2015_Técnicas para el Diagnóstico de Parásitos con importancia en Salud Pública y Veterinaria

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TÉCNICAS PARA EL 
DIAGNÓSTICO DE 
PARÁSITOS CON 
IMPORTANCIA EN SALUD 
PÚBLICA Y VETERINARIA 
2015 
 
 
Roger Iván Rodríguez Vivas 
Editor 
 
 
AMPAVE 
 
 
 
 
 
~ I ~ 
 
 
 
TÉCNICAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE 
PARÁSITOS CON IMPORTANCIA EN SALUD 
PÚBLICA Y VETERINARIA 
 
 
 
 
 
Roger Iván Rodríguez Vivas MVZ, MSc, PhD. 
Editor de la edición 
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Campus de Ciencias 
Biológicas y Agropecuarias, Universidad Autónoma de Yucatán, 
Laboratorio de Parasitología 
 
 
 
~ II ~ 
 
Técnicas para el 
diagnóstico de parásitos con 
importancia en salud pública 
y veterinaria 
 
Primera edición, Vol. Único. 
31 de julio del 2015 
ISBN: ___-___-____-__-_ 
Inscrito en el Registro Público del Derecho de Autor. 
©Versión impresa. Certificado: 03-2015-072412191500-01 
 
 
“Prohibida la reproducción total o parcial por cualquier medio sin la autorización 
escrita del titular de los derechos patrimoniales” 
 
Impreso y hecho en México. 
 
 
Diseño de portada y diseño editoral: Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas 
 
 
Editor: Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas. Profesor titular de tiempo completo de la 
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias, Universidad Autónoma de Yucatán. Miembro del Sistema Nacional 
de Investigadores de México, nivel III. 
 
 
Comité Editorial: 
Dr. Rodrigo Rosario Cruz 
Dr. Rubén Hernández Ortiz 
Dr. Alberto Rosado Aguilar 
M. en C. Melina Ojeda Chi y 
M. en C. Luis Carlos Pérez Cogollo 
 
 
El contenido de cada capítulo es responsabilidad de 
sus autores 
 
 
 
 
~ III ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
AUTOR INSTITUCIÓN DE AFILIACIÓN 
Dr. Armando Aguilar Caballero Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. 
Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
Dra. Yazmín Alcalá Canto 
MV Certificada en Parasitología 
Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. Miguel Ángel Alonso Díaz Centro de Enseñanza, Investigación y 
Extensión en Ganadería Tropical. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. Jesús Antonio Álvarez Martínez Centro Nacional de Investigación Disciplinaria 
en Parasitología Veterinaria. Instituto Nacional 
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias. 
Dr. Manuel Emilio Bolio González Departamento de Salud Animal y Medicina 
Preventiva. Facultad de Medicina Veterinaria y 
Zootecnia. Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
M. en C. José Israel Chan Pérez Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. 
Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
QFB. María Teresa Corona Souza Laboratorio de Inmunoparasitología, 
Coordinación de Investigaciones 
Inmunológicas. Instituto de Diagnóstico y 
Referencia Epidemiológicos, Secretaría de 
Salud. 
Fecha del boletín 
AUTORES DE LOS CAPÍTULOS 
 
 
 
~ IV ~ 
 
Dra. Irene Cruz Mendoza 
MV Certificada en Parasitología 
Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. Carlos Cruz Vázquez División de Estudios de Posgrado e 
Investigación. Instituto Tecnológico El Llano 
Aguascalientes /DGEST-SEP. 
Dr. Jorge Luis de la Rosa Arana Laboratorio de Inmunoparasitología, 
Coordinación de Investigaciones 
Inmunológicas. Instituto de Diagnóstico y 
Referencia Epidemiológicos, Secretaría de 
Salud. 
M. en C. Lisandro Encalada Mena Escuela Superior de Ciencias Agropecuarias. 
Universidad Autónoma de Campeche. 
M. en C. Ismael Escutia Sánchez Dirección General de Inocuidad 
Agroalimentaria, Acuícola y Pesquera 
SENASICA. SAGARPA. 
Dr. Juan Antonio Figueroa Castillo 
MV Certificado en Parasitología 
Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. Julio Vicente Figueroa Millán 
MV Certificado en Parasitología 
Centro Nacional de Investigación Disciplinaria 
en Parasitología Veterinaria. Instituto Nacional 
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias. 
MesSV. Cristina Guerrero Molina 
MV Certificada en Parasitología 
Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
M. en C. Carlos Jasso Villazul Centro Nacional de Servicios de Constatación 
en Salud Animal. SENASICA, SAGARPA. 
M. en C. Enrique Liébano Hernández† Centro Nacional de Investigación Disciplinaria 
en Parasitología Veterinaria. Instituto Nacional 
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias. 
Dra. María Eugenia López Arellano Centro Nacional de Investigaciones 
Disciplinarias en Parasitología Veterinaria. 
Instituto Nacional de Investigaciones 
Forestales, Agrícolas y Pecuarias. 
 
 
 
~ V ~ 
 
M. en C. Martín López Rojas Corazón del Camino Blanco, A.C. 
M. en C. Francisco Martínez Ibáñez Centro Nacional de Servicios de Constatación 
en Salud Animal. SENASICA, SAGARPA. 
Departamento de Ectoparásitos y Dípteros. 
Dr. Pablo Martínez Labat Facultad de Estudios Superiores, Cuautitlán. 
Universidad Nacional Autónoma de México. 
QFB. Ana Rosa Méndez Cruz Laboratorio de Inmunoparasitología, 
Coordinación de Investigaciones 
Inmunológicas. Instituto de Diagnóstico y 
Referencia Epidemiológicos, Secretaría de 
Salud. 
MVZ. Salvador Neri Orantes Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y 
Calidad Agroalimentaria. SENASICA, 
SAGARPA. 
M. en C. Melina Maribel Ojeda Chi Laboratorio de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Campus de 
Ciencias Biológicas y Agropecuarias. 
Universidad Autónoma de Yucatán. 
Dra. Nadia Florencia Ojeda Robertos 
MV Certificada en Parasitología 
División Académica de Ciencias Agro-
pecuarias. Universidad Juárez Autónoma de 
Tabasco. 
Biol. Jorge Osorio Miranda Centro Nacional de Servicios de Constatación 
en Salud Animal. SENASICA, SAGARPA. 
Dr. Adalberto A. Pérez de León Knipling-Bushland U.S. Livestock Insects 
Research Laboratory. ARS, USDA. Kerrville, 
Texas, USA. 
Dra. María Teresa Quintero Martínez Laboratorio de Entomología del Departamento 
de Parasitología. Facultad de Medicina 
Veterinaria y Zootecnia de la Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Biól. Gabriel Ramírez Vargas Centro Nacional de Investigaciones 
Disciplinarias en Parasitología Veterinaria. 
Instituto Nacional de Investigaciones 
Forestales, Agrícolas y Pecuarias. 
 
 
 
~ VI ~ 
 
MVZ. Alberto Ramírez Guadarrama Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia de la 
Universidad Nacional Autónoma de México. 
Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas 
MV Certificado en Parasitología 
Laboratorio de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Campus de 
Ciencias Biológicas y Agropecuarias. 
Universidad Autónoma de Yucatán 
M. en C. Carmen Rojas Martínez Centro Nacional de Investigaciones 
Disciplinarias en Parasitología Veterinaria. 
Instituto Nacional de Investigaciones 
Forestales, Agrícolas y Pecuarias. 
Dra. Evangelina Romero Callejas Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. José Alberto Rosado Aguilar Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. 
Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
M. en C. Noé Soberanes Céspedes Lapisa Salud Animal. 
Dr. Juan Felipe de Jesús Torres 
Acosta 
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. 
Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónomade 
Yucatán. 
Dr. Juan José Vargas Magaña Escuela Superior de Ciencias Agropecuarias. 
Universidad Autónoma de Campeche. 
Dr. Carlos A. Vega y Murguía 
MV Certificado en Parasitología 
Centro Nacional de Investigación Disciplinaria 
en Parasitología Veterinaria. Instituto Nacional 
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias. 
Dr. Santiago Vergara Pineda Facultad de Ciencias Naturales de la 
Universidad Autónoma de Querétaro. 
Dr. Juan José Zárate Ramos 
MV Certificado en Parasitología 
Departamento de Parasitología Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad 
Autónoma de Nuevo León. 
 
 
 
 
 
~ VII ~ 
 
 
 
 
 
 
El Comité de Parasitología y Parasiticidas (CPP) del Consejo Técnico Consultivo 
Nacional de Sanidad Animal (CONASA) y la Asociación Mexicana de Parasitólogos 
Veterinarios A.C. (AMPAVE), han tenido a bien publicar el libro "Técnicas para el 
diagnóstico de parásitos con importancia en la salud pública y veterinaria". Este libro 
incluye los procedimientos y la metodología empleados para la identificación de 
parásitos: protozoarios, helmintos y artrópodos de importancia en la salud animal y 
pública. Durante los dos últimos años el CPP del CONASA acordó los temas a incluir e 
invitó a parasitólogos de todo el país, miembros de la AMPAVE a colaborar. A todos 
ellos una felicitación por su esfuerzo que ha concluido con la publicación de este libro 
que estamos seguros será de gran beneficio para la parasitología veterinaria y la salud 
pública del país. 
 
Dra. Consuelo Almazán García, presidenta de la AMPAVE 2010-2014 
 
Dr. Juan Joel Mosqueda, presidente actual de la AMPAVE 
 
PREFACIO 
 
 
 
~ VIII ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
~ IX ~ 
 
 
 
 
 
La Parasitología es una rama de la Biología que trata el estudio integral del fenómeno 
del parasitismo, las relaciones existentes entre el parásito y el hospedero, así como los 
factores ambientales que influyen sobre esta comunidad. 
 
El reconocimiento de los parásitos y las enfermedades parasitarias depende en gran 
parte de los procedimientos diagnósticos de laboratorio y de campo que sirven para 
establecer, confirmar o descartar los diagnósticos presuntivos realizados durante el 
examen clínico. El diagnóstico de las enfermedades parasitarias depende 
principalmente del examen de las heces, orina, sangre, esputo y tejidos. Este 
diagnóstico de laboratorio será un elemento para que los profesionistas de la 
Parasitología, junto con los antecedentes y el estudio clínico-epidemiológico del caso, 
establezcan el diagnóstico definitivo que orientará al establecimiento de los programas 
de prevención y control del parasitismo. 
 
