Bioquimica - Donald Voet, Judith G Voet - 3a ed modificado_4 (2)

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al DNA bicatenario pero mucho más fuertemente al promotor 
lac. La secuencia del promotor que el represor Iac protege de 
la digestión con nucleasa posee una simetría prácticamente 
palindrómica. Pese a ello, los experimentos de protección 
a la metilación y los estudios mutacionales índican que el 
represor no está unido al promotor de forma simétríca. 
El represor y la RNA polimerasa compiten por los mismos 
sitios de unión en el promotor. 
La presencia de glucosa reprime la transcripción de ope- 
rones que especifican ciertos enzimas catabólicos, a través 
de la mediación de AMPc. Tras unirse a AMPc, que sólo es 
producido en ausencia de glucosa, la proteína activadora de 
los genes de los catabolitos (CAP) se une a los promotores 
de ciertos operones, como el operón lac, activando su trans- 
cripción. Los dos dominios equivalentes de unión al DNA 
de CAP, que presentan una simetría doble, se unen cada 
uno de ellos al surco mayor de su DNA diana a través de un 
motivo hélice-vuelta-hélice, que está presente en numero- 
sos represores procarióticos. La unión entre estos represores 
y sus DNAs diana está mediada por asociaciones mutua- 
mente favorables entre estas macromoléculas, más que por 
cualquier tipo de interacción específica entre los pares de 
bases y las cadenas laterales de los aminoácidos análogas al 
apareamiento de bases de Watson y Crick. La transcripción 
de araBAD está controlada por CAP-AMPc y AraC a través 
de un complejo de AraC con dos sitios de unión, ara02 y 
aral, interacción que provoca la formación de un lazo en el 
DNA. En este sistema, AraC regula también su propia 
síntesis uniéndose al sitio ara01 de forma que reprime la 
transcripción del gen araC. La expresión del operón trp, de 
E. coli, está regulada tanto por represión como por atenua- 
ción. Tras unirse al triptófano, que actúa de correpresor, el 
represor trp se une al operadór trp bloqueando la transcrip- 
ción del operón trp. Cuando el triptófano está disponible, 
gran parte de los transcritos de trp que han escapado a la 
represión son terminados prematuramente en la secuencia 
trpL, debido a que el transcrito contiene un segmento que 
forma una estructura de terminador normal. Cuando el 
triptofanil-tRNATrp escasea, los ribosomas se detienen en 
dos codones Trp en tándem del transcrito trpL. Esto permite 
que el RNA recién sintetizado forme una estructura de 
horquilla alternativa que impide la formación del termina- 
dor. Existen otros operones regulados por atenuación. La 
respuesta severa es otro mecanismo por el cual E. coli 
acopla la velocidad de transcripción a la disponibilidad de 
tRNAs cargados para la traducción. Cuando un tRNA car- 
gado especificado por la secuencia del mRNA es escaso, el 
factor severo en los ribosomas activos sintetiza ppGpp, 
compuesto que inhibe la transcripción del rRNA y de algu- 
nos mRNAs al tiempo que estimula la transcripción de otros 
mRNAs. 
Los transcritos de mRNA procarióticos no requieren de 
procesamiento adicional. Sin embargo, los mRNAs eucarió- 
ticos poseen una caperuza en el extremo 5' que es añadida 
enzimáticamente, y en la mayoría de los casos presentan 
una cola de poli(A) también producida enzimáticamente. 
Además, los intrones de los transcritos primarios de los 
· mRNA eucarióticos (hnRNAs) son escindidos de forma pre- 
cisa, y sus exones flanqueantes son empalmados para gene- 
rar los mRNAs maduros en un proceso mediado por 
El dogma central de la biología molecular establece que 
'DNA produce RNA produce proteína· (pese a que el RNA 
puede también "producir" DNA). Sin embargo, existen 
enormes variaciones en la velocidad con que las diferentes 
proteínas son producidas. Ciertos enzimas, como los del 
operón lac, se sintetizan únicamente cuando las sustancias 
que metabolizan están presentes. El operón lac está forma- 
do por las secuencias de control lacP y lacO, seguidas por 
los genes organizados en tándem de la ~-galactosidasa 
(lacZ), de la galactósido permeasa (lacY) y de la tiogalactósi- 
do transacetilasa (lacA). En ausencia de inductor, que fisio- 
lógicamente es la alolactosa, el represor lac, que es el pro- 
ducto del gen lacl, se une al operador (lacO), de forma que 
impide la transcripción del operón lac por parte de la RNA 
polimerasa. La unión del inductor provoca que el represor 
libere el operador, lo que permite que los genes estructura- 
les lac sean transcritos a un único mRNA policistrónico. Los 
mRNAs se asocian transitoriamente con los ribosomas, diri- 
giéndolos para la síntesis de los polípéptidos codificados 
por ellos. ' 
El holoenzima RNA polimerasa, de E. coii, posee una 
estructura de subunidades a2~P' <J. Comienza la transcrip- 
ción sobre la cadena con sentido de un gen en una posición 
designada por su promotor. La región más conservada del 
promotor es la caja de Pribnow, centrada sobre la posición 
-10, que tiene la secuencia consenso TATAAT. La región 
de -35 está también conservada en los promotores eficien- 
tes. Los estudios de protección a la metilación indican que 
el holoenzima forma un complejo de iniciación "abierto" 
con el promotor. Tras la iniciación de la síntesis de RNA, la 
subunidad o se disocia del núcleo del enzima, el cual catali- 
za entonces la elongación de la cadena en dirección 5' - 3' 
de manera autónoma. La síntesis de RNA es terminada por 
un segmento del transcrito que forma una horquilla rica en 
G + C, con una cola de oligo(U) que se disocia de forma 
espontánea del DNA. Las secuencias de terminación que 
carecen de estas secuencias requieren la ayuda del factor 
rho para realizar una terminación correcta de la cadena. En 
el núcleo de las células eucarióticas, las RNA polimerasas 1, 
II y III catalizan, respectivamente, la síntesis de los precur- 
sores de rRNA, de los hnRNAs y de los tRNAs + RNA de 
SS. El promotor mínimo de la RNA polimerasa I se extiende 
entre los nucleótidos -7 y +6. Muchos promotores de la 
RNA polimerasa II contienen una secuencia conservada 
TATAAAA, la caja TATA, situada alrededor de la posición 
-27. Los potenciadores o aumentadores son activadores de 
la transcripción que pueden ocupar posiciones y orientacio- 
nes variables respecto del sitio de inicio de la transcripción. 
Los promotores de la RNA polimerasa III están situados 
dentro de las regiones transcritas de sus genes, entre las 
posiciones +40 y +80. 
Los procariotas pueden responder rápidamente a cambios 
ambientales, en parte gracias a que la traducción de los 
mRNAs comienza durante su transcripción, y en parte debi- 
do a que la mayoría de los mRNAs son degradados entre 1 
y 3 minutos después de su síntesis. La expresión ordenada 
en el tiempo de conjuntos de genes en algunos bacteriófa- 
gos está controlada por cascadas de factores o. El represor 
lac es una proteína tetramérica de subunidades idénticas 
que, en ausencia de inductor, se une de forma no específica 
Resumen del capítulo 
950 Resumen 
< 
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lítico, catalizada por el propio RNA del intrón. Los tRNAs 
procarióticos son escindidos de sus transcritos primarios y 
recortados de forma muy parecida a los rRNAs. En la 
RNasa P, uno de los enzimas que intervienen en este proce- 
samiento, la subunidad catalítica es un RNA. Los transcritos 
de tRNA eucarióticos también requieren la escisión de un 
corto intrón y la adición enzimática de una secuencia -CCA 
3' -terminal para formar el tRNA maduro. 
Capítulo 29. Transcripción 951 
Bibliografía 
snRNPs que tiene lugar en los espliceosomas. El transcrito 
primario de los rRNAs de E. coli contiene los tres rRNAs 
junto con algunos tRNAs. Estos son escindidos y recortados 
por endonucleasas y exonucleasas específicas. Los rRNAs 
están también modificados por la metilación de nucleósidos 
específicos. Los rRNAs eucarióticos de 185, de 5,85 y de 
285 son transcritos de manera similar a los procarióticos, en 
un precursor de 455 que es procesado de forma análoga a 
los rRNAs de E. coli. El intrón del pre-rRNA de Tetrahymena 
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Yanofsky, C., Attenuation in the control of expression of 
bacteria! operons, Nature 289, 751-758 (1981). 
14. ¿Por qué no se observan transcritos primarios de rRNA 
en E. co/i silvestres? 
13. ¿Por qué los mutantes rets: son defectuosos en la trans- 
cripción in vivo de los operones his y trp? 
12. Charles Yanofsky y sus colaboradores han sintetizado 
un RNA de 15 nucleótidos que es complementario al 
segmento 1 del mRNA de trpL (pero sólo parcialmente 
complementario al segmento 3). ¿Cuál es su efecto so- 
bre la transcripción in vitro del operón trp? ¿Cuál es su 
efecto si el gen trpL contiene una mutación en el seg- 
mento 2 que desestabiliza la horquilla 2 · 3? 
11. ¿Por qué la transcripción eucariótica no puede estar 
regulada por atenuación? 
10. Describir la transcripción del operón trp en ausencia de 
ribosomas activos y de triptófano. 
