TCC I - Mariana Alves de Souza

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CENTRO FEDERAL DE EDUCAÇÃO TECNOLÓGICA DE MINAS GERAIS 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA DE MATERIAIS 
CURSO DE ENGENHARIA DE MATERIAIS 
 
 
 
 
MARIANA ALVES DE SOUZA 
 
 
 
 
SCAFFOLDS DE ACETATO DE CELULOSE CONTENDO VIDRO BIOATIVO 
PARA POTENCIAL APLICAÇÃO EM ENGENHARIA DE TECIDOS 
 
 
 
 
 
 
 
BELO HORIZONTE 
2019 
 
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MARIANA ALVES DE SOUZA 
 
 
 
SCAFFOLDS DE ACETATO DE CELULOSE CONTENDO VIDRO BIOATIVO 
PARA POTENCIAL APLICAÇÃO EM ENGENHARIA DE TECIDOS 
 
 
Trabalho de conclusão de curso apresentado na 
disciplina TCC I, de Engenharia de Materiais, no 
Centro Federal de Educação Tecnológica de Minas 
Gerais como requisito parcial para obtenção do 
título de bacharel em Engenharia de Materiais. 
 
 
 
Orientadora: Prof. Camila Silva Brey Gil 
Coorientador: Hermes de Souza Costa 
 
 
 
 
 
 
BELO HORIZONTE 
2019 
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SUMÁRIO 
 
1 Revisão Bibliográfica ...................................................................................................... 4 
1.1 Engenharia de Tecidos.... ............................................................................................. 4 
1.2 Scaffolds ....................................................................................................................... 6 
1.2.1 Scaffolds para Engenharia de Tecidos ....................................................................... 6 
1.2.2 Tecidos descelularizados ........................................................................................... 6 
1.2.3 Hidrogéis.................................................................................................................... 7 
1.2.4 Nanofibras poliméricas ............................................................................................... 8 
1.2.4.1 Nanofibras de Acetato de Celulose ......................................................................... 9 
1.3 A Técnica de Eletrofiação ............................................................................................ 11 
1.3.1 Parâmetros da solução ............................................................................................. 12 
1.3.2 Parâmetros do processo ........................................................................................... 12 
1.3.3 Parâmetros ambientais ............................................................................................ .13 
1.4 Vidro Bioativo .............................................................................................................. .13 
1.4.1 Método Sol-Gel ........................................................................................................ .15 
2 Metodologia ................................................................................................................... ..17 
2.1 Materiais ..................................................................................................................... ..17 
2.2 Métodos ...................................................................................................................... ..17 
2.2.1 Preparo das nanofibras de acetato de celulose... ..................................................... ..17 
2.2.2 Preparo das esferas de vidro Bioativo ...................................................................... ..18 
2.2.3 Preparo das nanofibras de acetato de celulose contendo esferas de vidro Bioativo. ..18 
2.3 Caracterização ........................................................................................................... ..19 
2.3.1 Caracterização das mantas de acetato de celulose..................................................19 
2.3.2 Caracterização das esferas de vidro bioativo ........................................................... ..20 
2.3.3 Ensaio de degradação ............................................................................................. ..20 
Referências ...................................................................................................................... ..22 
 
 
 
 
 
 
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1 Revisão Bibliográfica 
 
1.1 Engenharia de tecidos 
 
 A perda ou falha de um órgão ou tecido é um problema grave, frequente e de 
alto custo para a saúde pública, acometendo milhões de pacientes por ano em todo 
o mundo. Dados referentes aos pacientes atendidos pelo serviço de cirurgia plástica 
reconstrutiva do hospital João XXIII, em Belo Horizonte/MG, revelam que as lesões, 
que motivam a maioria dos atendimentos, são traumas nos membros inferiores 
envolvendo partes moles e/ou óssea e lesões complexas na face e couro cabeludo. 
Os acidentes de trânsito constituem a causa majoritária das internações, 
correspondendo a 44,85% dos casos (SOUZA et al., 2014). 
 Algumas formas comuns de tratamento para órgãos ou tecidos lesados são 
por meio de transplantes de órgãos de um indivíduo para outro, reconstrução 
cirúrgica, uso de dispositivos mecânicos e próteses. Apesar de estes métodos 
salvarem muitas vidas eles apresentam alguns inconvenientes, tais como, 
incompatibilidade entre doador e paciente, filas de espera, e o fato de dispositivos 
mecânicos e próteses não serem capazes de reunir todas as funções de um órgão 
(LANGER; VACANTI, 1993). 
Para superarar esses problemas, a engenharia de tecidos surge como um 
campo emergente, interdisciplinar que aplica ferramentas das ciências biomédicas e 
de engenharia para auxiliar na formação ou regeneração de um tecido, com intuito 
de restaurar, manter ou melhorar a função do mesmo (RATNER et al., 2004). 
 Uma abordagem típica da engenharia de tecidos é o cultivo de células 
diferenciadas ou indiferenciadas em um scaffold biorreabsorvível e, em seguida, sua 
maturação in vitro em um biorreator. O ambiente do biorreator proporcionará 
condições favoráveis ao crescimento, proliferação e diferenciação dessas células, 
provendo nutrientes e fatores de crescimento. Durante a maturação, as células 
proliferam e sintetizam matriz extracelular para formar um “novo” tecido. Em um 
segundo momento, o material é implantado no organismo, onde ocorre remodelação 
in vivo, promovendo recuperação de estrutura e função normais do tecido / órgão 
(RATNER et al., 2004). 
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 Um Desafio chave na engenharia de tecidos é entender quantitativamente 
como as células respondem a sinais moleculares e integram estímulos múltiplos 
para gerar uma dada resposta, bem como, controlar interações entre células e 
biomateriais para que a resposta celular seja específica, ou seja, com o 
receptor/ligante desejado (LANGER; VACANTI, 1993). 
 Os primeiros registros do uso de materiais para aplicações biomédicas datam 
de cerca de 2000 anos (A.C.), no Egito antigo, quando foi introduzido o uso de 
suturas e bandagens de linho e substitutos ósseos feitos de madeira. No entanto, os 
biomateriais começaram a ser mais estudados e desenvolvidos por volta da década 
de 1950. O objetivo da primeira geração de biomateriais era o desenvolvimento de 
materiais bioinertes, com mínima interação/reação com o organismo (RATNER et al., 
2004). 
 Nenhum material é completamente inerte em contato com o organismo 
porém, para os materiais considerados como bioinertes, a única resposta ao 
implante é a formação de uma cápsula fibrosa em seu entorno, como tentativa do 
organismo de isolar o corpo estranho. Exemplos de biomateriais bioinertes são a 
alumina, zircônia, aço inoxidável e polietileno de alta densidade (PEAD) que são 
utilizados em próteses de quadril (HENCH; JONES, 2005). 
 Considera-se que os biomateriais desenvolvidos a partir da década de 1980 
constituem a segunda geração de biomateriais. Nesta geração, foram introduzidos 
os conceitos de materiais biorreabsorvíveis e bioativos, que apresentam reação 
controlada com o ambiente fisiológico (RATNER et al., 2004). 
 Materiais biorreabsorvíveis são aqueles que se dissolvem, quando em contato 
com fluidoscorpóreos. Os produtos dessa dissolução podem ser excretados pelos 
rins. Os materiais biomédicos reabsorvíveis mais comuns são polímeros que se 
degradam pela cisão de suas cadeias principais como os ácidos poliglicólico (PGA) 
e polilático (PLLA) e seus copolímeros (HENCH; JONES, 2005). 
 Já os materiais bioativos estimulam uma resposta biológica do organismo, tal 
como a formação de ligação com o tecido. Existem duas classes de materiais 
bioativos: os osteocondutores e os osteoprodutores.Os osteocondutores ligam-se ao 
tecido duro (ósseo) e estimulam a o crescimento do osso ao longo da superfície do 
material bioativo, um exemplo de material osteocondutor é a hidroxiapatita sintética 
e cerâmicas de fosfato de cálcio. Materiais osteoprodutores estimulam o crescimento 
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de tecido ósseo mais afastado da interface osso/implante. Exemplos de materiais 
osteoprodutores são os vidros bioativos, os quais podem também se ligar a tecidos 
moles como gengiva e cartilagem (HENCH; JONES, 2005). 
 Já na terceira geração de biomateriais (anos 2000 até os dias atuais), começa 
a surgir o conceito de engenharia de tecidos, cujo objetivo é a regeneração funcional 
do tecido. Ocorrendo biointeratividade, integração entre tecido e implante e 
reabsorção do biomaterial até a completa substituição pelo tecido original. O que é 
permitido por meio do estímulo de resposta celular específica a nível molecular. 
Induzindo a proliferação, diferenciação, produção de matriz extracelular e a 
organização de células específicas do tecido desejado (RATNER et al., 2004). 
 