Existen en la literatura Mexicana y a nivel mundial, muchos textos sobre técnicas 
Parasitológicas para el diagnóstico de enfermedades en los animales y en el ser 
humano; sin embargo, muchos de ellos carecen de información actualizada, diagramas, 
ilustraciones, taxonomía, nomenclatura, etc. Por estas razones, en el seno de la 
Comisión de Parasitología y Parasiticidas del Consejo Técnico Consultivo Nacional de 
Sanidad Animal (CONASA), así como de la Asociación Mexicana de Parasitólogos 
Veterinarios, A.C., se gestó la idea de elaborar el presente libro denominado " 
TÉCNICAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE PARÁSITOS CON IMPORTANCIA EN 
SALUD PÚBLICA Y VETERINARIA". Este libro tiene como propósito proveer al lector 
una guía estandarizada sobre las técnicas de laboratorio y de campo para el 
diagnóstico de los parásitos internos y externos que afectan a los animales domésticos 
y silvestres. 
 
En esta edición se cuenta con la aportación de 39 expertos mexicanos de 12 
reconocidas Instituciones. Los autores colaboradores de este libro cuentan con una 
amplia experiencia en el campo de la Parasitología Veterinaria y tienen un destacado 
reconocimiento a nivel nacional e internacional por sus investigaciones y en la 
formación de recursos humanos de alto nivel. Muchas de las técnicas diagnósticas 
presentadas en este libro están basadas en los protocolos establecidos de las 
campañas de control de enfermedades parasitarias en México. 
 
Mérida, Yucatán, México a Julio de 2014 
 
Atentamente 
 
Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas 
Coordinador de la edición 
Nombre del trabajo 
Fecha del boletín Volumen 1, nº 1 
ÑLKÑL 
PRÓLOGO PRÓLOGO PRÓLOGO PRÓLOGO 
 
 
 
~ X ~ 
 
 
 
 
 
~ XI ~ 
 
 
 
 
 
 
Un profundo agradecimiento a los autores de los capítulos de este libro, quienes 
vertieron su gran experiencia en cada una de las técnicas diagnósticas presentadas. 
Quisera también agradecer a las Instituciones, revistas científicas y personas que 
proporcionaron esquemas, imágenes y cuadros. 
 
Extiendo mi agradecimiento a los integrantes de la Comisión de Parasitología y 
Parasiticidas del Consejo Técnico Consultivo Nacional de Sanidad Animal (CONASA), 
así como a la Asociación Mexicana de Parasitólogos Veterinarios, A.C., por ser el grupo 
que gestó la idea de este libro y por darme la oportunidad y confianza para ser el 
coordinador general de esta edición. 
 
De igual modo a los colegas, Dr. Rodrigo Rosario Cruz, Dr. Rubén Hernández Ortiz, Dr. 
Alberto Rosado Aguilar, M. en C. Melina Ojeda Chi y M. en C. Luis Carlos Pérez 
Cogollo, quienes me apoyaron en la revisión exhaustiva de los capítulos y en la edición 
final del libro. Al M. en C. Franklin Quiñones Avila por el diseño de los animales en la 
portada. 
 
Quisiera manifestar mi profundo agradecimiento a mi esposa Rossana y a mis hijos 
Lizette e Iván, por el amor y cariño que les tengo, así como por tener la suficiente 
paciencia y comprensión a mi persona y a mi profesión, especialmente cuando me ven 
trabajando en la casa, rebándoles tiempo a la convivencia familiar. Por último, al 
Campus de Ciencias Biológica y Agropecuarias de la Universidad Autónoma de 
Yucatán por darme la oportunidad de trabajar en esta prestigiada Institución y 
proporcionarme las facilidades para la edición de este libro. 
 
 
 
 
 
Nombre del trabajo 
Fecha del boletín Volumen 1, nº 1 
ÑLKÑL 
TESTIMONIO DE GRATITUD 
 
 
 
~ XII ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
~ XIII ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
CAPÍTULO 1. MICROSCOPÍA 1 
1.1. Introducción 3 
1.2. Breve reseña histórica 3 
1.3. Consideraciones especiales 5 
 1.3.1. Enfoque interpupilar 5 
 1.3.2. Enfoque ocular 6 
1.4. Partes del microscopio compuesto moderno 6 
 1.4.1. Sistema mecánico del microscopio 6 
 1.4.2. Sistema óptico del microscopio 9 
 1.4.3. Óptica finita y óptica infinita 11 
 1.4.3.1. Estructura de los objetivos 12 
 1.4.3.2. Nomenclatura de los objetivos 12 
 1.4.4. El ocular 14 
 1.4.5. Sistema de iluminación 18 
 1.4.5.1. Fuentes de luz 19 
 1.4.6. Condensador 20 
 1.4.7. Diafragma o iris 22 
1.5. Normas básicas para el cuidado del microscopio 22 
 1.5.1. Frecuencias en el cuidado del microscopio 24 
 1.5.1.1. Cuidados de frecuencia diaria 24 
 1.5.1.2. Cuidados de frecuencia mensual 24 
 1.5.1.3. Cuidados de frecuencia semestral 24 
 1.5.2. Procedimientos de limpieza. 25 
1.6. Identificación y solución de los problemas más comunes 25 
 1.6.1. Sistema de iluminación 26 
 1.6.2. Sistema mecánico 27 
 1.6.3. Sistema óptico 28 
 1.6.4. Sistema operativo 30 
1.7. Técnicas de microscopia. 31 
 1.7.1. Iluminación de Köhler 31 
 1.7.2. Iluminación de campo oscuro 33 
 1.7.3. Iluminación parcial de Rheinberg 34 
 1.7.4. Observación con luz polarizada 35 
 1.7.5. Observación con fluorescencia 36 
 1.7.6. Observación mediante contraste de fases 37 
 1.7.7. Fotomicrografía 38 
 1.7.8. Micrometría 38 
 
Nombre del trabajo 
Fecha del boletín Volumen 1, nº 1 
ÑLKÑL 
CONTENIDO 
Página~ XIV ~ 
 
CAPÍTULO 2. MUESTRAS BIOLÓGICAS Y MUESTREOS 44 
2.1. Introducción 45 
2.2. Técnica de colección de pasto 46 
2.3. Colecta de muestras de heces compuestas en rumiantes y equinos 48 
2.4. Colecta de muestras para Tritrichomonas foetus y Trichomonas 
gallinae 
50 
2.5. Colecta de ectoparásitos: ácaros, garrapatas, moscas, piojos y 
pulgas 
57 
 
CAPÍTULO 3. EXAMEN COPROPARASITOSCÓPICO 78 
3.1. Introducción 79 
3.2. Examen macroscópico 80 
3.3. Examen microscópico 81 
 3.3.1. Técnica directa 81 
 3.3.2. Técnica de flotación 83 
 3.3.3. Técnica de Faust 90 
 3.3.4. Técnica de sedimentación (sedimentación múltiple, cualitativa) 95 
 3.3.5. Técnica de Graham 99 
 3.3.6. Técnica de McMaster 101 
 3.3.7. Técnica coproparasitoscópica en cama de pollo 106 
 3.3.8. Técnica de Kinyoun 109 
 3.3.9. Técnica de migración larvaria o Baermann 112 
 3.3.10. Técnica de cultivo larvario 115 
3.4. Técnicas para el diagnóstico de larvas infectantes de nematodos 
gastrointestinales 
117 
 3.4.1. Técnica para la limpieza de larvas infectantes de nematodos 
gastrointestinales por gradientes de densidad con sacarosa 
117 
 3.4.2. Identificación de larvas infectantes de estrongilidos de rumiantes 118 
 3.4.3. Características morfológicas de las larvas infectantes de 
rumiantes 
120 
 
CAPÍTULO 4. EXAMEN DE LABORATORIO PARA PARÁSITOS 
 DE LA SANGRE 
129 
4.1. Introducción 130 
4.2. Diagnóstico de hemoparásitos: microfilarias y amastigotes del 
género Leishmania 
130 
4.3. Diagnóstico de microfilarias 131 
 4.3.1. Examen en fresco 131 
 4.3.2. Capa leucoplaquetaria o capa flogística (“Buffy coat”) 132 
 4.3.3. Técnica modificada de Knott (método de sedimentación) 132 
 4.3.4. Técnica de filtración sanguínea 134 
 4.3.5. Identificación e interpretación de microfilarias 135 
4.4. Diagnóstico del género Leishmania 135 
 4.4.1. Diagnóstico de amastigotes de Leishmania spp. 135 
 4.4.1.1. Improntas de tejido 136 
 
 
 
~ XV ~ 
 
 4.4.1.2. Punción de ganglios y médula 136 
 4.4.1.3. Biopsias de piel 137 
 4.4.1.4. Frotis de material subyacente de úlceras 137 
 4.4.1.5. Frotis de líquido abdominal 138 
 4.4.1.6. Identificación e interpretación de amastigotes de 
Leishmania spp. 
138 
4.5. Diagnóstico de hemoparásitos: protozoarios y rickettsias 139 
4.6. Interpretación del examen microscópico de frotis sanguíneo 140 
 
CAPÍTULO 5. RECUPERACIÓN DE HELMINTOS A LA 
 NECROPSIA 
158 
5.1. Introducción 160 
5.2. Técnica para la recuperación de helmintos a la necropsia 161 
 5.2.1. Técnica para recuperar helmintos adultos (nematodos 
gastrointestinales, nematodos pulmonares y trematodos) a la 
necropsia 
161 
 5.2.2. Obtención de nematodos del tracto gastrointestinal 162 
 5.2.3. Obtención de nematodos adultos del sistema respiratorio 163 
 5.2.4. Obtención de trematodos del hígado 165 
 5.2.5. Recuperación de nematodos inmaduros del tracto digestivo 166 
5.3. Técnica para contar nematodos del tracto digestivo, del sistema 
pulmonar y complejo hepático 
167 
 5.3.1. Técnica para contar nematodos del lumen del tracto 
gastrointestinal 
168 
 5.3.2. Conteo de larvas de nematodos tisulares en el tracto 
gastrointestinal 
169 
 5.3.3 Conteo de nematodos del sistema pulmonar y el complejo 
hepático 
170 
5.4. Identificación de nematodos adultos de los rumiantes 170 
 5.4.1. Aspectos generales en la identificación 171 
 5.4.2. Preparación de especímenes 174 
 5.4.3. Claves para determinar el género de los principales nematodos 
gastrointestinales 
175 
 5.4.4. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Trichostrongylidae 
175 
 5.4.5. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Strongylididae 
184 
 5.4.6. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Trichuridae 
185 
 5.4.7. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Chabertiidae 
186 
 5.4.8. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Oxyuridae 
190 
 5.4.9. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Ascarididae 
190 
 
