Tecnicas Helmintos

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Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves
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Suzana B Amato
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Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 1
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Técnicas gerais para coleta e preparação
de helmintos endoparasitos de aves
José Felipe Ribeiro Amato1, Suzana Bencke Amato2
1 Professor Colaborador Convidado, Departamento de Zoologia, Programa de Pós-Graduação em Biologia Animal, 
Instituto de Biociências, Universidade Federal do Rio Grande do Sul
2 Professora Titular, Departamento de Zoologia, Programa de Pós-Graduação em Biologia Animal, Instituto de 
Biociências, Universidade Federal do Rio Grande do Sul
vem (ver as revisões de Holmes & Price, 1986; 
Minchella & Scott, 1991; Marcogliese & 
Cone, 1997); Poulin, 1999, 2001), e podem in-
f luenciar a biodiversidade interferindo em proces-
sos como competição, migração e especiação que 
afetam a estabilidade dos ecossistemas (Combes, 
1996). Mesmo assim, no Brasil, os parasitos ainda 
não são considerados pelos biólogos organizadores 
e condutores dos estudos de impacto ambiental 
(EARIMA), em levantamentos sobre a biodiver-
sidade. Raramente, as equipes que são contratadas 
por empresas do governo e privadas, para a realiza-
ção deste tipo de estudo, possuem parasitologistas 
em seus quadros. Como não são vistos, os parasitos 
não são lembrados.
Livros-texto e capítulos sobre o fenômeno do 
parasitismo têm sido publicados em vários países 
desde a década 1980: Price (1980) – Evolutiona-
ry Ecology of Parasites; Rausch (1983) in Far-
ner et al. (1983) – Avian Biology; Anderson 
& Kikkawa (1986) – Community Ecology: Pat-
terns and Processes; Esch et al. (1990) – Parasite 
Communities: Patterns and Processes; Kennedy 
(1990) – Synopsis of Parasites of Vertebrates of 
Canada; Clayton & Moore (1997) – Host-pa-
rasite Co-evolution, General Principles and Avian 
Models; Bush et al. (2001) – Parasitism: the Di-
versity and Dcology of Animal Parasites; Combes 
(2001) – Parasitism: the Ecology and Evolution of 
Iintimate Interactions, entre outros. Algumas des-Algumas des-
tas referências devem ser vistas por estudantes que 
começam a despertar, ainda que tardiamente, para 
a existência de uma grande riqueza taxonômica e 
parcela não descrita da biodiversidade, sobretudo 
no Brasil.
Os helmintos endoparasitos de aves perten-
cem a três filos: Platyhelminthes, Acanthocepha-
la e Nematoda. Embora pareçam semelhantes e 
sejam denominados, coletivamente, de “vermes”, 
Introdução
O Fenômeno do Parasitismo
Os parasitos fazem parte da biologia de seus 
hospedeiros, servindo como marcadores biológi-
cos de seus hábitos alimentares, do ambiente onde 
vivem, e até mesmo de suas rotas de migração. Na 
virada do século XX pesquisadores, interessados 
em conhecer a biodiversidade, começaram a perce-
ber a existência de uma parcela da biosfera que na 
maioria das vezes não era lembrada por ser consti-
tuída de organismos, normalmente, não visíveis, os 
parasitos, por viverem no interior ou sobre outros 
organismos, os hospedeiros. 
Price (1980) afirmou que existem mais es-
pécies parasitas do que espécies de vida livre na 
Natureza. As aves, sobretudo as espécies aquáticas, 
são parasitadas por muitas espécies de micro e ma-
croparasitos. Em dois exemplos de aves estudadas 
em nosso laboratório podemos apreciar a com-
provação deste fato. O marrecão, Netta peposaca 
(Vieillot, 1816), ave migratória que se desloca 
entre o sul do Brasil (seu sítio de alimentação) e 
o norte da Argentina (seu sítio de reprodução) é 
caracterizado por ser parasitado por 17 espécies de 
helmintos, no Rio Grande do Sul. O biguá, Pha-
lacrocorax brasilianus (Gmelin, 1789) do Lago 
Guaíba, Porto Alegre, RS, examinado ao longo 
de vários anos, mostrou uma helmintofauna com-
posta por 20 espécies de helmintos. Além dos hel-
mintos, as aves também abrigam protistas hemo- e 
histoparasitos, artrópodes ectoparasitos e, mais 
raramente, pentastomídeos e sanguessugas. Todos 
estes organismos, na maioria das vezes, não são vis-
tos e muito menos considerados em estudos sobre 
a biodiversidade. 
Segundo McLaughlin (2001), os parasi-
tos podem regular as populações de hospedeiros, 
inf luenciar a estrutura das comunidades onde vi-
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento2
J. F. R. Amato & S. B. Amato
cada grupo tem peculiaridades quanto à estrutura 
do corpo, presença de parênquima ou de pseudoce-
loma e cobertura feita por tegumento ou cutícula, 
que exigem métodos de preparação especializados 
e diferentes. 
Para a análise das comunidades de helmin-
tos parasitos das aves e estudos epidemiológicos 
que exigem o conhecimento da carga parasitária 
é preciso conhecer o tamanho de suas infrapopu-
lações. Como avaliar as intensidades de infecções 
das aves amostradas? Muitos autores têm contri-
buído para o entendimento teórico de conceitos 
ecológicos adaptados à Parasitologia relativos às 
populações e à estrutura das comunidades com a 
publicação de artigos específicos (Exs: Ander-
son & May, 1979; Euzet, 1989; e Bush, 1990). 
A quantificação dos parasitos em amostras de 
hospedeiros foi abordada por Post & Millest 
(1991) e Rósza et al. (2000), enquanto Shaw & 
Dobson (1995) fizeram uma revisão dos aspec-
tos quantitativos dos padrões de abundância e 
agregação dos macroparasitos em populações de 
animais silvestres. Outros autores estudaram os 
helmintos parasitos de grupos taxonômicos espe-
cíficos, como McLaughlin (1990, Cestodes of 
Wadding Birds – Anseriformes) e Wong et al. 
1990 – Nematodes of Birds), como capítulos daobra de Kennedy (1990, Synopsis of the Parasi-
tes of Vertebrates of Canada), e também, McLau-
ghlin (2001, Protocols for Measuring Biodiver-
sity – Parasites of Birds). 
No ítem I.5. são apresentados os principais 
conceitos ecológicos aplicados à Parasitologia, mui-
tos dos quais serão utilizados ao longo deste capítu-
lo e dizem respeito, sobretudo, a procedimentos na 
coleta dos helmintos durante as necropsias. 
Exigências Legais Especiais para a Coleta
dos Hospedeiros
As aves, assim como outros animais, só podem 
ser capturadas para estudos de biodiversidade ou 
para qualquer outro tipo de estudo com a precípua 
autorização do Sisbio – IBAMA.
A Instrução Normativa nº 154/2007 regula-
menta a coleta de material biológico para fins cien-
tíficos e didáticos no âmbito do ensino superior e 
instituiu o “Sistema de Autorização e Informação 
em Biodiversidade (Sisbio)”. As autorizações e li-As autorizações e li-
cenças permanentes previstas na IN 154 deverão 
ser solicitadas por meio do Sisbio. A licença per-A licença per-
manente e as autorizações não poderão ser utiliza-
das para fins comerciais, industriais, esportivos ou 
para realização de atividades inerentes ao processo 
de licenciamento ambiental de empreendimentos 
(www.ibama.gov.br/sisbio).
Bub (1991) discutiu os vários métodos de 
captura de aves utilizados no mundo. Gaunt & 
Oring (1999) re-editaram “Guidelines to the 
use of wild birds in research”, uma publicação do 
“Ornithological Council” (Conselho composto 
por sete Sociedades Ornitológicas da América do 
Norte). Esta publicação pode ser consultada no site 
http://www.unca.edu/ospi/IACUC/WildBird-
Guide.pdf. Nela, vários autores abordaram temas 
como a obtenção de permissão, o impacto das in-
vestigações, coleta, marcação e transporte das aves, 
bem como procedimentos de exame e coleta de 
amostras, métodos para anestesia, cirurgia, laparo-
tomia e eutanásia das aves. 
A Qualidade das Amostras
A coleta de parasitos para trabalho taxonô-
mico é composta por uma série de ações e técnicas 
especiais. Inclui exame do hospedeiro durante o 
qual os parasitos devem ser reconhecidos, remo-
vidos, limpos e preservados para estudo posterior. 
Endoparasitos, particularmente aqueles do trato 
digestivo, deterioram rapidamente após a morte do 
hospedeiro e é essencial que se remova, limpe e pre-
serve, tão rápido quanto possível, após a morte do 
hospedeiro para que os espécimes estejam na me-
lhor condição para serem identificados.
Qualquer estudo sobre biodiversidade pres-
supõe a correta determinação/ identificação das 
espécies presentes em um determinado ambien-
te, assim como o tamanho exato das populações. 
A precisão das determinações/identificações vai 
depender da qualidade e da quantidade dos espé-
cimes disponíveis (Bakke, 1988; Cable, 1969; 
Doster & Goater, 1997; Clayton & Moo-
re, 1997; Huber, 1998 e McLaughlin, 2001). 
A exatidão das estimativas numéricas vai depen-
der da cuidadosa coleta de todos os espécimes 
presentes e do tamanho das amostras obtidas. A 
qualidade dos espécimes coletados é assegurada 
pela necropsia de hospedeiros recém mortos pela 
eutanásia, enquanto que a exatidão das estimativas 
numéricas vai depender da certeza de que todos os 
espécimes integrantes de uma mesma infrapopula-
ção (ver Item I.5) foram coletados. A coleta exaus-
tiva de todos os espécimes presentes só pode ser as-
segurada pela utilização de peneiras de coleta com 
malha de aço inoxidável com aberturas de 100 e/
ou 154 µm (Fig. 4).
A Determinação/Identificação dos Helmintos
Amostras bem coletadas e bem processadas, 
com excelente qualidade, facilitam a determi-
nação/identificação dos táxons superiores e das 
espécies de helmintos de qualquer hospedeiro. 
