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E-book do Vet UFMG 
 
Aspectos teóricos e aplicados a ginecologia 
equina 
 
 
 
Autores 
 
Profa. Dra. Monique de Albuquerque Lagares 
Ms. Natalia de Castro Alves 
Med. Vet. Jade Raquel Dias Farias 
Med. Vet. Marina Morra Freitas 
 
 
2022 
 
1 
Prefácio 
 
O presente e-book é um registro do trabalho de alunas da Pós-Graduação em Ciência 
Animal da Escola de Veterinária da Universidade Federal de Minas Gerais (UFMG) e por mim, 
a professora orientadora, e coordenadora do Laboratório de Biotecnologia da Reprodução e 
Técnicas de Reprodução Assistida, BioART Lab da Vet UFMG. Esse material foi elaborado 
para suprir informações sobre aspectos aplicados à reprodução da égua e oferecer uma base 
teórica da fisiologia da reprodução para melhor entendimento da área aplicada. O II Curso de 
Ginecologia Equina com Ultrassonografia realizado em fevereiro de 2022 foi nossa grande 
inspiração. Esperamos que seja de grande utilidade para a rotina de quem tem interesse na área 
de ginecologia equina. 
Boa leitura e aprendizado! Belo Horizonte, 3 de fevereiro de 2022 
 
Monique de Albuquerque Lagares 
Professora Titular do Depto. de Clínica e Cirurgia Veterinária da UFMG 
 
 
2 
Sumário 
1. Anamnese, Histórico, Exame Clínico Geral 5 
2. Anatomia do Sistema Reprodutor da Fêmea Equina 6 
2.1 Exame da genitália externa 6 
2.1.1 Inspeção da vulva 7 
2.2 Exame da genitália interna 10 
2.2.1 Inspeção do assoalho vaginal com espéculo vaginal 13 
2.2.2 Inspeção da cérvix com espéculo vaginal 13 
3. Controle endócrino do ciclo estral da égua 14 
 3.1 Sazonalidade reprodutiva da égua 17 
 3.1.1 Melatonina 18 
 3.1.2 Ciclo circadiano 20 
 3.2 Comportamento de estro 20 
 3.3 Manipulação do ciclo estral - Programa de luz 21 
 3.4 Reconhecimento materno da gestação 23 
 3.4.1. Endocrinologia da gestação 24 
 3.4.2. Destruição dos cálices endometriais 25 
4. Exame do sistema reprodutivo por palpação retal 27 
5. Exame do sistema reprodutivo com ultrassonografia 27 
6. Técnicas complementares do exame ginecológico equino 30 
6.1 Cultura microbiológica uterina 30 
6.2 Citologia uterina 30 
6.3 Biópsia uterina 33 
7. Manipulação hormonal da sazonalidade 34 
7.1 Protocolos hormonais 36 
8. Modelos de fichas ginecológicas equina 40 
9. Referências bibliográficas 42 
 
 
3 
Lista de figuras e tabelas 
Fig 1: Desenho esquemático do sistema reprodutor da égua (1) ovários, (2) cornos uterinos, (3) 
corpo uterino, (4) ligamento largo, (5) infundíbulo, (6) cérvix, (7) vagina, (8) artérias uterinas, e 
(9) artérias ovarianas. 
Fig.2: Conformação vulvar 
 
Fig.3: Aparelho de metal (vulvômetro) para mensuração e determinação do comprimento e 
ângulo de inclinação vulvar da égua (Índice de Caslick). 
 
Fig. 4: Índice de Caslick = comprimento vulvar em cm x ângulo de inclinação em graus. 
Interpretação: Valorescorreta dos lábios vulvares 
(Fig.2 e 5) predispõe a urovagina e a pneumovagina (BRADECAMP, 2011). Estas são decorrentes 
da entrada de urina e ar no ambiente uterino, ocasionando graus de inflamação e infecção que 
podem comprometer os índices de fertilidade. Na avaliação ginecológica são importantes as 
informações referentes a fatores hereditários, escore corporal do animal, idade, número de partos, 
e índice de Caslick (Fig.3 e 4), o qual é um indicativo para a realização de correção cirúrgica 
vulvar. 
Sequência do exame ginecológico equino 
1. Exame da genitália externa 
● Inspeção: Avaliação da conformação vulvar 
2. Exame genitália interna 
● Uso de espéculo vaginal para avaliação da abertura e coloração da cérvix, e coloração, 
umidade e presença de secreção vaginal 
● Palpação retal para avaliação de ovários quanto ao tamanho, presença de folículos 
(tamanho e consistência), útero (consistência, simetria e espessura) e cérvix (espessura e 
consistência) 
 