 
 
~ XVI ~ 
 
 5.4.10. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
 Ancylostomatidae 
191 
 5.4.11. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Dictyocaulidae 
193 
 5.4.12. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
 Protostrongylidae 
194 
5.5. Técnica para medir la longitud y contabilizar el número de huevos 
in utero de hembras de nematodos gastrointestinales 
197 
 
CAPÍTULO 6. TÉCNICAS PARA LA FIJACIÓN, PREPARACIÓN Y 
 PRESERVACIÓN DE PARÁSITOS 
200 
6.1. Introducción 201 
6.2. Recolección de parásitos al examen post mortem 201 
6.3. Fijación y conservación de parásitos 202 
 6.3.1. Fijación de trematodos y cestodos para montaje 202 
 6.3.2. Conservación de parásitos 204 
 6.3.3. Aclarantes 205 
 6.3.4. Montaje de parásitos 206 
 6.3.5. Tinciones de parásitos 208 
 
CAPÍTULO 7. PIOJOS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 213 
7.1. Introducción 214 
7.2. Clasificación taxonómica de piojos 214 
7.3. Morfología y ciclo biológico de piojos 214 
7.4. Claves para subórdenes de piojos 217 
7.5. Morfología de las diferentes familias de cada suborden 217 
7.6. Esquemas de piojos de importancia médica veterinaria 218 
7.7. Imágenes fotográficas de algunos piojos 226 
7.8. Clave para la determinación de piojos de interés médico y 
veterinario 
231 
7.9. Recomendaciones finales 234 
 
CAPÍTULO 8. PULGAS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 237 
8.1. Introducción 238 
8.2. Clasificación taxonómica de las pulgas 238 
8.3. Morfología general de las pulgas 239 
8.4. Descripción de las principales pulgas que afectan a los animales 
domésticos 
241 
 8.4.1. Familia Pulicidae 242 
 8.4.1.1. Género Ctenocephalides 243 
 8.4.1.2. Género Spilopsyllus 245 
 8.4.1.3. Género Echidnophaga 246 
 8.4.1.4. Género Pulex 247 
 8.4.1.5. Género Xenopsylla 248 
 8.4.1.6. Género Tunga 250 
 
 
 
~ XVII ~ 
 
 8.4.2. Familia Ceratophyllidae 251 
 8.4.2.1. Género Ceratophyllus 251 
 8.4.2.2. Género Nosopsyllus 252 
 
CAPÍTULO 9. GARRAPATAS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 258 
9.1. Introducción 259 
9.2. Metodología para la identificación de garrapatas 260 
9.3. Definiciones taxonómicas 261 
9.4. Clave para la identificación de la familia Ixodidae 265 
 9.4.1. Taxonomía del género Boophilus spp. 273 
 9.4.2. Taxonomía del género Amblyomma spp. 279 
 9.4.3. Taxonomía del género Dermacentor spp. 287 
 9.4.4. Taxonomía del género Anocentor nitens 292 
 9.4.5. Taxonomía del género Haemaphysalis leporispalustris 295 
 9.4.6. Taxonomía del género Ixodes scapularis 296 
 9.4.7. Taxonomía del género Rhipicephalus sanguineus 298 
9.5. Clave para la identificación de la familia Argasidae 300 
 9.5.1. Taxonomía del género Argas 301 
 9.5.2. Taxonomía del género Ornithodoros 302 
 9.5.3. Taxonomía del género Otobius 303 
 
CAPÍTULO 10. ÁCAROS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 306 
10.1. Introducción 307 
10.2. Clasificación taxonómica de los ácaros 307 
10.3. Morfología general de los ácaros 309 
 10.3.1. Orden Mesostigmata 309 
 10.3.2. Orden Trombidiformes 309 
 10.3.3. Orden Sarcoptiformes 310 
10.4. Descripción de los principales ácaros que afectan a los animales 311 
 10.4.1. Orden Mesostigmata 311 
 10.4.1.1. Familia Macronyssidae 311 
 10.4.1.2. Familia Dermanyssidae 312 
 10.4.2.3. Familia Halarachnidae 313 
 10.4.2. Orden Trombidiformes 313 
 10.4.2.1. Familia Demodicidae 313 
 10.3.2.2. Familia Cheyletidae 316 
 10.4.2.3. Familia Trombiculidae 317 
 10.4.3. Orden Sarcoptiformes 318 
 10.4.3.1. Familia Sarcoptidae 318 
 10.4.3.2. Familia Psoroptidae 322 
 10.4.3.3. FamiliaEpidermoptidae 326 
 
CAPÍTULO 11. MOSCAS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 333 
11.1. Introducción 334 
11.2. Clasificación taxonómica de las moscas 334 
 
 
 
~ XVIII ~ 
 
11.3. Morfología general de las moscas 334 
11.4. Descripción de las principales moscas que afectan a los animales 335 
 11.4.1. Moscas del suborden Nematocera 335 
 11.4.1.1. Familia Psychodidae 335 
 11.4.1.2. Familia Ceratopogonidae 336 
 11.4.1.3. Familia Culicidae 337 
 11.4.1.4. Familia Simuliidae 339 
 11.4.2. Moscas del suborden Brachicera 340 
 11.4.2.1. Familia Tabanidae 340 
 11.4.2.2. Familia Calliphoridae 342 
 11.4.2.3. Familia Hippoboscidae 344 
 11.4.2.4. Familia Muscidae 345 
 11.4.2.5. Familia Oestridae 347 
 11.4.2.6. Familia Sarcophagidae 350 
 
CAPÍTULO 12. DIAGNÓSTICO DE RESISTENCIA A LOS 
 ANTIPARASITARIOS EN RUMIANTES 
355 
12.1. Introducción 356 
12.2. Pruebas para determinar la resistencia antihelmíntica 358 
 12.2.1. Diagnóstico de campo para determinar la resistencia de los 
nematodos gastrointestinales a los antihelmínticos (prueba 
de reducción en el conteo de huevos en heces) 
358 
 12.2.2. Pruebas in vitro para el diagnóstico de la resistencia hacia los 
antihelmínticos 
364 
 12.2.2.1. Prueba de inhibición de la eclosión de huevos 364 
 12.2.2.2. Prueba de inhibición de la migración larval 371 
12.3. Diagnóstico de laboratorio para determinar la resistencia de las 
garrapatas a los ixodicidas 
379 
 12.3.1. Prueba de paquete de larvas 380 
 12.3.2. Prueba de inmersión de larvas 384 
 12.3.3. Prueba de inmersión de larvas modificada (ivermectina) 387 
 12.3.4. Prueba de inmersión de adultas 390 
12.4. Diagnóstico de resistencia a los insecticidas en las moscas 
Haematobia irritans 
392 
 
 
CAPÍTULO 13. CULTIVO Y MANTENIMIENTO DE PARÁSITOS 
 VIVOS 
404 
13.1. Introducción 405 
13.2. Protozoarios 405 
 13.2.1. Cultivo de Eimeria ninakohlyakimovae en células epiteliales 
intestinales caprinas 
405 
 13.2.2. Cultivo de Babesia spp 410 
 13.2.3. Cultivo del Trypanosoma theileri 416 
 13.2.4. Cultivo y mantenimiento de Tritrichomonas foetus 421 
 
 
 
~ XIX ~ 
 
13.3. Helmintos 428 
 13.3.1. Cultivos de nematodos gastrointestinales v.gr. Haemonchus 428 
 13.3.2. Coprocultivos del nematodo pulmonar Dictyocaulus viviparus 438 
13.4. Artrópodos 440 
 13.4.1. Colonias de garrapatas 440 
 13.4.2. Colonias de dípteros (moscas) 446 
 
 
CAPÍTULO 14. TRIQUINOSCOPÍA Y DIGESTIÓN ARTIFICIAL 
 EN TEJIDO PARA EL DIAGNÓSTICO DE TRICHINELLA 
461 
14.1. Introducción 462 
14.2. Triquinoscopía 462 
 14.2.1. Fundamento de la triquinoscopía 463 
 14.2.2. Materiales y equipo 463 
 14.2.3. Procedimiento 464 
 14.2.4. Interpretación de los resultados 465 
 14.2.5. Consideraciones 465 
14.3. Digestión artificial 466 
 14.3.1. Fundamento de la digestión artificial 466 
 14.3.2. Materiales y equipo 467 
 14.3.3. Procedimiento 468 
 14.3.4. Interpretación de los resultados 470 
 14.3.5. Consideraciones 470 
 
APÉNDICE - PREPARACIÓN DE SOLUCIONES PARA 
 ESTUDIOS PARASITOLÓGICOS 
473 
15.1. Introducción 475 
15.2. Conservadores y fijadores 475 
 15.2.1. Alcohol etílico al 70% 475 
 15.2.2. Alcohol etílico glicerinado 476 
 15.2.3. Dicromato de potasio al 2% 476 
 15.2.4. Alcohol metílico absoluto 476 
 15.2.5. Bouin 476 
 15.2.6. Bouin alcohólico 477 
 15.2.7. Formol o formalina 477 
 15.2.8. Formol-aceto-alcohol (F.A.A.) 477 
 15.2.9. Formol amortiguado al 10% 477 
 15.2.10. Formol neutro al 4% 478 
 15.2.11. Schaudinn 478 
 15.2.12. Solución de mentol 479 
15.3. Aclarantes 479 
 15.3.1. Cloral lactofenol de Amann 479 
 15.3.2. Lactofenol 479 
 15.3.3. Xilol fenicado 480 
 15.3.4. Xilol fenicado creosotado 480 
 
