MANUAL DE PRÁTICAS DE HEMATOLOGIA 2021.2

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CENTRO UNIVERSITÁRIO SÃO LUCAS 
CURSO DE BIOMEDICINA 
6º PERÍODO 
 
 
 
 
MANUAL DE PRÁTICAS DE 
HEMATOLOGIA CLÍNICA 
 
 
Profª. Ms. Sandra Lima 
Profª. Ms. Kátia Felipin 
 
 
Discente:_______________________________________________________________ 
 
 
2021.2
2 
 
 
BOAS PRÁTICAS LABORATORIAIS 
 SOMENTE SERÁ PERMITIDA A PERMANÊNCIA DO ACADÊMICO NO 
LABORATÓRIO APÓS A ENTREGA DA XEROX DA CARTEIRA DE 
VACINAÇÃO, A QUAL SERÁ DEVIDAMENTE ARQUIVADA. 
 
 O horário das aulas deve ser criteriosamente respeitado; a saída do laboratório só 
será permitida com autorização do professor. 
 
 É obrigatório o uso dos EPIs (Jaleco manga longa, sapatos fechados, touca e 
óculos de proteção). 
 
 O acadêmico deve manter as unhas curtas e cabelos presos, estando devidamente 
uniformizado, sendo vedado o uso de tamanco, chinelos, decotes, bermudas, 
camisetas cavadas, mini-saias, mini-blusas, roupas transparentes, bonés, 
pulseiras, brincos grandes e anéis. 
 
 É expressamente proibido comer, fumar ou ingerir qualquer tipo de líquido no 
laboratório, bem como é vedada a utilização de celulares durante o período da 
aula prática. 
 
 Todo material ou pertence (livros, bolsas, casacos) devem ser guardados ou 
deixados em local apropriado, conforme indicação do docente ou técnico 
responsável pelo laboratório. 
 
 Lavar as mãos ao entrar e antes de sair do laboratório. 
 
 O acadêmico deve manter atitude ética perante os seus companheiros e 
professores. 
 
 O relacionamento entre aluno/aluno deve ser harmonioso, com espírito de 
cooperativismo; aluno/funcionário deve ser de respeito a todos os funcionários; 
aluno/professor deve ser de constante troca de informações mantendo-se o 
devido respeito a autoridade do supervisor. 
 
 É expressamente proibida a utilização do laboratório pelo aluno sem a presença 
do docente e/ou profissional responsável pelo laboratório. 
 
 É expressamente proibido o empréstimo de materiais e equipamentos do 
laboratório para alunos, devendo ser retirados somente pelo docente responsável. 
3 
 
PRÁTICA 1 – COLETA SANGUÍNEA 
A venopunção é um procedimento complexo, que exige conhecimento e 
habilidade. Quando uma amostra de sangue for colhida, um profissional experiente deve 
seguir algumas etapas: 
 
 Verificar a solicitação do médico e o cadastro do pedido. 
 Apresentar-se ao paciente, estabelecendo comunicação e ganhando sua 
confiança. 
 Explicar ao paciente ou ao seu responsável o procedimento ao qual o paciente 
será submetido, seguindo a política institucional com habilidade para a obtenção 
de consentimento para o procedimento. 
 Fazer a assepsia das mãos entre o atendimento dos pacientes. 
 Realizar a identificação de pacientes. 
 Verificar se as condições de preparo e o jejum do paciente estão adequados. 
 
A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem 
diversos locais que podem ser escolhidos para a venopunção, como discutiremos a 
seguir. O local de preferência para as venopunções é a fossa antecubital, na área anterior 
do braço em frente e abaixo do cotovelo, onde está localizado um grande número de 
veias, relativamente próximas à superfície da pele. 
 
Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais 
calibroso, porém a veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada. 
 