7 
● Ultrassonografia para avaliação de ovários quanto à presença de folículos (tamanho e 
ecogenicidade), corpo e cornos uterinos (presença de líquido, vesícula embrionária e edema 
uterino), e espessura da cérvix. 
 
Fig. 1: Desenho esquemático do sistema reprodutor da égua (1) ovários, (2) cornos uterinos, (3) 
corpo uterino, (4) ligamento largo, (5) infundíbulo, (6) artérias uterinas, e (7) artérias ovarianas. 
 
2.1.1 Vulva 
O sistema reprodutor da égua é responsável pelo sucesso da fertilização, apresentando 
interação entre o sistema nervoso central e o sistema endócrino. A vulva (fig. 2) apresenta 
importância contra infecções uterinas, tendo função de mecanismo de defesa. Dessa forma, se faz 
necessário conhecimento anatômico para garantir o sucesso da fertilização. 
 
 
8 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig.2: Conformação vulvar (Acervo pessoal) 
 
(Caslick 1937) 
Fig.3: Aparelho de metal (vulvômetro) para mensuração e determinação do comprimento e ângulo 
de inclinação vulvar da égua (Índice de Caslick). 
 
 
 
9 
 
 
Fig. 4: Índice de Caslick = comprimento vulvar em cm x ângulo de inclinação em graus. 
Interpretação: Valoresa uma 
excitação tônica de seus neurônios (Fig. 12). O impulso nervoso é transmitido ao hipotálamo na 
região do núcleo supraquiasmático (Williams et al. 2012), encaminhando para o gânglio cervical 
superior. Assim, o sinal excitatório é convertido em inibitório pelos neurônios pré-sinápticos. As 
fibras adrenérgicas pós-sinápticas respondem reduzindo a secreção de norepinefrina que influencia 
na glândula pineal, resultando em diminuição da secreção de melatonina (Senger, 2012). 
A baixa secreção de melatonina excita os neurônios (Arg)(Phe)-amida peptídeos (RFRP) 
que aumentam a secreção de RFRP-3 (Angelopoulou et al., 2019; Kanasaki et al., 2018). O RFRP-
3 atua diferente em sazonalidade de dia longo e curto. Em dias longos, o RFRP-3 estimula o 
agrupamento de neurônios de Kisspeptina no hipotálamo, que secretam altos níveis de kisspeptina- 
10, que age nos neurônios de GnRH e estimula a liberação de FSH e LH (Senger, 2012). 
 
18 
 
Fig. 12: Esquema de liberação dos hormônios gonadotróficos e pineal, luz, égua 
 
 
3.1.1 Melatonina 
A melatonina (N-acetil-5-metoxitriptamina) é um neurotransmissor da família das 
indolaminas, produzida principalmente pela glândula pineal (Lerner et al., 1958), mas também 
pode ser produzida em outros locais como a pele e os ovários (Rocha et. al., 2011). 
 Na glândula pineal, no decorrer de um dia, a melatonina é formada a partir do triptofano 
quando a luminosidade diminui (Goldman e Darrow, 1983). O triptofano entra na via biossintética 
e sob ação da enzima triptofano-5-hidroxilase é convertido em 5-hidroxitriptofano. Esse segue 
sendo oxidado pela enzima 5-hidroxitriptofano descarboxilase, originando a seratonina, que sob 
ação da N-acetiltransferase recebe um grupo acetil formando a N-acetilseratonina, que por sua vez 
 
