Extração do óleo de alga fotossintetizante e estudo dos parâmetors que influenciam a produção de óleo

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USF

Larissa Layla Gonçalves

22/06/2020

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Engenharia Química

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UNIVERSIDADE SÃO FRANCISCO
Engenharia Química

Gabriela Guedes Silva
Larissa Layla Gonçalves
Soraya Simões Bergonzi
Vanessa Murari Francisco

EXTRAÇÃO DO ÓLEO DE ALGA FOTOSSINTETIZANTE E
ESTUDO DOS PARÂMETROS QUE INFLUENCIAM A
PRODUÇÃO DE ÓLEO

Itatiba
2016

Gabriela Guedes Silva – 002201301952
Larissa Layla Gonçalves – 002201201199
Soraya Simões Bergonzi – 002201301340
Vanessa Murari Francisco – 002201200142

EXTRAÇÃO DO ÓLEO DE ALGA FOTOSSINTETIZANTE E
ESTUDO DOS PARÂMETROS QUE INFLUENCIAM A
PRODUÇÃO DE ÓLEO

Monografia apresentada ao curso de
Engenharia Química da Universidade São
Francisco, como requisito parcial para
obtenção do título de Bacharel em Engenharia
Química.

Orientador: Prof. Dr. Mario Eusebio Torres
Alvarez

Itatiba
2016

Dedicamos aos nossos pais por todo apoio e
compreensão.

AGRADECIMENTOS

Primeiramente a Deus, pelas nossas vidas.
Aos nossos pais, pelos ensinamentos e valores transmitidos, por todo apoio, paciência
e por sempre acreditarem em nós. Muito obrigada pelo amor, carinho e educação.
Às nossas famílias, irmãos, avós, tios e primos e nossos amigos, pelo apoio, carinho e
companheirismo, que nos motivam e ajudam a seguir em frente.
Aos nossos namorados/marido, pelo suporte nos momentos de dificuldade, pela
participação e amparo quando precisamos e pela compreensão nos momentos de dedicação e
ausência.
Ao nosso professor orientador Mario Eusébio Torres Alvarez, por aceitar essa
orientação, pelos conselhos e o auxílio nesse último desafio para a nossa formação.
Às professoras Mônica Tais Siqueira D' Amélio Felippe e Bárbara Flaibam, pelas
contribuições, dicas, incentivo e a prontidão em nos ajudar sempre que precisamos.
À Universidade São Francisco, em ceder o laboratório para realização dos nossos
experimentos.
À professora Silmara das Neves, pela assistência e apoio; à Gislene, responsável pelos
laboratórios e à técnica do laboratório de Engenharia Química, Aline, que contribuiu para a
concretização deste trabalho.
Ao nosso colega de curso, Leonardo Rodrigues dos Santos, por ceder sua Iniciação
Científica, que nos serviu como base.

“A tarefa não é tanto ver aquilo que ninguém
viu, mas pensar o que ninguém ainda pensou
sobre aquilo que todo mundo vê”.
Arthur Schopenhauer

RESUMO

Devido à crescente busca por soluções alternativas e ecológicas em substituição a fontes de
energia de origem fóssil, a demanda por combustíveis não convencionais vem obtendo muito
destaque. A cada ano, bilhões de toneladas de dióxido de carbono são liberados na atmosfera,
provenientes da queima de combustíveis fósseis. Em contrapartida a esta perspectiva, o óleo
proveniente de microalgas tem se mostrado promissor na produção de biodiesel por se tratar
de um recurso renovável, além do mais, as algas fazem uso do gás carbônico em seu processo
de fotossíntese, o que torna o cultivo de algas uma excelente opção como fonte renovável de
energia. O meio de cultura com as condições ideais para o crescimento das algas e os métodos
para extração do óleo produzido pelas mesmas, bem como, a análise da importância das
variáveis envolvidas no processo, foram abordados nesse trabalho. Foi estudada a espécie de
microalga de água doce Audouinella pygmaea, do gênero das Rhodophytas, e este meio de
cultivo se deu em um reservatório artificial de água, de pequeno porte e de vidro (aquário),
contendo água sem cloro e envolveu controle de temperatura, sendo 20 °C e 28 °C as
utilizadas no processo, variação dos nutrientes, onde se fez uso de nitrato e fosfato e a
inserção de CO2, utilizando-se 112 mg/L e 120 mg/L. O tempo de reação foi de 96 h. Foram
comparados dois métodos de extração, o Soxhlet e o Hara e Radin, na qual este último foi
empregado em todos os experimentos. Para seu procedimento a frio, utilizou-se n-hexano e
isopropanol como reagentes, em que a adição dos solventes promove a formação de duas
fases distintas, uma contendo lipídios e a outra as substâncias não gordurosas, e ao final, o
óleo extraído é pesado e comparado ao peso inicial da alga. Os resultados obtidos mostraram-
se satisfatórios, apontando que a microalga apresenta bom crescimento em meio de cultivo
artificial, na qual os melhores parâmetros se deram através do cultivo com o nutriente nitrato,
em temperatura de 20 °C e 120 mg/L de CO2. Sua fração de óleo ofereceu um rendimento
considerável de até 6,30% nestes mesmos parâmetros. Já o meio com fosfato a 28 °C também
obteve um bom resultado em rendimento em termos de massa de óleo por biomassa algal,
sendo este de 4,66%.

Palavras-chave: microalgas (Audouinella pygmaea). extração de óleo. biocombustíveis.
efeito estufa.

ABSTRACT

Due to the growing search for alternative and ecological solutions replacing fossil energy
sources, the demand for non-conventional fuels has been getting much prominence. Each year
billion tons of carbon dioxide are released into the atmosphere from the burning of fossil
fuels. In contrast to this perspective, the oil from microalgae has shown promise in the
production of biodiesel because it is a renewable resource, in addition the algae make use of
the carbonic gas in its process of photosynthesis, which makes algae farming an excellent
option as a renewable source of energy. The culture environment with the ideal conditions for
algae growth and the methods for extracting the oil produced from the algae, as well as the
analysis of the importance of the variables involved in the process were approached in this
work. Was confirmed the species of fresh water microalgae Audouinella pygmaea, of the
genus Rhodophytas, and this culture environment was an artificial reservoir of water, small
and made of glass (aquarium), containing chlorine-free water and involves temperature
control, being 20 °C and 28 °C used in the process, variation of nutrients, where nitrate and
phosphate were used and the insertion of CO2, using 112 mg/L and 120 mg/L. The reaction
time was 96 h. Two extraction methods were compared, Soxhlet and Hara and Radin, in
which the last one was used in all experiments. For the cold procedure, n-hexane and
isopropanol were used as reagents, which the addition of the solvents promotes the formation
of two distinct phases, one containing lipids and the other non-greasy substances, in the end,
the extracted oil is weighted and compared to the initial weight of the algae. The results
obtained were satisfactory, indicating that the microalgae shows good growth in artificial
culture environment, which the best parameters were obtained through cultivation with the
nutrient nitrate, at a temperature of 20 °C and 120 mg/L of CO2. Its oil fraction offers a
considerable yield of up to 6.30% in these same parameters. Meanwhile, the phosphate
environment at 28 °C also obtained a good yield in terms of oil mass per algal biomass, which
was 4.66%.

Key words: microalgae (Audouinella pygmaea). oil extraction. biofuels. greenhouse effect.

LISTA DE FIGURAS

FIGURA 1 – Estrutura da atmosfera de acordo com as mudanças de temperatura ................ 21
FIGURA 2 – Ciclo global do carbono ................................................................................. 23
FIGURA 3 – Mudanças observadas na (a) temperatura média global da superfície, (b) média
global da elevação do nível do mar a partir de dados de marégrafo (azul) e satélite (vermelho)
e (c) cobertura de neve do Hemisfério Norte para março-abril.............................................. 25
FIGURA 4 – Diversas espécies de microalgas vistas por um microscópio ........................... 26
FIGURA 5 – Distribuição energética nacional ..................................................................... 29
FIGURA 6 – Distribuição energética mundial ..................................................................... 29
FIGURA 7 – Balança semi-analítica modelo JA3003N, da marca Bioprecisa ...................... 37
FIGURA 8 – pHmêtro da marca Metrohm, modelo 827 pH lab ........................................... 38
FIGURA 9 – Agitador magnético da marca Fisatom, modelo 752 ....................................... 38
FIGURA 10 – Centrífuga modelo Excelsa Baby, marca Fanem ........................................... 39
FIGURA 11 – Estufa modelo TE-394/3, marca Tecnal ........................................................ 39
FIGURA 12 – Meio de cultivo utilizando aquário, termostato, termômetro, produtor de CO2 e
luminária.............................................................................................................................. 44
FIGURA 13 – Microalgas da espécie Audouinella pygmaea, transportadas em saco plástico44
FIGURA 14 – Fosfato inserido no meio de cultivo através do remédio fosfato sódico de
prednisolona ........................................................................................................................ 45
FIGURA 15 – Nitrato inserido no meio de cultivo através do fertilizante para violetas Green-
Fix, da marca Agribras ......................................................................................................... 46
FIGURA 16 – Comparações entre os testes com 5 g de fermento em pó biológico e alternadas
quantidades de ingredientes, no início da reação, 18 h após e 36 h após o início dos testes, da
esquerda para a direita, respectivamente. .............................................................................. 48
FIGURA 17 – Sistema para a produção e dissolução do CO2 no meio de cultura ................. 49
FIGURA 18 – Concentração de CO2 dissolvido na água relacionando pH e KH .................. 49
FIGURAS 19 e 20 – Testes de pH e KH da Labcon Test, respectivamente .......................... 50
FIGURAS 21 e 22 – Método de extração do óleo das algas por Soxhlet e pelo método de
Hara e Radin, respectivamente ............................................................................................. 51
FIGURA 23 – Fração lipídica sendo seca em estufa a 70 ºC para a evaporação do solvente . 52
FIGURA 24 – Fração lipídica proveniente da extração do óleo de microalgas ..................... 52

