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ISSN 1806-7115 Publicação da Sociedade Brasileira de Limnologia Dezembro de 2004 LIMNOtemas Produtividade Primária de Macrófitas Aquáticas Anderson Medeiros dos Santos Potamogeton lucens 4 LIMNOtemas é uma publicação eletrônica aperiódica da Sociedade Brasileira de Limnologia e foi criada com o objetivo de auxiliar a pesquisa, o ensino e a divulgação da Limnologia no Brasil. LIMNOtemas deverá se configurar como um meio alternativo de fazer circular conhecimentos, informações e técnicas que venham facilitar a atuação cotidiana dos limnólogos brasileiros e que possivelmente não encontrariam espaço nos meios científicos tradicionais de divulgação, seja pela extensão do material ou por suas características. EDITORES: Reinaldo Luiz Bozelli – Universidade Federal do Rio de Janeiro, Instituto de Biologia, Departamento de Ecologia, Laboratório de Limnologia, E-mail: bozelli@biologia.ufrj.br Paulina Maria Maia Barbosa – Universidade Federal de Minas Gerais, Instituto de Ciências Biológicas, Departamento de Biologia Geral, Laboratório de Ecologia do Zooplâncton, E-mail: maia@icb.ufmg.br REVISORES: Dr. Antônio F. M. Camargo – Universidade Estadual Paulista – UNESP – Campus Rio Claro, Instituto de Biociências, Departamento de Ecologia, Laboratório de Ecologia Aquática, E-mail: afmc@rc.unesp.br Dr. Cleber Palma Silva – Fundação Universidade Federal do Rio Grande, Departamento de Ciências Morfobiológicas, Departamento de Ecologia, E- mail: dmbcps@furg.br INFORMÁTICA: Andresson Salmeiro – Universidade Federal do Rio de Janeiro, Instituto de Biologia, Departamento de Ecologia, Laboratório de Limnologia Endereço para Correspondência: LIMNOtemas Laboratório de Limnologia, Bloco A, Sub-solo, Sala 011, Ilha do Fundão, Caixa Postal: 68020, CEP: 21941-590, Rio de Janeiro – RJ A CAPA: Ilustração da planta aquática Potamogeton lucens, retirada da publicação de HOEHNE, F.C. 1948. Plantas Aquáticas. Secretaria da Agricultura de São Paulo, 168p. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 1 mailto:bozelli@biologia.ufrj.br mailto:maia@icb.ufmg.br mailto:afmc@rc.unesp.br mailto: LIMNOtemas é distribuído gratuitamente, através de solicitação, a todos os sócios da SBL que estiverem em dia com a anuidade. ISSN 1806-7115 Sociedade Brasileira de Limnologia Presidente: Fabio Roland, Univ. Federal de Juiz de Fora E-mail: fabio.roland@ufjf.edu.br Vice Presidente: Andréa C. de Figueiredo, Agência Nacional de Águas E-mail: andrea@mme.gov.br Primeiro Secretário: Bias Marçal Faria, PETROBRAS E-mail: biasfaria@cenpes.petrobras.com.br Segundo Secretário: Alex Enrich-Prast, Univ. Federal do Rio de Janeiro E-mai: aeprast@biologia.ufrj.br Primeira Tesoureira: Dionéia E. César, Univ. Federal de Juiz de Fora E-mail: dioneia.cesar@ufjf.edu.br Segundo Tesoureiro: Marcelo M. Marinho, Univ. Federal do Rio de Janeiro E-mail: manzi@biof.ufrj. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 2 Sede para o Biênio 2003-2005 Universidade Federal de Juiz de Fora Instituto de Ciências Biológicas Departamento de Biologia Home Page: www.sblimno.org.br mailto:fabio.roland@ufjf.edu.br mailto:andrea@mme.gov.br mailto:biasfaria@cenpes.petrobras.com.br mailto:aeprast@biologia.ufrj.br mailto:dioneia.cesar@ufjf.edu.br mailto:manzi@biof.ufrj.br http://www.sblimno.org.br/ Produtividade Primária de Macrófitas Aquáticas Anderson Medeiros dos Santos Universidade Federal do Rio de Janeiro, IB, Dept. Ecologia, Lab. Limnologia, sala A-08. Ilha do Fundão, Cidade Universitária. CEP: 21941-590, Rio de Janeiro, RJ. dinho_limno@yahoo.com.br ; s-anderson2003@ig.com.br 1. INTRODUÇÃO Em ecossistemas aquáticos continentais, as vias básicas de entrada de energia são: a comunidade fitoplanctônica, que por muitos anos foi considerada a principal responsável pela produção de matéria orgânica, especialmente em regiões temperadas (Westlake, 1963; Davies, 1970); e a comunidade de macrófitas aquáticas, responsável pela produção de matéria orgânica principalmente em regiões tropicais, onde a maioria dos ecossistemas aquáticos apresenta pequena profundidade e extensas regiões litorâneas, possibilitando o estabelecimento de grandes áreas colonizadas por esta comunidade (Esteves, 1998). A fotossíntese é um processo central no funcionamento de todas as plantas verdes, fornecendo o esqueleto carbônico e a energia necessária para construir biomassa e sintetizar uma variedade de produtos utilizados pelas plantas no seu metabolismo. A capacidade fotossintética das plantas está diretamente relacionada a sua habilidade em utilizar a água, luz e nutrientes. Atualmente, sabe-se que a comunidade de macrófitas aquáticas é a mais produtiva da biosfera (Moss, 1993). A produção fotossintética é a fonte primaria de matéria orgânica e energia em potencial que, virtualmente todas as formas de vida, incluindo o homem, são dependentes. Além da importância direta da matéria orgânica produzida pela fotossíntese, sua produção resulta em alterações importantes na composição química do ambiente. Em particular, a fixação fotossintética do dióxido de carbono e acompanhada pela liberação de oxigênio, que teve uma conseqüência bioquímica e geoquímica bastante ampla durante a evolução da Terra e suas formas de vida. Nas condições relativamente restritas dos ambientes aquáticos, a liberação de oxigênio pode desempenhar um papel imediato no suprimento de oxigênio para respiração, especialmente em águas poluídas (Westlake, 1963). ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 3 A importância em conhecer a produtividade primária líquida (PPL) tem sido reconhecida por muito tempo, visto o papel central que desempenha no ciclo do carbono e fluxo de energia em diversos ecossistemas (Daoust & Childers, 1998). A maioria dos métodos usados para avaliar a PPL utiliza estimativas da quantidade de biomassa viva e morta (necromassa). Estes métodos diferem em seus pré-supostos e da maneira que estes valores são usados para o cálculo da PPL. Os primeiros estudos de PPL em macrófitas aquáticas eram baseados em coletas destrutivas de biomassa e necromassa, o que pode ser problemático especialmente quando se deseja mensurar a produção de uma única população vegetal, uma vez que amostras destrutivas da comunidade (p. ex. amostrar um estande heterogêneo, com várias espécies) podem introduzir variabilidade espacial e/ou temporal (Daoust & Childers, 1998). Outros estudos têm tentado evitar esse problema utilizando técnicas não-destrutivas ou parcialmente destrutivas. Geralmente, esses estudos requerem o acompanhamento de indivíduos marcados, para estimar alterações na biomassa através de relações biométricas (equações peso da planta vs. variável biométrica). O objetivo deste trabalho é sintetizar as informações disponíveis sobre este tema amplo e importante que é a produção primária, com ênfase na comunidade de macrófitas aquáticas. Serão abordadas questões relativamente simples, como a definição de termos mais utilizados, fatores que influenciam a fotossíntese e alguns dos métodos mais utilizados para o calculo da PPL, além de um apanhado dos trabalhos publicados no Brasil sobre este tema. 2. DEFINIÇÕES Diversos termos são encontrados na literatura para designar os elementos envolvidos tanto na descrição de populações naturais e/ou artificiais (cultivadas), dinâmica dessas populações, quanto no cálculo da produtividade primária. Muitas vezes, esses termos podem causar confusão visto que nem sempre a tradução desses termos para a língua portuguesa é possível ou bem