 
 
~ XX ~ 
 
15.4. Colorantes 480 
 15.4.1. Azul de lactofenol 480 
 15.4.2. Azul de metileno 481 
 15.4.3. Carmín acético 481 
 15.4.4. Carmín acético según Rausch 481 
 15.4.5. Carmín–bórax 482 
 15.4.6. Carmín de Semichon 482 
 15.4.7. Carmín propiónico 483 
 15.4.8. Fucsina ácida de Gag 483 
 15.4.9. Fucsina básica 483 
 15.4.10. Giemsa 484 
 15.4.11. Hematoxilina de Delafield 484 
 15.4.12. Hemalumbre de Mayer 485 
 15.4.13. Horen 485 
 15.4.14. Paracarmín de Mayer 486 
 15.4.15. Rojo neutro 486 
 15.4.16. Tricrómica de Gomori 486 
 15.4.17. Verde brillante 487 
 15.4.18. Wright 487 
 15.4.19. Ziehl-Neelsen modificada 487 
15.5. Medios de montaje 488 
 15.5.1. Bálsamo de Canadá 488 
 15.5.2. Gelatina glicerinada 488 
 15.5.3. Líquido de Hoyer 489 
15.6. Otras soluciones 489 
 15.6.1. Alcohol etílico ácido 489 
 15.6.2. Alcohol etílico alcalino 489 
 15.6.3. Dilución de bilis con solución salina fisiológica 489 
 15.6.4. Jugo gástrico artificial 490 
 15.6.5. Solución de ácido sulfúrico al 0.1 normal 490 
 15.6.6. Solución de ácido sulfúrico al 10% 490 
 15.6.7. Solución de flotación con sacarosa 491 
 15.6.8. Solución de flotación con cloruro de sodio saturado 491 
 15.6.9. Solución de flotación con nitrato de sodio 491 
 15.6.10. Solución de flotación con sulfato de magnesio 491 
 15.6.11. Solución de flotación con sulfato de zinc 492 
 15.6.12. Solución de hidróxido de potasio al 10% 492 
 15.6.13. Solución de hidróxido de sodio al 5% 492 
 15.6.14. Solución de lugol (solución madre) 493 
 15.6.15. Solución salina fisiológica al 0.85% 493 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 1 ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
1.1. Introducción 
1.2. Breve reseña histórica 
1.3. Consideraciones especiales 
1.3.1. Enfoque interpupilar 
1.3.2. Enfoque ocular 
1.4. Partes del microscopio compuesto moderno 
 1.4.1. Sistema mecánico del microscopio 
 1.4.2. Sistema óptico del microscopio 
 1.4.3. Óptica finita y óptica infinita 
 1.4.3.1. Estructura de los objetivos 
 1.4.3.2. Nomenclatura de los objetivos 
 1.4.4. El ocular 
 1.4.5. Sistema de iluminación 
 1.4.5.1. Fuente de luz 
 1.4.6. Condensador 
 1.4.7. Diafragma o iris 
1.5. Normas básicas para el cuidado del microscopio 
 1.5.1. Frecuencias en el cuidado del microscopio 
 1.5.1.1. Cuidados de frecuencia diaria 
 1.5.1.2. Cuidados de frecuencia mensual 
 1.5.1.3. Cuidados de frecuencia semestral 
 1.5.2. Procedimientos de limpieza. 
1.6. Identificación y solución de los problemas más comunes 
 1.6.1. Sistema de iluminación 
 1.6.2. Sistema mecánico 
 1.6.3. Sistema óptico 
Dr. Juan José Zárate Ramos1 
Dra. Yazmín Alcalá Canto2 
1Departamento de Parasitología FMVZ-UANL. Monterrey, Nuevo León. 
2Departamento de Parasitología FMVZ-UNAM, México, D.F. 
 
 
 
MICROSCOPÍA 
Capítulo 1 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 2 ~ 
 
 1.6.4. Sistema operativo 
1.7. Técnicas de microscopia. 
1.7.1. Iluminación de Köhler 
1.7.2. Iluminación de campo oscuro 
1.7.3. Iluminación parcial de Rheinberg 
1.7.4. Observación con luz polarizada 
1.7.5. Observación con fluorescencia 
1.7.6. Observación mediante contraste de fases 
1.7.7. Fotomicrografía 
1.7.8. Micrometría 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 3 ~ 
 
1.1. INTRODUCCIÓN 
 
El microscopio es un instrumento muy valioso que permite aumentar la imagen de los 
objetos para hacerlos visibles al ojo humano. Los Microscopios se utilizan para 
observar la forma de las bacterias, hongos, parásitos y células del hospedero en 
diversas preparaciones que son observadas de forma directa o teñidas con distintos 
colorantes. Los microscopios que más se utilizan en la prácticaclínica son los 
microscopios de luz. Se les llama microscopios de luz, ya que utilizan un haz de luz 
para ver las muestras. 
 
El microscopio compuesto es el instrumento más utilizado para observar estructuras en 
microbiología. Se compone de dos sistemas de lentes (combinación de lentes) para 
ampliar la imagen. Cada lente tiene un poder de aumento diferente. Los microscopios 
compuestos de luz con un ocular sencillo se llaman monoculares o con dos oculares se 
les denomina binoculares. 
 
En el presente capítulo se abordará una breve historia de los orígenes del microscopio, 
sus pastes, sus sistemas, los cuidados básicos, así como la detección y en su caso la 
alternativa de corrección de los problemas más frecuentes finalmente se aborda 
algunas de las técnicas más usadas en el área de la microscopia de luz. 
 
 
1.2. BREVE RESEÑA HISTÓRICA 
 
Los orígenes del microscopio son inciertos; probablemente en Holanda, en la ciudad de 
Middelburg entre 1590 y 1610, algunas personas relacionadas con el mundo del 
espectáculo inventaron tanto el microscopio compuesto como el telescopio. Hans 
Janssen y su hijo Zacharias, fabricantes de anteojos, se mencionan como posibles 
inventores. Sin embargo, algunos atribuyen a Galileo Galilei su invención en la primera 
mitad del siglo XVII, gracias a que difundió el microscopio y su uso. El microscopio 
compuesto original consistía en dos o más lentes colocadas en un tubo rígido (Parker, 
1933). 
 
Los primeros usuarios bien conocidos fueron M. Malpighi, de Italia, A. van 
Leeuwenhoek, de Holanda; R. Hooke y N. Grew, de Inglaterra. Leeuwenhoek fabricó un 
microscopio simple (Ross et al., 2005) (Figura 1.1) y Hooke utilizó un microscopio 
compuesto. Los instrumentos empleados por Leeuwenhoek eran superiores a aquellos 
utilizados por Hooke, en parte debido a que se desconocía el efecto de las aberraciones 
de las lentes y como corregirlas. El microscopio compuesto de Hooke sumaba los 
defectos de los dos juegos de lentes (objetivo y ocular), dificultando la observación, de 
manera que en la historia de la microscopía fue Leeuwenhoek quien realizó la mayor 
cantidad de descubrimientos con su microscopio simple. Sin embargo, el microscopio 
compuesto fue el instrumento con más futuro. El instrumento de Hooke del año 1665 
tenía las partes básicas, dos lentes (una que aumentaba la imagen de la otra), una 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 4 ~ 
 
estructura mecánica, mecanismos de enfoque y un frasco esférico para concentrar la 
luz (Figura 1.2). Desde entonces se han realizado considerables mejoras de los 
microscopios. 
 
Aunque algunos fabricantes como Culpeper y Cuff crearon microscopios apropiados y 
mejorados por modelos con bases en trípode y la conocida base en herradura; no 
obstante, el verdadero microscopio útil apareció con la invención de las lentes 
acromáticas, desarrolladas en Inglaterra por Chester Moore Hall en 1729. El desarrollo 
de los instrumentos de óptica es inseparable de la industria del vidrio y la fabricación de 
las lentes (Turriere, 1925). Sin embargo, aún era difícil fabricar lentes acromáticas 
poderosas y a finales del siglo XVIII Jan y Harmanus van Deyl lo lograron e iniciaron la 
comercialización de objetivos acromáticos. Las lentes con mayores aperturas numéricas 
fueron realizadas alrededor de 1890. Un fabricante famoso de microscopios de calidad 
superior era la firma de Powell y de Lealand, quienes elaboraron objetivos de alto 
poder, apocromáticos y de inmersión con una apertura numérica de 1,50. 
 
Otros creadores fueron Ross y Smith. Karl Zeiss Jena realizó objetivos de inmersión 
diseñados por Ernst Abbe quien fue el fundador de la teoría óptica de las lentes del 
microscopio y desarrolló el diseño de las mismas basado en un procedimiento 
matemático riguroso (Richards, 1972). A finales del siglo XIX los microscopios de 
campo claro fueron modificados para obtener campo oscuro y polarización, detalles que 
permitieron incrementar el contraste. 
 
A principios del siglo XX la fabricación de microscopios se concentró en Alemania y en 
los años sucesivos se desarrolló la fluorescencia, contraste de fase, interferencia, 
holografía, luz ultravioleta, rayos X, métodos con electrones y protones, microscopios 
computarizados para la observación, cuantificación y análisis tridimensional. Estos 
instrumentos abrieron muchas posibilidades en el campo de la microscopía. 
 
Los fabricantes (Leitz, Zeiss, Olympus, y otros) respondieron a muchas necesidades, 
haciendo microscopios más efectivos, de uso universal, capaces de utilizar el tipo de 
radiación (luz visible o no) que revele de la mejor manera posible la naturaleza del 
espécimen y convierta detalles invisibles de la imagen en un patrón visible que pueda 
ser analizado. 
 
 
 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 5 ~ 
 
 
 
Figura 1.1. Microscopio de Leeuwenhoek. La lente está instalada entre dos placas de 
bronce. Lo que se quiere observar se coloca en la punta de un tornillo, de manera que 
se puede regular en forma precisa la distancia entre el objeto y la lente. Modificado de 
imágenes. Ministerio de Educación y Ciencia. España (Banco de imágenes. Ministerio 
de Educación y Ciencia. España. Recuperado en Noviembre 30, 2007, de la World 
Wide Web: http://recursos.cnice.mec.es/bancoimagenes2/buscador/index.php). 
 