9. ¿Por qué la inhibición de la DNA gírasa en E. co/i inhibe 
la expresión de los operones sensibles a los catabolitos? 
8. ¿Cuál es la probabilidad de que la simetría del operador 
lac sea puramente accidental? 
7. ¿Cuál es la probabilidad de que la secuencia de 4026 
nucleótidos de DNA que codifica para la subunidad P 
de la RNA polimerasa de E. coli sea transcrita con la 
secuencia de bases correcta? Háganse los cálculos supo- 
niendo probabilidades de 0,0001, 0,001 y 0,01 de que 
cadabase sea transcrita incorrectamente. 
5' CAACGTAACACTTTACAGCGGCGCGTCATTTGATATGATGCGCCCCGCT T CCCGATA 3' 
3' GTTGCATTGTGAAATGTCGCCGCGCAGTAAACTATACTACGCGGGGCGAAGGGCTAT 5' 
*6. ¿Por qué las E. coli que son diploides para la resistencia 
a la rifamicina y la sensibilidad a la rifamicina (rif /rif) 
son sensibles a la rifamicina? 
5. Indicar la caja de Pribnow, la región de -35 y el nucleó- 
tido inicial sobre la hebra antisentido del promotor del 
gen de tRNA Tyr de E. coli que se muestra debajo. 
4. ¿Cuál es la ventaja experimental de utilizar IPTG en 
lugar de 1,6-alolactosa como inductor del operón lac? 
*3. ¿Por qué E. coli lacz- no exhibe actividad galactósido 
permeasa tras la adición de lactosa en ausencia de 
glucosa? ¿Por qué los mutantes lac y- carecen de activi- 
dad P-galactosidasa en las mismas condiciones? 
2. Los mutantes superreprímídos, I', codifican para repre- 
sores lac que se unen al operador pero que no respon- 
den a la presencia de inductor. Indicar los fenotipos de 
los siguientes genotipos en términos de inducibilidad y 
producción de enzimas. 
' (a) I'O+z+ (b) l'O'Z: (c).J+o+z+ /I'O+z+ 
l. Indicar los fenotipos de los siguientes diploides parcia- 
les lac de E. coli, en términos de inducibilidad y de 
enzimas activos sintetizados. 
(a) ¡-p+o+z+y- /rr-o-z-v- 
(b) ¡-p+ocz+y-¡¡+p+o+-z-y+ 
(c) ¡-p+ocz+y+ ¡¡-p+o+z+y+ 
(d) ¡+p-ocz+y+ ¡¡-p+ocz-y- 
Problemas 
954 Problemas 
3. Ribosomas 
A. Estructura del ribosoma 
B. Síntesis de polipéptidos: una visión general 
C. Iniciación de cadenas 
D. Elongación de cadenas 
E. Terminación de cadenas 
F. Precisión traduccional 
G. lnhibidores de la síntesis proteica: antibióticos 
, En este capítulo consideramos la traducción, es 
decir, la . biosíntesis de polipéptidos dirigida por 
mRNA. A pesar de que la formación del enlace peptí- 
dico es una reacción relativamente sencilla, la com- 
plejidad del proceso · de traducción, que implica la 
participación coordinada de cerca de 100 macromolé- 
culas, viene condicionada por la necesidad de unir de 
manera precisa 20 restos de aminoácidos diferentes 
en el orden especificado por un mRNA particular. 
, Comenzaremos considerando el código genético, 
que matea la correspondencia entre las secuencias de 
los ácidos nucleicos y las secuencias de los polipépti- 
dos. Segúidamente examinaremos las propiedades de 
los tRNAS:, moléculas capaces de ser portadoras de 
amínoácídos.y que, actúan de intermediarios durante 
el proceso de traducción. Tras esto, estudiaremos lo 
que se conoce de los ribosomas, las complejas máqui- 
nas moleculares que catalizan la formación de los 
enlaces peptídicos entre los aminoácidos especifica- 
dos por el mRNA. De todas formas, la formación del 
4. Control de la traducción eucariótica 
A. Control traduccional por el grupo hemo 
.r: 
B. lnterferón 
C. Enmascaramiento del mRNA 
7. Síntesis no ribosomal de polipéptidos 
2. RNA de transferencia 
A. Estructura primaria y estructura secundaria 
B. Estructura terciaria r 
C. Aminoacil-tRNA sintetasas 
D. Interacciones codón-anticodón- 
E. Supresión de falta de sentido 
6. Degradación de proteínas 
A. Especificidad de la degradación 
B. Mecanismos de degradación 
r. 
5. Modificación pé>straduccional 
A. Digestión proteoütíca 
B. Modificación covalente 
1. El código genético 
A. Mutagénesis química 
B. Los codones son tripletes 
C. Los genes son colineales con los polipéptidos que 
especifican <' 
D. Descifrando el código genético 
E. La naturaleza del código 
J 
Capítulo 30 
r º ~.ID)lLJJCCllOM 
Figura 30-1 
La forma cetónica del 5-bromouracilo (izquierda) es su 
tautómero más frecuente. Sin embargo, a menudo asume 
la forma enólica (derecha), la cual se aparea con la guanina. 
Guanina 
5-Bromouracilo (5BU) 5BU 
(tautómero cetónico) (tautómero enólico) 
is 4 
6 3 N-H ....,...---- 
N~ / o 
0-H .. ,O Br 
N~ 
lj ~N···H-N ~ N 
N--{ '>==N \ 
/ O ···H-N 
\ 
H 
o Br 
Las mutaciones puntuales se generan por 
alteración de bases · 
Las mutaciones puntuales pueden producirse como 
consecuencia del tratamiento de un organismo con aná- 
logos de bases o sustancias, que modifican químicamente 
a las bases. Así, por ejemplo, el análogo de base 
5-bromouracilo (SBU) se parece estéricamente a la 
timina (5-metiluracilo) pero, gracias a la influencia de 
su átomo de Br, electronegativo, adopta con frecuen- 
cia una forma tautomérica que se aparea con la guani- 
na, en lugar de hacerlo con la adenina (Fig. 30-1 ). En 
consecuencia, cuando el SBU se incorpora en el DNA 
en lugar de la timina, es capaz de inducir ocasional- 
(a) Transiciones, en las que una purina (o una 
pirimidina) es sustituida por otra purina o piri- 
midina, respectivamente. 
(b) Transversiones, en las que una purina es sus- 
tituida por una pirimidina, o viceversa. 
2. Mutaciones por inserción/deleción, en las que 
uno o más pares de nucleótidos son insertados en 
o delecionados del DNA. 
Una mutación de cualquiera de estas tres clases sólo 
puede ser revertida por otra mutación de su misma 
clase, nunca por las otras. 
A. Mutagénesis química 
La organización en tripletes del código genético, 
como veremos más adelante, fue establecida utilizan- 
do mutágenos químicos, sustancias que inducen mu- 
taciones. Por tanto, antes de entrar a estudiar el códi- 
go genético discutiremos un poco acerca de estas 
sustancias. Existen dos clases de mutaciones: 
l. Mutaciones puntuales, en las que un par de bases 
sustituye a otro. Estas a su vez pueden subclasifi- 
carse en: 
relacionada es cómo el código genético especifica el 
principio y el final de una cadena polipeptídica. 
De hecho, el código genético es un código de tripletes 
que carece de comas, está degenerado y es no solapante. 
En esta sección se describirá cómo fue determinado 
esto y cómo fue descifrado el diccionario del código 
genético. 
ABCDEFGHIJ ... 
ABC podría codificar para un aminoácido, BCD para 
un segundo aminoácido, CDE para un tercero, etc. 
Como alternativa, el código podría ser no solapante, 
de forma que ABC especificara un primer aminoáci- 
do, DEF un segundo, HIJ un tercero, etc. El código 
podría, también, contener "signos de puntuación" in- 
ternos, como en el código de tripletes no solapante 
ABC, DEF, GHI, ... 
En este código las comas estarían representadas por 
bases o secuencias de bases particulares. Una cuestión 
¿ Cómo está codificada la información genética en el 
DNA? De acuerdo con la hipótesis un gen-una proteí- 
na, el mensaje genético dieta las secuencias de ami- 
noácidos de las proteínas. Dado que la secilencia de 
bases del DNA es el único elemento variable de este 
' polímero, que a excepción de esto es rnonótonamente 
repetitivo, la secuencia de aminoácidos de una proteí- 
na debe estar especificada de algún modo por la 
secuencia de bases del segmento correpondiente de 
DNA. 
Una secuencia de bases de DNA podría especificar 
una secuencia de aminoácidos de muchas maneras 
imaginables. Con sólo 4 bases para codificar 20 ami- 
noácídos,.' se requiere una combinación de varias de 
ellas (un codón) para especificar un único aminoáci- 
do. El mínimo requerido es un código de tripletes, 
esto es, uno que utilice tres bases por cada codón. 