 
 
 
4 
 
 
 
 
 
Procedimento: 
 
 Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo, a partir da altura do 
ombro. 
 Recomenda-se que o hospital e o laboratório estabeleçam uma política 
institucional para a escolha da técnica de coleta de sangue. 
 Conferir e ordenar todo o material a ser usado no paciente, de acordo com o 
pedido médico (tubo, gaze, torniquete etc.). 
 Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a contaminação da 
área de punção. 
 Fazer antissepsia. Recomenda-se usar uma gaze umedecida com solução de 
álcool isopropílico ou etílico 70%. 
 Limpar o local com um movimento circular do centro para fora. 
 Permitir a secagem da área por 30 segundos para prevenir hemólise da amostra e 
reduzir a sensação de ardência na venopunção. 
 Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado 
para cima. Se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a 
outra mão (longe do local onde foi feita a antissepsia). 
 Quando o sangue começar a fluir para dentro do tubo, desgarrotear o braço do 
paciente e pedir para que abra a mão. 
 Realizar a troca dos tubos sucessivamente 
 Homogeneizar imediatamente após a retirada de cada tubo, invertendo-o 
suavemente de 5 a 10 vezes. 
 
 
5 
 
Sequência de coleta para tubos plásticos de coleta de sangue 
 
1. Frascos para hemocultura. 
2. Tubos com citrato (tampa azul-claro). 
3. Tubos para soro com ativador de coágulo, com ou sem gel separador (tampa 
vermelha ou amarela). 
4. Tubos com heparina com ou sem gel separador de plasma (tampa verde). 
5. Tubos com EDTA (tampa roxa). 
6. Tubos com fluoreto (tampa cinza). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
 
PRÁTICA 2 – DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO E DOSAGEM DE 
HEMOGLOBINA 
 
 
 Paciente Resultado 
 
Unidade 
de medida 
Referência Resultado 
Professora 
Hematócrito 
 
 
Hemoglobina 
 
 
 
 Paciente Resultado 
 
Unidade 
de medida 
Referência Resultado 
Professora 
Hematócrito 
 
 
Hemoglobina 
 
 
 
 
CÁLCULO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
 
PRÁTICA 3 – CONTAGEM DE GLÓBULOS VERMELHOS 
 
 
 Paciente Resultado 
 
Unidade 
de medida 
Referência Resultado 
Professora 
Hemácias 
 
 
 
 
 Paciente Resultado 
 
Unidade 
de medida 
Referência Resultado 
Professora 
Hemácias 
 
 
 
 
CÁLCULO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
8 
 
PRÁTICA 4 – ERITROGRAMA E DETERMINAÇÃO DOS ÍNDICES 
HEMATIMÉTRICOS 
 
 
 Paciente Resultado 
 
Unidade 
de medida 
Referência Resultado 
Professora 
Hematócrito 
 
 
Hemoglobina 
 
 
Hemácias 
 
 
VCM 
 
 
HCM 
 
 
CHCM 
 
 
 
 
CÁLCULO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
9 
 
PRÁTICA 5 – CONTAGEM DE GLÓBULOS BRANCOS 
 
 
Leucócitos Paciente Resultado Unidade de 
medida 
Referência Resultado 
professora 
 
 
 
 
 
Leucócitos Paciente Resultado Unidade de 
medida 
Referência Resultado 
professora 
 
 
 
 
 
CÁLCULO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
 
PRÁTICA 6 – CONTAGEM DIFERENCIAL 
 
 
 Paciente Resultado Unidade 
de medida 
Referência Resultado 
professora 
Basófilos 
 
 
Eosinófilos 
 
 
Bastonetes 
 
 
Segmentados 
 
 
Linfócitos 
Típicos 
 
 
Linfócitos 
Atípicos 
 
 
Monócitos 
 
 
 
 
 Paciente Resultado Unidade 
de medida 
Referência Resultado 
professora 
Basófilos 
 
