Roteiro HEMATOLOGIA CLINICA

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Roteiros 
Hematologia Clínica
Orientações gerais sobre as aulas práticas/relatório e atividades obrigatórias
 � Leia atentamente todos os roteiros. 
 � As normas para entrada nos laboratórios devem ser respeitadas; caso contrário, o 
aluno não poderá participar das aulas (leia a seguir as normas de biossegurança).
 � Para elaboração do relatório, leia com atenção o manual de orientações de aulas 
práticas disponível no AVA.
 � O relatório deve ser elaborado segundo as normas da ABNT.
 � O prazo para postagem do relatório é de 7 dias a contar da última aula prática da 
disciplina, sendo realizada uma única postagem.
 � Observar se o arquivo do relatório foi corretamente anexado, se não está 
corrompido, em branco, se está disponível e se corresponde à disciplina correta. 
Relatórios com tais erros/falhas não serão considerados para a correção e será atribuída 
nota zero.
 � Do relatório fazem parte as atividades obrigatórias que só poderão ser anexadas e 
vistadas pelo professor responsável pela(s) aula(s) prática(s).
 � O aluno deve imprimir as folhas com as questões, responder no campo destinado e 
entregar ao docente para vistar durante a aula prática.
 � O professor responsável pela prática deve vistar preferencialmente as atividades 
sempre após o final do período de aula correspondente. 
 � O professor não assinará folhas em branco sob nenhuma circunstância.
 � Folhas com assinaturas do docente rasuradas não serão aceitas.
 � Relatórios que não contarem com as atividades obrigatórias não serão validados.
 � O aluno deve anexar somente as atividades referentes às aulas práticas que 
participou, da mesma forma que deve descrever no relatório somente os 
procedimentos que participou.
 � O número de atividades obrigatórias varia de acordo com a carga horária de cada 
disciplina prática. 
 � Serão confrontados o relatório e as questões entregues com a frequência registrada 
em sistema; por esse motivo, não deixar de registrar frequência no polo. A nota é 
proporcional à frequência registrada em sistema.
 � O relatório deve ser confeccionado na seguinte ordem: 1. capa; 2. atividades 
obrigatórias; 3. resultados e discussão; 4. referências.
 � Estão descritas na tabela a seguir as orientações para confecção de cada uma das 
etapas necessárias ao relatório. 
 � Para maiores informações/orientações, consulte (AVA>disciplina>manual de 
orientações para a prática).
Itens Critérios Pontuação
Atividades obrigatórias
 � Respostas devem estar à caneta.
 � Não apresentar rasuras.
 � Vistadas pelo docente.
 � Anexar somente as atividades obrigatórias 
referentes aos roteiros de prática que realizou.
4,0
Resultados e discussão
 � Descrever os resultados por roteiro 
realizado, relacionando os achados à teoria e 
referenciando-os.
 � Anexar desenhos, fotos, diagramas, esquemas, 
tabelas, dentre outros recursos que melhor 
ilustrem e descrevam os resultados.
5,0
Elementos pré-textuais 
(capa) e pós-textuais 
(referências)
 � Apresentar capa conforme modelo 
disponibilizado, contendo nome, RA, polo de 
matrícula, polo de prática, data das aulas e nome 
do docente e disciplina.
 � Apresentar em ordem alfabética as referências 
utilizadas seguindo normas da ABNT.
1,0
Regras básicas de segurança no laboratório
1. Durante a aula prática, mantenha sempre atenção ao roteiro, tendo-o sempre próximo 
a você. Pode ser efetuada marcação com caneta sob cada item realizado do experimento de 
forma a não se perder durante a execução.
2. Leia sempre o roteiro antes de iniciar a prática e mesmo antes das explicações do 
professor.
3. Observe a localização do material e dos equipamentos de emergência (chuveiro, 
lava-olhos etc.).
