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RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
ENSINO DIGITAL 
	
RELATÓRIO 
01 e 02
	
	
	DATA:
10 08 2024
______/______/______
RELATÓRIO DE PRÁTICA 01
Franceilma de Fátima Araújo
01461869
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: Parasitologia Clínica
DADOS DO(A) ALUNO(A):
	NOME: FRANCEILMA DE FÁTIMA ARAÚJO
	MATRÍCULA: 01461869
	CURSO: FARMÁCIA
	POLO: UNINASSAU/NATAL CAPIM MACIO
	PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): RAQUEL MEDEIROS
No dia 10 de agosto de 2024, foi realizada uma aula prática de Parasitologia Clínica sob a orientação da docente Raquel Medeiros no laboratório da UNINASSAU. O objetivo desta atividade foi aprofundar o conhecimento sobre os principais parasitas que afetam os seres humanos e os métodos diagnósticos utilizados na identificação dessas infecções. 
Durante a aula, a docente apresentou uma introdução aos principais grupos de parasitas, incluindo protozoários, helmintos e ectoparasitas. Foram discutidas as características de cada grupo, seus ciclos de vida, modos de transmissão e os principais impactos na saúde humana. Além disso, métodos diagnósticos utilizados na parasitologia clínica, incluindo: exame de fezes, exames sorológicos, exames de sangue e técnicas de imagem.
RELATÓRIO:
1. As técnicas de enriquecimento servem para aumentar a possibilidade de encontrar formas evolutivas dos parasitos. Uma dessas técnicas é a de sedimentação espontânea. Explique o princípio da técnica, como ela é realizada e quais parasitos podemos encontrar utilizando-a.
2. Alguns métodos de diagnóstico parasitológico são, além de qualitativos, quantitativos, ou seja, permitem quantificar a carga parasitária. O método de Kato-Katz é um desses. Explique detalhadamente o passo-a-passo dessa técnica é informe a importância de se estimar a carga parasitária em doenças parasitárias que podem ser detectadas por essas técnicas.
3. Quando precisamos pesquisar larvas de parasitos como Strongyloides stercoralis em uma amostra, algumas técnicas são comumente utilizadas, como o método criado por Rugai e colaboradores. Descreva como essa técnica acontece e quais os cuidados que devemos ter ao realizá-la. 
4. Explique a diferença entre as técnicas aprendidas, ressaltando suas vantagens e desvantagens e principais indicações de diagnóstico.
De modo geral, as técnicas de enriquecimento são abordagens utilizadas em estudos de parasitas que visam de forma aumentar a probabilidade de isolamento e identificação de formas evolutivas. Entretanto, os métodos permitem criar condições que favorecem o crescimento e a reprodução de determinados organismos, facilitando o estudo de suas características biológicas, interações e ciclos de vida (Nogueira, et al., 2008). Um exemplo comum de técnica de enriquecimento, é a utilização de meios de cultura específicos, que simulam o ambiente natural em que o parasita se desenvolve. Isso pode incluir a adição de nutrientes, a manipulação de temperatura e pH, ou a criação de condições anaeróbicas, dependendo do tipo de parasita em questão. Além disso, técnicas moleculares, como a sequenciação de DNA, podem ser empregadas para identificar e também caracterizar formas evolutivas de parasitas em amostras enriquecidas. Essas abordagens são essenciais para a compreensão da biodiversidade dos parasitas, suas relações filogenéticas e a evolução de suas adaptações a diferentes hospedeiros e ambientes.
A técnica de sedimentação espontânea é um método utilizado na preparação de amostras biológicas para a identificação de parasitas, especialmente em fezes (Azevedo, et al., 2017). O princípio dessa técnica baseia-se na diferença de densidade entre os parasitas ou seus ovos/cistos e a matriz fecal, e os outros componentes da amostra (como restos alimentares e resíduos celulares). Ao permitir que a amostra descanse, os parasitas, que geralmente possuem uma densidade diferente, se sedimentam no fundo do recipiente.