 
 
Figura 1.2. Microscopio utilizado por Hooke. Tomado de Lanfranconi, M. Historia de la 
Microscopía. (Lanfranconi, M. Historia de la Microscopía. Introducción a la Biología. 
Fac. de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad Nacional de Mar de Plata. 
Recuperado en Noviembre 30, 2007, de la World Wide Web: 
http://www.mdp.edu.ar/exactas/biologia/grupos/version%201_1/Practicos/archivo 
s/049_055_LECTURA_Microscopia.pdf). 
 
 
 
1.3. CONSIDERACIONES ESPECIALES 
 
1.3.1. Enfoque interpupilar 
 
El espacio entre los ojos es variable para cada persona. Necesita ajustar los oculares a 
su distancia interpupilar, para ver por los dos oculares un solo campo luminoso. 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 6 ~ 
 
Encienda el microscopio a una intensidad confortable. Ahora mire por los oculares. Verá 
un campo luminoso con el ojo izquierdo y otro con el ojo derecho. Para lograr la 
distancia interpupilar correcta continúe viendo el campo a través de un ocular mientras 
acerca o separa los oculares, ya sea usando la rosca entre ambos o tomando los 
oculares con ambas manos y presionando para juntarlos o separarlos. Cuando la 
imagen del ojo izquierdo y la imagen del ojo derecho se fusionan o juntan y se ve un 
solo campo luminoso con ambos ojos, habrá encontrado su distancia correcta. 
 
1.3.2. Enfoque ocular 
 
El siguiente paso es el de ajustar los oculares a cada ojo. Si no hace esto, nunca verá 
una imagen nítida. Enfoque la preparación con el micrométrico lo más claro que pueda, 
viendo con ambos ojos. Ahora coloque una tarjeta enfrente del ojo izquierdo y vuelva a 
enfocar lo más claro que pueda, haciendo girar suavemente la rosca micrométrica o la 
micrométrica. Cuando logre esto, coloque la tarjeta cubriendo el ojo derecho. Al hacer 
esto, ya no toque ni el macro ni el micro enfoque. Para enfocar la imagen, mueva la 
rosca del ocular izquierdo hacia un lado u otro hasta que vea nítidamente el objeto 
enfocado. Ahora los oculares ya están ajustados a cada ojo, asegurando así una 
observación clara y que la vista no se canse ni se esfuerce. 
 
1.4. PARTES DEL MICROSCOPIO COMPUESTO MODERNO 
 
El microscopio compuesto de uso común también se conoce con el nombre microscopio 
óptico debido a que sus propiedades derivan del empleo de lentes ópticas. Está 
constituido por cuatro gruposde dispositivos o sistemas articulados de tal manera que 
garantizan un funcionamiento óptimo y ergonómico (Abbe, 1878) (Figura 1.3). 
 
1.4.1. Sistema mecánico del microscopio 
 
La parte mecánica del microscopio también se denomina montura y es de forma y 
dimensiones muy variables, dependiendo del fabricante y el precio del instrumento. 
 
De manera general se describen modelos grandes, medianos y pequeños o portátiles. 
Los modelos grandes poseen todos los aditamentos que garantizan un trabajo 
profesional y permiten el intercambio de piezas y accesorios para realizar los trabajos 
más variados y su costo es el más elevado. Los modelos medianos no convienen a 
todo tipo de investigación pero son más prácticos puesto que su precio es menor 
gracias a su construcción más simple. Los microscopios portátiles responden a 
necesidades más restringidas y producen aumentos menores, conviniendo para 
observaciones someras. Toda montura, por complicada que sea posee los siguientes 
elementos: pie o base, mecanismo de enfoque, la platina, el revólver y el tubo del 
ocular. 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 7 ~ 
 
 
Figura 1.3. Microscopio compuesto moderno con sus partes. Modificado de District 
School Board of Niagara (District School Board of Niagara. Recuperado en Noviembre 
29, 2007, de la World Wide Web: http://www.dsbn.edu.on.ca/schools/Westlane 
/Science/simon/SBI3C1/micro.gif). 
 
a) Pie o base. Generalmente tiene forma de “herradura” o “Y”, aunque también puede 
ser rectangular, con un peso considerable que garantiza la estabilidad del instrumento. 
La base aloja la fuente de iluminación y puede contener un mecanismo para regular la 
intensidad luminosa. Sirve de soporte a una columna o brazo sobre el cual reposa el 
resto del aparato. La columna puede ser inclinada; en su parte más inferior se dispone 
el condensador y la parte superior posee una cremallera que permite desplazar en 
sentido vertical el condensador, la platina o el revólver y el tubo. Las ventajas que 
procura el microscopio inclinado son múltiples y la posición es más confortable para el 
observador (actividad que es muy incómoda cuando el tubo del microscopio es vertical). 
 
b) Mecanismo de enfoque. Se logra desplazando en sentido vertical ya sea la platina 
donde se coloca el espécimen o el revólver donde están colocados los objetivos, de 
modo que se pueda centrar el punto focal del objetivo que se está utilizando en ese 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 8 ~ 
 
momento. Se logra mediante dos mecanismos, primero uno rápido del tornillo 
macrométrico y segundo, otro lento del tornillo micrométrico. 
 
La cremallera que permite el movimiento rápido del tornillo macrométrico posee dientes 
que se engranan y producen un movimiento tosco para lograr un enfoque aproximado. 
Se utiliza para enfocar con los objetivos de poco aumento y para subirlos rápidamente 
con la finalidad de colocar o retirar de la platina el preparado histológico. 
 
El tornillo micrométrico por el contrario posee una graduación que permite que cada 
división de la rosca tenga un movimiento vertical imperceptible en el orden de 0.001 
mm. Esta disposición permite evaluar de manera aproximada el espesor de los objetos, 
considerando el número de vueltas que realiza el tornillo al enfocar su parte más 
superficial y luego la más profunda. 
 
El movimiento del tornillo micrométrico tiene una extensión de 5 mm aproximadamente 
y está limitado. Permite un enfoque fino y se utiliza con los objetivos de mayor aumento 
(Langueron, 1949). 
 
c) La platina. Es el soporte horizontal donde se colocan las distintas preparaciones que 
pretendemos examinar. Presenta en el centro un orificio circular por donde pasa el rayo 
de luz producido por la fuente luminosa y proveniente del condensador. Generalmente 
es de forma cuadrada y posee un sistema de fijación e inmovilización de la lámina 
porta-objeto compuesto por pinzas o una pieza articulada que esta fija a otro 
dispositivo, el carro. 
 
Este dispositivo permite el examen metódico y completo de la preparación al 
proporcionar un desplazamiento hacia adelante o hacia atrás y de derecha a izquierda y 
viceversa. 
 
Otra pieza, el vernier (denominado así gracias al nombre de su inventor en 1631), 
también llamado nonius, consiste en dos pequeñas reglas graduadas en milímetros 
cuya finalidad es la de obtener coordenadas aproximadas que sirven de referencia para 
localizar una estructura determinada en la preparación. En la práctica, el uso del vernier 
no es frecuente, se hace un poco complicado anotar las cifras y más difícil aún 
colocarlas en las reglas y localizar la estructura en cuestión. Además, estas cifras solo 
son válidas para el microscopio en el cual se obtuvieron. Hay otros procedimientos más 
simples para tal fin (Langueron, 1949.; Abramowitz, 2003). 
 
d) El revólver. Considerado como un accesorio del tubo. Es un implemento muy 
importante que permite el intercambio rápido de objetivos mediante un movimiento de 
rotación. El revólver está constituido por una semi-esfera que posee una serie de anillos 
en los cuales van atornillados los objetivos. Esta pieza gira alrededor de un eje que está 
colocado en la parte inferior del tubo. Puede ser de diversas formas y de igual manera, 
alojar un número variable de objetivos (dos, tres, cuatro o más). 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 9 ~ 
 
c) El tubo 
Soporta la porción óptica del microscopio. Es un cilindro hueco de longitud variable, 
cuyo interior está pintado de negro mate y posee un diafragma para impedir la 
formación de reflejos y facilitar la observación. El tubo puede ser doble y alojar dos 
lentes oculares (microscopio binocular). En los modelos de microscopios grandes 
destinados a la microfotografía, hay un tercer tubo accesorio, generalmente más largo y 
vertical que sirve para conectar una cámara fotográfica sin necesidad de lente ocular. 
 
1.4.2. Sistema óptico del microscopio 
 
Los microscopios modernos están diseñados para proporcionar imágenes aumentadas 
y nítidas de los especímenes es que se observan. Los componentes ópticos están 
colocados en una base estable que permite un intercambio rápido y un alineamiento 
preciso. El sistema óptico está constituido por dos juegos de lentes: El objetivo y el 
ocular. 
 
a) Los objetivos. 
Representan el componente óptico más importante del microscopio. Su principal 
función consiste en colectar la luz proveniente del espécimen y proyectar una imagen 
nítida, real, invertida y aumentada hacia el cuerpo del microscopio. 
Constituyen un sistema óptico formado por una o varias lentes, las cuales deben estar 
centradas y los ejes ópticos de cada una deben coincidir exactamente para formar el 
eje óptico del sistema. Sus lentes están hechas a partir de cristales (espatos, fluorita, 
entre otros) con un alto grado de calidad y funcionamiento; su precio depende del poder 
de aumento, resolución y de la corrección de las aberraciones. Muchos fabricantes 
elaboran objetivos que pueden ser intercambiados y empleados en microscopios de 
otras marcas comerciales. 
 
Tomando en cuenta el grado de corrección de las aberraciones y existen dos categorías 
de objetivos para el microscopio, los objetivos acromáticos y los objetivos 
apocromáticos. En cada categoría se distinguen aún dos grupos, los objetivos secos y 
los objetivos de inmersión (Abramowitz, 2003): 
 
• Objetivos acromáticos. Presentan corrección cromática para la luz azul y roja. 
Corrección de esfericidad para el verde. Dan mejores resultados con filtro de luz de 
color verde y son ideales para microfotografía blanco y negro. Se asume que un 
objetivo esacromático cuando no posee ninguna denominación. 
 