1.2 Scaffolds 
 
1.2.1 Scaffolds para engenharia de tecidos 
 
 Uma Vasta gama de materiais sintéticos e naturais têm sido usados para 
produzir sacaffolds 3D para atuar como uma matriz extracelular artificial. Scaffolds 
para reparar um tecido devem ser atóxicos, ter boa biocompatibilidade, serem 
biodegradáveis e capazes de interagir especificamente com o tipo de célula de 
interesse. Além disso, deve apresentar porosidade e interconectividade de poros 
adequada, bem como características mecânicas (resistência e tenacidade) similares 
as do tecido que será regenerado, visando mimetizar as condições do tecido natural 
(HENCH; JONES, 2005). 
 
1.2.2 Tecidos descelularizados 
 
 A técnica de descelularização de tecidos possibilita a fabricação de scaffolds 
de tecidos específicos, que mimetizam de maneira mais próxima os sinais físicos e 
químicos essenciais para a adesão celular, proliferação, migração, diferenciação e 
restauração de função. Matrizes descelularizadas consistem de uma estrutura de 
proteínas com a arquitetura da matriz extracelular preservada, contendo colágeno, 
glicosaminoglicanos, fibronectina e também proteínas sinalizadoras, que são 
responsáveis pela melhora da migração, diferenciação e proliferação celular (MILAN 
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et al., 2019) 
 Com o desenvolvimento da engenharia de tecidos e medicina regenerativa, os 
biomateriais baseados em matriz extracelular descelularizada já foram amplamente 
utilizados em reconstrução de tecidos e reabilitação e têm alcançando grande 
sucesso, devido a sua alta biocompatibilidade. Esses biomateriais podem ser 
utilizados para tratamento de queimaduras, estomatologia, oftalmologia, cirurgia de 
cabeça e pescoço, reconstrução mamária, reconstrução de bexiga urinária, válvulas 
cardíacas, vasos sanguíneos, entre outros (YAO et al., 2019). 
 Em estudo de Milan et. al (2019) foi desenvolvido um protocolo para 
fabricação de scaffolds de derme descelularizada, derivada de doadores humanos. 
Neste método, amostras de pele são subsequentemente processadas para remover 
a camada epidermal e componentes celulares, preservando a matriz de colágeno. 
Uma solução hipotônica contendo antibióticos é utilizada para lavar a camada 
epidermal, removendo-a. Após 24 horas de processamento a camada epidermal 
pode ser facilmente separada da camada de derme subjacente. Uma combinação de 
tratamentos físicos e químicos é utilizada para remover requícios de DNA e material 
celular. Por fim, a derme é lavada com solução PBS e esterilizada por meio de 
radiação gama para fabricação dos scaffolds. 
 
1.2.3 Hidrogéis 
 
 Por definição, os hidrogéis são materiais compostos de polímeros 
biodegradáveis que permitem a retenção de grandes quantidades de água sem 
dissolução do próprio polímero. Isso os torna muito semelhantes aos tecidos 
biológicos, que são permeáveis a pequenas moléculas e possuem baixa tensão 
interfacial (RATNER et al., 2004). Hidrogéis têm ganhado atenção como scaffold 
para engenharia de tecidos devido a sua estrutura similar a da matriz extracelular 
(ECM). Hidrogéis promovem microambientes 3D para o funcionamento, proliferação 
e sobrevivência celular (MOHAMMADINEJAD et al., 2019). 
 Algumas aplicações dos hidrogéis na engenharia de tecidos são como 
implantes para substituição de tecido cartilaginoso, tratamento de queimaduras e 
feridas de difícil cicatrização, discos para medula espinhal. Além disso, sua 
utilização para liberação controlada de fármacos é amplamente explorada, podendo 
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ser combinada com a função de scaffold (RIMMER, 2011). Os principais polímeros 
utilizados como hidrogéis são o poli(álcool vinílico) (PVA), poli(óxido de etileno) 
(PEO), poli(vinilpirrolidona) (PVP) poli(etileno glicol) (PEG) (VILLANOVA; ORÉFICE; 
CUNHA, 2010). 
As principais rotas de obtenção de hidrogéis são: 1) a reticulação de 
polímeros de alto peso molecular; 2) copolimerização com monômeros 
multifuncionais e 3) acoplamento dos grupos terminais de oligômeros (RIMMER, 
2011). 
 