É realizada uma amostra de fezes e também coletada, preferencialmente com um tamanho adequado para análise (Moreira, et al., 2018). Consequentemente, esta amostra é misturada com uma quantidade suficiente de água destilada ou uma solução salina em um recipiente limpo. Em seguida essa mistura é deixada em repouso por um período que pode variar de 30 minutos a algumas horas. Portanto, durante esse tempo, os parasitas, ovos ou cistos sedimentam no fundo do recipiente. 
Após a sedimentação, o líquido supernatante é cuidadosamente removido, e o sedimento no fundo é recolhido para análise. Assim, o sedimento é então transferido para uma lâmina de microscópio, onde pode ser coberto com uma lamínula e examinado sob um microscópio.
 Figura 01: Visualização lâmina
O método de Kato-Katz é uma técnica amplamente utilizada para o diagnóstico de infecções helmínticas, especialmente em estudos epidemiológicos que demandam a quantificação da carga parasitária (De Oliveira Silva, et al., 2020). Este método é baseado na coleta e exame de amostras de fezes, permitindo não apenas a detecção da presença de ovos de parasitas, mas também a contagem desses ovos, o que possibilita a avaliação da intensidade da infecção.
 Figura 02: Método de Kato-Katz
A técnica envolve os seguintes passos como coleta da amostra, preparação do esfregaço e a Contagem de ovos. Esta contagem é realizada em um campo de visão padrão e os resultados são expressos como ovos por grama de fezes (OPG). Isso permite a avaliação da carga parasitária e a determinação da gravidade da infecção.
Este método de Kato-Katz é valorizado por sua simplicidade, baixo custo e eficácia, particularmente útil em áreas endêmicas onde as infecções por helmintos são comuns. Além disso, ele contribui para a monitorização do controle de doenças parasitárias e para a avaliação de intervenções de saúde pública.
Uma técnica comum para estimar a carga parasitária é a contagem de parasitas em amostras biológicas, como sangue, fezes ou outros fluidos corporais. Um método amplamente utilizado é a técnica de microscopia, onde as amostras são coradas e visualizadas sob um microscópio. Desta maneira, abordagem permite a identificação e quantificação de parasitas, como protozoários ou helmintos, ao contar o número de organismos em uma área específica da amostra. Além de tudo, outras técnicas podem incluir ensaios moleculares, como a PCR (Reação em Cadeia da Polimerase), que permite a detecção e quantificação de material genético dos parasitas, oferecendo uma estimativa mais precisa da carga parasitária.
A importância da estimativa da carga parasitária é multifacetada. Em primeiro lugar, ela fornece informações essenciais para o diagnóstico, ajudando os médicos a determinar a gravidade da infecção e a diferenciar entre diferentes patógenos. Em segundo lugar, a carga parasitária pode influenciar as decisões de tratamento, pois infecções mais severas podem requerer terapias mais agressivas ou prolongadas. Além disso, o monitoramento da carga parasitária ao longo do tratamento é crucial para avaliar a eficácia terapêutica, permitindo ajustes na abordagem clínica, se necessário.
 A estimativa da carga parasitária também tem implicações epidemiológicas, pois pode ajudar na compreensão da dinâmica da transmissão de parasitas em populações e na elaboração de estratégias de controle e prevenção. Portanto, a avaliação precisa da carga parasitária é fundamental para a gestão efetiva de doenças parasitárias.
A pesquisa de larvas de parasitas como Strongyloides stercoralis em amostras fecais pode ser realizada utilizando o método de Rugai, que é um dos protocolos clássicos na parasitologia (Gonzaga, et al., 2015). Este método é eficaz para detectar formas larvais do parasita em amostras de fezes, especialmente em casos de infecções crônicas, onde a eliminação de ovos é baixa.
Descrição do Método de Rugai
Aamostra fecal deve ser coletada em um recipiente limpo e seco, evitando contaminação. É importante que a amostra seja fresca, pois as larvas podem não sobreviver por muito tempo fora do ambiente intestinal.
A amostra fecal deve ser homogeneizada, em seguida uma porção (geralmente cerca de 10 g) é colocada em um tubo de centrifugação.
Adiciona-se uma solução salina a 0,9% até completar o tubo. A mistura deve ser agitada vigorosamente para dispersar as fezes.
O tubo é centrifugado a uma velocidade adequada (geralmente em torno de 2000 rpm por 10-15 minutos) para permitir que as partículas sólidas sedimentem no fundo.