• Objetivos semi-apocromáticos. Elaborados a partir de cristales de fluorita. Corrigen 
para el azul, el rojo y en cierto grado para el verde. La corrección de esfericidad es para 
dos colores, el verde y el azul. Dan buenos resultados con luz blanca y están mejor 
diseñados para la microfotografía en colores. 
 
• Objetivos apocromáticos. Poseen el más alto nivel de corrección de aberraciones y 
por ello, son más costosos. Presentan corrección cromática para cuatro colores (azul 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 10 ~ 
 
oscuro, azul, rojo y verde); corrección de esfericidad para dos o tres colores. Son los 
mejores objetivos para microfotografía y video a color. Debido a su alto grado de 
corrección, estos objetivos poseen mayores aperturas numéricas que los acromáticos y 
las fluoritas. Esto puede ser un inconveniente puesto que el campo de observación se 
presenta un poco curvo. 
 
Los tres tipos de objetivos proyectan imágenes con cierta distorsión que se manifiesta 
como curvaturas y al ser corregidos para este defecto se denominan plan-acromáticos, 
plan-fluoritas o plan-apocromáticos. 
 
 Objetivos secos y objetivos de inmersión. Estos objetivos difieren entre sí por la 
naturaleza del medio interpuesto entre el cubre-objetos de la lámina histológica y la 
lente frontal del objetivo. En los objetivos secos el medio interpuesto es el aire cuyo 
índice de refracción (n=1) es muy diferente del índice del vidrio porta y cubre-objetos 
(n=1,5). Por el contrario, en los objetivos denominados de inmersión el medio que 
separa al cubre-objetos de la lente frontal del objetivo es un líquido cuyo índice de 
refracción es lo más próximo al del vidrio. Este líquido puede ser agua destilada 
(n=1.33) o mejor aún aceite de cedro, que posee un índice de refracción (n=1.515) casi 
idéntico al del vidrio. 
 
La ventaja de los objetivos de inmersión consiste en la disminución o eliminación de la 
refracción de los rayos luminosos entre el aire y el objetivo, en consecuencia la 
luminosidad de la imagen está aumentada, mientras que en los objetivos secos, está 
disminuida. El empleo de la inmersión aumenta el ángulo de apertura del objetivo y 
permite mayor resolución gracias a la captura de una mayor cantidad de rayos 
luminosos refractados (Langueron, 1949 (Figura 1.4) y sólo puede utilizarse con 
objetivos de mayor aumento (Möllring, 1970). 
 
Figura 1.4. A la izquierda el espacio entre el cubreobjeto (1) y el objetivo (2) es 
ocupado por el aire; a la derecha el espacio es ocupado por un líquido de inmersión (3). 
Apréciese que el cono de luz y el ángulo a son mayores con inmersión. Modificado de 
de Kapitza H G. Microscopy from the very begining (Kapitza, H. G. (1997). Microscopy 
from the very begining. (2ª ed.). Carl Zeiss Jena GmbH Frankfurt: Dipl.Bibl. Susanne 
Lichtenberg). 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 11 ~ 
 
1.4.3. Óptica finita y óptica infinita 
 
La microscopía de luz o fotónica ha experimentado cambios radicales en sus sistemas 
ópticos en los últimos años. El tubo que soporta tanto el revólver por un extremo, como 
el ocular por el otro, se confeccionaba con una determinada longitud y los fabricantes 
elaboraban objetivos que funcionaban para esa longitud (longitud finita) que fue 
estandarizada a 160 mm y en algunos casos (Leitz) a 170 mm. En muchos modelos de 
microscopios modernos el tubo no es rectilíneo y los rayos de luz transmitidos desde el 
objetivo hacia el ocular son desviados por prismas, especialmente en los microscopios 
trinoculares para fotografía. Emplear objetivos diseñados para una determinada longitud 
de tubo en otro microscopio que no corresponda produce incremento en las 
aberraciones de esfericidad, ocasionado por una longitud de tubo diferente. 
 
Los microscopios modernos poseen un ensamble complejo de lentes, espejos y prismas 
que transmiten la luz desde el objetivo al ocular y actualmente casi todos los fabricantes 
están elaborando microscopios que puedan aceptar objetivos diseñados para realizar 
una corrección infinita. Tales objetivos proyectan una imagen al infinito la cual es 
captada por otra lente que se introduce en el tubo y que a su vez la proyecta al punto 
focal del ocular. Los objetivos con esta corrección poseen el símbolo infinito grabado en 
la parte externa. Los sistemas corregidos al infinito son significativos porque corrigen la 
aparición de imágenes fantasma que con frecuencia se observa en microscopios 
anteriores, no obstante estos nuevos modelos son de mayor tamaño (Wegerhoff et al., 
2005) (Figura 1.5). 
 
 
Figura 1.5. Esquema que muestra el principio de los objetivos con corrección al infinito. 
Modificado de Microscope objetives. Olympus Microscopy Resource Center 
(Microscope objetives. Olympus Microscopy Resource Center. Recuperado en 
Diciembre 10, 2007, de la World Wide Web: 
http://www.olympusmicro.com/primer/anatomy/tubelength.html). 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 12 ~ 
 
 
1.4.3.1. Estructura de los objetivos 
 
Generalmente es un tubo cilíndrico que contiene en su interior un revestimiento anti-
reflejos y las diversas lentes colocadas en serie y alineadas (Figura 1.6). En la parte 
externa posee grabadas las especificaciones y características. 
 
 
 
Figura 1.6. Tipos de objetivos. (a) Objetivo acromático que contiene una lente frontal y 
dos pares internos, (b) objetivo semi-apocromático o fluorita, con cuatro pares de lentes 
y (c) objetivo apocromático que contiene un triplete, dos pares, un menisco y una lente 
esférica frontal. Modificado de Davison M, Abramowitz M. Optical Microscopy (Davison, 
M., Abramowitz, M. Optical Microscopy. Olympus Microscopy Resource Center. 
Recuperado en Noviembre 28, 2007, de la World Wide Web: 
http://www.olympusmicro.com). 
 
 
1.4.3.2. Nomenclatura de los objetivos 
 
La identificación de las propiedades individuales de los objetivos es posible gracias a la 
nomenclatura grabada en la parte exterior y contiene todas las especificaciones 
necesarias para su uso apropiado (Langueron, 1949; Davison y Abramowitz, 2007). La 
minuciosa información, generalmente en el idioma inglés, puede contener (Figura 1.7): 
 
 Nombre del fabricante: Casa comercial. 
 Aumento linear: Con un rango que puede ir desde 0.5X hasta 200X. 
 Correcciones ópticas: Achro, Achromat (acromáticos); Fluar, Neofluar (semi- 
apocromáticos); Apo (apocromáticos); Plan, Plano (corrige curvatura de campo); 
ICS (infinity corrected system), UIS (universal infinity system); N, NPL (normal 
field o view plan); CF, CFI (chrome-free, chrome free infinity) y muchas otras 
especificaciones cuya nomenclatura depende del fabricante. 
 Apertura numérica: Es un valor que indica el ángulo de apertura del cono 
luminoso. 
 Longitud del tubo: Longitud que separa al objetivo del ocular, usualmente en 
milímetros (160, 170, 220) o con el símbolo para objetivos con corrección infinita. 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 13 ~ 
 
 Espesor del cubre-objetos a emplear: Ha sido estandarizada a 0.17 mm pero 
existen diversos espesores lo cual produce aberraciones. Algunos objetivos 
poseen un collar de corrección en las lentes internas para realizar la corrección y 
se denominan CR, Corr, w/corr, o pueden tener una escala graduada móvil para 
el ajuste. 
 Distancia focal: Distancia entre el punto focal y la lente frontal del objetivo, 
expresada en milímetros. 
 Propiedades ópticas especiales: En caso de objetivos que en ciertas 
condiciones tienen resultados óptimos (para luz polarizada, contrastede fase, 
entre otros). 
 Rosca del objetivo: La mayoría de objetivos están estandarizados de acuerdo a 
la Royal Microscopy Society para garantizar una compatibilidad universal y se 
designan con las siglas RMS; sin embargo, algunos fabricantes tiene sus propias 
dimensiones. El diámetro general es de 20 mm, pero los objetivos Leica y Nikon 
son de rosca más amplia y sólo funcionan en sus microscopios. M25 y M32 
designan roscas de 25 y 32 mm respectivamente. 
 Medio de inmersión: Algunos objetivos ameritan el uso de medios de inmersión 
y para ello se emplea un código de colores o las abreviaciones Oil, Oel (aceite); 
HI (homogeneous immersion); W, Water, Wasser (agua) y Gly (glicerol). 
 Código de colores: Algunos fabricantes marcan sus objetivos con anillos de 
colores para facilitar la identificación del aumento (Cuadro 1.1). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1.7. Nomenclatura del objetivo. Las propiedades ópticas especiales en este 
objetivo denotan que puede emplearse en Interferencia de contraste diferencial (DIC 
differential interference contrast) y la H significa que puede emplearse en microscopios 
con platina caliente (heating stage). Modificado de Davison M, Abramowitz M. Optical 
Microscopy. (Davison, M., Abramowitz, M. Optical Microscopy. Olympus Microscopy 
Resource Center. Recuperado en Noviembre 28, 2007, de la World Wide Web: 
http://www.olympusmicro.com). 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 14 ~ 
 
1.4.4. El ocular 
 
El ocular (del latín oculus = el ojo) está formado por lentes que generalmente son 
separadas por un diafragma, montadas en las extremidades de un cilindro que va 
introducido en la parte superior del tubo. El ocular sirve para observar la imagen real e 
invertida que produce el objetivo, ejerciendo dos funciones: 
 Aumenta la imagen y la transforma en una imagen virtual, derecha con respecto 
a la imagen del objetivo, pero aun invertida, con respecto al objeto. 
Posteriormente el ojo endereza la imagen. 
 Aplana y aclara el campo óptico o plano circular en el que aparece el objeto. 
 
La lente superior se denomina lente ocular y es la que produce el aumento de la imagen 
real del objetivo; la lente inferior también se denomina colectora y es la que aplana y 
aclara el campo (Figura 1.8). 
 