4. Não abra qualquer recipiente antes de reconhecer seu conteúdo pelo rótulo.
5. Não pipete líquidos diretamente com a boca, use pipetas adequadas.
6. Não tente identificar um produto químico pelo odor ou pelo sabor.
7. Não deixe de utilizar os equipamentos de proteção.
8. Não adicione água aos ácidos, mas os ácidos à água.
9. Não trabalhe com sandálias, chinelos ou sapatos abertos e com salto no laboratório.
10. Sempre identifique o conteúdo presente nos frascos ou nos tubos utilizados no 
experimento com caneta para vidros. Isso facilita seu descarte adequado por parte dos 
responsáveis pelo laboratório.
11. Mantenha os solventes em recipientes adequados e devidamente tampados, bem 
como materiais inflamáveis longe de fontes de calor (bico de Bunsen).
12. Utilize a capela sempre que manipular reagentes ou solventes que liberem vapores.
13. Conheça as propriedades tóxicas das substâncias químicas antes de empregá-las 
pela primeira vez no laboratório. Caso tenha dúvidas, consulte o professor ou o técnico a 
respeito.
14. Se tiver cabelo longo, prenda-o ao realizar qualquer experiência no laboratório. Não 
se alimente e nem ingira líquidos nos laboratórios.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Hematologia clínica
Título da Aula: Determinação do hematócrito
AULA 1
ROTEIRO 1
Objetivos
Determinação do hematócrito. O hematócrito é um exame rápido, de boa reprodutibilidade 
e preciso, que requer pequena quantidade de sangue para seu processamento. A técnica do 
micro-hematócrito, desenvolvida em tubos capilares, é simples e bastante utilizada quando 
não se dispõe de um equipamento de automação para a realização do hemograma. O valor 
do hematócrito é utilizado para o cálculo dos índices hematimétricos.
Procedimento
O aluno deverá seguir conforme descrito:
1) Preencher um tubo capilar com sangue até ¾ da sua altura. Limpar a parede externa 
com gaze ou papel.
2) Fechar uma das extremidades na chama do bico de Bunsen ou com massa de modelar 
para a oclusão do capilar.
3) Colocar o capilar em uma centrífuga apropriada (centrífuga própria para micro-
hematócrito) por 5 minutos em 10.000 a 12.000 rpm.
4) Fazer a leitura na tabela de leitura de micro-hematócrito que acompanha a 
centrífuga. A tabela poderá ser impressa e distribuída para todos os grupos. A base do 
capilar é posicionada na marca 0 (zero) da escala de leitura e o menisco do plasma na 
marca 100 (cem). O resultado é o valor correspondente ao limite de separação da massa dos 
eritrócitos com o plasma. O resultado é expresso em porcentagem de eritrócitos em relação 
ao sangue total.
Materiais Quantidades por grupo
Sangue de carneiro 500 µL em tubo Eppendorf
Tubo capilar 6
Estante para tubo Eppendorf 1
Papel-absorvente 1 rolo
Massa de modelar 1
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamentos Quantidades
Centrífuga para micro-hematócrito 1
Bico de Bunsen 1
Descarte
Descarte do material utilizado conforme as Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Hematologia clínica
Título da Aula: Determinação da hemoglobina
AULA 1
ROTEIRO 2
Objetivos
Determinação da hemoglobina. A determinação da hemoglobina é utilizada para o 
diagnóstico de anemias e policitemias. Pode ser quantificada por espectrofotometria. O Fe 
(II) do grupo heme da hemoglobina, oxi-hemoglobina e carboxi-hemoglobina é oxidado 
para o estado férrico pelo ferricianeto, formando hemiglobina (Hi), que se combina com o 
cianeto ionizado para produzir cianeto de hemiglobina (HiCN), que é medido em 540 nm.
Procedimento
O aluno deverá seguir as etapas de procedimento descritas na bula do kit e, com o 
auxílio do professor, interpretar os resultados obtidos.
Pedir ao aluno para esquematizar todo o procedimento de acordo com a bula: o que 
será pipetado em cada tubo, condições de incubação, comprimento de onda a ser utilizado 
e cálculos.