19 
é submetida a ação da acetilseratonina-O-metiltransferase, sendo metilada e assim formando a N-
acetil-5-metoxitriptamina (melatonina) (Rocha et. al., 2011, Fig. 13). 
Um dos mecanismos de ação da melatonina é a ligação em receptores associados à 
membrana plasmática. Esses são chamados de MT1, MT2 e MT3. Os dois primeiros são 
encontrados em mamíferos (Rocha et. al., 2011) e o MT3 em pássaros e anfíbios (Talpur et. al., 
2018). O MT1 e o MT2 são pertencentes a família de receptores ligados à proteína G. Já o MT3 
pertence à superfamília RZR/ROR, que são receptores nucleares. 
Os receptores MT1 podem ser encontrados na pars tuberalis na adenohipófise (Malpaux et 
al., 1996) e no núcleo supraquiasmático do hipotálamo (Talpur et al.,2018). Já o MT2 é encontrado 
na retina dos mamíferos (Talpur et al.,2018). 
 
 Fig. 13: Via Biosintetica da melatonina. 
 
Quando diminui a incidência de luz, a retina capta a alteração de luminosidade e por 
impulso nervoso encaminha o sinal para o núcleo supraquiasmático que leva para o gânglio 
cervical superior. Por vários estímulos, aumenta a produção de norepinefrina, aumentando a 
produção de N-acetiltransferase e, consequentemente, a produção de melatonina (Deguchi e 
Axelrod, 1972). 
 
 
20 
3.1.2 Ciclo circadiano 
O ciclo circadiano dura aproximadamente 24 horas. E é sincronizado através da variação 
de claro: escuro (Maywood et al, 2007). A produção da melatonina está relacionada ao ritmo 
circadiano que está sob controle de um relógio endógeno (Goldman e Darrow, 1983). 
A produção da melatonina ocorre sob influência direta do sistema nervoso central 
(Maywood et al, 2007). 
 
3.2 Comportamento de estro 
Éguas são animais de ciclo reprodutivo sazonal, sua atividade reprodutiva é determinada 
pelo estímulo de luz. A égua só aceita o acasalamento no período do cio ou estro, demonstrando 
receptividade ao garanhão, elevação da cauda e micção com odor característico (Fig. 14 e 15). 
Durante o diestro, a égua rejeita o garanhão, podendo se demonstrar agitada, morder e dar coices. 
A rufiação das éguas pelo garanhão pode ser feita levando-se a égua ao tronco, onde o garanhão 
fará a corte para detecção do cio ou levando-se o garanhão ao piquete onde as éguas se encontram. 
Neste caso, as éguas no cio (estro) se aproximam dele, levantam a cauda, urinam e contraem o 
clítoris. 
 
Fig. 14: Rufiação das éguas pelo garanhão. As éguas que estão no cio (estro) se aproximam do 
garanhão, levantam a cauda, urinam e contraem o clítoris. 
 
 
21 
 
Fig. 15: Comportamento da égua e ovários correspondente durante o estro e diestro (Adaptado de 
Guinter, 1992). 
 
3.3 Ciclo estral - Programa de luz 
 
Conceito de dia longo 
A égua precisa de 14-16 horas de luz para ciclar. Estende-se o dia no período de dias curtos, 
colocando a égua na luz na baia antes do anoitecer até completar as 16h de luz. 
 
 Conceito de noite curta 
A “noite” para o animal deve terminar mais cedo. O animal deve ser estabulado e exposto 
à luz, após 9,5-10 horas do início do período escuro. Pode-se usar uma lâmpada fluorescente ou 
incandescente de 100w e 200w. É indicada para fase de transição e éguas que precisam ciclar fora 
da estação de monta. 
 
22 
A ovulação da égua ocorre cerca de 24 a 48h antes do comportamento característico do 
estro terminar. Deve-se ter em mente o momento ideal para inseminação da égua (Fig. 16), de 
forma que, se for inseminada de 12 a 14h após a ovulação, por ainda apresentar sinais de cio, 
poderá levar à falhas no desenvolvimento embrionário, devido a viabilidade do óvulo (Raz e Raz 
2012). 
 
Fig. 16: Momento ideal para monta natural e inseminação artificial com sêmen fresco ou resfriado. 
Adaptado de Raz e Raz 2012. 
 