FIGURA 25 – Algas secas após extração de seu conteúdo lipídico ...................................... 53
FIGURAS 26 e 27 – Comparação através da observação do meio de cultivo após 96h de
inserção de fosfato e nitrato. À esquerda o fosfato, com água mais límpida, e à direita o
nitrato, com coloração esverdeada devido ao surgimento de algas ........................................ 57
FIGURA 28 – Gráfico de dispersão de crescimento versus data referentes aos 8 experimentos
realizados ............................................................................................................................. 59
FIGURA 29 – Gráfico de efeitos principais referentes aos parâmetros temperatura, nutriente e
CO2 que influenciaram no crescimento das algas.................................................................. 60
FIGURA 30 – Gráfico de interações entre os parâmetros temperatura, nutriente e CO2 que
influenciaram no crescimento das algas ................................................................................ 62
FIGURA 31 – Análise de variância (ANOVA) ao se comparar a temperatura e nutriente,
tendo como variável resposta o crescimento de biomassa algal ............................................. 63
FIGURA 32 – Gráficos de resíduos da ANOVA ao se comparar temperatura e nutriente,
tendo como variável resposta o crescimento de biomassa algal ............................................. 64
FIGURA 33 – Teste de Tukey para avaliar qual dos parâmetros, temperatura e nutriente, se
difere dos demais, tendo como variável resposta o crescimento de biomassa algal ................ 65
FIGURA 34 – Análise de variância (ANOVA) ao se comparar a temperatura e CO2, tendo
como variável resposta o crescimento de biomassa algal ...................................................... 66
FIGURA 35 – Gráficos de resíduos da ANOVA ao se comparar temperatura e CO2, tendo
como variável resposta o crescimento de biomassa algal ...................................................... 66
FIGURA 36 – Teste de Tukey para avaliar qual dos parâmetros, temperatura e CO2, se difere
dos demais, tendo como variável resposta o crescimento de biomassa algal .......................... 67
FIGURA 37 – Análise de variância (ANOVA) ao se comparar o nutriente e CO2, tendo como
variável resposta o crescimento de biomassa algal ................................................................ 68
FIGURA 38 – Gráficos de resíduos da ANOVA ao se comparar nutriente e CO2, tendo como
variável resposta o crescimento de biomassa algal ................................................................ 68
FIGURA 39 – Teste de Tukey para avaliar qual dos parâmetros, nutriente e CO2, se difere
dos demais, tendo como variável resposta o crescimento de biomassa algal .......................... 69
FIGURA 40 – Gráfico de efeitos principais referentes aos parâmetros temperatura, nutriente e
CO2 que influenciaram no rendimento de óleo produzido pelas algas ................................... 71
FIGURA 41 – Gráfico de interações entre os parâmetros temperatura, nutriente e CO2 que
influenciaram no rendimento de óleo produzido pelas algas ................................................. 72

FIGURA 42 – Gráfico de série temporal da fase exponencial de crescimento da microalga
Audouinella pygmaea sob tempo de reação de 96 h. ............................................................. 74
FIGURA 43 – Análise de variância (ANOVA) ao se comparar temperatura e nutriente, tendo
como variável resposta o rendimento de óleo produzido pelas algas ..................................... 76
FIGURA 44 – Gráficos de resíduos da ANOVA ao se comparar temperatura e nutriente,
tendo como variável resposta o rendimento de óleo produzido pelas algas............................ 76
FIGURA 45 – Teste de Tukey para avaliar qual dos parâmetros, temperatura e nutriente, se
difere dos demais, tendo como variável resposta o rendimento de óleo produzido pelas algas77
FIGURA 46 – Análise de variância (ANOVA) ao se comparar temperatura e CO2, tendo
como variável resposta o rendimento de óleo produzido pelas algas ..................................... 78
FIGURA 47 – Gráficos de resíduos da ANOVA ao se comparar temperatura e CO2, tendo
como variável resposta o rendimento de óleo produzido pelas algas ..................................... 78
FIGURA 48 – Análise de variância (ANOVA) ao se comparar nutriente e CO2, tendo como
variável resposta o rendimento de óleo produzido pelas algas............................................... 79
FIGURA 49 – Gráficos de resíduos da ANOVA ao se comparar nutriente e CO2, tendo como
variável resposta o rendimento de óleo produzido pelas algas............................................... 79

LISTA DE TABELAS

TABELA 1 – Composição média da atmosfera seca abaixo de 25 km ................................. 22
TABELA 2 – Produtividade em biodiesel de diferentes matérias-primas (os valores para as
microalgas são calculados a partir do teor em óleo) .............................................................. 30
TABELA 3 – Dados do experimento fatorial ....................................................................... 43
TABELA 4 – Cronograma referente às etapaspresentes no trabalho e suas respectivas datas
............................................................................................................................................ 54
TABELA 5 – Valores referentes às mudanças de parâmetros no meio de cultura e seus
respectivos crescimentos ...................................................................................................... 56
TABELA 6 – Valores referentes às mudanças de parâmetros no meio de cultura e seus
respectivos crescimentos e rendimentos em óleo .................................................................. 70

LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

α – Nível de significância
ºC – Grau Celsius
ºdH – Grau de dureza em carbonatos
a – Ano
AGI – Ácidos graxos insaturados
AGS – Ácidos graxos saturados
ANOVA – Análise de Variância
ATP – Trifosfato de adenosina
C – Carbono
Ca – Cálcio
CFC – Clorofluorcarbonos
C2H5OH – Álcool etílico
C6H12O6 – Glicose
CH4 – Metano
CO – Monóxido de Carbono
CO2 – Dióxido de Carbono
Cu – Cobre
Dez. – Dezembro
DMS – Diferença mínima significativa
Fe – Ferro
g – Grama
GEE – Gases de Efeito Estufa
GL – Grau de liberdade
H – Hidrogênio
h – Hora
H0 – Hipótese nula
H1 – Hipótese alternativa
ha – Hectare
HCFC – Hidroclorofluorcarbonos
HFC – Hidrofluorcarbonos

IPCC – Painel Intergovernamental sobre Mudanças do Clima
K – Potássio
Kg – Quilograma
KH – Dureza de carbonatos
Km – Quilômetro
L – Litro
m – Metros
mb – Milibares
Mg – Magnésio
mg – Miligrama
mL – Mililitro
mm – Milímetro
Mo – Molibdênio
Mn – Manganês
N – Nitrogênio
NO – Óxido Nitroso
Nov. – Novembro
O – Oxigênio
O3 – Ozônio
Outliers – Observações que apresentam um grande afastamento em relação aos demais
da amostra
P – Fósforo
PET – Politereftalato de etileno
PFC – Perfluorcarbonos
pH – Potencial hidrogeniônico
Post Hoc – Depois disso
QM – Quadrados médios
rpm – Rotações por minuto
S – Enxofre
SF6 – Hexafluoreto de enxofre
SQ – Soma dos quadrados
TCR – Taxa de crescimento relativo
v/v – Volume por volume

Valor F – Variância entre os grupos
Valor - P – Probabilidade de significância
W – Watt
Zn – Zinco

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO ............................................................................................................. 16
2 OBJETIVOS .................................................................................................................. 18
2.1 Objetivos Específicos ................................................................................................... 18
3 JUSTIFICATIVA .......................................................................................................... 19
4 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ...................................................................................... 20
4.1 Atmosfera Terrestre – Estrutura e Composição ............................................................. 20
4.2 Gases de Efeito Estufa .................................................................................................. 21
4.3 Aquecimento Global ..................................................................................................... 23
4.4 Algas Marinhas............................................................................................................. 25
4.4.1 Meio de cultivo ........................................................................................................... 27
4.4.2 As algas e o sequestro de carbono ............................................................................... 28
4.5 Biocombustíveis através de Algas ................................................................................. 28
4.6 Métodos de Extração do Óleo das Algas ....................................................................... 31
4.6.1 Extração por Soxhlet ................................................................................................... 31
4.6.2 Método Bligh e Dyer .................................................................................................. 32
4.6.3 Método Hara e Radin .................................................................................................. 32
4.6.4 Extração por prensagem utilizando Hexano como solvente ......................................... 33
4.6.5 Extração com fluido supercrítico ................................................................................. 33
4.7 Planejamento Experimental .......................................................................................... 33
4.7.1 Planejamento fatorial .................................................................................................. 34
4.8 Análises Estatísticas ..................................................................................................... 35
4.8.1 ANOVA ..................................................................................................................... 35
4.8.2 Teste de Tukey............................................................................................................ 36
5 METODOLOGIA ......................................................................................................... 37

5.1 Equipamentos ............................................................................................................... 37
5.1.1 Balança semi-analítica ................................................................................................ 37
5.1.2 pHmêtro...................................................................................................................... 38
5.1.3 Agitador magnético ..................................................................................................... 38
5.1.4 Centrífuga ................................................................................................................... 39
5.1.5 Estufa ......................................................................................................................... 39
5.2 Materiais ...................................................................................................................... 40
5.3 Reagentes ..................................................................................................................... 40
5.4 Procedimento Experimental .......................................................................................... 41
5.4.1 Planejamento experimental ......................................................................................... 41
5.5 Meio de cultivo ............................................................................................................. 43
5.5.1 Adição de nutrientes no meio de cultivo ...................................................................... 45
5.5.2 Inserção de dióxido de carbono (CO2) no meio ........................................................... 47
5.5.3 Término do tempo de reação e retirada das algas ......................................................... 50
5.6 Método de Extração ...................................................................................................... 51
5.7 Cronograma .................................................................................................................. 53
6 RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................... 55
6.1 Variação dos Parâmetros no Meio de Cultura ................................................................ 55
6.2 Análises dos Dados Utilizando o Planejamento Experimental ....................................... 60
6.2.1 Análise dos efeitos na variação de parâmetros do meio de cultura ............................... 60
6.2.2 Cálculo da ANOVA e teste de Tukey na variação de parâmetros do meio de cultura ... 63
6.3 Extração do Óleo das Algas ..........................................................................................70
6.3.1 Análise dos efeitos no rendimento de óleo................................................................... 71
6.3.2 Cálculo da ANOVA no rendimento de óleo ................................................................ 75
7 CONCLUSÃO ............................................................................................................... 82
REFERÊNCIAS ................................................................................................................. 84