Esto se debe a que existen 43 = 64 tripletes, o combi- 
naciones diferentes de tres bases, mientras que con 
dobletes el número de combinaciones posibles sería 
de 42 = 16. Este último número resulta insuficiente 
para especificar todos los aminoácidos. En un código 
de tripletes, existirían hasta 44 codones que podrían 
no codificar para aminoácido alguno. Por otra parte, 
muchos aminoácidos podrían estar codificados por 
más de un codón. Un código de este estilo sería, 
utilizando un término prestado por las matemáticas, 
un código degenerado. ~ 
Otro misterio era el mecanismo por el cual el apara- 
to de síntesis de polipéptidos es capaz de identificar 
codones en una secuencia continua de DNA. Por ejem- 
plo, el código podría ser solapante, es decir, en la se- 
cuencia 
1. EL CÓDIGOGEN~TICO 
enlace peptídico no genera necesariamente una pro- 
teína funcional; muchos polipéptidos deben ser pri- 
mero modificados postraduccionalmente, de una ma- 
nera que estudiaremos en la sección siguiente. Tras 
esto, estudiaremos los mecanismos que utilizan las 
células para degradar proteínas, en .. un proceso que 
debe equilibrarse con la síntesis de proteínas. Final- 
mente, consideraremos la síntesis no ribosómica de 
ciertos polipéptidos pequeños y poco habituales. 
956 Sección 30-1. El código genético 
Etilnitrosourea Mostaza de nítrégeno 
· humanos. Los defensores de la· conservación 
con nitrito argumentan que no utilizarlo pro- 
vocaría aún más problemas. Esto es debido a 
que sin este tratamiento aumentaría notable- 
mente la incidencia del botulismo, una forma 
de envenenamiento que a. menudo resulta fa- : 
tal, provocada por la ingestión de neurotoxinas 
proteicas secretadas por la bacteria anaeróbica 
Clostridium botulinum (Sección 34-4C). 
La hidroxilamina (NH20H) también induce transi- 
ciones G · C ,. A· T, reaccionando específicamente 
con la citosina para convertirla en un compuesto que 
· se aparea con la adenina (Fig, 30-4). La utilización de 
compuestos alquilantes como el dimetil sulfato,· la 
mostaza de nítrógeno y la etilnitrosourea 
o 
· 11 ¡ CI~I2 - CH3 
H N·-C-N 2 
\N=O 
Figura 30-4 
La reacción con hidroxilamina convierte a la citosina en un 
derivado que se aparea con la adenina. 
Adenina. Citosina 
lj -~N 
. --{_·· N . / . o 
H-0 H _ 
\ ¡· 
__ 1/N • • • H - N)-----< ~ 
1/ '/ \\. N N-H···N ' \ .· N-{ "=~ 
I . o 
H 
\ 
N~H 
Figura 30-3 . 
La reacción con el ácido nitroso convierte (a) la citosina en 
uracilo, que se aparea con la aoenína: y (b) la adenina en 
hipoxantina, un derívado de la guanina (que carece del 
grupo 2-amino de la guanina) capaz de aparearse con la 
citosina. 
Citosina . . 
' Hípoxaneína.. .. , Adenina 
(b) 
Adenina Uracilo 
.. 
Citosina 
lj \ N 
H 
I 
·O···H-N N 
1/. N-H···N . t\ 
· N-{ · "=N 
I o . 
H 
\ N-H 
(a) 
Capítulo 30. Traducción 957 
que reaccionan para dar ácido nitroso, provocan tran- 
siciones tanto A· T ,. G · C como G · C ,. A· T. 
El nitrito, la base conjugada del ácido nitroso, 
ha sido utilizado durante mucho tiempo como 
un conservante para comidas preparadas. Sin 
embargo, la observación de que muchos mutá- 
genos también pueden ser carcinógenos (Sec- 
ción 31-SE) sugiere que el consumo de comida 
: que contiene nitrito es dañino para los seres 
Nitrosaminas 
R1 
\ 
N-N=(J 
R / 
2 
mente una transición A · T ,. G · C en rondas poste- 
. riores de replicación del DNA. A veces, también, el 
SBU puede incorporarse sustituyendo a la citosina, lo 
cual provoca una transición G · C . ,. A · T. 
El análogo de la adenina 2-aminopurina (2AP), se 
aparea normalmente con la timina (Fig. 30-2a), pero a 
veces forma ·un par de bases no distorsionado con la 
citosina, pese a estar unido por un único puente de 
hidrógeno (Fig. 30-2b). Por tanto, la 2AP también 
,genera transiciones A · T • G · C y G · C ,. A.· T. · 
. En soluciones acuosas,· el ácido nitroso . (HN02) · 
desamina oxidativamente ·1as aminas primarias aro- 
máticas, de forma que convierte la cítosína en uracílo 
(Fig. 30-3a) y la adenina en hipoxantina, compuesto 
similar a la guanina, capaz de formar dos de los tres 
puentes de hidrógeno que forma la guanina con la 
citosina (Fig. 30-3b). Por tanto, el tratamiento del 
· DNA con ácido nitroso, o· con compuestos como las 
• • nítrosamínas 
Figura 30-2 
El análogo de adenina 2-aminopurina se aparea 
normalmente con (a) timina, pero en ocasiones lo hace 
también con (b) citosina. 
\ 1/ 
N N 
N=< ' }--N 
N-I-I···O . \ 
/ 
JI 
2AP Citosina 
H 
I H-N 
(b) 
(a) N O CH 
~7 
1119 f 5 6\ 
IN 4 1 N···H-N J=« }--N. 
N-If ••• O \ 
/ 
H. 
2-Aminopurina (2AP) Timina 
se restablece la pauta de lectura original. Consecuen- 
temente, sólo las palabras que están entré los dos 
cambios (mutaciones) . resultan modificadas. Como 
ocurre en el ejemplo, una oración podría seguir te- 
ASA OYU NAX OCA CON ESE AJO 
de manera que todas las palabras posteriores al pun- 
to de deleción son ininteligibles ( especifican aminoáci- 
dos erróneos). Sin embargo, si se inserta una letra, 
por ejemplo en la posición 9, 
ASA OYU NAO CAC ONE SEA JO 
(Aquí los espacios que separan las palabras no tienen 
significado físico; sólo se han colocado para indicar la 
pauta de lectura.) La delecíón de la cuarta letra, que 
desplaza la pauta de lectura, transforma la oración 
en 
ASA HOY UNA OCA CON ESE AJO 
génico de FCl. Operando de esta forma iterativa, 
Crick y Brenner reunieron una colección de diferentes 
mutantes rIIB, FC3, FC4, FCS, etc., en la que cada mu- 
tante FC(n) es un supresor intragénico de su predece- 
sor, FC(n-1). Los estudios de recombinación mostra- 
ron, además, que las mutaciones impares son supre- 
soras intragénicas de las pares, pero ningún par de 
mutaciones impares diferentes ni de mutaciones pares 
diferentes se suprimen entre sí. Sin embargo, los re- 
combinantes que contenían tres mutaciones impares, 
o tres mutaciones pares, sí que son fenotípicamente 
de tipo salvaje. 
Crick y Brenner explicaron estas observaciones _ a 
través del siguiente conjunto de suposiciones: · 
1. La mutación inducida por proflavina FCO es o bien 
una inserción o bien una deleción de un par de 
· nucleótidos en el cistrón rllB. Si es una deleción, 
tenemos que fCl es una inserción, fC2 una dele- . ~ . cion, etc., y viceversa. 
2. El código es leído deforma secuencial, comenzando en 
un punto fijo del gen. La inserción o la deleción de 
un nucleótido desplaza la pauta de lectura de los 
codones que forman los nucleótidos sucesivos (las 
inserciones o deleciones de nucleótidos, por tanto, 
reciben la denominación de mutaciones de pauta 
de lectura). Así, el código no posee ningún tipo de 
puntuación interna que indique la pauta de lectura 
correcta; esto es, el código carece de comas. 
3. El código está basado en tripletes. 
4. ·Todos o casi todos los 64 tripletes o codones codifi- 
can para un aminoácido; esto es, el código está de- 
generado, 
Estos · principios están ilustrados en la siguiente 
analogía. Considérese tina oración (gen), en la cual las 
palabras (codones) tienen todas tres letras (bases). 
'· 
B. Los codones son tripletes 
En 1961, Francís Crick y Sydney Brenner, mediante 
investigaciones genéticas acerca del carácter genético 
previamente. desconocido de las mutaciones induci- 
das por proflavina, determinaron que el código gené- 
tico está organizado en tripletes. En el bacteriófago T4 
una mutación particular inducida por proflavina, de- 
nominada FCO, se encuentra situada en el cistrón rlIB 
(Sección 27-lE). El crecimiento de este fago mutante 
en un hospedador tolerante (E. coli B) resultaba en la 
aparición ocasional de fagos que fenotípicamente 
eran de --tipo salvaje, ya que eran capaces de crecer 
en un hospedador restrictivo [E. coli K12(A); cabe 
recordar que los mutantes rlIB producen unas calvas 
grandes características en E. coli B, pero no pueden 
lisar E. coli K12 (A)]. Sin embargo, estos fagos dobles 
mutantes no son genotípicamente salvajes; la infec- 
ción simultánea de un hospedador permisivo con un 
fago doble mutante y un fago salvaje, producía pro- _ 
genie recombinante que poseía o bien la mutación . 
FCO o bien una . mutación nueva que se denominó 
FCl. Así, el fago que fenotípicamente es. salvaje es 
en realidad un doble mutante que contiene las . dos 
mutaciones, FCO y FCl. Estoe dos genes. son por tanto 
supresores cada uno· del otro; esto es, son capaces de 
eliminar las características mutantes del otro gen. Ade- 
más, dado que se sitúan juntos en el cistrón rllB, son 
supresores íntragénícos mutuos (supresores situados 
en el mismo gen). 