 
 
 
 
 
23 
3.4. Reconhecimento materno da gestação 
A migração da mórula e blastocisto jovem (Bl) para o útero ocorre em torno de 6 dias pós 
fecundação, principalmente o Bl. Após a fertilização, a mórula ainda aprisionada no istmo superior 
inicia a produção de Prostaglandina- E (PGE). A PGE é responsável pelo relaxamento da tuba 
uterina que permite a descida do embrião até o útero. A recuperação embrionária na transferência 
de embriões (TE) ocorre no d7. Os oócitos somente descem para o útero com o relaxamento da 
tuba-uterina promovido pela produção de PGE pelo embrião. Se for encontrado um oócito 
degenerado no lavado uterino é recomendável lavar o útero novamente para se encontrar o 
embrião. 
No útero o embrião produz E2 e PGE para aumento da contratilidade uterina, e uma 
molécula menor que 10 kd, cuja função é bloquear os receptores de ocitocina uterino. Para isso , o 
embrião se move pelos cornos uterinos e corpo do útero. Isso é possível, devido a formação de 
uma cápsula glicoproteica, acelular, produzida pelo trofoblasto situada entre o trofoblasto e a zona 
pelúcida (ZP) do embrião. Esta cápsula só se forma no útero. 
A mobilidade embrionária ocorre até d16 (Fig. 17), quando aumenta o tônus uterino e 
ocorre a fixação da vesícula embrionária. O embrião produz E2 e PGE para aumento da 
contratilidade uterina e uma molécula menor que 10 kd, cuja função é bloquear os receptores de 
ocitocina uterino. 
 
 
Fig. 17: Mobilidade embrionária d14 
 
24 
 
3.4.1. Endocrinologia da gestação 
A fonte de progestágenos durante a gestação é o corpo lúteo (CL) primário no início (d0 a 
40). Os CLs secundários se formam também secretam progesterona (d40 a d180). Do d 60 a termo 
a unidade feto placentária é que mantém a gestação com a produção de progesterona (P4). Note 
que a P4 produzida pela unidade feto placentária não entra em contato com a circulação sanguínea 
materna (Fig. 18) 
 
 
Fig. 18: Fontes de progestágenos durante a gestação 
 
Dr. Douglas Antczak descobriu os cálices endometriais a partir do d25 até 36 d da prenhez 
(100 anos de comemoração da descoberta no Annual Review of Animal Biosciences (Antczak et 
 
25 
al., 2013). No d37 as células do cinturão coriônico invadem o endométrio. No d40 células do 
cinturão coriônico se transformam em células dos cálices endometriais secretoras de eCG. No d50 
célulasdos cálices endometriais maduro desencadeiam uma resp. cel. do sistema imune materno. 
O eCG tem estímulo luteotrófico induzindo à ovulação e luteinização de folículos >20mm de 
diâmetro. Consequente a secreção de eCG pelos cálices endometriais há formação dos CLs 
secundários a partir de d3-40 gestação. Aumenta o número de folículos grandes (>20 mm) de d20 
a d60 de gestação. 
 
3.4.2. Destruição dos cálices endometriais 
O antígeno de histocompatibilidade paterna classe 1 (MHC-1) são genes que codificam, 
informações p/ tipo de ptns na superfície das células de cada indivíduo. As células do cinturão 
coriônico expressam alta concentração de MHC-1. A expressão do antígeno MHC classe I pelo 
trofoblasto invasivo equino é importante para a tolerância maternal ao concepto equino. No 
entanto, a invasão dessas células no endométrio faz com que o MHC1 desencadeia uma resposta 
imune pelos linfócitos levando a destruição dos cálices endometriais aos d120 de gestação e 
redução do estímulo luteotrófico do eCG levando a regressão dos CLs primários e secundários 
(d120-150). Não há resposta imune contra a maioria da placenta epitélio-corial não invasiva, 
permitindo que a gestação seja levada a termo. 
As células do cinturão coriônico do trofoblasto invadem o endométrio e formam os cálices 
endometriais após o d36 pós-ovulação. No d70-80 os cálices endometriais começam a degenerar 
e os linfócitos invadem e os destroem. A concentração de progesterona cai e a placenta passa a 
manter a gestação com a produção de progesterona (5 alfa- pregnanes). (Fig. 19) (Modificado de 
Ginther, O.J Reproductive biology of the mare- Basic and applied aspects- 2a. Edição, 1992). 
 