entendida. Nesta seção, tentaremos esclarecer os termosmais utilizados na literatura que aborda o presente tema, sendo que a maioria deles pode ser encontrada em Art (2001). Biomassa - Quantidade total de todo material biológico, a massa combinada de todos os animais e plantas, ou de uma determinada população, que habitam uma área ou volume específico, expressa como peso seco por área (gramas por metro quadrado, quilogramas por ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 4 hectare ou libras por acre). Geralmente na ecologia vegetal, o termo biomassa faz referencia ao material biológico vivo, isto é, todo material constituído de tecidos verdes ou clorofilados, que caracteriza um estado fisiológico ativo. A quantificação da biomassa expressa em unidades diferentes, como libras.acre-1 e kg.m-2, pode ser rapidamente convertidas por constantes mas, quando diferentes critérios são aplicados (como peso seco e peso seco livre de cinzas), é necessário o uso de fatores de conversão quando o objetivo seja comparar comunidades diferentes (Tabela 1). O peso seco é geralmente obtido secando amostras representativas em estufa a 104-105o C até peso constante. Algumas vezes, é preferível secar o material a 60o C para evitar a perda de constituintes voláteis (Westlake, 1963) Tabela 1: Fatores de correção de quantificação de biomassa para as unidades mais comuns encontradas na literatura (Westlake, 1963). . para de kg.m-2 kg.m-2 t.ha-1 (toneladas por hectare) 0.1 10.0 t.acre-1 0.2471 4.047 lb.yd-2 (libras por jardas) 0.5429 1.842 Por exemplo, se em uma amostra de biomassa de macrófitas aquáticas forem coletados 0,5 kg.m-2 e deseja-se expressar esse valor em t.ha-1, basta multiplicar a massa coletada por dez (0,5 x 10 = 5 toneladas por hectare). “Standing crop” (colheita ou safra “em pé”) - O peso (fresco, seco, seco livre de cinzas) que pode ser amostrado em uma dada área a qualquer tempo é chamado de standig crop. Este termo, adaptado da agricultura, (em desuso) é usado para macrófitas emergentes. Não necessariamente inclui toda uma população e partes inacessíveis da planta (parte subterrânea), pois estas partes podem ser omitidas devido ao método amostral. A omissão dessas partes pode constituir uma grande proporção da massa total da planta, especialmente em regiões temperadas onde há um investimento de energia alocada para tecidos de reserva durante o outono, e que pode gerar uma grande diferença no standing crop de uma mesma área ou população, de acordo com o período amostral (Westlake, 1963). Necromassa (biomassa “morta”) - Peso total de organismos mortos, por unidade de superfície ou volume de água. Algumas vezes usado em relação a partes mortas de organismos vivos, como a cascas das árvores ou as folhas secas. Da mesma forma que ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 5 biomassa na ecologia vegetal, o termo necromassa faz referencia ao material biológico inativo, isto é, todo material não mais constituído de tecidos verdes ou clorofilados. Necromassa aderida à planta (“Dead standing material”) - Necromassa que ainda se encontra aderido à planta mas não faz parte dos detritos. Detritos (“litter” ou “detritus”) – Necromassa não mais aderia à planta que já se encontra em processo de decomposição. Produção - Termo geral para o acúmulo de biomassa criado por um nível trófico numa determinada área ou ecossistema. A taxa de produção por um determinado período de tempo chamada de produtividade, embora os termos sejam usados com freqüência de maneira intercambiável. Descreve um processo ecológico. Produção primária - Síntese de matéria orgânica (biomassa) através da fotossíntese ou da quimiossíntese no primeiro nível trófico de uma dada comunidade. Produção primária bruta (PPB) - Fotossíntese total de uma comunidade ou população; quantidade de energia armazenada através da fotossíntese, somada à consumida através da respiração animal e vegetal, numa comunidade ou sistema ecológico específicos. Geralmente expressa em quilocalorias por metro quadrado, ou matéria orgânica seca (peso seco), ou carbono em gramas por metro quadrado. Produção primária líquida (PPL) - Quantidade total de energia produzida e armazenada por fotossíntese numa comunidade ou sistema ecológico específicos (produção primária bruta), menos a quantidade consumida (perdas) durante a respiração pelos organismos fotossintetizadores. A PPL é expressa como peso seco (gramas) de tecido, conteúdo de energia de tecidos ou conteúdo de carbono, por unidade de área ou volume, e é a quantidade de energia disponível para níveis tróficos superiores. Além da respiração, as perdas a serem consideradas incluem também a morte de partes senescentes ou doentes (geralmente por fungos e bactérias) da planta, danos físicos, herbivoria e. Se todas as perdas são somadas ao aumento observado da biomassa vegetal, é obtida a produção primaria bruta. A produção primaria liquida é algumas vezes, definida sem qualquer correção para as perdas entre os períodos amostrais, e que em alguns casos pode ser bastante substancial (Westlake, 1963). ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 6 Produtividade - Taxa de produção, biomassa criada numa dada área (ou volume) ou ecossistema, por um período de tempo específico. Produtividade primária - Ritmo com que a energia, na forma de compostos orgânicos produzidos por organismos fotossintéticos e/ou quimiossintéticos, é armazenada na população vegetal, comunidade ou no grupo de comunidades ecológicas. Produtividade primária líquida (PPL) - Taxa (diária ou anual) da produção primária líquida, que é a taxa da produção de energia química utilizável pelos vegetais num ecossistema. É igual à taxa da produção total de energia pelas plantas no ecossistema, menos o ritmo com que parte dessa energia é por elas utilizada através da respiração celular, e as perdas que ocorrem durante o tempo de produção. A PPL é expressa como peso seco (gramas) de tecidos por área por tempo ou conteúdo de energia de tecidos (Kcal) por área por tempo. Produção primaria líquida abaixo do solo (“net below-ground primary production”) - Medida da produção primária líquida apenas de partes vegetais que se desenvolvem abaixo da superfície do solo (raízes, rizoma, tubérculos, etc). Produção primaria líquida acima do solo (“net above-ground primary production”) - Produção primária líquida de partes vegetais que se desenvolvem apenas acima da superfície do solo (que pode estar inundado). 3. FATORES QUE INFLUENCIAM A PRODUTIVIDADE PRIMÁRIA O crescimento das plantas depende da sua capacidade de incorporar carbono atmosférico em compostos orgânicos, através do uso de energia luminosa absorvida durante a fotossíntese. Este processo consiste em 2 etapas: 1) uma reação fotoquímica inicial, que capta a energia luminosa em pigmentos de absorção (clorofila e pigmentos acessórios) produzindo NADPH mais ATP e; 2) posteriormente, o CO2 atmosférico é reduzido e incorporado bioquimicamente em carboidratos. 3.1. Luz De toda radiação solar incidente sobre os vegetais, apenas a fração compreendendo 400 a 700 nm que é absorvida. Essa faixa de radiação é chamada de radiação fotossinteticamente ativa (PAR – “photosynthetically active radiation” ou RFA - radiação fotossinteticamente ativa). A taxa de fotossíntese das dos produtores primários aumenta conforme o aumento da PAR por que a capacidade de redução do CO2 atmosférico é aumentada através de reações fotoquímicas. A difusão do CO2 através dos estômatos, tem um papel importante na taxa ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 7 máxima fotossintética alcançada em elevadas intensidades luminosas. A resposta fotossintética a luz pode variar consideravelmenteentre as espécies vegetais e entre as folhas de um mesmo indivíduo. 