3). De lo contrario, emplee
un estilete.
3.5.2 LIMPIEZA DE LOS RECIPIENTES NO DESECHABLES
Este procedimiento es más difícil (por lo tanto, siempre que sea posible úsense recipientes
desechables).
Los frascos (tarros) y matraces pueden contener:
— materias sumamente infecciosas (heces fecales, esputo, pus, líquido cefalorraquídeo)
— otras muestras (sangre, orina).
RECIPIENTES CON HECES FECALES
Llene los tarros que contengan heces fecales con una solución de fenol al 5% u otro desinfectante
similar (como el cresol). Déjelos en reposo 24 horas. A continuación vacíelos en el fregadero. Si
este se encuentra conectado a un tanque séptico no se deberá agregar fenol ni otro antiséptico a
las heces. Limpie los tarros con detergente y agua (como se indica más adelante).
RECIPIENTES CON ESPUTO Y TUBOS CON PUS O LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO
Existen varios procedimientos:
USO DEL AUTOCLAVE
Este es el procedimiento más conveniente.
1. Coloque los recipientes en el autoclave tal como se encuentren y esterilícelos durante 30 minutos
a 120°C para destruir todos los microorganismos.
2. Una vez que se hayan enfriado vacíelos en el vertedero o el fregadero.
3. Límpielos con agua y detergente.
Para mejor información, véase la sección 3.55.
EBULLICIÓN EN SOLUCIÓN DETERGENTE (FIG. 3.62).
Disponga de un recipiente amplio, especial para este propósito.
Hierva los recipientes de esputo:
— durante 30 minutos
— en agua que contenga polvos para lavar en solución fuerte (o, de preferencia, cristales de
carbonato sódico), a razón de 60 ml por cada litro de agua.
Empleo de la solución de formaldehido o fenol
Coloqúense en cada recipiente de esputo:
— 10 ml de solución de formaldehido sin diluir, o
— 5 ml de fenol al 5%.
Déjense en reposo durante 24 horas.
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Figura 3.62 Limpiando frascos con
esputo hirviendolos en solución
detergente
MATRACES CON ORINA
Vacíense los matraces en el fregadero.
A continuación, llénense con:
— una solución de lejía comercial al 10%, o
— una solución de fenol al 2%.
Déjense en reposo durante 24 horas.
TUBOS CON SANGRE
Los tubos con sangre fresca extraída el mismo día deberán:
— enjuagarse con agua fría
— remojarse en una solución detergente (véase más adelante).
Los tubos con sangre "vieja” que han permanecido varios días a la temperatura ambiente, en que
los microorganismos se pueden multiplicar, deberán:
— llenarse con una solución de lejía comercial al 10%
— dejarse en reposo durante 12 horas y enjuagarse y limpiarse en seguida.
3.5.3 LIMPIEZA Y MANTENIMIENTO DE OTROS EQUIPOS DE LABORATORIO
CENTRÍFUGAS
Limpie el tazón de la centrífuga diariamente o después que ocurra cualquier derrame. Utilice etanol
al 70% para recipientes de metal y 1% de lavandina (véase más adelante) para las de plástico. (No
utilice Hipoclorito de sodio para recipientes de metal, ya que puede provocar corrosión.)
Enjuagar las cubetas de la centrífuga después de su uso y eliminar cualquier rastro de sangre, etc.
Compruebe a intervalos regulares el cableado por desgaste y conexiones sueltas. Si la centrífuga
está encendiendo o corriendo irregularmente, las escobillas (bloques de carbón) deben
reemplazarse.
La lubricación de la centrífuga debe ser realizada por un especialista, de acuerdo con las
instrucciones del fabricante.
(Para mayor información véase la sección 3.3.3)
BAÑOS MARÍA
Si es posible llenar el baño maría con agua destilada o agua de lluvia para evitar la formación de
depósitos en el interior. Un cristal de timol ayudará a prevenir el crecimiento de algas.
Cambie el agua y limpie el interior del baño maría por lo menos una vez al mes o cada vez que se
ve sucia. Use un termómetro para verificar la temperatura del agua cada vez que se cambia el agua
como escala en el elemento de calentamiento, esto puede hacer que el termostato no funcione
correctamente.
INCUBADORAS (ESTUFAS DE CULTIVO)
Las estufas de cultivo o incubadoras son utilizadas para el cultivo de bacterias por los laboratorios
que trabajan en microbiología.
La incubadora debe mantener una temperatura promedio constante de 35 °C (rango de 33-37 °C).
La temperatura real debe corresponder a la posición del termostato cuando se utiliza el
instrumento.
En las estufas de cultivo de dióxido de carbono utilizado para cultivo microbiano, la concentración
de dióxido de carbono se debe mantener en un 5-10% y la humedad en el 50-100%.
La temperatura en las estufas de cultivo debe ser registrada diariamente. Al igual que todos los
instrumentos de laboratorio, las estufas de cultivo deben limpiarse a intervalos regulares (por lo
menos cada quince días) y también después del derrame de cualquier material, ya sea infeccioso o
no infeccioso.
PIPETAS DE WESTERGREN
Enjuague con agua y luego dejar en remojo en agua limpia durante 12 horas. Secar completamente
(en una estufa de cultivo a 37 ° C, si es posible). No utilice detergentes, ácidos o etanol. (Pipetas
de Westergren para eritrosedimentación).
3.5.4 DESINFECTANTES
Hay muchos desinfectantes que tienen diversas acciones químicas diferentes agentes infecciosos.
La Tabla 3.1 enumera los desinfectantes que se usan más comúnmente en los laboratorios de
salud.
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CRESOLES
Los cresoles pueden ser sólidos o líquidos, que son menos solubles en agua que el fenol, pero una
solución acuosa al 5% se puede mantener como una solución madre. Los cresoles emulsionan bien
en soluciones de jabón.
LISOL
El Lisol es una emulsión al 50% de cresol en una solución acuosa de jabón. El cresol puede ser
sustituido por fenol, pero puesto que el fenol es un desinfectante menos potente el tiempo de
exposición del material a la solución de fenol debe ser más largo que para el cresol. Soluciones de
fenol y cresol causan irritación de la piel y los ojos.
HIPOCLORITO DE CALCIO Y DE SODIO
Las soluciones de hipoclorito de sodio y de calcio (blanqueadores domésticos) son desinfectantes
muy fuertes. Se utilizan en muchos laboratorios, tienen aplicaciones domésticas e industriales. Los
hipocloritos son inactivados rápidamente por las partículas de polvo y los materiales orgánicos y
cada día deben prepararse a partirde soluciones madre. Los hipocloritos causan irritación de la piel,
los ojos y los pulmones.
Las soluciones perfectas, sin diluir deben contener un 10% de cloro disponible.
Para preparar las diluciones de trabajo, se recomiendan las diluciones siguientes:
● Para los frascos y envases en que se descartan pipetas, portaobjetos y otros objetos de vidrio
usados y para frotar las superficies de las mesadas de trabajo: 10 ml de solución de hipoclorito
concentrado en 990 ml de agua (0,1% de cloro disponible). Colocar el material de vidrio utilizado
en los frascos de solución de hipoclorito y dejar durante al menos 12 horas. No llene los recipientes.
Cambiar los recipientes diariamente.
● Para la descontaminación de los derrames de sangre y otras muestras con alto contenido de
proteínas: 40 ml de solución de hipoclorito concentrada en 360 ml de agua (1% de cloro
disponible).
Las soluciones fuertes de hipoclorito son corrosivas y pueden causar quemaduras. Maneje las
soluciones de lejía con cuidado: usar guantes de goma para protegerse las manos y protectores
oculares para evitar salpicaduras en los ojos.
El hipoclorito de calcio está disponible en su forma sólida como polvo o gránulos. Se descompone a
un ritmo más lento que el hipoclorito de sodio. Una solución de 1% de cloro disponible se obtiene
por disolución de 14 g de hipoclorito de calcio en 1 litro de agua.
CLORAMINA
La cloramina (tosilcloramida sódica) es un polvo cristalino que, como los hipocloritos, libera cloro
como agente desinfectante activo, aunque a un ritmo más lento. También se utiliza para la
desinfección de agua: El agua clorada tiene una concentración de 0,05% de cloramina. Tenga en
cuenta que el agua tratada con cloro puede interferir con las pruebas de laboratorio.
Por lo tanto, debe ser utilizada el agua destilada.
HIDRÓXIDO DE CALCIO
La solución de hidróxido de calcio se prepara a partir de cal viva (óxido de calcio) en polvo o
gránulos disueltos en agua (1 parte: 3 partes p / v). La solución de hidróxido de calcio no es
adecuada para la desinfección de heces de pacientes con tuberculosis.
COMPUESTOS DE AMONIO CUATERNARIO
Los compuestos de amonio cuaternario (CAC) son eficaces contra bacterias vegetativas y algunos
hongos. No son eficaces contra las esporas, virus y micobacterias, no son tóxicos y son inofensivos
para la piel.
ALCOHOLES
Los alcoholes (por ejemplo etanol, isopropanol, n-propanol) son de acción rápida, pero son
desinfectantes relativamente caros que se utilizan generalmente para la desinfección de la piel. Se
matan las bacterias y algunos virus, pero no los hongos.
YODO
El yodo es un excelente desinfectante de acción rápida con una amplia gama de acción. Mata a las
bacterias, muchas esporas, virus y hongos. A bajas temperaturas, el yodo es más activo que otros
desinfectantes. Algunas personas son hipersensibles al yodo y sufren una erupción en áreas de la
piel que han sido expuestas a la solución de yodo. Su sensibilidad es mucho menor cuando se
utilizan yodóforos (soluciones de polímeros que ligan yodo), tales como polividona yodada o
povidona yodada.
Tabla 3.1 Desinfectantes de uso común
Objetos de
desinfección
Desinfectante
Dilución
recomendada
para desinfectar
(v/v)
Duración mínima
del tratamiento
Preparación de
reservas de
desinfectante
Sangre
Solución de cresol
al 5%
2:1 6 hs. Cristales o líquido
Solución de
hipoclorito de
Calcio (1% de cloro
disponible)
2:1 6 hs. Polvo
Heces fecales
Solución de cresol
al 5%
2:1 6 hs. Cristales o líquido
Solución de
hipoclorito de
3:1 6 hs. Polvo
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Calcio y de Sodio
(1% de cloro
disponible)
Solución de
Hidróxido de
Calcio al 20%
2:1 6 hs. Polvo
Cloramina (4% de
cloro disponible)
Sin diluir 6 hs. Polvo
Orina
Solución de cresol
al 5%
1:1 4 hs. Cristales o líquido
Esputo
Solución de cresol
al 5%
1:1 4 hs. Cristales o líquido
Piel
Solución de cresol
al 50%
Sin diluir 2 min.
50% de cresol en
solución jabonosa
Solución de etanol
al 80%
Sin diluir 2 min. Solución al 95%
Solución de Yodo
al 1%
Sin diluir 2 min. Solución al 5%
Solución de Yodo
povidona al 1%
Sin diluir 2 min. Pura
Solución de
Isopropanol al 70%
Sin diluir 2 min. Pura
Solución de n –
propanol al 60%
Sin diluir 2 min. Pura
Cloramina (1% de
cloro disponible)
Sin diluir 2 min. Polvo
Compuestos de
Amonio
Cuaternario
Sin diluir 2 min. Solución
Agua potable, agua
de beber
Solución de
Cloramina al 0,25%
Sin diluir 16 min. Polvo
Mesadas de trabajo
Solución de cresol
al 50%
Sin diluir 4 hs.
50% de cresol en
solución jabonosa
Solución de cresol
al 5%
Sin diluir 4 hs. Cristales o líquido
Cloramina (5% de
cloro disponible)
Sin diluir 4 hs. Polvo
Hipoclorito de
Sodio (1% de cloro
disponible)
Sin diluir 4 hs. Polvo
Instrumentos de
laboratorioa
Hipoclorito de
Sodio (0,1% de
cloro disponible)
Sin diluir 4 hs.
Solución: 5%, 10%,
15%
Utensilios de vidrio
Hipoclorito de
Sodio (1% de cloro
disponible)
Sin diluir 12 hs.
Solución: 5%, 10%,
15%
aLa desinfección química para instrumentos invasivos y de corte de la piel deben emplearse sólo como último
recurso, si no, no es posible la esterilización ni la desinfección de alto nivel por ebullición, y sólo si la
concentración adecuada de la sustancia química está disponible y si los instrumentos se han limpiado a fondo
para eliminar la contaminación excesiva antes de sumergirse en el desinfectante químico.
3.5.5 ESTERILIZACIÓN
Esterilizar significa eliminar de un objeto o una sustancia todas las formas de vida, cualesquiera que
éstas sean.
En consecuencia, el equipo de laboratorio que se ha esterilizado queda libre de microorganismos
vivos.
En el laboratorio médico los materiales se esterilizan con tres propósitos principales:
1. Prepararlos para la recolección de muestras (deberán estar estériles agujas, jeringas, tubos,
etc.).
2. Desinfectar los materiales contaminados.
3. Preparar los utensilios que se emplean en los cultivos bacterianos (cajas de Petri, pipetas
Pasteur, tubos, etc.).
En el laboratorio médico la esterilización se logra por medio de calor húmedo (autoclave, ebullición)
o calor seco (horno de aire caliente, flameado).
ESTERILIZACIÓN CON VAPOR
EL AUTOCLAVE
Las muestras clínicas y otros materiales residuales contaminados se colocan en un recipiente para
autoclave o en un cubo de plástico o metal para esterilización. Utilice los indicadores de
esterilización del autoclave para controlar el ciclo de esterilización.
PRINCIPIO
En un recipiente cerrado se calienta agua. Esto produce una saturación de vapor a presión, con
temperatura superior a 100 °C.
Toda clase de gérmenes mueren al calentar los utensilios durante 20 minutos a 120°C en este
vapor a presión.
COMPONENTES DEL AUTOCLAVE (FIG. 3.63)
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CALDERA
Consiste en un cilindro amplio y profundo en que se colocan los utensilios para esterilizar.
CANASTA
Es una canasta amplia de alambre donde se ponen los materiales que se esterilizarán.
SOPORTE DE LA CANASTA
Se encuentra en el fondo del autoclave y sostiene la canasta por encima del nivel del agua.
DRENAJE
Espita colocada en la base de la caldera, por donde sale el exceso de agua.
TAPA
La tapa cubre y cierra herméticamente la caldera; se ajusta mediante una arandela de goma.
SUJETADORES DE LA TAPA
Estos sujetadores, junto con la arandela de goma, cierran herméticamente la tapa e impiden que
escape el vapor.
VÁLVULA DE SALIDA DEL AIRE
Esta válvula, que se encuentra en la parte superior de la caldera o en la tapa, se emplea para dejar
que salga el aire cuando empieza el agua a calentarse.
VÁLVULA DE SEGURIDAD
Se halla en la parte superior de la caldera o en la tapa, y deja escapar el vapor cuando la presión se
eleva demasiado, evitando así que ocurra una explosión.
INSTRUMENTO INDICADOR DE LA TEMPERATURA O DE LA PRESIÓN
Se encuentra en la parte superior de la caldera o en la tapa e indica la presión, la temperatura, o
ambas. Graduaciones del indicador
Todos los indicadores señalan la temperatura en grados Celsius (°C); algunos también tienen una
segundaescala, en que se lee la presión.
Calentamiento del autoclave
El sistema de calentamiento puede estar construido dentro del autoclave en forma de:
— dispositivos eléctricos, o
— quemadores de gas.
De lo contrario, el autoclave se calentará sobre:
— un quemador de gas butano, o
— una estufa de aceite de parafina.
INSTALACIÓN
Los autoclaves deben ser instalados fuera de la principal área de trabajo, ya que son muy ruidosos.
Si los gases o un aceite de parafina se utilizan para calentar, deben ser mantenidos lejos de
materiales inflamables y de productos químicos.
Cómo usar el autoclave
Preparación de los materiales para la esterilización
Jeringas reutilizables
Los émbolos y los cilindros se colocarán por separado en tubos de vidrio amplios (Fig. 3.64),
taponados con algodón no absorbente o guata, o se envolverán con gasa y se colocarán en
bandejas metálicas.
Agujas reutilizables
Es preferible colocar las agujas por separado en tubos de ensayo pequeños que se taponarán
inmediatamente después (véase Fig. 3.64). Colóquese por anticipado una pieza de algodón no
absorbente o guata en el fondo de cada tubo para proteger las puntas de las agujas.
De lo contrario, dispónganse las agujas en bandejas metálicas, hundiendo las puntas en una pieza
de gasa doblada (Fig. 3.65).
Las bandejas metálicas se colocarán sin tapa en el autoclave.
Material de vidrio
Los tubos para muestras, las cajas de Petri, etc., se envolverán en papel de estraza y se atarán con
cordeles.
Pipetas Pasteur de vidrio
Se colocarán en tubos amplios y largos, que se taponarán inmediatamente después.
También se pueden envolver con varias hojas de papel de estraza.
PROCEDIMIENTOS PARA LA ESTERILIZACIÓN
(a) Llene con agua el fondo del autoclave (hasta el soporte de la canasta).
Cerciórese de que el agua no toque la canasta. Si es necesario, elimine el exceso de agua abriendo
la espita de drenaje.
(b) Introduzca en el autoclave la canasta con los materiales que se van a esterilizar.
(Se pueden añadir indicadores de la esterilización, como ciertas piezas de papel especial que
ennegrecen al lograrse la temperatura adecuada.)
(c) Cierre la tapa del autoclave, cerciorándose de que la arandela de goma se encuentra en su
surco. Atornille a niveles iguales los sujetadores de la tapa, con firmeza pero sin apretar demasiado.
(d) Abra la válvula de salida del aire.
(e) Inicie el calentamiento del autoclave.
(f) Vigile la válvula de salida del aire hasta que aparezca un chorro de vapor. Aguarde 3 - 4 minutos
hasta que el chorro de vapor sea uniforme y continuo. Esto indicará que todo el aire se ha
expulsado del autoclave.
(g) Cierre a continuación la válvula de salida del aire. Apriétense los sujetadores de la tapa del
autoclave y redúzcase la temperatura ligeramente.
(h) Observe el indicador. Cuando se obtenga la temperatura deseada (p. ej. 120°C) se deberá
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regular el calor para conservarla. Redúzcase el calor hasta que la aguja del indicador permanezca
en el grado de temperatura escogido.
Tiempos de esterilización
(i) En este momento empiece a medir el tiempo de la manera siguiente:
— Utensilios para recolectar muestras (jeringas y agujas reutilizables, tubos):
20 minutos a 120°C.
— Recipientes de materias infectadas (vasos que han contenido esputo, tubos que han contenido
pus):
30 minutos a 120°C.
— Medios de cultivo bacterianos:
Síganse las instrucciones del bacteriólogo o el técnico principal del laboratorio.
REDUCCIÓN TOTAL DEL CALOR
(a) Reduzca completamente el calor tan pronto como se cumpla el tiempo requerido.
(b) Cuando la temperatura descienda a menos de 100°C abra la válvula de salida del aire para
igualar las presiones dentro y fuera del autoclave.
(c) Cuando cese el silbido afloje los sujetadores de la tapa del autoclave. Quite la tapa. Deje enfriar
el autoclave y, a continuación, retire cuidadosamente la canasta con los utensilios estériles. Si se
han formado gotas de agua y se dispone de una incubadora, séquelos en ella, a 37°C.
LIMPIEZA
Limpie el interior del autoclave cada día o cada vez que ocurran derrames.
PRECAUCIONES
Algunas cosas que no se deben hacer
1. Nunca se deben maniobrar la espita de drenaje ni la válvula de salida del aire mientras se esté
efectuando el calentamiento a presión.
2. Nunca se debe maniobrar la válvula de seguridad mientras se esté efectuando el calentamiento a
presión.
3. Nunca se debe hacer un calentamiento demasiado rápido para aumentar la presión una vez que
la válvula de salida se ha cerrado.
4. Nunca se debe descuidar el autoclave mientras la presión esté aumentando.
5. Nunca se debe permitir que el autoclave se enfríe durante demasiado tiempo. Si el aparato se
deja varias horas sin abrir la válvula de salida, se forma un vacío y los utensilios estériles se pueden
romper.