26 
 
Fig. 19: Endocrinologia da gestação 
 
 
 
27 
4. Exame do sistema reprodutivo com palpação retal 
A palpação retal em equinos é um dos principais exames na rotina do manejo 
reprodutivo. De forma geral, consiste na introdução da mão e do braço do médico veterinário 
pelo reto do animal. O objetivo é, literalmente, palpar órgãos e estruturas do trato reprodutivo 
equino. Para isso, é preciso que o profissional tenha conhecimento amplo sobre a anatomia 
interna do animal. Dessa forma, poderá garantir mais precisão no diagnóstico. 
Com a palpação retal para avaliação reprodutiva da égua, o médico veterinário pode 
reconhecer estruturas do sistema reprodutivo, identificando a cérvix, o útero e ovários, a 
presença de folículos ovarianos, identificando a fase do desenvolvimento folicular, e realizar 
diagnóstico gestacional. Além disso, por meio desse exame é possível predizer sobre o nível de 
desenvolvimento do feto. 
Etapas durante o exame de palpação retal: 
1. Cérvix: espessura, consistência e direção 
2. Ovários: tamanho e presença de folículos (tamanho e consistência folicular) 
3. Útero: espessura, tônus e simetria 
 
 
5. Exame do sistema reprodutivo com ultrassonografia 
A partir do exame do sistema reprodutivo com ultrassonografia é possível acompanhar e 
monitorar a evolução do ciclo estral, as condições do útero, o desenvolvimento embrionário, o 
tempo de gestação (Tabela 1 e 2) e a existência de anomalias gestacionais. O exame consiste na 
avaliação da cérvix, útero (presença de edema, cistos, líquido, secreção e gestação), folículos 
(diâmetro e ecogenicidade, Fig. 20), corpo lúteo (tamanho e ecogenicidade) e gestação (presença, 
tempo e normalidade, Fig. 21). 
 
28 
 
 
Fig. 20: Folículos de égua de diferentes diâmetros e a presença de um corpo lúteo ao lado de 
vários folículos
 
 
29 
 
Fig. 21: Imagens ultrassonográficas e desenhos esquemáticos do concepto correspondentes de 
acordo com dias após ovulação. 
 Tabela 1: Características de desenvolvimento do concepto equino 
Prenhez Características de desenvolvimento do concepto equino 
9-11 d Vesícula embrionária com blastocele 
12-14 d Mobilidade do saco vitelínico entre os cornos uterinos 
15-16 d Parada da mobilidade e fixação da vesícula no segmento posterior de um corno 
uterino 
17-19 d Perda da forma esférica da vesícula embrionária 
20-22 d Detecção do embrião ventralmente com atividade cardíaca 
23-24 d Embrião-âmnio ascendem dorsalmente, saco vitelínico se retrai, alantóide se 
expande 
25-27 d Saco vitelínico 75%, alantoide 25% 
28-30 d Saco vitelínico 50%, alantoide 50% 
31-33 d Saco vitelínico 25%, alantoide 75% 
34-36 d Embrião ascende completamente, formação dorsal do cordão umbilical 
37-45 d Cordão umbilical se alonga, unid. feto-âmnio desce ventralmente 50% 
46-50 d Unidade feto-âmnio se posiciona ventral/dentro do saco alantóide 
 
 
30 
Tabela 2: Tamanho da vesícula embrionária em diferentes dias de prenhez 
35-40 d Vesícula embrionária tamanho de uma bola de tênis 
45-50 d Vesícula embrionária tamanho de uma toranja (“grapefruit”) 
60-65 d Vesícula embrionária tamanho de uma bola de futebol de salão 
100-120 d Vesícula embrionária tamanho de uma bola de vôlei 
 
 
6. Técnicas Complementares de Exame Ginecológico equino 
Antes da coleta de amostras para exames laboratoriais é imprescindível a avaliação 
ultrassonográfica para atestado negativo de prenhez, pois os procedimentos são considerados 
invasivos (MCCUE, 2008). 
 