Após a centrifugação, o sobrenadante é cuidadosamente decantado, evitando a perturbação do sedimento.
O sedimento é re-suspendido em um pequeno volume de solução salina, permitindo que as larvas sejam liberadas.
Uma gota da suspensão é colocada em uma lâmina de microscópio e coberta com uma lamínula. A amostra é então examinada sob um microscópio, buscando as larvas móveis de Strongyloides stercoralis.
 Figura 03: Método de Rugai
Cuidados a Serem Tomados
Manter a higiene é crucial para evitar contaminações. Use luvas descartáveis e desinfete o local de trabalho.
É importante saber diferenciar as larvas de Strongyloides stercoralis de outras larvas e de parasitas semelhantes, pois a identificação correta é fundamental para um diagnóstico preciso e tratamento adequado (Carvalho, et al.,2019). As larvas de Strongyloides stercoralis, conhecidas como larvas filaróides, são pequenas e podem ser confundidas com as larvas de outros helmintos.
As técnicas de Kato-Katz e Rugai são métodos utilizados para a detecção de helmintos (vermes) em amostras fecais, especialmente no diagnóstico de infecções por nematoides e cestóides. No entanto, ambas têm suas particularidades, vantagens e desvantagens.
O método de Kato-Katz consiste na preparação de lâminas a partir de amostras fecais. Uma quantidade específica de fezes (geralmente 41,7 mg) é colocada em uma lâmina e coberta com uma película de celulose, permitindo que os ovos de helmintos sejam visualizados sob um microscópio após um período de incubação.
Vantagens
É considerado um dos métodos mais sensíveis para a detecção de ovos de helmintos.
Permite a quantificação dos ovos, o que é útil para avaliar a intensidade da infecção.
Desvantagens
A interpretação dos resultados requer pessoal treinado e experiente.
A sensibilidade pode ser reduzida se a amostra fecal não for representativa, uma vez que a excreção de ovos pode ser intermitente.
Principais indicações de diagnóstico
Diagnóstico de infecções por helmintos intestinais, como Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura e Schistosoma mansoni.
Avaliação da carga parasitária em estudos epidemiológicos.
Método de Rugai
O método de Rugai, por sua vez, é uma abordagem que utiliza uma coloração específica para facilitar a visualização dos ovos de helmintos nas amostras fecais. As amostras são processadas e, em seguida, os ovos são contados e identificados sob um microscópio.
Vantagens
A coloração melhora a visualização dos ovos, podendo facilitar a identificação para aqueles que não têm muita experiência.
Pode ser mais fácil de realizar em algumas situações clínicas devido à preparação simplificada.
Desvantagens
Pode ser menos sensível do que o método de Kato-Katz, especialmente em casos de infecções leves, onde a quantidade de ovos presentes nas amostras pode ser insuficiente para uma detecção eficaz.
A coloração usada pode dificultar a diferenciação entre ovos de diferentes espécies de helmintos, o que pode levar a diagnósticos imprecisos em alguns casos.
Embora a coloração possa ajudar na visualização, ainda é necessário um certo nível de experiência para a contagem e identificação precisa dos ovos.
O método de Rugai pode ser uma ferramenta útil em contextos clínicos e laboratoriais onde a simplicidade e a clareza na visualização são prioridades. No entanto, é importante considerar suas limitações em termos de sensibilidade e identificação, especialmente em comparação com métodos mais robustos como o de Kato-Katz. Portanto, a escolha do método deve levar em conta o contexto da análise, a experiência do operador e a necessidade de precisão diagnóstica.
Referências:
AZEVEDO, Eduarda Peixoto et al. Diagnóstico parasitológico em amostras fecais no laboratório de análises clínicas: comparação de técnicas e custo de implantação. RBAC, v. 49, n. 04, p. 401-7, 2017.
CARVALHO, E. F. Goulart de et al. Produtos por excreção/secreção de strongyloides venezuelensis: a aplicação ao diagnóstico de estrongiloidíase e caracterização de proteínas imunorreativas. 2019.
DE OLIVEIRA SILVA, Jeferson Kelvin Alves et al. Caracterização das alterações clínicas e imunopatológicas induzidas por coinfecção de Leishmania amazonensis e Schistosoma mansoni em camundongos balb/c. 2020.