 
Eosinófilos 
 
 
Bastonetes 
 
 
Segmentados 
 
 
Linfócitos 
Típicos 
 
 
Linfócitos 
Atípicos 
 
 
Monócitos 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
 
PRÁTICA 7 – LEUCOGRAMA E CONTAGEM DE PLAQUETAS 
 
 
 Paciente Resultado Unidade 
de medida 
Referência Resultado 
professora 
Leucócitos 
 
 
Basófilos 
 
 
Eosinófilos 
 
 
Bastonetes 
 
 
Segmentados 
 
 
Linfócitos 
Típicos 
 
 
Linfócitos 
Atípicos 
 
 
Monócitos 
 
 
 
 
Plaquetas Paciente Resultado Unidade 
de medida 
Referência 
 
Resultado 
professora 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12 
 
PRÁTICA 8 – HEMOGRAMA 
 
Paciente: ___________________________________ 
 
* **Eritrograma*** 
 Resultado 
 
Unidade de 
medidaReferência Resultado 
Professor 
Hematócrito 
 
 
Hemoglobina 
 
 
Hemácias 
 
 
VCM 
 
 
HCM 
 
 
CHCM 
 
 
 
*** Leucograma*** 
Leucócitos 
 
 
Basófilos 
 
 
Eosinófilos 
 
 
Bastonetes 
 
 
Segmentados 
 
 
Linfócitos Típicos 
 
 
Linfócitos Atípicos 
 
 
Monócitos 
 
 
 
***Plaquetas 
 
 
 
Obs: 
_____________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
13 
 
PRÁTICA 9 – HEMOGRAMA 
 
Paciente: ___________________________________ 
 
* **Eritrograma*** 
 Resultado 
 
Unidade de 
medida 
Referência Resultado 
Professor 
Hematócrito 
 
 
Hemoglobina 
 
 
Hemácias 
 
 
VCM 
 
 
HCM 
 
 
CHCM 
 
 
 
*** Leucograma*** 
Leucócitos 
 
 
Basófilos 
 
 
Eosinófilos 
 
 
Bastonetes 
 
 
Segmentados 
 
 
Linfócitos Típicos 
 
 
Linfócitos Atípicos 
 
 
Monócitos 
 
 
 
***Plaquetas 
 
 
 
Obs: 
_____________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
14 
 
PRÁTICA 10 – INTERPRETAÇÃO DO HEMOGRAMA 
 
Paciente: ___________________________________ 
 
* **Eritrograma*** 
 Resultado 
 
Unidade de 
medida 
Referência Resultado 
Professor 
Hematócrito 
 
 
Hemoglobina 
 
 
Hemácias 
 
 
VCM 
 
 
HCM 
 
 
CHCM 
 
 
 
*** Leucograma*** 
Leucócitos 
 
 
Basófilos 
 
 
Eosinófilos 
 
 
Bastonetes 
 
 
Segmentados 
 
 
Linfócitos Típicos 
 
 
Linfócitos Atípicos 
 
 
Monócitos 
 
 
 
***Plaquetas 
 
 
 
Obs: 
_____________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
15 
 
PRÁTICA 11 – PRINCIPAIS ALTERAÇÕES DO HEMOGRAMA 
 
Paciente: ___________________________________ 
 
* **Eritrograma*** 
 Resultado 
 
Unidade de 
medida 
Referência Resultado 
Professor 
Hematócrito 
 
 
Hemoglobina 
 
 
Hemácias 
 
 
VCM 
 
 
HCM 
 
 
CHCM 
 
 
 
*** Leucograma*** 
Leucócitos 
 
 
Basófilos 
 
 
Eosinófilos 
 
 
Bastonetes 
 
 
Segmentados 
 
 
Linfócitos Típicos 
 
 
Linfócitos Atípicos 
 
 
Monócitos 
 
 
 
***Plaquetas 
 
 
 
Obs: 
_____________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
16 
 
 
PRÁTICA 12 – CONTAGEM DE RETICULÓCITOS, TESTE DE FALCIZAÇÃO DE 
HEMÁCIAS E VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO (VHS) 
 