 
Cuadro 1.1. Códigos de color en los objetivos microscópicos más usados en 
investigación. Modificado de Davison M, Abramowitz M. Optical Microscopy. (Davison, 
M., Abramowitz, M. Optical Microscopy. Olympus Microscopy Resource Center. 
Recuperado en Noviembre 28, 2007, de la World Wide Web: 
http://www.olympusmicro.com). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Código de color de inmersión Medio de inmersión 
 Negro Aceite 
Naranja Glicerol 
Blanco Agua 
Rojo Especial o multiuso 
Código de color de aumento Aumento 
Negro 1X, 2.5X 
Marrón 2X, 2.5X 
Rojo 4X, 5X 
Amarillo 10X 
Verde 16X, 20X 
Azul turquesa 25X, 32X 
Azul celeste 40X, 50X 
Azul cobalto 60X, 63X 
Blanco, crema 100X, 250X, 200X 
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~ 15 ~ 
 
 
 
 
Figura 1.8. Modelos de oculares. (a) Ocular de Huygens, (b) ocular compensador y (c) 
ocular de Ramsden. Los oculares negativos (a y b) poseen el diafragma entre las dos 
lentes (colectora y ocular) y los oculares positivos poseen el diafragma por debajo de 
las lentes (c). Modificado de Digit Life (Digit Life. Recuperado en Diciembre 10, 2007, de 
la World Wide Web: http://www.digit- life.com/articles/intelplayqx3/index.html). 
 
 
A continuación se mencionan los tipos de oculares que existen y pueden ser utilizados 
para el estudio de los parásitos. 
 
Oculares de Huygens. Empleados con los objetivos acromáticos y formados por dos 
lentes plano-convexas cuya convexidad está dirigida hacia el objetivo y el diafragma se 
ubica entre ambas. También denominado ocular negativo porque la imagen se forma 
entre las dos lentes. Muy común en modelos de microscopios antiguos (Langueron, 
1949). 
 
Oculares de Ramsden. Conocido como ocular positivo, formado por varias lentes 
unidas entre sí y colocadas por encima del diafragma. Generalmente corrigen 
aberraciones y funcionan de manera óptima con los objetivos corregidos al infinito 
(Davison y Abramowitz, 2007). 
 
Oculares compensadores. Son oculares que corrigen la diferencia de aumento para 
los diversos colores (diferencia cromática de aumento) que se aprecia en los objetivos 
apocromáticos. No tiene buen rendimiento con objetivos acromáticos secos. 
 
Oculares de proyección. Posee una lente que permite la proyección de la imagen en 
una pantalla colocada a cierta distancia del ocular, ideal para dibujar o para exhibición. 
 
Oculares aplanéticos. Tienen la propiedad de formar un campo perfectamente plano y 
el poder de resolución es igual tanto en el centro como en la periferia del campo óptico. 
 
Oculares peri-planáticos. Aplanan la curvatura de campo que se produce con 
objetivos de mayor aumento. Son semejantes a los oculares de tipo Huygens pero con 
una doble lente ocular (Langueron, 1949). 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 16 ~ 
 
 
Uno de los diseños de oculares más avanzados es el ocular Periplan (Figura 1.9) que 
contiene siete lentes que corrigen las aberraciones cromáticas, la curvatura de campo y 
su empleo óptimo es en combinación con objetivos de gran poder de aumento. 
 
 
 
 
 
Figura 1.9. Diagrama de la constitución del ocular Periplan. Es un ocular negativo. 
Modificado de M, Abramowitz M. Optical Microscopy. Olympus Microscopy Resource 
Center (Davison, M., Abramowitz, M. Optical Microscopy. Olympus Microscopy 
Resource Center. Recuperado en Noviembre 28, 2007, de la World Wide Web: 
http://www.olympusmicro.com). 
 
 
 
Los modelos de microscopios más simples poseen un solo ocular (mono-oculares); sin 
embargo, existen microscopios binoculares y algunos modelos más modernos son 
trinoculares, especiales para la microfotografía. Los binoculares tienen los objetivos 
dispuestos con una inclinación de 45º para realizar la observación cómodamente. 
 
Campo del microscopio: Se denomina campo del microscopio al círculo visible que se 
observa en el ocular. También podemos definirlo como la porción del plano visible 
observado a través de las lentes. Si el aumento es mayor, el campo disminuye, lo cual 
quiere decir que el campo es inversamente proporcional al aumento del microscopio. La 
forma del campo está determinada por el diafragma fijo del ocular, que generalmente es 
de forma circular, no obstante el campo puede ser cuadrado y esta forma es muy útil al 
realizar estudios de coprología o hematología, en donde se requiere reconstruir la 
totalidad del campo de observación de la preparación, lo cual se dificulta con un campo 
circular clásico al quedar zonas superpuestas. 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 17 ~ 
 
 
El ocular produce un aumento adicional a la imagen proporcionada por el objetivo. El 
valor de este aumento está inscrito en la superficie del ocular y generalmente es de 
10X, 12.5X, 15X, 20X o 25X. Otro valor es el número de campo que consiste en el 
diámetro en milímetros de la apertura fija del diafragma, la cual puede variar desde 18 
mm hasta 26.5 mm. 
Los oculares modernos poseen otro tipo de inscripciones que denotan sus 
características: 
 
 UW: Ultra wide, en oculares que poseen un campo visual muy amplio. 
 H: Para un alto punto focal del observador que usa lentes durante la observación 
microscópica. 
 K, C, comp: Para oculares compensadores. 
 Plan-comp: Objetivosque corrigen curvatura de campo y dan campos planos. 
 
Otra de las aplicaciones del ocular consiste en la cuantificación o medición de 
estructuras del espécimen en estudio. En ciertos casos es relevante conocer el número, 
tamaño o dimensiones de las células y demás elementos del tejido. 
 
Usualmente se coloca en el plano de la apertura fija del diafragma una pieza circular de 
vidrio con una escala o gradilla, la cual aparece enfocada y superpuesta a la imagen del 
espécimen al encontrarse en el plano de formación de la misma. Los oculares para la 
medición poseen un mecanismo de enfoque mediante rotación. Se debe calibrar la 
escala del ocular micrométrico (Figura 1.10) con cada objetivo que se use. En la 
actualidad se puede emplear algún software de computación para realizar mediciones 
sobre las imágenes digitales y obtener datos muy precisos, no obstante, el método más 
económico y de uso más generalizado es la medición con los oculares. 
 
En ocasiones se coloca en el diafragma del ocular una estructura filamentosa (alambre, 
pestaña, cerda) denominada señalador, con la finalidad de indicar de manera específica 
alguna estructura en particular en el campo de observación. El señalador se aprecia 
como una línea oscura que parte del borde del campo hacia el centro del mismo. 
 
Muchos oculares modernos poseen una copa de goma cuya finalidad es, por una parte 
colocar los ojos a la distancia correcta de observación y por otra, impedir la formación 
de reflejos luminosos que dificulten la visualización. Algunos microscopios binoculares 
poseen un mecanismo de enfoque del ocular que ajusta las dioptrías en caso que el 
observador posea una disminución de su agudeza visual. El ajuste se realiza por 
separado tanto para el ojo derecho como para el izquierdo; de igual manera se ajustan 
a la distancia interpupilar del observador (usualmente entre 55 y 75 mm). 
 
 
 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 18 ~ 
 
 
 
Figura 1.10. Fotografía de un Ocular Micrométrico. 
 
 
1.4.5. Sistema de iluminación 
 
El sistema de iluminación está constituido por las partes del microscopio que producen 
o captan, reflejan y regulan la intensidad de la luz que se utiliza para la observación 
microscópica. Uno de los aspectos críticos a considerar en la microscopía óptica es la 
fuente de luz que se emplea para iluminar el espécimen. Si la muestra es iluminada de 
manera inadecuada, la calidad de la imagen que se obtiene se verá afectada, aun 
cuando se disponga de un excelente sistema óptico. La iluminación óptima debe ser 
brillante, sin resplandores y en lo posible debe dispersarse de manera uniforme en el 
campo de observación. 
 
Si se emplea luz visible (fotones) es usual que al microscopio se le denomine fotónico. 
En sus inicios, la microscopía se practicaba con iluminación por reflexión; se utilizaba 
un espejo que se orientaba para recoger la luz solar o en su defecto, luz artificial (la luz 
de una vela, mechero a gas, lámparas de aceite o petróleo) y la desviaba hacia la 
preparación. Este método se mantuvo durante mucho tiempo, en parte debido al lento 
perfeccionamiento de las bombillas incandescentes, que consisten en un globo de 
cristal en el que se ha hecho el vacío y dentro del cual va colocado un hilo de metal 
(platino, carbón, tungsteno, entre otros) que al paso de una corriente eléctrica se pone 
incandescente y sirve para alumbrar. 
 
Con el uso de la bombilla eléctrica se suprime este espejo y los microscopios pueden 
utilizarse en cualquier lugar. Sin embargo, algunos modelos de microscopios actuales, 
desde los más sencillos y económicos hasta los más sofisticados, aún poseen un 
espejo que sirve para desviar la luz producida por la bombilla, en el caso que ésta no se 
encuentre alineada con la platina. 
 
El sistema de iluminación está constituido por la fuente de luz, el condensador y un 
diafragma o iris. Como regla general, el sistema de iluminación está colocado debajo de 
la platina y la finalidad es de iluminar mediante luz transmitida. En la mayoría de los 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 19 ~ 
 
casos el estudio de las preparaciones histológicas se hace por transiluminación. En 
otros casos muy específicos se emplea el método de luz reflejada, en el cual se ilumina 
la superficie del espécimen mediante epi-iluminación. La fuente de luz emite una 
radiación que es recogida por un dispositivo denominado condensador, que a su vez 
forma un cono luminoso necesario para la visualización con objetivos de mayor 
aumento. 
 