Figura 3.63 Componentes de un autoclave 1: Caldera; 2: Canasta; 3: Soporte de la canasta; 4: Drenaje; 5: Tapa;
6: Sujetadores de la tapa; 7: Válvula de salida del aire; 8: Válvula de seguridad; 9: Instrumento indicador de la
temperatura o de la presión.
Figura 3.64 Autoclavando jeringas y agujas reutilizables.
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Figura 3.65 Método alternativo para autoclavar agujas
reutilizables.
Figura 3.66 Autoclavando pipetas Pasteur de vidrio.
USO DE LA OLLA A PRESIÓN
Las ollas de presión son cacerolas amplias, construidas para cocinar alimentos con gran rapidez
empleando vapor a presión. En algunos laboratorios pequeños se utilizan para esterilizar los
utensilios con que se recolectan las muestras.
Modelo de válvula giratoria
1. Llene con agua el fondo de la olla. Coloque los materiales que se van a esterilizar en la canastilla
que se sostendrá arriba del nivel del agua por medio de un soporte. Los utensilios envueltos se
deberán poner en posición vertical (nunca en posición horizontal; Fig. 3.67).
2. Ajuste la tapa de la olla. Atorníllese por medio de su perilla. Colóquese la válvula giratoria (V1)
en su eje, que se encuentra sobre la tapa (Fig. 3.68).
3. Caliente la olla sobre una estufa. La válvula comenzará a girar en poco tiempo, dejando escapar
un chorro de vapor.
4. Espere hasta que el chorro de vapor sea continuo y a continuación disminúyase el calor de modo
que la válvula gire lentamente. Consérvese la olla con un calor moderado durante 20 minutos.
5. Reduzca completamente el calor. Deje enfriar la olla (o enfríela bajo el chorro de agua del grifo).
Quite la válvula giratoria de manera que pueda entrar el aire.
Retire la tapa. Saque los utensilios estériles y déjelos secar.
6. Precaución: Nunca toque la válvula de seguridad (V2 en la Fig. 3.68) que se encuentra fija a la
tapa.
Modelo de válvula fija
1. Coloque en la olla el agua y los utensilios que se van a esterilizar, como se ha indicado
anteriormente.
2. Abra la válvula que se halla en la tapa. Inicie el calentamiento.
3. Tan pronto como comience a escapar un chorro continuo de vapor por la válvula, ciérrela.
4. Espere hasta que la válvula comience a silbar. Cuando lo haga redúzcase el calor. Déjese la olla
con un calor moderado durante 20 minutos.
5. Reduzca completamente el calor. Deje enfriar la olla (o enfríela bajo el chorro de agua del grifo).
6. Abra la válvula de modo que pueda entrar el aire. Saque los utensilios estériles, etc.
7. Precaución: Nunca toque la válvula de seguridad.
ESTERILIZACIÓN POR EBULLICIÓN
Este procedimiento solo se debe usar cuando no hay alternativa. Utilice un recipiente especial para
esterilizar por ebullición o, si no se dispone de éste, una cacerola.
Llene con agua (de preferencia, desmineralizada).
Caliéntese en la estufa.
Los utensilios de vidrio (jeringas) se colocarán en el recipiente mientras el agua esté aún fría.
Los artículos metálicos (agujas, pinzas) se colocarán en el recipiente cuando el agua esté hirviendo.
Hierva durante 30 minutos los utensilios para recolectar muestras (agujas, jeringas).
ESTERILIZACIÓN CON CALOR SECO
ESTERILIZACIÓN POR EL HORNO DE AIRE CALIENTE
El procedimiento de esterilización por aire caliente solo se puede emplear con utensilios de vidrioo
metal (jeringas, agujas, pipetas, etc.) cuando no se dispone de autoclave. No debe utilizarse para
medios de cultivo utilizados en microbiología, que deben ser autoclavados (véase antes).
Prepare el material para esterilizar, del mismo modo que para el método del autoclave. Los tapones
de algodón no deberán ser demasiado gruesos, de modo que pueda entrar el aíre. Levántense
ligeramente las tapas de los estuches metálicos y dispónganse de modo que miren a la parte
posterior del homo.
Ponga el termostato a 175°C y encienda el horno. Si hay un ventilador, verifique que esté
funcionando.
Vigile el termómetro. Cuando la temperatura llegue a 175°C sígase calentando durante 60 minutos
más.
Si los materiales son pesados o voluminosos, o si hay polvos, aceites, vaselina, etc., caliéntese a
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175°C durante dos horas.
Apague el horno. Espere a que la temperatura descienda hasta 40°C. Abra la puerta del horno.
Cierre las tapas de los estuches metálicos. Saque los materiales estériles. El papel empleado para
envolverlos deberá haber tomado un color marrón oscuro. Si el color del papel es amarillo pálido
indicará que el horno no se ha calentado bastante; si el papel se ha ennegrecido indicará que el
horno se ha calentado demasiado.
ESTERILIZACIÓN POR FLAMEADO
Este método solo se deberá utilizar con artículos metálicos como pinzas y bisturíes. No es
conveniente para uso general.
1. Coloque los artículos en una bandeja metálica.
2. Añada unas 10 gotas de etanol y encienda fuego.
3. Durante el flameado incline la bandeja de un lado a otro (Fig. 3.69).
Las asas para siembras bacterianas, las agujas de vacunación y las lancetas para extracción de
muestras de sangre capilar se deben calentar en la llama de un quemador de gas o una lámpara de
alcohol hasta que se pongan al rojo vivo.
A
B
Figura 3.67 Esterilizando equipo usando una olla a presión.
Figura 3.68 Componentes de una olla a presión.
Ilustración anexa A Esterilización por ebullición.
Ilustración anexa B Esterilización por el horno de aire caliente.
Nota: Desde hace mucho tiempo y en la actualidad se utilizan jeringas y agujas descartables.
Las jeringas están hechas de plástico así como el émbolo; las agujas están fabricadas de metal
con el estuche de plástico que se pone en el cono de la jeringa. Completa todo el conjunto un
capuchón de plástico que recubre toda la aguja para evitar pinchazos accidentales, y de esta
manera, lesiones y transmisiones de enfermedades. Estas jeringas con aguja desechables
desde hace bastante tiempo están a disposición en muchos hospitales tanto los de mayor
complejidad como aquellos de menor complejidad dentro de los cuales se encuentran los
centros de salud periféricos anexos. Se resalta el hecho porque son prácticas, seguras y su
costo es muy barato. Prácticamente han reemplazado a las jeringas y agujas tradicionales de
vidrio y metal por lo que no necesitan ser lavadas ni esterilizadas. Si bien este manual de la
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OMS no las incluye, será quizás porque piensa en un laboratorio con los mínimos recursos, por
ende, coloca el proceso de lavado y esterilización de las jeringas y agujas tradicionales.
Es menester recalcar que solo se usan una vez y luego se descartan en recipientes adecuados,
como el descartador de agujas y algún recipiente dispuesto para tal fin para las jeringas
desechables.
Respetando lo publicado por la OMS en este manual de Técnicas básicas para un laboratorio de
salud 2ª edición se deja la explicación sobre el lavado y la esterilización de las jeringas de
vidrio y de las agujas metálicas.
Imágenes de jeringas y agujas descartables
Imágenes de dos modelos de recipientes descartadores de agujas desechables y elementos
cortopunzantes.
3.6 ELIMINACIÓN DE RESIDUOS DE LABORATORIO
3.6.1 DESECHO DE MUESTRAS Y MATERIALES INFECTADOS
Importante: Las muestras examinadas en el laboratorio (heces fecales, pus, esputo, orina, etc.)
frecuentemente son infectantes. Después de examinarlas se deben destruir de manera que se evite
todo riesgo de contaminación (Véase la sección 3.8).
Estas muestras se pueden desechar en:
— cajas de cartón o recipientes de material plástico que se pueden destruir (heces fecales, esputo)
— frascos (tarros) de vidrio y matraces que se puedan limpiar, esterilizar y usar nuevamente.
Todos los recipientes desechables se usan solo una vez.
Cajas desechables para heces fecales o esputo
Estas cajas se pueden quemar (incinerar) o enterrar.
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La incineración es el procedimiento más fácil y efectivo.
3.6.2 INCINERACIÓN DE LOS MATERIALES DE DESECHO
FABRICACIÓN DE UN INCINERADOR (FIG. 3.70)
1. Disponga de un barril o latón metálico grande, usado.
2. Fije con firmeza una rejilla de metal resistente (R) aproximadamente a un tercio de la altura del
barril.
3. Corte en el metal una abertura amplia o ventanilla (V) abajo del nivel que ocupa la rejilla.
4. Procure una tapa suelta (T) para el barril.
Cómo incinerar
1. Al terminar el trabajo de cada mañana y cada tarde colóquense en la rejilla del incinerador todas
las cajas usadas con heces fecales y esputo (Fig. 3.71).
2. El barril metálico deberá estar siempre firmemente cerrado (por medio de la tapa y la ventanilla)
excepto durante la incineración.
3. Incinérelo una vez por semana o más frecuentemente si es necesario. Llene el fondo del barril
con papeles, palos, virutas, etc.
4. Quite la tapa. Encienda el fuego y aliméntelo hasta que todos los materiales infectados se hayan
reducido a cenizas.
5. Estas cenizas no son peligrosas y se pueden arrojar al basurero.
3.6.3 ENTIERRO DE LOS DESECHOS
(a) Abra un foso de 4 - 5 m de profundidad y 1- 2 m de anchura en una ubicación donde ni las
aguas subterráneas ni agua de superficie pueden entrar y donde la lixiviación de los residuos
líquidos hasta las aguas subterráneas no puede ocurrir (Fig. 3.72). Un foso nunca debe ser
construido cerca de una fuente de agua.
(b) Fabrique una tapa que se ajuste con firmeza a la boca del foso. Es conveniente reforzar el
borde de la boca del foso con un revestimiento de ladrillos o piedras.
(c) Dos veces al día arroje en el foso las cajas usadas con heces fecales, esputo u otras materias
infectadas. Coloque inmediatamente la tapa en su lugar.
(d) Una vez por semana cubra los desechos con una capa (de 10 cm de espesor,
aproximadamente) de hojas secas.
(e) Si es posible, en vez de hojas secas deposite una capa de cal viva una vez por semana.
Figura 3.70 Componentes de un incinerador. T: Tapa; R: Rejilla de metal resistente; V: Ventanilla.
Figura 3.71 Usando un incinerador.
Figura 3.72 Entierro de los desechos
3.7 ENVÍO DE MUESTRAS A UN LABORATORIO DE REFERENCIA
Los laboratorios periféricos suelen enviar muestras a los laboratorios de referencia o a otros más
especializados con el fin que efectúen exámenes que ellos no están en condiciones de realizar. Por
ejemplo:
— análisis serológicos de treponematosis o tifoidea; cultivos de heces fecales para detectar el
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vibrión del cólera; exámenes histológicos de materiales obtenidos en biopsias.
La tabla 3.2 siguiente indica, para cada tipo de muestra y cada examen:
— el recipiente y el preservativo (cuando sea necesario) que se deben usar
— la cantidad de muestra que se debe enviar
— el tiempo que se pueden conservar las muestras
3.7.1 EMPAQUETADO DE LAS MUESTRAS PARA SU ENVÍO
Respete siempre los reglamentos en vigor en el país.
Coloque las muestras en empaques dobles.
Las muestras se meterán en frascos o tubos cerrados herméticamente (fijando el tapón con cinta
adhesiva, véase Fig. 3.73).
Compruebe que el recipiente tenga una etiqueta con el nombre del paciente.
Ponga el recipiente sellado en un tubo de aluminio con tapa de rosca. Rellene el espacio existente
entre la muestra y el tubo con algodón absorbente.
Envuelva el tubo con la solicitud de exámenes de laboratorio (Fig. 3.74). En esta solicitud se
deberán indicar:
— el NOMBRE del paciente (escrito con letras mayúsculas), el sexo, la edad y la fechade
nacimiento
— la naturaleza de la muestra
— los exámenes que se solicitan (con el diagnóstico del médico, cuando sea pertinente)
— la fecha de recolección de la muestra
— la dirección del centro de salud donde la muestra fue recogida.
También debe ser firmado por el médico.
Coloque el tubo metálico en una caja de cartón grueso o en una de madera para enviarlo. Rellene
el espacio vacío con algodón no absorbente.
En el exterior de la caja escriba:
URGENTE, FRÁGIL y si es pertinente, MATERIAL INFECCIOSO (Fig. 3.75).
Figura 3.73 Embalaje de las muestras para su transporte.
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Figura 3.74 Envuelva el formulario de solicitud en torno al tubo de metal que contiene la muestra.
Figura 3.75 Etiquetar la caja que contiene la muestra con Urgente, Frágil, Material Infeccioso cuando sea
pertinente. Urgent: Urgente; Fragile: Frágil; Infectious material: Material Infeccioso.
Tabla 3.2 Envío de muestras a un laboratorio de referencia
Tipo de
muestra
Tipo de examen de laboratorio
Recipiente y
preservativo
Cantidad de
muestra que se
envía
Duración
Esputo
Cultivo de bacilo tuberculoso
(véase sección 5.4)
Frasco de 45 ml
con 25 ml
de solución de
bromuro
de cetilpiridinio al
0,6%
-------- 10 días
Cultivo de otros microorganismos Sin preservativo ---------- 2 horas
Exudado
faríngeo
Cultivo de bacilos de la difteria
(véase sección 5.4)
Tubo con suero
coagulado
----------
24 horas
Hisopo de
algodón ---------- 4 horas
Líquido
cefalorraquídeo
(LCR) (véase
sección 8)
Cultivo de
meningococos
Frasco especial
con
medio de Stuart
modificado
(reactivo Nº 56)
(véase sección
8.4.2)
----------
24-48 horas
LCR en un frasco
estéril
y hermético que
se envía
en un matraz al
vacío,
relleno con agua
a 37°C
2 ml
12 horas
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Cultivo de otros microorganismos Frasco estéril
2 ml
2 horas
Ensayos químicos (glucosa,
proteínas, cloruros, etc., véanse
secciones 8.3.4 y 8.3.5)
Frasco estéril 2 - 4 ml 2 horas
Pus uretral
Cultivo de gonococos (véase
sección 5.5)
Frasco especial
con
medio de Stuart
modificado
(reactivo Nº 56)
1 hisopo
con pus
24 horas
Pus de otros
sitios
Cultivo de bacterias (véase
sección 5)
1 tubo estéril 1 ml 2 horas
Sangre (véase
sección 9-11)
Recuento de células leucocitos y
hematíes (véanse secciones 9.5 y
9.6)
Solución de sal
dipotásica
EDTA, solución
al 10% (reactivo
Nº 22)
5 ml 12 horas
Pruebas serológicas para sífilis
(véase sección 11 -10)
Tubo estéril sin
anticoagulante;
enviar suero o
gotas de sangre
secas lo que se
considere
apropiado
10 ml 3 días
Pruebas serológicas para virus
HIV y hepatitis B (véanse
secciones 11.7 y 11.8)
Enviar sucesivas
muestras de
suero:
● tomadas en el
inicio de la
enfermedad
● tomadas
después de 2 a 4
semanas (para
detectar aumento
de anticuerpos)
5 ml 24 horas
Pruebas para glucosa (véase
sección 10.1)
5 mg de Fluoruro
de Sodio
5 ml 2 horas
Otros ensayos bioquímicos:
 bilirrubina
 colesterol
 hierro sérico
 lípidos séricos
 proteínas
 funcionamiento
hepático
 uremia
Frasco sin
anticoagulante
Envíese suero
10 ml 48 horas
Determinaciones de
enzimas: amilasa, fosfatasas,
transaminasas
Frasco sin
anticoagulante
5 ml 2 horas
Cultivo de sangre
Frasco estéril
especial
con 50 ml de
caldo de
cultivo al que se
haya
elevado la
temperatura a
37°C tan pronto
como
sea posible
después de
añadirle la
muestra
5 ml 24 horas
Heces fecales
Todos los cultivos
bacterianos, incluso el
vibrión del cólera (véase sección
5.9)
Medio de
transporte Cary –
Blair (reactivo Nº
17)
---------- 4 semanas
Todos los cultivos
bacterianos, excepto el
vibrión del cólera
Solución salina
amortiguada
de glicerol
(reactivo Nº 14)
---------- 2 semanas
Huevos, larvas y
quistes de parásitos (véase sección
Frasco de 30 ml
con 15 ml
Aproximadamente
5 ml
Casi por
tiempo
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4.2.4) de solución de
formaldehido
al 10% (reactivo
Nº 28)
indefinido
Amebas: Formas
vegetativas (véase sección 4.2.4)
Tubo de 10 ml
con solución
de tiomersal,
yodo y formal­
dehido (TIF)
fijador (reactivo
No 58), o
alcohol
polivinílico
(APV,
reactivo No.44)
----------
Casi por
tiempo
indefinido
Orina (véase
sección 7)
Análisis bioquímicos:
glucosa, proteínas,
acetona, etc.; véase sección 7.2.4 y
7.2.6)
Frasco seco y
limpio
(cerrado
herméticamente)
20 -50 ml (según
el número de
análisis)
2 horas
Sedimentos (véase sección 7.2.7)
Frasco seco y
limpio
30 ml 2 horas
o frasco con 8
gotas de
solución de
formaldehido al
10% (reactivo
No. 28)
30 ml
2 días
Huevos de Esquistosomas
Para
concentración: 2
ml
de lejía comercial
y 1 ml
de ácido
clorhídrico
100 ml
Casi por
tiempo
indefinido
Cultivo de bacterias(véase sección
5)
Frasco estéril 20 ml 1 hora
Prueba de embarazo (véase
sección 11.5)
Frasco estéril
20 ml (la primera
micción del día)
12-24 horas
(o 4 días en
frigorífico)
Tejidos de
órganos
obtenidos para
biopsias
Exámenes histológicos (véase
sección 3.7.2)
Se usan los
fijadores
siguientes:
— solución salina
de
formaldehido
(reactivo
No. 27)
— fijador de
Zenker
(reactivo No. 66)
---------- ----------
Pelos, uñas,
tejido cutáneo
Búsqueda de hongos
(micosis) (véanse secciones 6.1 y
6.3)
Sobre de papel o
frasco con tapa
de rosca (no se
usen
tubos con tapón
de caucho ni
taponados con
algodón)
----------
por lo
menos una
semana (a
veces, más)
3.7.2 FIJACIÓN Y ENVÍO DE MATERIAL DE BIOPSIAS PARA ESTUDIOS DE
HISTOPATOLOGÍA
BIOPSIA
Para diagnosticar algunas enfermedades de los órganos el médico extrae un fragmento de tejido
con una pinza o un bisturí especiales. Esta pieza de tejido se llama muestra de biopsia. Se examina
al microscopio después de cortar una porción delgada y tratarla con una tinción especial.
HISTOPATOLOGÍA
Las células de los tejidos y las muestras de biopsias de los órganos se pueden estudiar con el
microscopio. El examen microscópico de las células se llama histopatología.
La patología es el estudio de las modificaciones y deformidades de las células causadas por diversas
enfermedades.
Los exámenes de este tipo pueden ser sumamente importantes, especialmente para el diagnóstico
del cáncer.
El técnico de laboratorio deberá ser capaz de fijar la muestra de biopsia, y asegurar que se envíe
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de la manera apropiada y llegue al laboratorio de patología en condiciones de conservación
satisfactorias.
FIJACIÓN DE MUESTRAS DE BIOPSIAS
El fragmento de tejido se sumerge en un líquido fijador. Este procedimiento deberá permitir que se
conserve hasta donde sea posible en condiciones semejantes a las del tejido vivo, protegiéndolo de
la acción de las bacterias, la autolisis, el encogimiento, etc.
El recipiente más adecuado para esta clase de muestras es un frasco de material plástico, de boca
ancha, con tapa (frasco para tabletas). Se puede obtener en tamaños de 60 ml, 45 ml, 30 ml y 15
ml.
FIJADORES
Los fijadores que se preparan más fácilmente son:
— Solución salina de formaldehido (reactivo No. 27)
— Fijador de Zenker (reactivo No. 66). Inmediatamente antes de usar este fijador añada 5 ml de
ácido acético glacial por cada 100 ml de la solución de Zenker.
