AULA 5 - COPROLOGIA E PARASITOLOGIA II - PREPARAÇÃO DOS MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO EM COPROLOGIA E PARASITOLOGIA

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AULA 5 - COPROLOGIA E PARASITOLOGIA II: PREPARAÇÃO DOS MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO EM COPROLOGIA E PARASITOLOGIA
 Prof a: Jairlane Garcia De Freitas 
EXAME PARASITOLÓGICO 
Escarro (expectorado ou aspirado )
Fígado e Pulmão;
Sangue, Nódulos linfáticos, Medula Óssea e Baço;
Úlceras Cutâneas, Urina;
Biópsia ou Curetagem nas bordas das lesões;
LCR;
Tecidos (musculares e Subcutâneo);
Raspados e Material de Biópsia Córnea;
Fezes.
COLETA E PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS FECAIS 
 Tipos de amostras:	
	
- Fezes emitidas espontaneamente
- Fezes emitidas através do uso de laxantes: fosfato de sódio e sulfato de sódio tamponado
COLETA E PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS FECAIS 
Fatores considerados na coleta das fezes:
- Tipo de recipiente utilizado para coleta
- Idade da amostra
- Volume de material
- Utilização de medicamentos interferentes.
COLETA E PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS FECAIS 
Informações básicas:
Nome do paciente
Número de identificação
Idade
Data e horário da coleta
Nome do médico (opcional)
COLETA E PRESERAÇÃO DE AMOSTRAS FECAIS 
Coleta de fezes sem conservantes:
	As fezes devem ser recolhidas em recipientes limpos isentos de contaminação com urina ou com outros elementos do meio externo.
	
COLETA E PRESERAÇÃO DE AMOSTRAS FECAIS 
 
 Coletar 3 amostras com 2 dias ou mais de intervalo.
 Não ingerir os seguintes medicamentos antes da coleta: antibióticos, antidiarréicos, hidróxido de magnésio, bário e óleo mineral.
COLETA E PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS FECAIS 
Estabilidade das Amostras após a evacuação
Líquidas: Até 30 minutos
Pastosas: Até 1 hora
Sólidas: Até 24 horas
COLETA E PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS FECAIS
Preservação das amostras:
Refrigeração (3-5°C) - Preservação de ovos e cistos por vários dias.
Larvas de S. stercoralis e de ancilostomídeos podem sofrer alterações morfológicas, assim como trofozoítos de protozoários.
COLETA E PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS FECAIS
Preservação das amostras:
Conservantes/Fixadores (1:3)
- Formaldeído 5 ou 10%
- MIF (mertiolato-iodo-formaldeído)
- SAF (acetato de sódio-ácido acético-formaldeído)
- APV (álcool polivinílico)
- Schaudinn
- Bicromato de potássio  para oocistos de coccídios
EXAME MACROSCÓPICO
- Consistência das fezes (formadas, pastosas, cíbalos, diarréicas ou líquidas)
- Aspecto fecal (normal, mucosa, sanguinolenta ou mucos-sanguinolenta)
- Exame da superfície da amostra proglotes de Taenia, Ascaris ou Enterobius adulto.
EXAME MICROSCÓPICO
 Métodos diretos 
Técnicas de concentração (gerais e específicos)
Métodos de contagem
Métodos especiais e de coloração
Visam demonstrar a presença de: ovos e larvas de helmintos; cistos ou trofozoítos de protozoários; oocistos ou esporocistos de coccídios e esporos de microsporídios.
EXAME MICROSCÓPICO
I- MÉTODOS DIRETOS 
é um método indicado principalmente para a pesquisa de trofozoítos de protozoários em fezes diarréicas recém emitidas (no máximo 30 minutos após coleta). Outras formas de parasitas podem ser encontrados. A identificação macroscópica é útil no diagnóstico das diversas infestações parasitárias.
 Métodos diretos 
Exame direto a fresco 		
Exame direto com lugol
Procedimentos eficazes apenas nas infestações maciças.
É um método bastante econômico, mas requer bastante prática por parte do examinador. Deve ser utilizado juntamente com outras técnicas, leitura com objetivas de 10 e 40X.
II.TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO
As técnicas de concentração fazem parte dos procedimentos de rotina de um exame para a pesquisa de parasitos e de organismos que não foram observados no exame direto a fresco. 
II.TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO
Os objetivos dessas técnicas são:
Aumentar o número de cistos, oocistos, ovos e larvas na preparação;
Eliminar grande parte dos detritos fecais;
As técnicas de concentração são indicadas para separar cistos e oocistos de protozoários e ovos de helmintos dos detritos fecais, por meio da densidade.
II.TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO
Exemplos:
Técnica de Hoffman
Técnica de Faust
Técnica de Ritchie
Técnica de Willis
Técnica de Baermann
Técnica de Rugai
 III. MÉTODOS DE CONTAGEM
MÉTODO DE STOLL
		É utilizado principalmente para avaliar quantitativamente as infecções causadas por ancilostomídeos. O número de ovos de outros helmintos também pode ser avaliado por essa técnica e a quantidade de vermes albergada pelos pacientes calculada, levando-se em conta a consistência das fezes através de constantes previamente estabelecidas.
 III. MÉTODOS DE CONTAGEM
2. MÉTODO DE KATO-KATZ
		Esta técnica é uma adaptação do método de Kato-Miúra para torná-lo quantitativo. É simples e de fácil execução, sendo o método de escolha para a pesquisa de helmintos, sobretudo Schistosoma mansoni. Entretanto não é recomendado para contagem de ovos de ancilostomídeos e Hymenolepis nana (após uma hora de preparo). Não é adequado para visualização de protozoários e larvas de helmintos.
IV. MÉTODOS ESPECIAIS DE COLORAÇÃO
1. Swab Anal
		