1 INTRODUÇÃO

A demanda de energia na Terra vem crescendo de forma acelerada, em função do
aumento da população mundial e do seu consumo per capita. No entanto, o uso das principais
fontes de energia disponíveis hoje, em sua maioria de origem fóssil, tem sido limitado por
disputas comerciais, além de que os combustíveis fósseis são os responsáveis pela emissão de
gases que intensificam o “efeito estufa” (o aquecimento da atmosfera terrestre), que ameaça a
própria sobrevivência da espécie humana (DEFANTI et al., 2010, p. 11).
Globalmente, 20 bilhões de toneladas de CO2, oriundas da queima de combustíveis
fósseis, são emitidas a cada ano e outras 2 a 8 bilhões de toneladas são liberadas através da
oxidação acelerada pela atividade humana. Surge, então, a preocupação em reduzir a liberação
desse gás para a atmosfera (OHSE et al., 2007, p. 40-41).
Sem uma ação decisiva, a energia relacionada aos gases de efeito estufa vai mais que
dobrar até 2050 e a demanda crescente por petróleo irá aumentar as preocupações sobre a
segurança do abastecimento (OECD/IEA 2011, p.1). Ambientalmente, segundo as projeções,
considerando apenas os atuais níveis de concentração de poluentes na atmosfera, o aumento
da temperatura no Brasil já será da ordem de 2 ºC a 3 ºC, em 50 anos (PBMC, 2013).
Fontes alternativas de energia existem e já são praticadas em todo o mundo, inclusive
no Brasil, como a energia solar, eólica e a de biomassa, e todas apresentam resultados
positivos para a redução dos gases de efeito estufa (GEE); entretanto, culturas de algas estão
sendo apontadas como fonte bastante promissora, uma vez que possuem um ciclo curto de
reprodução, são biodegradáveis, não tóxicas, representam um ciclo fechado de CO2, podem
ser manuseadas com segurança e não contêm constituintes pesados, como benzeno e enxofre
(MENTQUE, 2009 apud LACERDA; BECHTLUFFT, 2013, p. 180). A partir deste cenário,
vem sendo estudado o cultivo de microalgas como fonte de matéria-prima alternativa, para a
produção de biocombustíveis de terceira geração (CHISTI, 2007, p. 294), uma vez que é um
recurso renovável e ainda fixa o CO2 presente na atmosfera através da fotossíntese (OHSE et
al., 2007, p. 60).
A produção de biocombustíveis a partir de microalgas terá um menor impacto
ambiental, não competindo por espaço com as culturas alimentares, pois este tipo de cultivo
não deslocará as tradicionais áreas de cultivo voltadas para a alimentação humana, ao
contrário dos biocombustíveis produzidos a partir de outras matérias-primas, como óleo de
17

milho e óleo de soja (MIRANDA, 2011, p. 9). Além de se ter um fácil cultivo e necessidade
de menor área para ser produzido, comparado a outras fontes de produção de biocombustíveis.
Assim, este trabalho visou estudar os parâmetros envolvidos no crescimento de
microalgas e como estes influenciaram em sua produção de óleo, que foram observados
através da extração, fatores de suma importância para uma posterior produção de
biocombustível.

2 OBJETIVOS

Este trabalho teve como objetivo avaliar a produção de óleo nas microalgas em função
da variação de parâmetros de seu meio de cultivo, como a inserção de nutrientes e CO2, para
sua posterior extração, contribuindo com o estudo da produção de biocombustíveis.

2.1 Objetivos Específicos

 Variar os nutrientes inseridos no meio de cultura;
 Avaliar os nutrientes que são necessários para seu crescimento e reprodução
visando maior extração do óleo;
 Analisar o efeito do crescimento das microalgas sob diferentes temperaturas;
 Analisar diferentes concentrações de CO2 e sua influência no crescimento e
produção de óleo nas microalgas;
 Avaliar a maior produção de óleo das microalgas frente à variação de parâmetros
em seu meio de cultivo;
 Extração do óleo através do método de Hara e Radin;
 Maximizar a produção do óleo extraído da microalga.
19

3 JUSTIFICATIVA

A crescente necessidade em se reduzir a liberação de gases de efeito estufa para a
atmosfera visa o estudo da substituição da energia de origem fóssil por fontes alternativas da
mesma. Desta forma, o estudo dos parâmetros que influenciam e maximizam o crescimento e
produção de óleo em microalgas, além de sua extração, visando a produção de
biocombustíveis, é uma opção atrativa devido a sua rápida razão de crescimento, alta
concentração de lipídios, pouca ocupação territorial, em comparação com as demais fontes de
biocombustíveis, e elevada absorção de CO2 (JORQUERA et al., 2010, p. 1406), um dos
gases de efeito estufa com alta concentração na atmosfera.
20

4 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

Para se entender a contribuição do óleo produzido por microalgas e os parâmetros que
influenciam sua produção, tanto no cenário de biocombustíveis como seu efeito na atmosfera,
iniciou-se compreendendo a composição da atmosfera, englobando os gases de efeito estufa e
suas consequências, para assim chegar às algas e fatores que influenciam seu meio de cultivo,
e, por fim, na produção e extração de óleo, o qual pode se tornar um biocombustível.

4.1 Atmosfera Terrestre – Estrutura e Composição

Segundo Raven et al. (1995), atmosfera é a camada invisível de gases que envolve a
Terra, sendo constituída principalmente de nitrogênio e oxigênio. É formada por uma série de
camadas concêntricas, são elas: troposfera, estratosfera, mesosfera, termosfera e exosfera. Ela
compreende uma mistura de gases, exibindo as características principais de todos eles, o que
explica alguns dos aspectos fundamentais da estrutura atmosférica bem como muitos aspectos
do tempo e do clima. A atmosfera é altamente compressível, suas camadas inferiores são
muito mais densas que as camadas superiores (SANTANNA, 2008, p. 4).
Evidências provenientes de radiossondas, foguetes e satélites indicam que a atmosfera
está estruturada em três camadas relativamente quentes, separadas por duas camadas
relativamente frias, conforme ilustra a FIGURA 1 (AYOADE, 1996, p. 19). A troposfera é a
camada mais próxima da superfície terrestre, situada até mais ou menos 12 km de altitude.
Nela ocorre a maior parte das reações químicas envolvendo as espécies presentes na
atmosfera, bem como nela residem os principais mecanismos de remoção de substâncias e
processos climáticos e meteorológicos (MARTINS et al., 2003, p. 29). Contém também 75%
da massa gasosa total da atmosfera e praticamente todo o vapor de água e aerossóis
(SANTANNA, 2008, p. 5).

FIGURA 1 – Estrutura da atmosfera de acordo com as mudanças de temperatura

Fonte: BARRY; CHORLEY, 2013, p. 33

4.2 Gases de Efeito Estufa

Na atual composição da atmosfera, mais de 99,9% consistem em gases de nitrogênio,
oxigênio e argônio. A fração restante é composta por CO, CO2, hélio, neônio, criptônio,
metano, hidrogênio, ozônio, óxidos de nitrogênio e amônia, entre outros. Embora presentes
em concentrações significativamente menores, esses constituintes minoritários podem gerar
vários outros compostos e desempenhar papel fundamental em diversos processos químicos e
biológicos e mecanismos, tais como a regulação da temperatura do planeta (MARTINS et al.,
2003, p. 30).
O clima na Terra é regulado pelo fluxo constante de energia solar que atravessa a
atmosfera na forma de luz visível. Parte dessa energia é devolvida pela Terra na formade
radiação infravermelha. Os gases de efeito estufa são gases presentes na atmosfera terrestre
que têm a propriedade de bloquear parte dessa radiação infravermelha. Muitos deles, como
vapor d´água, dióxido de carbono (CO2), metano (CH4), óxido nitroso (NO) e ozônio (O3)
existem naturalmente na atmosfera e são essenciais para a manutenção da vida no planeta,
22

pois sem eles a Terra seria, em média, cerca de 30 °C mais fria (INVENTÁRIO NACIONAL
DE EMISSÕES DE GASES DE EFEITO ESTUFA, 2009, p. 81).
O ar seco, em volume, é composto em mais de 99% de nitrogênio e oxigênio, o
restante são os chamados gases de efeito estufa (BARRY; CHORLEY, 2013, p. 13), como
mostra a TABELA 1.
TABELA 1 – Composição média da atmosfera seca abaixo de 25 km

Fonte: BARRY; CHORLEY, 2013, p. 13

Além disso, as concentrações desses gases-traço vêm aumentando como consequência
das atividades humanas (isto é, antrópicas) (BARRY; CHORLEY, 2013, p. 14), além de
ocorrer a emissão de outros gases de efeito estufa, sendo compostos químicos produzidos pelo
homem como clorofluorcarbonos (CFC), hidrofluorcarbonos (HFC), hidrofluorclorocarbonos
(HCFC), perfluorcarbonos (PFC) e hexafluoreto de enxofre (SF6) (INVENTÁRIO
NACIONAL DE EMISSÕES DE GASES DE EFEITO ESTUFA, 2009, p. 81).
O dióxido de carbono (CO2) é o gás de efeito estufa antrópico mais importante
(ALLEY et al., 2007, p. 4) e está envolvido em um complexo ciclo global (FIGURA 2). Ao
observar o ciclo do carbono, percebe-se que ele é liberado a partir do interior da Terra, e
produzido pela respiração da biota, de micróbios do solo, queima de combustíveis fósseis
(carvão mineral, petróleo, gás natural, turfa), queimadas e desmatamentos e da evaporação
oceânica. Em contrapartida, é dissolvido nos oceanos e consumido pela fotossíntese vegetal.
23