MANGINI, Ana Célia Steffen et al. Avaliação do kit Totaltest comparado com as técnicas por sedimentação espontânea, Rugai e Kato, no exame parasitológico de fezes. Rev. bras. anal. clin, v. 31, n. 1, p. 29-31, 1999.
MOREIRA, Camilla Soares et al. Abordagem Sobre Exame Parasitológico de Fezes para Estudantes de Medicina. ACTA MSM-Periódico da EMSM, v. 5, n. 3, p. 205-209, 2018.
NOGUEIRA, Joseli Maria da Rocha et al. Paleoparasitologia e Estudos associados à recuperação dos organismos bacterianos de esporos viáveis presentes em coprólitos sul-americanos. 2008. 
RELATÓRIO DE PRÁTICA 02
Franceilma de Fátima Araújo
01461869
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: Parasitologia Clínica
DADOS DO(A) ALUNO(A):
	NOME: FRANCEILMA DE FÁTIMA ARAÚJO
	MATRÍCULA: 01461869
	CURSO: FARMÁCIA
	POLO: UNINASSAU/NATAL CAPIM MACIO
	PROFESSOR (A) ORIENTADOR (A): RAQUEL MEDEIROS
RELATÓRIO:
5. Para um diagnóstico correto, é preciso conhecer as características morfológicas dos parasitos. Ao observar uma amostra com uma larva de Strongyloides stercoralis, qual a morfologia que observaremos? Explique as características da forma larval desses parasitos.
6. Essas características são essenciais para o diagnóstico e compreensão do ciclo de vida do parasita, já que a forma larval é a que pode penetrar na pele do hospedeiro humano e iniciar a infecção. Por exemplo, em fezes diarreicas, é mais provável encontrar trofozoítos de Giardia lamblia, e não cistos. Descreva quais são as características morfológicas desses trofozoítos e como você identificaria ao exame microscópico.
7. Para diagnosticar parasitoses sanguíneas, podemos buscar formas evolutivas do parasito no sangue do paciente. Formas de parasitos dos gêneros Leishmania e Trypanosoma podem ser encontradas assim. Descreva e diferencie a morfologia das formas promastigotas de Leishmania sp e tripomastigota sanguínea de Trypanosoma cruzi.
8. A esquistossomose é uma importante doença e é endêmica no Brasil. Seu diagnóstico é dado pelo método de Kato-Katz, que permite o encontro e contagem de ovos do parasito. Sobre os ovos do parasito, apresente uma descrição morfológica e como identifica-los à microscopia.
Para um diagnóstico correto de infecções parasitárias, é fundamental conhecer as características morfológicas dos parasitas. Essas características incluem a forma, o tamanho, estrutura e a coloração dos organismos, que podem variar entre diferentes espécies de parasitas. A morfologia pode ajudar a diferenciar parasitas de acordo com seu ciclo de vida, habitat e modo de transmissão. 
Por exemplo, os protozoários apresentam características celulares distintas, como a presença de flagelos ou cílios, enquanto os helmintos (vermes) podem ser identificados por sua forma segmentada ou não segmentada, além de estruturas reprodutivas específicas. O uso de técnicas de microscopia e de coloração pode facilitar a identificação morfológica dos parasitas em amostras biológicas, como fezes ou sangue. Além disso, o conhecimento sobre as característicasmorfológicas auxilia na escolha do tratamento adequado e na prevenção de novas infecções. Portanto, uma compreensão detalhada das características morfológicas dos parasitas é essencial para um diagnóstico preciso e eficaz.
Em termos, observar uma amostra com uma larva de Strongyloides stercoralis, podemos identificar algumas características morfológicas importantes que ajudam na sua identificação. De acordo com as larvas de Strongyloides stercoralis pertencem ao grupo dos nematelmintos e têm uma morfologia específica como dimensões, forma, rabo, corte transversal, esôfago e estágio.