1.2.4 Nanofibras poliméricas 
 
 A eletrofiação é uma técnica robusta e versátil para a produção de nanofibras 
e nanopartículas (por electrospraying). Dentre as várias aplicações das nanofibras 
eletrofiadas estão os scaffolds para regeneração tecidual, que apresentam 
características interessantes no âmbito da engenharia de tecidos, como sua 
estrutura tridimensional, elevada área superficial, diâmetro ultrafino e propriedades 
biorreabsorvíveis (de acordo com o a solução utilizada para eletrofiação (LI et al., 
2012). 
Nanofibras poliméricas são comumente utilizadas como scaffold no campo de 
curativos para feridas crônicas. Um exemplo dessa aplicação são nanofibras de 
PVA/gelatina com incorporação de Carica papaya obtidas por eletrofiação. Este 
scaffold mostrou excelente atividade antibacteriana contra as bactérias Gram-
positivas Staphylococcus aureus (S. aureus) e Gram-negativas Escherichia coli (E. 
coli). As nanofibras não apresentam citotoxicidade em relação a células 
fibroblásticas (NIH 3T3). Esses resultados comprovaram que o scaffold é promissor 
para aplicação em cicatrização de feridas (AHLAWAT; KUMAR; GOPINATH, 2019). 
Nanofibras, associadas à nanomateriais magnéticos, podem ser aplicadas na 
área de engenharia de tecidos, como terapia para perda óssea. Proliferação e 
diferenciação de células ósseas são moduladas por muitos fatores. Nanofibras, 
associadas à aplicação de um campo magnético externo de intensidade moderada, 
são capazes de estimular a proliferação e diferenciação de osteoblastos. Em estudo 
de CAI et al. (2015) nanofibras magnéticas para esta aplicação foram preparadas 
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por eletrofiação de uma solução contendo ácido polilático (PLLA) e nanopartículas 
ferromagnéticas (Fe3O4). 
Nanofibras eletrofiadas apresentam-se como terapia promissora para lesões do 
sistema nervoso periférico, seu desempenho pode ser modulado por meio de sinais 
químicos, características morfológicas e propriedades elétricas. Um scaffold de 
nanofibras alinhadas, modificadas, eletricamente condutoras, composto de poli(ácido 
lático) (PLA) e polipirrol (Ppy) foi produzido para regeneração de nervos. Uma 
superfície hidrofílica foi criada pelo recobrimento com poli-ornitina, que foi capaz de 
proporcionar um ambiente melhor para a adesão celular. Além disso, as fibras 
alinhadasmostraram-se capazes de induzir o crescimento das células PC12 (células 
nervosas) na direção da fibra (TIAN et al., 2016). 
Além da aplicação para regeneração tecidual, nanofibras especiais podem ser 
utilizadas para tratamento de tecidos doentes. Foi desenvolvido um dispositivo de 
nanofibra magnética inteligente, para tratamento por hipertermia endoscópica e 
liberação controlada de fármaco quimioterápico. O dispositivo foi sintetizado através 
da eletrofiação de uma solução de um polímero biocompatível e bioreabsorvível 
poli(ácido lático-co-ácido glicólico) (PLGA) contendo nanopatículas magnéticas. Esta 
nanofibra magnética foi impregnada em solução de bortezomibe (BTZ), um fármaco 
quimioterápico. O estudo in vitro confirmou que o dispositivo inteligente exibiu 
eficácia no combate às células tumorais pela aplicação simultânea da hipertermia e 
a liberação controlada do fármaco (SASIKALA et al., 2015). 
 
1.2.4.1 Nanofibras de acetato de celulose 
 
O acetato de celulose (AC) é um dos derivados da celulose com maior 
importância comercial, principalmente devido às seguintes propriedades: é um 
polímero biocompatível e de baixo custo. O AC pode ser usado em processos de 
separação por membranas, tais como hemodiálise, nanofiltração e osmose reversa, 
matrizes para libertação controlada de fármacos, sensores e proteção de filmes 
ópticos (CERQUEIRA et al., 2010). 
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Figura 1: Estrutura do acetato de celulose 
 
 Devido a estas características, existem inúmeros registros na literatura do 
uso do acetato de celulose na engenharia de tecidos. Um exemplo dessa aplicação 
é como matriz extracelular interativa (ECM) à base de ácido polilático (PLA) e 
acetato de celulose (AC) desenvolvida, caracterizada e investigada para tratamento 
de feridas. O agente antimicrobiano Timoquinona (TQ) foi selecionado e incorporado 
nos sacaffolds produzidos por eletrofiação para prevenir infecções e acelerar a taxa 
de fechamento da ferida e reepitelização. Curativos de PLA / CA impregnado com 
TQ oferecem muitas vantagens, como uma estrutura de nanofibras 3D similar a 
matriz extarcelular, hidrofilicidade e bioatividade do AC. A avaliação in vivo 
demonstrou que os scaffolds de PLA/AC carregado com TQ promoveram 
significativamente o processo de cicatrização, aumentando a reepitelização (GOMAA 
et al., 2017). 
 Já em aplicações para engenharia de tecido ósseo, é necessário que os 
sacffolds apresentem, além de, excelente biocompatibilidade, propriedades 
mecânicas similares a do tecido ósseo e capacidade osteoindutora. Em estudo, 
foram fabricados sacffolds de acetato de celulose (AC) com óxido de grafeno (OG) 
incorporado, pela técnica de eletrofiação. Este material apresentou bons resultados 
para a biomineralização e diferenciação osteogênica de células-tronco 
mesenquimais. A incorporação do OG levou aumentou significativamente a adesão 
e proliferação das células. A exposição das nanofibras a um fluido corporal simulado 
revelou excelente biomineralização, possivelmente devido a pontos de nucleação 
para fosfato de cálcio fornecidos pelo OG (LIU et al., 2017). 
 