3.2. CO2 O dióxido de carbono é o substrato primário para a fotossíntese. A taxa fotossintética aumenta linearmente com o aumento da concentração de CO2 intracelular. Isto ocorre quando este se encontra em pequenas concentrações e a enzima catalisadora da reação (Ribulose Bifosfato – Rubisco) ainda não está saturada. Foi sugerido que a baixa produção anual de macrófitas de água doce comparado a sistemas marinhos litorais se deve a concentrações limitantes de carbono inorgânico encontradas pelas primeiras (Stevenson, 1988). Carbono inorgânico dissolvido (CID) está presente em água como CO2, H2CO3, HCO3-, e CO32- e as proporções relativas são largamente dependentes do pH (Wetzel, 1983). CO2 é a forma preferida de carbono para fotossíntese das plantas aquáticas; porém, sua concentração é geralmente baixa comparada a HCO3-, quando o pH da água está acima de 6,5 (Sand-Jensen, 1983). Muitas espécies de plantas aquáticas podem incorporar HCO3- para fotossíntese quando a concentração de CO2 é baixa. Acredita-se que isto confere uma vantagem competitiva sobre espécies incapazes de utilizar HCO3-, permitindo a exploração de ambientes com elevados valores de pH (por exemplo, Sand-Jensen, 1983; Simpson & Eaton, 1986). Porém, taxas de fotossíntese são tipicamente inferiores em ambientes saturados de HCO3- que em ambientes saturados de CO2, refletindo uma capacidade de transporte reduzida por HCO3- comparada ao gás carbônico (Sand-Jensen, 1983). Além disso, estudos experimentais mostraram que as taxas de fotossíntese de Potamogeton pectinatus e P. craspus, duas macrófitas enraizadas capazes de incorporação de HCO3-, foram reduzidas em elevados valores de pH sugerindo que a absorção de HCO3- pode ser inibida por elevadas concentrações de CO32- (Sand-Jensen, 1983). 3.3. Temperatura A temperatura afeta antes de tudo a taxa de abertura estomatal (Larcher, 1986)(não está na bibliografia) e esta é dependente da energia disponível para o mecanismo de movimento (transporte de íons). A fotossíntese aumenta conforme a temperatura devido ao aumento da atividade enzimática. Em elevadas temperaturas, a difusão do CO2 e a fotorrespiração ficam ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 8 limitadas (o máximo de temperatura para fotossíntese líquida é a temperatura mais alta a qual todo o CO2 liberado pela respiração é reassimilado). Se a temperatura se eleva acima disso, o CO2 começa a escapar (Larcher, 1986), não mais aumentando a taxa fotossintética. Finalmente, em temperaturas extremas, a integridade do sistema fotossintético é rompida e a taxa fotossintética diminui. Se a temperatura aumentar ainda mais, o declínio é irreversível. A temperatura da água influencia a produtividade de plantas aquáticas controlando a taxa à qual as reações químicas acontecem (Simpson & Eaton, 1986, Kirk, 1994). A maioria dos processos biológicos funcionam em uma taxa máxima num ótimo de temperatura ou em uma faixa de temperaturas, com taxas diminuindo conforme a temperatura se afasta desse ótimo. Preferências de temperatura variam entre e dentro das espécies, sazonalmente e geograficamente, destacando a necessidade em se pesquisar o crescimento de plantas em uma e ao longo das estações (Madsen & Adams, 1989). 3.4. Água Para fixar carbono, as plantas precisam perder água, simplesmente por que a difusão do vapor d’água e do CO2 se dão pelo mesmo local (estômato). Enquanto os estômatos estão abertos e o CO2 é difundido internamente para os locais de fixação, o vapor d’água é difundido, pelo caminho inverso, para a atmosfera que é menos úmida (gradiente de concentração). Existem períodos durante o dia, especialmente nas manhãs, que a quantidade de água perdida por unidade de carbono fixada é menor (i.e., a eficiência no uso da água é maior). Particularmente, durante períodos de seca, as plantas podem fechar os estômatos ao meio-dia, período em que a perda de água por carbono fixado é menos favorável. As macrófitas aquáticas não enfrentam o problema de limitação por água, o que garante a elevada produtividade dessa comunidade. 3.5. Velocidade da Água A produtividade primária de macrófitas aquáticas, em águas correntes, é geralmente maior quando comparado a ecossistemas lênticos. Isto ocorre porque a troca de substâncias dissolvidas (fósforo, nitrogênio, oxigênio e carbono) é facilitada pela redução da zona de interface (“boundary layer”) na superfície das plantas (Madsen & Adams, 1988; Stevenson, 1988). Madsen e Warncke (1983) mostraram que a velocidade da corrente em locais altamente colonizados por vegetação submersa pode ser reduzida a mais de 90% do que em ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 9 áreas abertas, mas estas baixas velocidades não eram suficientes para promover uma produtividade elevada. A taxa de absorção de fósforo em Ranunculus penicillatus foi aumentada em velocidade de fluxo entre 5 e 45 cm/s (Werner e Weise, 1982 citado em Carr et al., 1997). Em velocidades mais altas, o crescimento e a fotossíntese de macrófitas submersas normalmente é inibido pela corrente. Estudos de campo também mostraram uma correlação negativa entre biomassa e velocidade (10 a 100 cm/s) no rio, Alberta, Canadá (Chambers et al., 1991). Assim, uma pequena velocidade de corrente é importante para reduzir a zona de interface e aumentar a difusão (nutrientes e CO2) aumentando a produtividade. 3.6. Nutrientes Os nutrientes podem afetar a performance fotossintética de uma forma relativamente direta, uma vez que o nitrogênio e o fósforo estão envolvidos nas reações fotossintéticas. Os efeitos diretos dos nutrientes na fotossíntese são mais marcantes para nitrogênio, visto que a maior parte deste elemento encontrado nas folhas, está contido na enzima fixadora de carbono, Rubisco. Desta forma, não é surpresa alguma a forte correlação positiva encontrada entre a capacidade fotossintética e o conteúdo de nitrogênio nas folhas. Porém, esta relação só é verdadeira se outros fatores como a radiação solar, não são limitantes. Houve um debate, há muito na literatura, relativo à importância de fósforo (P) e nitrogênio (N) regulando a produtividade de macrófitas aquáticas. Alguns pesquisadores afirmam que estes nutrientes são importantes fatores “limitantes-de-crescimento” (Chambers et al., 1991). Há numerosos casos de crescimento luxuriante de plantas em culturas com águas eutrofizadas (Peltier e Welch, 1969). Esta pode ser uma importante ferramenta para o gerenciamento e manejo de ambientes aquáticos continentais, que usualmente sofrem com o problema da eutrofização. Maiores informações podem ser encontradas em Thomaz & Bini (2003). 3.7. Sazonalidade da fotossíntese A quantidade de fotossíntese realizada pela folha durante sua vida depende de uma série de fatores: 1) da sua capacidade fotossintética intrínseca; 2) quantidade de recursos limitantes disponíveis e; 3) o tempo de permanência da folha à planta. Considerando-se este aspecto, quanto mais a folha fica aderida na planta maior é o retorno (em termos de carbono fixado) dos recursos investidos para formá-la e mantê-la. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 10 Além da relação direta entre a longevidade da folha e o ganho fotossintético, há uma relação inversa entre a longevidade foliar e a capacidade fotossintética. Folhas de plantas com elevadas taxas de crescimento não vivem muito tempo, mas apresentam uma elevada capacidade fotossintética e uma baixa eficiência no balanço hídrico (perda de água). A capacidade fotossintética da folha muda com a idade. As maiores taxas são obtidas próxima ao período de maior expansão foliar, depois do quala capacidade de fixação começa a declinar. 3.8. Metabolismo C4 Por possuírem um mecanismo efetivo de bombeamento de CO2 as plantas C4 são capazes de saturar a fotossíntese líquida em menores concentrações internas de CO2 que as plantas C3. Desta forma, o fechamento dos estômatos induzidos por estresse (hídrico, luminoso) tende a ter um efeito muito maior na taxa fotossintética das plantas C3 comparadas com as plantas C4. Enquanto a fotossíntese das plantas C3 e C4 é afetada de maneira diferencial pela abertura estomatal, a taxa de transpiração não o é. Esta simples relação tem uma profunda influencia na eficiência do uso da água (o quanto de carbono e fixado por unidade de água perdida). Como conseqüência, as espécies de plantas C4 tendem a serem mais comuns em ambientes, por exemplo, onde o uso conservativo da água fornece uma importante vantagem seletiva. Outra diferença fisiológica importante entre as plantas C3 e C4 refere-se à eficiência em fixar carbono em diferentes temperaturas, quando a intensidade luminosa é baixa. As plantas C4 têm um “rendimento luminoso” menor devido ao custo extra, associado a este ciclo bioquímico (precisam de duas moléculas adicionais de ATP para regenerar a PEP Carboxilase). Em baixas temperaturas (entre 10 e 20 oC) o rendimento luminoso das plantas C3 pode ser até 30% maior que as plantas C4. Todavia, esta diferença favorece as plantas C4 em temperaturas elevadas devido à ausência de fotorrespiração nas plantas C4. A fotorrespiração reduz o rendimento luminoso das plantas C3 em elevadas temperaturas. O resultado é a redução da fotossíntese líquida nas plantas em elevadas temperaturas porque o CO2 previamente fixado é perdido. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 11 4. ESTIMATIVA DA PPL A produtividade primária líquida (PPL) é freqüentemente usada como medida do crescimento potencial de espécies vegetais e sua subseqüente contribuição para o ecossistema (Linthurst & Reimold, 1978). Para se determinar a PPL de macrófitas aquáticas diversos métodos foram delineados ajustando-se aos diferentes habitats nos quais este grupo pode ocorrer (Smalley, 1959; Wiegert & Evans, 1964; Milner & Hughes, 1968; Mathews & Westlake, 1969; Valiela, et al., 1975; Dickerman et al., 1986; Symbula & Day, 1988). Muitos métodos destrutivos (“harvested”) podem subestimar PPL porque não levam em conta, de maneira adequada, o desaparecimento do tecido vegetal morto entre as sucessivas amostragens (Linthurst & Reimold, 1978). Porém, os métodos que incorporam em suas equações diferentes termos para corrigir perdas de biomassa durante a estação de crescimento, apresentam diferentes pressupostos como, por exemplo, assumir como sendo negligível a perda de biomassa durante a estação de crescimento; e que as taxas de produção de um sistema são balanceadas pelas taxas de decomposição. Caso esses pressupostos não sejam atendidos, as estimativas de PPL podem ser bastante discrepantes (Kirby & Gosselink, 1976; Linthurst & Reimold, 1978; Dickerman, et al., 1986) Outro problema freqüentemente observado é que a PPL de plantas superiores, medida através das alterações de biomassa ao longo do tempo, é válida apenas para populações onde os indivíduos morrem numa mesma época. Em várias comunidades, no entanto, os módulos botânicos podem morrer ao longo da estação de crescimento, enquanto novos módulos também podem nascer (Mathews & Westlake, 1969). Em regiões tropicais, as populações vegetais dificilmente apresentam uma estação de crescimento definida. O crescimento, produção e distribuição das macrófitas aquáticas emergentes em regiões tropicais são influenciados, por exemplo, pela variação do nível da água (Junk & Piedade, 1993 a e b; Palma-Silva et al., 2000; Villar et al., 1996; Santos & Esteves, 2002). Durante todo o ano ocorre o surgimento (produção) e o desaparecimento (mortalidade e decomposição) de material vegetal. Desta forma, os métodos tradicionais para estimar a PPL que foram concebidos em regiões temperadas, podem apresentar resultados bastante discrepantes quando aplicados em ambientes tropicais. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 12 5. MÉTODOS PARA O CÁLCULO DA PPL 5.1. Coleta de Biomassa A primeira etapa para a estimativa da produtividade de macrófitas aquáticas é a coleta de biomassa. Aqui, duas questões básicas surgem: qual a área da amostragem e quantas réplicas fazer e qual a freqüência amostral? Na maioria das vezes estas decisões dependem do tipo de trabalho, acuracidade desejada e na relação custo x benefício, uma vez que a maior precisão da estimativa de produtividade implica em mais horas de trabalho em campo, mais horas de trabalho em laboratório e maior custo operacional (gastos com combustível, barqueiro, alimentação, diárias, etc). Em geral, para coletas destrutivas (remoção de biomassa), uma área de 50 x 50 cm é adequada para a maioria das macrófitas aquáticas quando elas formam um estande monoespecífico (homogêneo). Quando a espécie estudada estiver localizada em estandes mistos, com mais de uma espécie (heterogêneos), é desejável executar uma coleta piloto, com amostradores de áreas diferentes e um maior número de réplicas (entre 5 e 10). Após essa etapa, plotar o número de amostras contra o coeficiente de variação da biomassa até a estabilização deste (Fig. 1). Este mesmo procedimento é indicado para determinar o número de réplicas em um estande homogêneo. Em relação à freqüência amostral, as coletas de biomassa em campo são realizadas em geral, com uma freqüência mensal. Aqui, deve-se observar o ciclo de vida das espécies estudadas. Macrófitas que apresentam um ciclo de vida relativamente mais longo (p.ex. Typha) podem ser amostradas em intervalos maiores, sem muito prejuízo nas estimativas da PPL. Plantas que apresentam ciclo de vida mais curto e/ou uma elevada taxa de decomposição (geralmente são macrófitas submersas ou enraizadas c/ folhas flutuantes), um intervalo grande entre as amostragens pode acarretar em medidas de PPL subestimadas, pois as perdas de biomassa (por mortalidade, decomposição e herbivoria em menor grau), entre uma coleta e outra serão maiores. Quando o método utilizado para estimar a PPL necessitar do acompanhamento de coortes (métodos demográficos), os indivíduos precisam ser marcados. Em geral, essa marcação é feita com etiquetas plásticas numeradas, evitando fazer a marcação com “canetas de retroprojetor” pois a tinta é fotodegradável e após algumas semanas a marcação pode ser perdida. Esses métodos são aplicados com melhores resultados para macrófitas emergentes (Typha, Eleocharis etc) mas também foram empregados com sucesso para Eichhornia azurea ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 13 (Coutinho, 1989). Outra alternativa para a marcação das plantas é utilizar cola plástica colorida. 10 15 20 25 30 35 40 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 No. de amostras C V (% ) Figura 1: Exemplo do procedimento para a determinação do número de réplicas para amostras destrutivas (harvested) de biomassa de macrófitas aquáticas. Neste caso, o coeficiente de variação estabiliza a partir da 6a réplica. 