As larvas são pequenas, medindo aproximadamente 200 a 300 micrômetros de comprimento. Elas possuem um corpo delgado e alongado, com um extremo anterior afilado e um posterior mais largo. Uma das características distintivas é a presença de um esôfago em forma de coluna, o que as diferencia de outras larvas de nematoides (Martins, et al., 2018). Essas características são essenciais para o diagnóstico e compreensão do ciclo de vida do parasita, já que a forma larval é a que pode penetrar na pele do hospedeiro humano e iniciar a infecção.
Novo paradigma para um diagnóstico eficaz e compreensão do ciclo de vida do parasita, é fundamental entender as características específicas da forma larval. Essa fase do parasita é crucial, uma vez que é a responsável pela penetração na pele do hospedeiro humano, dando início à infecção. Assim, as larvas muitas vezes possuem adaptações morfológicas e fisiológicas que facilitam sua migração e invasão no hospedeiro. Por exemplo, podem apresentar estruturas que ajudam na locomoção ou na adesão aos tecidos do hospedeiro. Além disso, a identificação da forma larval pode auxiliar na determinação do momento adequado para intervenções terapêuticas e prevenção da disseminação da infecção.
É importante compreender o ciclo de vida completo do parasita, desde a forma larval até as fases adultas, permite não apenas o diagnóstico mais preciso, mas também o desenvolvimento de estratégias de controle e erradicação, contribuindo para a saúde pública e a mitigação dos impactos causados pela infecção parasitária (Magalhães, 2019).
Diante disso, os trofozoítos de Giardia lamblia são a forma ativa do parasita e apresentam características morfológicas distintas que permitem sua identificação ao exame microscópico. Assim, ressalto as características morfológicas dos trofozoítos de giardia lamblia.
Os trofozoítos têm uma forma piriforme (semelhante a uma gota ou pera), sendo mais largos na parte anterior e afilados na parte posterior. Geralmente, os trofozoítos medem entre 10 a 20 micrômetros de comprimento e 5 a 15 micrômetros de largura. Pois, possuem dois núcleos que são grandes e em forma de "olho de boi", com um nucléolo visível em cada núcleo. Essa característica é fundamental para a identificação do parasita.
Os trofozoítos têm quatro pares de flagelos que se estendem da parte anterior do corpo, além de um par de flagelos caudais, que ajudam na motilidade do parasita. Na superfície ventral, apresentam um disco adesivo que permite a adesão à mucosa intestinal do hospedeiro. Além disso, o citoplasma é homogêneo e pode apresentar uma coloração leve a moderada, dependendo da técnica de coloração utilizada.
Identificação ao Exame Microscópico
No ponto de vista para identificar os trofozoítos de Giardia lamblia ao exame microscópico, deve-se seguir algumas etapas: preparação da amostra, técnica de coloração, observação ao microscópio.
As fezes devem ser processadas rapidamente para evitar a degeneração dos trofozoítos, sendo recomendável a coleta de amostras frescas.
 O uso de corantes como a solução de Lugol ou o método de coloração com metileno azul pode ajudar a realçar as características morfológicas do parasita. 
Utilizando um microscópio óptico em aumento de 100x a 400x, deve-se procurar por organismos móveis com as características descritas, prestando atenção especial à presença dos dois núcleos e ao disco adesivo.
Nesse contexto, para diagnosticar parasitoses sanguíneas, como as causadas pelos gêneros Leishmania e Trypanosoma, e a observação de formas evolutivas dos parasitas no sangue do paciente é uma prática comum e eficaz (Donato, 2023).
 No caso do Trypanosoma, por exemplo, o Trypanosoma brucei, agente causador da doença do sono, pode ser identificado em sua forma tripomastigota em amostras de sangue. Já a Leishmania, que causa a leishmaniose, pode ser observada em manchas de sangue ou em aspirados de medula óssea, apresentando-se em forma de promastigotas ou amastigotas, dependendo do estágio da infecção e do tipo de leishmaniose.
O diagnóstico pode ser realizado utilizando-se técnicas de microscopia, onde as amostras são coradas e examinadas, ou métodos mais avançados, como a PCR, que permite uma detecção mais sensível e específica dos DNA dos parasitas. A identificação precoce e precisa desses parasitas, é fundamental para um tratamento adequado e para a prevenção de complicações associadas a essas doenças.
A morfologia das formas promastigotas de Leishmania sp. e das formas tripomastigotas sanguíneas de Trypanosoma cruzi apresenta características distintas que refletem suas adaptações evolutivas e seus ciclos de vida.