Fuentes de luz 
 
Aparte de la luz solar, empleada en microscopios sencillos con espejo, existen 
numerosas fuentes de iluminación artificial, tanto para la observación rutinaria como 
para la microfotografía. La luz artificial presenta numerosas ventajas tales como la 
constancia, la uniformidad y la intensidad; además es muy favorable para los mayores 
aumentos. Existen varios tipos de fuentes de luz artificial: 
 
 Bombillas de tungsteno y halógenas: La mayoría de microscopios de luz están 
dotados de lámparas de este tipo cuyo poder oscila entre 10W y 100W. Se 
emplean como fuentes principales o accesorias. Estas lámparas son radiadores 
térmicos que emiten una luz continua en un espectro comprendido entre 300 y 
1200 nm. Están constituidas por un bulbo de cristal relleno de un gas inerte y un 
filamento de tungsteno que es activado por una corriente eléctrica produciendo 
una importante cantidad de luz y calor. Varían mucho en tamaño, diseño y forma. 
Producen una luz blanca pero incrementan la intensidad del azul al rojo. La luz 
puede ser muy brillante para la observación y se reduce con filtros que 
disminuyen la intensidad, denominados filtros de densidad neutra, disminuyendo 
la intensidad sin alterar los colores. También se emplean filtros de colores que 
compensen el color rojo, de manera que se pueda observar la imagen del 
espécimen sobre un fondo iluminado neutro, blanco y claro. El vidrio azul corrige 
el tinte amarillo que tiene la luz incandescente y se obtiene una luz suave y 
agradable que aumenta la definición. 
 
 Lámparas de arco eléctrico: Son lámparas que pueden contener gases (vapor 
de mercurio, xenón o circonio) y son empleadas para proveer una luz 
monocromática con filtros apropiados, es ideal para microfotografía en blanco y 
negro o a colores. También se utilizan en microscopios especiales 
(fluorescencia). 
 
 Láser: En los últimos años se ha incrementado el uso de láser (Light 
Amplification by Stimulated Emission of Radiation, Amplificación de Luz por 
Emisión Estimulada de Radiación), que consiste en un dispositivo que genera un 
haz de luz con características de tamaño, coherencia, forma y pureza 
controladas. El láser de argón es uno de los más utilizados, cuya emisión está en 
el orden de 488-514 nm. Su costo es muy elevado y se emplea principalmente 
en microscopía confocal. 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 20 ~ 
 
 LED: De las siglas en inglés Light-Emitting Diode (diodo emisor de luz) es un 
dispositivo emisor de luz con características muy próximas a la luz 
monocromática (espectro reducido). La luz se produce cuando una corriente 
eléctrica pasa a través del material semiconductor (arseniuro de galio-aluminio) 
del que están hechos. Se utilizan en una amplia gama de artefactos y lámparas. 
En comparación con las bombillas incandescentes, son más interesantes porque 
permiten ahorro de energía con un mayor rendimiento lumínico. Para 
microscopía se emplean LED de larga duración que provee una luz muy brillante 
y fría; esto último es una gran ventaja, ya que no genera calor y la observación 
es más cómoda para el usuario. En la actualidadse producen combinaciones de 
diodos que emiten una luz blanca. 
 
 
1.4.6. Condensador 
 
Es un dispositivo que tiene por finalidad formar conos luminosos grandes, con aperturas 
mayores, necesarios para ver con los objetivos de mayor aumento. El término 
condensador puede considerarse inadecuado, ya que no produce una condensación de 
los rayos luminosos, por el contrario, produce un aumento de la sección del cono 
luminoso que a su vez forma una imagen más clara. 
 
El condensador está conformado por una o varias lentes situadas debajo de la platina 
del microscopio, colocadas entre la fuente de luz y el espécimen. El primer condensador 
que se fabricó en 1838 (por Dujardin) poseía tres lentes acromáticas. Al igual que en los 
objetivos, las lentes del condensador poseen poder de aumento y también producen 
aberraciones, sin embargo, éstas también pueden corregirse. 
 
Tipos de condensadores de acuerdo al grado de corrección de aberraciones 
ópticas (Davison y Abramowitz, 2007): 
 
 Condensador de Abbe: Es el más simple, sin corrección de aberraciones y el 
más económico. Compuesto de dos o más lentes. Puede llegar a tener una 
apertura numérica de 1.4 en modelos de tres lentes. Se emplea para 
observación de rutina y con objetivos de modesta apertura numérica y 
amplificación. Una de las ventajas es el amplio cono de iluminación que puede 
producir. 
 
 Aplanático: Corrige aberraciones de esfericidad. 
 
 Acromático: Corrige aberraciones cromáticas. Contiene tres o cuatro lentes 
corregidas para el azul y el rojo. Este condensador es útil para observaciones de 
rutina con objetivos secos y para microfotografía (blanco y negro o color). 
 
 Aplanático-Acromático: Poseen el más alto nivel de corrección y es el 
condensador de elección para microfotografía a color con luz blanca. Puede 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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contener ocho lentes y su uso es óptimo con inmersión y objetivos de mayor 
aumento. 
 
El cono de luz que produce el condensador debe ajustarse de manera apropiada para 
optimizar la intensidad y el ángulo de apertura. Cada vez que se cambia un objetivo se 
debe realizar un ajuste para obtener el cono de luz conveniente a la apertura numérica 
del nuevo objetivo. A menudo no es práctico utilizar el mismo condensador para un 
amplio rango de objetivos (2X hasta 100X). Para objetivos de bajo poder de aumento 
(menor a 10X) algunos condensadores poseen una lente frontal adicional que es 
abatible. La altura del condensador es regulada mediante un mecanismo activado con 
un tornillo que lo baja o lo sube, acercándolo o no a la platina donde está colocado el 
espécimen (Figura 1.11). 
 
Además de los condensadores empleados en los microscopios de campo claro, existe 
una variedad de modelos de condensadores especializados que se utilizan en 
diferentes aplicaciones, cuya finalidad principal es el incremento del contraste entre los 
detalles de la estructura del espécimen. Se han desarrollado condensadores especiales 
para microscopía de campo oscuro, contraste de fase, luz polarizada y contraste de 
interferencia diferencial. 
 
 
 
 
 
 
Figura 1.11. Condensador tipo Abbe y objetivo adaptado. Se observa un condensador 
con dos lentes y el trazado del haz de luz en un microscopio fotónico. El medio de 
inmersión, en este caso aceite, se puede colocar tanto entre la lente frontal del 
condensador y el preparado histológico como entre el preparado y la lente frontal del 
objetivo. Modificado de Davison M, Abramowitz M. Optical Microscopy. Olympus 
Microscopy Resource Center (Davison, M., Abramowitz, M. Optical Microscopy. 
Olympus Microscopy Resource Center. Recuperado en Noviembre 28, 2007, de la 
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 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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1.4.7. Diafragma o iris 
 
Es un dispositivo que se coloca inmediatamente debajo de la platina. Debe permitir 
cambios en la apertura y con diámetros variables cuya finalidad es la de obtener conos 
luminosos cada vez más estrechos y eliminar los rayos de luz sobrantes. Los primeros 
diafragmas consistían en un disco de metal con agujeros de diferente diámetro, el cual 
se rotaba según la necesidad. Estos discos fueron substituidos por el iris, otro 
dispositivo más elaborado y con un diseño que le permite cambiar de diámetro. La 
apertura del diafragma se regula en relación con el tipo de objetivo que se esté 
utilizando. El diafragma o iris está pintado de negro con la finalidad de eliminar los rayos 
de luz reflejada que pueden interferir con la iluminación del objeto (Davis, 1882) (Figura 
1.12). 
 
 
Figura 1.12. Iris con mecanismo para variar la apertura. Tomado de Cross M, Cole M. 
Modern Microscope (Cross, M., Cole, M. (1912). Modern Microscopy. A Handbook for 
Beginners and Students. (4ª ed.). Chicago: Chicago Medical Book Company). 
 
 
1.5. NORMAS BÁSICAS PARA EL CUIDADO DEL MICROSCOPIO 
 
Al ser el microscopio un aparato de precisión y, por lo tanto, delicado, es muy 
conveniente asegurar un buen funcionamiento atendiendo siempre a las siguientes 
normas: 
 Para transportar el microscopio deben utilizarse siempre las dos manos, 
sujetándolo por el brazo con una mano y por el pie con la palma de la otra. 
 Una vez colocado el microscopio en su sitio, no debe moverse hasta que finalice 
la práctica. 
 Cuando se vaya a cambiar de observador se debe mover él y no el microscopio. 
 Mover siempre suave y lentamente cualquier elemento del microscopio. 
 Nunca poner los dedos en las lentes del ocular ni del objetivo. Si se ensucian 
dichas lentes se limpiarán con un paño suave de algodón, sin utilizar ningún 
disolvente. 
 No sacar de su sitio el ocular ni los objetivos, a no ser que vayan a ser 
sustituidos, en cuyo caso la operación debe realizarse lo más rápidamente 
posible, para evitar la entrada de polvo. 
 Asegurarse de que el portaobjetos está bien seco cuando va a ser colocado 
sobre la platina. 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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 Al enfocar, sobre todo con los objetivos de mayor aumento, hay que evitar que el 
extremo del objetivo choque con la preparación. Para ello acercaremos el 
objetivo a la preparación mirando lateralmente y luego, mirando ya a través del 
ocular, enfocamos alejando el objetivo. 
 
Muchos errores y accidentes en la práctica microscópica se pueden evitar atendiendo 
las siguientes normas básicas del uso del microscopio (Möllring, 1970): 
 Quitar la funda protectora del microscopio. 
 Enchufar el microscopio. 
 Colocar en primera instancia el objetivo de menor aumento para lograr un 
enfoque correcto. Este pasó en muy importante y se debe realizar siempre, ya 
que permitirá la observación de una panorámica del preparado histológico y la 
ubicación de áreas de interés para su análisis posterior. 
 Subir el condensador utilizando el tornillo correspondiente. 
 Colocar la laminilla histológica sobre la platina, con el cubre-objetos hacia arriba 
y sujetándola con las pinzas. 
 Colocar la lámpara en la posición correcta y encenderla. 
 Enfoque la lámina mirando a través del ocular y lentamente mueva el tornillo 
macrométrico. 
 Recorra todo el preparado histológico y haga sus observaciones. Sitúe la lámina 
en el sitio donde debe seguir observando a mayor aumento. 
 Cambie al objetivo de mediano aumento (10X) y para lograr el enfoque siga 
moviendo lentamente el tornillo macrométrico. Al cambiar de objetivo, la imagen 
debe estar ligeramente enfocada gracias a que la mayoría de microscopios son 
parafocales, es decir, una vez logrado el primer enfoque, al pasar al objetivo de 
aumento inmediato superior