5.2. SSM Dickerman et al. (1986) Neste método demográfico, os módulos botânicos são marcados e a cada visita ao local de coleta são tomadas medidas do tamanho do módulo, número de folhas por módulo e o estado fenológico dos módulos. Conjuntamente são feitas coletas de biomassa e regressões para se determinar através destas medidas, o incremento de biomassa dos módulos marcados (“summed shoot maximum – SSM”). Desta forma, a biomassa máxima anual (somatório) de cada módulo é obtida, a despeito de quando esta é registrada (não necessariamente no final de estação de crescimento).A PPL anual é calculada pelo somatório da biomassa máxima anual de todos os módulos marcados. 5.3. Santos & Esteves (2002) Este método é uma modificação do SSM Dickerman et al., (1986). Ao invés de multiplicar a biomassa máxima de cada modulo botânico, este método multiplica a biomassa do maior módulo entre todos os encontrados em uma coorte. Este procedimento possibilitou estimar o potencial máximo de incorporação de biomassa para cada coorte, já que todos os indivíduos da coorte teriam, potencialmente, a mesma capacidade de incorporação. Este método assume que não existe diferença no genótipo dos caules, isto é, os indivíduos seriam clones. Desta forma, os fatores que poderiam regular a incorporação de biomassa para cada caule (competição, mortalidade e herbivoria), durante a época de crescimento, seriam eliminados (Santos & Esteves, 2002). Outra vantagem desse método sobre o SSM e a Curva de Allen é que ele não sofre interferência dos fatores dependentes de densidade. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 14 5.4. Curva de Allen (Mathews & Westlake, 1969) O método da Curva de Allen consegue detectar muitas características do crescimento e desenvolvimento das populações, particularmente fases de aparente produção negativa e elevada mortalidade (Mathews & Westlake, 1969). Este método calcula a produção da coorte graficamente, relacionando a biomassa média por módulo botânico com a densidade dos módulos. A produção da coorte é equivalente a área total abaixo da curva apresentada na Figura 2. O procedimento em estimar a produção primaria de cada coorte plotando o número de indivíduos (“shoot”) contra a biomassa média por indivíduo durante um período de tempo (método da curva de Allen), possui uma relativa vantagem a outros métodos uma vez que não é sensível a mudanças na freqüência amostral (Wetzel & Pickard, 1996). As premissas do método da Curva de Allen são: assim que a coorte é recrutada e começa a crescer, seu numero declina exponencialmente a um valor mínimo e que o peso médio por individuo aumenta exponencialmente até um máximo, antes da morte do indivíduo. 0 20 40 60 80 100 120 0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35 0,4 0,45 Peso seco médio dos caules (g PS.caule-1) D en si da de d os c au le s (in d. m -2 ) 0 20 40 60 80 100 120 0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35 0,4 0,45 Peso seco médio dos caules (g PS.caule-1) D en si da de d os c au le s (in d. m -2 ) FIGURA 2: Exemplo da Curva de Allen utilizado para estimar a produção de Eleocharis interstincta na lagoa de Jurubatiba, Macaé, RJ. A PPL é proporcional a área do gráfico limitada acima pela linha contínua, a direita pela linha pontilhada e abaixo pelo eixo X. A área rachurada também deverá ser incluída para o cálculo da PPL desta coorte. A PPLA é calculada pelo somatório da PPL de cada coorte. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 15 5.5. Wetzel & Pickard (1996) O método de “freqüência de tamanho” (Tabela 2)foi delineado primeiramente pare estimar a produtividade secundária de invertebrados bentônicos (Hynes, 1961), cuja maioria das populações não apresenta uma coorte definida, como é o caso da maioria das macrófitas aquáticas em regiões tropicais. Wetzel & Pickard (1996) adaptaram o método para macrófitas aquáticas emergentes (Typha latifolia). Este método (que também requer coletas sucessivas) quantifica as mudanças em números de indivíduos e biomassa entre classes de tamanho, e não entre períodos amostrais. Além disso, a população precisa ser separada em classes de tamanho e as informações sobre o número de indivíduos e o peso de cada indivíduo a cada classe de tamanho, sejam obtidas a cada período amostral. A vantagem desse método sobre os demais métodos demográficos, é a não necessidade de acompanhar os indivíduos (rametes, shoots, brotos) desde o nascimento até a morte. Essa quantificação (estimar as taxas de natalidade e mortalidade) é feita entres as classes de tamanho, evitando assim uma rotina laboriosa. Tabela 2: Exemplo do calculo da PPLA de Typha latifolia pelo método de freqüência de tamanho (modificado de Wetzel & Pickard, 1996). Classe de tamanho Tamanho (cm) No. Peso Biomassa ∆N W P= ∆N x W x 16 8 80-89 0,63 2,74 1,73 0,25 3,4 0,85 13,60 9 90-99 0,88 3,97 3,49 0,35 4,5 1,58 25,20 10 100-109 1,23 5,07 6,24 0,32 6 1,92 30,72 11 110-119 0,91 6,84 6,22 0,04 7,1 0,28 4,54 12 120-129 0,95 7,33 6,96 0,32 9,1 2,91 46,59 13 130-139 0,63 10,9 6,87 0,33 12,4 4,09 65,47 14 140-149 0,3 14 4,20 0,05 14 0,70 11,20 15 150-159 0,25 14,1 3,53 0,11 14,2 1,56 24,99 16 160-169 0,14 14,3 2,00 0,14 14,3 2,00 32,03 Biomassa 41,24 254,35 PPLA = 254,35 g PSLC m-2 em 180 dias. Onde: No. = numero médio de indivíduos por classe de tamanho por dia; Peso = o peso (gramas de pese seco livre de cinzas – g PSLC) médio dos indivíduos; Biomassa = No. x Peso ∆N = variação de No. entre as classes de tamanho (No(classe 9) - No(classe 8)); W = peso médio entre as classes de tamanho (Peso/No.); x 16 = fator de correção para m2 (neste caso, os autores trabalharam com uma área de 25 x 25 cm, i. e. 1/16 de 1 m2). ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 16 5.6. Piedade et al. (1991) Esses autores desenvolveram um método para estimar a produtividade, específico para a gramínea C4 Echinochloa polystachya, mas este método não faz correções para as perdas. NPPst = Nt (nt wit + nt wlt) onde: t = tempo (meses) NPPst =PPL dos módulos botânicos (g m-2) no mês t; Nt = densidade média dos módulos no mês t (m2); nt = no. médio de inter-nós no mês t por planta; wit = massa média por inter-nó (g) formada no mês t; wlt = massa média por folha (g) formada no mês t. 5.7. Junk & Piedade (1993b) Este método é similar ao de Milner & Hughes (1968) porém, uma estimativa de 10 e 25% é assumida como perdas (decomposição, mortalidade e herbivoria) durante a fase de crescimento. Apesar de estar localizados nos trópicos, as comunidades vegetais da região Amazônica têm uma estação de crescimento bem definida, bastante similar ao padrão das regiões temperadas. De acordo com esse método, o aumento da produção primária líquida pode ser obtido pela seguinte equação: NPP = NPP to∫0 dB + p.B dt se dB > 0 NPP = NPP to∫0 p.B dt se dB < 0; onde: NPP = aumento da produção primaria liquida (t) p = porcentagem da biomassa (decomposição) B(t) = biomassa em função o tempo. A vantagem desse método é a não necessidade em acompanhar a coorte e, em um experimento específico (“litter bags”, “leaf packs”) para determinar a taxa de decomposição. Um ponto negativo é que como não se sabe qual é a taxa de decomposição real (ou valores aproximados de literatura), para uma dada população vegetal num dado local, as estimativas (10 e 25%) podem ser bastantes discrepantes. Santos & Thomaz (em prep.) relataram que uma taxa de 25% de decomposição para Eichhornia azerea e Polygonum ferrugineum ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 17 superestima em até 88% a produtividade calculada pelo método de Symbula & Day (1988) na planície do rio Paraná. 