 
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1.3 A técnica de eletrofiação 
 
Eletrofiação é uma técnica utilizada para dissipar uma solução viscosa em 
fibras contínuas com diâmetros variando de micrômetros a nanômetros. A técnica é 
eficiente para obtenção de nanofibras poliméricas. Fibras eletrofiadas são obtidas 
pela aplicação de um campo elétrico na solução polimérica resultando em fibras 
entrelaçadas com elevada área superficial em relação ao volume e alta porosidade 
(BENZ, 2018) 
Basicamente, são necessários quatro componentes para a eletrofiação de 
uma solução polimérica: uma fonte de alta voltagem, um tubo capilar, que pode ser 
uma agulha de pequeno diâmetro, uma bomba de infusão e um prato coletor 
aterrado. Um eletrodo é conectado a agulha, encaixada em uma seringa preenchida 
com a solução polimérica. Ao passo que o outro eletrodo é fixado ao coletor 
aterrado. 
O campo elétrico é aplicado na extremidade do tubo capilar contendo o fluido 
e irá induzir uma carga elétrica na superfície do líquido, resultando em uma força 
oposta a sua tensão superficial. Como a intensidade do campo elétrico aumenta, a 
superfície do fluido na ponta do tubo alonga-se adquirindo forma cônica, conhecida 
como cone de Taylor. O jato de solução é estável apenas na região próxima a ponta 
da agulha. Depois jatos instáveis são observados. Na trajetória da agulha ao coletor, 
o solvente evapora e fibras secas são depositadas. As fibras coletadas são, 
geralmente, na forma de manta (SALLES, LOMBELLO, D'ÁVILA, 2015). 
Existem muitos parâmetros que podem influenciar no processo de eletrofiação 
de soluções poliméricas. Esses parâmetros envolvem a solução utilizada, o 
processo e parâmetros ambientais. Em relação à solução os principais parâmetros 
são: viscosidade, tensão superficial, condutividade elétrica, tipo de solvente, 
concentração. Enquanto que os principais parâmetros para o processo são voltagem 
aplicada, taxa do fluxo e distância da ponta da agulha ao prato coletor. Os 
parâmetros ambientais incluem temperatura e umidade do ambiente (SCHNEIDER; 
CORREA, 2017). 
 
 
 
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1.3.1 - Parâmetros da solução 
 
Os parâmetros da solução relacionam-se com as propriedades físico-
químicas dos polímeros, dos solventes e com as interações do tipo polímero-
solvente, propriedades que influenciam na morfologia e geometria das nanofibras 
(VENTURELLI; GRIPA, 2017). 
A concentração de polímero nas soluções irá influir na sua viscoelasticidade, 
parâmetro muito importante na eletrofiação. Para que as nanofibras produzidas 
sejam uniformes é necessário que haja um grau de entrelaçamento das cadeias da 
solução polimérica, que depende da viscoelasticidade. O aumento da 
viscoelasticidade aumenta o diâmetro das fibras obtidas. Uma solução com baixa 
viscoelasticidade (baixa concentração de polímero) tem pouco emaranhamento das 
cadeias poliméricas o que gera um espalhamento do jato de solução 
(electrospraying) sem que haja eletrofiação (COSTA et al., 2012). 
O início da eletrofiação ocorre quando a voltagem aplicada supera a tensão 
superficial da solução. A redução da tensão superficial favorece a formação de fibras 
sem contas (uniformes). 
 A condutividade elétrica influencia na morfologia das nanofibras, soluções 
com maior condutividade permitem maior alongamento do cone de Taylor, 
resultando em diminuição do diâmetro das fibras. Esse efeito pode ser conquistado 
com a adição de sais à solução, resultado da maior mobilidade de íons. Polímeros 
condutores também apresentam o mesmo efeito, um exemplo desse tipo de material 
é a polianilina (MORAD et al., 2016). 
 
1.3.2- Parâmetros do processo 
 
Os valores de campo elétrico aplicado influenciam na formação de um jato 
estável, porém o valor ideal da voltagem varia dependendo do polímero utilizado e 
sua concentração na solução. O campo elétrico também está diretamente 
relacionado com a formação de contas nas nanofibras. A distância da ponta da 
agulha ao coletor (distância de trabalho) deve ter um valor mínimo para assegurar a 
evaporação completa do solvente, e um valor máximo para que o campo elétrico 
13 
 
 
 
atue na formação do cone de Taylor e assim formem-se as nanofibras (COSTA et 
al., 2012). 
 
1.3.3 - Parâmetros ambientais 
 
De acordo com a natureza química do polímero, a umidade ambiental pode 
estar relacionada com o aumento ou redução do diâmetro médio das fibras. A 
formação de poros nas nanofibras também se relaciona com a umidade, uma vez 
que se deve entre outros fatores à taxa de evaporação do solvente (SOUZA, 2016). 
Quando há uma atmosfera rica em água observa-se uma rápida formação de 
uma pele com contornos bem definidos na superfície do jato eletrificado, enquanto 
que em atmosfera com baixa umidade uma estrutura mais fina é formada 
possibilitando rápida evaporaçãodo solvente (VIEIRA, 2015). 
 