TÉCNICA PARA LA FIJACIÓN
Cantidad del fijador
El volumen de fijador necesario es aproximadamente 50 veces mayor que el volumen del tejido de
la biopsia. Normalmente éste deberá tener un espesor de 3-5 mm (cuando es más grueso, la
fijación se dificulta o se hace imposible).
Sin embargo, el área de la muestra puede variar y esto determinará la cantidad de fijador que se
usará (véase Tabla 3.3).
Cantidad de fijador:
Tabla 3.3 Cálculo de la cantidad de fijador para usar en el material de biopsia
Dimensiones de la muestra (cm) Cantidad de fijador (ml)
muestra de 0,5 x 0 ,5 cm 6-10 ml
muestra de 0,5 x 1 cm 10-15 ml
muestra de 1 x 1 cm 20-25 ml
muestra de 2 x 1 cm 30-40 ml
muestra de 2 x 2 cm 90 ml
Preparación
Es esencial actuar rápidamente al recibir una muestra de biopsia. Nunca se deje para después.
Primero vierta el fijador en un recipiente.A continuación coja la muestra de biopsia con un pedazo de papel duro (cartulina) (no use pinzas,
pueden dañar el tejido).
Deposite la muestra en el recipiente.
Etiquetado
Corte un rectángulo pequeño (aproximadamente de 3 x 1 cm) de papel duro. Con un lápiz de
plomo escriba en el papel el nombre del paciente, la fecha en que se ha obtenido la muestra, etc.
Pegue la pieza de papel en el recipiente que contiene el fijador.
Tiempo de fijación
El tiempo varía según el fijador que se utilice. Con los dos fijadores que se han mencionado pueden
transcurrir de 24 a 48 horas antes de que la muestra se corte y tiña, aunque se puede dejar en el
líquido por lo menos durante una semana. El material ya fijado se debe enviar al laboratorio de
patología sin tardanza, aunque un transporte prolongado no dañará a las muestras.
Envío
Asegure la tapa o el tapón del recipiente con cinta adhesiva.
Coloque el recipiente en un tubo o una caja de metal, junto con el informe correspondiente
(nombre, fecha, enfermedad sospechada, tipo de tejido que se envía, investigación que se solicita)
(véase sección 3.7.1).
A continuación ponga el tubo o la caja con el informe en un estuche pequeño de madera o cartón,
rellene el espacio vacío con algodón no absorbente y envíelo inmediatamente.
TÉCNICA DEL EXAMEN HISTOLÓGICO:
GENERALIDADES
1. FIJACIÓN DE LA MUESTRA (véase antes)
2. INCLUSIÓN DEL TEJIDO
Después de tratarlo con varias sustancias para deshidratarlo y clarificarlo, el tejido se debe incluir
en un bloque sólido de parafina.
3. CORTE
El bloque en que se ha incluido el tejido se corta en secciones suficientemente delgadas para
poderlas examinar con el microscopio.
El instrumento que se utiliza para hacer estos cortes se llama "micrótomo" y con él se pueden
obtener las secciones sumamente delgadas que se necesitan.
El espesor promedio de los cortes es de 3-5 µm (micrómetros).
4. TINCIÓN
Los cortes se colocan en portaobjetos y se secan la parafina se desprende aplicando un solvente
(por ejemplo, xilol). A continuación los cortes se deshidratan y tiñen. Existen varios tipos de tinción;
el patólogo elige, según la naturaleza de la muestra y la enfermedad que se sospecha.
5. PROCEDIMIENTO SUSTITUTO: CORTES CONGELADOS
Con objeto de efectuar un diagnóstico rápido el tejido se trata con un micrótomo congelador
utilizando gas líquido, y al mismo tiempo que congela la muestra fresca no fijada hace los cortes.
Este procedimiento se emplea durante las operaciones quirúrgicas.
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ENVÍO DE UN ÓRGANO O TUMOR
Se utilizan los mismos fijadores. Sumerja completamente el órgano o tumor en un recipiente
grande en donde previamente se ha colocado el fijador.
A B
C D
E F
G H
I
Ilustraciones anexas A, B, C, D, E, F, G, H, I
Técnica histológica: A) Cantidad del fijador. B)
Preparación. C) Etiquetado. D) Tiempo de fijación.
E) Envío. F) Inclusión del tejido. G) Corte. H)
Tinción. I) Procedimiento sustituto: cortes
congelados.
3.8 SEGURIDAD EN EL LABORATORIO
● Cada laboratorio debe disponer de un manual escrito de las prácticas de seguridad en el
laboratorio que se deben seguir en todo momento.
● El laboratorio debe tener un botiquín de primeros auxilios (ver sección 3.8.2) y al menos un
miembro del personal entrenado en primeros auxilios.
● El laboratorio debe ser un área de trabajo solamente, los visitantes deben ser restringidos.
● Ningún alimento o bebida debe ser consumida en el laboratorio.
● Usar ropa protectora y sacársela o en últimos casos eliminarla antes de salir del laboratorio.
● Siempre se debe considerar cualquier muestra de laboratorio como potencialmente infeccioso y
manejarlo con cuidado, usar guantes protectora.
● Coloque todas las muestras de manera segura en una mesa o en un estante para evitar que se
derrame o rompa.
● Tenga mucho cuidado en la recogida y procesamiento de muestras de sangre, ya que pueden
albergar agentes infecciosos (por ejemplo, virus de la hepatitis B, parásitos, etc.)
● Cubra todos los cortes con un apósito impermeable (tirita, parche).
● Deseche las agujas y lancetas usadas con seguridad en una "objetos punzantes" contenedor.
(Sharps contenedores se pueden hacer a partir de botellas de plástico con tapón de rosca en la que
se hace un agujero.) Una vez llenos, los contenedores deben ser esterilizados en autoclave o
empapado en desinfectante antes de quemar o enterrar en una fosa profunda (ver secciones 3.6.2
y 3.6.3 ).
● Cubra cualquier material derramado o tubos rotos de cultivo con un paño empapado en
desinfectante (véase la sección 3.5.4) y dejar actuar durante 30 minutos. A continuación, utilice un
cepillo duro o una hoja de cartón para barrer en un recipiente para muestras desechable.
● Al final del día, limpie las mesadas con un paño empapado en desinfectante (véase la sección
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3.5.4)
● Lávese bien las manos después de manipular material infeccioso y antes de abandonar el
laboratorio.
Las muestras pueden ser eliminadas:
 En cajas de cartón o recipientes de plástico que pueden ser destruidos (heces,
esputo);
 En frascos de vidrio y botellas que se puedan limpiar, esterilizar y volver a usar (ver
secciones 3.5.1, 3.5.2 y 3.5.5).
Los recipientes desechables no deben reutilizarse.
3.8.1 PRECAUCIONES PARA EVITAR ACCIDENTES
MANIPULACIÓN DE ÁCIDOS Y ÁLCALIS
Dilución del ácido sulfúrico con agua
Añada siempre el ácido sulfúrico al agua, gota a gota, agitando la mezcla después de cada gota.
Haga esta operación de preferencia dentro del fregadero. Nunca vierta el agua en el ácido
sulfúrico (para evitar el peligro de salpicaduras debido a la evaporación explosiva del agua
mientras se mezcla).
Frascos con ácidos y álcalis
Consérvense en los anaqueles inferiores de los armarios. Cuando se coja un frasco del armario,
sosténgalo firmemente en posición vertical con la mano seca. No se guarden ácidos o álcalis en
frascos con tapones de vidrio esmerilado (se pueden adherir).
Uso de las pipetas
Siempre que sea posible utilice probetas pequeñas para medir ácidos y álcalis. Si se requiere una
medición más precisa use una pipeta con una propipeta de goma conectada en la punta. Aspírese
lentamente, observando siempre el nivel del líquido.
CALENTAMIENTO DE UTENSILIOS DE VIDRIO Y LÍQUIDOS
Tubos de ensayo
Nunca caliente el fondo de un tubo de ensayo. El líquido que contenga puede borbotear. Caliente el
tubo por la mitad, agitándolo suavemente. La boca del tubo se deberá orientar en sentido opuesto
al operador o cualesquiera otras personas, dirigiéndolo hacia un espacio vacío o un fregadero.
Vidrio ordinario y Pyrex
Solamente los utensilios de vidrio Pyrex y los receptáculos de porcelana se pueden calentar en la
llama del mechero Bunsen. El vidrio corriente se rompería.
Líquidos inflamables
En el laboratorio solo se deben conservar cantidades reducidas de líquidos inflamables, como éter,
etanol, acetona, benceno, tolueno y bisulfuro carbónico,
ADVERTENCIA:
El éter puede incendiarse aunque se encuentre a varios metros de distancia de una llama. Nunca
coloque un frasco con éter sobre una mesa de trabajo en que haya una llama descubierta (mechero
Bunsen, lámpara de alcohol, etc.). El bisulfuro carbónico es aún más peligroso.
Gas butano o propano
Para encender un mechero de gas préndase primeramente un fósforo y aplíquese al mechero,
abriendo a continuación la llave del gas. Cada noche se cerrarán las válvulas principales de todos
los depósitos de gas butano. Se cambiarán las conexiones de goma una vez al año.
3.8.2 PRIMEROS AUXILIOS EN ACCIDENTES DE LABORATORIO
En el laboratorio médico los accidentes pueden ser causados por:
1. Ácidos
ó
2. Álcalis
— que salpican la piel
— que salpican los ojos
— que se ingieren involuntariamente.
3. Sustancias tóxicas
4. Calor
— llamas descubiertas
— líquidos calientes
— líquidos inflamables
— explosiones.
5. Vidrios rotos
Además de estos accidentes pueden ocurrir heridas debidas a materiales infectados, lesiones en el
organismo por choques eléctricos, etc.
EQUIPO ÚTIL PARA PRIMEROS AUXILIOS
— Solución acuosa de carbonatosódico al 5% (reactivo Nº 52)
— Solución acuosa de bicarbonato sódico al 2%(reactivo Nº 50) (en frasco gotero para uso
oftálmico)
— Acido acético al 5% (reactivo Nº 1)
— Solución saturada de ácido bórico (reactivo Nº 12) (en frasco gotero para uso oftálmico)
— Solución de polvos de jabón: 5 g porcada litro de agua
— Algodón y gasa
— Mercurocromo y tintura de yodo.
Estos artículos deberán estar en lugares de fácil acceso en el laboratorio. No se deben guardar en
alacenas cerradas. Las soluciones se conservarán en frascos de plástico.
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QUEMADURAS POR ÁCIDOS
Ácidos tales como ácido nítrico, ácido sulfúrico, ácido crómico, ácido clorhídrico, ácido acético y el
ácido tricloroacético pueden causar lesiones corrosivas. Por tanto, es esencial tomar medidas
inmediatas en caso de accidente. En todos los casos: Lavar la zona afectada inmediatamente con
grandes cantidades de agua.
Salpicaduras de ácido en la piel
(a) Lávese profusa y repetidamente con agua.
(b) Lave la porción de piel afectada con un pedazo de algodón empapado en solución acuosa de
carbonato sódico al 5%
Salpicaduras de ácido en el ojo
(a) Lávese el ojo inmediatamente con agua abundante aplicada con un frasco de lavado (o una
pera de goma) por 15 minutos (Fig. 3.76); dirija el agua hacia el ángulo interno del ojo, cerca de la
nariz.
También puede poner la cabeza Inclinada bajo el grifo, de modo que el chorro de agua le caiga
sobre el ojo (Fig. 3.77). Pida al paciente que cierre el ojo que no se ve afectado.
(b) Después de haber lavado el ojo, ponga en él 4 gotas de solución acuosa de bicarbonato sódico
al 2%.
(c) Procúrese la atención de un médico. Siga aplicando la solución de bicarbonato al ojo mientras
se consigue el auxilio médico.
Ingestión de ácidos
A l usar una pipeta se pueden ingerir ácidos accidentalmente:
(a) Llámese un médico.
(b) Haga que el paciente beba inmediatamente cierta cantidad de la solución jabonosa al 5% o
leche (o bien haga que ingiera dos claras de huevo mezcladas con 500 ml de agua o leche). Si no
se cuenta con estos recursos el paciente deberá beber agua corriente.
(c) Indíquese al paciente que haga gárgaras con la solución jabonosa o con leche.
(d) Adminístrense al paciente 3 ó 4 vasos de agua corriente.
(e) Si el ácido ha quemado los labios y la lengua:
— enjuáguense profusamente con agua
— humedézcanse con solución acuosa de bicarbonato sódico al 2%.
Nota: Siempre pipetear ácidos usando una propipeta de goma, nunca con la boca.
Quemaduras por álcalis
(Hidróxido de sodio, de potasio o de amonio)
En todos los casos: Lávese inmediatamente con abundante cantidad de agua.
Importante: Las quemaduras por álcalis son tan peligrosas o más que las producidas por ácidos.
Salpicaduras de álcalis en la piel
(a) Lávese profusa y repetidamente con agua.
(b) Humedézcase la parte afectada de la piel con un pedazo de algodón empapado con ácido
acético al 5%, (o vinagre sin diluir, o con jugo de limón).
Salpicaduras de álcalis en el ojo
(a) Lávese inmediatamente con abundante cantidad de agua por medio de un frasco de lavado (o
una pera de goma); diríjase el agua hacia el ángulo interno del ojo, cerca de la nariz (véase Fig.
3.76). Alternativamente, lave el ojo con agua corriente del grifo (véase fig. 3.77).
(b) A continuación lávese el ojo con solución saturada de ácido bórico, aplicando repetidas veces
gotas de esa solución.
(c) Lleve inmediatamente el paciente a un médico. Continuar aplicando solución de ácido bórico en
el ojo hasta que el médico llegue.
Ingestión de álcalis
Al usar una pipeta se pueden deglutir álcalis accidentalmente:
(a) Búsquese un médico.
(b) Hágase que el paciente beba inmediatamente:
— solución de ácido acético al 5% (o bien, zumo de limón o vinagre diluido, a razón de una parte
de vinagre por cada tres partes de agua).
(c) Indíquese al paciente que haga gárgaras con la misma solución de ácido acético.
(d) Adminístrense al paciente tres o cuatro vasos de agua corriente.
(e) Si el álcali ha quemado los labios y la lengua:
— enjuáguense profusamente con agua
— humedézcanse con ácido acético al 5%.
Intoxicaciones
Las intoxicaciones pueden ocurrir por:
— inhalar vapores o gases tóxicos (por ejemplo, cloroformo)
— deglutir accidentalmente una solución tóxica que se esté aspirando con una pipeta.
En todos los casos:
(a) Solicítense los servicios de un médico o una enfermera experta, especificando la sustancia
tóxica de que se trate.
(b) Colóquese la víctima al aire libre mientras se espera al médico.
Quemaduras causadas por calor
Estas son de dos tipos:
1. Quemaduras graves que afectan porciones extensas de la piel (por ejemplo quemaduras
producidas al derramarse sobre la víctima éter en combustión o agua hirviendo).
2. Quemaduras menores, que afectan una porción reducida de la piel (por ejemplo, quemaduras
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causadas por utensilios de vidrio calientes o la llama de un mechero Bunsen).
Quemaduras graves
(a) Si la víctima está envuelta en llamas (por ejemplo, cuando se ha salpicado con éter u otro
solvente inflamable que se encuentre en combustión), cúbrase rápidamente con una frazada
(manta, cobertor) o un sobretodo para aminorar el fuego.
(b) Infórmese inmediatamente al médico que se encuentre de guardia en el departamento de
urgencias, explicando con claridad que hay un paciente con quemaduras graves que debe ser
atendido.
(c) Acuéstese la víctima en el suelo. No se quiten sus ropas. Cúbrase la víctima si siente frío.
(d) No se aplique tratamiento alguno a las quemaduras; esto deberá quedar a cargo del médico.
Quemaduras menores
(a) Sumérjase la parte afectada en agua fría o helada para mitigar el dolor.
(b) Aplíquese mercurocromo (o tintura de yodo) a la quemadura.
(c) Colóquese un vendaje de gasa seca, sin apretarlo.
(d) Si la quemadura se infecta o no cura, envíese el paciente a un médico. Nunca se rompan las
ampollas que se forman en las quemaduras.
Nota: ¡Nunca arrancar las ampollas que se forman sobre quemaduras!
HERIDAS CAUSADAS POR VIDRIOS ROTOS
Vidrios limpios
(a) Desinféctese la piel de la manera habitual (con mercurocromo, tintura de yodo, etc.).
(b) Cúbrase la herida con un vendaje adhesivo (del tipo listo para usarse).
(c) Si la herida sangra profusamente, deténgase la hemorragia presionando con una compresa
(estéril si es posible). Envíese el paciente al departamento de urgencias.
(d) Si la herida sangra intensamente y la sangre brota a intervalos, inténtese detener la hemorragia
con una compresa y solicítese un médico o una enfermera experta.
(e) Continúese ejerciendo presión sobre la herida mientras se espera al médico o la enfermera.
Ellos decidirán si deben aplicar un torniquete.
Vidrios con materiales infectantes
Si los trozos de vidrio contienen heces fecales, pus, cultivos bacterianos, etc.:
(a) Obsérvese si la herida sangra; si no es así, exprímase la herida con fuerza para hacerla sangrar
durante varios minutos.
(b) Báñese toda el área (los bordes y el interior de la herida) con tintura de yodo o un antiséptico
quirúrgico (véase Tabla 3.1).
(c) Lávese profusamente con agua jabonosa.
(d) Báñese nuevamente con tintura de yodo.
(e) Si se sabe que hay materias sumamente infecciosas (cultivos bacterianos, pus, etc.) envíese la
víctima a un médico.
Lesiones orgánicas por choque eléctrico
En el laboratorio se suele usar una corriente eléctrica alterna de bajo voltaje (120 ó 220 V) y los
choques eléctricos son raros. Estos pueden ocurrir cuando se maneja equipo defectuoso,
particularmente con las manos húmedas. Los síntomas son pérdida del conocimiento y asfixia.
(a) Como primera medida, interrumpa la corriente eléctrica.
(b) Llame al médico.
(c) Aplíquese inmediatamente respiración artificial (de boca a boca) y masaje externo al corazón si
es necesario (véase la Ilustración anexa A).
Figura 3.76 Enjuagar el ojo con un frasco de polietileno
Figura 3.77 Enjuague los ojos bajo el grifo
Ilustración anexa A Aplíquese inmediatamente
respiración artificial (de boca a boca) y masaje
externo al corazón si es necesario.
3.9 GARANTÍADE CALIDAD EN EL LABORATORIO
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969696 La garantía de calidad en el laboratorio incluye todos los aspectos del trabajo analítico, desde la
correcta identificación y preparación del paciente para asegurarse que el resultado del laboratorio
vuelva al médico.
El objetivo principal de la garantía de calidad es garantizar que el laboratorio proporciona
resultados que son correctos y relevantes para la situación clínica del paciente.
Las etapas en las que se debe aplicar la garantía de calidad incluyen:
-La preparación del paciente
-Recolección de la muestra
-La manipulación y envío de la muestra (ver secciones 2.6.1 y 3.7)
-El control de métodos y reactivos (véase métodos individuales)
-La calibración de los equipos (ver sección 2.5)
-La presentación de los resultados (véase la sección 2.6.2).
3.9.1 RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA
La apropiada colección de muestras es de suma importancia si los resultados de laboratorio han de
ser relevante para la situación clínica de un paciente. Cuando el material se recoge con fines de
vigilancia y control del tratamiento de los pacientes, los siguientes factores deben ser considerados:
-El estado fisiológico del paciente (por ejemplo, los rangos de referencia de determinados
indicadores varían con la edad y el sexo);
-La preparación apropiada de los pacientes para la recogida de muestras (por ejemplo, en sangre,
para la medición de la glucosa y los lípidos se debe tomar por la mañana de un paciente que se ha
mantenido en ayunas durante 12 horas, debido a que sus concentraciones son elevadas después de
una comida);
-Las herramientas adecuadas para la recogida de muestras (por ejemplo, en sangre, para el
recuento celular se deben recoger en tubos que contienen sales de EDTA dipotásico para evitar la
coagulación del plasma y la agregación plaquetaria);
-El sitio adecuado para la recogida de muestras (por ejemplo, la concentración de glucosa es
diferente en la sangre arterial y en la venosa).