Materiais Quantidades por grupo
Sangue de carneiro 200 µL em tubo Eppendorf
Kit para determinação da hemoglobina 1
Controle de hemoglobina 1
Pipeta automática P1000 1
Pipeta automática P20 1
Papel-absorvente 1 rolo
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamento Quantidade
Espectrofotômetro 1
Observação: o controle de hemoglobina, além de ser utilizado como padrão, pode 
serdiluído e utilizado como amostra do paciente.
Descarte
Descarte do material utilizado conforme as Normas Internacionais de Segurança. As 
soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia com água corrente.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Hematologia clínica
Título da Aula: Contagem de hemácias 
em Câmara de Neubauer
AULA 2
ROTEIRO 1
Objetivos
Quantificar hemácias. A quantificação de hemácias é parte do eritrograma e necessária 
para os cálculos hematimétricos. Pode ser realizada em sistemas automatizados, mas também 
de forma manual em Câmara de Neubauer quando não se dispõe de tais equipamentos.
Procedimento
Diluição em tubo de ensaio:
1) Em um tubo de ensaio, colocar 4 mL da solução de Gower. Limpar a parede externa 
da ponteira com gaze ou papel.
2) Pipetar 20 µL de sangue homogeneizado. Limpar a parede externa da ponteira com 
gaze ou papel. Rinsar a pipeta várias vezes até a completa transferência da amostra para o 
diluente.
3) Homogeneizar a solução final por agitação manual durante 30 segundos. Aguardar 
2 minutos.
4) Preencher a Câmara de Neubauer com o auxílio da pipeta.
5) Contar as hemácias de 5 quadrados centrais e multiplicar por 10.000.
Líquido de Gower
Ácido acético glacial .................................................. 66,6 mL
Na2SO4 anidro .............................................................. 25 g
Água destilada (qsp) .................................................. 400 mL
Materiais Quantidades por grupo
Sangue de carneiro 100 µL em tubo Eppendorf
Tubos de ensaio 2
Líquido de Gower 10 mL
Câmara de Neubauer 1
Pipeta automática P1000 ou P5000 1
Pipeta automática P20 1
Estante para tubos 1
Papel-absorvente 1 rolo
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamento Quantidade
Microscópio 1
Localize no esquema a seguir o local de contagem das hemácias:
Altura entre a superfície e a lamínula = 0,1 mm 
Volume da área central: 0,1 mm3
Volume de cada quadrado médio central: 0,2 x 0,2 x 0,1 = 0,004 mm3 
Diluição da pipeta: 1/200
Números de quadrados médios centrais contados: 5 
Portanto: 5 x 0,004 x 1/200 = 0,0001 = 1/10.000
Ou seja, o fator é 10.000.
Descarte
Descarte do material utilizado conforme as Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Hematologia clínica
Título da Aula: Contagem de leucócitos 
em Câmara de Neubauer
AULA 2
ROTEIRO 2
Objetivos
Contagem global de leucócitos. A quantificação de leucócitos é parte do leucograma 
e necessária para a contagem diferencial absoluta. Pode ser realizada em sistemas 
automatizados, mas também de forma manual em Câmara de Neubauer quando não se 
dispõe de tais equipamentos.
Procedimento
Diluição em tubo de ensaio:
1) Em um tubo de ensaio, colocar 0,4 mL da solução diluente. Limpar a parede externa 
com gaze ou papel.
2) Pipetar 20 microlitros de sangue homogeneizado. Limpar a parede externa com gaze 
ou papel. Rinsar a pipeta várias vezes até a completa transferência da amostra.
3) Homogeneizar a solução final por agitação manual durante 30 segundos. Aguardar 
2 minutos.
4) Preencher a Câmara de Neubauer com o auxílio de um tubo capilar.
5) Contar os leucócitos de 4 quadrados laterais e multiplicar por 50.