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 3
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Consulta realizada a obras básicas de sistemática 
e taxonomia de helmintos faz parte do trabalho 
do taxonomista. Obras abrangentes a todos os 
grupos taxonômicos, mesmo que, aparentemen-
te antigas, são tão importantes quanto os índices 
bibliográficos de referência: Biological Abstracts, 
Zoological Record, Helminthological Abstracts 
e Index of Medical and Veterinary Zoology, que 
ainda hoje têm muito valor. As principais chaves 
artificiais para a determinação de helmintos de to-
dos os grupos taxonômicos até gênero foram escri-
tas por Yamaguti (1958, 1961, 1963 e 1971). As 
principais chaves dicotômicas para determinados 
grupos de helmintos são: trematódeos – Skrjabin 
(1964), McDonald (1981), Gibson et al. (2002), 
Jones et al. (2005); cestóides – Schmidt (1986), 
McLaughlin (1989), Khalil et al. (1994); ne-(1994); ne-
matóides - McDonald (1974), Anderson et al. 
(1974-1983), Vicente et al. (1995); acantocéfalos 
– Petrochenko (1971), Amin (1985, 1987). 
No Brasil, Travassos et al. (1969) publica-
ram um catálogo dos trematódeos conhecidos até 
aquela data, onde são incluídas espécies que parasi-
tam aves brasileiras. Mesmo sendo uma obra anti-
ga, não deve deixar de ser consultada. 
Conceitos Ecológicos Aplicados à Parasitologia
Os principais conceitos ecológicos aplicados à 
Parasitologia foram formulados principalmente por 
Margolis et al. (1982), Esch et al. (1990), Dur-
fee (1978), Combes (2001), sendo que o trabalho 
de Margolis foi revisitado por Bush et al. (1997). 
Para um maior detalhamento de cada conceito lis-
tado abaixo e exemplos, assim como para alguns 
outros conceitos sugerimos ver Bush et al. (1997).
Termos gerais 
Sítio, local de infecção/infestação e hábitat 
– localização topológica ou espacial em um hospe-
deiro onde uma determinada amostra de parasitos 
é coletada. Hábitat se refere ao ambiente, local típi-
co onde um parasito vive. 
Localidade – localidade geográfica onde o 
parasito ocorre, junto com seu hospedeiro.
Nicho – função que um parasito exerce ou o 
modo pelo qual um parasito se insere em uma de-
terminada comunidade. 
Descritores quantitativos 
Prevalência – número de hospedeiros infecta-
dos/infestados por um ou mais indivíduos de uma 
determinada espécie de parasito (ou grupo taxonô-
mico) dividido pelo número de hospedeiros exami-
nados para aquela espécie de parasito, expresso em 
percentagem.
Incidência – número de novos hospedeiros 
que se tornam infectados/infestados com uma de-
terminada espécie de parasito durante um determi-
nado intervalo de tempo dividido pelo número de 
hospedeiros não infectados/infestados presentes 
no início do intervalo de tempo, expresso em per-
centagem.
Densidade – número de indivíduos de uma 
determinada espécie de parasito em determinada 
unidade amostral removida de um hospedeiro ou 
hábitat, i.e., em unidade de área, volume ou peso.
Intensidade de infecção – número de indi-
víduos de uma determinada espécie de parasito 
encontrado em um determinado indivíduo hospe-
deiro infectado/infestado, i.e., o número de indiví-
duos em uma infrapopulação (ver abaixo).
Intensidade média – número total de para-
sitos de uma determinada espécie encontrado em 
uma amostra dividido pelo número total de hospe-
deiros infectados com aquela espécie de parasito.
Abundância ou densidade relativa – núme-
ro de indivíduos de uma determinada espécie de 
parasito sobre ou dentro de um único hospedeiro, 
mesmo que o hospedeiro não esteja infectado/in-
festado.
Abundância média – número total de indi-
víduos de uma determinada espécie de parasito em 
uma amostra de uma determinada espécie de hos-
pedeiro dividido pelo número total de hospedeiros 
daquela espécie que foram examinados.
‘Nesting’ (inclusividade) de populações de
parasitos
Infrapopulação – formada por todos os in-
divíduos parasitos, pertencentes a mesma espécie e 
que são encontrados no mesmo local de infecção/
infestação em um mesmo hospedeiro, em determi-
nado momento de tempo.
População componente – formada por todos 
os indivíduos de uma determinada fase de um ciclo 
evolutivo de uma espécie de parasito encontrados 
em um determinado lugar e momento de tempo.Suprapopulação – formada por todas as fases 
de desenvolvimento de uma espécie de parasito em 
determinado lugar e momento de tempo.
‘Nesting’ (inclusividade) de comunidades de para-
sitos
Infracomunidade – é a comunidade formada 
por todas as infrapopulações em um determinado 
hospedeiro.
Comunidade componente – é a comunidade 
formada por todas as infrapopulações de parasitos 
associadas com qualquer grupo de uma espécie de 
hospedeiro ou uma coleção de fases de vida livre 
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento4
J. F. R. Amato & S. B. Amato
associadas com algum grupo de fatores abióticos 
ambientais.
Supracomunidade – compreende todas as 
suprapopulações de parasitos de um determinado 
lugar e momento de tempo.
Registro dos Dados
O formulário para Necropsia 
Em nosso laboratório usamos um livro de re-
gistros que é formado pela encadernação dos “For-
mulários para Necropsia” individuais (Figs 1 e 2), 
com todas as informações sobre cada hospedeiro e 
sobre os parasitos coletados, preenchido durante a 
necropsia. Os formulários são fundamentais para a 
construção de um banco de dados computadoriza-
do e para a reunião de todas as informações sobre 
os helmintos de um determinado hospedeiro, bem 
como ítens de sua dieta, por ventura ainda presen-
tes. A coleta de dados, de forma acurada, tanto so-
bre o hospedeiro como sobre a localização de cada 
espécie de parasito, é essencial.
O termo utilizado para o exame de animal 
morto é necropsia e não autópsia. Necropsia s.f. (gr. 
necropsia = abertura de qualquer animal morto que 
não seja da espécie humana. Pronunciada como pa-
lavra paroxítona, com acento na letra “i”. Autópsia 
s.f. (gr. autopsia = exame de si mesmo), abertura de 
um cadáver da espécie humana para estudos médi-
cos ou conclusões judiciais. 
Dados do hospedeiro
Primeiramente atribuímos um número de or-
dem ao hospedeiro. No Laboratório de Helmintolo-
gia da UFRGS (nosso caso) a sigla é JFA de José Feli-
pe Amato, atribuída a todos os hospedeiros vertebra-
dos. Dados pertinentes incluem o nome genérico e o 
nome específico, o nome comum da ave hospedeira 
na região de coleta, a localidade de coleta, a idade e 
o sexo de cada indivíduo, o tamanho e/ou o peso se 
pertinentes, o código de identificação do hospedei-
ro, a data de coleta, a localidade de coleta deve ser 
especificada de forma precisa, inclusive anotando a 
leitura das coordenadas de latitude e longitude in-
dicadas por GPS (Global Position System), o nome 
geográfico da localidade, a distância de uma deter-
minada localidade conhecida, o modo de captura, 
armazenagem (caso o hospedeiro tenha sido guarda-
do em refrigerador ou congelador), a data da necrop-
sia, o sexo, a categoria etária (juvenil ou adulto), a 
cor dos olhos, a cor da carúncula (para anatídeos), 
medidas de bico (medidas especiais para anatídeos), 
asa e tarso, comprimento total, peso em gramas, 
comprimento de um testículo em centímetros, com-
primento do ovário em centímetros, diâmetro do 
maior ovócito, e deixamos um espaço para eventuais 
observações. Estas informações podem ser passadas 
para uma etiqueta com código de barras para leitura, 
a qualquer momento, com leitor óptico.
Dados dos helmintos
A númeração sequencial das infrapopulações, 
na ordem em que vão sendo encontradas, ao longo 
da necropsia, pode ser considerada como um sis-
tema aberto. O sistema permite que duas espécies 
congenéricas e muito parecidas, que eventualmente 
tenham recebido o mesmo número durante a cole-
ta, possam ser separadas depois da coloração e da 
montagem. A infrapopulação recém identificada 
ganhará o próximo número de ordem. As iniciais 
serão únicas, impossibilitando a confusão entre nú-
meros, por ventura iguais. 
Durante a coleta, a localização ou o órgão 
onde cada infrapopulação de helmintos foi encon-
trada, e dados sobre o fixador utilizado são ano-
tados no formulário. Informação sobre as lesões 
macroscópicas, por ventura observadas durante o 
exame anatomopatológico, é extremamente impor-
tante, assim como cada lesão deve ser recortada ain-
da com os helmintos inseridos aos tecidos e fixada 
de forma adequada para ser enviada ao Laboratório 
de Patologia, isto é, em formalina 10% fosfato tam-
ponada (Fórmula 7) ou Dubosc-Brasil-modificada 
(Fórmula 8) para tecidos muito moles como cére-
bro e testículo. 
Dados sobre os ítens alimentares encontrados 
no trato digestivo são importantes e poderão ser de 
grande utilidade na interpretação das informações 
parasitológicas e em estudos ulteriores sobre o ciclo 
evolutivo das espécies de helmintos encontradas.
Os locais de infecção que deverão ser exami-
nados durante cada necropsia são (Figs 1 e 2 – For-
mulário de Necropsia): penas, olhos, narinas, sinus 
nasais, veias nasais, cérebro, boca e língua, esôfago, 
papo (quando houver), proventrículo, moela (quan-
do houver), intestino (dividido em partes, duode-
no, jejuno/íleo – parte anterior, jejuno/íleo – parte 
posterior, intestino grosso, cecos intestinais (direi-
to e esquerdo), cloaca, bolsa de Fabricio (em aves 
juvenís), traquéia, pulmões/brônquios, sacos aére-
os, coração, cavidade pericárdica, aorta do coração, 
grandes vasos (aorta dorsal), veias mesentéricas, 
veias renais, sangue/linfa, rins e ureteres, oviduto, 
fígado, vesícula biliar, baço, ovário/testículos e ca-
vidade abdominal.