Los aspectos específicos de la recogida de muestras, incluyendo aquellas para la detección de
microorganismos infecciosos (bacterias y parásitos), se describen en las secciones pertinentes de
este manual.
Para asegurarse que se obtiene la muestra más útil, se recogerán siempre en el momento
oportuno. La recolección aleatoria debe limitarse a las situaciones de emergencia. Por ejemplo, las
muestras de esputo para la detección de bacilos de la tuberculosis deben ser recogidas por la
mañana temprano, mientras que la orina para el diagnóstico de la esquistosomiasis y otras
condiciones se deben recoger como una muestra de orina "terminal" (ver sección 7.2.8).
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1 
Manual de Técnicas Básicas 
para un Laboratorio de Salud 
OMS 
PARTE 2 
https://booksmedicos.org
98 4. PARASITOLOGÍA
4.1 INTRODUCCIÓN
El estudio de los parásitos que causan enfermedades al ser humano se llama parasitología médica.
Parásito es un organismo que habita en el interior o sobre otro organismo vivo de una especie
diferente, y se alimenta de éste produciéndole daño. El organismo del que se alimenta el parásito
se llama huésped.
Los parásitos que, como las garrapatas, viven sobre un huésped se llaman ectoparásitos.
Los parásitos que, como los nematodos o las amebas viven en el interior del huésped se conocen
como endoparásitos.
Muchas enfermedades son causadas por la infección producida por parásitos. Ellos constituyen una
causa importante de diarrea (ver Tabla 4.1), la cual constituye un importante problema de salud en
los países en desarrollo.
Si la diarrea aguda es causada por infección parasitaria, esto se puede determinar mediante el
examen de una muestra de heces.
Es útil para los técnicos de laboratorio entender las formas en que las personas pueden infectarse
con parásitos intestinales (ver Tabla 4.2). A continuación, pueden darse consejos sobre higiene a
los miembros de la comunidad y cómo ellos pueden evitar la infección por sí mismos, sobre todo en
el laboratorio.
Tabla 4.1 Causas más comunes de enfermedades diarreicas
Tipo de causa Causa específica
Infecciosa
Protozoo Amebas
Giardia spp.
Balantidium coli
Isospora belli
Cryptosporidium spp.
Plasmodium spp.
Bacteria Salmonella spp.
Shigella spp.
Escherichia coli
Vibrio chloreae
Staphylococcus spp.
Campylobacter spp.
Virus Rotavirus
Helmintos Fasciolopsis spp.
Strongyloides stercoralis
Trichuris trichura
Hymenolepis nana
Heterophyes heterophyes
No infecciosa
Síndromes de mala absorción Esprue tropical
Enfermedad de Crohn
Enfermedad de Whipple
Intoxicaciones Intoxicación alimenticia
Químicos
Drogas
Errores innatos del metabolismo Intolerancia a los carbohidratos
Enteropatía por gluten
Enfermedades metabólicas Enfermedad adrenal
Tabla 4.2 Vías de transmisión de los parásitos intestinales
Nombre Científico Nombre común ¿Cómo se contrae la infección?
Helmintos
Ancylostoma duodenale
Anquilostoma, Uncinaria; “Uncinaria del
viejo mundo”
Caminar descalzo en el suelo
contaminado con heces, jugando en
suelo contaminado (niños)
Ascaris lumbricoides Lombrices intestinales, áscaris
Comer verduras crudas sin lavar y
ensaladas, jugando en terreno
contaminados con heces (niños)
Clonorchis sinensis Duela hepática china Comer carne poco cocida infectada
Dicrocoelium dendriticum,
D. hospes
Duela hepática lanceolada
Tragar las hormigas infectadas (en
ensalada sin lavar o jugando en la
hierba (niños))
Diphyllobothrium latum Tenia de los peces
Comer pescado de agua dulce
crudo o poco cocinado
Dipylidium caninum Tenia del perro Tragar pulgas del perro (niños)
Enterobius vermicularis Oxiuro
Caminar descalzo en el suelo
contaminado por heces fecales;
autoinfección, el contacto con
personas infectadas con las manos
sucias;
la inobservancia de las normas de
seguridad relativas a la limpieza en
el laboratorio
Fasciola gigantica Duela hepática gigante Comer ensaladas sin lavar
Fasciola hepatica Duela del hígado Comer ensaladas sin lavar
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Fasciolopsis buski Duela intestinal gigante Comer ensaladas sin lavar
Heterophyes heterophyes Duela enana Comer carne poco cocida infectada
Hymenolepis diminuta Tenia de la rata Tragar pulgas de la rata
Hymenolepis nana Tenia enana
Comer vegetales contaminados;
autoinfección
Metagonimus yokogawai Duela japonesa Comer carne poco cocida infectada
Necator americanus Uncinaria; “Uncinaria americana”
Caminar descalzo en el suelo
contaminado por heces, jugando en
suelo contaminado (niños)
Paragonimus westermani Duela oriental del pulmón
Comer cangrejos de agua dulce
infectados poco cocidos
Schistosoma haematobium Esquistosoma (vesical)
Bañarse en los ríos o estanques
contaminados con orina o heces
infectadas
Schistosoma intercalatum Esquistosoma (rectal)
Bañarse en los ríos o estanques
contaminados con orina o heces
infectadas
Schistosoma japonicum Esquistosoma (asiático u oriental)
Bañarse en los ríos o estanques
contaminados con orina o heces
infectadas
Schistosoma mansoni Esquistosoma (intestinal)
Bañarse en los ríos o estanques
contaminados con orina o heces
infectadas
Taenia saginata Tenia de la vaca; lombriz solitaria Comer carne poco cocida infectada
Taenia solium: Tenia del cerdo
 Adultos Comer carne poco cocida infectada
 Forma larvales (cisticercos)
Comer verduras crudas sin lavar;
autoinfección
Trichostrongylus spp. ------------------- Comer ensaladas sin lavar (Asia)
Trichuris trichiura Tricocéfalo
Comer verduras crudas sin lavar y
ensaladas
Protozoos
Balantidium coli -------------------
Comer verduras sin lavar, ponerse
en contacto con cerdos infectados
(en las granjas)
Entamoeba histolytica -------------------
Beber agua contaminada, comer
verduras crudas sin lavar y
ensaladas, ponerse en contacto con
personas infectadas con las manos
sucias, la inobservancia de las
normas de seguridad relativas a la
limpieza en
el laboratorio
Giardia intestinalis -------------------
Beber agua contaminada, comer
verduras crudas sin lavar
y ensaladas, ponerse en contacto
con personas infectadas con las
manos sucias;la inobservancia de las normas de
seguridad relativas a la limpieza en
el laboratorio
4.2 EXAMEN DE LAS MUESTRAS DE HECES PARA PARÁSITOS
4.2.1 COLECCIÓN DE MUESTRAS
La confiabilidad de los resultados depende considerablemente del cuidado que se ejerza al
recolectar las heces fecales. Se deben tomar las precauciones que se exponen a continuación para
los análisis de heces fecales en busca de parásitos
Recoja aproximadamente 100 g de heces en un recipiente limpio, seco y sin conservantes. Un
recipiente con tapa de rosca es el más adecuado (véase la sección 2.5.5). Asegúrese de que los
gusanos adultos o los segmentos (proglótides) están incluidos.
Para la recogida de muestras de heces para examen bacteriológico (por ejemplo, para el cultivo del
cólera y otras bacterias que causa la disentería), ver sección 5.9.4.
Precauciones
● Nunca deje las muestras de heces expuestas al aire en recipientes sin tapa.
● Nunca acepte muestras de heces mezcladas con orina (por ejemplo, en un orinal o chata).
● Nunca examinar las muestras de heces sin antes ponerse los guantes.
● Siempre examine las muestras de heces dentro de 1-4 horas después de la recolección. Si se
reciben varias muestras al mismo tiempo, examinar las heces líquidas y las que contienen moco o
sangre primero, ya que pueden contener amebas móviles (que mueren rápidamente).
● Nunca coloque el recipiente que contiene la muestra de heces sobre la plantilla de solicitud de
examen.
4.2.2 EXAMEN VISUAL
Las muestras fecales se describen mejor por su color, la consistencia y la presencia o ausencia de
sangre macroscópica o exudado.
Color
El color se puede describir como:
- Negro (sangre oculta)
- Marrón, amarillo pálido (grasa)
- Blanco (ictericia obstructiva).
Consistencia (Fig. 4.1)
La consistencia se puede describir como:
- Formada (forma normal)
- Formada blanda
- uniforme o líquida (acuosa).
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La presencia de sangre o moco externa, que suele presentarse en forma de líneas de color rojo o
negro, hay que señalar. La sangre puede estar presente en ciertas condiciones médicas (por
ejemplo, colitis ulcerosa, esquistosomiasis,).
Figura 4.1 Evaluación de la consistencia de las muestras fecales. F: Formada; B: Blanda; A: (acuosa).
4.2.3 EL EXAMEN MICROSCÓPICO
El examen microscópico de las heces en suspensión salina o de yodo es útil por las razones
siguientes:
- Para detectar trofozoítos móviles;
- Para detectar huevos y quistes presentes en cantidades moderadas;
- Para detectar eritrocitos, restos celulares o exceso de grasa.
Seleccione las heces no formadas o líquidas cuando se utiliza la microscopía directa para la
detección de trofozoítos. Las heces formadas rara vez contienen trofozoítos móviles. También se
realizará un examen directo de cualquier sangre o moco externo.
Materiales y reactivos (Fig. 4.2)
● Microscopio
● Portaobjetos
● Cubreobjetos
● Aplicadores de madera o asas de alambre (0,45 mm, alambre de aleación de níquel-cromo)
● Lápices de grasa o cera; alternativamente, marcadores permanentes
● cloruro de sodio, solución al 0,85% (no reactivo. 53)
● Solución yodada de lugol, solución al 0,5% (no reactivo. 37)
● Ácido acético, solución al 50% (no reactivo. 3), se diluyó 1:1 con agua destilada
● Solución de azul de metileno (no reactivo. 39)
● Eosina, 2% en solución salina (no reactivo. 24).
Figura 4.2Materiales y reactivos para el examen microscópico directo de las heces para la búsqueda de parásitos.
Figura 4.3 Añadiendo una gota de solución salina y una gota de la suspensión de yodo al portaobjeto.
Figura 4.4 Muestreo de un espécimen fecal para búsqueda de
huevos de parásitos. La ilustración muestra en este caso que la
materia fecal está bien formada, entonces, tómese esta porción de
una parte profunda de la muestra (puede haber huevos de parásitos)
y de la superficie.
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A B
C
Ilustraciones anexas A, B, C. A) Cuando las heces contienen
moco o son líquidas, tómese la porción indicada del moco
sanguinolento de la superficie o del líquido que las rodea (puede
haber amebas). B) Mezcle la porción tomada de la muestra con la
gota de solución de cloruro sódico que se ha depositado en el
portaobjetos. C) Con el aplicador o el asa de alambre tómese otra
porción de la muestra y mézclela con la gota de solución yodada.
Método
1. Preparar una mezcla 1:1 de solución de yodo de Lugol y solución de ácido acético (diluido como
se expuso anteriormente). Diluir la mezcla con cuatro volúmenes de agua destilada y agítela.
2. Tome un portaobjetos seco y la etiqueta con el nombre o número del paciente.
3. Ponga:
- Una gota de solución de cloruro sódico calentado a 37 °C en el medio de la mitad izquierda del
portaobjeto; y
- Una gota de la solución de yodo- ácido acético en el medio de la mitad derecha del portaobjeto
(Fig. 4.3).
4. Con el aplicador o el asa de alambre tómese una pequeña porción (aproximadamente 2-3mm de
diámetro) de las heces.
(a) Si las heces están bien formadas, tómese esta porción de una parte profunda de la muestra, en
especial y si es posible, del centro de la muestra (Fig. 4.4) y de la superficie en busca de huevos de
parásitos.
(b) Si las heces contienen moco o son líquidas, tómese la porción indicada del moco sanguinolento
de la superficie o del líquido que las rodea (puede haber amebas).
5. Mezclar la muestra con la gota de solución de cloruro de sodio en el portaobjeto.
6. Usando el aplicador o asa de alambre, tomar una segunda porción de la muestra de heces como
se describió anteriormente y se mezcla con la gota de solución de yodo-ácido acético.
Tire el aplicador (o queme el asa de alambre en un mechero de Bunsen) después de su uso.
7. Colocar un cubreobjetos sobre cada gota (aplicar los cubreobjetos tal como se muestra en la Fig.
4.5 para evitar la formación de burbujas de aire).
8. Examine la preparación en el microscopio. Para la preparación salina utilizar los objetivos x 10 y
x 40 y un ocular de x 5. Como los huevos y quistes son incoloros, reducir la cantidad de luz usando
la abertura del condensador o bajar el condensador para aumentar el contraste. Para la preparación
con solución yodada emplee un objetivo x 40 (es decir, primero observar con un objetivo x 10 y
luego pasar a uno de x 40).
Examinar la primera preparación con el objetivo x10, comenzando en la esquina superior izquierda,
como se indica en la figura. 4.6. Enfoque sobre el borde de un cubreobjetos utilizando el objetivo x
10 y examinar toda el área bajo cada cubreobjetos para investigar la presencia de huevos y larvas
de Strongyloides stercoralis.
Con el objeto de asegurar que ninguna parte del campo microscópico se deja de observar, escoja
un objeto que se halle en la orilla del campo visual y mueva el portaobjetos a través de la platina
del microscopio, examinando el campo hasta que el objeto escogido se encuentre en la orilla
contraria. Repita este procedimiento en todo el campo microscópico.
Después de examinar cada campo use por lo menos una vez el objetivo x 40 para investigar la
presencia de protozoarios, que son sumamente pequeños.
Esto es, cambiar al objetivo x 40 y de nuevo examinar toda el área del cubreobjetos de la solución
salina para la búsqueda de los trofozoítos móviles y haga lo mismo para el área del cubreobjetos
con solución yodada para la búsqueda de los quistes.
La solución yodada puede inmovilizar a los trofozoítos, es por esto que se aconseja observar los quistes en la
preparación con lugol. Si bien con la solución salina aparte de poder detectar a los trofozoítos móviles también se
puede llegar a observar las formas quísticas de los protozoos, pero esto precisa mayor experiencia por parte del
observador.
9. La solución de yodo de Lugol - ácido acético hace que las formas de trofozoitos se vuelvan
inmóviles. El núcleo del protozoo aparece claramente teñido con el lugol, pero puede ser difícil
distinguir entre las formas de trofozoitos y quística.
10. Usando una pipeta Pasteur delgada, deje una gota de solución de azul de metileno para que se
escurra bajo el cubreobjetos dela preparación salina (Fig. 4.7). Esto teñirá los núcleos de cualquier
célula presente y permitirá distinguir el núcleo lobulado de los polimorfos de los grandes núcleos
solitarios de las células de la mucosa.
11. Si se añade una gota de solución de eosina, todo el campo se tiñe con excepción de los
protozoos (amebas en particular), que siguen sin color y por lo tanto fácilmente reconocibles.
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D E
Figura 4.5 Técnica para la aplicación de un cubreobjetos para evitar la formación de burbujas de aire.
Figura 4.6 Examine la primera de las dos preparaciones con el objetivo x 10, comenzando en el ángulo superior
izquierdo y siguiendo el camino para la búsqueda de huevos y larvas de parásitos, como se indica en la ilustración.
Figura 4.7 tinción de la preparación salina con azul de metileno.
F
Ilustraciones anexas D, E, F. D) Con un lápiz de
cera o graso o con un marcador permanente marque
el número de la muestra en el portaobjetos. E)
Examine las preparaciones con el microscopio.
Preparación con solución salina (SS). Preparación
con lugol. F) escoja un objeto que se halle en la orilla
del campo visual y mueva el portaobjetos a través de
la platina del microscopio, examinando el campo
hasta que el objeto escogido se encuentre en la orilla
contraria. Repita este procedimiento en todo el
campo microscópico.
4.2.4 ENVÍO DE HECES PARA LA DETECCIÓN DE PARÁSITOS
Las heces pueden ser enviadas a un laboratorio especializado para la identificación de parásitos
raros que son difíciles de reconocer. En tales casos, un conservante, debe añadirse a las muestras
antes que se envíen para su examen. Se utilizan los siguientes conservantes:
-Formaldehido, solución al 10% (reactivo n º 28.), para montaje en fresco;
- Yodo de Lugol solución, 0,5% (reactivo no 37.);
- Alcohol de polivinilo (PVA) fijador (no reactivo 44.);
- Fijador Tiomersal-yodo-formaldehido (TIF) (no reactivo. 58), para montaje en fresco.
- Fijador Tiomersal-yodo-formaldehido (TIF) (no reactivo. 58), para montaje en fresco.
USO DE SOLUCIÓN DE FORMALDEHIDO AL 10%
1. Preparar una mezcla que contiene alrededor de una parte de la materia fecal a tres partes de
solución de formaldehido (Fig. 4.8).
2. Machacar las heces a fondo con una varilla de vidrio (Fig. 4.9).
El Formaldehido en solución conserva huevos y quistes de parásitos indefinidamente si el
recipiente de la muestra está bien cerrado. No preserva las formas vegetativas de protozoos, que
son destruidas después de unos días.
USO DE FIJADOR DE ALCOHOL POLIVINÍLICO (PVA)
En un frasco
1. Verter aproximadamente 30 ml de PVA fijador en un frasco de 40 ml.
2. Añadir heces frescas en cantidad suficiente como para llenar el último cuarto del frasco.
3. Mezclar bien con una varilla de vidrio.
El fijador PVA conserva todas las formas de parásitos indefinidamente.
En un portaobjetos
1. Para examinar amebas y flagelados, colocar una pequeña porción de la materia fecal en un
extremo del portaobjetos.
2. Agregue tres gotas de fijador PVA a las heces.
3. Utilizando una varilla de vidrio, cuidadosamente extienda la muestra sobre aproximadamente la
mitad del portaobjetos (Fig. 4.10). Dejar secar durante 12 horas (preferiblemente a 37 °C).
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Los especímenes conservados de esta forma se puede mantener durante aproximadamente 3
meses. Estos se pueden teñir a su llegada al laboratorio especializado.
USO DE FIJADOR TIOMERSAL1-YODO-FORMALDEHÍDO (TIF)
1También conocido como timerosal y mercuriotiolato (Merthiolate).
1. Justo antes de su envío, mezclar 4,7 ml de fijador TIF y 0,3 ml de solución de yodo de Lugol en
un tubo o un frasco pequeño.
2. Añadir aproximadamente 2 ml (2 cm3) de las heces y aplastar bien con una varilla de vidrio.
La mezcla anteriormente mencionada preserva todas las formas de parásitos indefinidamente,
incluyendo las formas vegetativas de amebas (las de los flagelados se deterioran ligeramente).
Figura 4.8 Preservando una muestra fecal en una solución de formaldehido.
Figura 4.9 Trituración de la muestra fecal con una varilla de vidrio.
Figura 4.10 Extensión de una muestra fecal en un portaobjeto.
Tabla 4.3 Patogenicidad de los protozoos intestinales
Especies Patogenicidad
Amebas
Entamoeba histolytica
Única ameba que es comúnmente patógena para los
seres humanos. Puede causar disentería o abscesos
Entamoeba coli No patógena, pero muy común
Entamoeba hartmanni, Endolimax nanus, Iodamoeba
butschlii,
Dientamoeba fragilis
No patogénicas. La diferenciación es difícil, pero no es
realmente necesaria; es suficiente como para ser capaz
de distinguir estas especies de Entamoeba histolytica
Flagelados
Giardia intestinalis Patógeno
Trichomonas hominis No patogénica
Chilomastix mesnili No patogénica
Ciliados
Balantidium coli Patógeno
4.3 PROTOZOOS INTESTINALES
Los protozoos son microorganismos que consisten en una sola célula (unicelulares). Los protozoos
intestinales se pueden encontrar en las heces en su forma móvil (trofozoítos) o como quistes.
Algunos protozoos intestinales son patógenos (ver Tabla 4.3), mientras que otros son inofensivos.
Todos estos protozoos se encuentran en todo el mundo.
4.3.1 IDENTIFICACIÓN DE FORMAS MÓVILES (TROFOZOÍTOS)
Los trofozoítos de los protozoos son móviles (Fig. 4.11):
-Ya sea a causa de movimientos lentos de la célula (amebas);
-O porque avanzan rápidamente debido a los flagelos (hilos largos como látigos) o a los cilios
(numerosos pelos cortos).