O desequilíbrio entre as emissões e a absorção pelos oceanos e biosfera terrestre leva ao
aumento líquido observado na atmosfera (BARRY; CHORLEY, 2013, p. 14). As trocas de
CO2 entre a atmosfera e a biosfera terrestre ocorrem principalmente através da fotossíntese e a
respiração por plantas (MARTINS et al., 2003, p. 31).
FIGURA 2 – Ciclo global do carbono

Fonte: MARTINS et al., 2003, p. 31

4.3 Aquecimento Global

O aquecimento global, ou aumento da temperatura média superficial global, pode ser
provocado por fatores internos e/ou externos. Fatores internos são complexos e estão
associados a sistemas climáticos caóticos não lineares, isto é, inconstantes, devido a variáveis
como a atividade solar, a composição físico-química atmosférica, o tectonismo e o
vulcanismo. Fatores externos são antropogênicos e relacionados a emissões de gases-estufa
por queima de combustíveis fósseis, principalmente carvão e derivados de petróleo,
indústrias, refinarias, motores, queimadas, etc. (SILVA; PAULA, 2009, p. 43).
O Quarto Relatório de Avaliação do IPCC (ALLEY et al., 2007, p. 7) relata que 11
dos últimos 12 anos (1995 a 2006) estão entre os 12 anos mais quentes do registro
instrumental da temperatura da superfície global, que foi iniciado em 1850. A tendência linear
de aquecimento atualizada para os 100 anos compreendidos entre 1906 e 2005, que é da
24

ordem de 0,74 ºC, é mais elevada que a tendência de aquecimento correspondente ao período
de 100 anos compreendidos ente 1901 a 2000, apresentada no Terceiro Relatório de
Avaliação do IPCC (ESPARTA; MOREIRA, 2002, p. 3), que é de 0,6 ºC (DENARDIN,
2014, p. 34 e 35). A tendência linear de aquecimento ao longo dos últimos 50 anos (0,13 ºC
por década) é quase o dobro da dos últimos 100 anos (ALLEY et al., 2007, p. 7). Os
resultados ainda alertam para um aumento médio global das temperaturas entre 1,8 ºC e 4,0
ºC até 2100. Esse aumento pode ser ainda maior (6,4 ºC) se a população e a economia
continuarem crescendo rapidamente e se for mantido o consumo intenso dos combustíveis
fósseis (AVILA, 2007, p. 163).
O entendimento da influência das atividades humanas no aquecimento ou no
resfriamento do clima aumentou desde o último relatório, levando a uma certeza maior de que
as atividades humanas desde 1750 têm contribuído com o aumento da concentração de gases
de efeito estufa na atmosfera (AVILA, 2007, p. 164).
Análises das características dos oceanos têm comprovado as mudanças no clima ao
longo dos anos (AVILA, 2007, p. 165). Observações, desde 1961, mostram que a temperatura
média global do oceano aumentou em profundidades de até 3.000 m, e que o oceano tem
absorvido mais de 80% do calor acrescentado ao sistema climático (DENARDIM, 2014, p.
35), causando então uma expansão volumétrica das águas dos oceanos (elevação da
temperatura do mar entre 1,4 a 5,8 °C entre 1990-2100), que, associando-se ao degelo parcial
das geleiras e calotas polares, resultaria na elevação do nível dos mares de 0,4 a 1,5 m
(FIGURA 3), o que implicaria na relocação de boa parte da humanidade que atualmente vive
em regiões costeiras (LEGGET, 1992 apud MENDONÇA, 2003, p. 210).

FIGURA 3 – Mudanças observadas na (a) temperatura média global da superfície, (b) média global da elevação
do nível do mar a partir de dados de marégrafo (azul) e satélite (vermelho) e (c) cobertura de neve do Hemisfério
Norte para março-abril

Legenda: Todas as mudanças são relativas às médias correspondentes ao período de 1961 a 1990. As curvas
suavizadas representam valores médios decenais, enquanto que os círculos indicam valores anuais. As áreas
sombreadas são os intervalos estimados com base em uma análise abrangente das incertezas conhecidas (a e b) e
nas séries temporais (c).
Fonte: ALLEY et al., 2007, p. 8

O aquecimento global gera consideráveis incertezas e especulações, principalmente
quando se discute suas causas. A precaução parece ser a atitude mais correta a ser tomada.
Iniciativas devem ser vistas para desacelerar o agravamento do efeito estufa, como por
exemplo, a redução do consumismo, do desmatamento e a substituição de combustíveis
fósseis pelos de fontes renováveis (MENDONÇA, 2003, p. 219).

4.4 Algas Marinhas

A alga é uma formação vegetal existente nos oceanos e mares capaz de realizar a
fotossíntese e servir de alimento e abrigo para muitas espécies de organismos aquáticos
(SANTOS et al., 2005, p. 1). É geralmente aceito que a vida no planeta teve início no mar e,
até cerca de 450 milhões de anos, todas as plantas eram marinhas (VIDOTI; ROLLEMBERG,
26

2004, p. 144). Pode-se observar que a alga é o primeiro elo da cadeia alimentar, pois possui
um papel fundamental na manutenção da vida marinha. As algas marinhas possuem
importância tanto do ponto de vista econômico, como ambiental e social para a humanidade.
A alga pode realizar a manutenção do equilíbrio biológico nos ambientes aquáticos,
ocasionando a continuidade da fauna existente, que pode ser utilizada pela humanidade como
fonte de alimento e matéria-prima (SANTOS et al., 2005, p.1).
Mais de 100 mil espécies diferentes de organismos vegetais pertencem à família das
algas, como pode ser observado na FIGURA 4. Existem várias formas e cores, desde
pequenos protozoários flutuando em lagoas a grandes culturas de algas marinhas habitando o
oceano. Folhas abundantes, musgo graminoso e fungos crescendo em pedras são formas de
algas (DEFANTI et al., 2010, p. 15).
FIGURA 4 – Diversas espécies de microalgas vistas por um microscópio

Fonte: MARIANO, 2011

Segundo Raven et al. (2001), o termo microalgas não tem valor taxonômico, engloba
microrganismos algais com clorofila a e outros pigmentos fotossintéticos, os quais são
capazes de realizar a fotossíntese e sua caracterização (sistemática) implica a consideração de
uma série de critérios. Em termos de abundância, se destacam seis classes mais importantes
(OHSE et al., 2007, p. 46 e 47): Diatomáceas (Bacillariophyta); Algas verdes (Chlorophyta);
Algas verde-azuladas(Cyanophyta); Algas douradas (Chrysophyta); Algas vermelhas
(Rhodophyta) e Algas pardas ou marrons (Phaeophyceae).
As aplicações mais simples das microalgas estão na alimentação direta ou indireta de
animais de interesse econômico, como moluscos, crustáceos e peixes, e na alimentação do
homem, por seu conteúdo rico em proteínas, vitaminas e corantes naturais. Outras aplicações
envolvem a utilização de microalgas como indicadores ambientais, biofertilizantes, a extração
de produtos com importância farmacêutica, produção de cosméticos e de corantes de
alimentos (GRIS, 2011, p. 7).
27

4.4.1 Meio de cultivo

Sob condições naturais, muitas algas crescem em comunidades mistas, incluindo
várias espécies e gêneros. Quando o objetivo é estudar ou cultivar espécies individuais, um
meio que possibilite condições seletivas é indispensável para o cultivo (BECKER, 2004 apud
PENTEADO, 2014, p. 30). Para as microalgas apresentarem um crescimento ótimo,
necessitam de uma série de nutrientes, utilizados em quantidades que variam com a espécie
cultivada. Por sua vez, os meios de culturas necessitam de macronutrientes (C, N, O, H, Ca,
Mg, S e K) e micronutrientes (Mn, Mo, Fe, Cu, Zn). Além disso, algumas espécies de
microalgas necessitam também da adição de vitaminas ao meio de cultura, como por exemplo,
biotina, tiamina, cianocobalamina (OHSE et al., 2007, p. 51). Também é necessária uma boa
caracterização da tolerância a variações ambientais como iluminação, temperatura, salinidade
e disponibilidade de nutrientes (DERNER et al., 2006, p. 1961).
Conforme citado por Oliveira (1997), as condições ideais de crescimento da maioria
das espécies brasileiras estão entre 22 e 28 °C e salinidade variando entre 28 e 36%, embora
algumas espécies apresentem valores diferentes, tolerando variações mais amplas.
Desde o emprego de uma solução nutriente para o cultivo de algas, em 1890, inúmeros
meios de cultura têm sido desenvolvidos, sendo meios naturais (enriquecimento da água do
mar), ou meios sintéticos, muitos deles variando entre si apenas com algumas modificações
qualitativas ou quantitativas (VIEIRA, 1977, p. 305).
Os sistemas atuais de produção de microalgas são baseados em lagoas abertas e
tecnologias de fotobiorreatores fechados. A viabilidade técnica de cada sistema é influenciada
pelas propriedades intrínsecas das espécies de microalgas utilizadas, bem como as condições
climáticas e os custos da terra e da água (BRENNAN; OWENDE, 2010 apud GRIS, 2011, p.
27). Nos fotobiorreatores, é possível controlar as condições de cultivo (quantidade dos
nutrientes, temperatura, iluminação, pH, etc.). Isto implica em uma elevada produtividade,
viabilizando a produção comercial de uma série de compostos de alto valor (DERNER et al.,
2006, p. 1961).