Promastigota de Leishmania sp.
· As promastigotas são formas alongadas e possuem um corpo fusiforme (em forma de fuso).
· Apresentam um flagelo livre que se projeta a partir da extremidade anterior, o que lhes confere motilidade.
· Possuem um núcleo central e um cinetoplasto (organelo associado ao flagelo) localizado próximo à base do flagelo.
· Geralmente medem entre 10 a 30 micrômetros de comprimento.
· As promastigotas são encontradas no ambiente externo, como em vetores (mosquitos flebotomíneos) ou em culturas de laboratório.
· Esta forma é a forma flagelada e infectante que se multiplica no intestino do vetor e é transmitida aos hospedeiros vertebrados durante a picada.
Tripomastigota de Trypanosoma cruzi
· As tripomastigotas são também alongadas, mas com um corpo mais espesso e uma forma mais achatada, assemelha-se a uma gotinha.
· Possuem um flagelo que se estende ao longo do corpo, mas este está aderido à superfície, formando uma membrana ondulante.
· Apresentam um núcleo central e um cinetoplasto localizado na extremidade posterior.
· As tripomastigotas, medem entre 15 a 25 micrômetros de comprimento.
· Estas formas são encontradas no sangue de hospedeiros vertebrados, como mamíferos, incluindo humanos, durante a infecção.
O ciclo de vida do Trypanosoma cruzi, o agente causador da Doença de Chagas, envolve várias etapas e formas do parasita. Por consequente, a forma tripomastigota é, de fato, a forma infectante que é transmitida aos humanos através da picada insetos vetores, principalmente os triatomíneos, conhecidos popularmente como barbeiros.
 Após a infecção, os tripomastigotas se multiplicam no organismo humano, transformando-se em formas chamadas amastigotas, que se reproduzem no interior das células do hospedeiro. Pois, essas células, geralmente do coração, fígado ou intestinos, podem liberar novos tripomastigotas na corrente sanguínea, reiniciando o ciclo.
Os barbeiros se infectam ao se alimentarem do sangue de indivíduos já infectados. O parasita se multiplica no intestino do inseto e é eliminado nas fezes, que podem contaminar o local da picada ou mucosas do hospedeiro, como os olhos. 
O ciclo de vida do Trypanosoma cruzi, portanto, é um exemplo de um ciclo de vida complexo, envolvendo interação entre o vetor, o parasita e o hospedeiro, o que complica as estratégias de controle e prevenção da doença.
A esquistossomose é uma doença parasitária causada por vermes do gênero Schistosoma, que afetam milhões de pessoas no mundo, especialmente em regiões tropicais e subtropicais. No Brasil, a esquistossomose é considerada uma doença endêmica, com uma prevalência significativa em várias áreas, especialmente nas regiões Nordeste e Centro-Oeste. A transmissão ocorre principalmente quando as pessoas entram em contato com água doce contaminada por caramujos que abrigamas formas larvais do parasita. Desta maneira, a infecção pode levar a sintomas como dor abdominal, diarreia, fadiga e, em casos mais graves, pode causar complicações crônicas, afetando órgãos como fígado e intestinos.
O controle da esquistossomose envolve medidas de prevenção, como também o saneamento básico, o tratamento adequado de pessoas infectadas e a educação em saúde, para evitar o contato com águas contaminadas. Assim, campanhas de conscientização e ações de monitoramento das áreas endêmicas são essenciais para reduzir a incidência da doença e melhorar a qualidade de vida das populações afetadas.
O método de Kato-Katz é uma técnica amplamente utilizada para diagnóstico de infecções parasitárias, especialmente helmintoses, através da identificação de ovos no exame de fezes (Santos, et. al., 2015). A seguir, apresento uma descrição morfológica dos ovos de alguns parasitas comuns e como identificá-los à microscopia.
Ovos de Ascaris lumbricoides (lombriga)
Os ovos são grandes, medindo aproximadamente 45-75 µm de diâmetro. Apresentam uma casca fina e uma superfície que pode ser descrita como "coriácea", com uma coloração castanho-amarelada. A forma é oval e, em geral, apresentam uma ou duas camadas de casca. O interior pode conter um embrião em desenvolvimento.