6.1 Cultura Microbiológica Uterina 
A cultura microbiológica é considerada um dos exames mais importantes na reprodução 
equina pois está diretamente relacionado às taxas de prenhez, diante de um risco potencial de 
endometrite infecciosa, além de ser uma técnica barata e simples (LEBLANC, 2008). As 
amostras devem ser incubadas em ambiente aeróbico em 37 ºC por até 48 horas, visto que, 
microrganismos anaeróbios não são importantes na endometrite equina (RICKETTS & 
MACKINTOSH, 2016). As culturas são examinadas após 24 e 48 horas (RICKETTS, 2011). 
Testes de susceptibilidade a antimicrobianos podem ser realizados nos microrganismos 
cultivados. A terapia deve ser ajustada de acordo com os resultados da cultura e testes de 
susceptibilidade para determinar o melhor tratamento (MCCUE, 2008). 
 
6.2 Citologia Uterina 
A avaliação citológica uterina de éguas envolve a coleta de material do endométrio e a sua 
interpretação. Este exame geralmente é realizado em éguas destinadas a reprodução e é uma 
 
31 
maneira prática, rápida e barata de diagnóstico de inflamação uterina (MCCUE, 2008;LEBLANC, 
2008, KOZDROWSKI et al., 2015). 
A haste coletora pode ser do tipo swab, que é baseada em um algodão esterilizado na sua 
extremidade (Fig. 22 e 23), ou do tipo escova com cerdas de nylon estéreis (KOZDROWSKI et 
al., 2015). 
 
 
Fig. 22: Pinça para coleta de material para citologia uterina de égua 
 
 
 
Fig. 23: Partes da pinça para coleta de material para citologia uterina de égua (a) haste com mola 
com espaço para acoplar a haste com tipo swab, (b) haste de proteção do swab, (c) cobertura 
protetora do swab e (d) haste com swab acoplado. 
 
32 
 
Fig. 24: Corante citológico Panótico rápido 
 
Após a coleta da amostra é recomendado fazer imediatamente o esfregaço (LEBLANC, 
2011) com o panótico (Fig. 24). As lâminas com os esfregaços devem ser deixadas secar ao ar ou, 
se a coloração for após 12h da coleta das amostras, utiliza-se um fixador para manter a arquitetura 
celular (FERRIS, 2016). A avaliação da inflamação (fig. 24) em esfregaços citológicos baseia-se 
principalmente em dois métodos: determinação do número de PMNs (neutrófilos) por campo e 
porcentagens de PMNs, presentes em relação às células endometriais (KOZDROWSKI et al, 
2015). 
 
Brinsko et al., 2011 Acervo próprio 
Fig. 24: Preparação citológica (coloração com hematoxilina-eosina) (a) égua com endometrite 
aguda associada a Streptococcus. Produção de numerosos neutrófilos que são frequentemente 
degenerados e podem conter fagocitose bactérias juntamente com muitas células epiteliais 
degeneradas singulares, (b) citologia uterina sem presença de neutrófilos.33 
6.3 Biópsia Endometrial 
A técnica de biópsia endometrial envolve a coleta de um pequeno fragmento de endométrio 
para avaliação histológica, sendo considerado um procedimento confiável e seguro para o 
diagnóstico e prognóstico da endometrite (SCHOON et al., 1997; KELLER et al., 2004). 
 
Fig. 24: Pinça de Yeoman para Biópsia Uterina 
 
A pinça ultrapassa a cérvix e ao adentrar no lúmen uterino é aberta e através da manipulação 
retal aproxima-se a parede uterina e apreende-se um fragmento que é exteriorizado após tração no 
sentido caudal da pinça. 
Os resultados da biópsia podem ser categorizados relacionando a maior chance de prenhez, 
a manutenção e desenvolvimento até o parto (Brinsko, 2011). 
 