4.4.2 As algas e o sequestro de carbono

Em condições naturais, as microalgas assimilam CO2 do ar, que contém em média
0,036% em volume de CO2, porém a maioria pode tolerar e utilizar níveis substancialmente
maiores, normalmente até 15% em volume (GRIS, 2011, p. 9). Dos organismos
fotossintetizantes, as microalgas são muito mais eficientes no uso do CO2 que as plantas
superiores, podendo fixar quantidades muito maiores de CO2 por área de terra. As exposições
das folhas das plantas superiores à atmosfera estão submetidas às variações da demanda
evaporativa, o que pode inibir o processo fotossintético e, com isso, a absorção de CO2.
Microalgas em cultivo massal não se encontram sujeitas a inibição fotossintética, uma vez que
o conteúdo de água pode ser controlado pela própria engenharia, podendo-se utilizar água
salina se necessário (OHSE et al., 2007, p. 55). Esta diferença é a base para explicar a
superioridade das microalgas quanto à capacidade de absorção de CO2 quando comparadas a
plantas superiores, tais como árvores e cana-de-açúcar (BROWN; ZEILER, 1993, p. 178). Por
estes motivos, as microalgas têm sido alvo de estudos para a mitigação de CO2 da atmosfera.

4.5 Biocombustíveis através de Algas

Na atualidade, mais de 80% da demanda energética é suprida por fontes finitas
(petróleo, carvão e gás natural), que serão consumidas em algumas décadas (KEY WORLD
ENERGY STATISTIC, 2015). O Brasil pode ser considerado um país de vanguarda quando
comparamos a matriz energética mundial com a nacional, pois cerca de 45% da energia
utilizada é proveniente de fontes renováveis, contra quase 14% no mundo (BUENO, 2015, p.
11). A FIGURA 5 mostra a distribuição energética nacional e a FIGURA 6 mostra
distribuição energética mundial.

FIGURA 5 – Distribuição energética nacional

Fonte: MME/BEN, 2006

FIGURA 6 – Distribuição energética mundial

Fonte: MME/BEN, 2006, p. 15

A produção de biomassa seca vem sendo focada como uma fonte alternativa de
energia, uma vez que é um recurso renovável e fixa CO2 atmosférico através da fotossíntese.
Se a biomassa seca é produzida de forma sustentável, sua combustão não terá impacto sobre o
balanço de CO2 na atmosfera, porque o CO2 emitido pela queima da sua biomassa seca é
compensado pelo CO2 fixado pela fotossíntese. Consequentemente, substituindo os
combustíveis fósseis por biomassa seca pode-se contribuir para a mitigação do aquecimento
global pela redução da emissão de CO2 oriundos da queima de combustíveis fósseis (OHSE et
al., 2007, p. 60).
A produção do óleo da alga por hectare depende do tipo da alga, da forma que ocorre o
crescimento e do método de extração. A produção das algas tem o potencial de superar outros
produtos potenciais como o óleo de palma ou de milho. Especialistas estimam que 140
30

milhões de galões de biodiesel sejam necessários para substituir produtos a base de petróleo a
cada ano. Para atingir esta meta, as companhias precisarão somente de uma área de cerca de
95 milhões de acres para produzir as algas, pequena se comparada aos bilhões de acres de
outras fontes para produção de biodiesel (VIDAL JUNIOR, 2014, p. 12).
Em condições propícias, as microalgas crescem rapidamente, geralmente dobrando sua
biomassa em um período de um dia (GRIS, 2011, p. 9). As microalgas podem produzir de 10
a 20 vezes mais óleo por hectare por ano do que qualquer planta superior. O conteúdo em óleo
das microalgas oscila em regra entre 20 e 50% em peso da biomassa seca (DERNER, 2010
apud PENTEADO, 2014, p. 26).
Para a produção do biodiesel é necessária a escolha da biomassa, seu teor de óleo e os
impactos nela envolvidos (SANTOS, 2014, p. 15), fatores apresentados na TABELA 2.
TABELA 2 – Produtividade em biodiesel de diferentes matérias-primas (os valores para as microalgas são
calculados a partir do teor em óleo)

Fonte: MATA et al., 2010, p. 221

Entre as biomassas, devido à sua estrutura ser mais simples, as microalgas têm,
geralmente, maior eficiência fotossintética em relação a vegetais superiores, como as
oleaginosas e as árvores, chegando a fixar de 10 a 50 vezes mais CO2 (GRIS, 2011, p. 10).
Segundo Lourenço (2006 apud SANTOS, 2014, p. 30) os lipídios de algas são
constituídos de glicerol, açúcares ou bases esterificadas em ácidos graxos saturados (AGS) ou
insaturados (AGI) e desempenham inúmeras funções biológicas como, por exemplo, isolantes
31

térmicos e componentes de reservas de energia. As microalgas sintetizam os lipídios a partir
da fonte de carbono, seja inorgânico (CO2) ou orgânico (glicose, acetato, etc.). Os
componentes e os teores de lipídios nas células das microalgas variam de espécie para
espécie, sendo divididos basicamente em lipídios neutros (triglicerídeos e colesterol) e
lipídios polares como os fosfolipídios. Os lipídios neutros como os triglicerídeos são
considerados como o principal material para a produção do biodiesel (HUANG et al., 2010
apud SANTOS, 2014, p. 30).

4.6 Métodos de Extração do Óleo das Algas

Existem alguns métodospara a extração de lipídios, tais como o método de Bligh e
Dyer, mais conhecido na literatura. Há também outros tipos de extração, como a extração por
pressão utilizando hexano, por fluido supercrítico e por Soxhlet (MERCER; ARMENTA,
2011, p. 539).

4.6.1 Extração por Soxhlet

A extração por Soxhlet é um método a quente que trabalha com um refluxo
descontínuo e intermitente de solvente com a vantagem de evitar a temperatura alta de
ebulição do solvente, pois a amostra não fica em contato direto com o solvente quente,
evitando assim a decomposição da gordura na amostra. Os dois solventes mais utilizados são
o éter de petróleo e o éter etílico. Soxhlet é um método bastante eficiente para amostras secas
porque é possível determinar ácidos graxos, porém se gasta um grande volume de solvente
que pode acarretar na saturação do solvente que fica em contato com a amostra antes de ser
sifonado (CECCHI, 2003, p. 88).

4.6.2 Método Bligh e Dyer

Outro método para extrair gordura é o método de Bligh e Dyer, que foi desenvolvido
apenas como um meio econômico (em termos de volumes de solventes) de extração de
lipídios a partir de amostras que contêm relativamente pouco teor de lipídios e uma alta
proporção de água (VIDAL JUNIOR, 2014, p. 19). Utiliza-se uma mistura de três solventes:
clorofórmio, metanol e água numa proporção de 2:1:0,8 v/v. Há a formação de duas fases
distintas, uma de clorofórmio, contendo lipídios, e outra de metanol e água, contendo
substâncias não gordurosas. Assim a fase do clorofórmio com a parte gordurosa é isolada e,
após a evaporação do clorofórmio, obtém-se a quantidade de gordura por pesagem. Pode ser
utilizado tanto em produtos com altos teores de umidade como em produtos secos (CECCHI,
2003, p. 89).
Segundo Somashekar et al. e Jang et al. (2002; 2005 apud SILVA, 2011, p. 9), apesar
da toxidez dos solventes utilizados no método de Bligh e Dyer, este é um dos mais utilizados
em trabalhos envolvendo extração da fração lipídica de micro-organismos, isso devido ao alto
teor de lipídios extraído da biomassa e pela capacidade que os sistemas testados apresentaram
em extrair eficientemente os lipídios polares de membranas celulares.

4.6.3 Método Hara e Radin

A mistura de n-hexano e isopropanol (3:2 v/v) tem se mostrado adequada na
substituição de clorofórmio e metanol, principalmente no que diz respeito à toxidez (RADIN,
1981, p. 5-7). A mistura alternativa ao clorofórmio e metanol consiste de um solvente de
baixa polaridade (n-hexano) e outro de alta polaridade (isopropanol); sendo miscível em água
pode penetrar na membrana celular e dissolver uma vasta categoria de lipídios que diferem
consideravelmente quanto a sua solubilidade (RADIN, 1981, p. 5-7). Outra vantagem dessa
extração, observada experimentalmente, é que durante a separação das fases, a fase orgânica
contendo os lipídios fica na parte superior do funil de extração, facilitando sua remoção e
evitando uma indesejável contaminação (BRUM, 2004, p. 8).

4.6.4 Extração por prensagem utilizando Hexano como solvente

Hexano pode ser utilizado sozinho como solvente ou pode ser usado juntamente com o
processo de prensagem de óleo. Após o óleo ser extraído do bagaço, a polpa restante pode ser
misturada com ciclo-hexano para extrair o teor de óleo restante. O óleo dissolve-se no ciclo-
hexano e a polpa é filtrada. O óleo e o ciclo-hexano são separados por meio de destilação.
Estes métodos em conjunto podem extrair cerca de 95% do total de óleo presente nas algas
(VIDAL JUNIOR, 2014, p. 19-20).

4.6.5 Extração com fluido supercrítico

O método de fluidos supercríticos extrai até 100% do óleo das algas. O dióxido de
carbono age como um fluido supercrítico quando a substância é prensada ou comprimida e
aquecida para mudar sua composição tanto para líquido quanto para gás. Nesse ponto, o
dióxido de carbono é misturado às algas. Quando combinados, o dióxido de carbono
transforma totalmente a alga em óleo. O equipamento e o trabalho extras fazem desse método
uma opção menos popular. Uma vez extraído, o óleo é refinado usando-se cadeias de ácidos
graxos em um processo chamado transesterificação. Aqui, um catalisador como o hidróxido
de sódio é misturado com um álcool como o metanol. Isto cria um combustível biodiesel
combinado com um glicerol. A mistura é refinada para remover o glicerol. O produto final é o
biodiesel das algas (DEFANTI et al., 2010, p. 15).