Outros dados
Outras informações relacionadas ao ambien-
te onde os hospedeiros foram coletados além de 
aspectos especiais como estiagens, enchentes, La 
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 5
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Niña ou El Niño e mortandades de aves devem ser 
informados, sobretudo se o objetivo do trabalho 
inclui aspectos de análise da estrutura das comu-
nidades.
As Etiquetas
As etiquetas são extremamente necessárias 
durante todo o transcorrer da necropsia para mar-
car o conteúdo das várias placas de petri onde serão 
colocados os diversos órgãos, tubulares e sólidos, 
que serão examinados. Alguns órgãos tubulares 
são facilmente identificáveis, porém, outros não só 
se mostram muito difíceis de serem reconhecidos 
quando vistos através serosa, como também, seus 
limites são difíceis de serem estabelecidos. 
Exemplos de etiquetas:
 
JFA – Iniciais do nome escolhido para 
representar o Laboratório; 2324 – Nº do 
hospedeiro; 8 – Número da infrapopu-
lação; 1-29 – Tamanho da infrapopula-
ção; AFA – Fixador utilizado. A etiqueta 
inferior mostra a numeração de uma in-
frapopulação que não teve o número to-
tal de espécimes contado, por ser muito 
grande. O fixador utilizado é o Dubosc-
Brasil-modificado.
Estes dados, como aparecem no exemplo pos-
terior, são os mesmos de cada etiqueta escrita em 
papel vegetal com tinta nanquim à prova d’água, 
ou em papel especial Schoelershammer ou similar. 
O tamanho da etiqueta deve ser pequeno de forma 
a caber nos frascos onde os helmintos serão estoca-
dos em solução conservadora (etanol 70ºGL). 
Importância de métodos padronizados
O exame de um hospedeiro é um trabalho 
minucioso e difícil, por isso deve ser feito por al-
guém que tenha familiaridade com a anatomia do 
animal que está sendo necropsiado. O número e a 
diversidade dos parasitos encontrados dependerão, 
em parte, do tamanho e do número de hospedeiros 
que se têm para examinar, assim como o volume de 
material e a experiência de quem estiver fazendo a 
necropsia.
É extremamente importante que todo o pro-
cesso seja feito sempre da mesma forma, com a uti-
lização de um método padronizado. As principais 
coleções de referência para depósito e conservação 
de helmintos parasitos utilizam procedimentos 
que asseguram a qualidade dos espécimes nelas 
depositados e que serão utilizados por pesquisado-
res do mundo inteiro. Exemplos de procedimentos 
padronizados publicados indicam os métodos ado-
tados em Washington (Lichtenfels, 1984), Pa-
ris (Durette-Desset, 1984) e Londres (Bray, 
1984). No Brasil, a coleçãode referência, por exce-
lência, para o depósito de helmintos (tipos e espé-
cimes representativos) é a Coleção Helmintológica 
do Instituto Oswaldo Cruz (CHIOC), na Funda-
ção Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, RJ. 
A Necropsia
A ave recém submetida a eutanásia, realizada 
de acordo com os preceitos estabelecidos (reco-
mendamos Gaunt & Oring, 1999), deve passar 
primeiro pelos procedimentos de morfometria e 
determinação do peso. A determinação do peso 
pode ser feita em balança simples, apropriada ao 
tamanho da ave, ou em balança digital ou analógi-
ca da marca Pesola®. A seguir deve passar por uma 
inspeção externa, quando os olhos são examinados 
e os helmintos presentes nos sacos conjuntivais são 
removidos com auxílio de pincel delicado, e coloca-
dos em placa de petri com solução salina fisiológica 
(ssf) 0,85%.
A ave é colocada com o lado ventral para cima, 
em uma bandeja plástica rasa. Um corte longitu-
dinal é feito da base do bico até a proximidade da 
cloaca. Com cuidado a cloaca é contornada para 
garantir que seja retirada inteira. O conjunto de 
órgãos internos é removido para uma bandeja rasa, 
onde os órgãos são individualizados, identificados, 
separados e transferidos para placas de petri (com 
10 e 20cm de diâmetro, conforme o tamanho da 
peça) individuais, e imersos em ssf 0.85%, ou sim-
plesmente em água da torneira. O tamanho da ave 
influenciará o procedimento da necropsia. Aves 
muito pequenas devem ser necropsiadas com mui-
to cuidado, sobretudo na remoção das vísceras de 
dentro do corpo do animal. Esta tarefa exigirá pa-
ciência e cuidado, principalmente na separação dos 
órgãos tubulares, vasos e ductos.
Os órgãos tubulares deverão ser examinados 
antes dos órgãos sólidos. Entre os órgãos tubulares, 
os intestinos delgado e grosso, assim como os cecos 
intestinais (muito desenvolvidos em aves granívo-
ras) devem ser abertos primeiro, pois além de serem 
os órgãos com a maior diversidade de espécies de 
helmintos, existe a tendência de serem os primeiros 
a sofrerem degradação.
JFA-2324-8-1-n - DB
JFA-2324-8-1-27- AFA
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento6
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Figura 1. Formulário para necropsia de aves (frente). ( Ilustrações: Beatrix Nüscheler )
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 7
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Figura 2. Formulário para necropsia de aves (verso).
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento8
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Como Coletar os Helmintos
Como Coletar Digenéticos 
Os trematódeos digenéticos utilizam as aves 
como hospedeiros definitivos, portanto, nelas os 
encontramos na fase adulta. Estão nos vários ór-
gãos do sistema digestório, do esôfago à cloaca, nos 
rins e ureteres, no sistema circulatório, nos olhos e 
sacos aéreos. A separação do jejuno e do íleo pode 
ser mais difícil de ser feita através da serosa. Assim, 
após a separação do duodeno, devemos dividir jeju-
no e íleo em jejuno-íleo anterior e jejuno-íleo pos-
terior.
Cada secção, devidamente etiquetada e sepa-
rada em placas de petri individuais contendo água 
de torneira, é cortada longitudinalmente, cuidan-
do-se para que a ponta da tesoura fique sempre 
dirigida para cima, evitando que corte algum hel-
minto. Cada órgão separado e aberto é transferido 
para uma peneira de coleta (Fig. 4). Seu conteúdo 
deve ser lavado, rapidamente, sob um jato fraco de 
água corrente. Com a mão cobrimos o fundo da 
peneira para reter o líquido, e com movimentos de 
abrir e fechar dos dedos, deixamos a água passar 
através da malha para que possa ser feita limpeza 
do seu conteúdo. O órgão, ou a secção, é retirado 
da peneira junto com o conteúdo do fundo des-
ta, sempre com um pouco de água. É colocado em 
uma placa de petri para ser examinado com auxí-
lio do aumento médio do estereomicroscópio. O 
exame do conteúdo mostrará os helmintos lim-
pos e detritos, com os helmintos vistos pela sua 
mobilidade e/ou pela sua cor 
características. Desta manei-
ra, mesmo uma pessoa pou-
co experiente não deixará de 
encontrar todos os helmin-
tos presentes.
Caso seja possível, o tra-
balho pode ser agilizado pela 
primeira separação dos hel-
mintos diferentes e que, cla-
ramente, são integrantes de 
diferentes infrapopulações. O 
trabalho deve ser rápido, po-
rém cuidadoso. Após a retira-
da de todos os helmintos pre-
sentes, com o auxílio de um 
pincel (helmintos grandes) 
ou de pipeta de Pasteur (hel-
mintos pequenos), e já tendo 
feito sua distribuição para vá-
rias placas de petri, voltamos 
ao recipiente que contém o 
órgão ou secção, para percorrer a mucosa que pode 
estar retendo muco e alguns trematódeos muito pe-
quenos. Alguns helmintos podem ainda ter ficado 
aderidos ao tecido pelo muco ou pela capacidade de 
sucção do acetábulo (Fig. 3). Com a ajuda de um 
pincel, ou de uma pinça e agulha histológica, deslo-
camos, delicadamente, cada helminto que está ade-
rido à mucosa. Caso seja impossível fazer a remo-
ção só com o auxílio destes instrumentos, pode-se 
recortar parte da parede do órgão e com o auxílio 
de uma pequena tesoura dar um pique lateral em 
direção ao local onde o helminto está fixado. Logo 
em seguida, com o auxílio de duas pinças, rasga-
mos a parede do órgão até permitir a liberação do 
helminto. É muito comum que alguns trematódeos 
digenéticos fiquem envolvidos pelo muco e tenham 
que ser removidos das vilosidades com o auxílio de 
uma agulha histológica especial. 
Aves de porte maior, como os anatídeos, que 
precisam ser abatidas por caçadores autorizados, 
devem ter seu bico fechado e enrolado com fita cre-
pe, e ser colocadas em recipiente térmico especial, 
com gelo seco, para assegurar a preservação de seus 
órgãos e parasitos até o momento da necropsia. 
Bush & Holmes (1986) sugeriram uma técnica 
especial de congelamento rápido dos hospedeiros, 
no campo, utilizando gelo seco e etanol. Alguns 
autores sugerem que, como as aves possuem um 
excelente isolamento térmico, seu congelamento 
com as vísceras é menos efetivo do que a separação 
das vísceras e congelamento independente do cor-
po da ave.
Figura 3. Digenéticos (Taxorchis sp.), parasitos de capivara, aderidos à mucosa pela capaci-
dade de sucção do acetábulo. Círculo mostra a ação do acetábulo sobre a mucosa, depois da 
retirada do helminto.
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 9
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Resumo
01) Cada órgão deve ser aberto dentro de uma placa de 
petri; o conteúdo passado através de uma peneira de 
coleta com malha de 100µm ou 154µm de abertura 
(Fig. 3).