Los trofozoítos se encuentran principalmente en:
-Heces acuosas
-Heces que contienen moco
-Heces formadas blandas.
Las siguientes características son útiles para la identificación de formas móviles de protozoos
intestinales (Fig. 4.12):
-Tamaño
-Citoplasma
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-Pseudópodos
-Núcleos
-Ectoplasma
-Endoplasma
-Vacuolas
-Cuerpos de inclusión que contienen eritrocitos, bacterias, células de levadura, restos (detritus), etc.
-Membrana nuclear (cromatina)
- Cariosoma nuclear
-Flagelos
-Membrana ondulante.
Figura 4.11 Formas móviles de protozoos A: ameba,
F: flagelado; C: ciliados.
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Identificación de formas móviles de amebas
Entamoeba histolytica (Figs. 4.13 y 4.14)
(Ameba de la disentería)
Tamaño: varía entre 12 y 35 µm (generalmente tiene igual longitud que 3 ó 4 glóbulos rojos)
Forma: cuando está en movimiento se alarga y cambia de forma; de lo contrario es redonda
Movilidad: se mueve en una sola dirección; emite un seudópodo que la hace avanzar y el
endoplasma entra rápidamente en él, y lo llena
Citoplasma: el ectoplasma es transparente y se puede distinguir claramente del endoplasma, que
tiene una composición granulosa fina (gris, con matices verdes amarillentos), en la que puede
haber vacuolas
Núcleo: no es visible en la forma móvil, pero al teñir el parásito con solución de yodo se observa
claramente que posee una membrana uniforme y un cariosoma central, pequeño y denso (punto
negro).
En las heces fecales líquidas o diarreicas se pueden encontrar dos formas móviles de E. histolytica:
Una forma invasiva y una forma no invasiva.
(a) la forma invasiva, que mide 20-35 µm, con vacuolas que contienen eritrocitos más o menos
digeridos (de 1 a 20, de diferentes tamaños) que ponen de manifiesto su actividad hematófaga (es
decir, que se alimenta con sangre) y, por lo tanto, su capacidad patógena (ver Fig. 4.13);
(b) la forma no invasiva, no patógena, que prolifera en la cavidad intestinal, donde se alimenta de
bacterias u otras materias locales que se pueden observar en el interior de las vacuolas; mide 12-
20/µm (ver Fig. 4.14).
Entamoeba coli (Fig. 4.15)
Tamaño: 20-40 µm (generalmente es mayor que E. histolytica)
Forma: oval o alargada, y más bien irregular
Movilidad: con frecuencia se encuentra inmóvil o se desplaza con suma lentitud, emitiendo
seudópodos romos en todas direcciones, a tientas
Citoplasma: es difícil diferenciar el ectoplasma del endoplasma granuloso
Cuerpos de inclusión: son numerosos y variados (bacterias, levaduras, residuos de diferentes
clases), pero nuncaglóbulos rojos
Núcleo: visible en preparaciones frescas, sin tinción. La membrana es irregular y granulosa (semeja
un collar de cuentecillas); el cariosoma es grande y excéntrico.
La Tabla 4.4 resume las características utilizadas para el diagnóstico diferencial de Entamoeba
histolytica y E. coli. Si un trofozoíto se mueve rápidamente en una dirección y proyecta
pseudópodos rápidamente, es probable que sea Entamoeba histolytica. Otras especies de amebas
no suelen moverse de esta manera. Si el trofozoíto se mueve como se ha descrito y si los eritrocitos
están presentes en el citoplasma, se puede suponer que se trata de E. histolytica. Si es necesario,
se puede utilizar azul de metileno tamponado para teñir el núcleo para su confirmación.
Figura 4.13 y figura 4.14 En las heces fecales líquidas o diarreicas se pueden encontrar dos formas móviles de
E. histolytica: Una forma invasiva y una forma no invasiva.
Figura 4.15 Trofozoíto de Entamoeba coli. Las
flechas indican las direcciones de los seudópodos.
Tabla 4.4 Características para el diagnóstico diferencial de Entamoeba histolytica y E. coli
Característica
E. histolytica (Ameba de la
disentería)
Entamoeba coli (Ameba del
colon)
Desplazamiento En dirección definida Al azar
Movilidad Medianamente móvil Poco móvil o inmóvil
Ectoplasma Transparente, muy Diferenciación escasa o nula
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diferente del endoplasma con el endoplasma
Cuerpos de inclusión Eritrocitos si es hematófaga
Bacterias, levaduras y diversos
residuos, pero no eritrocitos
Núcleo (preparaciones frescas) Invisible
Visible (membrana nuclear que
semeja un collar de cuentecillas)
Núcleo (después de teñirlo con la
solución de Yodo)
Membrana uniforme
Cariosoma central, denso y
pequeño
Membrana irregular
Cariosoma voluminoso y
excéntrico
Otras amebas
Entamoeba hartmanni (Fig. 4.16)
Tamaño: pequeña; siempre menos de 10 pm (aproximadamente el
mismo tamaño de un glóbulo rojo)
Todas sus características son semejantes a las de E. histolytica, pero
nunca contiene glóbulos rojos. Puede haber vacuolas claramente visibles.
Endolimax nana (Fig. 4.17)
Tamaño: pequeña; 6-10 µm
Movilidad: numerosos seudópodos pequeños y romos que se mueven
lentamente en todas direcciones
Citoplasma: sumamente granuloso, con vacuolas pequeñas
Cuerpos de inclusión: diversos (principalmente bacterias)
Núcleo: (Con solución de yodo) cariosoma que semeja una mancha de
tinta.
lodamoeba butschlii (Fig. 4.18)
Tamaño: mediana; 10-15 µm
Forma: compacta, semejante a una hoja vegetal
Movilidad: sumamente lenta; seudópodos claros, romos o semejantes a
dedos
Cuerpos de inclusión: bacterias, vacuolas grandes
Núcleo: (con solución de yodo) cariosoma oval y voluminoso junto a un
grupo de gránulos.
I. butschlii raras veces se encuentra en las heces fecales.
Dientamoeba fragilis (Fig. 4.19)
Tamaño: pequeña, redonda, de 6-15 µm
Movilidad: Inmóvil (casi siempre) o sumamente móvil (en heces fecales
líquidas muy frescas), con seudópodos que semejan las hojas de un
ventilador eléctrico; se inmoviliza rápidamente bajo el cubreobjetos.
Citoplasma: Ectoplasma claro
Cuerpos de inclusión: bacterias
Núcleo: (con solución de yodo) 1 ó 2 núcleos; cariosomas divididos en 4-
6 gránulos (membrana difícilmente visible).
Identificación de formas móviles de flagelados
Todos estos parásitos, exceptuando Trichomonas hominis, se pueden encontrar en su forma
vegetativa, flagelada y activa, o como quistes Inactivos. Los quistes se describen más adelante.
Giardia lamblia intestinalis (el flagelado de mayor longitud) (Fig. 4.20)
Tamaño: 10-18 µm (el tamaño de 2 glóbulos rojos)
Forma: más bien alargada:
Vista frontal: piriforme
Vista lateral: forma de cuchara
Movilidad: se puede desplazar hacia adelante con pequeños tirones rápidos, en dirección definida, o
bien dando giros (cuando se encuentra en heces líquidas) en tanto que otras veces se halla casi
inmóvil.
Contenido: 2 grandes núcleos ovalados, tenuemente visibles.
Importante:
— el movimiento característico de este flagelado solo se observa en heces fecales líquidas y frescas
— en las heces líquidas los depósitos de moco frecuentemente contienen grupos numerosos de G.
lamblia intestinalis
— en las heces fecales blandas es frecuente encontrar juntas las formas vegetativa y quística del
parásito.
Trichomonas hominis (Fig. 4.21)
Tamaño: 10-15 µm (ligeramente menos que G. lamblia intestinalis)
Forma: oval, con 2 polos adelgazados
Movilidad: gira y se vuelve en todos sentidos, pareciendo vibrar
Membrana solo se encuentra en un lado; es sumamente ondulante: móvil (efectúa rápidos
movimientos ondulatorios)
Núcleo: un núcleo, difícil de identificar
Flagelos: generalmente 4.
Trichomonas es el flagelado más resistente. Conserva su movilidad aún en las heces fecales "viejas".
Chilomastix mesnili (Fig. 4.22)
Tamaño: 10-15 µm
Forma: triangular y adelgazada en un extremo, pareciendo que tuviera una torsión
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Movilidad: se desplaza en una dirección definida, en espiral
Citoplasma: verde grisáceo con:
— una línea clara, en espiral, alrededor de la cual gira este flagelado (forma de "8"), cerca del
extremo adelgazado
— una hendidura semejante a una boca (el citostoma, que es débilmente visible), cerca del
extremo redondeado
Núcleo: un núcleo, que se observa con facilidad en las preparaciones no teñidas.
Figura 4.20 Trofozoíto de Giardia (lamblia)
intestinalis. Se observan claramente los flagelos, así
como el movimiento que hace la Giardia.
Figura 4.21 Trofozoíto de Trichomonas hominis. Se observan claramente los flagelos, así como el movimiento.
Figura 4.22 Trofozoíto de Chilomastix mesnili. Se observan claramente los flagelos, así como el movimiento.
Identificación de formas móviles de ciliados
Balantidium coli (raro) (Fig. 4.23)
Tamaño: sumamente voluminoso: 50 µm (con frecuencia es tan voluminoso o mayor que un huevo
de Áscaris)
Forma: oval, con un polo más redondeado que el otro; transparente
Cilios: cubierto por numerosos cilios pequeños, que se mueven agitadamente
Movilidad: se desplaza con suma rapidez en las heces fecales, atravesando el campo microscópico
en dirección definida y, otras veces, se mueve en círculos
Núcleo: un gran núcleo reniforme junto a otro núcleo pequeño y redondo
"Boca": un citostoma, especie de boca que se contrae y relaja dando entrada a diversos materiales
como restos celulares.
Importante: Si las heces fecales se dejan expuestas al aire en un recipiente sin tapa pueden caer
en ellas microorganismos de la atmósfera, como los infusorios. Estos son muy semejantes a
Balantidium coli.
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Figura 4.23 Trofozoíto de Balantidium coli. Se observa en el
círculo, la ilustración de su movilidad característica. También se
logra percibir los cilios que rodean todo el cuerpo del protozoo.
Tinción rápida de campo para trofozoítos fecales
Materiales y reactivos
● Microscopio
● Portaobjetos
● Soporte para portaobjetos
● Tinción de campo (no reactivo 25):
-Tinte de campo A (sin diluir)
-Tinte de campo B (diluido una parte de tinte en cuatro partes de agua destilada)
● Solución de cloruro de sodio, 0,85% (no reactivo 53)
● Metanol.
Método
1. Preparar un frotis fecal fino en solución de cloruro de sodio sobre un portaobjetos limpio.
2. Una vez que el frotis está seco, fijar cubriendo el portaobjeto con metanol durante 3 minutos.
3. Incline el metanol. No se olvide de tapar el frasco con metanol puesto que es un reactivo tóxico.
4. Pipetear 1 ml del tinte de campo diluido B sobre el portaobjetos, seguido de 1 ml del A.
5. Mezclar bien mediante la inclinación del portaobjetos y deje actuar el tinte durante 1 minuto.
6. Lave el portaobjetos en agua y deje que se seque al aire.
7. Examinar el portaobjetos usando el objetivo x 100 con aceite de inmersión. Busque en el frotis
teñido, en particular alrededor de los bordes.
El citoplasma y los flagelos de los trofozoítos de Giardia intestinalis se tiñen de azul y sus núcleos se
tiñen de rojo. Los quistes de G. intestinalis también se tiñen de azul y sus núcleos se tiñen derojo.
Nota:
● Deje las tinciones recién preparadas durante 3 días antes de su uso.
● Utilizar el agua de lluvia para preparar las tinciones si el suministro de agua de pozo local es
demasiado salada.
● cubrir los frascos que contienen las soluciones de tinción para evitar la evaporación y la absorción
de polvo.
● Evite llevar una solución de tinción a otra.
Eosina para trofozoítos y quistes fecales
Materiales y reactivos
● Microscopio
● Portaobjetos
● soporte para portaobjetos
● Cubreobjetos
● Eosina, 1% de solución (no reactivo. 23).
Método
1. Emulsionar una pequeña porción de las heces en solución de eosina al 1% en un portaobjetos
limpio. Esparcir en un área de aproximadamente 2 cm x 1 cm.
2. Coloque un cubreobjetos sobre el portaobjetos y colocarlo en la platina del microscopio.
3. Use el objetivo x10 para examinar el frotis sistemáticamente para encontrar trofozoítos y quistes
no teñidos. Examinar con más detalle con el objetivo x40.
La eosina proporciona un fondo de color rosa contra el que los trofozoítos y quistes no teñidos son
claramente visibles.
Nota: Si la solución de eosina al 1% no está disponible, utilizar una gota del tinte de campo B (ver
más arriba).
4.3.2 IDENTIFICACIÓN DE LOS QUISTES
Los quistes son las formas resistentes de ciertas amebas intestinales, los flagelados y ciliados.
Son pequeños, redondos y no móviles y pueden tener uno o varios núcleos.
El estudio de los quistes es útil para la correcta identificación de las especies.
Importancia de los quistes
(a) Importancia clínica
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La importancia clínica de los quistes varía de un país a otro. Lo esencial es encontrar y reconocer
quistes de Entamoeba histolytica, Giardia lamblia y Balantidium coli, aunque su presencia en las
heces fecales posee menor significado inmediato que la de las formas vegetativas. Individuos
saludables pueden ser portadores de quistes.
(b) Importancia para la salud pública
Los quistes son la forma infectante de los parásitos que aquí se tratan. Por lo tanto, los
portadores de quistes significan un riesgo para la salud pública. La detección de los quistes también
puede ser de provecho para la epidemiología. Algunas de las características utilizadas en la
identificación de estos quistes y los de otros protozoos intestinales se ilustran en la figura 4.24.
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Tipos de heces fecales con quistes
Por lo general, los quistes se encuentran en heces blandas y duras por igual.
Examen en portaobjetos
1. Preparación en solución de cloruro sódico
Los quistes se pueden observar como glóbulos transparentes que refractan la luz y se distinguen
claramente contra el fondo de color gris. Poseen envolturas bien definidas.
2. Preparación en solución de yodo (solución yodada diluida 5 veces)
Al teñirse los núcleos, examínense con el objetivo x 40.
3. Recuento de los núcleos
Gírese el tornillo de ajuste lento del microscopio.
4. Identificación
Nunca es suficiente reconocer un solo quiste; la identificación depende de que se observen varios
quistes sucesivamente.
5. Concentración
Si es necesario, úsese el método de concentración de formaldehido y éter (véase la página 165)
para observar un número mayor de quistes y lograr una identificación más firme.
En la misma muestra de heces fecales se pueden encontrar quistes de especies diferentes.
Identificación de quistes de amebas
Entamoeba histolytica (Fig. 4.25)
Esta ameba causa disentería
Tamaño: 12-15pm (1- 2 glóbulos rojos)
Forma: redonda
Núcleos: 1- 4 núcleos:
— membrana delgada, uniforme, circular
— cariosoma pequeño, compacto, central (semejante a una mancha negra)
Citoplasma:(con solución de yodo) gris amarillento y granuloso; parece "sucio"
Cuerpos cromatoides: oblongos, redondeados en los extremos (forma de salchicha); no se
encuentran en todos los quistes
Vacuola: a veces hay una vacuola de glucógeno voluminosa.(teñida de pardo rojizo por la solución
yodada) en los quistes jóvenes con 1 ó -2 núcleos.
Quistes de otras amebas que no causan enfermedades
Su identificación es difícil. Ante todo se debe distinguir entre estos quistes y los de E. histolytica.
Entamoeba coli (Fig. 4.26)
Tamaño: 12-20 µm (2-2% glóbulos rojos; un poco mayor que el quiste de E. histolytica)
Forma: redonda o ligeramente oval; algunas veces es irregular
Núcleos: 1-8 núcleos:
— membrana irregular, engrosada en algunas partes; no forma un círculo perfecto
— cariosoma voluminoso, difuso, frecuentemente excéntrico
Citoplasma:(con solución de yodo) amarillo pálido, brillante (en comparación con el de E.
histolytica)
Cuerpos cromatoides: extremos agudos o mellados (en forma de cuchillo o aguja); no se
encuentran en todos los quistes
Vacuola: algunas veces existe una vacuola sumamente voluminosa (teñida de rojo pardo por la
solución de yodo) que comprime dos núcleos, uno en cada polo.
Entamoeba hartmanni (Fig. 4.27)
Tamaño: quiste pequeño, de 4 -8 µm (% diámetro de un glóbulo rojo)
Núcleos: 1- 4, idénticos a los de E. histolytica.
Endolimax nana (Fig. 4.28)
Tamaño: muy pequeña; 8-10 µm
Forma: más o menos oval
Núcleos: 1- 4
— membrana: no es visible
— cariosoma: voluminoso, de contorno irregular
Citoplasma: claro, sin gránulos; la solución de yodo lo tiñe de amarillo intenso.
lodamoeba butschlii (Fig. 4.29)
Tamaño: quiste pequeño, de 8-10 µm
Forma: variable (redonda, oval o irregular)
Núcleo: casi siempre un solo núcleo:
— membrana: no es visible
— cariosoma: sumamente voluminoso, oval, comprimido contra un hacinamiento de gránulos
Vacuola: una vacuola de glucógeno sumamente voluminosa (teñida de rojo pardo por la solución
yodada, de donde proviene el nombre de lodamoeba), que con frecuencia ocupa la mitad del
quiste.
Dientamoeba fragilis
No se observa en forma quística.
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Figura 4.25 Quistes de Entamoeba hitolytica.
Figura 4.26 Quistes de Entamoeba coli.
Figura 4.27 Quistes de Entamoeba hartmanni.
Figura 4.28 Quistes de Endolimax nanus (o Endolimax nana).
Figura 4.29 Quistes de Iodamoeba butschlii.
Identificación de quistes de flagelados
Giardia lamblia intestinalis (Fig. 4.30)
Tamaño: 8-12 µm
Forma: oval, con un polo más redondeado que otro; con frecuencia se observa una gruesa
envoltura de pared doble; en realidad, la pared es la membrana citoplásmica
Núcleos: 2-4 núcleos ovales:
— membrana: sumamente delgada
— cariosoma: pequeño, central, de color tenue
Citoplasma: claro, refracta la luz cuando no se ha teñido; verde amarillento o azulado al aplicar la
solución de yodo
Fibrilla: refracta la luz; semeja un cabello; es plegada o toma forma de S; recorre el quiste a lo
largo, por el centro (ajústese el microscopio).
Chilomastix mesnili (Fig. 4.31)
Tamaño: quiste pequeño, de 6-8 µm
Forma: redonda, con un polo adelgazado (piriforme)
Núcleo: un solo núcleo voluminoso:
— membrana: se observa con claridad; engrosada en algunas partes
— cariosoma: pequeño y central
Fibrilla: semeja un bucle.
Identificación de quistes de ciliados
Balantidium coli (Fig. 4.32)
Tamaño: quiste sumamente voluminoso, de 50-70 µm (del mismo tamaño que un huevo de Áscaris)
Forma: redonda
Envoltura: delgada, con pared doble
Núcleos: 1 núcleo voluminoso, reniforme; 1 núcleo pequeño que semeja una mancha gruesa, junto
al anterior
Citoplasma: granulosos, verdoso, lleno de cuerpos de inclusión.
Con frecuencia se puede observar en el interior, con líneas tenues, el trofozoíto ciliado, organizado
y ligeramente móvil de Balantidium (véase antes).
Conclusión
Es en extremo importante que se logre identificar;
- los quistes de Entamoeba histolytica
- los quistes de Giardia (lamblia) intestinalis
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- y los quistes de Balantidium coli.
Figura 4.30 Quistes de Giardia (lamblia) intestinalis.
Figura 4.31 Quistes de Chilomastix mesnilii.
Figura 4.32 Quistes de Balantidium coli.