 
Reticulócitos Paciente Resultado Unidade 
de medida 
Referência 
 
Resultado 
professora 
 
 
 
 
Pesquisa de 
depranócitos 
Paciente Resultado Referência 
 
Resultado 
professora 
 
 
 
 
 
VHS Paciente Resultado Unidade de 
medida 
Referência 
 
Resultado 
professora 
 
 
 
 
ANOTAÇÕES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17 
 
 
PRÁTICA 13 – COAGULOGRAMA 
 
 
Coagulograma Paciente Prova do laço Tempo de 
sangramento 
Tempo de 
coagulação 
Resultado 
Professora 
 
 
 
 
 
Referência 
 
Prova do laço (PL) - ________________ 
Tempo de sangramento (TS) - ________ 
Tempo de coagulação (TC) - _________ 
 
 
Coagulograma Paciente Prova do laço Tempo de 
sangramento 
Tempo de 
coagulação 
Resultado 
Professora 
 
 
 
 
 
Referência 
 
Prova do laço (PL) - ________________ 
Tempo de sangramento (TS) - ________ 
Tempo de coagulação (TC) - _________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
18 
 
 
PRÁTICA 14 – TAP e TTPA 
 
 
TAP Paciente Controle Resultado RNI Atividade Resultado 
Professora 
 
 
 
 
 
 
TTPA Paciente Resultado Referência Resultado 
Professora 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
 
DISTENSÃO SANGUÍNEA 
 
 A confecção de esfregaço sanguíneo é sem dúvida, o ponto mais importante 
paraa realização de um hemograma confiável e por isso, a padronização do esfregaço 
deve ser uma das principais exigências de um laboratório de hematologia. 
 O exame microscópico das células sanguíneas através do esfregaço, é muito útil 
para o diagnóstico de diversas doenças, podendo citar: processos infecciosos, na 
anemias carenciais e hemolíticas leucemias etc. 
 Deve ser utilizado lâminas limpas, sem resquícios de gordura, preferencialmente 
novas. O método utilizado é o de duas lâminas onde deve-se realizar esfregaços 
delgados e uniformes e que não cubram a lâmina toda. 
 
 A lâmina extensora pode ser preparada cortando levemente os cantos laterais. A 
área de contagem deve apresentar os eritrócitos mais separados e os leucócitos bem 
distribuídos. Quando as amostras apresentarem hematócrito muito elevado, uma gota de 
solução salina pode ser utilizada. 
 
21 
 
 
TÉCNICA DE COLORAÇÃO E RECONHECIMENTO DA MORFOLOGIA 
 
FIXAÇÃO DOS ESFREGAÇOS DE SANGUE 
 
Os esfregaços devem ser fixados antes de proceder a coloração. A fixação pode ser 
feita por agentes químicos ou pelo calor. 
Fixação por agentes químicos: 
Os agentes mais utilizados são: 
 Álcool metílico puro – tempo de fixação: 3 a 5 minutos. 
 Álcool etílico absoluto – tempo de fixação: 20 minutos. 
 Álcool metílico mais acetona (v/v) - tempo de fixação: 20 minutos. 
 Álcool etílico absoluto + éter (v/v) – tempo de fixação: 20 minutos. 
Quase todos os corantes utilizados em hematologia contêm a substância corante 
já dissolvida no líquido fixador, como ocorre nos métodos May-Grunwald-Giemsa, 
Leishman e Wright, onde o dissolvente é o álcool metílico. Estes corantes, portanto, 
fixam e coram. 
Fixação pelo calor: 
Esta fixação precede os métodos de coloração que não fixam a preparação. Os 
esfregaços podem ser fixados passando-se a lâmina pela chama fraca. 
COLORAÇÃO DOS ESFREGAÇOS 
Os corantes empregados em hematologia habitualmente são sintéticos e derivados 
da hulha (anilinas). Segundo Ehrlich, os corantes se dividem em três grupos: ácidos, 
neutros e básicos. 
Corantes ácidos: 
São os sais corantes, cuja base é incolor e o ácido corado. Pertencem a este 
grupo as eosinas, derivados bromados da fluoresceína com função ácida, combinados 
22 
 