02) Após a lavagem do conteúdo e da mucosa do órgão, 
todo o material deve ser transferido para uma placa de 
petri contendo água de torneira.
03) O órgão recém cortado deve ser transferido para outra 
placa de petri contendo água de torneira.
04) Pipetas, agulhas histológicas, pincéis e/ou pinças são 
usados para transferir os helmintos para placas de pe-
tri com ssf 0,85% ou água de torneira.
05) Comprimir entre lâminas - helmintos grandes (ex. 
Echinostoma spp., Clinostomum spp.) e entre lâmina 
e lamínula - helmintos pequenos (ex. Stomylotrema 
spp.).
06) Não comprimir helmintos muito pequenos. 
07) As lâminas que comprimem o helminto devem ser 
amarradas com linha URSO Nº 00 e deixadas em pé, 
no fixador, por algumas horas.
08) Helmintos pequenos devem ser comprimidos com o 
peso de pequenos frascos, contendo água ou chum-
binhos.
09) Digenéticos que deverão ser estudados com histo-
logia não devem ser comprimidos, sendo fixados em 
Dubosc-Brasil – modificado, ou em formalina 10% fos-
fato tamponada.
 
Como Coletar Cestóides 
Os cestóides adultos que parasitam as aves 
são de porte médio ou pequeno. Muitas espécies 
são bastante frágeis, e por possuírem o corpo for-
mado por proglótides, podem facilmente se frag-
mentar durante a coleta. Os cestóides inteiros 
devem ser removidos do intestino e/ouda cloaca, 
únicos órgãos onde vivem, antes do conteúdo ser 
colocado na peneira de coleta e lavado em água de 
torneira. Esta operação deve ser feita com a ajuda 
de um pincel macio. O cestóide inteiro deve ser 
transferido para uma placa de petri de tamanho 
adequado. 
É importante que se saiba quais as técnicas 
que serão empregadas na coloração, e se as pro-
glótides maduras deverão ser preparadas para 
a histologia. Neste caso, alguns estróbilos não 
deverão ser comprimidos. Imediatamente após 
a morte, em água destilada no refrigerador, os 
espécimes destinados à histologia deverão ser 
alinhados em placas de petri ou em prato pirex 
retangular, contendo Dubosc-Brasil-modificado 
(Fórmula 8) ou formalina 10% fosfato tampo-
nada (Fórmula 7). A placa de petri, ou o prato, 
deverão ser cobertos com uma tampa e os hel-
mintos deixados no fixador até que estejam du-
ros (para determinar se o estróbilo está suficien-
temente enrijecido deve-se levantar o espécime 
com um pincel e devolvê-lo ao líquido). Quando 
a fixação estiver adequada, o espécime voltará à 
posição original estendida. 
Os espécimes que deverão ser corados para es-
tudo em lâminas permanentes deverão ser compri-
midos. A compressão pode ser realizada cortando-
se o estróbilo em trechos que contenham: 1. o escó-
lece e algumas proglótides imaturas, 2. proglótides 
imaturas, 3. proglótides maduras e 4. proglótides 
grávidas. 
Resumo
01) Relaxamento da musculatura sob ação do frio no refri-
gerador – em ssf 0,85% até a morte.
02) Imediatamente após a morte, todo o cestóide, quando 
for pequeno, ou secções contendo o escólece, o colo 
e algumas proglótides imaturas, proglótides imaturas, 
proglótides maduras, e proglótides grávidas – devem 
ser comprimidos e fixados em temperatura ambiente.
03) Cestóides que não serão comprimidos devem ser es-
tendidos em uma placa de petri grande ou pirex retan-
gular com tampa e deixados no refrigerador em ssf 
0,85% até a morte.
04) Dependendo do grupo taxonômico (ordem) dos cestói-
des, serão necessários cortes histológicos transver-
sais de proglótides maduras. Não comprimir um ou 
dois espécimes inteiros. Usar o fixador para histologia 
Dubosc-Brasil – modificado ou formalina 10% fosfato 
tamponada.
Como Coletar Acantocéfalos 
Os acantocéfalos adultos vivem, exclusiva-
mente, no intestino de seu hospedeiro definitivo, 
no nosso caso, as aves. Espécimes adultos podem 
ser encontrados com diferentes tamanhos, já que 
muitas vezes são recrutados de forma contínua pelo 
hospedeiro. Todos deverão ser coletados. Muitos 
deles, sobretudo os maiores, poderão estar com a 
probóscide firmemente inserida na mucosa intesti-
nal. Recomenda-se que sejam removidos de forma 
gentil, usando pincel ou pinça delicada com ponta 
fina, sem fazer muita pressão. Caso não seja possí-
vel removê-los do tecido, uma pequena secção da 
parede intestinal ao redor do ponto de fixação do 
acantocéfalo é recortada com uma tesoura de pon-
ta fina, ou com duas pinças de ponta fina uma pe-
quena porção de tecido é rasgada para liberação da 
probóscide do acantocéfalo. 
É na hora da coleta que se deve fazer todo 
o possível para limpar a probóscide e também o 
tronco dos detritos que ficaram aderidos. Caso a 
limpeza não tenha ficado bem feita, pode-se colo-
car os espécimes em um pequeno frasco com água 
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento10
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Fig. 4. Peneiras para coleta, feitas com luva em PVC cortada ao meio e tela com malha em aço inoxidável com 100µm ou 154µm de 
abertura. Fig. 5. Peneiras para coloração, feitas com anéis de redução em PVC e tela de musseline de náilon, com 3cm de diâmetro. Fig. 
6. Mini-placas de petri, feitas com o corte do fundo de pequenos frascos de vidro. Fig. 7. Sequência de nós para amarrar as lâminas de 
compressão. Fig. 8. Montagem para compressão entre lâmina e lamínula de platielmintes e acantocéfalos de porte pequeno e médio. 
Fig. 9. Recipiente com fixador para receber platielmintes e acantocéfalos de porte médio e grande, entre lâminas com amarração. 
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Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 11
J. F. R. Amato & S. B. Amato
ou com solução para limpeza de helmintos (Fór-
mula 1) e agitar fortemente. Logo após a limpeza, 
os espécimes devem ser colocados em placa de pe-
tri com água destilada e deixados até a morte no 
refrigerador. Não esquecer de incluir a etiqueta 
com a numeração que a infrapopulação recebeu 
no momento da necropsia. O fenômeno osmótico 
fará pressão de dentro para fora e o relaxamento 
da musculatura farão com que a probóscide seja 
evertida. É importante que a probóscide inteira 
esteja evertida, pois a taxonomia dos acantocé-
falos está baseada na oncotaxia dos ganchos da 
probóscide (número e disposição dos ganchos por 
fileira e no número de fileiras longitudinais), as-
sim como na mensuração do colo (distância entre 
o limite do tronco e o último gancho na base de 
cada fileira). 
Quando os acantocéfalos estiverem com a 
probóscide evertida e a musculatura relaxada deve-
rão ser comprimidos entre lâmina e lamínula (Fig. 
7) ou entre lâminas (Fig. 9), dependendo de seu 
tamanho. É importante lembrar que os acantocé-
falos são vermes pseudocelomados e, diferente dos 
trematódeos e cestóides que são acelomados, pre-
cisam permanecer sob compressão por um tempo 
mais longo, às vezes, inclusive, por um pouco mais 
de 24h. Neste caso precisamos ter cuidado com a 
quantidade de A.F.A. em que deixaremos os espéci-
mes sob compressão já que esta substância fixadora 
evapora com facilidade. 
Resumo
01) Acantocéfalos estão sempre no intestino das aves, 
seus hospedeiros definitivos.
02) Devem ser colocados em água destilada no refrige-
rador, para morrerem sob o efeito do frio que relaxa a 
musculatura e da pressão osmótica para eversão da 
probóscide e da bolsa copuladora. 
03) Após a morte, devem ser agitados em água ou solução 
para limpeza (Fórmula 1). 
04) A compressão, muitas vezes, deve ser feita por um 
período maior que 24h.
Como Coletar Nematóides 
Os nematóides constituem o segundo maior 
grupo taxonômico de parasitos encontrados em 
aves. A forma do corpo e a presença de cutícula faz 
com que os nematóides apresentem certas dificul-
dades e particularidades desde o momento em que 
são coletados até a sua clarificação e montagem de-
finitiva. O corpo, normalmente, é muito longo e a 
boca pode estar repleta de detritos de mucosa. Por 
isso, é sempre melhor que estes helmintos estejam 
vivos na hora da necropsia. Se estiverem vivos apre-
sentarão movimentos rápidos (os menores) e colo-
ração característica. A cutícula tende a diminuir a 
velocidade de penetração dos fixadores.
Os nematóides devem ser removidos para 
placas de petri contendo ssf 0,85% ou água de 
torneira. Quando todos tiverem sido coletados, 
devem ser colocados em um pequeno frasco con-
Figura 10. Acantocéfalos (jovem-adultos) do gênero Centrorhynchus, parasitos de anu-branco, Guira guira (Gmelin, 1788) e de anu-
preto Crotophaga ani (linnaeus, 1758), mortos em água destilada no refrigerador, com a probóscide completamente evertida. Figura 
11. Três fêmeas e três machos adultos da mesma espécie (veja bolsa copuladora evertida nos três espécimes da direita).
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento12
J. F. R. Amato & S. B. Amato
tendo água ou solução de limpeza (Formula 1) e 
agitados vigorosamente. 
A morte/fixação dos nematóides deverá ser 
feita com fixador aquecido a 65ºC. O calor faz o fi-
xador agir com rapidez impedindo que o helminto 
enrole já que os nematóides possuem apenas mus-
culatura longitudinal. Devem ser transferidos para 
placas de petri de preferência pequenas, com 6cm 
de diâmetro (dependendo do tamanho da infrapo-
pulação) , com uma quantidade mínima de líqui-
do e sobre eles é derramado, rapidamente, A.F.A. 
aquecido. 
Resumo
01) Devem, preferencialmente, ser coletadosvivos.