Coccidios (Fig. 4.33)
Los coccidios son protozoarios que pueden parasitar al ser humano (sin causar efectos patógenos
importantes) o encontrarse de paso en las heces fecales consecutivamente a la ingestión de
alimentoscontaminados (peces, conejos, etc.). Aparecen en las heces con formas semejantes a
quistes (se denominan ooquistes o esporoquistes).
Tamaño: 15-20 µm, dependiendo de la especie
Forma: óvalo alargado que a veces se adelgaza en uno de los polos
Color: incoloros y transparentes o, a veces, amarillentos
Envoltura: una línea doble, que refracta ligeramente la luz y se puede distinguir claramente;
algunas veces se observa cierto tipo de opérculo en uno de los polos
Contenido: es de tres tipos (véase Fig. 4.33):
(a) 4 esporozoitos (bastoncillos de extremos redondeados) que contienen pequeños núcleos
esféricos; a veces se encuentran algunos gránulos voluminosos en uno de los polos;
(b) una célula voluminosa, redonda y granulosa;
(c) gránulos que refractan la luz y llenan completamente el interior del protozoario.
Figura 4.33 Tipos de coccidios
a: que contiene cuatro esporozoitos y ocasionalmente un número reducido de grandes gránulos agrupados en uno
de los polos;
b: que contiene una gran ronda de células granulares;
c: que contiene gránulos de refracción llenando completamente el interior
El examen microscópico de los quistes
Preparación en fresco en solución salina
Los quistes pueden ser vistos como glóbulos brillantes transparentes que destacan claramente
contra un fondo gris. Tienen bien definidas las cápsulas.
Usando el objetivo x40, buscar objetos redondos brillantes con un diámetro aproximadamente igual
a 1-3 eritrocitos.
Cuerpos cromatoides
Busque también los cuerpos cromatoides (estructuras en forma de bastón). Los cuerpos
cromatoides son más evidentes en las preparaciones salinas que en las preparaciones de yodo.
Estos cuerpos son característicos en apariencia y aparecen en los quistes de Entamoeba histolytica
y E. coli. Los cuerpos cromatoides en forma de bastón de E. histolytica tienen extremos
redondeados romos, los de E. coli tienen extremos puntiagudos. Estos cuerpos cromatoides se ven
con menor frecuencia en los quistes de E. coli que en los de E. histolytica.
Núcleos
Los núcleos no son fácilmente visibles en las preparaciones salinas pero se ven claramente en las
preparaciones de yodo.
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La apariencia del núcleo es importante para diferenciar entre especies de amebas. Por lo tanto, si
los quistes (o cuerpos semejantes a los quistes) se ven en el preparado salino, también examinar
una preparación con yodo.
Medición
La medición y evaluación exacta de los quistes es esencial para su correcta identificación. Mida
cualquier quiste que encuentre, si es posible utilizar una retícula calibrada en el ocular (ver sección
3.1.1).
Preparación en fresco con solución yodada
Las preparaciones de yodo se utilizan para detectar quistes de amebas y flagelados. Los quistes
pueden ser detectados con el objetivo x10. Use el objetivo x40 para ver las características de los
quistes y medir su alcance para lograr una correcta identificación.
El yodo tiñe el citoplasma de los quistes de color amarillo o marrón claro; los núcleos se tiñen de
marrón oscuro. Cuando los quistes de Entamoeba spp. se tiñen con yodo, puede ser vista o
verificada la disposición de la cromatina periférica y la posición del cariosoma. (Si la cromatina
periférica está ausente, el quiste no es una especie de Entamoeba.) Estos cuerpos cromatoides
periféricos se tiñen de color amarillo claro y pueden no ser muy claros. A veces, los quistes jóvenes
contienen glucógeno, lo que hace que se tiñan de color marrón oscuro con yodo. La tinción con
yodo de los quistes de los flagelados permite a las fibrillas (filamentos) que sean visibles.
Los quistes de varias especies diferentes se pueden encontrar en la misma muestra de heces.
Concentración
Si es necesario, utilice la técnica de sedimentación con formol-éter (ver sección 4.5.2) para
examinar un mayor número de quistes y tener una identificación más certera.
Eosina para trofozoítos y quistes fecales
Consulte la sección 4.3.1.
Ziehl-Neelsen Modificado para la tinción de ooquistes de Cryptosporidium spp.
Las infecciones por Cryptosporidium spp., causan fiebre, calambres abdominales, diarrea y pérdida
de peso, con una eosinofilia asociada. En casos severos, se puede desarrollar un síndrome de
malabsorción.
La criptosporidiosis causa una diarrea autolimitada en niños. Es una causa reconocida de diarrea
crónica en adultos con baja inmunidad, por ejemplo, pacientes con síndrome de inmunodeficiencia
adquirida (SIDA). La criptosporidiosis se debe sospechar en pacientes con diarrea crónica y pérdida
de peso, en los cuales no se puede encontrar ninguna otra causa.
Materiales y reactivos
● Microscopio
● Portaobjetos
● Soporte para portaobjetos
● Placa de Petri
● Algodón
● Solución de cloruro de sodio al 0,85% (no reactivo. 53)
● Solución de formaldehído al 37% (formalina)
● Carbolfucsina de Ziehl-Neelsen (reactivo no. 16)
● Ácido-etanol para Ziehl-Neelsen (reactivo no. 5)
● Verde de malaquita, solución al 1% (véase el reactivo no. 31)
● Metanol.
Método
1. Emulsionar una pequeña cantidad de heces en solución salina en un portaobjetos limpio. Esparcir
en un área de aproximadamente 2 cm x 1 cm.
2. Permitir que el frotis se seque antes de la fijación en metanol absoluto durante 5 minutos. Si el
paciente se sabe que es, o se sospecha de ser, positivo para el virus de la inmunodeficiencia
humana (VIH), fijar el frotis en vapor de formalina durante 15 minutos, colocando el portaobjetos
en una placa de Petri con una bola de algodón empapado en formalina.
3. Inundar el portaobjetos con carbolfucsina durante 5 minutos. Lave la tinción con agua.
4. Inundar el portaobjetos con una solución de ácido-etanol para decolorar hasta rosa pálido. Lave
el portaobjetos en agua.
5. Contrateñir el portaobjetos con solución de verde de malaquita durante 2 minutos. Lavar con
agua y colocar en un estante deslizante para drenar y secar.
Examinar el portaobjetos bajo el microscopio usando el objetivo x40.
Los ooquistes de Cryptosporidium spp. teñidos por este método puede mostrar una variedad de
reacciones de tinción yendo desde el color rosa pálido al rojo oscuro. La medida de los ooquistes
está entre 4-6 µm. Los esporozoitos en los ooquistes tienen un borde exterior de material muy
teñido con un centro pálido (Fig. 4.34). Esto diferencia ooquistes procedentes de algunas levaduras
que podrían teñirse de rojo, pero tienen una apariencia uniforme y homogénea.
Nota: Cryptosporidium spp. pertenecen a un grupo de parásitos llamado coccidia.
Otros parásitos de este grupo son:
-Isospora belli
-Toxoplasma gondii
-Plasmodium spp.
Los ooquistes de Cryptosporidium spp. son altamente resistentes a los agentes desinfectantes.
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Figura 4.34 Ooquistes de Cryptosporidium spp.
AGREGADO
TÉCNICA ALTERNATIVA PARA TINCIÓN DE COCCIDIOS
COLORACIÓN DE KINYOUN
Técnica utilizada para: identificación de ooquistes de coccidios: Cryptosporidium, Isospora y Cyclospora en
muestras fecales (fijadas o frescas), aspirado duodenal, raspados de mucosa intestinal, esputo o lavado bronco-
alveolar. Representa una modificación de la técnica de Ziehl – Neelsen realizada en frío muy práctica y útil.
Materiales:
 Metanol
 Carbol-fucsina
 Ácido sulfúrico al 10% o 1 % (en agua destilada)
 Azul de metileno
 Portaobjetos
 Aceite de inmersión
Preparación de soluciones:
Procedimiento:
1. Realizar una impronta con una gota de sedimento
2. Dejar secar a temperatura ambiente durante 24 horas
3. Fijar con metanol y dejar secar al aire
4. Cubrir la impronta con carbol-fucsina durante 5 minutos, (sin calentar) a temperatura ambiente
5. Lavar suavemente con agua destilada
6. Decolorar con ácido sulfúrico al 10% durante 1 a 2 segundos. También se puede decolorar con ácido sulfúrico
al 1% durante 1 a 2 minutos
7. Contracolorear con azul de metileno durante 1 minuto
8. Lavar y dejar secar
9. Observar con inmersión
Comentarios:
1. La coloración de Ziehl-Neelsen es un procedimiento ácido-alcohol resistente (las células coloreadas con el
colorante fucsina resisten la decoloración con la solución acida.
2. Desventajas: Losooquistes de Cyclospora presentan gran variabilidad tintorial lo cual puede arrojar resultados
falso-negativos. Los ooquistes de Cryptosporidium también pueden presentar afinidad tintorial variable; en un
mismo campo se pueden observar ooquistes bien coloreados y otros que se impregnan levemente con el colorante.
3. Interpretación: Los ooquistes de Cryptosporidium aparecen como estructuras esféricas u ovoides se ven de
color rojo vinoso (fucsia) y su tamaño es de 4 a 6 micrones (más chicos que un glóbulo rojo). Alguno de los 4
esporozoítos puede ser observado en el ooquiste de Cryptosporidium.
Algunos de los ooquistes inmaduros de lsospora (ooquistes enteros) se tiñen, mientras que otros que están
maduros aparecen generalmente con dos esporoquistes con la pared del ooquiste coloreada de rosado a rojo
intenso y un área clara entre los esporozoítos teñidos y la pared del ooquiste.
El fondo se tiñe de azulado.
Fuente: Henriksen SA, Pohlenz JFL. 1981. Staining of Cryptosporidia by a modified Ziehl- Neelsen technique.
Acta Vet. Scand. 22:594-596.
Modificación: Current WL. 1990. Techniques and laboratory maintenance of Cryptosporidium.
In: Dubey JP, Speer CA, Fayer R (eds.), Cryptosporidiosis of Man and Animals. CRC Press Boca Raton, Fla, pp
31-49.
Objetos que no deben ser confundidos con quistes
Objetos: otras cosas, vivas o artificiales, que se encuentran en las heces que no son parásitos y
pueden confundir al laboratorista.
Blastocystis hominis (levadura) (Fig. 4.36)
Tamaño: varía entre 5 y 20 µm (promedio 10 µm).
Forma: redonda u oval; algunas veces poseen bordes angulosos e irregulares
Contenido: una vacuola voluminosa que ocupa casi toda la célula; el citoplasma, comprimido, forma
un anillo granuloso alrededor de ella
Color: refractan intensamente la luz cuando no se encuentran teñidos; la solución de yodo no tiñe
la vacuola, pero la periferia adquiere un color amarillo pálido
Algunos médicos solicitan que se comunique la presencia de los Blastocystis hominis,
particularmente en heces fecales de niños.
Hongos (Fig. 4.35)
Levaduras
Tamaño: pequeñas (5-8 µm)
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Forma: oval, frecuentemente con brotes
Contenido: con frecuencia un grupo de 3-6 gránulos en posición excéntrica
Color: (con solución de yodo) rojo pardo.
Algunas otras formas de hongos son rectangulares, con un citoplasma oval sumamente claro; se
denominan artrosporas.
Aparte de las levaduras se contemplan otros elementos fúngicos.
Leucocitos (Fig. 4.37)
Tamaño: 10-20 µm
Forma: redonda o ligeramente alargada, de contorno irregular
Contenido: citoplasma que refracta la luz, claro y granuloso, con vacuolas pequeñas
Núcleo: escasamente notable; algunas veces contiene un "falso cariosoma" con forma de estrella.
Pus (Fig. 4.38)
El pus se puede observar a simple vista y tiene el aspecto de vetas opacas, de color grisáceo (no
transparente, como el moco). Con el microscopio se observa como una masa de leucocitos más o
menos degenerados (comuníquese su presencia ya que representa un signo de infección).
Figura 4.35 Hongos y levaduras.
Figura 4.36 Blastocystis hominis.
Figura 4.37 Leucocitos.
Figura 4.38 Pus.
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Figura 3. Clava para ident i f icar hueves de helmintos
Longit Jd del huevo <100 pm — Espicula laleral muy pequeña-
Sin capsula
¿Dos lapones polares9
s tapones polares Sin tapones
Con capsula • Difiylidmm cjn iñu in
¿Con o sin opeiculos?-
(30-50 jim 27-50 |im) O
1_ h.crinicapsilci sp
• Nu opuícolaüos---------- ¿.Con o sin espíenla?-
Huevos do Schistosoma -
Con espicula
Opci colados
¿longitud máxima del huevo9
— Lofujiliid del huevo 35 jím —
. Prolongación anular ue la _______Cionorc.his sinensis
ènvoltura ( - resalle pronunciado) (extremo posterior encho y 
(25-35 |im 1 1 -l2 |n n ) redondeado)
(a menudo ir.vrsiole). Eri ias heces. 
(68-100 pm • 45-80 firn)
Espolon laleral prominente.-------
cubierta transparente 
(114-180 |<m • 45-73 |im)
. Schistosoma ¡apomcum 
O
- Schistosoma mekongi 
(raras veces)
- Schistosoma niansont
Longitud del huevo 110 pm —
Espoión terminal -
Alargado, sin resalle _ 
(25-35 |tm 8-12 |im)
Opisthorchis felineus 
(extremo posterior cori boíort 
terminal puntiagudo)
¿Sin espicula 
cubierta lina o 
gruesa?
— Resalte menos pronunciado----- Heierophyes hetcropriyes
opérculo ancho {botón pequeño en el extremo
(28 30 jim • 15 17 jun) posterior)
— Sin re ha lle --------------- —
envoltura lina
(26 3Ü jun 15-20 jirn)
_______ Mclagorumus yúko<ju.\ a:
— Longitud del huevo 3 íj 118 jnn
-Ovoide, amarillo durado------------ DiphyUcbothrunn taluni
Cubierta gruesa. tan embrión 
(58 76 jirri 4Ü 51 jim)
Extremo anterior redondeado.-Schistoso.na haemotobium 
por lo general en la orina o (rararnen’e en las heces) 
en biopsia de vejiga 
(112-170 jjm • 40-70 ym)
Extremo anterior puntiagudo, — Scgistosoma intéfcalalum 
espolón largo alilado con (espolon mas largo que en S. haem ) 
punta doblada Sólo en heces
(140-240 |im • 50-85 jim)
- C u b i e r t a ! m a _ ---------
y* usa. ¿con o sin 
blastomeros?
jierta gruesa.
¿rugosa o lisa?
i— Strongyloidos stercoratis
■ Sin blastomeros, la rvas----- O
parcialmente desarrolladas !— Sirongyloidos tullo borní 
(50-76 |im • 35-47 jim)
-M a n o n dorado, sin embrión 
¿cuOior ta (jiuuSu, uvoidal. con opérculo
í c h a t a d o ! * ------------------------ C : ----------------------P a ra g o n i m us w ts ie rm a n i
(68-118 jun • 40 51 jnn) 
_ .Echmostoma sp.
{83-120 jim -.58 90 jirn)
•Si- 
- No-
- Con blastom eros.— 
¿ovoiaal o en elipse 
alargada?
r Ovoidai con 2 -8 ----------
olastómeros
(64-80 jun • 36-40 jun)
{ Nücator arnuncanus 
Ancy/ostorna duodenale 
Jormdens o^unnutus
Cubieria con una membrana.- Inchostrongytus sp. 
elipse alargada simétrica 
(75-115 jim • 40-50 jun)
-Longitud dui huuvu . • 120 j n n ________
ovoiual.. cubierta lina, (M ido amarillento
-Tapones muy promiutMtios----------
(4'J 65 jun - 20 30 jun)
-Foim a de limón, sin tajiones prom ínenles---------------------
(36-45 jim • 21 jun)
- Torma de limón, con ligero uslruch.iii.iunlu en el Ce ilio 
(36 45 |in i ro U O jiu .)
- Fasciola nepanca 
(130-145 jirrT x 70 50 jirn)
. t aSClOlOpSIS CilSr.1
(125-140 |im 70 SO jim)
— ¡ r tc h u r is tn c h m ra
'Cubierta gruesa y lisa, 
¿huevo simétrico 
o asimétrico?
- Cubierta gruec?. y rugosa.-----------------------------
huavo con ca lila sin segmentar
con gránelos gruesos (45-70 jim • 35-45 jim)
- Asear¡s ¡untüiiCúíJvS
• Asim étrico-----------
(un lado convexo, 
el otro achatado)
Huevo marron - ■. D /c ro c o t iiu m ¿ancoatum
(38-45 jun - jim • 22-30 j»m) (contiene rriiracidio)
S i m é t r i c o
L Huevo inco lo ro.-----------
cubierta de 4 capas. 
tjO C0 jirn • 20-32 jim)
Hueve redondo c casi redondo, 
envoltura cor. dos membranas, 
¿con o sm embnoforo? — -------
- Capillana hopanca
- C apillari j p h i lh p p m ü n s is
Con em bnoforo--------------
amarillo claro o ’m jrron. 
envoltura con oos membranas (se distingue examinar.' Jo 
(diámetro: -44-77 jin«) |¿5 progions)
• E n te ro b iu s vorrm cuJans 
(contiene larva)
Tóenla sohum ,
O
— Taonia sa g i.ia ta
Sin em brio fo ro ._____
¿con o sin filamentos 
polares?
r- Con Mamemos polares?- 
— (40-60 ym • 30 ¿0 jim )
L Sin filamentos polare? — 
(70-86 jim - 60-80 jrm)
- H ym o n o lo p s is nana
• Hymonoieput diminuta
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Fig. 4.40
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Fig. 4 Identificación de parásitos intestinales: helmintos
Paraçonimus Tricfioslrongytus Ascaris kjmùricotdes Schistosoma Schistosoma Schistosoma Fosada ' íasdo lops is ,
westermani infecundo Japorucum haematobium manspju fi&patica bushi
Motagoninxjs Halarvphyes Cpisthorchls Clononzhis Taenia HymsnolepisEnterobius Trichuris Ascaris kjmbricoidas Anquik>s:«nA D'pnyl.'obothnum Hymonotopsis
yokogawai hoterophyes tohnous sin 6 nsi s nana vermicdans irichiura 'ecunoc latum dimiiKita
150 l 50
120 120
T A M A Ñ O S R E LA T IV O S DE LO S H U EVO S DE H E LM IN T O S *
Se han omilido Schistosoma mekongi y Sctirslosomn intcrcalalum WhO 91544
Administrador
Typewriter
Administrador
Typewriter
Administrador
Typewriter
Administrador
Typewriter
Fig. 4.41
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4.4 HELMINTOS INTESTINALES
Las infecciones por helmintos causan una variedad de síntomas clínicos incluyendo calambres
abdominales, fiebre, pérdida de peso, vómitos, apendicitis, pérdida de sangre, anemia y eosinofilia.
Hay tres grupos de helmintos de importancia médica:
-Nematodos (gusanos redondos)
-Cestodos (tenias)
-Trematodos (duelas).
Las infecciones por helmintos suelen diagnosticarse mediante la detección de huevos y larvas. Con
menor frecuencia, las infecciones son diagnosticadas mediante la detección de gusanos adultos
(por ejemplo, Ascaris lumbricoides y Enterobius vermicularis) o proglótides (segmentos) de los
gusanos adultos (por ejemplo, Taenia saginata y T. solium). Sin embargo, para la mayoría de las
infecciones por helmintos, los huevos se utilizan para la identificación.
4.4.1 IDENTIFICACIÓN DE LOS HUEVOS
Características de los huevos
Los huevos que depositan los helmintos parásitos y se encuentran en las heces fecales se
identifican por su:
— tamaño
— forma
— envoltura
— contenido
y en algunas ocasiones por su:
— color
— y caracteres externos.
Tamaño
La longitud y anchura se miden y generalmente están dentro de un rango específico.
Forma
Cada especie tiene su forma particular.
Etapas de desarrollos por el que transcurren los huevos
Los huevos de algunas especies consisten de una sola célula, algunos huevos tienen varias células,
y algunos huevos son embrionados, esto es, contienen una larva.