Líquido de Turk
Ácido acético glacial ............................................... 3 mL
Água destilada (qsp) ............................................... 100 mL
1 gota de solução de violeta genciana a 1% ou de azul de metileno
Materiais Quantidades por grupo
Sangue de carneiro 100 µL em tubo Eppendorf
Tubos de ensaio 2
Líquido de Turk 10 mL
Câmara de Neubauer 1
Pipeta automática P1000 1
Pipeta automática P20 1
Estante para tubos 1
Papel-absorvente 1 rolo
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamento Quantidade
Microscópio 1
Localize no esquema a seguir o local de contagem dos leucócitos:
Por que o fator é 50? Cálculo da Câmara de Neubauer para contagem de hemácias:
Cálculo da Câmara de Neubauer para contagem de leucócitos
Área lateral: 1 mm2
Altura entre a superfície e a lamínula = 0,1 mm
 Volume da área lateral: 1 mm3
Volume de cada quadrado lateral: 0,1 mm3
Diluição da pipeta: 1/20
Números de quadrados grandes laterais contados = 4 
Portanto: 4 x 0,1 x 1/20 = 1/50
Ou seja, o fator é 50.
Descarte
Descarte do material utilizado conforme as Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Hematologia clínica
Título da Aula: Determinação do ferro sérico
AULA 3
ROTEIRO 1
Objetivos
Explicar a importância da determinação do ferro no soro e correlacionar com ferritina e 
capacidade total de ligação do ferro com a transferrina.
Procedimento
O aluno deverá seguir as etapas de procedimento descritas na bula do kit e, com o 
auxílio do professor, interpretar os resultados obtidos.
Materiais Quantidades por grupo
Soro controle normal e patológico 1 mL
Tubos de ensaio 2
Kit para determinação de ferro sérico 1
Pipeta automática P1000 1
Estante para tubos 1
Papel-absorvente 1 rolo
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamentos Quantidades
Banho a 37 °C 1
Espectrofotômetro 1
Descarte
Descarte do material utilizado conforme as Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Hematologia clínica
Título da Aula: Confecção de esfregaço sanguíneo
AULA 3
ROTEIRO 2
Objetivos
Confecção e coloração de um esfregaço fino, regular e de bordas livres para boa 
distribuição das células do sangue. O esfregaço é utilizado para a contagem diferencial 
de leucócitos e observação de alterações em hemácias, leucócitos e plaquetas. Também é 
importante para a visualização de parasitas, como o Plasmodium.
Procedimento
1) Limpar várias lâminas de vidro com álcool e secar com gaze. A lâmina deve estar sem 
resquícios de gordura ou defeitos.
2) Limpar a lâmina extensora (bordas arredondadas) com álcool e secar.
3) Homogeneizar a amostra de sangue.
4) Aplicar uma gota de sangue com o auxílio de um capilar na extremidade da lâmina. 
A gota deve ter cerca de 1 cm de diâmetro ou 10 µL, quando aplicada com uma pipeta 
automática.
5) Colocar o lado da lâmina em que está o sangue, em um ângulo de 45° com a face 
superior da lâmina extensora.
6) Fazer um ligeiro movimento para trás com a lâmina extensora até encostá-la na 
gota de sangue, deixando, então, que a gota se difunda uniformemente, ao longo de toda 
a borda por capilaridade.
7) Levar a lâmina extensora para frente, de modo que ela arraste a gota de sangue, 
que se estenderá numa camada delgada e uniforme. Evitar paradas ou movimentos muito 
rápidos. Preparar uma lâmina por vez.
Fonte: autoria própria
8) Escolher a melhor lâmina, esperar secar e proceder à coloração.
9) Colocar as lâminas em frasco contendo corante Instant Prov I e deixar em repouso 
por 5 segundos.
10) Aos 5 segundos, retirar do corante e deixar escorrer durante 5 segundos.
11) Colocar as lâminas no frasco contendo o corante Instant Prov II e deixar em repouso 
por 5 segundos.
12) Retirar do corante e deixar escorrer durante 5 segundos.
13) Colocar as lâminas no frasco contendo corante Instant Prov III e deixar em repouso 
por 5 segundos.