com bases alcalinas, sódio e potássio, formando eosinatos de sódio e potássio, solúveis 
em água e álcool. 
A eosina é empregada para a coloração do citoplasma. 
Corantes básicos: 
São os sais corantes, cujo ácido é incolor e a base, corada. Pertencem a este 
grupo o azul de metileno, combinação do ácido clorídrico com tetrametiltionina, ou 
seja, cloridrato de tetrametiltionina. Estes são utilizados para corar elementos do núcleo, 
daí a denominação de corantes nucleares. 
Corantes neutros: 
Compreendem os sais nos quais o ácido e a base são corados. Pertencem a este 
grupo os corantes mais utilizados em hematologia, os eosinatos de azul de metileno. 
O primeiro corante utilizado deste grupo foi o triácido de Ehrlich, constituído de 
verde de metila, laranja G e fucsina ácida; substituído pelo eosinato azul, azul e violeta 
de metileno, formando parte de uma mistura complexa, conhecida como corante de 
Romanowsky. 
 
RECONHECIMENTO DA MORFOLOGIA 
As distensões de sangue devem ser examinadas começando pela observação 
macroscópica, seguida pela observação microscópica em pequeno e grande aumento. 
Pelo exame macroscópico, deve-se observar a qualidade da distensão e da 
coloração e atentar para a presença de partículas anormais. 
 Ao escolher a áreaadequada deve-se utilizar a objetiva de 40x ou a objetiva de 
imersão 100x. Estas objetivas permitem uma apreciação melhor do tamanho, da forma e 
coloração dos eritrócitos, examinando também os leucócitos e plaquetas e suas 
possíveis alterações. 
 
 
23 
 
 
DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 
 
O hematócrito representa a quantidade de eritrócitos existentes em um 
determinado volume de sangue total. O resultado é expresso em %. 
Procedimento: 
É realizado em tubo capilar, preenchendo ¾ de seu volume e vedando uma das 
extremidades. Em seguida utiliza-se uma microcentrífuga onde o tubo é colocado a 
10.000 rpm por 5 minutos. 
A leitura da coluna corresponde ao percentual de glóbulos vermelhos e é 
realizada através de uma tabela padronizada. 
 
 
Valores de Referência: 
Homens: 40 a 50%. 
Mulheres: 35 a 45%. 
Crianças até 1 ano: 34 a 40%. 
Recém-nascidos: 50 a 60%. 
 
Interpretação: 
< V.R – Anemia ou hidratação excessiva. 
Causas de erros: Diluição com anticoagulante (excesso de EDTA), maior tempo ou 
força de centrifugação (descalibração), armazenamento excessivo da amostra. 
 
> V.R – Desidratação ou policitemia. 
24 
 
Causas de erros: Garroteamento excessivo, menor tempo ou força de centrifugação, 
amostras com microcitose, esferócitos ou hemácias envelhecidas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
 
DOSAGEM DA CONCENTRAÇÃO DE HEMOGLOBINA 
 
A hemoglobina é o principal componente dos eritrócitos e sua dosagem é feita 
através dos métodos colorimétricos (hemoglobinometria). 
A concentração de hemoglobina deve ser expressa em g/dl e é determinada pelo 
método espectrofotométrico da cianometaemoglobina. 
O reagente utilizado é o Drabkin, que consiste de uma consiste de uma solução 
de cianeto de potássio e ferricianeto de potássio. O ferricianeto de potássio converte o 
ferro ferroso da hemoglobina a ferro férrico formando a metahemoglobina, esta se 
combina com o cianeto de potássio para formar a cianometahemoglobina (composto 
estável). 
 