4.7 Planejamento Experimental

Planejamento de experimentos é definido como um conjunto de técnicas estatísticas
aplicadas ao planejamento, condução, análise e interpretação de testes controlados, buscando
encontrar e definir fatores que influenciam os valores de um parâmetro ou um grupo de
34

parâmetros (BRUNS et al., 2010, p. 5). Um experimento planejado é um teste, ou série de
testes, no qual são feitas mudanças propositais nas variáveis de entrada de um processo, de
modo a poder observar e identificar mudanças correspondentes na resposta. O processo pode
ser visualizado como uma combinação de máquinas, métodos e pessoas, que transforma um
material de entrada em um produto (SANTOS, 2014, p. 33).
As técnicas de planejamento podem ser utilizadas nas etapas de projeto preliminar,
projeto do produto e processo de fabricação e na etapa de avaliação e melhoria. Nessas fases,
muitas vezes, torna-se necessário analisar a influência de um ou mais fatores (GALDÁMEZ,
2002, p. 9 e 10).

4.7.1 Planejamento fatorial

Uma das técnicas mais conhecidas é o planejamento fatorial, no qual estão envolvidos
k fatores (ou variáveis) cada um deles presente em diferentes níveis. O caso mais simples é
aquele em que cada fator está presente em apenas dois níveis. Na realização de um
experimento com k fatores em dois níveis, são feitas 2 x 2 x ... x 2 (k vezes) = 2
k
observações
da variável resposta e, portanto, este planejamento é denominado experimento fatorial 2
k

(NEVES; SCHVARTZMAN, 2002, p. 327).
O planejamento fatorial tem sido muito aplicado em pesquisas básicas e tecnológicas e
é classificado como um método do tipo simultâneo, onde as variáveis de interesse que
realmente apresentam influências significativas na resposta são avaliadas ao mesmo tempo
(SILVA, 2008, p. 14).
No planejamento fatorial completo, cada possível combinação dos níveis dos fatores
precisa ser testada para se determinar o quanto o processo ou experimento em estudo é
afetado por cada variável. O número de experimentos aumenta geometricamente com o
número de variáveis, de modo que este método não é usualmente prático quando estão
envolvidas acima de quatro variáveis (NEVES; SCHVARTZMAN, 2002, p. 327).

4.8 Análises Estatísticas

A estatística é definida como um conjunto de métodos e técnicas que envolvem todas
as etapas de uma pesquisa, desde o planejamento, coordenação, levantamento de dados,
aplicação de questionários, entrevistas e medições com a máxima quantidade de informação
possível para um dado custo, a análise e interpretação dos dados, a inferência, o cálculo do
nível de confiança e do erro existente na resposta para uma determinada variável e a
disseminação das informações (IGNÁCIO, 2010, p. 4).
As partes que representam a estatística experimental se iniciam nas características que
serão analisadas, passando para os fatores que afetam essas características e quais destes serão
estudados, como será a unidade experimental, quantas repetições haverá no experimento e por
fim, como serão analisados os dados obtidos (BANZATTO, 2006, p. 3-4).
Na pesquisa científica, a estatística é empregada desde a definição do tipo de
experimento, na obtenção dos dados de forma eficiente, em testes de hipóteses, estimação de
parâmetros e interpretação dos resultados. Permite, assim, ao pesquisador, testar diferenteshipóteses a partir dos dados empíricos obtidos, levando-o a aceitar ou rejeitar a hipótese
inicial (IGNÁCIO, 2010, p. 8).

4.8.1 ANOVA

Segundo Anjos, (2009, p. 109) ANOVA é uma análise estatística de variância através
do estudo de experimentos com diferentes fatores (variáveis), na qual estes fatores podem
estar associados a diferentes processos, produtos ou serviços, dependendo de sua aplicação.
Uma análise de variância permite verificar se existe uma diferença significativa entre
as médias e se os diferentes níveis de fatores exercem influência em alguma variável
dependente. Dessa forma, vários grupos, também chamados de tratamentos, são comparados a
um só tempo (ALMEIDA et al., 2012, p. 289). Os tratamentos podem ser quantitativos ou
qualitativos, e seus tipos também podem ser chamados de fator, sendo que o experimento
pode ter mais de um fator de interesse. Toda e qualquer variável que possa interferir na
variável resposta deve ser mantida constante (ANJOS, 2009, p. 109-110).
36

As análises ANOVA exigem dados de populações normalmente distribuídas com
variâncias iguais entre fatores. Entretanto, os procedimentos ANOVA funcionam bem mesmo
quando a pressuposição de normalidade é violada, exceto quando uma ou mais distribuições
são altamente assimétricas ou quando as variâncias são muito diferentes (SUPORTE AO
MINITAB, 2014).
A hipótese nula (H0) afirma que todas as médias das populações (médias dos níveis
dos fatores) são iguais, enquanto a hipótese alternativa (H1) afirma que pelo menos uma é
diferente (SUPORTE AO MINITAB, 2014).
Se o teste realizado na ANOVA é significante, a única certeza é a de que existe no
mínimo um par de médias diferente, mas não se sabe quantas e quais. Para se determinar
qual(is) o(s) par(es) de médias diferentes após a realização da ANOVA, é realizado o que se
denomina teste não-planejado, teste a posteriori ou teste post hoc (MEDEIROS, 2009, p. 3).

4.8.2 Teste de Tukey

O teste de Tukey, baseado na amplitude total estudentizada (“studentized range”, em
inglês) pode ser utilizado para comparar todo e qualquer contraste entre duas médias de
tratamentos, mas não permite comparar grupos entre si. O teste é exato e de uso muito simples
quando o número de repetições é o mesmo para todos os tratamentos (OLIVEIRA, 2008, p.
782).
O teste é baseado na diferença mínima significativa ou DMS, em que deve-se
determinar um nível de significância α para o teste, na maioria dos casos é utilizado o valor
5% e 1% (ALMEIDA et al., 2012, p. 291).
Como o teste de Tukey é de certa forma, independente de tratamentos da ANOVA, é
possível que, mesmo sendo significativo o p-valor, não se encontrem diferenças significativas
entre contrastes de médias (ANJOS, 2009, p. 116).

5 METODOLOGIA

Neste capítulo apresentam-se os equipamentos que foram utilizados além da
metodologia e cronograma empregados para se chegar ao objetivo final proposto.
Primeiramente são descritos os equipamentos, seguidos pelos materiais e reagentes.
Em seguida descreve-se o planejamento experimental, meio de cultivo, o método de extração
que foi utilizado e por último, o cronograma contendo as datas referentes a cada etapa do
trabalho.

5.1 Equipamentos

Para se atingir os objetivos propostos, foram utilizados os equipamentos descritos a
seguir, a fim de se tornar possível a metodologia sugerida.

5.1.1 Balança semi-analítica

Para a pesagem das algas e da quantidade de óleo extraído, foi utilizada uma balança
semi-analítica modelo JA3003N, da marca Bioprecisa, como mostra a FIGURA 7.
FIGURA 7 – Balança semi-analítica modelo JA3003N, da marca Bioprecisa

Fonte: O autor, 2016
38

5.1.2 pHmêtro

Para a medição do pH para posterior determinação da quantidade de CO2 inserida no
meio de cultivo, foi utilizado um pHmêtro da marca Metrohm, modelo 827 pH lab, como
mostra a FIGURA 8.
FIGURA 8 – pHmêtro da marca Metrohm, modelo 827 pH lab

Fonte: O autor, 2016

5.1.3 Agitador magnético

Para o processo de extração do óleo pelo método de Hara e Radin foi utilizado um
agitador magnético a fim de homogeneizar a mistura de solventes (n-hexano:isopropanol)
para a posterior separação das fases, da marca Fisatom, modelo 752, como exemplifica a
FIGURA 9.
FIGURA 9 – Agitador magnético da marca Fisatom, modelo 752

Fonte: Fisatom, 2016

5.1.4 Centrífuga

A centrífuga, de modelo Excelsa Baby, da marca Fanem (FIGURA 10), foi utilizada
para a separação da fase orgânica contendo os lipídios da fase aquosa da mistura dos solventes
(n-hexano:isopropanol) pelo método de Hara e Radin.
FIGURA 10 – Centrífuga modelo Excelsa Baby, marca Fanem

Fonte: O autor, 2016

5.1.5 Estufa

Foi utilizada uma estufa a fim de secar a fração lipídica até se tornar uma massa
estável, pelo método de Hara e Radin, de modelo TE-394/3, da marca Tecnal, FIGURA 11.
FIGURA 11 – Estufa modelo TE-394/3, marca Tecnal

Fonte: O autor, 2016

5.2 Materiais

 Aquário de 2,5 litros;
 Microalgas da espécie Audouinella pygmaea, do gênero das Rhodophytas, coletadas
em lojas de aquários;
 Termostato Hopar, modelo H-606, marca Aquatica Brazil;
 Termômetro digital;
 Luminária com lâmpada de 100 W;
 Vidrarias;
 Filtro de café confeccionado em tela, número 103 da marca Injetemp;
 Açúcar cristal refinado, marca União®;
 Fermento biológico em pó, marca Fleischmann®;
 Bicarbonato de sódio, da marca Aroma das Ervas;
 Garrafas PET de 600 mL;
 Mangueira de pequeno diâmetro;
 Válvula antirretorno;
 Balão de gás (bexiga) tamanho 9;
 Teste para medição de KH, marca Labcon Test;
 Teste para medição de pH, marca Labcon Test;
 Solução anticloro, marca Ocean Guard;
 Tela furada contra insetos;
 Pipeta Pasteur.

5.3 Reagentes

 Fosfato sódico de prednisolona, empresa Aché;
 Fertilizante em pó para violetas Green-Fix, empresa Agribras;
 Água sem cloro;
 Isopropanol;
41

 n-Hexano;
 Solução de sulfato de sódio a 1,5%.

5.4 Procedimento Experimental

A parte experimental foi realizada no Laboratório de Engenharia Química localizado
na Universidade São Francisco, campus Itatiba, em paralelo às residências das alunas que
desenvolveram este projeto.
A metodologia adotada foi o estudo dos parâmetros que influenciaram e maximizaram
o crescimento e produção de óleo em algas, além de sua extração, visando à produção de
biocombustíveis.