En ocasiones, si las muestras fecales son de 1 a 2 días, los huevos pueden desarrollarse a etapas
más avanzadas en ese tiempo. En el caso de Ascaris lumbricoides, los huevos por lo general tienen
una sola célula cuando están en las heces, sin embargo, la única célula puede dividirse y en la
muestra de más de 12 horas de obtenida, los huevos con dos o cuatro células pueden ser vistos.
Los huevos Ancylostoma duodenale o Necator americanus (Uncinarias) presentes en muestras que
tienen varias horas de obtenidas pueden contener 16, 32 o más células. Después de 12-24 horas,
los huevos pueden estar embrionados, y aún más tarde las larvas pueden eclosionar.
Al observar el grado de desarrollo de los huevos de helmintos, asegúrese que la muestra de
materia fecal está recién obtenida. Si se trata de varias horas o un día de obtenida, se espera ver
cambios en el grado de desarrollo de algunas especies. Lo ideal sería que sólo las muestras frescas
deban ser aceptadas para el diagnóstico.
Grosor de la cubierta del huevo
Los huevos de algunas especies, como el Ascaris lumbricoides tienen una cubierta gruesa, mientras
que otros, tales como Ancylostoma duodenale o Necator americanus tienen cubiertas finas.
Color
Los huevos de algunas especies, como Ancylostoma duodenale, Necator americanus y
Enterobius vermicularis son incoloros, mientras que otros como el Ascaris lumbricoides y Trichuris
trichiura son de color amarillo o marrón.
Otras características
La presencia de características como opérculos (tapas), espinas, tapones, ganchitos o capas
externas mamelonadas también pueden servir de ayuda para la identificación.
Si se encuentra un huevo o un objeto que se parece a un huevo, las características mencionadas
anteriormente deben ser observadas cuidadosamente con el fin de hacer una identificación
específica.
Medición de los huevos
● 1 micrómetro (1μm) = 0,001 mm.
El tamaño en μm de este manual es del lado largo del huevo.
El tamaño puede ser estimado por comparación con el de un eritrocito, que mide 7,5-8 μm.
● El tamaño puede ser evaluado en relación con el campo del microscopio:
-Si se utiliza un objetivo x10, el huevo ocupa alrededor de una décima parte del campo
-Si se utiliza un objetivo x40, el huevo ocupa aproximadamente un tercio del campo.
● El huevo se puede medir mediante la inserción de un portaobjetos de escala del micrómetro en el
ocular del microscopio. Una división de la escala con el objetivo x10 y el ocular x10 = 1μm.
● Otro método de medición es comparar el huevo con uno de otras especies comunes en la
localidad, cuyo tamaño bajo el microscopio se conoce (por ejemplo Ascaris lumbricoides).
Como reconocer huevos
El método recomendado es:
● Establecer la identidad probable del huevo desde su aspecto general.
● Hacer un estudio sistemático de todas las características del huevo para confirmar su identidad.
Con el fin de ganar experiencia (si es posible, bajo la guía de un instructor):
-Estudiar los diferentes huevos que se encuentran en su localidad;
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124
-Identificar, uno por uno, todas las características de cada huevo que se describen en este manual.
La tabla 4.5 lista las especies de helmintos cuyos huevos se encuentran en las heces.
Los términos utilizados para la identificación de los huevos de helmintos y una clave para su
identificación se dan en las Figs. 4.39 y 4.40, respectivamente. La figura. 4.41 muestra los tamaños
relativos de los huevos de helmintos.
Ancylostoma duodenale
Tamaño: 50-80 µm
Forma: oval, con polos redondos y ligeramente aplanados (con frecuencia, un polo es más plano
que el otro)
Envoltura: sumamente delgada; se observa como una línea oscura
Color: las células que hay en su interior son de color gris pálido (la solución de yodo las tiñe de
pardo oscuro)
Contenido: varía según el grado de maduración.
Tipo A (en heces fecales frescas) (Fig. 4.42)
4, 8 ó 16 células granulosas de color gris, claras, aunque no refractan la luz (blastómeras).
Tipo B (en heces fecales de algunas horas) (Fig. 4.43)
Masa uniforme compuesta por numerosas células granulosas de color gris.
Tipo C (en heces fecales de 12-48 horas) (Fig. 4.44)
Todo el huevo se encuentra lleno por una pequeña larva (el futuro nematodo), replegada sobre
sí misma. Este tipo de huevo se llama "embrionado".
Ascaris lumbricoides
Existen cuatro tipos de huevos de áscaris:
A. Huevos fecundados, con envoltura doble
B. Huevos no fecundados, con envoltura doble
C. Huevos semidecorticados, fecundados (menos frecuentes)
D. Huevos semidecorticados, no fecundados (sumamente raros).
A. Huevos fecundados, con envoltura doble (Fig. 4.45)
Tamaño: aproximadamente 45–70µm
Forma: oval o, a veces, redonda
Envoltura: las dos envolturas se distinguen claramente:
— la envoltura externa es áspera, parda, cubierta por pequeñas protuberancias (mamelonada)
— la envoltura interna es lisa, gruesa e incolora
Color: la envoltura externa es parda y el contenido de los huevos es incoloro o amarillo pálido
Contenido: una sola masa central, redonda y granulosa.
B. Huevos no fecundados, con envoltura doble (Fig. 4.46)
Tamaño: aproximadamente 45-90 µm (mayores que los del tipo A)
Forma: más alargados (elípticos o irregulares)
Envoltura: las dos envolturas no se pueden distinguir con claridad:
— la envoltura externa es parda y bollonada, con protuberancias melladas
— la envoltura interna es sumamente delgada (algunas veces se pueden observar una o dos líneas)
Contenido: el huevo se encuentra lleno de gránulos voluminosos y redondos que refractan
intensamente la luz (son brillantes).
C. Huevos semidecorticados, fecundados (Fig. 4.47)
Son similares a los del tipo A, pero carecen de envoltura externa.
Envoltura: única, lisa, gruesa e incolora (o de color amarillo muy pálido)
Contenido: una sola masa granulosa central, redonda e incolora.
D. Huevos semidecorticados, no fecundados (Fig. 4.48)
Envoltura: una sola envoltura lisa, delgada e incolora (línea doble)
Contenido: gránulos voluminosos, redondos e incoloros, que refractan la luz.
Advertencia: No se confunda el tipo D con los huevos de Ancylostoma, Fasciola spp. o los de
Fasciolopsis buski.https://booksmedicos.org
125
Figura 4.42 Huevos de Ancylostoma duodenale en heces fecales frescas. (Tipo A).
Figura 4.43 Huevos de Ancylostoma duodenale en heces fecales de algunas horas (Tipo B).
Figura 4.44 Huevos de Ancylostoma duodenale en heces fecales de 12-48 horas (Tipo C).
Figura 4.45 Huevos de Ascaris lumbricoides fecundados, con envoltura doble (A).
Figura 4.46 Huevos de Ascaris lumbricoides no fecundados, con envoltura doble (B).
Figura 4.47 Huevos de Ascaris lumbricoides semidecorticados, fecundados (C.)
Figura 4.48 Huevos de Ascaris lumbricoides semidecorticados, no fecundados (D).
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126
Figura 4.49 Huevos de Clonorchis sinensis. Giba: pequeño botón situado en el extremo ancho del huevo (P).
Figura 4.50 Huevos de Dicrocoelium spp. (varias especies). Opérculo fácilmente visible (O); Huevos en
tránsito* (la forma que se encuentra con mayor frecuencia) (A).
Figura 4.51 Huevos de Dicrocoelium spp. de pacientes infectados (sumamente raros) (B).
Figura 4.52 Huevos de Diphyllobothrium latum. O: Opérculo; B: Botón o giba sumamente pequeña, situada en
el extremo opuesto al del opérculo.
Figura 4.53 Huevo de Dipylidium caninum.
Figura 4.54 Huevos de Enterobius vermicularis (Oxiuro). Contenido: puede ser una masa granulosa pequeña (A)
de forma oval irregular, o el embrión del helminto (B), que es una pequeña larva enroscada.
Tabla 4.5 Especies de helmintos cuyos huevos se encuentran en las heces
Nombre científico Distribución geográfica
Ancylostoma duodenale Mundial
Ascaris lumbricoides Mundial
Clonorchis sinensis Sureste de Asia
Dicrocoelium dendriticum, Dicrocoelium hospes Mundial
Diphyllobothrium latum Mundial
Dipylidium caninum Mundial
Enterobius vermicularis Mundial
Fasciola gigantica Mundial
Fasciola hepatica Mundial
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Fasciolopsis buski Asia oriental y meridional
Heterophyes heterophyes Asia Sudoriental, el Mediterráneo Oriental
Hymenolepis diminuta Mundial
Hymenolepis nana Mundial
Metagonimus yokogawai Asia oriental y meridional, Europa central y oriental
Necator americanus Mundial
Opisthorchis felineus Asia oriental y meridional, Europa central y oriental
Paragonimus westermania África Central, América del Sur, Asia oriental y
meridional
Schistosoma haematobiumb África, el Mediterráneo Oriental
Schistosoma intercalatum África
Schistosoma japonicum Asia oriental y meridional
Schistosoma mansoni África (al sur del Sahara), América Central y del Sur, el
Caribe
Schistosoma mekongi Sureste de Asia
Strongyloides stercoralisc Mundial
Taenia saginata Mundial
Taenia solium Mundial
Trichostrongylus (varias especies) Asia
Trichuris trichiura Mundial
a Se encuentra principalmente en el esputo.
b Se encuentra principalmente en la orina
c Se encuentra principalmente en forma de larvas en las heces
Clonorchis sinensis (Fig. 4.49)
Tamaño: 25–45µm.
Forma: característica (véase la ilustración)
Envoltura: lisa y suave, aunque sumamente gruesa (línea doble)
Opérculo: fácilmente visible en el extremo delgado del huevo, ajustado dentro de un engrosamiento
anular de la envoltura
Giba: pequeño botón situado en el extremo ancho del huevo (P)
Contenido: un embrión ciliado, bien organizado
Color: la envoltura es parda, ligeramente amarilla, y el contenido es amarillo pálido
Dicrocoelium spp. (Varias especies)
Tamaño: 35–50µm.
Forma: oval, más bien asimétrica
Envoltura: gruesa y lisa, de color amarillo, anaranjado o ligeramente pardo
Opérculo: fácilmente visible (O).
A. Huevos en tránsito*(la forma que se encuentra con mayor frecuencia; Fig. 4.50):
El color de la envoltura es variable; puede ser amarillo, anaranjado o ligeramente pardo. El huevo
contiene una masa oval poco diferenciada, de color amarillo oscuro, en que frecuentemente se
hallan 1 a 4 glóbulos que refractan la luz.
B. Huevos de pacientes infectados (sumamente raros; Fig. 4.51):
La envoltura es de color uniforme, pardo oscuro. El huevo contiene un embrión ciliado.
*Huevos en tránsito: El paciente ha ingerido hígado de carnero o res infectado por el parásito. Los huevos no se
digieren y, a pesar que se encuentren en las heces fecales, el paciente no se infecta. Repita el examen 8 días
después, e indique al paciente que, mientras tanto, no coma hígado o productos derivados de éste
Diphyllobothrium latum (Fig. 4.52)
Tamaño: 55–80 µm.
Forma: oval, uniforme
Envoltura: lisa y delgada
Opérculo: difícilmente visible cuando no se encuentra levantado
Giba: sumamente pequeña, situada en el extremo opuesto al del opérculo
Contenido: una masa de células pequeñas ordenadas alrededor de una célula central voluminosa
Color: amarillo pálido.
Dipylidium caninum (Fig. 4.53)
Los huevos se encuentran apiñados en racimos de 6-20, envueltos por una membrana delgada.
Tamaño: del racimo de huevos: 150-300 µm de cada huevo: 30-40 µm
Forma: redonda
Envoltura: gruesa, ligeramente granulosa, sin estrías
Contenido: una sola masa granulosa uniforme con tres pares de garfios que forman una especie de
abanico y refractan la luz
Color: amarillo o gris pálido.
Enterobius vermicularis (Fig. 4.54)
Tamaño: 50-60 µm
Forma: oval, aunque claramente asimétrica (plana en un lado y redonda en el otro)
Envoltura: lisa y delgada, pero se puede observar una línea doble
Contenido: puede ser una masa granulosa pequeña (A) de forma oval irregular, o el embrión del
helminto (B), que es una pequeña larva enroscada
Color: incoloro, transparente
Este huevo se encuentra más fácilmente en los pliegues de la piel que rodea el ano que en las
heces (véase más adelante).
Técnica para la recogida y el examen de los huevos
Técnica especial para huevos de oxiuros
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Principio
Los huevos de oxiuros (Enterobius vermicularis) se suelen recoger (en especial en niños) en los
pliegues de la piel que rodea el ano. Raras veces se hallan en las materias fecales.
Materiales
— Cinta adhesiva de celofán transparente (“cinta Scotch”)
— Una cucharilla de 10cm de longitud o, mejor aún, un abatelenguas de madera
— Un portaobjetos
— Microscopio
● Microscopio
● Tubos de ensayo
● Pipeta Pasteur
● Algodón
● Solución de cloruro de sodio al 0,85% (no reactivo. 53).
Método
1. Coloque una cinta de celofán, con el lado adhesivo hacia abajo, sobre un portaobjetos, como se
indica en la figura 4.55.
2. Coloque el lado plano de la cucharilla debajo del portaobjetos (Fig. 4.56).
3. Separe la cinta adhesiva del portaobjetos con suavidad y dóblela sobre el extremo del mango de
la cucharilla figura 4.57.
4. Sostenga el hisopo formado con la mano derecha, presione firmemente el portaobjetos contra el
mango de la cucharilla.
5. Separe con la mano izquierda las posaderas del paciente. Aplique presionando, el extremo de la
cucharilla cubierto con la cinta adhesiva en varios sitios de la piel que rodea el ano (Fig. 4.58).
6. Coloque de nuevo la cinta de celofán sobre el portaobjetos, con el lado adhesivo hacia abajo (Fig.
4.59).
7. Para estar seguro de que la cinta se adhiere uniformemente al portaobjetos presione con un
trozo de algodón (Fig. 4.60).
8. Observe con el microscopio, con abertura reducida del condensador y utilizando objetivo x 10, en
busca de los huevos de E. vermicularis, que tienen las características siguientes:
Forma: oval, aunque asimétrica (aplanada en un lado y redonda en el lado opuesto)
Tamaño: 50-60 µm
Envoltura: lisa y delgada, aunque con una línea doble visible
Contenido: puede ser una masa granulosa (1) o un embrión del helminto, plegado sobre sí mismo
(2)
Color: transparente, incoloro
Véanse fotografías de estos huevos en las figuras correspondientes (ver fig. 4.54).
Método: Según el método de Melvin, D. y Brooke, M. Laboratory procedures for the diagnosis of intestinal
parasites, Atlanta, Secretaría de Salud y Servicios Humanos de los EE UU, Centros para el Control de
Enfermedades, 1969, pág. 138.
Método alternativo
Si no se cuenta con cinta de celofán
1. Úsese un hisopo de algodón
2. Aplíquese alrededor del ano (pero no dentro) (Fig. 4.61).
3. Sumerja el hisopo en un tubo de ensayo que contenga aproximadamente 0,5 ml (10gotas) de
solución de cloruro sódico y enjuáguelo bien es esta solución (Fig. 4.62).
4. Aspire el líquido con una pipeta Pasteur. Páselo a un portaobjetos, ponga un cubreobjetos y
examínelo como se indica en el paso 8 del método anterior (Figura 4.63).
AGREGADO:
FROTIS ANALES PARA LA DETECCIÓN DE OXIUROS
Los frotis anales se usan para detectar la presencia de oxiuros (Enterobius vermicularis). Los
oxiuros son más corrientes en los niños que en los adultos, y a menudo el niño parasitado infecta a
otros miembros de la familia. Así pues, si se observa que un niño está infectado, conviene examinar
muestras de todos sus familiares, especialmente de sus hermanos. Los huevos de oxiuro suelen
encontrarse en los pliegues cutáneos que rodean al ano, raras veces aparecen en las heces.
La enterobiosis es considerada enfermedad de las “4 F” (del inglés: Food, Fingers, Faeces and Flies) lo que
significa en castellano Food: Comida, Fingers: Dedos, Faeces: Heces fecales, Flies: Moscas. Esto hace referencia al
tipo de infección y transmisión de enfermedades de este tipo, ya que en ellas participan estos cuatro elementos,
por ejemplo, un niño infectado contiene huevos en la zona perianal, la hembra del oxiuro cuando los coloca en
ésta zona y no en las heces, “muerde” y se produce sensación de comezón, el niño se rasca para mitigar la
molestia del comezón, al hacerlo toca sin querer los huevos depositados en la zona perianal con sus dedos y por
debajo de sus uñas lo que llevará a que transporte y transmita la enfermedad hacia otros miembros de su especie,
por lo general, su familia. Los huevos también pueden quedar en la ropa que cubre el trasero. Éste niño, toca la
comida, supongamos un mendrugo de pan, y otras zonas en la casa. El pan tocado tiene huevos de oxiuro, que si
tiene hermanitos, padres y tocan ese pan u otros alimentos contaminados por el niño infectado también se
infectarán a través de la comida. Siempre hay que tener en cuenta que el lavado de manos y la higiene son
fundamentales para mermar las posibilidades de infección.
A su vez, el niño lleva ese pan a su boca y se produce auto infección.
Hasta aquí van la comida y los dedos, ¿Y las heces fecales y las moscas?, ¿Cuál es su papel en todo esto?
En esta enfermedad parasitaria por Oxiuro, las heces no son determinantes, pero hay que tener en cuenta que el
oxiuro es un parásito intestinal y si bien no deposita en las heces directamente los huevos, lo hace en los pliegues
que rodean al ano, por esto, junto con otras enfermedades consideradas dentro de esta clasificación (“4 F”,
“contaminación mano, ano, boca”), casi todas ellas por enteroparásitos, las heces fecales si juegan un papel
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129
fundamental en la transmisión de otras enfermedades por enteroparásitos ya que conjuntamente al oxiuro puede
existir coinfección con otros parásitos intestinales. Siempre quedan restos pequeños en la zona perianal con
materia fecal.
Moscas y enfermedades
En humanos, la mosca doméstica puede ser la causante de la transmisión de cerca de 20 enfermedades como
amebiasis, diarreas, disentería biliar, poliomielitis y parásitos intestinales.
Además de contaminar la comida con huevos y gusanos, las moscas pueden diseminar bacterias y parásitos que
causan enfermedades intestinales. Pueden viajar de materia fecal a nuestra comida de forma muy sencilla cargando
bacterias o quistes y huevos de parásitos en su cuerpo o sus patas. Cuando se alimentan, las moscas excretan saliva
y heces que pueden contener bacterias. Algunas veces dejarán sus huevos o gusanos en la piel o heridas de
humanos y animales (Miasis).
La "mosca domestica", un típico parásito antihigiénico cosmopolita, sigue al ser humano, desde su lugar de origen,
hasta todos los rincones del mundo, incluyendo las zonas templadas. Se establece en cualquier lugar en el que haya
residuos orgánicos en estado de descomposición, excrementos de mamíferos o similares que le ofrezcan las
condiciones de vida necesarias. También los basureros, los cubos de basuras en grandes cocinas y granjas
dedicadas a la cría de ganado ofrecen un hábitat ideal para estos insectos.
La mosca doméstica no daña directamente al ser humano ni a los animales. No obstante, debido a la gran
abundancia de alimentos y su rápida reproducción, la mosca tiende a la multiplicación desmesurada y se convierte
en un insecto muy molesto. Además, se han encontrado aprox. 100 agentes patógenos en la mosca doméstica. Por
ello, no se debe subestimar el riesgo de transmisión de enfermedades a través de las moscas, especialmente por la
contaminación de alimentos. La mosca doméstica es un transmisor de enfermedades infecciosas como, por
ejemplo, el tifus, el cólera, la salmonella, la poliomielitis o la fiebre aftosa entre otras enfermedades incluyendo a
las parasitarias por enteroparásitos.
Las moscas como transportadoras accidentales de parásitos, también tienen su importancia ya que se posan en la
comida, o sobrevuelan el trasero del niño y se posan también en éste, llevando o acarreando en sus patas a los
huevos que se adhieren a ellas, transportando los huevos a la comida y continuando el ciclo. En resumen, es muy
probable que la familia entera esté infectada.