El tratamiento de FCl de manera idéntica al descri- 
to para FCO arrojó resultados similares: la. aparición 
de un nuevo mutante, FC2, que es un supresor intra- 
Las mutaciones por inserción/deleción son 
generadaspor agentes intercalantes 
Las mutaciones por inserción o por delecton pueden 
aparecer como consecuencia del tratamiento del DNA · 
con agentes intercalantes como el naranja de acridina o 
la proflavina (Sección 28-4C). La distancia entre dos 
pares de bases consecutivos se duplica como conse- 
cuencia del intercalamiento de una de estas moléculas 
entre ellas. La replicación de este DNA distorsionado 
puede dar lugar a la inserción o delecíón ocasional de 
uno o .más nucleótidos en el polinucleótido de nueva 
síntesis. (Las inserciones o deleciones de grandes seg- 
mentos de DNA surgen generalmente debido a entre- 
cruzamientos aberrantes; Sección 33-2C.) 
provoca frecuentemente la aparición ·de transversio- 
nes. La alquilación de la posición N(7) de un nucleóti- 
do de purina provoca su posterior despurinación en · 
una reacción semejante ~ la esquematizada en la Fig. 
28-52a. El hueco que queda en la secuencia es relle- 
nado por un sistema enzimático de reparación que 
corrige errores (Sección 31-SB). Las transversiones 
surgen cuando la purina perdida es sustituida por una 
pirimidina. La reparación enzimática del DNA que ha' 
sido dañado por la radiación UV también puede ge- 
nerar transversiones. 
· 958 Sección 30-1. El código genético 
UUU especifica Phe 
En principio, el código genético podría haberse de- 
terminado simplemente comparando la secuencia de 
bases de un mRNA con la secuencia de aminoácidos 
del polipéptido que especifica. Sin embargo, en los 
años 60, las técnicas de purificación y de secuencia- 
ción de mRNAs no habían sido todavía desarrolladas. 
Por ello, descifrar el código genético constituyó una 
tarea muy difícil. 
La punta de lanza más importante en el descifrado. 
del código genético· fue el descubrimiento realizado 
ASA HXO YYU NAZ OCA CON ESf~ AJO 
lo cual, a partir de la tercera inserción, restablece la 
pauta de lectura original. Lo mismo ocurriría para tres 
deleciones. Como antes, cuanto más próximos están 
los cambios más probabilidades existen de que la 
oración mantenga su significado original. 
Crick y Brenner no demostraron de manera conclu- 
yente que el código genético está organizado en tri- 
pletes debido a que no probaron que sus inserciones y 
deleciones afectaran solamente a nucleótidos únicos. 
Siendo estrictos, ellos demostraron que un codón está 
formado Pº! 3r nucleótidos, donde r es el número de 
nucleótidos en una inserción o en una deleción. A 
pesar de que se asumió en ese momento que r = l, la 
prueba definitiva de esta afirmación tuvo que esperar 
a que se descifrara el código genético (Sección 30-10). 
D. Descifrando el código genético 
A fin de entender la manera cómo fue descubierto 
el diccionario del código debemos primero revisar el 
mecanismo de síntesis -de las proteínas. Los mRNAs 
son incapaces de reconocer directamente a los ami- 
noácidos. En lugar de ello, los mRNAs se unen específi- 
camente a moléculas de tRNA, capaces de cargar· con el 
aminoácido correspondiente (Fig. 30-6). Cada tRNA 
contiene una secuencia de tres nucleótidos, su antíco- 
dón, . la cual es complementaria a un codón en el 
mRNA, que especifica el aminoácido transportado 
por ese tRNA. Un aminoácido se une de forma cova- 
lente a su tRNA correspondiente gracias a la acción 
de un enzima específico que reconoce ambas molécu- 
las (este proceso recibe la denominación de "carga" 
del tRNA). Durante la traducción, el mRNA pasa por 
el ribosoma de manera que cada codón, de forma 
secuencial, se une a su correspondiente tRNA cargado 
(Fig. 30-7). A. medida que este proceso va teniendo 
lugar, el ribosoma transfiere el aminoácido unido al 
tRNA al extremo de la cadenapolípeptídica en creci- 
miento. C .. Los genes son colineales con Ios 
polipéptídos que especifican 
Al comenzar los años 60, Charles Yanofsky demos- 
tró la colinealidad de genes y polipéptidos. Su demos- 
tración se basó en el aislamiento de un conjunto de 
mutantes de la cadena a de la triptófano sintasa de 
E. coii, de 268 restos de aminoácidos, que está codifi- 
cada por el gen trpA (Sección 29-3E). El mapa genético 
de estos mutantes .se dedujo por cartografiado trans- 
duccional (Sección 27-lE) y los cambios de aminoáci- 
dos a los que daban lugar fueron establecidos por 
análisis · de huellas (Sección 6- lJ). El orden de los 
mutantes en el gen es el mismo que el orden de los 
cambios de aminoácidos correspondientes en la pro- 
teína (Fig. 30-5). Por tanto, el gen TrpA de E. coli es 
colineal con el polipéptido que especifica. 
niendo sentido ( el gen podría aún especificar una 
proteína funcional), particularmente si los cambios 
son próximos unos a otros. Dos deleciones o dos 
inserciones, independientemente de lo próximas que 
estén una de otra, no se suprimirían mutuamente sino 
que desplazarían aún más la pauta de lectura. Sin 
embargo, tres inserciones, por ejemplo de una X, una 
Y y una Zen las posiciones 5, 8 y 12, respectivamen- 
te, cambiarían la oración a 
cartografiado transduccional, poseen el mismo orden que 
los cambios de aminoácidos correspondientes en el. 
polipéptido, determinados por análisis de huellas. . 
Figura 30-5 
Colinealidad del gen trpA de E. coli con el polipéptido para 
el que codifica, la cadena a de la triptófano sintasa. Las 
posiciones de las mutaciones del gen, determinadas por 
Posición de 
Gen trpA las mutaciones 
¡ 
I 
Cadena a de / 
la triptófano + H3N coo 
sintasa 
~\\ 
/' 
'""· 1 -: /' / /' -, 
1 15 22 49 175 177 183 211 213 234 235 243 268 
1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 
Lys Phe Glu Tyr Leu Thr Gly Gly Gly Ser Gin Restos 
t t t t t t t t t t t salvajes 
Stop Leu . Val Cys Arg lle- Arg Val Cys Leu Stop Restos. 
Gin Glu Asp mutantes 
Met 
Capítulo 30. Traducción 959 
Figura 30·7 Dirección del movimiento 
Diagrama esquemático de los procesos de traducción · del ribosoma sobre el mRNA 
(síntesis ribosomal de un polipéptido ·a partir de un 
molde de mRNA). 
RNA mensajero . 
3' 5' 
RNA de 
tra nsferenc,a 
NH¿ OH 
NH+ 
./ 3 
Resto de 
aminoácido 
NH¿ Cadena polipeptídica en .. ···· -···· 
crecimiento 
(RNA)n + NDP ' ' (RNA)n+l + P¡ 
en donde NDP representa un ribonucleósido difosfa- 
to. En contraste con la RNA polimerasa, la polinu- 
en 1961 por Marshall Nirenberg y Heinrich Matthaei, 
quienes establecieron que ·UUU es el codón que espe- 
cifica Phe. Ellos demostraron que la adición de po- 
li(U) a un sistema de síntesis proteica libre de células 
estimula únicamente la ·síntesis de poli(Phe). El siste- 
Figura 30-6 
Forma de "hola de· trébor' del RNA de transferencia, 
mostrando su resto de aminoácido unido covalentemente 
(parte superior) y su anticodón (parte interior; un segmento 
de tres nucleótidos que se aparea con. el codón 
complementario en el mRNA durante la traducción). 
Anticodón 
5' 
ma de síntesis proteica libre de células fue preparado 
lisando suavemente células de E. coli utilizando pol- 
vos de aluminio. Tras la rotura de· las células se 
centrifugaba el homogenado resultante para eliminar 
las paredes celulares y las membranas. Este extracto 
contenía DNA, mRNA, ríbosomas, enzimas y otros 
constituyentes celulares necesarios para la síntesis 
proteica. Cuando se añadían ATP, GTP y aminoáci- 
dos, el sistema sintetizaba pequeñas cantidades · de 
proteína. Esto fue demostrado suministrando al siste- 
ma aminoácidos marcados con 14C y precipitando 
las proteínas añadiendo ácido tricloroacético al final 
de la incubación. El precipitado que se obtenía era 
radiactivo. 
Por supuesto que un sistema de síntesis ·proteica 
libre de células produce las proteínas · especificadas 
por el DNA celular. Sin embargo, tras la adición de 
DNasa la síntesis de proteínas se detiene en unos 
pocos· minutos, debido a que el sistema ya no puede 
sintetizar mRNA y a que el mRNA original es degra- 
dado rápidamente. Nirenberg · halló que fracciones 
crudas que contenían mRNA de otros organismos 
poseían una elevada actividad estimulando la síntesis 
proteica en un sistema de síntesis de proteínas tratado 
con DNasa.Este tipo de sistema, por tanto, sería 
probablemente capaz de responder también a 
mRNAs sintéticos. 