5.4.1 Planejamento experimental

Os experimentos foram realizados a partir de um planejamento experimental, sendo
este chamado de planejamento fatorial, na qual foram escolhidos os fatores estudados e
através disso, avaliaram-se os efeitos que os mesmos exerceram um sobre o outro e sobre o
resultado final.
Realizaram-se os experimentos utilizando o tipo 2
k
, onde “k” é o número de fatores e
“2” é o nível escolhido. Com isso efetuaram-se experimentos em que foi possível observar
tendências importantes para a realização de investigações posteriores (VIEIRA, 1999, apud
SILVA, 2008, p. 14).
Os fatores estudados foram temperatura, nutrientes e inserção de CO2 no meio, ficando
assim 23 = 8 𝑒𝑥𝑝𝑒𝑟𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜𝑠, todos em duplicata.
Segundo as conclusões do projeto de iniciação científica da aluna deste trabalho
(GONÇALVES, 2016, p. 87), definiram-se os valores de temperatura em 28 ºC a máxima e
20 ºC a mínima, visto que houve uma melhor reprodução das algas em temperaturas mais
amenas. Já a inserção de CO2 teve seu valor mínimo de 112 mg/L, e máximo de 120 mg/L
(valores explicados posteriormente através da FIGURA 18) e os nutrientes adicionados ao
42

meio foram o fosfato e o nitrato, pois de acordo com Lourenço (2006 apud SANTOS, 2014, p.
29), o fósforo é considerado um dos principais elementoslimitantes às microalgas, estando
associado em todos os processos que envolvem trocas energéticas nas células, como síntese
de ATP, açúcares fosfatados, ácidos nucléicos e fosfoenzimas; e o nitrato, de acordo com
Weinhold (2014), faz com que haja uma intensa concentração das mesmas, além de ser um
componente fundamental de classes de substâncias estruturais das células, como ácidos
nucléicos e proteínas (LOURENÇO, 2006 apud SANTOS, 2014, p. 29). A deficiência de
nitrogênio em certas culturas de algas faz com que ocorra um aumento no seu teor de lipídios.
A TABELA 3 contém os valores do experimento. A primeira parte da tabela informa
os níveis dos 3 fatores, temperatura, nutrientes e CO2. A segunda parte da tabela mostra as
combinações que foram possíveis de acordo com o planejamento experimental, representadas
pelos símbolos “+” e “-”. Já na terceira parte, substituíram-se os sinais pelos respectivos
valores máximos e mínimos de cada fator, além do crescimento obtido através de cada
experimento.

TABELA 3 – Dados do experimento fatorial
Temperatura (°C) Nutrientes CO2 (mg/L)
- + - + - +

20 28 Fosfato Nitrato 112 120

Fatores Codificados

Temperatura (°C) Nutriente CO2 (mg/L)
- - -

+ - -

- + -

+ + -

- - +

+ - +

- + +

+ + +

Níveis dos Fatores
Temperatura (°C) Nutriente CO2 (mg/L)
Massa inicial/final
(g)
Crescimento (g)
20 Fosfato 112 1,62/2,36 0,74
28 Fosfato 112 2,21/2,55 0,34
20 Nitrato 112 1,37/2,20 0,83
28 Nitrato 112 1,49/2,13 0,64
20 Fosfato 120 2,33/3,01 0,68
28 Fosfato 120 1,96/2,50 0,54
20 Nitrato 120 1,38/2,39 1,01
28 Nitrato 120 2,18/2,93 0,75
Fonte: O autor, 2016

Após cada um desses experimentos foi realizada a extração do óleo das algas para
análise dos parâmetros que mais contribuíram para seu crescimento e produção de óleo.

5.5 Meio de cultivo

O meio de cultura das algas foi feito em um aquário de 2,5 L, com modificações nos
padrões de entrada, conforme o estudo do planejamento experimental.
44

Acoplado ao aquário havia um termostato ligado 24 h para manter a temperatura
dentro dos valores estabelecidos no planejamento, um termômetro para avaliação da
temperatura do meio, uma garrafa PET de 600 mL contendo uma mistura para a produção de
CO2, além de uma luminária que possuía uma lâmpada de 100 W para a realização de
fotossíntese pelas algas, esta com fotoperíodo de 24 h, assim como ilustra a FIGURA 12.
FIGURA 12 – Meio de cultivo utilizando aquário, termostato, termômetro, produtor de CO2 e luminária

Fonte: O autor, 2016

Optou-se pela espécie de alga de água doce presente principalmente em aquários, de
nome científico Audouinella pygmaea, do gênero das Rhodophytas, em que estas foram
coletadas em lojas especializadas (aquários) e transportadas em sacos plásticos (FIGURA 13).
Devido a sua produção de oxigênio, transferiu-as para um recipiente de plástico (pote)
estando este coberto por tela, tanto para a liberação do gás quanto para impedir a entrada de
insetos.
FIGURA 13 – Microalgas da espécie Audouinella pygmaea, transportadas em saco plástico

Fonte: O autor, 2016
45

Para a determinação da massa de alga que foi inserida no aquário, as mesmas foram
filtradas em filtro de café, tendo o excesso de água retirado com papel absorvente, e pesadas
logo após. Inseriu-as então no aquário em 300 mL do meio de cultivo original (do meio de
armazenamento) e completou-se o restante com o nutriente e água sem cloro, sendo o volume
final um padrão de 2,5 L.

5.5.1 Adição de nutrientes no meio de cultivo

Os nutrientes inseridos no meio de cultura foram o fosfato e o nitrato.
Para adição do fosfato foi utilizado um remédio denominado fosfato sódico de
prednisolona (FIGURA 14), em que sua composição apresenta 0,78 mg/L de fosfato, dados
informados pela empresa fabricante Aché. Sua utilização foi baseada em resultados
comparativos de meios reacionais com a presença de fosfato e sem a presença do mesmo,
demonstrados por Santos (2016, p. 42). Dissolveu-se todos os 60 mL presentes no frasco em 1
L de água sem cloro, na qual esta foi transferida para o aquário, completando-se o restante
com mais água sem cloro, até o final padrão de 2,5 L.
FIGURA 14 – Fosfato inserido no meio de cultivo através do remédio fosfato sódico de prednisolona

Fonte: O autor, 2016

Para o cálculo da quantidade de fosfato presente nos 60 mL inseridos no meio,
utilizou-se a EQUAÇÃO 1.
46

0,78 𝑚𝑔 𝑓𝑜𝑠𝑓𝑎𝑡𝑜 − 1000 𝑚𝐿
𝑥 − 60 𝑚𝐿
𝑥 = 0,0468 𝑚𝑔 𝑓𝑜𝑠𝑓𝑎𝑡𝑜
(1)
Através disso calculou-se a concentração de fosfato utilizada nos 2,5 L de água
presente no meio por meio da EQUAÇÃO 2.

𝑥 =
0,0468 𝑚𝑔 𝑑𝑒 𝑓𝑜𝑠𝑓𝑎𝑡𝑜
2,5 𝐿
→ 𝑥 = 0,0187
𝑚𝑔
𝐿
𝑑𝑒 𝑓𝑜𝑠𝑓𝑎𝑡𝑜 (2)
Assim, foram utilizados 0,0187 mg/L de fosfato no meio de cultivo algal.
Já o nitrato foi adicionado através de um fertilizante em pó para violetas Green-Fix, da
empresa Agribras (FIGURA 15), na qual possuía 12% de nitrogênio. Dissolveu-se 3 g do
fertilizante em 1 L de água sem cloro, na qual esta foi transferida para o aquário,
completando-se o restante com mais água sem cloro, até o final padrão de 2,5 L.
A quantidade utilizada de nitrato no aquário, foi obtida de acordo com a EQUAÇÃO
3.

12 % 𝑑𝑒 150 𝑔 → 18 𝑔 𝑑𝑒 𝑛𝑖𝑡𝑟𝑜𝑔ê𝑛𝑖𝑜 150 𝑔 − 18 𝑔 𝑑𝑒 𝑛𝑖𝑡𝑟𝑜𝑔ê𝑛𝑖𝑜
3 𝑔 − 𝑥
𝑥 = 0,36 𝑔 = 360 𝑚𝑔 𝑑𝑒 𝑛𝑖𝑡𝑟𝑜𝑔ê𝑛𝑖𝑜
(3)
Como o meio possuía 2,5 L, realizou-se o cálculo segundo a EQUAÇÃO 4.

𝑥 =
360 𝑚𝑔 𝑑𝑒 𝑛𝑖𝑡𝑟𝑜𝑔ê𝑛𝑖𝑜
2,5 𝐿
→ 𝑥 = 144
𝑚𝑔
𝐿
𝑑𝑒 𝑛𝑖𝑡𝑟𝑜𝑔ê𝑛𝑖𝑜 (4)
Portanto, foram utilizados 144 mg/L de nitrato no meio de cultivo algal.
FIGURA 15 – Nitrato inserido no meio de cultivo através do fertilizante para violetas Green-Fix, da marca
Agribras

Fonte: O autor, 2016
47

5.5.2 Inserção de dióxido de carbono (CO2) no meio

A adição de CO2 no meio foi feita através da ação fermentadora de leveduras, método
indicado por aquaristas, no qual o procedimento consistia em uma mistura de açúcar,
fermento biológico, água e bicarbonato. Neste sistema o CO2 foi gerado através da
fermentação do açúcar que se converte em álcool (EQUAÇÃO 5), sendo utilizado como
alternativa a cilindros de CO2 industriais no uso em aquários.
levedura (𝑆𝑎𝑐𝑐ℎ𝑎𝑟𝑜𝑚𝑦𝑐𝑒𝑠 𝑐𝑒𝑟𝑒𝑣𝑖𝑠𝑖𝑎𝑒) + 𝐶6𝐻12𝑂6 → 2𝐶2𝐻5OH + 2C𝑂2 + 2ATP (5)
Antes da utilização do método no experimento, inseriu-se uma bexiga tampando a
boca de uma garrafa PET de 600 mL apenas para uma inicial avaliação do tempo em que esta
demoraria a encher, indicando assim a produção de CO2 através da mistura e o tempo em que
este levaria para ser produzido.
Para análise da quantidade predeterminada de fermento em pó biológico, esta de 5 g,
foram testadas três quantidades diferentes dos ingredientes inseridos na garrafa PET, sendo
eles:
 Garrafa 1 (bexiga bege): 180 g de açúcar, 5 g de fermento e 1 colher de sopa cheia de
bicarbonato;
 Garrafa 2 (bexiga amarela): 170 g de açúcar, 5 g de fermento e 1 colher de sopa cheia
de bicarbonato;
 Garrafa 3 (bexiga vermelha): 160 g de açúcar, 5 g de fermento e 1 colher de sopa rasa
de bicarbonato de sódio.
A liberação do CO2 iniciou-se 1 h após o início do testes, este apenas na garrafa 3.
Passadas 18 h, apenas as garrafas 2 e 3 continham presença de gás carbônico, na qual a
garrafa 1 iniciou sua liberação de CO2 apenas 1 dia após o início do teste, como pode ser
observado pela comparação da FIGURA 16.
48

FIGURA 16 – Comparações entre os testes com 5 g de fermento em pó biológico e alternadas quantidades de
ingredientes, no início da reação, 18 h após e 36 h após o início dos testes, da esquerda para a direita,
respectivamente.