En el manual de Técnicas Básicas para un Laboratorio de Salud 2ª Edición se hace mención a dos técnicas
orientadas para la búsqueda de oxiuros, la técnica de la cinta adhesiva transparente de celofán y la técnica
alternativa del hisopado anal.
Las descripciones de ambas técnicas se explican y se dejan como aparece en el manual, haciendo una salvedad
aquí de agregar unas técnicas similares con variación en el nombre pero esencialmente las mismas. Se adosa una
explicación sobre una variante que emplea gasas en vez de hisopos para frotar en la zona perianal.
Fuentes: Métodos Básicos de Laboratorio en Parasitología Médica, OPS/OMS 1992 versión castellana.
IV Curso de metodología en el diagnóstico de enteroparásitos ANLIS “Dr. Carlos G. Malbrán”, Argentina, INEI
(Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas), ANLIS (Administración Nacional de Laboratorios e Institutos
de Salud).
Observación: Estas técnicas son específicas para el hallazgo de huevos de Enterobius vermicularis
(Oxiuro), pudiéndose hallar en algunos casos huevos de Ascaris lumbricoides, Tenia spp., H. nana. Los
huevos de estos otros parásitos distintos a E. vermicularis se debe a contaminación fecal de la zona
perianal. Siempre quedan pequeños restitos de materia fecal en los pliegues que rodean al ano (falta de
higiene) que pueden contener huevos de los helmintos mencionados.
RECOLECCIÓNDE MUESTRAS DE LA ZONA PERIANAL
TEST DE GRAHAM GARAGUSO O MÉTODO DE LA CINTA ADHESIVA TRANSPARENTE
(CINTA SCOTCH)
(Equivalente al método de la cinta adhesiva de celofán del manual)
NOTA: (Este método de recolección se realiza en pacientes de edad pediátrica. Ocasionalmente en adultos)
Materiales:
 5 ó 6 portaobjetos con cinta adhesiva transparente (tipo cinta scotch) de 2 cm de ancho colocada a lo
ancho de los mismos.
 Bajalenguas de madera ó cuchara de plástico de aproximadamente 10 cm de largo
 Microscopio
 Portaobjetos
 Cinta Scotch transparente
Procedimiento:
1. Realizar la toma de muestra por la mañana al despertar el paciente previo a que defeque o efectúe su higiene.
2. Despegar la cinta adhesiva transparente del portaobjetos y enrollarla en el extremo del mango de la cuchara o
en el depresor lingual con la parte engomada hacia afuera.
3: Separar las nalgas del paciente y hacer presión con el extremo de la cuchara cubierto con la cinta en la zona
perianal.
4. Colocar nuevamente la cinta con la parte adhesiva sobre el portaobjetos.
5. Repetir esta operación durante 4 o 5 días más) con los portaobjetos testantes.
6. Una vez efectuada la recolección enviar las muestras al laboratorio para su examen.
7. Coloque la cinta con la parte adhesiva hacia adentro. Antes de examinar éste, se puede levantar la cinta adhesiva
y dejar caer una gota de aceite de inmersión en el centro del trozo de cinta y vuelva a colocar ésta en su sitio.Esto
mejorará la transparencia de la cinta.
El agregado de aceite de inmersión es opcional, porque si se quiere ver la cinta adherida al portaobjetos se puede
hacer directamente sin aceite de inmersión.
Para aumentar la probabilidad de recoger huevos, la toma debe hacerse entre las 22 hs y las 24 hs, ó a
primera hora de la mañana antes que el paciente orine, defeque o se bañe. En algunos casos es
necesario tomar varias muestras antes de llegar a un diagnóstico positivo.
El agente de salud debe lavarse las manos después de tomar la muestra; de otro modo, los huevos que tal vez
hayan contaminado las manos entrarán en la boca y producirán una infección.
HISOPADOO ESCOBILLADO ANAL
NOTA: Se puede escoger para trabajar entre los hisopos y/o las gasas, cualquiera de las dos técnicas dan buenos
resultados.
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Materiales:
 5 ó 6 hisopos o gasas (de 10 x 10 cm')
 frasco de boca ancha con tapa a rosca
 Solución salina formolada al 5%
 Gasas
 Embudos
 Varillas de vidrio
 Tubos de centrífuga
 Tubos de ensayo
 Pipetas Pasteur con perilla de goma
 Portaobjetos
 Cubreobjetos.
 Centrífuga
 Microscopio
Procedimiento:
1. Realizar la toma de muestra por la mañana al despertar el paciente previo a que defeque o efectúe su higiene.
2. Separar las nalgas del paciente y frotar suavemente con el hisopo de algodón o la gasa sobre la superficie y en
los pliegues perianales, colocando el hisopo en tubos de ensayo y las gasas en un frasco con solución salina
formolada al 5%.
3. Repetir esta operación en días consecutivos con los hisopos o gasas restantes.
4. Una vez efectuada la recolección enviar la muestra al laboratorio para su examen.
 Homogeneizar con varilla de vidrio las gasas o los hisopos contenidos en el frasco de recolección con
(solución salina formolada al 5%) (esto hace despegar los huevos del hisopo y de las gasas).
 Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en un tubo de centrífuga
 Centrifugar durante 5 minutos a 1000-1500 rpm
 Eliminar el sobrenadante. Observar el sedimento entre portaobjetos y cubreobjetos en microscopio
óptico con bajo aumento (10X).
A
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Figura 4.55 Preparación del portaobjeto para la recolección de huevos de oxiuro
Figura 4.56 Coloque el lado plano de la cucharilla debajo del portaobjetos
Figura 4.57 Separe la cinta adhesiva del portaobjetos con suavidad y dóblela sobre el extremo del mango de la
cucharilla.
Figura 4.58 Técnica de recogida de los huevos de oxiuro a un infante. Separe con la mano izquierda las posaderas
del paciente. Aplique presionando, el extremo de la cucharilla cubierto con la cinta adhesiva en varios sitios de la
piel que rodea el ano.
A) Sostenga el hisopo formado con la mano derecha, presione firmemente el portaobjetos contra el mango de la
cucharilla.
Figura 4.59 Transferencia de la muestra al portaobjetos. Coloque de nuevo la cinta de celofán sobre el
portaobjetos, con el lado adhesivo hacia abajo.
Figura 4.60 Asegurarse que la cinta esté firmemente pegada al portaobjetos con un trozo de algodón.
B
B) Observación al microscopio de los huevos de oxiuro. Contenido:
se puede encontrar un material granuloso (1) o un embrión del oxiuro
plegado sobre sí mismo (2).
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Figura 4.61 Técnica alternativa para recoger huevos de E. vermicularis. Hisopado anal y escobillado anal con
gasas.
Figura 4.62 Transferencia de la muestra a un tubo de ensayo. Sumerja el hisopo en un tubo de ensayo y
enjuáguelo bien en la solución que contiene el tubo.
Figura 4.63 Transferencia de la muestra a un portaobjetos.
Fasciola hepática (Fig. 4.64)
Tamaño: 130­145 µm
Forma: Oval, con polos redondeados
Envoltura: Lisa y suave, con una línea doble
Contenido: Una masa de células voluminosas, difíciles de distinguir, cuyos núcleos son claros y
granulosos (ajústese el tornillo del microscopio para cambiar el enfoque)
Color: Varía entre el amarillo y el pardo oscuro
Otros
Caracteres: Opérculo (O) claramente delineado en uno de los polos; en esta región la envoltura
puede estar visiblemente retraída. En el polo contrario hay un engrosamiento (E) de una pequeña
porción de la envoltura.
Los huevos se suelen encontrar en cantidad reducida en las heces fecales (en los casos de duda se
pueden hacer estudios ulteriores mediante aspiración duodenal). Los casos transmitidos por los
huevos son raros.
Fasciolopsis buski (Fig. 4.65)
Tamaño: 125–140 µm
Forma: oval
Opérculo: ligeramente menor (O) que el de Fasciola hepatica.
El huevo es muy semejante al de Fasciola hepatica (Fig. 4.64), aunque tiene las diferencias
siguientes:
a) Envoltura: más delgada, de una sola línea, con notable engrosamiento (E) en el polo contrario al
que ocupa el opérculo
b) Opérculo: ligeramente menor
c) Contenido: puede estar formado por células que refractan la luz, con una célula clara en el
centro del huevo
d) Cantidad: con frecuencia hay abundantes huevos en las heces fecales.
Heterophyes heterophyes (Fig. 4.66)
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Huevo semejante al de Clonorchis sinensis (Fig. 4.49)
Tamaño: 25­30 µm
Forma: más ovalada; el opérculo no se traslapa
Color: varía entre amarillo y pardo oscuro
Envoltura: ligeramente más gruesa que la de C. sinensis
Giba: pequeña, con forma de verruga, situada en el extremo ancho del huevo; no siempre es visible
Contenido: una masa de células, que a veces contienen grandes gránulos que refractan la luz (en el
huevo no fecundado) o un embrión ciliado.
Hymenolepis diminuta (Fig. 4.67)
Especia rara (se encuentra en heces fecales de niños)
Tamaño: 70­90 µm (considerablemente mayor que H. nana)
Forma: redonda
Color: transparente o amarillo pálido
Envoltura: sumamente gruesa:
— la envoltura externa es delgada, con líneas transversales
— la envoltura interna es muy gruesa, sin filamentos
Contenido: un embrión redondo, con 6 garfios dispuestos en forma de abanico.
Hymenolepis nana (Fig. 4.68)
Tamaño: 45­60 µm
Forma: oval, casi redonda
Envoltura: doble; membrana externa delgada y membrana interna frecuentemente más gruesa en
los polos, con filamentos que se extienden a partir de éstos (redúzcase la iluminación para poderlos
observar), mezclados con gránulos que ocupan el espacio que hay entre las dos membranas
Color: gris muy pálido
Contenido: una masa redonda (el embrión) con 6 garfios que refractan la luz, dispuestos en forma
de abanico y, con frecuencia, algunos gránulos claramente definidos en el centro.
Importante: Anótese en el registro si los huevos encontrados son abundantes o escasos.
Metagonimus yokogawai (Fig. 4.69)
Huevo semejante a los de Clonorchis sinensis y Heterophyes heterophyes (véase las Figs. 4.49 and
4.66).
Tamaño: 25–30 µm.
Forma: oval, sin salientes notables
Envoltura: sumamente gruesa (la más gruesa de los 3 huevos)
Opérculo: Más redondo que el de H. heterophyes, se traslapa menos que el de C. sinensis
Giba: Sumamente pequeña o invisible; situada en el polo contrario al del opérculo
Contenido: un embrión ciliado.
Necator americanus (Fig. 4.70)
El huevo es casi idéntico al de Ancylostoma duodenale (Fig. 4.42)
Tamaño: un poco mayor (60–80 µm) al de A. duodenale
Forma: los polos son más aplanados
Contenido: siempre contiene por lo menos 8 células (como A. duodenale en heces fecales frescas).
Opisthorchis felineus (Fig. 4.71)
Similar to the eggs of Clonorchis sinensis
Huevo también semejante al de Clonorchis sinensis (véase Fig. 4.49).
Tamaño: idéntico (25­35 µm)
Contenido: un embrión ciliado
Algunas diferencias:
(a) Forma: ligeramente menos amplio y protuberante en la base; algunos huevos son asimétricos
(b) Opérculo: se traslapa menos
(c) Giba: raras veces es visible.
Es sumamente difícil distinguir los huevos de los cuatro parásitos lanceolados orientales:
Clonorchis sinensis: redondeado, con opérculo que se traslapa claramente
Heterophyes heterophyes: redondeado, de color más oscuro
Metagonimus yokogawai: envoltura más gruesa
Opisthorchis felineus: delgado, frecuentemente asimétrico, sin giba visible.
Paragonimus westermani (Fig. 4.72)
Los huevosse encuentran principalmente en el esputo (si se degluten también se pueden observar
en las heces fecales).
Tamaño: 65–120 µm (menor que el huevo de F. buski)
Forma: oval, frecuentemente aplanado por un lado
Opérculo: sumamente característico, con un anillo notable (semeja una tapa plana)
Envoltura: engrosamiento acusado en el extremo contrario al del opérculo
Color: pardo dorado
Contenido: espacio central claro, rodeado de células cuadrangulares.
Schistosoma bovis (Fig. 4.73)
Los huevos se hallan en las heces fecales de pacientes que han comido carne de res infectada.
Tamaño: muy voluminoso (200 µm)
Forma: fusiforme, con extremos delgados que se extienden hasta cierta distancia del embrión
Espolón: largo espolón terminal
Contenido: pequeño embrión redondo que se encuentra en el centro del huevo sin llenarlo
completamente.
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Este helminto no causa enfermedades al ser humano.
Schistosoma haematobium (Fig. 4.74)
Los huevos se encuentran en la orina (véase el procedimiento para detectarlos en la sección 7.2.8)
y ocasionalmente en las heces fecales.
Tamaño: 110­150 µm
Forma: oval, con un polo notablemente redondeado
Espolón: terminal, situado en el polo opuesto
Envoltura: lisa, sumamente delgada
Color: gris o amarillo pálido
Contenido: un embrión ciliado, bien formado, envuelto por una membrana (membrana interna).
Schistosoma intercalatum (Fig. 4.75)
Huevos de aspecto semejante a los de S. haematobium (véase Fig. 4.74), que se encuentran en las
heces fecales.
Existen algunas diferencias:
Tamaño: ligeramente mayor (140­180 µm) al de S. haematobium
Espolón: terminal, más largo y delgado que el de S. haematobium
Forma: fusiforme; menos ancho que el de S. haematobium (particularmente aplanado por los lados,
hacia el polo redondo)
Contenido: un embrión ciliado envuelto por una membrana con dos depresiones (d) o melladuras,
una a cada lado, cerca de la parte media.
Schistosoma japonicum (Fig. 4.76)
Tamaño: 70­100 µm
Forma: oval, casi redonda
Color: transparente o amarillo pálido
Espolón: difícil de descubrir, lateral y sumamente pequeño; puede estar oculto por gránulos
(P) que frecuentemente se encuentran en la superficie del huevo
Contenido: un embrión ciliado muy amplio.
Schistosoma mansoni (Fig. 4.77)
Tamaño: 110–180 µm (= 3 huevos de Ancylostoma)
Forma: oval, con un polo claramente redondeado y el otro casi cónico
Espolón: Lateral, cercano al polo redondeado; voluminoso y triangular (si está oculto bajo el huevo
ajústese el enfoque del microscopio)
Envoltura: lisa, sumamente delgada
Color: amarillo pálido
Contenido: un embrión ciliado voluminoso, envuelto por una membrana (envoltura interna) como
en todas las especies de Schistosoma.
Fig. 4.66
Fig. 4.67
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Figura 4.64 Huevo de F. hepatica
Figura 4.65Huevo de F. buski E: Engrosamiento; O:
Opérculo
Figura 4.66 Huevos de Heterophyes heterophyes
Figura 4.67Huevo de H. diminuta
Figura 4.68Huevos de H. nana
Figura 4.69Huevo de Metagonimus yokogawai
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Figura 4.70 Huevo de Necator americanus
Figura 4.71 Huevo de Opisthorchis felineus
Figura 4.72 Huevo de Paragonimus westermani
Figura 4.73 Huevo de Schistosoma bovis
Figura 4.74 Huevo de Schistosoma haematobium. S: Espolón
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Figura 4.75 Huevo de Schistosoma intercalatum D:Depresión; S: Espolón
Figura 4.76 Huevo de Schistosoma japonicum G: Gránulos; S: Espolón
Figura 4.77 Huevo de Schistosoma mansoni S: Espolón
Frotis-fecal en capa gruesa con celofán para el diagnóstico de la esquistosomiasis
intestinal (técnica de Kato-Katz)
La técnica de examen de frotis fecales gruesos con celofán ha demostrado su eficacia en el
diagnóstico de la esquistosomiasis y la helmintiasis intestinales, en especial S. mansoni. Este tipo de
frotis puede prepararse sobre el terreno, conservarse en cajas para portaobjetos y enviarse a
grandes distancias para que sean examinadas en un laboratorio central en caso necesario. La
técnica no sirve para examinar larvas, quistes o huevos de ciertos parásitos intestinales. La técnica
no es adecuada para el diagnóstico de estrongiloidiasis o infecciones con protozoos o Enterobius
vermicularis.
Material y reactivo
Palillos aplicadores de madera
Rejilla de acero inoxidable, nailon o plástico (malla 60­105)
Plantilla de acero inoxidable, plástico o cartón
Portaobjetos
Celofán, 40­50 mm de grosor, tiras de 25 x 30 ó 25 x 35 mm
Tarro de fondo plano
Pinzas
Papel higiénico secante
Papel de periódico
Solución de glicerol­verde de malaquita (reactivo nº 31) (o azul de metileno) (reactivo n° 39).
Microscopio
Técnica
La manipulación de muestras fecales debe hacerse siempre con mucha precaución.
Siempre deben llevarse guantes para evitar la contaminación de los dedos.
1. Sumérjanse las tiras de celofán en la solución de glicerol ­ verde de malaquita (o azul de m
etileno) al 50 % durante al menos 24 horas antes de usarlas.
2. Transfiérase una pequeña parte del excremento a un trozo de papel viejo de periódico
3. Colóquese la rejilla sobre la muestra fecal y presiónese.
4. Con una espátula o un palillo aplicador que tenga un lado plano, raspe la superficie superior de
la rejilla para que pase al material fecal (Fig. 4.78).
5. Colóquese una plantilla sobre un portaobjetos limpio.
6. Transfiérase una pequeña cantidad de material fecal tamizado al agujero de la plantilla y llénese
cuidadosamente. Alísese la superficie con la espátula (Fig. 4.79).
7. Retírese cuidadosamente la plantilla de modo que todo el material fecal quede sobre el
portaobjetos y no haya material adherido a ella.
8. Cúbrase la muestra fecal del portaobjetos con una tira de celofán empapada en glicerol (Fig.
4.80).
9. Si hay un exceso de glicerol en la parte superior del celofán retírese con un trozo de papel
higiénico o secante.
10. Inviértase el portaobjetos y apriétese la muestra fecal contra el celofán sobre una superficie lisa
(lo más adecuado es un pedazo de azulejo o una piedra plana) para extender la muestra
uniformemente.
11. Levántese cuidadosamente el portaobjetos; de lo contrario el celofán puede desprenderse.
Deslícese suavemente el portaobjetos hacia un lado sujetando el celofán.
Con esto termina la preparación del portaobjetos. Tal vez haya que retirar el exceso de glicerol con
un trozo de papel higiénico para asegurarse que el celofán permanece en su sitio. Con un poco de
práctica, las preparaciones serán perfectas. Las diversas etapas de la preparación de la extensión
en capa gruesa se muestran en la figura 2.
Muestras fecales espesas o duras
El principal problema de la técnica de extensión en capa gruesa es la imposibilidad de ver los
huevos de helmintos en algunos excrementos de consistencia dura. En esos casos:
­ después de la preparación por el método normal, espérense 24­48 horas antes de contar los
huevos en los portaobjetos: la preparación puede tardar bastante tiempo en aclararse;
­ prepárese otro par de muestras en un portaobjetos grande (5 x 7,6 cm) y utilícese un fragmento
de celofán ligeramente mayor (35 x 35 mm); a continuación, presiónese con fuerza para aplastar la
muestra tanto como sea posible;
­ cuando se utiliza el portaobjetos grande, el excremento puede ablandarse con solución salina o
glicerol antes de tamizarlo.
Observación de las preparaciones
La preparación debe conservarse a temperatura ambiente durante al menos 24 horas antes del
examen microscópico (véase más adelante en la parte relativa a los huevos de anquilostomas). Si
se coloca el portaobjetos en una incubadora (40°C) o bajo una intensa luz fluorescente o
incandescente en el laboratorio, o a la luz del sol sobre el terreno, puede examinarse al cabo de
pocos minutos.
Para facilitar el examen microscópico, pueden ponerse una o dos gotas de eosina en solución salina
(1:100) sobre la parte superior del celofán, dejarse durante 3­5 minutos, y a continuación retirar el
exceso con un trozo de papel higiénico o secante. Con ello es más fácil observar los huevos de
Schistosoma.
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138 Fig. 2. Técnica de examen