En posteriores experimentos, los mRNAs sintéticos 
utilizados por Nirenberg fueron obtenidos utilizando 
el enzima polinucleótido fosforilasa, de Azotobac- 
ter uinelandii. Este enzima, que fue descubierto por 
Severo Ochoa y Marianne Grunberg-Manago, une 
nucleótidos en la reacción 
Resto de 
aminoácido 
+ NH3 
. 1 
R-C-H 
1 C=O 
1 o 
960 Sección 30-1. El código genético 
ª La incidencia relativa se define aquí como 100 x la probabilidad de 
presencia / 0,44. 
Fuente: Matthaei, J.H., Jones, O.W., Martín, R.G. y Nirenberg, M., Proc. 
Natl. Acad. Sci. 48, 666 (1962). 
2 0,01 GGG 
12 Gly 
36 
35 
37 
14 Trp 
Leu 
Cys 
Val 
32 
32 
32 
9 
9 
9 
0,14 
0,14 
0,14 
0,04 
0,04 
0,04 
UUG 
UGU 
GUU 
UGG 
GUG 
GGU 
100 Phe 100 0,44 uuu 
Cantidad 
relativa de 
aminoácido 
Aminoácido incorporada 
Probabilidad Incidencia 
Codón de presencia relativaª El código genético se dedujo 'por medio de un 
ensayo de unión a tripletes y la utilización de 
polirribonucleótidos de secuencia conocida 
En ausencia de GTP, que es necesario para la sínte- 
sis proteica, los trinucleótidos, pero no los dinucleóti- 
dos, son casi tan efectivos como los mRNAs promo- 
viendo la unión a los ribosomas de tRNAs específicos. 
Este fenómeno, que Nirenberg y Philip Leder descu- 
brieron en 1964, permitió que se identificaran los 
diferentes codones mediante un sencillo ensayo de 
unión. Los ribosomas, junto con los tRNAs unidos a 
ellos, son retenidos por un filtro de nitrocelulosa. Sin 
embargo, el tRNA libre no queda retenido. El tRNA 
particular que quedaba unido a los ribosomas fue 
identificado utilizando mezclas de tRNAs cargados en 
las que sólo uno de los restos de aminoácido unidos 
a los tRNAs se encontraba marcado radiactiva- 
mente. Por ejemplo, como era de esperar, se halló que 
Tabla 30-1 
Incorporación de aminoácidos estimulada por. un 
copolímero aleatorio de U y G cuya relación molar 
es 0,76:0,24 
lo cual indica que o bien UCU o bien CUC especifica 
Ser, mientras que el otro especifica Leu. Esta informa- 
ción, junto con los datos de unión del tRNA, permi- 
tieron asignar UCU a Ser y CUC _a Leu. Estos datos 
probaron también que. los codones están formados 
por un número impar de nucleótidos, eliminando 
cualquier sospecha residual de que los codones estu- 
vieran formados por seis nucleótidos en lugar de 
tres. 
Se·r - I. ... eu - Ser - Leu - Ser - Leu - • • • 
de forma que especifica una cadena polipeptídica de 
dos restos de aminoácidos que se alternan. De hecho, 
se observó que este mRNA estimulaba la produc- 
ción de 
ucu cuc ucu cuc ucu c ... 
UUU estimula la unión a los ribosomas solamente del 
tRNA cargado con Phe. De ·1a misma manera, UUG, 
UGU y GUU estimulan la unión de Leu, Cys y Val, 
respectivamente. De esta forma se pudieron identifi- 
car los aminoácidos especificados por unos 50 codo- 
nes. Para los codones restantes, el ensayo de unión 
resultaba o bien negativo (no había tRNA unido), o 
bien ambiguo. 
El diccionario del código genético fue completado y 
los resultados previos confirmados gracias a la sínte- 
sis de H. Gobind Khorana de polirribonucleótidos con 
secuencias repetidas específicas. En un sistema de 
síntesis proteica libre de células, UCUCUCUC ···, por 
ejemplo, es leído 
cleótido fosforilasa no utiliza molde. En lugar de ello, 
une los nucleótidos disponibles en el medio de una 
manera aleatoria, de forma que la composición. de 
bases del RNA que se produce refleja la composición 
de NDPs de la mezcla de reacción. 
Nirenberg y Matthaei demostraron que el poli(U) 
estimula la síntesis de poli(Phe), incubando poli(U) y 
una mezcla de 1 aminoácido radiactivo y los 19 
restantes no marcados en un sistema de síntesis pro- 
teica tratado con DNasa. El precipitado proteico con- 
tenía una cantidad significativa de radiactividad so- 
lamente cuando el aminoácido marcado era la fenila- 
lanina. En consecuencia, el codón UUU debe ser el que 
especifica Phe. En experimentos similares utilizando 
poli(A) y poli (C) se halló que se sintetizaban po- 
li(Lys) y poli(Pro), respectivamente. Por tanto, AAA 
especifica Lys y CCC especifica Pro. [El poli(G) no 
puede funcionar como mRNA sintético debido a que, 
en condiciones desnaturalizantes, se agrega· para for- 
mar lo que se cree que es una hélice de cuatro hebras. 
Un mRNA debe estar en forma de cadena sencilla 
para poder dirigir su traducción; Sección 30-20.] 
Nirenberg y Ochoa, independientemente, emplea- 
ron copolímeros de ribonucleótidos para seguir desci- 
frando el código genético. · Por ejemplo, en un po- 
li(UG) que contenía un 76 °/o de U y un 24 o/o de G, la 
probabilidad de que un triplete sea UUU es de 0,76 x 
0,76 x 0,76 = 0,44. De la misma manera, la probabili- 
dad de un triplete que contenga dos U y una G, es 
decir, UUG, UGU o GUU, es de 0,76 x 0,76 x 0,24 = 
0,14. La utilización del poli(UG) como mRNA indica- 
ba por tanto la composición de bases, aunque no la 
secuencia, de los codones que especificaban algunos 
aminoácidos (Tabla 30-1). Utilizando copolímeros 
que contenían 2, 3 y 4 bases, se dedujo la composi- 
ción de bases de los codones que específícaban cada 
uno de los 20 aminoácidos de las proteínas. Además, 
estos experimentos demostraron que el código genético 
está degenerado dado que, por ejemplo, poli(UA), po- 
li(UC) y poli(UG) dirigen los tres la incorporación de Leu 
a un polipéptido. 
Capítulo 30. Traducción 961 
E. La naturaleza del código . 
EL diccionario del código genético, tal como fue 
deducido utilizando los métodos antes descritos, se 
presenta en la Tabla 30-2. El examen. de esta tabla 
indica que el código genético presenta algunas carac- 
terísticas destacables: 
1. El grado de degeneración del código es muy elevado. 
Tres aminoácidos, Arg, Leu y Ser, son especifica-, 
dos cada uno por seis codones, y la mayoría de los 
restantes aminoácidos lo son o bien por cuatro, o 
por tres o por dos codones. Sólo existen dos ami- 
noácidos, Met y Trp,' especificados por un único 
codón. Los codones que especifican el mismo ami- 
noácido reciben la denominación de sinónimos. 
2. La organización de la tabla del código no es al.eatoria. 
La mayoría de los sinónimos ocupan el mismo 
recuadro de la Tabla 30-2; esto es, difieren única- 
. mente en su tercer nucleótido. Las únicas excepcio- 
nes son Arg, Leu y Ser los cuales, al ser codificados 
por seis codones, deben ocupar más de un recua- 
dro. XYU y XYC siempre especifican el mismo 
aminoácido; XYA y XYG también, exceptuando 
.dos casos. Además, los cambios en la primera posi- 
ción del codón tienden a especificar aminoácidos 
similares, cuando no el mismo, mientras que los 
codones que poseen· pirimidinas en su segunda 
posición codifican en su mayoría para aminoácidos 
(Sección 30-3C). Sin embargo, especifican también 
los restos de aminoácidos Met y Val, respectiva- 
mente, en posiciones internas de las cadenas polipep- 
tídicas. (El descubrimiento de Nirenberg y Matthaei 
de que UUU especifica Phe fue posible gracias a que 
los ribosomas inician la síntesis · de polipéptidos a · 
partir de un mRNA de manera indiscriminada si la 
· concentración de Mg2+ se eleva a niveles no fisiológi- 
cos. En sus experimentos esto era así, aunque de 
manera no intencionada.) 
Figura 30-8 
Un mRN-A puede leerse siguiendo una cualquiera de tres 
pautas de lectura posibles, cada una de las cuales da lugar 
a un polipéptido diferente. 
••• Tercera pauta 
de lectura 1 
••• Segunda pauta 
de lectura 1 
••• Primera pauta 
de lectura 
·I 
Inicio de la primera 
pauta de lectura. l 
•U •A •C •U •A •C ·U •A •C •U •A •C 
Inicio de la segunda 
pauta de lectura 
Inicio de la tercera 
pauta de lectura 
Val - Ser - Lys Stop Val - Ser - ••• . 