Procedimento: 
Pipetar em um tubo de ensaio 4 ml de reagente de Drabkin e 20 ul de sangue total 
(previamente homogeneizado). Aguardar 10 minutos e realizar a leitura em 
espectrofotômetro a 540 nm para determinar a absorbância. 
Para dosagem de hemoglobina é necessário usar padrões de concentração 
conhecidos. 
 
Cálculo:Absorbância do teste x Concentração = 15 g/dl 
 Absorbância padrão = 0,546 
 
Valores de referência: 
Homens: 14 a 18 g/dl 
Mulheres: 12 a 16 g/dl 
Crianças: 11 a 12 g/dl 
Recém-nascidos: 14 a 19 g/dl 
 
Interpretação: 
 A dosagem de hemoglobina está relacionada com o conteúdo e a coloração do 
eritrócito, sendo de grande auxílio no diagnóstico. Valores baixos correlacionam-se à 
processos anêmicos. 
26 
 
 
Causas de erros: 
> V.R Turbidez causada por excesso de leucócitos ou lipemia. 
Presença de carboxihemoglobina (fumantes). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
27 
 
 
CONTAGEM DE GLÓBULOS VERMELHOS 
 
A contagem de glóbulos vermelhos é realizada na câmara de neubauer e consiste 
na determinação por mm³ de sangue. O sangue é diluído na proporção 1:200 com o 
líquido de Hayen (diluidor isotônico contendo fixador para conservação das células). 
 
Procedimento: 
Em um tubo de ensaio pipetar 4, 0 ml da solução de Hayene 20 ul de sangue 
total. Após colocação da lamínula sobre a câmara e preenchimento da mesma com a 
solução, contar os glóbulos vermelhos presentes nos 5 quadrantes (4 laterais e 1 
central). Deve ser contado no aumento de 400 x. 
 
 
 
Cálculo: 
Eritrócitos (mm³) = S x diluição x altura da câmara x nº de quadrantes 
S= soma das células contadas nos quadrantes 
Eritrócitos (mm³) = S x 200 x 10 x 5 ou 
Soma x 10.000 
 
Valores de referência: 
Homens: 4,5 a 5,5 milhões/mm³ 
Mulheres: 4,0 a 5,0 milhões/mm³ 
Recém nascidos: 5,5 a 7,0 milhões/mm³ 
 
28 
 
Interpretação: 
 Valores aumentados são encontrados em policitemias e os valores diminuídos 
relacionam-se a processos anêmicos de diversas etiologias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
 
ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 
 
 Ao determinarmos o número de glóbulos vermelhos, a concentração da 
hemoglobina e o hematócrito, podemos determinar o que chamamos de índices 
hematimétricos. Estes índices são úteis para caracterizar o tipo de anemia, porém devem 
ser complementados com o estudo morfológico dos glóbulos vermelhos para o 
diagnóstico definitivo. 
 
As determinações absolutas são: 
1. VCM (Volume Corpuscular Médio) 
2. HCM ( Hemoglobina Corpuscular Média) 
3. CHCM ( Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média) 
 
VCM 
Corresponde ao tamanho médio dos eritrócitos através da relação entre o 
hematócrito e o número de eritrócitos. O VCM varia entre 82 a 93 fl (fentolitros). 
 
VCM = Hematócrito x 10 
 Eritrócitos (milhões) 
 
HCM 
Expressa a quantidade média de hemoglobina que existe no interior de cada 
eritrócito. O valor normal varia entre 28 e 32 pg (picogramas). 
 
HCM = Hemoglobina (gramas) x 10 
 Eritrócitos (milhões) 
 
CHCM 
É a quantidade de hemoglobina contida num determinado volume de sangue, sendo 
expresso em porcentagem. O valor normal varia de 32 a 36%. 
CHCM= Hemoglobina x 100 
 Hematócrito 
30 
 
 
CONTAGEM DE GLÓBULOS BRANCOS 
 
 A contagem de glóbulos brancos é realizada na câmara de neubauer e 
consiste na determinação por mm³ de sangue. O sangue é diluído na proporção 1:20 
com o líquido de Turk. 
 