● Categoria I: 80% a 100% de chance. Endométrio ativo normal. Glândulas são numerosas, 
aleatoriamente dispersas e ativas. Células inflamatórias estão ausentes ou infrequentes na 
ocorrência. 
● Categoria IIA: 50% a 80% de chance. Endometrite crônica com infiltração de linfócitos na 
lâmina própria 
● Categoria IIB: chance de 10% a 50%. Periglandular generalizado, presença de fibrose. 
Glândulas aglomeradas (aninhadas) são distendidas e circundadas por algumas camadas de 
tecido conjuntivo. 
● Categoria III: menos de 10% de chance. Fibrose periglandular frequente e generalizada. 
Nidificação de glândula (aglomeração) de fibrose. 
 
34 
7. Manipulação hormonal da sazonalidade 
 
A hormonioterapia apresenta inúmeros benefícios como diminuir o tempo entre ovulações, 
aumentar o número de ciclos, com melhor aproveitamento das éguas e garanhões na estação, e 
maior número de produtos. Os principais hormônios utilizados na reprodução da égua são os 
estrógenos, hCG, GnRH, progesteronas e prostaglandinas (Tabela 1). 
 
Tabela 1. Lista de hormônios utilizados na reprodução de éguas, ação, dose e utilização. 
Hormônio Ação Dose Utilização 
Estrógenos (E2) Hormônios 
esteróides associados 
aos sinais de estro, 
produzidos pelos 
folículos ovarianos e 
pela unidade 
feto-placentária. 
Hormônio derivado 
do colesterol. E2 
fisiológico atinge 
pico em 1 ou 2 dias 
antes da ovulação. 
 
0,5-1mg induz sinais 
de estro dentro de 3 a 
6 horas 
 
Em éguas em anestro 
profundo é capaz de 
induzir 
sinais de estro 
 
Uso da égua como 
“manequim” para 
coleta de sêmen 
equino 
 
Análogos do GnRH 
(Strelin, Deslorelina, 
Sincrorrelin) 
 
Hormônio liberador 
de gonadotrofina 
Hormônio protéico. 
Liberado de forma 
pulsátil pelo 
hipotálamo. 
Estimula a hipófise a 
liberar as 
gonadotrofinas LH e 
FSH. 
 
Strelin: 1 mL (250 µg 
de Hitrelina) IM 
 
Sincrorrelin: 3,0 a 4,0 
ml (750 a 1000 ug de 
deslorelina) IM 
 
Indutores da 
ovulação 
 
35 
hCG (Chorulon, 
Vetecor, Fertcor) 
Gonadotrofina 
coriônica humana. 
produzida por células 
da placenta humana. 
Em equinos age 
diretamente no 
folículo de forma 
semelhante ao LH. 
Dose: 
1000 - 5000 UI 
IM IV SC 
 
Presença de folículo 
pré-ovulatório > 
35mm e edema 
uterino 
 
Reduz a duração do 
estro 
 
Progesteronas (P4) Hormônio esteróide 
secretado pelas 
células luteínicas do 
CL, placenta e 
glândulas adrenais. 
 
 
 
P4 injetável - 
sincrogest 1,0 mL 
(150 mg de 
progesterona) em 
dose única IM 
 
Dispositivo uterino 3 
ou 4 vezes de uso em 
vacas. 
Encerra sinais de 
estro, supressão de 
crescimento folicular 
e controle da 
ovulação. 
 
Supressão do 
comportamento de 
estro - Usado em 
éguas de 
competição e de 
corrida 
 
Melhora do tônus 
uterino em éguas 
selecionadas como 
receptoras 
de embriões 
 
Manutenção da 
gestação 
 
Sincronização do 
estro e da ovulação 
em éguas cíclicas 
para facilitar 
a implantação de 
programas de 
inseminação artificial 
e transferência de 
embriões 
 
Indução de ciclo 
artificial em 
receptoras de 
embriões em anestro 
 
36 
Prostaglandinas 
(PGF2a) 
PGF2α causa lise do 
corpo lúteo 
(luteólise) 
 
Retorno ao estro 3 a 4 
dias após aplicação 
 
Dosagem e 
Administração 
 
5 a 10 mg para 
dinoprost 
trometamina (10 a 20 
µg/kg) 
 
IM IV SC 
 
*Efeitos colaterais: 
sudorese, diarreia ou 
desconforto 
abdominal por até 20 
minutos 
Manipular ciclos 
estrais. 
 