UGA es la tercera señal de terminación. Estos codo- 
nes de terminación (ustop codons"), cuya existencia ya 
había sido inferida de experimentos genéticos, se co- 
nocen, de forma quizás un tantoinapropiada, como 
codones sin sentido. debido a que son los únicos 
codones que no especifican aminoácidos. UAG, UAA 
y UGA son conocidos también como los codones 
ámbar, ocre y ópalo,. respectivamente. [Estos nom- 
bres derivan de una broma de laboratorio: la palabra 
alemana para ámbar es Bemstein, el nombre de un 
individuo que colaboró en el descubrimiento de las 
mutaciones .. ámbar (mutaciones que convierten - cual- · 
quier otro codón en UAG); ocre y ópalo son juegos de 
palabras derivados de ámbar.] 
AUG y GUG son codones de iniciación de cadenas 
Los codones AUG y con menos frecuencia GUG 
forman parte de la secuencia de iniciación de cadenas 
GUA AGU AAG lTAA GUA AGU ••• 
De la misma manera, el poli(GUAA) da lugar a dípép- 
tidos y tripéptidos debido a que UAA es también una 
señal de terminación de cadenas: 
lle - Asp - Arg Stop . lle - Asp - • • • 
Los codones UAG, UAA y UGA son codones de 
terminación 
En contraste con los resultados anteriores, el po- 
li(AUAG) sólo permite obtener dípéptídos y tripépti- 
dos. Esto es debido a que UAG es una señal para que el 
ribosoma acabe la síntesis de proteínas: · 
AUA GAU AGA UAG AUA GAU ••• 
Tyr - Leu - Ser - lle - Tyr - Leu- ··• 
La secuencia de aminoácidos de este polipéptido indi- 
ca que el extremo 5' del mRNA corresponde al extre- 
mo N; esto es, ·ez nzRNA se lee en la dirección 5' • 3'. 
Los mRNAs son leídos en· dirección S' • 3' 
La utilización de tetranucleótidos repetitivos indicó 
la dirección de lectura del código e identificó los 
codones de terminación de cadenas. El poli(UAUC) 
especifica, como se espera, un polipéptido con una 
repetición tetrapeptídica: 
51 . . . ' 3' 
UAU CUA UCU AUC UAU CUA ••• 
Secuencias alternadas de tres nucleótidos, como 
poli(UAC), especifican tres homopolipéptidos diferen- 
tes, debido a que los ribosomas pueden · iniciar la 
síntesis a partir de estos mRNAs sintéticos en cual- 
quiera de las tres pautas de lectura posibles (Fig. 
30-8). Los análisis de los polipéptidos especificados 
por varias secuencias alternadas de dos ytres nucleó- 
tidos confirmaron la identidad de muchos codones y 
acabaron de completar partes perdidas del código ge- 
nético. 
962 Sección 30-1. El código genético 
El código genético "estándar" está muy extendido, 
pero no es universal 
Durante mucho tiempo se pensó que el código 
genético "estándar" (el que se muestra en la Tabla 
Algunos segmentos de DNA fágíco contienen 
genes solapados en pautas de lectura diferentes 
Dado que cualquier secuencia de nucleótidos puede 
tener tres pautas de lectura posibles, puede ocurrir 
que, al menos en teoría, un mismo polinucléotido 
codifique para dos o incluso· para tres polípéptidos 
diferentes. Sin embargo, esta idea no se había consi- 
derado seriamente ya que se suponía que las restric- 
ciones evolutivas de incluso dos genes en diferentes 
pautas de lectura serían tan.grandes que ninguno de 
los dos podría codificar para proteínas con funciones 
importantes. Constituyó entonces una sorpresa el 
anuncio de Frederick Sanger, en 1976, de que-el DNA 
del bacteriófago <t>X174 contiene dos g.enes que están 
completamente incluidos dentro de genes mayores de 
pautas de lectura diferentes (Fíg. 30-9). Además, el 
extremo de los- genes solapan tes D y E contiene la 
secuencia de control de la Iniciación ribosomal del 
gen J, por lo que este corto segmento de DNA posee 
una triple función. Las bacterias también muestran 
este tipo de economía codificadora; la secuencia ini- 
ciadora ribosomal de un gen en un mRNA policistró- 
nico se solapa con el extremo del gen precedente. No 
obstante, no se han hallado genes completamente 
solapados más que en fagos pequeños de DNA de 
cadena sencilla. Probablemente esto es debido a que 
estos fagos deben sacar el máximo provecho del esca- 
so DNA que son capaces de empaquetar en el interior 
de sus cápsides. 
Muchas de las mutaciones que provocan las susti- 
tuciones de aminoácidos en una proteína se reducen, 
de acuerdo con el código genético, a mutaciones que 
afectan a un solo punto de la secuencia. Por ejemplo, 
todas las sustituciones de aminoácidos excepto una de 
las que afectan a la cadena a de la triptófano sintasa, 
representadas en la Fig. 30-5, resultan de cambios en 
una sola base. Sin embargo, debido a que el código está 
degenerado,· muchas mutaciones puntuales en la tercera 
posición de un codón son fenotípicamente eilenciosas; 
esto es, el codón mutado especifica el mismo aminoácido 
que el codon salvaje. La degeneración puede explicar 
hasta el 33 °/o de la variación en contenido G+C ob- 
servada para el DNA de diferentes organismos (Sec- 
ción 28-1 ), cuyo rango se encuentra entre el 25 y el 
75 °/o. La presencia frecuente de Arg, Ala, Gly y Pro 
tiende también a dar contenidos G+C elevados, míen- 
tras qu.e ocurre lo contrario con los aminoácidos Asn, 
lle, Lys, Met, Phe y Tyr. 
hidrofóbioos, y los que contienen purinas en la 
segunda posición codifican para aminoácidos ge- 
neralmente polares.. Aparentemente, el, código ha 
evolucionado de manera que se han minimizado los 
efectos nocivos de las mutaciones. 
Capítulo 30. Traducción 963 
Figura 30-9 
Mapa genético del bacteriófaqo <tiX1741 determmado por el 
análisis de la secuencia de DNA. Los genes están 
indicados A, B-, C, etc. Obsérvese que el gen B está . 
totalmente incluido. en el gen A y que el E lo está en el D. 
Estos pares de genes se leen con pautas de lectura 
diferentes, y por tanto especifican proteínas no 
relacionadas. Las regiones no marcadas correspond.en a 
secuencias de control no traducidas. 
A 
--~\, 
: .. 
~ ,.,. 
_,: ·, .". 
ª AUG forma parte de la señal de iniciación y también codifica 
los restos de Met internos. 
Tercera 
posición 
(extremo 3') 
G 
u 
e 
A 
G 
u 
e 
A 
G 
u 
e 
A 
G 
u 
e 
A 
G 
e 
GUµ ·· GCU ·. 
GUC 
GUA"Val 
GUG 
G 
A 
; . .t\UU · 
e 
cuu 
u 
A u 
. . , 
posicion 
(extremo 5') 
Segunda posición 
Primera 
Tabla 30-2 
El código genético "estándar" 
A. Estructuras primaria y secundaria 
En 1965, tras un esfuerzo de si~te años, Robert 
Holley reportó la primera secuencia de bases conoci- 
da de un ácido nucleico de importancia biológica, la 
secuencia del tRNA de la alanina (tRNAA1ª; Fig. 30- 
11). Para poder hacerlo, Holley tuvo que solucionar 
varios obstáculos importantes: 
1. Todos los organismos contienen muchas clases de 
tRNA (al menos una para cada uno de los 20 
aminoácidos), que son de difícil separación ya que 
poseen propiedades casi idénticas (véase más ade- 
lante). Hubieron de desarrollarse técnicas prepara- 
tivas que permitieran la obtención de un gramo 
aproximadamente de tRNAAia puro de levadura, 
que era lo que necesitaba Holley para su determi- 
nación de secuencia. 
2. Holley tuvo que inventar los métodos que fueron 
utilizados inicialmente· para la secuenciación del 
RNA (Sección 28-6). 
3. Diez de las 76 bases del tRNAAla de levadura están 
modificadas (véase más adelante). Sus fórmulas 
te (Fig. 30-10). Crick sugirió que estos adaptadores 
contienen RNA, ya que de esa forma el reconocimien- 
to de codones podía realizarse por apareamiento de 
bases. Aproximadamente en esa época Paul Zamec- 
nik y Mahlon ·ttoagland descubrieron que, en el 
transcurso de la síntesis proteica, los aminoácidos 
marcados con 14C se unen transitoriamente a una 
fracción de RNA de baja masa molecular. Investiga- 
ciones posteriores indicaron que estos RNAs, denomi- 
nados al principio "RNA soluble" o "sRNA" pero que 
ahora se conocen como RNA de transferencia (tRNA) 
son, de hecho, las moléculas adaptadoras que habían 
sido postuladas por Crick .. · 
ª N representa cualquiera de los cuatro nucleótidos. · 
b También actúa formando parte de la señal de iniciación. 
e AGA solamente; en el DNA mitocondrial de Drosophila no apare- 
ce ningún codón AGG. 
Fuente: Breitenberger, C. A. y QajBhandary, U. L., Trends Biochem. 
Sci. 10,. 481 (.1985). 