Fonte: O autor, 2016

Escolheu-se a garrafa 3 em questãode rapidez na liberação de CO2.
Para o parâmetro de maior valor de CO2, mudou-se apenas a quantidade de fermento
inserida no meio, passando este para 10 g, a fim de se manter as mesmas quantidades dos
outros ingredientes para não haver nenhuma interferência ao se avaliar a quantidade de CO2
presente no meio de cultivo das algas.
Portanto, o procedimento consistiu na utilização de uma garrafa PET de 600 mL, na
qual foram adicionados 160 g de açúcar, 5 g e 10 g (devido a mudança de parâmetros) de
fermento em pó biológico dissolvidos em uma xícara de chá com água sem cloro e uma colher
rasa de sopa contendo bicarbonato de sódio, este utilizado como tamponador de pH, pois a
produção de CO2 acidifica a água da solução, podendo levar a morte das leveduras.
Completou-se o restante da garrafa com água sem cloro, deixando cerca de 200 mL de vazio
para posterior formação do gás. Agitou-se a garrafa para misturar todo o conteúdo. Para a
passagem do CO2 da garrafa para o aquário, foi utilizada uma mangueira de pequeno
diâmetro, acoplada a um furo na tampa da garrafa e, logo após, uma válvula antirretorno, esta
utilizada para que o líquido presente no aquário não retornasse à garrafa, como exemplifica a
FIGURA 17, em que a utilização do contador de bolhas não foi necessária.
49

FIGURA 17 – Sistema para a produção e dissolução do CO2 no meio de cultura

Fonte: AQUÁRIO DIY, 2013

Para a determinação da concentração de CO2 presente no meio, como não havia
medidor de CO2 disponível para análise no aquário, utilizou-se uma relação entre pH e KH
(FIGURA 18), na qual estes parâmetros foram determinados através de testes próprios
adquiridos em lojas de aquários.
FIGURA 18 – Concentração de CO2 dissolvido na água relacionando pH e KH

Fonte: AQUAFLUX, 2016

O pH foi medido através do teste pH tropical, da Labcon Test (FIGURA 19), e através
deste obteve-se um valor de 6,6 para a quantidade de CO2 produzido pela inserção de 5 g de
fermento em pó. Para o KH, utilizou-se o teste também da Labcon Test (FIGURA 20), este
visando à dureza em carbonatos KH, e obteve-se um valor de 14 °dH. Já para a quantidade de
50

CO2 produzido pela inserção de 10 g de fermento em pó, obteve-se os valores de pH 6,2 e KH
6 ºdH.
Ao comparar-se tais resultados na tabela presente na FIGURA 18, chegou-se a
conclusão de que a concentração de CO2 presente na inserção de 5 g de fermento foi de 112
mg/L e na inserção de 10 g de fermento foi de 120 mg/L.
FIGURAS 19 e 20 – Testes de pH e KH da Labcon Test, respectivamente

Fontes: O autor, 2016

5.5.3 Término do tempo de reação e retirada das algas

Ao término da reação, as algas foram retiradas e filtradas, absorveu-se o restante da
umidade em papel absorvente e foram pesadas novamente, para avaliação de seu crescimento
e influência na produção de óleo, relacionando tal avaliação com os parâmetros (padrões de
entrada) estabelecidos para determinado experimento.
O acompanhamento do crescimento das algas foi realizado através da determinação da
Taxa de Crescimento Relativo (TCR), calculada como porcentagem diária de crescimento
através da fórmula de crescimento linear sugerida por Dawes (1998, apud CUNHA, et al.,
1999, p. 19), mostrada através da EQUAÇÃO 6:

𝑇𝐶𝑅 (% 𝐷𝑖𝑎) =
(𝑃𝑓 − 𝑃𝑖)
𝑃𝑖
∗ 100
𝑡

(6)
Onde, Pi = peso inicial, Pf = peso final, t = intervalo de tempo entre as medidas, em
dias.

5.6 Método de Extração

Foram realizados testes em dois diferentes métodos de extração de lipídios, sendo um
deles através do Soxhlet (FIGURA 21), utilizando hexano como solvente e outro através do
método de Hara e Radin (FIGURA 22), em substituição ao de Bligh e Dyer. Este último
apresenta como solventes metanol, clorofórmio e água numa proporção de (2:1:0,8 v/v),
possuindo, portanto, alta toxicidade. No método de Hara e Radin, utilizou-se uma mistura (3:2
v/v) de isopropanol e n-hexano. Notou-se que, através da extração a frio, composta pelo Hara
e Radin, obteve-se um rendimento maior do que a extração a quente, através do Soxhlet, o que
pode ser devido ao fato de que este último é mais eficiente quando utilizado em biomassas
secas, fato que não é necessário no outro método, sendo portanto, escolhida a extração a frio
para análise do rendimento de óleo em cada uma das variações de parâmetros.
FIGURAS 21 e 22 – Método de extração do óleo das algas por Soxhlet e pelo método de Hara e Radin,
respectivamente

Fontes: O autor, 2016

Após o término do tempo de reação referente aos 8 experimentos, as algas foram
levadas para o Laboratório de Engenharia Química onde realizou-se o processo de extração.
Retirou-se a umidade das algas em papel absorvente e estas foram pesadas e
transferidas para um erlenmeyer de 250 mL, adicionando-se 37,5 mL de isopropanol e 25 mL
de n-hexano. O erlenmeyer foi tampado com papel filme e mantido sob agitação constante,
através de um agitador magnético, em temperatura ambiente, durante 30 minutos. Em seguida
adicionaram-se mais 25 mL de n-hexano somados a 12,5 mL de solução de sulfato de sódio a
1,5%, esta utilizada para remover traços de água, e realizou-se outra agitação por mais 15
52

minutos. Após esse tempo foi feita a separação das camadas em uma centrífuga a 2000 rpm
por 5 minutos. Retirou-se a fase orgânica (n-hexano + lipídios) com o auxílio de uma pipeta e
transferiu-a para um béquer previamente pesado. Secou-se a fração lipídica em estufa a 70 ºC,
até massa constante (2 - 3 h) (FIGURA 23), e logo após, pesou-se em balança analítica para a
obtenção da massa de lipídios.
FIGURA 23 – Fração lipídica sendo seca em estufa a 70 ºC para a evaporação do solvente

Fonte: O autor, 2016

Após a evaporação do solvente, o conteúdo lipídico ficou com o aspecto como
demonstra a FIGURA 24.
FIGURA 24 – Fração lipídica proveniente da extração do óleo de microalgas

Fonte: O autor, 2016

Após finalizada a extração, as algas ficaram completamente secas, tendo seu aspecto
representado pela FIGURA 25.
53

FIGURA 25 – Algas secas após extração de seu conteúdo lipídico

Fonte: O autor, 2016

O rendimento em termos de massa de óleo por biomassa algal foi calculado através da
EQUAÇÃO 7.

% 𝑅𝑒𝑛𝑑𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 =
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑙𝑖𝑝í𝑑𝑖𝑐𝑎 (𝑔)
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑎𝑙𝑔𝑎𝑙 (𝑔)
∗ 100 (7)

5.7 Cronograma

O cronograma com as datas referentes a cada etapa do trabalho está apresentado na
TABELA 4.

TABELA 4 – Cronograma referente às etapas presentes no trabalho e suas respectivas datas
Etapas/Datas Julho/16 Agosto/16 Setembro/16 Outubro/16
Nov. –
Dez./16
Pesquisas
Bibliográficas
X X X X
Planejamento
Experimental
X X
Determinação das
algas/nutrientes
X X
Variação do meio
de cultivo
X X X
Extração do óleo X X X
Determinação dos
parâmetros que
mais contribuíram
na produção de
óleo
X X
Tratamento de
dados
X X
Análise de
Resultados
X X
Discussão X X
Conclusão X
Trabalho Final X
Apresentação X
Fonte: O autor, 2016

6 RESULTADOS E DISCUSSÃO

6.1 Variação dos Parâmetros no Meio de Cultura

A pesquisa iniciou-se na escolha de uma espécie de alga que fosse de fácil obtenção
no meio, além de adaptar-se a ambientes menores. Foi então determinada uma espécie
presente principalmente em aquários, de nome científico Audouinella pygmaea, do gênero das
Rhodophytas, pois além de possuírem um rápido crescimento, não necessitam de luz
excessiva, como algumas espécies que se nutrem da luz solar, já que seu meio de cultivo foi
feito em ambiente fechado com iluminação artificial através de uma lâmpada de 100 Watts,
com fotoperíodo de 24 h.
Inicialmente, foi estabelecido que seu meio de cultivo seria realizado no Biorreator
modelo BIO 3, marca LAB 1000, presente no laboratório de Engenharia