Na microscopia, os ovos podem ser visualizados em amostras de fezes utilizando objetiva de 10x ou 40x. Pelas características mencionadas, são facilmente reconhecidos pela sua forma oval e pela coloração.
Ovos de Schistosoma mansoni
Os ovos são relativamente pequenos, medindo cerca de 110-170 µm de comprimento e 60-100 µm de largura. Apresentam uma forma oval e possuem um espinho lateral, que é uma característica marcante.
Ao observar sob microscópio, o espinho lateral é uma característica distintiva que facilita a identificação. Eles também têm uma coloração amarelada e a superfície é lisa.
Ovos de Trichuris trichiura (tricocéfalo)
Os ovos são característicos por sua forma de barbelas ou lâmpadas, medindo aproximadamente 50-55 µm de comprimento e 20-25 µm de largura. Têm uma casca dupla, com extremidades ligeiramente afiadas e uma coloração amarelo-pálido.
Os ovos podem ser identificados pela sua forma única e pela presença da casca característica, observando-se os detalhes sob objetiva de 10x ou 40x.
Ovos de Ancylostoma
Ressalto que são uma parte importante do ciclo de vida dos nematoides do gênero Ancylostoma, que são parasitas intestinais conhecidos como ancilostomídeos. Esses parasitas afetam principalmente os cães e os gatos, mas algumas espécies também podem infectar humanos, causando assim a condição conhecida como ancylostomose.
O texto descreve o ciclo de vida de certos parasitas, como vermes, que se reproduzem através de ovos liberados nas fezes do hospedeiro. Esses ovos, ao serem expostos a condições ambientais adequadas, se desenvolvem em larvas. Quando essas larvas entram em contato com a pele de um novo hospedeiro, elas podem penetrar, causando uma infecção (Rocha, et al., 2007). Após essa fase inicial, as larvas migram para o intestino, onde se transformam em adultos e iniciam o ciclo reprodutivo, liberando novos ovos e perpetuando o ciclo de infecção. Esse processo é comum em parasitas como ancilostomídeos e estrongiloides, que podem causar diversas doenças em humanos e animais. A prevenção, como a boa higiene e o controle da sanidade dos ambientes, é fundamental para interromper esse ciclo.
A detecção de ovos de Ancylostoma em amostras de fezes é uma parte importante do diagnóstico de infecções por esses parasitas (Labruna, et al., 2006). O tratamento geralmente envolve o uso de antiparasitários e medidas de controle de higiene para prevenir reinfecções. Além disso, a educação sobre a prevenção, como evitar a exposição a ambientes contaminados e a importância da desparasitação regular de animais de estimação, é crucial para controlar a disseminação desses parasitas.
Referencias:
DONATO, Sílvia Tavares. Identificação e caracterização imunoquímica de antigénios de tripanosomatídeos envolvidos na reatividade serológica entre Trypanosoma cruzi e Leishmania spp. 2023. 
LABRUNA, Marcelo Bahia et al. Prevalência de endoparasitas em cães da área urbana do município de Monte Negro, Rondônia. Arquivos do Instituto Biológico, v. 73, n. 2, p. 183-193, 2006.
MAGALHÃES, Suzanne Mychelly Rosa Silva. A leishmaniose visceral vista a partir da história oral: práticas culturais, desafios e processos de territorialização no município de Araguaína-TO. 2019.
MARTINS, Florence Goncalves et al. Bulimulus tenuissimus (Mollusca) como um novo hospedeiro experimental para Angiostrongylus cantonensis (Nematoda), um estudo morfológico e fisiológico da interação parasito-hospedeiro. 2018.
ROCHA, Silvana et al. Análise ambiental do perfil parasitário encontrado no solo arenoso das praias do município de Santos, SP. 2007.
RODRIGUES, Rúben Miguel Lopes. Aplicação de métodos moleculares ao diagnóstico de Giardia lamblia e de Entamoeba spp. 2009. 
SANTOS, Jéssica Pereira dos et al. Helmintos intestinais identificados em humanos, caprinos, ovinos e suínos: potencial interface entre o parasitismo humano e animal em área rural no Estado do Piauí. 2015.
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