Leu lle 
Trp 
Arg Arg Código "estándar" Stop 
Ser' 
? • 
? • Thr Trp 
Trp 
Trp 
TrpTrp Stop Mamíferos 
Levadura de 
panadería 
Neurospora crassa 
Drosophila 
Protozoos 
Plantas 
UGA AUA CUNª AGª CGG Mitocondria 
Tabla 30-3 
Desviaciones del código genético '' estándar'' en las 
mitocondrias 
La asignación de la función genética al DNA llevó a 
deducir que las· células u traducían" de alguna manera 
el lenguaje de la secuencia de bases al lenguaje de- los 
polipéptídos. Sin embargo, ·los ácidos nucleicos no se 
unen específicamente con los aminoácidos. En 1955, · 
Francis Crick postuló la que se conoció como la hipó- 
tesis del adaptador. Proponía que la traducción tiene 
lugar gracias a la mediación de moléculas "adaptado- 
ras". Se propuso que cada adaptador llevaba un ami- 
noácido añadido específicamente demanera enzimá- · 
tica, al tiempo que reconocía el codón correspondien- 
2. RNA DE TRANSFERENCIA 
30-2) era universal. Esta suposición estaba basada, en 
parte, en observaciones de· que una clase de organis- 
mo (por ej., E. coli) puede traducir de manera precisa 
los· genes de organismos muy diferentes (por ejemplo 
humanos). De hecho, este fenómeno constituye la 
base de la ingeniería genética. Una vez que el código 
genético "estándar" se hubo establecido, presumible- 
mente durante la evolución prebiótica (Sección 1-4B), 
cualquier mutación que alterara la forma como se 
traducía el código producía numerosas modificacio- 
nes en la secuencia de la proteína que eran en su 
mayoría perjudiciales. Indudablemente, existe una 
poderosa selección en contra de tales mutaciones. Los 
estudios de secuencia de DNA realizados en 1981 
revelaron que los códigos genéticos de ciertas mitocon- 
drias (las mitocondrias contienen sus propios genes y 
sistemas de síntesis proteica, que producen entre 10 y 20 
proteínas mitocondriales) son variaciones del código ge- 
nético "estándar" (Tabla 30-3) .. Por ejemplo, en la mito- 
condria de los mamíferos, además del codón AUG el 
AUA es también un codón Met/iniciador, el UGA 
especifica Trp en lugar de ser un codón de paro, y 
AGA y AGG son codones de terminación en lugar de 
codificar para Arg. Obsérvese que todos los códigos 
genéticos· de las mitocondrias, exceptuando las de las 
plantas, simplifican el código "estándar" incrementan- 
do su degeneración. Por ejemplo, en el código mito- 
condrial de mamíferos, cada aminoácido está especifi- 
cado porlo menos por dos codones que difieren en su 
tercer. nucleótido, Aparentemente, las restricciones 
que limitan las modificaciones del código genético se 
hacen más suaves debido al menor tamaño de los 
genomas mitocondriales. Sin embargo, estudios más 
recientes realizados en protozoos ciliados revelan que 
los codones UAA y UAG especifican Gin en lugar de 
"stop". Quizás UAA y UAG fueron codones lo sufi- 
cientemente poco frecuentes en un ciliado primordial 
(grupo que los estudios filogenéticos moleculares in- 
dican que se diversificaron muy pronto en la evolu- 
ción de los eucariotas) que permitieron que el código 
cambiara sin que se produjeran efectos nocivos into- 
lerables·. En cualquier caso tenemos que el código 
genético "estándar", pese a que es ampliamente utilizado, 
no es universal. 
964 · Sección· 30-2. RNA de transferencia 
Anticodón 
Figura 30-11 . 
Secuencia de bases del tRNAA1a de levadura, representado 
en su forma de hoja de trébol. Los símbolos de los 
nucleósidos modificados (en color) se explican en la 
Fig. 30-13. 
3' 
Los tRNAs contienen numerosas bases modificadas 
Una de las características más sorprendentes de los 
tRNAs es su elevada proporción de bases modificadas 
6. Todos los tRNAs acaban en la secuencia CCA, con 
un grupo 3~ -OH libre. El -CCA puede estar especi- 
ficado genéticamente o ser añadido de manera en- 
zimática a los tRNAs inmaduros (Sección 29-4C). 
7. Existen 13 posiciones invariables (siempre la mis- 
ma base) y 8 semiinvariables (siempre una purina 
o siempre una pirimidina), que aparecen en su 
mayoría en las regiones de los lazos. Estas regiones 
contienen también invariables correlacionadas; 
esto es, pares de nucleótídos de los lazos que se 
encuentran apareados en todos los tRNAs. La puri- 
na · del lado 3' del anticodón se encuentra siempre 
modificada. La importancia estructural de estas ca- 
racterísticas será examinada en la Sección 30-2B. 
La región de mayor variabilidad entre los tRNAs 
conocidos se encuentra en el también denominado 
brazo variable. Posee entre 3 y 21 nucleótidos de 
longitud, y puede tener un segmento de bases aparea- 
das de hasta 7 bp. El lazo del brazo D también puede 
variar su longitud de 5 a 7 nucleótidos. 
Capítulo 30. Traducción 965 
l. Un grupo fosfato 5' terminal. 
2. Un brazo de 7 bp que incluye al nucleótido 5' 
terminal y que contiene apareamientos de b. 
que no son del tipo Watson-Crick,. como C 
Esta estructura es conocida como el brazo acej 
o brazo de aminoácido, debido a que el rest 
aminoácido que carga el tRN A se añade a su g 
3' -OH terminal (Sección 30-2C). 
3. Una horquilla-de 3 o 4 bases apareadas, que a 
en un lazo de cadena sencilla que contiene 
cuentemente la base modificada dihidrouri 
(D; véase más adelante). La estructura com: 
recibe la denominación de brazo D. 
4. Una horquilla de 5 bases apareadas con un 
que contiene el anticodón, el triplete de bases que 
es complementario al codón que especifica el 
tRNA. Esta estructura recibe la denominación de 
brazo anticodón. 
5. Una horquilla de 5 bases apareadas acabada en un 
lazo monocatenario que contiene por lo general la 
secuencia T'tfC ( donde 'V es el símbolo para la 
pseudouridina; véase más adelante). La estructura 
se denomina brazo T o brazo T'tfC. 
estructurales tuvieron que ser deducidas a pesar de 
que nunca fueron disponibles en cantidades supe- 
riores al miligramo. 
Desde 1965, las técnicas de purificación de tRNA y 
de secuenciación han sido mejoradas enormemente. 
Un tRNA puede ser en la actualidad secuenciado en 
pocos días, a partir de únicamente ,._ 1 µg de material. 
Actualmente se conocen las secuencias de bases de 
-- 300 tRNAs de una amplia variedad de organismos 
(muchas de ellas a partir de las correspondientes se- 
cuencias de DNA). Su longitud varia entre 60 y 95 
nucleótidos (18-28 kD), aunque la mayoría tiene una 
longitud de ,.._ 76 nucleótidos. 
Casi todos los tRNAs conocidos, como reconociera 
Holley por primera vez, pueden representarse esque- 
máticamente con una estructura secundaria denomi- 
nada también de hoja de trébol (Fig. 30-12). Comen- 
zando por su extremo 5', comparten las siguientes ca- 
racterísticas. 
Figura 30-1 O 
La hipótesis del adaptador postula que el código genético 
es leído por moléculas que reconocen un codón particular 
y que a su vez son pórtadoras del aminoácido 
correspondiente. 
:r. . . 
· : ·~ ., ,.f 1.tl:'' :.r .~.~~ Adaptadores 
Polipéptido 
El mantenimiento de la compleja estructura 
terciaria de los tRNAs se debe a puentes de 
hidrógeno e interacciones de apilamiento de bases 
La complejidad estructural del tRNAPhe recuerda la 
de una proteína. A pesar de que sólo 42 de sus 76 
bases están en regiones de doble hélice, 71 de ellas 
participan en asociaciones de apilamiento (Fig. 30-15). 
La estructura también contiene 9 interacciones entre 
bases que acaban de entrecruzar su estructura tercia- 
ria (Figs. 30-14a y 30-15). Notablemente, casi ningu- 
na de estas interacciones terciarias es del tipo Wats·on 
y Crick. · La única que lo es parece ser el soporte 
principal de la estructura molecular. Además, la ma- 
yoría de las. bases implicadas en estas interacciones 
son o bien invariables o semiinvariables, lo cual su- 
. . . 
giere poderosamente que todos los tRNAs poseen 
1 
B. Estructura terciaria 
Las primeras investigaciones. fisicoquímicas de la 
estructura del tRNA indicaron que posee una confor- 
mación bien definida. Pese a ello, a pesar de los 
numerosos estudios hidrodinámicos, espectroscópicos 
y de entrecruzamiento químico, su estructura tridi- 
mensional fue un enigma hasta 1974. Ese año se 
. consiguió la estructura cristalina0de rayos X del 
tRNAPhe con una resolución de 2,5 A, independiente- 
mente por Alexander Rich en colaboración con Sung 
Hou Kim y por Aaron Klug en un cristal diferente. La 
molécula adopta una conformación en forma de L, en la 
que una de las patas de la L está formada por los brazos 
aceptor y T, plegados en una doble hélice continua pare- 
cida al A-RNA (Sección 28-28), y la otra pata está 
formada por los brazos D y anticodón (Fig. 30-1~). Cada· 
pata de la L tiene una longitud de unos 60 A, y los 
sitios aceptor de aminoácidos y anticodón se encuen- 
tran en extremos opuestos, a una distancia de unos 
.. 76 Á. El tRNA nativo es muy estrecho, con un ancho 
de unos 20 a 25 Á, y esto resulta esencial para su 
actividad biológica: durante la síntesis· de proteínas, 
dos moléculas de RNA deben unirse simultáneamen- 
te a dos codones de mRNA, ocupando posiciones 
muy cercanas una de otra (Sección '30-30). 