Procedimento: 
 
Em um tubo de ensaio pipetar 400 ul da solução de Turk e 20 ul de sangue total 
(homogeneizar bem na hora da pipetagem). Misturar por aproximadamente 1 minuto. 
Após colocação da lamínula sobre a câmara de preenchimento da mesma com a solução, 
deixar sedimentar por 5 a 10 minutos e contar os glóbulos brancos presentes nos 4 
quadrantes externos. Deve ser contado em objetiva seca de 40x. 
 
 
 
Cálculo: 
Leucócitos (mm³) = soma das células contadas nos quadrantes x 10 x 20 
 4 
ou Soma x 50 
 
Valores de Referência: 
4.000 a 10.000/mm³ 
 
 
 
31 
 
Interpretação 
Leucocitose: aumento do número de leucócitos devido a quimiotaxia e ao estímulo 
regenerativo dos órgãos hematopoéticos. 
 
 
Fisiológica: 
Recém-nascidos (15.000 a 25.000 mm³) 
Gestantes (12.000 a 18.000 mm³) 
 
Patológica: 
Presente na maioria dos processos infecciosos. 
 
Leucopenia: Redução do número de leucócitos devido a depressão dos tecidos 
leucopoéticos, por intoxicação ou infecção, maior destruição dos leucócitos e doenças 
do sistema hematopoético. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
32 
 
 
CONTAGEM DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS 
 
A contagem diferencial de leucócitos consiste em determinar a proporção 
existente entre as distintas variedades de leucócitos. Esta contagem costuma ser 
realizada através da observação, ao microscópio, das distensões sanguíneas em lâminas. 
Para uma contagem confiável, a distensão não pode ser muito delgada, e a cauda 
deve ser homogênea. 
 
 
 
 Técnica de contagem 
 
 Preparar o esfregaço, corar pelo método habitual (panó tico, Leishman, May-
Gruwald-Giemsa). 
 Examinar com objetiva seca de 40x ou imersão 100x e iniciar a contagem, 
anotando separadamente cada tipo de leucócito utilizando um contador automático. 
 Devido à distribuição desigual dos leucócitos nos esfregaços deve-se realizar a 
contagem pelo método de zigue-zague. 
 
 
33 
 
 
 
Valores normais da fórmula leucocitária: 
 
 Relativo % Absoluto (mm³) 
Bastonetes 0 a 3 % 0 - 350 mm³ 
Segmentados 50 a 65% 2800 - 5250 mm³ 
Eosinófilos 1 a 4 % 70 - 280 mm³ 
Basófilos 0 a 1 % 0 - 70 mm³ 
Linfócitos típicos 20 a 40% 1400 - 2800 mm³ 
Linfócitos atípicos 0 a 2% 0 - 200 mm³ 
Monócitos 2 a 8 % 140- 560 mm³ 
 
Os leucócitos são elementos figurados do sangue que estão envolvidos no 
sistema de defesa do organismo contra doenças e infecções. Por meio de fagocitose, eles 
defendem os tecidos contra invasão de organismos ou substâncias estranhas, removendo 
também os restos resultantes da morte ou de ferimentos celulares. 
34 
 
O mieloblasto é a célula mais imatura já determinada para formar 
exclusivamente os três tipos de granulócitos. Quando surge nela granulações 
citoplasmáticas específicas, ela passa a receber o nome de promielócito neutrófilo, 
eosinófilo ou basófilo, de acordo com o tipo de granulação presente. Os estágios 
seguintes de maturação são o mileócito, o metamielócito, o granulócito com núcleo em 
bastão e o granulócito maduro (neutrófilo, eosinófilo e basófilo). 
Neutrófilos: são conhecidos também como polimorfonucleares e correspondem 
cerca de 55 a 65% das células circulantes; possuem grânulos citoplasmáticos pequenos 
corados fracamente em púrpura-avermelhado. Os neutrófilos são capazes de deixar os 
vasos sanguíneos e entrar nos tecidos, onde protegem o corpo e fagocitando bactérias e 
substâncias estranhas ao organismo. Existe uma célula precursora do neutrófilo 
segmentado, o Bastão.São assim chamados porque seu núcleo não amadureceu 
completamente, embora seu citoplasma tenha características de célula madura. Em 
infecções bacterianas agudas pode-se encontrar um desvio àesquerda,ou seja, uma 
elevação do número de bastões. 
 