02) À medida que são coletados devem ser transferidos 
para ssf 0,85% ou água de torneira.
03) Ainda na solução salina, em água de torneira, ou solu-
ção para limpeza, os nematóides devem ser agitados 
vigorosamente.
Como Fixar os Helmintos
A primeira razão para a escolha de um fixador 
deve ser a preparação dos tecidos para o uso futuro. 
O efeito endurecedor dos fixadores deve ser con-
siderado. Se existem dúvidas em relação à futura 
utilização de um tecido use a formalina como fi-
xador, pois ela permite tratamentos de pós-fixação 
(Humason, 1979). 
A fixação é a ação de determinadas substâncias 
que impede a decomposição de tecidos, mantendo a 
estrutura e a forma de todos os seus componentes. 
As soluções fixadoras não devem ser usadas como 
líquido de conservação. Após a ação do fixador, 
cerca de 48h, no máximo, os espécimes são transfe-
ridos para o líquido de conservação, o etanol, usado 
na concentração de 70ºGL.
Em nosso laboratório usamos um densímetro 
de Gay Lussac (alcoômetro) para fazer as diluições 
de etanol. Isto afere com mais precisão a quanti-
dade de água adicionada ao álcool. Hoje em dia 
a graduação alcoólica do etanol vendido no co-
mércio é indicada em ºGL, isto é, a determinação 
da quantidade de água presente no etanol é feita 
através da densitometria. O uso da percentagem, 
na maioria das vezes, é impreciso, principalmente 
porque na rotina do laboratório não fazemos as di-
luições alcoólicas a partir de etanol absoluto, mas 
sim de etanol comercial que pode nem ser 96ºGL 
e sim apenas 40 ou 46ºGL. Deve-se ter muito cui-
dado com o etanol vendido em supermercados ou 
em grande quantidade (tonéis), sendo sempre reco-
mendável fazer sua aferição, de tempos em tempos, 
com um densímetro. Muitos laboratoristas não 
têm a preocupação de aferir a graduação alcoólica 
do etanol que está em uso. 
Como Fixar Digenéticos
Os trematódeos digenéticos, como já foi dito 
acima, são comprimidos entre lâminas ou entre lâ-
mina e lamínula e devem ser fixados com A.F.A. 
(Fórmula 6) em temperatura ambiente. Não há 
sentido em usar o fixador quente em helmintos que 
já estão comprimidos. 
Outro aspecto a considerar é que há diferen-
ça no procedimento de fixação entre digenéticos 
pequenos e digenéticos grandes. Os primeiros são 
colocados sobre uma gota de água, em uma lâmi-
na colocada dentro de uma placa de petri (Fig. 7), 
sobre esta coloca-se uma lamínula de tamanho pro-
porcional ao espécime, e com auxílio de dois pe-
quenos frascos onde colocamos líquido ou chum-
binhos de caça, é feita a compressão. A compressão 
deve diminuir a altura do parênquima, sem alterar 
a forma dos órgãos. É preciso cuidar para que os 
espécimes não sejam comprimidos em excesso. O 
tempo de compressão irá variar entre 15 e 30min, 
dependendo da espessura do espécime. Os digené-
ticos grandes devem ser comprimidos entre duas 
lâminas (Fig. 9), com auxílio de duas amarrações 
feitas com linha URSO nº 00 (Fig. 8). Como a li-
nha URSO, comprada em carretéis, é engomada, as 
amarrações com nó cirúrgico (que permite contro-
lar a pressão) devem ser feitas com a linha, previa-
mente, mergulhada em água.
Muitas vezes os digenéticos podem escapar 
da compressão pelo lado das lâminas, caso tenham 
sido colocados sobre uma gota muito generosa de 
água, ou se forem muito musculosos. Se os espéci-
mes estão muito escorregadios podem ser passados, 
rapidamente, sobre um pedaço de papel filtro an-
tes de serem colocados sobre a lâmina. O conjun-
to deve ser colocado em um frasco, ou beaker (Fig. 
9), contendo o fixador na temperatura ambiente, 
deixando-se pedaços de linha URSO para fora do 
frasco. Esta providência auxiliará no momento que 
tivermos que puxar as lâminas para cortar as laça-
das de linha e liberar os espécimes.
O tempo de compressão estará correto quando 
o espécime não ficar aderido à lamínula ou à lâmi-
na, ao desfazermos a montagem de compressão. Os 
espécimes comprimidos são reunidos, com a res-
pectiva etiqueta, em frasco contendo o fixador até 
que seja completado o tempo de 48h no máximo. 
Completado o período de fixação, os espécimes de-
vem ser passados para o líquido conservante, isto é, 
etanol 70ºGL.
Para que o corante apresente bom resultado 
é preciso que o fixador seja totalmente removido 
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 13
J. F. R. Amato & S. B. Amato
dos tecidos e substituído por etanol 70ºGL. É re-
comendável que sejam feitas duas ou três trocas de 
etanol 70ºGL antes da coloração dos espécimes.
Resumo
01) Helmintos devem ser mortos em água destilada, 
no refrigerador.
02) Fixar em A.F.A. em temperatura ambiente.
03) Deixar NO MÁXIMO 48h no fixador.
04) Transferir para o líquido conservador – etanol 
70ºGL.
Como Fixar Cestóides
Os cestóides de porte médio devem ser fixados 
como os trematódeos digenéticos grandes, sendo 
comprimidos entre duas lâminas. Pode-se escolher 
fixar estes cestóides inteiros, utilizando placas de 
vidro longas, que caibam dentro de um recipiente 
(prato pirex retangular com tampa) também de 
porte médio, ou pode-se fixar conjuntos de progló-
tides comprimidos entre duas lâminas comuns para 
microscopia. Neste caso as lâminas são amarradas e 
colocadas em posição vertical dentro do recipiente 
ou beaker de 250ml (Fig. 9). 
Os cestóides de porte pequeno ou as progló-
tides, geralmente grávidas, que se soltaram do es-
tróbilo podem ser comprimidos como se fossem 
trematódeos digenéticos pequenos. À medida que 
as necropsias vão sendo realizadas, deve-se fazer a 
coloração de alguns espécimes para auxiliar no pla-
nejamento sobre quais trechos do estróbilo devem 
ser cortados. Desta forma teremos os melhores tre-
chos de proglótides imaturas, maduras e grávidas, 
além, é claro, do escólece. 
Esta é a hora para prepararmos escóleces com 
rostelos armados com ganchos. Para esta técnica 
devemos utilizar aqueles escóleces que ficaram des-
membrados dos estróbilos. Para estudo da morfo-
logia dos ganchos os escóleces deverão ser cortados 
com gilete, deixando-se uma quantidade mínima 
de tecido ao redor dos ganchos e colocados sobre 
uma gota do meio de montagem de Faure (Fórmula 
14). Este meio de montagem foi proposto pelo Dr 
Giovani Faure, e embora utilizado para montagens 
temporárias, seca na temperatura ambiente, de 
modo a deixar a preparação definitiva (Fig. 12).
Como Fixar Acantocéfalos 
Os acantocéfalos que também têm tegumen-
to serão fixados como os trematódeos digenéticos 
grandes, isto é, entre lâminas amarradas. Estes hel-
mintos devem ficar mais tempo sob compressão 
no fixador, pois são organismos pseudocelomados 
e têm uma cavidade preenchida por f luído. Caso 
sejam retirados da compressão antes do tempo ade-
quado, o corpo voltará à sua espessura inicial. Deve-
mos fazer alguns (poucos) orifícios bem pequenos 
nos acantocéfalos, usando agulhas para acupuntu-
ra ou micro-alfinetes entomológicos. Estes orifícios 
devem ser feitos nas regiões anterior e/ou mediana 
do corpo, próximo às margens, para não danificar 
estruturas internas importantes na determinação 
taxonômica.
Normalmente, os acantocéfalos se posicio-
nam sobre um dos lados do corpo, isto possibilita a 
identificação dos lados dorsal e ventral. Espécimes 
com a probóscide parcialmente evertida podem ser 
usados para a preparação de um, ou mais, cortes 
transversais da probóscide, os quais serão úteis no 
estudo da oncotaxia, além de permitir a contagem 
inequívoca do número de fileiras longitudinais de 
ganchos. 
Como Fixar Nematóides
Os nematóides são os únicos helmintos que 
deverão ser fixados a quente. A fixação a quente 
será efetiva se os nematóides estiverem vivos. Os 
helmintos que foram recém coletados, depois de 
limpos em solução de limpeza (Fórmula 1) deve-
rão ser transferidos para uma placa de petri funda 
contendo muito pouco líquido. A seguir o fixador 
(A.F.A.) quente (65ºC) será derramado rapidamen-
te sobre os nematóides. As Figs 13 e 14 mostram 
a ação da fixação a quente.Os helmintos não se 
enrolam podendo assim ser medidos e desenhados 
com mais facilidade. Como os nematóides abaixo 
são representantes da superfamília Ascaridoidea, 
pode-se notar que a porção posterior do corpo dos 
machos continua curvada ventralmente, em sua 
posição característica. 
Somente no caso dos nematóides pode-se 
adicionar 5% ou 10% de glicerina pura ao etanol 
70ºGL, onde os helmintos serão conservados. A 
glicerina deixará os helmintos mais maleáveis, 
Figura 12. Escólece de Microsomacanthus hopkinsi (schiller, 
1951) parasito de marrecão, Netta peposaca, do Rio Grande do 
Sul, montado em Faure e fotografado com contraste de fase. 
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento14
J. F. R. Amato & S. B. Amato
terísticas próprias que se ref letem em diferentes 
graus de cromofilia (maior ou menor capacidade 
de absorver corantes) e ficará corado com uma in-
tensidade própria que permitirá o seu reconheci-
mento.