5.8. Wiegert & Evans (1964) Wiegert & Evans (1964) propuseram um método para avaliar a produtividade primária baseado em alterações na biomassa viva e na taxa de decomposição dos detritos. Este método requer o cálculo da taxa instantânea de decomposição para corrigir as perdas por mortalidade, usando réplicas de quadrados pareados. Todo material vivo em dois quadrados dividindo uma mesma borda é cortado e o detrito de um dos quadrados é retirado e pesado. Depois de um intervalo conhecido o detrito remanescente do outro quadrado também é retiradoe a taxa de decomposição (gramas por grama por dia) dos detritos (ri) é: ri = [ln(m0/m1)]/(t1-t0) Onde: m0 é a massa do detrito em t0. A porção do material morto que desaparece (xi) a qualquer intervalo é: xi = [(ai + ai-1)/2]ri ti Onde: ai-1 é a quantidade de todo material morto no começo do intervalo, ai é a quantidade de todo material morto no final do intervalo ti. Alterações na biomassa (∆b) e no material senescente (∆a) são: ∆b = bi – bi-1 e ∆a = ai – ai-1 A mortalidade (di) é determinada usando tanto a porção do material morto que desaparece como alterações no material senescente: di = xi + ∆ai Finalmente, a produção líquida (yi) é calculada como o somatório das alterações na biomassa e mortalidade: yi = ∆bi + di 5.9. Pico de biomassa Um dos métodos mais antigos para se avaliar a PPL é baseado no incremento de biomassa durante a estação de crescimento. Ele é particularmente adequado para comunidades que apresentam uma flutuação anual marcante na biomassa e que estão sujeitas a poucas perdas (mortalidade e herbivoria) durante o período de crescimento. Se a biomassa ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 18 inicial ou perdas que ocorrerem antes do máximo forem negligíveis, a determinação somente da biomassa máxima é considerada como satisfatória. (Westlake, 1963). Este método não faz correções para as perdas de biomassa durante a estação de crescimento, sendo que a PPLA é o valor máximo da biomassa durante o ano. Não é apropriado para estimar a produtividade de regiões tropicais. 5.10. Milner & Hughes (1968) Este método considera apenas as alterações positivas na biomassa (presume-se um acumulo constante de biomassa) para todos os períodos amostrais, e não traz qualquer correção para as perdas: NAAP = ( )Σ ∆bi i=1 n 5.11. Smalley (1959) Este método considera uma fração indeterminada da vegetação viva perdida entre os intervalos amostrais incluindo, nos cálculos, alterações positivas que ocorrem nos detritos durante o intervalo em questão. Segundo Kirby & Gosselink (1976), este procedimento pode subestimar a produtividade primária líquida real. Além disso, este método também ignora uma aparente produção negativa, tendendo a erros ao longo do período amostral (Kirby & Gosselink, 1976). O método de Smalley também considera alterações positivas na biomassa porém, faz correções para perdas: PPLA = ∆b + ∆a quando ∆b > 0 e ∆a >0; = 0 quando ∆b < 0 e ∆a <0; = ∆b quando ∆b > 0 e ∆a <0; = ∆b + ∆a quando ∆b < 0 e ∆a >0. Se o somatório for positivo então a PPL é igual a soma, senão igual a zero. 5.12. Valiela et al. (1975) ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 19 Este método faz correções para perdas durante a estação de crescimento adicionando o termo e às alterações na biomassa (∆b), onde: e = - ∆a quando ∆b > 0 e ∆a <0; e = - (∆b +∆a) quando ∆b < 0 Se apenas o material vivo contribui para o material senescente, então e não pode ser negativo. Se e for negativo em qualquer intervalo amostral, considera-se nulo. Como este método também assume um acúmulo de biomassa, o termo e se comporta de forma muito irregular quando aplicado para macrófitas aquáticas emergentes em regiões tropicais, acarretando em estimativas bastante imprecisas (Santos & Esteves, 2004). 5.13. Symbula & Day (1988) Este método, delineado originalmente para medir a produtividade em raízes, é exatamente igual ao método de Wiegert & Evans (1964), com a seguinte modificação: se ai - ai-1 < 0 então o termo da decomposição se torna ai-1 - ai, isto é, assume-se que todo material detrital produzido ficou acumulado. Quando ∆a está decrescendo, xi {[(ai + ai-1)/2] ri ti)k} pode ser subestimado aplicando a taxa de decomposição a média do material morto de um dado intervalo de tempo (Symbula & Day, 1988). PPLA = Σ PPLk = Σ ((bi – bi-1) + (ai – ai-1) + [(ai + ai-1)/2] ri ti)k n n 1 1 b = massa das a = massa das i = amostra atu Santos & melhor perform 5.14. M Para mac as taxas fotos primária. Ess medir produçã em frascos cla ou 12C) ou oxi ____________ k = partes viv partes mor al; Esteves ance em acrófitas S rófitas sub sintéticas, es método o primária ros e escur gênio disso ________ k = as; tas; n = número dos intervalos amostrais; i-1 = amostra anterior; ri = taxa instantânea de decomposição; ti = tempo transcorrido. (2004) relataram que este é o método destrutivo que apresenta a estimar a PPL. ubmersas mersas, são utilizados, com maior freqüência, métodos que estimam que representam, por conseguinte, medidas indiretas da produção s seguem os mesmos princípios básicos daqueles empregados para fitoplanctônica. Usualmente, a planta (ou partes dessa) é incubada os e as alterações das concentrações de carbono (pelo método do 14C lvido monitoradas (Fig. 3). ____________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 20 Testes que compararam taxas fotossintéticas com taxa real de crescimento, baseados em alterações de peso seco, foram realizados por Lipkin et al. (1986). Estes autores utilizaram, para várias espécies de macrófitas submersas, técnicas de incorporação de 14C e 12C e liberação de oxigênio como medidas das taxas fotossintéticas e, após compararem com as medidas de crescimento em biomassa, chegaram às seguintes conclusões: • o método do 14C (em combinação com a respiração medida pela técnica do oxigênio) resultou em boas predições da PPL real de Ceratophyllum, mas o mesmo não ocorreu com Gracilaria, uma macroalga; • no caso de Gracilaria, os resultados indicaram que as taxas de crescimento estimadas a partir das medidas de fotossíntese e respiração pelas técnicas do 12C e do oxigênio aproximaram-se da taxas de crescimento real; e • o emprego de rotina padronizada, sem testes prévios de sua validade para as condições ambientais ou espécies utilizadas, pode levar a conclusões errôneas. Alguns dos problemas associados com as técnicas que visam a medir a produção primária a partir de taxas fotossintéticas são: (1) necessidade de observações freqüentes; (2) problemas de conversão de fotossíntese bruta em líquida; (3) retenção de gases no interior do aerênquima, especialmente no caso do oxigênio dissolvido; (4) utilização da porção apical da planta, que normalmente é a mais ativa, para medir fotossíntese; (5) interrupção do fluxo de nutrientes a partir do sedimento, caso a planta seja removida antes das incubações; (6) resistência da zona de interface às trocas gasosas entre os tecidos vegetais e o meio aquático; e (7) transferência dos gases da fase aquosa para a fase gasosa. Sorrel & Dromgoole (1986) recomendam que as medidas de trocas gasosas em macrófitas submersas sejam realizadas, preferencialmente, utilizando as concentrações de CO2 do meio aquático. De acordo com esses autores, a despeito da resistência oferecida pela zona de interface ("boundary layer") à transferência de gases, o gás carbônico possui alta solubilidade, sendo mais dificilmente transferido da fase aquosa para a gasosa, como ocorre com o oxigênio (Thomaz, et al.,no prelo). ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 1 Figura submers frasco p para res ∆t= tem Respiraç RPlanc = Respiraç Rm.a. = F Produçã PlPlanc = Ap para pe aquático trabalho cunho d Um Brasil fo autor re dá uma Em fascicul de 1975 _______ FR.Planc FP.Planc ∆t O2 ou CO2 Água escuro claro FRm.a. FPm.a. Água + plantas 3: Esquema de um protocolo para estimar a produtividade de macrófitas aquáticas as. F0 = frasco de encubação inicial de água (fixar O2 dissolvido na hora); FR Planc= ara respiração planctônica; FP Planc= frasco para produção planctônica; FR m.a.= frasco piração damacrófita aquática; FP m.a.= frasco para produção da macrófita aquática; po decorrido (usualmente 4 horas). ão da comunidade planctônica: (F0 - FR Planc).vol. do frasco-1.∆t-1 ão das macrófitas aquáticas: 0 - (FR Planc - FR m.a.).g PS-1.∆t-1 o líquida da comunidade planctônica: (FP Planc - F0).vol. do frasco-1.∆t-1 Produção líquida das macrófitas aquáticas: Plm.a. = FPm.a. - (FP Planc - F0).g PS-1.∆t-1 Produção bruta da comunidade planctônica: PbPlanc = PlPlanc + RPlanc Produção líquida das macrófitas aquáticas: Pbm.a. = Plm.a. + Rm.a. 6. PRODUTIVIDADE PRIMÁRIA NO BRASIL esar da grande importância das macrófitas aquáticas em fornecer alimento e abrigo ixes e invertebrados, ciclagem de nutrientes e outros elementos nos ecossistemas s, poucos estudos foram feitos no Brasil enfocando a produção. Grande parte dos s com macrófitas aquáticas realizados no Brasil, em periódicos especializados, são de escritivo, listagem de espécies ou variação da biomassa. dos primeiros trabalhos sobre a produtividade primária de macrófitas aquáticas no i feito por Marlier, (1962) no Lago Redondo, Manaus (citado por Junk, 1970). Este lata que a produtividade de Paspalum repens foi de 1000 g PS m-2 em 2,5 meses, que produção de 50 t ha-1 ano-1. 1984, Junk & Howard-Williams relataram a produtividade de Paspalum atum em 45 t PS ha-1 durante um período de crescimento de setembro de1974 a maio . Junk (1986) avaliou a produtividade de Ludwigia densiflora, uma das principais F0 _________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 2 espécies que cresce na fase seca (outubro a dezembro – 1981) na ilha Marchantaria, próxima à Manaus. Para um período de 100 dias de fase seca, essa espécie alcançou 16 t ha-1. Piedade et al. (1991) estudou a gramínea C4 Echinochloa polystachya, também na ilha Marchantaria. A produção primaria líquida anual estimada para esta espécie foi de 9930 (± 670) g PS m-2, e uma taxa de crescimento relativo de 25,9 g PS m-2 d-1. Em outro trabalho, Junk & Piedade (1993b) ampliaram tanto a área amostral quanto o número de espécies de macrófitas aquáticas, que foram investigadas perto da confluência do Rio Negro, Manaus. Nesta importante contribuição científica, os autores mediram a produtividade primária de espécies C3 e C4, e propuseram um método para estimativa de produtividade bastante simples, que traz correções para perdas durante a estação de crescimento (ver métodos para o cálculo da PPL). A produtividade dessas espécies é mostrada na tabela 3. Tabela 3: Produtividade primaria de 4 espécies de macrófitas aquáticas na região Amazônica. A produtividade foi estimada somando as perdas de 0, 10 e 25% da biomassa respectivamente. Produtividade (t PS ha-1) + perdas (%) Espécie Metabolismo Tempo de crescimento (dias) 0 10 25 Paspalum fasciculatum C4 230 57,6 70 Paspalum repens C4 120 22 27 33 Luziola spruceana C3 110 5,5 6.3 7,6 Oryza perennis 120 17,2 23 27 A produtividade primária de Nymphoides indica e Pontederia cordata na Represa do Lobo (SP) foi estimada segundo a fórmula proposta por Ricker (1946), que originalmente foi usada para estimar a produtividade em peixes (Menezes et al., 1993). P= [(ln PS2 – ln PS1) x (B1 + B2)/2 ]/(T2 – T1) (Ricker, 1946). Onde: P= produtividade (g PS m-2 d-1) para cada parte da folha; ln PS2 e ln PS1 = logaritmo natural do peso seco médio nos tempos 1 e 2 (mg PS); B1 e B2 = biomassa nos tempos 1 e 2 (g PS m-2); T2 - T1 = intervalo entre as coletas (dias). ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 24 Nymphoides indica apresentou uma produtividade de 0,68g PS m-2 d-1 para limbo e 1,78g PS m-2 d-1 para pecíolo, enquanto Pontederia cordata 0,12 g PS m-2 d-1 para limbo e 0,91g PS m-2 d-1 para pecíolo. Pompêo & Moschini-Carlos (1997) foram um dos primeiros autores a estimar a produtividade primária de uma macrófita submersa. O objeto de estudo foi Utricularia gibba, na Lagoa Dourada, Brotas (SP). Eles utilizaram o método de frascos claro e escuro, e a determinação da variação do O2 dissolvido, pelo método de Winkler. Este método é comumente utilizado para medir a produtividade da comunidade fitoplanctônica. Foram colocadas porções apicais da planta (15 cm) em frascos de 250 ml incubados por 3 horas e a variação do O2, convertida para mg de carbono. A PPL máxima foi entorno de 5 µg C mg PS- 1 h-1, e a produtividade estimada para toda a represa em diferentes profundidades foi: 2-3 m = 3,18 mg C m-2 h-1; 3-4 m = 4,28 mg C m-2 h-1. No Pantanal Matogrossense Penha et al (1998) estimaram o crescimento da macrófita emergente Pontederia lanceolata. O crescimento dessa espécie é ajustado às variações no nível da água, com uma grande variação das taxas de crescimento relativo, de 0.002 g ind.-1 d.-1 no final da enchente (junho), a 0.026 g ind.-1 d.-1 no inicio da enchente (outubro). O crescimento acumulado foi de 35.41 g ind.-1 ano-1 . Camargo & Florentino (2000) analisaram a produtividade de Nymphaea rudgeana pelo método proposto por Junk & Piedade (1993), no rio Itanhaém, litoral do estado de São Paulo. A produtividade estimada durante 303 dias, assumindo perdas por decomposição de 10 a 25%, foi de 2,51 e 3,17 t/ha respectivamente.. A maior produtividade foi entre novembro de 1994 e fevereiro de 1995, onde em 78 dias houve uma produtividade de 1,8 para 10% e 2,0 t/ha para 25% de perdas. A variação da biomassa foi causada pela interferência de Pistia stratiotis e Salvinia molesta, duas macrófitas flutuantes. Nas lagoas costeiras da região norte-Fluminense, Palma-Silva et al. (2000) utilizando o método de Smalley, relatou que a produtividade primária de Eleocharis mutata pode alcançar até 18,9 g PS.m-2d-1. Santos & Esteves (2002) estimaram a produtividade de E. interstinca, uma macrófita emergente. A PPL variou de 0,54 a 1,84 g PS m-2d-1, com uma estimativa anual de 1013 g PS m-2 ano-1. Esses autores também encontraram uma correlação positiva entra a produtividade e o nível da água na lagoa de Jurubatiba (Figura 4). ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 25 PPA= 0.0096*(Média do nível d'água) + 0.7745 R2 = 0.30 0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 1,6 1,8 2 0 20 40 60 80 1 Média do nível d'água (cm) PP A (g P S m -2 d- 1 ) 00 Figura 4: Correlação entre o nível da água e a produtividade primária aérea (PPA) de Eleocharis interstincta. A correlação foi significativa ao nível de 0,05 (Santos & Esteves, 2002). A importância da comunidade de macrófitas aquáticas para a ecologia dos ambientes aquáticos continentais é reconhecida há muito tempo. Ainda há uma carência enorme, no Brasil, tanto de estudos taxonômicos como estudos de distribuição desse grupo tão diversificado. Esse tipo de informação é de grande importância, pois permite o monitoramento de espécies invasoras à medida que os ambientes aquáticos são alterados pela atividade antrópica. Outra área de grande importância principalmente para manejo e gerenciamento de ambientes aquáticos é a ecofisiologia de macrófitas aquáticas. Estes estudos (experimentais e empíricos) permitem o conhecimento dos limites ecológicos das espécies (potencial de crescimento, resistência, resiliência, limites de ocorrência, entre outros) facilitando sobremaneira a tomada de decisões. Como foi visto, vários fatores afetam, de formas diferentes, a produtividade primária e o conhecimento desses fatores ainda é bastante escasso no nosso país. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 26 7. BIBLIOGRAFIA Art, H. W. (2001). Dicionário de ecologia e ciências ambientais. 2a. Ed. São Paulo, Editora UNESP / Companhia Melhoramentos, 2001. 583 p. Camargo, A. F. 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No. de rametes marcados comprimento dos rametes (cm) comprimento máximo Biomassa (g PS) 1 5.5 43.1 59.5 68.4 77.3 76.8 77.3 0.3026 2 11.2 48.9 59.5 68.9 68.8 68.5 68.9 0.2696 3 17 50.6 61.4 65.6 65.55 65.5 65.6 0.2567 4 12 41.7 50.3 50.5 49.4 50.5 0.1974 5 16.3 16.3 0.0635 6 8 46 57.5 76.1 75.5 74.5 76.1 0.2979 7 4.5 39.4 51.5 60 61 61 0.2386 8 14.5 31.55 48.6 68 66.9 65.8 68 0.2661 9 11.5 40.5 47 47.8 47.8 0.1868 10 9.5 54 55.7 73.3 84.7 84.7 0.3316 11 22.7 38.5 45.2 47 47 0.1837 12 3.5 43.1 60.9 82 83.5 82.6 83.5 0.3269 13 26.6 50.4 61 74.5 75.4 75.2 75.4 0.2951 14 28.7 52.3 59.5 77.8 77.8 0.3045 15 22.5 35.1 47.7 49.5 49.5 0.1935 16 21.5 48.2 56.85 65.5 66.5 66 66.5 0.2602 17 5 48.2 63 72.5 82 81.2 82 0.321 18 21 47.9 58 70 71 69.2 71 0.2778 19 9.7 50.5 61.2 72.4 72.4 0.2833 20 29.3 29.3 0.1143 21 25.5 45.5 52 52.4 52.4 0.2049 22 9 9 0.035 23 27 27 0.1053 24 6.5 48.3 58 62.45 66.9 66.3 66.9 0.2618 25 10.5 10.5 0.0408 26 7.4 45 58.5 73.2 73.2 0.2865 27 28 40.2 42.5 43 44 44 0.1719 28 11.5 11.5 0.0447 29 21.5 53.8 58.5 58.5 58.5 57.9 57.2 58.5 0.2288 30 6 52.1 66 84.6 84.6 0.3313 31 13.5 45.4 55.7 60.2 60.2 60.2 0.2355 32 18 33 39.2 40.7 40.7 0.159 33 18.5 46.8 56.1 62.5 62.5 0.2445 34 19.6 37 46.5 44.5 46.5 0.1817 35 25.5 45.7 53.5 50.7 53.5 0.2092 36 8 40.5 47.3 49.7 49.7 0.1943 37 28 54.1 61.65 69.2 67.6 66 69.2 0.2708 38 2.5 53.2 69.1 77.05 85 84.75 84.5 85 0.3328 39 18.5 20.8 20.8 0.0811 40 10.5 46 53.15 60.3 60 60.4 60.4 0.2362 41 5.6 50.5 65.2 81.5 81.5 82 82 0.321 42 22.5 47 61 69.3 72.1 71.2 70.5 72.1 0.2822 43 7.5 47.3 57 70.6 70.5 70.6 0.2763 44 5 5 0.0194 45 17.5 52.5 63.7 76.4 76.4 0.2991 Comprimento 14.98 45.12 55.92 64.23 69.3 71.74 69.55 ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 31 médio (cm) Biomassa média por ramete (g PS) 0.058 0.176 0.219 0.251 0.271 0.281 0.2722 Densidade.m-2 240 202.7 197.3 197.3 122.7 85.33 21.333 somatório 10.025 gPS.m-2 53.468 Dickerman et al (1986) gPS.m-2.d-1 0.457 85 0.3328 somatório 14.977 Santos & Esteves (2002) gPS.m-2 79.878 Tempo entre as amostragens (dias) 0 14 25 43 53 73 101 Neste exemplo, foram marcados 3 quadrados permanentes de 25 x 25 cm em um estande homogêneo da macrófita aquática emergente Eleocharis interstincta. Todos os rametes marcados constituíram uma coorte, e foram monitorados até a morte de todos eles. Na mesma época da marcação, foi coletada uma amostra (destrutiva) de biomassa em que os rametes foram medidos e pesados. Isto possibilitou através de regressão linear (necessária para todos os métodos demográficos), estimar a biomassa dos rametes marcados em campo a partir do seu comprimento. A equação obtida foi a seguinte: LN (peso seco) = -5.557 + (1.0032 x LN(comprimento)); r = 0,96; n = 107. Para calcular a PPL dessa coorte com o método de Dickerman et al (1986), basta somar a biomassa máxima registrada para cada ramete durante o tempo de vida da coorte. Podemos observar que a biomassa máxima dos rametes foi obtida em diferentes tempos. Assim, a PPL da coorte é obtida com o somatório de todos os rametes, dividido por 3 (três quadrados permanentes) e multiplicado por 16 para expressar o resultado em metros quadrados (25 x 25 cm = 1/16 de metro quadrado). ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 32 Para expressar o resultado em g PS m-2d-1, basta dividir o resultado pelo tempo de vida da coorte. O tempo de vida dessa coorte, desde a marcação até a morte de todos os rametes, foi de 101 dias. Porém, no primeiro dia de marcação da coorte, já se observava um comprimento significativo de alguns rametes, como é o caso do ramete número 27, que apresentava um comprimento de 28 cm. Como as coortes foram acompanhadas continuamente é necessário então somar o número de dias da coleta anterior (que neste caso é de 16 dias) pois 16 dias anterior à marcação da coorte foi o tempo necessário para que o ramete 27 crescesse até 28 cm. No método de Santos & Esteves (2002), a PPL é calculada multiplicando a biomassa máxima dentre todos os rametes da coorte (neste caso é de 0,3328 g PS) pela densidade inicial da coorte (240 rametes.m-2). Para calcular a PPL pelo método da Curva de Allen, é necessário integrar a área do gráfico formada pela biomassa média por ramete (eixo X) e a densidade dos rametes por metro quadrado (eixo Y) durante o tempo de vida da coorte. ________________________________________________________________________ LIMNOtemas – número 4 33 Anexo 2: Exemplo do procedimento de cálculo da PPL com alguns dos métodos destrutivos. Intervalo entre as coletas (dias) somatório PPL (gPS m-2d-1) 0 27 16 17 12 13 23 12 13 15 17 17 182.0 Biomassa (g PSm-2) 123.2 136.7 144.3 142.6 118.8 82.8 129.5 89.4 163.8 95.9 180.6 130.6 Necromassa (g PSm-2) 53.8 84.4 87.0 104.7 70.1 35.5 78.1 53.4 91.8 152.4 104.0 78.3 ∆b 13.5 7.7 -1.7 -23.8 -36.0 46.7 -40.1 74.4 -67.8 84.7 -50.0 ∆a 30.6 2.6 17.8 -34.6 -34.6 42.6 -24.7 38.3 60.6 -48.4 -25.7 Milner & Hughes (1968) 13.5 7.7 0.0 0.0 0.0 46.7 0.0 74.4 0.0 84.7 0.0 226.9 1.25 10% 13.7 14.4 14.3 11.9 8.3 13.0 8.9 16.4 9.6 18.1 13.1 13.5 7.7 0.0 0.0 0.0 46.7 0.0 74.4 0.0 84.7 0.0 Junk & Piedade (1993b) 27.2 22.1 14.3 11.9 8.3 59.6 8.9 90.7 9.6 102.7 13.1 368.4 2.02 44.1 10.3 16.1 0.0 0.0 89.3 0.0 112.7 -7.2 84.7 0.0Smalley (1959) 44.1 10.3 16.1 0.0 0.0 89.3 0.0 112.7 84.7 0.0 357.1 1.96 e 0.0 0.0 -16.1 58.4 70.6 0.0 64.8 0.0 7.2 48.4 75.7 13.5 7.7 -1.7 34.6 34.6 46.7 24.7 74.4 -60.6 133.1 25.7 Valiela et al (1975) 13.5 7.7 34.6 34.6 46.7 24.7 74.4 133.1 25.7 394.9 2.17 Wiegert & Evans (1964) ri 0.005 xi 9.3 6.9 8.1 5.2 3.4 6.5 3.9 4.7 9.2 10.9 7.7 di 39.9 9.5 25.9 0.0 0.0 49.1 0.0 43.1 69.8 0.0 0.0 yi 53.4 17.1 24.2 -23.8 -36.0 95.8 -40.1 117.4 2.0 84.7 -50.0 yi 53.4 17.1 24.2 95.8 117.4 2.0 84.7 394.6 2.17 Symbula & Day (1988) ri 0.005 xi 9.3 6.9 8.1 5.2 3.4 6.5 3.9 4.7 9.2 10.9 7.7 di 39.9 9.5 25.9 39.9 38.0 49.1 28.6 43.1 69.8 59.3 33.5 yi 53.4 17.1 24.2 16.1 2.1 95.8 -11.4 117.4 2.0 144.0 -16.5 yi 53.4 17.1 24.2 16.1 2.1 95.8 117.4 2.0 144.0 472.1 53.4 Neste exemplo, foram realizadas coletas de biomassa e necromassa durante um intervalo de 182 dias. No método de Milner & Hughes (1988), são computadas apenas alterações positivas na biomassa entre os intervalos amostrais, i. e. ∆b > 0. No exemplo do método de Junk & Piedade (1993b), foi escolhido uma taxa de decomposição de 10% da biomassa que é adicionada à ∆b se ∆b > 0. O método de Smalley (1959) já apresenta o resultado do somatório de ∆a e ∆b, respeitando os pressupostos do método. Na primeira linha do método de Valiela et al (1975), é mostrado o resultado do termo e que é somado à ∆b. No método de Wiegert & Evans (1964), é assumido uma taxa de decomposição (ri) de 0,005. O método de Symbula & Day (1988) é idêntico ao método de Wiegert & Evans (1964) apenas com a modificação no termo ∆a quando ∆a < 0.
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