14) Retirar do corante. Deixar escorrer durante 5 segundos e lavar cuidadosamente as 
lâminas em água corrente.
15) Deixar secar.
16) Observar ao microscópio ou reservar para serem lidas na próxima aula de microscopia.
17) Identificar e desenhar as células observadas.
Procedimento para visualização da lâmina ao microscópio
1) Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz.
2) Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz.
3) Girar o revólver do microscópio, de modo que a objetiva de menor (4x) aumento 
fique em posição de uso.
4) Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a 
camada de células.
5) Procurar uma região em que as hemácias estejam dispersas e seja possível identificar 
os leucócitos com nitidez.
6) Focalizar as células com a objetivade menor aumento, utilizando inicialmente o 
parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos devem estar abertos.
7) Melhorar o foco, usando parafuso micrométrico (foco fino).
8) Girar o revólver e mudar para objetiva (10x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico.
9) Utilizando o charriot, escolher a área.
10) Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que não atinja a lâmina ou quebre 
a lamínula.
11) Focalizar as células com o ajuste fino.
12) Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 1 gota de óleo de imersão.
13) Girar o revólver e mudar para a objetiva (100x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico.
14) Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
Fonte: autoria própria
Materiais Quantidades por grupo
Sangue de carneiro 2 mL
Lâminas de vidro 20
Lâminas extensoras 4
Tubo capilar 1
Pipeta P10 1
Estante para secagem de lâminas 1
Papel-absorvente 1
Gaze 1
Descarte para lâminas de vidro 1
Pisseta com álcool 70% 1
Frasco/copo para coloração de lâminas 3
Corante panótico Instant Prov I, II e III 1 conjunto
Equipamento Quantidade
Microscópio 1
Descarte
Descarte do material utilizado conforme as Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Hematologia clínica
Título da Aula: Identificação de alterações 
morfológicas em hemácias
AULA 4
ROTEIRO 1
Objetivos
Identificação das alterações morfológicas em hemácias. A revisão manual das lâminas 
de amostras que apresentam alterações em um ou mais parâmetros tem como objetivo a 
identificação de anormalidades no tamanho, forma, coloração e presença de inclusões.
Procedimento
1) Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz.
2) Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz.
3) Girar o revólver do microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento 
fique em posição de uso.
4) Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a 
camada de células.
5) Utilizando o charriot, centralizar o meio/cauda da lâmina (região em que as hemácias 
estão regularmente dispersas).
1. cabeça; 2. meio; 3. cauda
Fonte: autoria própria
6) Focalizar as células com a objetiva de menor aumento, utilizando inicialmente o 
parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos devem estar abertos.
7) Melhorar o foco, usando parafuso micrométrico (foco fino).
8) Girar o revólver e mudar para a objetiva (10x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico.
9) Utilizando o charriot, escolher a área.
10) Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que não atinja a lâmina ou quebre 
a lamínula.
11) Focalizar as células com o ajuste fino.
12) Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 1 gota de óleo de imersão. 
13) Girar o revólver e mudar para a objetiva (100x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico.
14) Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
15) Identificar as alterações presentes. Possíveis alterações que podem estar presentes:
Fonte: autoria própria
Materiais Quantidades por grupo
Esfregaço de sangue periférico de arquivo 1 por aluno
Óleo de imersão 1
Gaze 1
Papel-absorvente 1 rolo
Equipamento Quantidade
Microscópio 1
Descarte
Descarte do material utilizado conforme as Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Hematologia clínica
Título da Aula: Contagem diferencial 
de leucócitos
AULA 4
ROTEIRO 2
Objetivos
Contagem diferencial de leucócitos. A contagem diferencial de leucócitos em neutrófilos 
(bastonetes e segmentados), linfócitos, monócitos, eosinófilos e basófilos pode ser realizada 
por automação ou a partir de esfregaços corados por coloração de Leishman, entre outras.
Procedimento
1) Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz.
2) Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz.
3) Girar o revólver do microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento 
fique em posição de uso.
4) Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a 
camada de células.
5) Procurar uma região em que as hemácias estejam dispersas e seja possível identificar 
os leucócitos com nitidez.
6) Focalizar as células com a objetiva de menor aumento, utilizando inicialmente o 
parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos devem estar abertos.
7) Melhorar o foco, usando parafuso micrométrico (foco fino).
8) Girar o revólver e mudar para a objetiva (10x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico.
9) Utilizando o charriot, escolher a área.
10) Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que não atinja a lâmina ou quebre 
a lamínula.
11) Focalizar as células com o ajuste fino.
12) Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 1 gota de óleo de imersão. 
13) Girar o revólver e mudar para a objetiva (100x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico.
14) Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
15) Proceder a contagem de cem células. Anotar cada tipo encontrado. Para evitar 
erros de contagem (ou seja, contar a mesma célula em duplicata), adotar o método em 
zigue-zague. Iniciar a contagem da região do corpo do esfregaço e ir em direção à cauda. 
Identificar as alterações presentes.
Fonte: autoria própria
Células Quantidades
Neutrófilos bastonetes
Neutrófilos segmentados
Linfócitos
Monócitos
Eosinófilos
Basófilos
Materiais Quantidades por grupo
Esfregaço de sangue periférico de arquivo 1 por aluno
Óleo de imersão 1
Gaze 1
Papel-absorvente 1 rolo
Equipamento Quantidade
Microscópio 1
Descarte
Descarte do material utilizado conforme as Normas Internacionais de Segurança.
Nome:__________________________________________________ RA:____________________ 
Data:______/_____/_____ 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 1
1- Um paciente de 20 anos foi ao médico para exames de rotina, que apresentaram os seguintes resultados: 
hemácias 8,24 x 106/mm3, hematócrito de 55,0%, hemoglobina de 18 g/dl e plaquetas 910.000/mm3. O 
paciente não apresenta sintomas e não relatou casos parecidos na família. Os resultados foram confirmados 
em nova coleta de sangue. O médico iniciou tratamento do paciente com AAS enquanto novos exames 
foram realizados para confirmação da hipótese diagnóstica. Qual é a provável hipótese diagnóstica? Por 
que o médico iniciou tratamento com AAS?
2- O paciente do caso supracitado foi submetido a 3 flebotomias, uma por semana, durante 3 semanas. 
Qual é a finalidade das flebotomias? Discuta a diferença entre flebotomia e doação de sangue.
Visto do docente: _________________________________
Nome:__________________________________________________ RA:____________________ 
Data:______/_____/_____ 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 2
1- O hemograma de uma paciente, 18 anos, apresentou os seguintes valores: hemácias: 4,3 x 106 mm3 
(3,9-5,4 x 106 uL), hemoglobina: 8,7 g/dL (12-15 g/dL) e hematócrito: 28% (35-47%). A paciente está 
anêmica? Justifique.
2- Calcule os índices hematimétricos HCM e VCM do caso acima.
Visto do docente: _________________________________
Nome:__________________________________________________ RA:____________________ 
Data:______/_____/_____ 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 3
1- Discutir as diferenças entre os valores de ferro sérico para homens e mulheres.
2- Discutir a importância da revisão morfológica de esfregaços sanguíneos pela microscopia, mesmo 
quando o hemograma é realizado de maneira automatizada.
Visto do docente: _________________________________
Nome:__________________________________________________ RA:____________________ 
Data:______/_____/_____ 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 4
1- Discorrer sobre as principais patologias associadas à presença de hemácias: microcíticas e hipocrômicas, 
macrocíticas, eliptócitos, crenadas, esquizócitos, acantócitos, falciforme, estomatócitos e hemácia em alvo.
2- Um analista, ao revisar um esfregaço sanguíneo, observou a presença de hemácias microcíticas e 
hipocrômicas,e, ao mesmo tempo, hemácias macrocíticas. Como serão o VCM e o HCM desse hemograma?
Visto do docente: _________________________________