Existem dois métodos básicos para a colora-
ção de tecidos. O primeiro método, chamado de 
processo progressivo, utiliza os corantes na forma 
extremamente diluída. O corante é deixado em 
contato com os espécimes por um longo perío-
do de tempo (dias). Assim, cada tecido/órgão vai 
absorvendo o corante de forma mais, ou menos, 
intensa. Os tecidos/órgãos menos cromófilos fica-
rão menos corados do que os mais cromófilos. Há 
corantes que têm mais afinidade nuclear (hemato-
loxilinas) e corantes que têm mais afinidade cito-
plasmática (carmins). O segundo método é chama-
do de processo regressivo porque utiliza corantes 
pouco diluídos e por tempo determinado pressu-
pondo que todos os tecidos/órgãos ficarão com 
excesso de corante. Com auxílio de uma solução 
diferenciadora (Fórmula 9), o excesso de corante 
será removido de acordo com a cromofilia do te-
cido/órgão. Em nosso laboratório sempre usamos 
o processo regressivo, tanto para as hematoxilinas 
como para os carmins. 
Cada corante será formulado estritamente de 
acordo com a proposição de seu autor, ou como 
está listado em obras especializadas no processa-
mento técnico de tecidos animais. Seguimos, ba-
sicamente, os preceitos de Gretchen L. Humason 
(Humason, 1979) ou de manuais de laboratório, 
por exemplo, Cable (1969). Alguns corantes se 
apresentam com formulação aquosa, enquanto 
outros, se apresentam com formulação alcoólica. 
Isto vai determinar o número de etapas a serem 
seguidas em cada sequência. Se o corante possui 
uma formulação aquosa é preciso hidratar, lenta-
facilitando a sua manipulação. Grandes nematói-
des conservados em etanol glicerinado poderão 
ser dissecados, e os órgãos internos, normalmen-
te enovelados, poderão ser estendidos para fora 
do corpo sem fragmentar-se. Durette-Desset 
(1984), no entanto, chama atenção que a gliceri-
na não deve ser utilizada em helmintos que serão 
processados para estudos histológicos e citológi-
cos. 
Resumo
01) Nematóides vivos – transferir para placa de 
petri funda, com muito pouco líquido.
02) Fixador A.F.A. já deve estar aquecido a 
65ºC. 
03) Derramar o fixador rapidamente, em grande 
volume, sobre os helmintos vivos.
04) Deixar 48h no fixador. 
05) Transferir para o líquido conservador – etanol 
70ºGL, etanol com 5% ou 10% de glicerina.
Como Corar e/ou Clarificar os Helmintos
Como Corar Platielmintos e Acantocéfalos
A coloração dos helmintos tem por objetivo 
auxiliar na identificação dos vários órgãos. Isto é 
necessário para que o taxonomista reconheça aque-
les órgãos não esclerotinizados que são caracteres 
taxonômicos e que serão utilizados na determina-
ção dos táxons superiores bem como dos gêneros e 
espécies. Na grande maioria dos casos, apenas um 
corante será utilizado, mas pode haver a necessida-
de de utilizarmos dois ou três corantes, separados e 
em sequência, ou combinados em uma mesma for-
mulação.
A coloração padrão que usamos na helminto-
logia, principalmente em preparações in toto, está 
baseada na idéia de que cada tecido tem carac-
Figura 13. Fêmeas selecionadas. Figura 14. Machos, mostrando que o método é efetivo para a maioria dos espécimes.
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 15
J. F. R. Amato & S. B. Amato
mente, os helmintos que serão corados até a água 
destilada (hematoxilina de Delafield), porém, se 
o corante possui uma formulação alcoólica (car-
mins), já podemos iniciar a sequência pelo etanol 
70ºGL, que é o líquido conservador onde os espé-
cimes já se encontram.
O processo de coloração exige a passagem 
dos espécimes por recipientes (placas de petri de 
2 cm de altura e 6 cm de diâmetro) ou recipientes 
especiais chamados de ‘stender dishes’ colocados 
sobre papel toalha em uma bandeja rasa. A pas-
sagem de muitos espécimes ao mesmo tempo se-
ria tediosa e provocaria um problema de tempos 
variáveis na mesma etapa 
para os espécimes que fazem 
parte do grupo que está sen-
do corado. Assim, em nosso 
laboratório criamos as penei-
ras de coloração, pequenas 
peneiras feitas com anéis de 
redução em PVC com 3cm 
de diâmetro (Fig. 5) e tela 
de musseline de náilon, cola-
da ao anel com cola especial 
para PVC. Com elas, vários, 
ou mesmo muitos espécimes 
passarão juntos pelas dife-
rentes etapas, simplesmente 
pela transferência da peneira 
com o auxílio de uma pinça. 
Sempre devemos ter o cuida-
do para não permitir que o 
líquido dentro da peneira es-
corra completamente, ou que 
algum espécime f lutue quan-
do da sua entrada na solução 
seguinte. Caso isto aconteça 
deve-se empurrar, com um 
pincel ou agulha histológica, 
o espécime para baixo até que o mesmo fique com-
pletamente submerso. Não devemos permitir que 
os espécimes entrem em contato com o ar, evitan-
do que o ar penetre pelos orifícios naturais. 
 Os tempos de permanência em cada etapa do 
processo, indicados nas Tabelas 1 e 2, são relativos 
e dependem do tamanho do espécime. Quinze mi-
nutos seria o tempo padrão, mas deve ser aumen-
tado em caso de espécimes maiores. A seguir apre-
sentamos os dois tipos de sequência, tipicamente a 
sequência aquosa para as hematoxilinas e a sequên-
cia alcoólica para os carmins.
Como o corante hematoxilina de Delafield foi 
formulado em solução aquosa, iniciamos a HIDRA-
TAÇÃO pela série decrescente de álcoois (etanol) 
que inicia na mesma graduação onde os espécimes 
já se encontram conservados no estoque. O tempo 
de 15 min é apenas para referência. Dependendo do 
tamanho dos espécimes, o tempo de 15 min pode-
rá ser aumentado. A água destilada é o diluente do 
corante hematoxilina. É importante que seja água 
destilada, pois a água de torneira, em algumas cida-
des, está carregada de tantas substâncias químicas 
básicas que poderá oxidar a hematoxilina antes do 
momento certo. 
A ação do corante que usaremos no item 5 da 
bateria de coloração poderá variar de acordo com 
o estado de maturação da solução estoque (tempo 
decorrido desde a sua preparação até o uso; deven-
Tabela 1
Sequência para coloração de helmintos pelas hematoxilinas
PROCESSO REGRESSIVO
1. Etanol 70ºGL 15 min
2. Etanol 50ºGL 15 min HIDRATAÇÃO
3. Etanol 30ºGL 15 min
4. Água destilada Lavagem rápida
5. Hematoxilina de Delafield Tempo variável COLORAÇÃO
6. Água destilada Lavagem rápida
7. Água de torneira/amoniacal 15 min OXIDAÇÃO
8. Etanol 30ºGL 15 min DESIDRATAÇÃO
9. Etanol 50ºGL 15 min
10. Etanol 70ºGL, Clorídrico 0,5% Tempo variável DIFERENCIAÇÃO
11. Etanol 70ºGL 15 min
12. Etanol 80ºGL 15 min
13. Etanol 90ºGL 15 min DESIDRATAÇÃO
14. Etanol Absoluto I 15 min
15. Etanol Absoluto II 15 min
16. Óleo de cedro/creosoto de faia Tempo variável CLARIFICAÇÃO
Figura 21. Bateria para coloração pelas hematoxilinas.
Bateria para coloração de helmintos
pelas hematoxilinas
PROCESSO REGRESSIVO 
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento16
J. F. R. Amato & S. B. Amato
do maturar por, pelo menos, seis semanas) e com a 
diluição utilizada. O corante deve ser filtrado em 
papel filtro antesdo uso. A diluição da solução es-
toque deverá ser feita com água destilada. A adição 
de água destilada ao corante estoque deve ser feita 
na placa de coloração e, aos poucos, a quantidade 
de água será aquela que permitirá a visualização 
de um texto de jornal com letras grandes colocado 
sob a placa com o corante. É sempre recomendável 
testar a diluição e o tempo de coloração corando 
um espécime antes de proceder a coloração de um 
grupo maior de espécimes. A qualidade do resulta-
do poderá variar com a espécie de helminto, com o 
tempo decorrido desde a sua coleta e fixação, com 
o fixador utilizado e com o grau de remoção do fi-
xador através das lavagens em etanol. Os melhores 
resultados são obtidos com espécimes que não te-
nham sido armazenados por muito tempo.
Encerrado o tempo de coloração, passamos 
os espécimes por água destilada, para assegurar a 
remoção de eventuais depósitos de 
corantes sobre sua superfície. Com 
os espécimes livres de detritos ini-
ciamos a etapa de OXIDAÇÃO da 
hematoxilina colocando os espéci-
mes em água com pH básico, por 15 
minutos. Dependendo da qualidade 
de tratamento da água que chega à 
torneira do laboratório, a oxidação 
pode ser feita com esta água, em 
caso contrário devemos usar água 
amoniacal (Fórmula 2). A oxida-
ção fará com que a hematoxilina de 
cor arroxada fique azulada (Figs 18 
e 19). Desta forma teremos tecidos/
órgãos com diferentes intensidades 
de coloração devido ao diferente 
grau de cromofilia e com diferentes tonalidades en-
tre roxo e azul. 
Após a oxidação, iniciamos a DESIDRATA-
ÇÃO dos espécimes. Na passagem pelo etanol-
clorídrico (Fórmula 9) que é a solução diferen-
ciadora, veremos a remoção do excesso de corante 
adquirido pelos tecidos. Esta etapa deve ser acom-
panhada ao estereomicroscópio. Para facilitar a 
observação, os espécimes devem ser retirados das 
peneiras de coloração, sendo deixados no fundo 
da placa de petri com etanol-clorídrico. Quando 
estamos processando vários espécimes na mesma 
peneira de coloração, é preciso lembrar que, como 
eles podem ter diferentes graus de compressão, o 
tempo de diferenciação poderá variar dentro do 
mesmo grupo. Por isto o tempo nesta etapa é va-
riável.