	Método baseado na biologia do Enterobius vermicularis. As fêmeas migram para a região anal e perianal, onde fazem sua desova; os ovos permanecem aderidos à mucosa nessa região. Assim, são facilmente coletados com fita adesiva. Eventualmente pode ser utilizado para coletar ovos de Taenia.
IV. MÉTODOS ESPECIAIS DE COLORAÇÃO
	2. Tamisação das fezes
		
	Método para pesquisa de proglotes de Taenia, por meio de lavagem e peneiragem das fezes coletadas durante 24 horas. Este processo oferece vantagem por permitir o diagnóstico diferencial entre T. solium e T. saginata após clarificação e observação das proglotes.
IV. MÉTODOS ESPECIAIS DE COLORAÇÃO
IV. MÉTODOS ESPECIAIS DE COLORAÇÃO
	3. Hematoxilina Férrica
		
	Método de coloração para protozoários intestinais, os quais tomam a cor azulada ou cinzenta com estruturas nucleares em preto. Os corpos cromatóides dos cistos das amebas e inclusões, tais como bactérias ou então hemácias no citoplasma dos trofozoítos, coram-se de preto.
» É uma técnica complicada por apresentar várias etapas para sua execução.
IV. MÉTODOS ESPECIAIS DE COLORAÇÃO
	4. Coloração pelo Tricrômico
		
	Método de coloração para protozoários intestinais, os quais tomam a cor verde-azulada. A cromatina nuclear, corpos cromatóides, hemácias e bactérias coram-se de vermelho ou púrpura escuro. O material de fundo, usualmente cora-se em verde, contrastando com o protozoário. 
IV. MÉTODOS ESPECIAIS DE COLORAÇÃO
	5. Método de Kinyoun
		Método de coloração utilizado para o diagnóstico de parasitos protozoários intestinais oportunistas, como Cryptosporidium e Isospora. Cora estruturas álcool-ácido resistentes com fucsina contrastadas com verde-malaquita ou azul de metileno.
Parasitos Intestinais (diagnosticados por exames de fezes)
  
Protozoários
Giardia lamblia Cisto ou trofozoíto
Entamoeba histolytica Cisto ou trofozoíto
Entamoeba coli* Cisto ou trofozoíto
Iodamoeba butschilli* Cisto ou trofozoíto
Endolimax nana* Cisto ou trofozoíto
Chilomastix mesnili	 Cisto ou trofozoíto
Blastocystis hominis	 Oocisto
Cryptosporidium parvum Oocisto
Isospora belli Oocisto
Parasitos Intestinais (diagnosticados por exames de fezes)