Tratar infecções 
uterinas. 
 
Sincronizar éguas 
para transferência de 
embriões 
 
Interromper 
gestações precoces 
(até 60 dias) 
*Utilizar para 
luteólise 3-4 dias 
após ovulação (CL já 
apresenta receptores) 
 
 
7.1 Protocolos hormonais 
 
Alguns protocolos hormonais têm sido usados com o objetivo de adiantar a ciclicidade, 
sincronizar a ovulação para a inseminação artificial e em éguas doadoras e receptoras na 
transferência de embriões (Fig. 25). 
Na inseminação artificial (IA) com sêmen fresco e resfriado as IAs devem ocorrer em dias 
alternados a partir do momento da detecção de um folículo pré- ovulatório até o ocorrer a ovulação. 
Para isso pode ser administrado GnRH (250 µg de Histrelina) ou HCG (1000-5000 UI) no dia da 
detecção do folículo pré-ovulatório ( > ou = 35 mm de diâmetro) e avaliação do momento de 
ovulação a partir de 24h após a indução ou IA 24h após a administração de GnRH ou HCG. No 
caso do uso de sêmen congelado, a IA deve ocorrer até seis horas pós-ovulação. Para isso, quando 
a égua apresentar um folículo pré-ovulatório faz-se a administração de GnRH ou HCG,e após 24h 
deve ser avaliado se ocorreu a ovulação, quando então deve ser realizada a IA. Se não tiver 
ocorrido a ovulação, deve-se reavaliar a cada seis horas se houve a ovulação, quando então deve 
ser realizada a IA. 
Na transferência de embriões é necessária a sincronização da ovulação entre a égua doadora 
e a receptora. A receptora deve estar a partir do dia 4 da ovulação até preferencialmente dia 7 para 
 
37 
receber o embrião da doadora. A doadora geralmente é lavada para recuperação embrionária a 
partir do dia 7 até o dia 10 da ovulação. Nas figuras 25A e 25B foram mostrados esquemas de 
sincronização das receptoras e doadoras. É possível utilizar éguas acíclicas ou mulas como 
receptoras de embriões (Fig 25C). No entanto, nas doadoras é utilizado protocolo hormonal usual 
para ovulação e inseminação artificial (25B), e em receptoras acíclicas pode-se utilizar diversos 
protocolos utilizando aplicações de estrógeno por 3-4 dias (10-20 mg) e progesterona (1500 mg) 
no D0, no dia da transferência de embrião e a cada 7 dias após a transferência (Fig 25C). 
 
Em bovinos tem sido usada rotineiramente a IA em tempo fixo (IATF) devido a dificuldade 
de detecção do estro nesta espécie e para facilitar o manejo reprodutivo. Embora existam várias 
diferenças no ciclo estral da égua em comparação ao da vaca, como o momento e a duração do 
estro, tem se tentado desenvolver protocolos de IATF para equinos. Na figura 25 D foi 
esquematizado um protocolo, no qual foi utilizado implante de progesterona por 10 dias e aplicação 
de prostaglandina PGF2α (5mg) nos dias D0 e D10 para sincronizar folículos ovulatórios no D17-
D18 e ovulação entre D19 e D20 com a utilização de indutores de ovulação. 
 
A) Éguas doadoras de embrião 
 
 
 
38 
 
 
 
B) Éguas receptoras de embrião 
 
 
 
C) Éguas receptoras de embrião - acíclicas 
 
 
 
 
 
 
39 
D) Inseminação em tempo fixo 
 
 
Figura 25: Protocolos de indução e sincronização da ovulação equina A) Éguas doadoras de 
embrião, B) Éguas receptoras de embrião, C) Éguas receptoras de embrião - acíclicas e D) 
Inseminação em tempo fixo. 
 
40 
8.0 Fichas de exame ginecológico (modelos) 
 
 
41 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
42 
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