A peneira de coloração que trouxe os espé-
cimes até a etapa da DIFERENCIAÇÃO já deve 
estar esperando dentro da placa de petri seguinte 
que contém etanol 70ºGL. Quando todos os es-
pécimes estiverem corretamente diferenciados, 
continuamos a etapa da desidratação, que vai ser 
concluída com o etanol absoluto II. Como decidir 
sobre o ponto certo da diferenciação? Esta dúvida 
sempre confunde os principiantes. Algumas vezes, 
devido ao tamanho dos espécimes ou também de-
vido à maior ou menor compressão, pode-se ver se 
a maior parte do corante já foi removida do parên-
quima (trematódeos e cestóides). O parênquima é 
o tecido menos cromófilo do corpo dos platielmin-
tos. O correto é transferir cada espécime com um 
pincel, um pouco antes do ponto certo, pois com a 
contaminação do líquido seguinte (etanol 70ºGL) 
a diferenciação sempre continua por mais um pou-
co de tempo.
Em determinadas ocasiões, caso seja neces-
sário interromper o processo de coloração, não 
Tabela 2
Sequência para coloração de helmintos pelos carmins
PROCESSO REGRESSIVO
1. Etanol 70ºGL 15 min 
2. Carmim Tempo variável COLORAÇÃO
3. Etanol 70ºGL Lavagem rápida
4. Etanol 70ºGL, Clorídrico 0,5% Tempo variável DIFERENCIAÇÃO
5. Etanol 70ºGL 15 min
6. Etanol 80ºGL 15 min
7. Etanol 90ºGL 15 min DESIDRATAÇÃO
8. Etanol Absoluto 1 15 min
9. Etanol Absoluto 2 15 min
10. Óleo de cedro/creosoto de faia Tempo variável CLARIFICAÇÃO
Figura 22. Bateria para coloração pelos carmins.
Bateria para coloração de helmintos
pelos carmins
PROCESSO REGRESSIVO
Qualquer coloração pressupõe a COMPRESSÃO 
dos helmintos.
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 17
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Figura 15. Eurytrema coelomaticum (Giard & Billet, 1892), parasito dos ductos pancreáticos de bovinos, corado pelo carmin alcoó-
lico de Langeron, como exemplo de coloração e diferenciação corretas para os carmins. Figuras 16 - 20. Digenéticos corados pela he-
matoxilina de Delafield, mostrando diferentes aspectos de coloração e da diferenciação. Figura 16. Conspiccum conspicuum (Farias, 
1912), parasito da vesícula biliar do sabiá-laranjeira, Turdus rufiventris Vieillot, 1818, corado pela hematoxilina, mas com menor oxi-
dação. Figura 17. Prosthogonimus ovatus (rudolphi, 1803), parasito do biguá, Phalacrocorax brasilianus do Lago Guaíba, exemplo 
de coloração e diferenciação corretos. Figuras 18 e 19. Stomylotrema vicarium Braun, 1901, parasitos da cloaca de anú-branco, Guira 
guira e anú-preto, Crotophaga ani, mostrando a ação menor ou maior da água amoniacal oxidando a hematoxilina de Delafield, assim 
como a correta diferenciação pelo etanol 70ºGL-clorídrico a 0,5%. Figura 20. Ribeiroia ondatrae (price, 1931), parasito de biguá do 
Lago Guaíba, onde aparecem os ovos com ar (pretos).
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento18
J. F. R. Amato & S. B. Amato
que a primeira etapa de desidratação não existe, 
pois os carmins são sempre de formulação alcoóli-
ca. A advertência de que os espécimes a ser corados 
devem passar pelo etanol 70ºGL deve ser sempre 
considerada, sobretudo na possibilidade de que 
algumas vezes é necessário que a fixação seja feita 
em formalina 10% fosfato tamponada. Todas as de-
mais etapas são as mesmas utilizadas na sequência 
(Tabela I) e na bateria de coloração das hematoxi-
linas (Fig. 21).
Como Clarificar Nematóides
Processo para clarificação de nematóides. 
Montagens temporárias em glicerina/gelatina de 
glicerina. 
Os nematóides quase nunca são corados para 
a realização de estudos taxonômicos, pois os carac-
teres utilizados pelos autores das chaves artificiais 
são, normalmente, caracteres esclerotinizados. Di-
ferente da maneira que usamos para a determina-
ção de um trematódeo digenético, um cestóide, ou 
mesmo um acantocéfalo, não precisaremos corar 
gônadas, por isso basta clarificar o corpo do hel-
minto.
Existem dois métodos para clarificar nema-
tóides, utilizados pela maioria dos helmintolo-
gistas que estudam este grupo de helmintos. No 
primeiro faz-se uma montagem temporária, como 
proposto por Anderson (1958), usado tanto 
para nematóides inteiros como para cortes ‘en 
face’ da extremidade oral. Esta técnica é muito 
importante na identificação da forma da abertu-
ra oral, lábios, papilas de vários tipos (cefálicas, 
labiais e sublabiais) e abertura dos anfídios. Após 
o corte transversal com uma gilete nova do tipo 
(‘single-edge-razor-blade’), comum no comércio 
dos Estados Unidos, obtém-se uma ‘tampa’ que 
deve ser mais larga do que alta, para que possa 
ficar apoiada sobre a superfície cortada. Este cor-
te da extremidade apical do nematóide é feito 
depois que os espécimens destinados a este fim 
foram levados lentamente do etanol 70ºGL até 
a glicerina pura com a adição gradativa de gotas 
de glicerina ao etanol 70ºGL onde os nematóides 
estão. Pode-se também agilizar a evaporação do 
etanol deixando a placa de petri ficar sem tampa 
em local livre de poeira e de formigas (as formigas 
são atraídas pela glicerina). 
No momento do corte transversal, que re-
sultará na extremidade anterior, já devemos ter 
preparado uma lâmina para microscopia conten-
do uma gota de gelatina de glicerina (Fórmula 
13) dentro de uma placa de petri que foi deixada 
no congelador para endurecimento da gelatina. 
Aquece-se em placa quente, uma ou mais lamínu-
devemos parar no etanol 70ºGL logo depois da 
etapa da diferenciação, pois aquele recipiente 
ainda conterá líquido diferenciador carreado 
com a peneira, e por isto, a diferenciação passa-
rá do ponto certo. Só devemos parar no etanol 
90ºGL ou nos recipientes com etanol absoluto I 
e II. 
Os recipientes destinados ao etanol absolu-
to devem ser deixados vazios até o momento em 
que formospassar os espécimes do etanol 90ºGL 
para o etanol absoluto I. Este cuidado é impor-
tante para evitar qualquer possibilidade de hi-
dratação, pois a etapa seguinte, a CLARIFICA-
ÇÃO exige que os espécimes estejam completa-
mente desidratados. Classicamente a clarificação 
é feita com creosoto de faia, salicilato de metila, 
ou óleo de cravo. As duas primeiras substâncias, 
além de tóxicas, são bastante caras. Uma alter-
nativa que temos usado em nosso laboratório é o 
óleo de cedro de alta qualidade (usado para mi-
croscopia). A qualidade do óleo de cedro é muito 
importante, ele precisa ser incolor e transparen-
te. Não use óleo de cor amarelada. Importante, 
o óleo de cedro só tem apresentado bons resulta-
dos em trematódeos dignéticos e cestóides, com 
os acantocéfalos recomendamos o uso de creoso-
to de faia. Quando existe dúvida sobre a utili-
zação do óleo de cedro pode-se voltar ao uso do 
creosoto de faia, o qual pode custar mais de R$ 
1.000,00 por 500ml. 
Os espécimes que estiveram dentro da penei-
ra de coloração até o etanol absoluto II devem ser 
retirados da mesma, sem deixarem de estar sempre 
mergulhados em etanol. Um simples movimen-
to inclinando a peneira dentro da placa de petri 
facilitará a retirada dos espécimes, se eles forem 
muito pequenos podem ser pipetados, ou também 
podemos usar um pincel delicado para colocá-los 
no fundo da placa de petri. A clarificação (ou dia-
fanização) será feita em mini-placa de petri (Fig. 
6) contendo a substância diafanizadora (creosoto 
ou óleo de cedro). O diâmetro da mini-placa de 
petri deve ser proporcional à quantidade de espé-
cimes que serão clarificados. Com os espécimes 
no fundo do recipiente contendo etanol absoluto 
II, passamos um-por-um, com o auxílio de pincel, 
para a mini-placa de petri contendo a substância 
diafanizadora. 
Com os espécimes submersos na substância 
diafanizadora, adiciona-se gotas de bálsamo do Ca-
nadá ultra fino, até que eles estejam basicamente 
banhados em bálsamo, para então montá-los entre 
lâmina e lamínula.
A sequência (Tabela II) e o diagrama da bate-
ria de coloração pelos carmins (Fig. 22), mostram 
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 19
J. F. R. Amato & S. B. Amato
las bem limpas e do tamanho correto para a gota 
de gelatina. Com o corte da extremidade anterior 
pronto, deixado em minúscula gota de glicerina, 
faz-se um orifício no centro da gota que chegue 
ao vidro da lâmina, e, rapidamente, transfere-
se a extremidade apical para dentro do orifício. 
Depois de ter certeza de que a extremidade api-
cal, realmente, está com a parte superior voltada 
para cima, colocamos a lamínula aquecida sobre a 
gota. Na montagem certa, a gelatina de glicerina 
derretida não vazará além dos limites da lamínu-
la, o que permitirá a lutagem, prolongando a du-
ração da preparação. A lutagem poderá ser feita 
com esmalte incolor para unhas.
 
Resumo
01) Transferir do etanol 70ºGL para etanol com 
10% e 50% de glicerina.
02) Lentamente, adicionar glicerina pura, até que 
os nematóides fiquem apenas em glicerina. 
03) Montar em gelatina de glicerina e lutar com 
esmalte incolor para unhas. 
Processo para Clarificação de Nematóides. 
Montagens Definitivas em Bálsamo do
Canadá. 