1.4 Vidro bioativo 
 
 O Vidro bioativo foi um importante marco para a área de biomateriais, uma 
vez que foi o primeiro material sintético capaz de ligar-se perfeitamente ao osso. 
Desenvolvido por Larry Hench, no final da década de 1960, foi chamado de 45S5 
Bioglass® e possui a seguinte composição química: 45% SiO2, 24,5% CaO, 24,5% 
Na2O, e 6% P2O5 (RATNER et al., 2004). 
 O tecido ósseo consiste basicamente de colágeno orgânico e hidroxiapatita 
carbonatada inorgânica, como seus principais componentes acelulares. A 
degeneração do tecido ósseo pode ser causada por uma combinação de fatores que 
levam à desmineralização ou alterações na estrutura do colágeno. O vidro bioativo é 
usado clinicamente no reparo e regeneração do osso, incluindo aplicações em: 
ortopedia, eliminação de bolsa periodontal, crescimento de crista alveolar, 
reconstrução maxilofacial, cirurgia de coluna e reconstrução otorrinolaringológica 
(HENCH; ROKI; FENN, 2014). 
 Uma característica comum dos vidros bioativos é uma modificação cinética 
dependente do tempo que ocorre na superfície após a implantação. Na superfície do 
material, forma-se uma camada de Hidroxiapatita carbonatada ativa (HCA), que 
promove uma interface de ligação com os tecidos. A fase HCA que se forma nos 
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implantes bioativos é equivalente quimicamente e estruturalmente à fase mineral no 
osso. Materiais bioativos desenvolvem uma interface aderente com tecidos, que 
resistem substancialmente a esforços mecânicos. Em muitos casos, a força 
interfacial de adesão é equivalente ou superior à força coesiva do material do 
implante ou do tecido ligado ao implante. Na ocasião de ocorrência de uma fratura, 
ela ir ocorrer no implante ou no osso, mas quase nunca na interface de ligação 
(HENCH; JONES, 2005). 
 Os mecanismos de reação dos vidros bioativos com o meio fisiológico 
envolvem troca iônica e a dissolução do implante. Em um primeiro momento, há 
substituição do Na+ da estrutura do vidro bioativo por H+ dos fluidos corpóreos. Em 
seguida a perda de silício solúvel, devido à quebra de ligações Si-O-Si, e 
consequente policondensação de Si(OH)4 em sílica gel. Íons Ca
2+ e PO4
3- migram 
para a superfície, formando um filme rico em CaO e P2O5. Há então, a cristalização 
e formação de HCA (HENCH; ROKI; FENN, 2014). 
As características essenciais para um scaffold voltado para a regeneração do 
tecido ósseo são alta porosidade (~90%) e rigidez mecânica adequada. Quando as 
células aderem ao material deve haver espaço suficiente nos canais para permitir o 
transporte de nutrientes e remoção de substâncias tóxicas geradas pelo 
metabolismo celular. Além disso, o scaffold deve ser capaz de substituir, 
temporariamente, a função de sustentação mecânica do osso, até que o novo tecido 
ósseo (em quantidade suficiente) tenha sido formado (CHEN; THOUAS, 2011). 
Apesar de os vidros bioativos reagirem com fluidos fisiológicos formando 
ligações fortes com tecidos duros e moles, esses materiais na forma porosa, 
apresentam baixa resistência mecânica. Buscando-se obter matrizes com melhores 
propriedades osteocondutivas e características mecânicas favoráveis, é observada 
uma tendência na direção da fabricação de materiais compósitos a base de 
polímeros, onde o vidro bioativo (cerâmico, constituindo a fase inorgânica) é 
disperso pela matriz polimérica. Esta última promove o aumento do módulo de 
elasticidade e resistência do material (COSTA et al., 2012). 
 
 
 
 
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1.4.1 Método sol-gel 
 
 O interesse no processamento sol-gel de cerâmicas inorgânicas e materiais 
vítreos começou em meados de 1800, com estudos sobre géis de sílica. As 
primeiras investigações observaram que a hidrólise do ortossilicato de tetraetila 
(TEOS), Si (OC2H5)4, sob dadas condições produzia Si02 na forma de um “material 
vítreo" (HENCH; WEST, 1990). 
 Sol-gel é um processo utilizado para a transformação de uma suspensão de 
partículas sólidas (suspensão coloidal ou sol), em um gel (material sólido constituído 
por duas fases e ocupado por um solvente). Este gel é uma rede sólida contendo 
uma segunda fase sólida de dimensões coloidais (1 a 100 nm) , líquido ou gás que 
formam uma rede tridimensional interconectada. Os materiais precursores utilizados 
na preparação do "sol" são geralmente sais metálicos inorgânicos ou compostos 
organometálicos, tais como alcóxidos metálicos. Em um processo típico de sol-gel, o 
precursor é submetido a uma série de reações de hidrólise e polimerização para 
formar o gel (OLIVEIRA, 2011). 
 O processo de formação do sol-gel envolve as seguintes etapas: gelificação 
de uma solução coloidal (hidrólise e policondensação de alcóxidos precursores, 
conforme indicado na figura 2), envelhecimento, secagem, desidratação ou 
estabilização química e densificação (HENCH; WEST, 1990). 
 
 
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Figura 2: Etapa de gelificação no método sol-gel 
 
Espumas altamente porosas feitas de material cerâmico podem ser 
produzidos por vários processos, dentre eles, espumas sol-gel derivadas de vidros 
bioativos, produzidas por adição de agentes surfactantes combinado com a agitação 
mecânica. Esses scaffolds exibem alta biotaividade devido à textura mesoporosa 
inerente ao processo sol-gel, bem como o comportamento do vidro bioativo (CHEN; 
THOUAS, 2011). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17 
 
 
 
2 - Metodologia 
 
2.1- Materiais 
 
 Para a produção das nanofibras será utilizado acetato de celulose (massa 
molar de 30.000 g/mol) do fabricante: Sigma-Aldrich. N.N-dimetilformamida (DMF) - 
densidade: 0,940 g/ml; PM: 73,09 g/mol; ponto de ebulição: 153oC. Acetona - 
densidade: 0,7857g/ml; PM: 58,08 g/mol; ponto de ebulição: 56oC. Os precursores 
utilizados no preparo do vidro biativo são o tetraetilortosilicato (TEOS), água 
deionizada, e trietilfosfato (TEP), metanol, ácido nítrico, hidróxido de amônio, 
Polietilenoglicol (PEG), nitrato de cálcio tetra-hidratado (Ca(NO3)2.4H2O). Para a 
solução tampão utilizada nos testes de degradação serão utilizados NaCl, KCl, 
Na2HPO4, KH2PO4, HCl/NaOH. 
 
 
2.2- Métodos 
 
2.2.1- Preparo das nanofibras de Acetato de celulose 
 
 As condições ideais para produção das nanofibras foram baseadas em 
trabalhos anteriores (BENZ, 2018; LIU et al., 2017) e são apresentadas na tabela 1. 
São adicionados 0,9 g de acetato de celulose a 6 ml de acetona e 2ml de 
DMF (Proporção acetona/DMF de 3:1), obtendo-se uma concentração de 0,12% em 
massa de polímero. Esta solução foi colocada em agitação magnética durante 2 
horas a 30oC, para completa dissolução do acetato de celulose. 
 Para realizar a eletrofiação, esta solução é colocada em uma seringa com 
agulha de 0,70 mm de diâmetro, conectada a um eletrodo, alimentado por uma fonte 
de alta tensão. A vazão da solução através da agulha é controlada apenas pela 
força da gravidade. Outro eletrodo é conectado a um cilindro metálico aterrado, 
utilizado para coletar as fibras. A voltagem utilizada é de 15 Kv e a distância de 
trabalho (DT) entre agulha e coletor de 10 cm. As nanofibras serão coletadas 
durante 90 minutos. 
 
18 
 
 
 
Tabela 1: Solução empregada para o preparo das nanofibras de acetato de celulose 
e parâmetros utilizados na eletrofiação. 
 