Las bases modificadas del tRNAAsp inhiben que 
éste se cargue incorrectamente 
El tRNAAsp de levadura posee solamente ocho nu- 
cleótidos modificados postraduccionalmente. Cuando 
se expresa este tRNA in vitro, se produce sin estas 
modificaciones. A pesar de que el tRNAAsp sin modifi- 
car se carga con aspartato tan eficientemente como el 
tRNA nativo modificado, se carga también incorrecta- 
mente con arginina, de una manera mucho más efi- 
ciente que el tRNA nativo. Evidentemente, algunas 
de las modificaciones de este tRNA actúan impidien- 
do la carga de aminoácidos incorrectos. 
nocidas, a pesar de que las bacterias mutantes para la 
formación· de ciertas bases modificadas compiten po- 
bremente con las bacterias normales correspondientes. 
o hipermodificadas postranscripcionalmente (pueden 
. llegar a representar el 20 o/o de las bases). Algunas de 
las más de 50 de tales bases modificadas, junto con 
sus abreviaciones estándar, se indican en la Fig. 30· 
13. Los nucleósidos hipermodificados, como la i6A, se 
encuentran por lo general adyacentes al nucleótido de 
3' · del anticodón, siempre que éste sea A o U. Sus 
bajas polaridades probablemente refuerzan las aso- 
ciaciones relativamente débiles de estas bases con las · 
del codón, incrementando de esta forma la fidelidad 
de la traducción, Análogamente, ciertas metilaciones 
bloquean el apareamiento entre bases y de esta forma 
impiden la formación de estructuras no adecuadas. 
Pesea todo, ninguna de estas modificaciones es esen- 
cial para el mantenimiento de la integridad estructu- 
ral de un tRNA (véase más adelante). Tampoco son 
esenciales para la correcta unión del tRNA al riboso- 
ma y, con una sola excepción conocida (Sección 30- 
2C), tampoco lo son para ligar el enzima que une al 
aminoácido correcto. Las funciones de la mayoría de 
las bases modificadas, por tanto, siguen siendo deseo- 
Figura 30-12 
Estructura secundaria de hoja de trébol del tRNA. Los 
círculos rellenos conectados por puntos representan pares 
de bases de tipo Watson-Crick, y tos círculos abiertos en 
las regiones bihelicoidales. indican bases que están 
implicadas en apareamientos que no son de tipo 
Watson-Crick. Se indican también las posiciones 
invariables; Re Y representan, respectivamente, purinas o 
pirimidinas invariables; 'V representa pseudouracilo. Los 
nucleósidos marcados con un asterisco están a menudo 
modificados. Las regiones punteadas en los brazos D y 
variable contienen un número diferente de nucléotidos en 
los diversos tR NAs. 
Anticodón 
I 
Brazo variable Brazo 
Brazo T\j/C 
aminoácido 
A - OH Brazo del 
1 
e 
1 
e 
1 o 
1 ••• 1 
• • 1 . • • • 1 1 •. •· 1 1 ••• 1 1 
. Brazo D ,,.u • • • 
;. O ,1 1 
,,....,._..A i • .• • a-o-A* o \ \ ~ 
I • , ' , o-•· .. o •-•-•-•-e . 
G* • • • • • • • • 1 
\. · o-e...6...o •-•-•-•-G ' G.... A/ W. , 'A,; , ... s •. ,, C o-- o-, • ,, .- ...... , . -'f~j 
• • • º'o ', 1 1 .. , ... - • • • 1 1 
anticodón T • T ••• 
,: 'o\ 
u 
3' 
966 Sección 30-2. RNA de transferencia 
bioquímico-de la adenosina. Los nucleósidos pueden estar 
también metilados en las posiciones 2' de la ribosa, 
formando restos cuyos símbolos serían, por ejemplo, 
Cm, Gm y Um. 
Figura 30-13 
Selección de nucleósidos modificados presentes en· los . 
tRNAs, junto con sus abreviaciones convencionales. 
Obsérvese que,. pese a que la inosina se parece 
químicamente a la guanosina, se trata de un derivado 
Ribosa 
1 
N> 
.,.___ N 
\ 
Ribosa 
N 
1 
CJ~Ia 
R = H Wiosina (Wyo) 
o 
11 
R = CH2CH2CH:(COCH3)2 Y 
N2,N2-Dimetilguanosina (mlG) N'7-Metilguanosina (m7G) 
N HaC-( 
N 
1 
N> 
.,.___ N 
\ 
Ribosa 
H, 
N 
(CH ),N~ . 3 2 N 
1 
o 
R 
\ 
o CH . a / . 
+ N> 
----- N . 
\ 
o 
[nosina (1) .N6-Isopenteniladenosina (i6 A) 1-Métiladenosina (m1A). 
fl"' . N ·. 
1 
N\\ 
~ .,.__· NI 
.. N .· \ 
Ribosa 
N> 
N 
\ 
Ribosa 
N~ .. 
~I 
N 
N> 
---- N 
\ 
Ribosa 
() 
CH3 / . 
NH - ClI2 - Clf =--= C 
\ 
C""I-I . '•') ,.) 
NH2. 
T.l _ -, . 
r1. ;:;l, ..L 
. "'-. 1 
N~ 
~. 
N 
N4-Acetilcitidina (ac4C) 3-Metilcitidina (m3C) 
N/" 1 
HN~N 
I r 
( e n 9) .1. Ri bosa + ¡-·-··.t 
I-I 3N - (;I-I - (;0{) -- 
Lisidina (L) 
N :::,.,-- 
I t 
OAN. 
r . 
· Ribosa · 
NH2 
o 
· 11 
NH-C-CH-{ •- NH2· 
H3C,+ 
. '/ N 
~· 
O · N 
r 
Ribosa 
Pseudouridina (w) 
H, 
N I 
0-Á_N 
1 
Ribosa 
4-Tiouridina (s4U) 
o 
s o 
H, ~·f1· 
.N 1,,,-C .1 
Á_ .. 
O N 
1 
Ribosa 
Ribotimidina (T) 
o 
H . H·· 
'N H 
. 0-Á_N · · .. H 
I H 
Ribosa · 
Dihidrouridina (D) 
Ribosa 
~ti~idéi;::~aé.i··U:t:ii.;i.ío 
o 
H, A /I-{ N N 
Capítulo 30. Traducción 967 
C. Aminoacil­tRNA sintetasas 
La traducción precisa requiere que tengan lugar dos 
importantes etapas de reconocimiento: (1) la elección del 
aminoácido correcto para la unión covalente al tRNA; y 
(2) la selección del tRNA cargado con aminoácido que 
corresponda a lo especificado en el mRNA. La primera 
de estas etapas, que está catalizada por enzimas espe- 
cíficos de aminoácido denominados aminoacil­tRNA 
nativas cte tKNA, todas ellas con resoluciones iguales 
o superiores a 3 ,O A. · Las estructuras moleculares de 
estos tRNAs se parecen mucho a las del tRN,A.Phe de 
levadura. Las diferencias estructurales más importan- 
tes entre ellos surgen como consecuencia de una flexi- 
bilidad aparente en el lazo anticodón y en el extremo 
-CCA, así como de una flexibilidad como de bisagra 
a nivel de las dos patas de la L, que hace que, por 
ejemplo, el tRNAAsp de la levadura adopte una forma 
de búmerang. Ello está en consonancia con lo espera- 
do para que todos los tRN As puedan acomodarse 
dentro de las mismas cavidades en el ribosoma. 
el brazo anticodón en verde pálido, el brazo variable en 
naranja, el brazo TwC en azul claro y el extremo 3' en rojo. 
(b) Dibujo de la estructura de rayos-X, que muestra la 
organización de sus segmentos bicatenarios para acabar 
generando la molécula en forma de L. El esqueleto de 
azúcar-fosfato s.e representa mediante una cinta· siguiendo 
el mismo esquema de colores que en la Parte a. [Cortesía 
de Michael Carson, University of Alabama at Bírrnínchan.l 
(b) 
conformaciones semejantes (véase más adelante). La 
estructura también está estabilizada por varios puen- 
tes de hidrógeno poco habituales entre las bases y 
grupos fosfato, o entre las bases y los grupos 2' -0H 
de restos de ribosa. 
La estructura compacta del tRNAPhe de levadura 
deriva de su elevado número de asociaciones intra- 
moleculares, las cuales hacen que la mayoría de sus 
bases sean inaccesibles al solvente. Las excepciones 
más notables a esto son las bases del anticodón, y 
también las bases del extremo -CCA, que· se carga 
con el aminoácido correspondiente al tRNA. Induda- 
blemente, estos dos grupos deben ser accesibles para 
que puedan desempeñar sus funciones biológicas. 
La observación de que las estructuras moleculares .- 
del tRNAPhe en dos formas cristalinas diferentes son 
esencialmente idénticas dio-gran crédito a la suposi- 
ción de que su estructura ~~talina es muy próxima a 
. \ 
su estructura en solución. Desafortunadamente, ha