 O segundo método de clarificação de 
nematóides usa lactofenol de Amann (Fórmula 
3) como meio diafanizador e deve ser utilizado 
quando se pretende produzir montagens defi-
nitivas para depósito em coleções de referência, 
onde o meio de montagem será o bálsamo do 
Canadá. O lactofenol, por ter uma formulação 
aquosa, permite que os nematóides sejam trans-
feridos diretamente da solução conservadora, i. 
e., o etanol 70ºGL. Clarifica muito rapidamente 
os nematóides de pequeno e médio porte. Estes 
nematóides depois de estudados em lactofenol 
podem retornar ao etanol para conservação, ou 
seguir, através do creosoto de faia, para o bálsa-
mo do Canadá.
A cutícula, que é parte da parede do corpo dos 
nematóides pode, em alguns casos, i.e. nematóides 
de porte médio e grande, ser um problema, difi-
cultando a penetração do meio de montagem. Já 
ao receber o creosoto de faia deve-se ter o cuidado 
para que a manipulação dos helmintos não permita 
a entrada de ar pelos orifícios naturais (boca, poro 
excretor, vulva ou pela cloaca nos machos). Se o ar 
penetrar no espécime será muito difícil removê-lo, 
mesmo que se utilize um pincel e pressão sobre a 
bolha de ar em direção ao exterior. Pode-se ter cer-
teza de que o ar penetrou no espécime pela presen-
ça de área escura resultante da expansão da bolha 
de ar inicial. 
Para nematóides de pequeno porte costuma-
mos utilizar mini-placas de petri. Primeiro coloca-
mos uma pequena quantidade de creosoto e com 
um pincel delicado transferimos todos os nematói-
des do lactofenol para o creosoto. A permanência 
no creosoto é muito importante, pois prepara os 
nematóides para receber bálsamo ultra-fino. Como 
o lactofenol tem água em sua composição, é aconse-
lhável que os espécimes sempre passem pelo creoso-
to, que além de diafanizador também completará a 
desidratação, por ventura necessária.
A seguir, com os nematóides já na mini-placa 
de petri (poucos espécimes) ou em placas de petri 
de 6 cm diâmetro, inicia-se a adição de bálsamo do 
Canadá ultra-fino - poucas gotas todos os dias. A 
diluição do bálsamo do Canadá é efetuada com a 
adição de xileno de altíssima qualidade. Xileno de 
baixa qualidade pode conter água, o que é inacei-
tável, pois produzirá gotículas esbranquiçadas no 
bálsamo. Quanto mais fino o bálsamo melhor. O 
processo levará alguns dias. Caso se observe um co-
lapsamento da parede do corpo de algum dos nema-
tóides, suspende-se a adição do bálsamo. Raramente 
a parede do corpo que colapsou retornará à posição 
original. Por isso é sempre aconselhável que se faça 
este procedimento de forma muito gradual. Os ne-
matóides, depois que estiverem imersos em bálsamo 
puro, podem ser montados neste próprio bálsamo. 
Eventual evaporação, com recessão do bálsamo sob 
a lamínula, pode ser corrigida adicionando-se bálsa-
mo por um dos lados, com uma pipeta de Pasteur.
Os nematóides de porte grande, que não cla-
rificam com o lactofenol, devem ser passados para 
uma placa de petri com solução de fenol a 1% (Fór-
mula 4), e caso seja necessário devem ser passados 
para uma solução de fenol a 10% (Fórmula 5). De-
pois de clarificados seguem o caminho normal até 
o bálsamo do Canadá.
Resumo
01) Remover a glicerina com etanol 70ºGL.
02) Transferir para lactofenol de Amann.
03) Transferir para creosoto de faia.
04) Deixar os nematóides em uma quantidade 
mínima de creosoto e adicionar, lentamente, 
bálsamo do Canadá, ultra-fino.
05) Montar no próprio meio onde os nematóides 
estão.
Como Preparar os Espécimes para
Depósito em Coleções de Referência
Montagens dos Helmintos
O passo final é a MONTAGEM. É nosso 
costume cortar lamínulas com o tamanho pro-
Ornitologia e Conservação: Ciência Aplicada, Técnicas de Pesquisa e Levantamento20
J. F. R. Amato & S. B. Amato
porcional ao espécime que está sendo montado, 
utilizando um lápis de diamante ou um mar-
cador de azulejos que pode ser adquirido em 
casas de ferragens. Espécimes pequenos serão 
montados sob lamínulas pequenas, sempre com 
a superfície ventral voltada para cima e a região 
anterior do corpo voltada para baixo. Assim, ao 
ser colocado ao microscópio, instrumento que 
inverte a imagem dos objetos observados, o es-
pécime já estará na posição correta para estu-
do. 
A numeração coletiva, contada ( JFA-2165
-1-1-17) ou não ( JFA-2165-1-1-n) na etapa da 
coleta, agora será individualizada. Cada espéci-
me montado receberá um número próprio que 
fará parte da etiqueta, por exemplo: JFA-2165-
1-1. Este número deverá ser escrito com lápis de 
diamante, ou tinta à prova d´água, no bordo la-
teral direito. Em cada infrapopulação sempre é 
possível organizar os espécimes de acordo com o 
tamanho e qualidade. O melhor espécime sem-
pre receberá o número 1. Na maioriadas vezes, 
quando a espécie é nova para a Ciência, este es-
pécime será escolhido como HOLÓTIPO. No 
caso de espécies dióicas, o melhor macho será o 
HOLÓTIPO e a melhor fêmea será o ALÓTI-
PO.
Com todos os espécimes numerados de acor-
do com sua qualidade (do melhor ao pior, do 
maior ao menor) podemos escrever, temporaria-
mente, na lâmina os detalhes mais importantes, 
tais como: ‘ótimo’, ‘bom’, ‘macho’, ‘fêmea’, ‘cirro’, 
‘ar nos ovos’, ‘bolsa do cirro’, ‘espículos’, ‘guberná-
culo’, etc... O número individual de cada espécime 
deve ser incluído em planilha, produzindo-se as-
sim uma lista que deverá ser guardada em arquivo 
especial e também na caixa onde as lâminas serão 
armazenadas. 
A lista é importante, 
pois as lâminas deverão ser 
limpas com etanol absoluto 
(não usar xileno, e muito 
menos etanol que não seja 
absoluto) para o depósito 
em coleções de referência, o 
que apagará as observações 
que foram feitas ao longo de 
seu estudo. Quando os es-
pécimes (holótipos e alóti-
pos, parátipos, ou espécimes 
representativos – ‘voucher 
specimens’) receberem nú-
mero da coleção de referên-
cia, devemos anotar na lista 
o nome da instituição onde 
foram depositados e colocar um cartão com o ta-
manho de uma lâmina para microscopia (24mm 
por 76mm) no lugar que ficou vago. No cartão 
deve-se escrever os dados do espécime que está 
em cada lâmina. Todos os espécimes que não me-
receram ser montados individualmente, deverão 
ser reunidos na última lâmina. 
Durante o processo de montagem as lâminas 
devem ser colocadas em bandejas especiais para 
lâminas, onde deverão permanecer em posição 
horizontal até que o bálsamo esteja completamen-
te endurecido. Somente enviar para depósito lâ-
minas que estejam com o bálsamo completamente 
endurecido. 
Etiquetas
Normas para confecção de etiquetas para lâminas
Para textos já digitados em Word ®
01) Usar o formulário padrão com as linhas-guia 
apropriado para o modelo de etiqueta que 
será utilizado.
02) Digitar o texto em Word® (doc).
03) Abrir o arquivo de etiquetas (doc).
04) Abrir o arquivo do Corel Draw® (cdr).
05) Copiar (Ctrl+C) o texto de cada etiqueta.
06) Abrir uma caixa de texto em parágrafo (De-
fault Paragraph Text) no Corel Draw® (Bar-
ra de ferramentas – A) e colar o texto (Ctrl 
+ V).
07) Marcar a lâmina que contém o HOLÓTI-
PO, com um asterisco bem visível ou um 
dos cantos da etiqueta com uma linha dia-
gonal.
(Somente usar impressora a laser.)
Figura 23. Modelo de etiqueta para ser colada no lado esquerdo da lâmina permanente. O 
lado direito deverá ser deixado livre para receber a etiqueta da coleção de referência.
 
JFA-2165-1-1 
Echinuria uncinata 
Netta peposaca 
Proventrículo 
Santa Vitória do Palmar, 
RS, Brazil 
FA-2165-1-1 
Echinuria uncinata 
Netta peposaca 
Proventrículo 
Santa Vitória do Palmar, 
RS, Brazil 
FA-2165-1-1
Echinuria uncinata
Netta peposaca
Proventrículo
Santa Vitória do Palmar,
RS, Brazil
12 July 2004
Silveira et al./ col./det.
HOLOTYPE
JFA-2165-1-1 
Echinuria uncinata
Netta peposaca
Proventrículo
Santa Vitória do Palmar,
RS, Brazil
12 July 2004
Silveira et al./ col./det.
HOLOTYPE
 
 
Técnicas gerais para coleta e preparação de helmintos endoparasitos de aves 21
J. F. R. Amato & S. B. Amato
Fórmulas
Fórmula 1
Solução para limpeza de helmintos
(Hanelt & Janovy, Jr, 1999)
Água sanitária........................................... 1 ml
Água filtrada............................................. 249 ml
Figura 24. Formulário com três colunas de etiquetas para imprimir o texto de duas etiquetas por coluna.
JFA 2115-6-1
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-2
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-3
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-4
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-5
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-6
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-7
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-8
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-9
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-10
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-11
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-12
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-13
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-14
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 2115-6-15
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-6
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-1
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-2
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-3
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-4
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-5
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Female
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-12
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-7
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-8
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba, RS, Brazil
20 August 2003
Monteiro et al. Col./det.
Male
Delafield’s Hematoxylin
Paratype
JFA 1284-5-9
Andracantha tandemtesticulata
Phalacrocorax brasilianus
Lago Guaíba
Guaíba,