 
2.2.2 - Preparo das esferas de vidro bioativo 
 
Esferas de vidro bioativo serão sintetizadas pelo método solgel, utilizando-se 
um meio dispersante contendo polietilenoglicol (PEG) como agente surfactante 
conforme descrito na literatura (CARVALHO; OLIVEIRA; PEREIRA, 2017). 
Os alcóxidos tetraetilortosilicato (TEOS) (5,57ml), e o trietilfosfato (TEP) 
(0,56ml) são dispersos em 10 ml de solução de metanol e água (1:2 molar). O pH 
deverá ser ajustado entre 1 e 2 por ácido nítrico e a mistura mantida sob agitação 
magnética até a obtenção de um sol transparente (aproximadamente 10 minutos). 
Adiciona-se 0,27ml de hidróxido de amônioa 600 ml no meio dispersante 
(água ou soluções 2% de PEG) e ajusta-se o pH na faixa de 10-12. Em seguida, 
goteja-se o sol (precursor do vidro bioativo) nessa solução que é deixada em 
agitação vigorosa durante 30 min. Ao término da agitação, ajusta-se o pH da solução 
adicionando-se ácido nítrico ao poucos (pH < 8). Ao atingir o pH almejado adiciona-
se 3,45 g de nitrato de cálcio tetra-hidratado (Ca(NO3)2.4H2O) para promover 
homogeneização, a mistura é mantida sob agitação por mais 30min. 
 As micropartículas formadas são separadas por filtração utilizando-se filtro 
Milipore de 22µm. Os pós obtidos são tratados termicamente a 700 ºC durante 40 
minutos, com taxa de aquecimento de 1 ºC/min. 
 
2.2.3 - Preparo das nanofibras de Acetato de celulose contendo esferas de vidro 
bioativo 
 
 As micropartículas de vidro bioativo serão adicionadas à solução de acetato 
de celulose descrita no item 3.2.1 e submetida a banho ultrassom durante 30 
19 
 
 
 
minutos, para dispersar as micropartículas em meio a solução polimérica. Serão 
adicionadas micropartículas nas concentrações de 5, 10, 20 e 30% em massa em 
relação a massa de acetato de celulose contida na solução. As mesmas condições 
de eletrofiação, descritas na tabela 1, serão utilizadas inicialmente para produção 
dessas amostras. Caso não sejam obtidas fibras com a morfologia adequada os 
parâmetros deverão ser ajustados até que sejam obtidas fibras com morfologia 
homogênea e livre de beads. A imagem a seguir mostra o aparato utilizado para 
eletrofiação no laboratório de Biomateriais do CEFET-MG. 
 
 
Figura 3 - Aparato de eletrofiação 
 
2.3 - Caracterização 
 
2.3.1- Caracterização das mantas de acetato de celulose 
 
 As mantas de acetato de celulose com e sem a adição das esferas de vidro 
bioativo serão caracterizadas por FTIR (Espectrometria de infravermelho por 
transformada de Fourier), utilizando o equipamento IRPrestige 21 – Fourier 
20 
 
 
 
Transform Infrared Spectrophotometer Shimadzu. Sendo os dados coletados na 
faixa de onda de 4000 a 400 cm-1. 
 Para a análise termogravimétrica o equipamento empregado será o DTG-60H 
Simultaneous DTA-TG Apparatus Shimadzu, com os seguintes parâmetros: 
atmosfera de nitrogênio (vazão de 50 mL/min.), medidas na faixa de 25 a 900oC, 
com taxa de aquecimento de 10 oC/min. 
 A morfologia das mantas obtidas será visualizada por microscopia eletrônica 
de varredura (MEV), utilizando o SSX-550 SuperScan- Scanning Electron 
Microscope da Shimadzu. Enquanto as distribuições de diâmetros das mantas 
eletrofiadas será obtida através da análise do diâmetro de 300 fibras aleatórias, 
utilizando o software Image J. 
 Para avaliar a taxa de degradação das nanofibras puras, bem como a 
bioatividade das nanofibras de acetato de celulose contendo vidro bioativo será 
realizado experimento de degradação em fluido corporal simulado (SBF) que será 
descrito no tópico 3.3.3. 
 
2.3.2 - Caracterização das esferas de vidro bioativo 
 
 As esferas de vidro bioativo produzidas serão caracterizadas por FTIR, TG e 
MEV assim como as mantas de acetato de celulose. Além dessas caracterizações, 
será realizada difração de raios X (DRX) para detecção das fases cristalinas do vidro 
bioativo. A difratometria será feita em difratômetro de raios X Shimadzu, modelo XR-
7000. 
 
2.3.3 - Ensaio de degradação 
 
 Em um primeiro momento será realizado experimento para determinar o 
tempo de secagem necessário para as mantas. Serão cortadas 15 amostras 
circulares, que serão pesadas e colocadas na estufa com circulação de ar a 37oC. 
Monitorar a massa a cada hora (retirar 3 amostras e pesá-las). Identificando o 
momento em que a massa estabiliza, o que evidencia que todo o solvente residual e 
umidade das nanofibras foi evaporado, sendo possível determinar o tempo de 
secagem. 
21 
 
 
 
 Para preparação da solução PBS (tampão fosfato salino) serão dissolvidos 
80g NaCl, 2g KCl, 14,4 g Na2HPO4 e 2,4g KH2PO4 em 800 mL de água. O pH da 
solução é medido com um pHmetro, se o pH não estiver em 7,4±0,2, deve ser 
ajustado adicionando HCl ou NaOH. Por fim, completa-se o volume para 1L. 
 Para realização do ensaio de degradação será necessário preparar 27 
amostras de mesmas dimensões, secar no tempo determinado no experimento 
anteriormente descrito, pesar e registrar em uma planilha as massas iniciais do 
ensaio de degradação. Em seguida colocá-las imersas em 10 mL de solução PBS, 
incubar a 37oC. Retirar da solução 3 amostras por vez para secagem e posterior 
pesagem após cada período de degradação (24 h, 48 h, 72 h, 1 sem., 2 sem, 3 
sem, 4 sem, 8 sem, e 10 sem). A perda de massa será estimada através da 
equação: 
Perda de massa (%) 
 
 
 
Onde: Mamostra: massa inicial da amostra 
M'amostra: massa da amostra após período de degradação 
 O comportamento esperado é que haja redução de massa nas amostras de 
acetato de celulose puro e um ligeiro aumento da massa nas amostras contendo 
vidro bioativo, devido à precipitação de uma camada de hidroxiapatita carbonatada 
ao entrar em contato com a solução salina. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
22 
 
 
 
Referências Bibliográficas 
 
AHLAWAT, Jyoti; KUMAR, Vinay; GOPINATH, P.. Carica papaya loaded poly (vinyl 
alcohol)-gelatin nanofibrous scaffold for potential application in wound 
dressing. Materials Science And Engineering: C, [s.l.], v. 103, p.1-9, 30 maio 2019. 
Elsevier BV. http://dx.doi.org/10.1016/j.msec.2019.109834. 
 
BENZ, alana santos. Síntese e caracterização de matrizes tridimensionais de 
acetato de celulose produzidas a partir da técnica de eletrofiação. 2018. 47 f. 
TCC (graduação) - Curso de Engenharia de Materiais, CEFET-MG, Belo Horizonte, 
2018. 
 
CAI, Qing et al. Osteogenic differentiation of MC3T3-E1 cells on poly(l-lactide)/Fe3O4 
nanofibers with static magnetic field exposure. Materials Science And Engineering: 
C, [s.l.], v. 55, p.166-173, out. 2015. Elsevier BV. 
http://dx.doi.org/10.1016/j.msec.2015.05.002. 
 
CARVALHO, Bruna Borba de; OLIVEIRA, Agda Aline Rocha; PEREIRA, Marivalda 
de Magalhães. Produção de esferas de vidro bioativo por rota solgel usando um 
processo otimizado com cavitação ultrassônica e adição de polietileno glicol 
como agente surfactante. Colaob. Natal, p. 1-16. jan. 2017. 
 
CERQUEIRA, Daniel A. et al. Caracterização de acetato de celulose obtido a partir 
do bagaço de cana-de-açúcar por ¹H-RMN. Polímeros, [s.l.], v. 20, n. 2, p.85-91, 14 
maio 2010. FapUNIFESP (SciELO). http://dx.doi.org/10.1590/s0104-
14282010005000017. 
 
CHAVES, Camilo et al. Decellularized dermal tissue substitutes. Biomaterials For 
Skin Repair And Regeneration, [s.l.], v. 1, n. 1, p.103-124, maio 2019. Elsevier. 
http://dx.doi.org/10.1016/b978-0-08-102546-8.00004-2. 
 
 CHEN, Qi-zhi; THOUAS, George A.. Fabrication and characterization of sol–gel 
derived 45S5 Bioglass®–ceramic scaffolds. Acta Biomaterialia, [s.l.], v. 7, n. 10, 
http://dx.doi.org/10.1016/j.msec.2015.05.002
http://dx.doi.org/10.1016/b978-0-08-102546-8.00004-2
23 
 
 
 
p.3616-3626, 13 jun. 2011. Elsevier BV. 
http://dx.doi.org/10.1016/j.actbio.2011.06.005. 
 
COSTA, Hermes S. et al. Engineered Hybrid Scaffolds of Poly(vinyl 
alcohol)/Bioactive Glass for Potential Bone Engineering Applications: Synthesis, 
Characterization, Cytocompatibility, and Degradation. Journal Of Nanomaterials, 
[s.l.], v. 2012, p.1-16, 2012. Hindawi Limited. http://dx.doi.org/10.1155/2012/718470. 
 
COSTA, Rodrigo G. F. et. al. Eletrofiação de Polímeros em Solução: parte I: 
fundamentação Teórica.Polímeros [online]. 2012, vol.22, n.2, pp.170-177. 
 Epub May 08, 2012. ISSN 0104-1428. <http://dx.doi.org/10.1590/S0104-
14282012005000026>. Acesso em: 27 ago. 2019. 
 
GOMAA, Salma F. et al. New polylactic acid/ cellulose acetate-based antimicrobial 
interactive single dose nanofibrous wound dressing mats. InternationalJournal Of 
Biological Macromolecules, [s.l.], v. 105, p.1148-1160, jul. 2017. Elsevier BV. 
http://dx.doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2017.07.145. 
 
HENCH, Larry L.; JONES, Julian R.. Biomaterials, artificial organs and tissue 
engineering. New York: CRC Press, 2005. 286 p. 
 
HENCH, Larry L.; ROKI, Niksa; FENN, Michael B.. Bioactive glasses: Importance of 
structure and properties in bone regeneration. Journal Of Molecular Structure, 
[s.l.], v. 1073, p.24-30, 3 abr. 2014. Elsevier BV. 
http://dx.doi.org/10.1016/j.molstruc.2014.03.066. 
 
HENCH, Larry L.; WEST, Jon K.. The sol-gel process. Chemical Reviews, [s.l.], v. 
90, n. 1, p.33-72, jan. 1990. American Chemical Society (ACS). 
http://dx.doi.org/10.1021/cr00099a003. 
 
LANGER, Robert; VACANTI, Joseph. Tissue engineering. Science, [s.l.], v. 260, n. 
5110, p.920-926, 14 maio 1993. American Association for the Advancement of 
Science (AAAS). http://dx.doi.org/10.1126/science.8493529. 
http://dx.doi.org/10.1016/j.actbio.2011.06.005
24 
 
 
 
 
LI, Wei et al. Nanofibrous mats layer-by-layer assembled via electrospun cellulose 
acetate and electrosprayed chitosan for cell culture. European Polymer Journal, 
[s.l.], v. 48, n. 11, p.1846-1853, 08 ago. 2012. Elsevier BV. 
http://dx.doi.org/10.1016/j.eurpolymj.2012.08.001. 
 
LIU, Xiaoyun et al. Accelerated biomineralization of graphene oxide – incorporated 
cellulose acetate nanofibrous scaffolds for mesenchymal stem cell 
osteogenesis. Colloids And Surfaces B: Biointerfaces, [s.l.], v. 159, p.251-258, nov. 
2017. Elsevier BV. http://dx.doi.org/10.1016/j.colsurfb.2017.07.078. 
 
MILAN, Peiman Brouki et al. Decellularization and preservation of human skin: A 
platform for tissue engineering and reconstructive surgery. Methods, [s.l.], v. , n. , 
p.1-6, 06 jul. 2019. Elsevier BV. http://dx.doi.org/10.1016/j.ymeth.2019.07.005. 
 
MOHAMMADINEJAD, Reza et al. Status and future scope of plant-based green 
hydrogels in biomedical engineering. Applied Materials Today, [s.l.], v. 16, n. , 
p.213-246, 13 abr. 2019. Elsevier BV. http://dx.doi.org/10.1016/j.apmt.2019.04.010. 
 
MORAD, M. R. et al. A Very Stable High Throughput Taylor Cone-jet in 
Electrohydrodynamics. Scientific Reports, [s.l.], v. 6, n. 1, p.1-10, dez. 2016. 
Springer Science and Business Media LLC. http://dx.doi.org/10.1038/srep38509 
 
NOOR, Nadav et al. 3D Printing of Personalized Thick and Perfusable Cardiac 
Patches and Hearts. Advanced Science, [s.l.], p.1-10, 15 abr. 2019. Wiley. 
http://dx.doi.org/10.1002/advs.201900344. 
 
OLIVEIRA, Agda Aline Rocha de. Nova metodologia de obtenção de 
nanopartículas de vidro bioativo, poliuretanas biodegradáveis e seus 
compósitos para aplicações biomédicas. 2011. 156 f. Tese (Doutorado) - Curso 
de Engenharia Metalúrgica e de Minas, UFMG, Belo Horizonte, 2011. 
 
http://dx.doi.org/10.1016/j.eurpolymj.2012.08.001
http://dx.doi.org/10.1016/j.colsurfb.2017.07.078
http://dx.doi.org/10.1016/j.ymeth.2019.07.005
http://dx.doi.org/10.1016/j.apmt.2019.04.010
25 
 
 
 
RATNER, Buddy D. et al. Biomaterials Science. 2. ed. San Diego: Elsevier 
Academic Press, 2004. 879 p. 
 
RIMMER, S.. Synthesis of hydrogels for biomedical applications: control of structure 
and properties. Biomedical Hydrogels, [s.l.], v. 3, p.51-62, nov. 2011. Elsevier. 
http://dx.doi.org/10.1533/9780857091383.1.51. 
 
SALLES, Tais Helena Costa; LOMBELLO, ChristianeBertachini and D'AVILA, 
Marcos Akira. Electrospinning of Gelatin/Poly (Vinyl Pyrrolidone) Blends from 
Water/Acetic Acid Solutions. Materials Research[online]. 2015, vol.18, n.3, p.509-
518. ISSN 1516-1439. http://dx.doi.org/10.1590/1516-1439.310114>. Acesso em: 27 
ago. 2019. 
 
SASIKALA, Arathyram Ramachandra Kurup et al. An implantable smart magnetic 
nanofiber device for endoscopic hyperthermia treatment and tumor-triggered 
controlled drug release. Acta Biomaterialia, [s.l.], v. 31, p.122-133, 10 dez. 2015. 
Elsevier BV. http://dx.doi.org/10.1016/j.actbio.2015.12.015. 
 
SCHNEIDER, Rodrigo; CORREA, Daniel S.. Estudo de parâmetros da 
eletrofiação de polímero biodegrádavel e futuras aplicações em sistemas de 
liberação de fármaco. In: IX Workshop de nanotecnologia aplicada ao agronegócio. 
São Carlos: [s.i], 2017. p. 369 - 371. 
 
SILVA, SANDRIELLE et al. Tratamento do câncer por hipertermia. Ciências 
Biológicas e da Saúde. p. 87-98v. Jul. 2016. 
 
SOUZA, CecÍlia Borges de et al. Epidemiological profile of patients treated by the 
plastic surgery service of the João XXIII hospital in Belo Horizonte/MG from March to 
August 2013. Revista Brasileira de Cirurgia Plástica (RBCP) – Brazilian Journal 
Of Plastic Sugery, [s.l.], v. 29, n. 2, p.269-274, 01 jun. 2014. 
 
SOUZA, Sarah Oliveira Lamas de. Desenvolvimento e Caracterização de 
Nanofibras Obtidas pela Técnica de Eletrofiação Coaxial Visando a Liberação 
http://dx.doi.org/10.1590/1516-1439.310114
http://dx.doi.org/10.1016/j.actbio.2015.12.015
26 
 
 
 
de Bevacizumabe para o Tratamento de Degeneração Macular Relacionada a 
Idade. 2016. 93 f. Dissertação (Mestrado) - Curso de Engenharia Metalúrgica, 
Materiais e de Minas, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, 2016. 
 
TIAN, Lingling et al. Synergistic effect of topography, surface chemistry and 
conductivity of the electrospun nanofibrous scaffold on cellular response of PC12 
cells. Colloids And Surfaces B: Biointerfaces, [s.l.], v. 145, p.420-429, 1 set. 2016. 
Elsevier BV. http://dx.doi.org/10.1016/j.colsurfb.2016.05.032. 
 
VIEIRA, Gabrielle Dantas. Nanofibras de poli(álcool vinílico) com progesterona 
obtidas pela técnica de eletrofiação. 2015. 48 f. TCC (Graduação) - Curso de 
Engenharia de Materiais, Centro Federal de Educacao Tecnologica de Minas Gerais, 
Belo Horizonte, 2015. 
 
 VENTURELLI, Rafaela Bohaczuk; GRIPA, Sidnei. Eletrofiação: uma alternativa para 
a produção de não tecidos. Revista da Unifebe, Brusque, v. 1, n. 22, p.150-165, set. 
2017. 
 
VILLANOVA, Janaina C. O.; ORÉFICE, Rodrigo L.; CUNHA, Armando S.. Aplicações 
farmacêuticas de polímeros. Polímeros, [s.l.], v. 20, n. 1, p.51-64, 5 mar. 2010. 
FapUNIFESP (SciELO). http://dx.doi.org/10.1590/s0104-14282010005000009. 
 
YAN, Yufei et al. Vascularized 3D printed scaffolds for promoting bone 
regeneration. Biomaterials, [s.l.], v. 190-191, p.97-110, out. 2018. Elsevier BV. 
http://dx.doi.org/10.1016/j.biomaterials.2018.10.033. 
 
YAO, Qing et al. Recent development and biomedical applications of decellularized 
extracellular matrix biomaterials. Materials Science And Engineering: C, [s.l.], v. 
104, n. 109942, p.1-10, 03 jul. 2019. Elsevier BV. 
http://dx.doi.org/10.1016/j.msec.2019.109942. 
 
 
 
http://dx.doi.org/10.1016/j.colsurfb.2016.05.032
http://dx.doi.org/10.1590/s0104-14282010005000009
http://dx.doi.org/10.1016/j.msec.2019.109942