Eosinófilos: possuem grânulos corados em laranja-avermelhado e fagocitam 
complexos antígeno-anticorpo. Seus núcleos geralmente têm dois lobos conectados por 
um filamento. O número de eosinófilos circulantes aumenta de forma muito acentuada 
no sangue circulante durante as reações alérgicas, e durantes as infestações parasitárias. 
 
35 
 
 
Basófilos: possuem grânulos relativamente grandes corados em azul púrpura, 
liberam histamina (contribui para as respostas alérgicas dilatando e permeabilizando os 
vasos sanguíneos) e heparina (previne a coagulacão do sangue).Os basófilos funcionam 
similarmente aos mastócitos, que são encontrados no tecido conjuntivo. 
 
Monócitos: possuem um único núcleo; são células grandes.São formados por 
monoblastos; São capazes de entrarem no tecido conjuntivo frouxo, onde se 
desenvolvem em grandes células fagocíticas denominadas macrófagos, que podem 
ingerir bactérias e outras substâncias estranhas ao organismo. 
 
Linfócitos: são o segundo tipo mais abundante de leucócitos( após os 
neutrófilos), compreendendo cerca de 30% dos glóbulos brancos em circulação. A 
maioria se localiza no tecido linfóide e são formados por linfoblastos. São importantes 
nas respostas imunes específicas do corpo, incluindo a produção de anticorpos. 
 
36 
 
 
ALTERAÇÕES ERITROCITÁRIAS 
 
Anemias 
 
Anemia é a diminuição da taxa de hemoglobina abaixo de níveis mínimos, ou seja, 
se estiver abaixo de 95% do intervalo de referência para idade, sexo e localização 
geográfica (altitude) do indivíduo. As causas de anemias se encontram divididas entre 
três categorias fisiológicas principais: produção de eritrócitos deficientes, perda 
sanguínea ou destruição acelerada dos eritrócitos (hemólise) além da capacidade da 
medula de compensar estas perdas. 
 
 
 
Anisocitose e RDW / (red blood cell distribution width = amplitude de distribuição 
dos eritrócitos). 
 
É uma característica da maioria das anemias. Quando ocorre em grau 
significativo, habitualmente estarão presentes tanto macrócitos e/ou micrócitos.É de 
suma importância para o clínico que seja relatado no laudo a predominância da forma na 
anisocitose. 
O RDM é um subproduto da medida eletrônica do volume dos eritrócitos, ou 
seja, só pode ser detectado através da automação. O seu valor normal está entre 11 e 
14,5 %. Valores encontrados abaixo do normal indicariam população eritróide mais 
homogênea que a usual, o que parece ser apenas um extremo da normalidade. Valores 
37 
 
acima de 14 indicam excessiva heterogeneidade da população (anisocitose), sendo 
notada ao microscópio. 
 
Poiquilocitose 
Refere-se a presença de formas anormais dos eritrócitos. Deve ser sempre 
mencionado quando observado na lâmina. O melhor é definir cada um dos aspectos 
celulares notados através de suas características morfológicas. 
 
 
 
Eliptócitos ou ovalócitos: 
São eritrócitos ovais, elípticos ou com forma de charutos; são mais abundantes 
em casos de eliptocitose hereditária. Podem ser observados em anemia microcíticas e 
megaloblásticas e nas síndromes mieloproliferativas. 
 
 
 
Estomatócitos: 
São eritrócitos cuja membrana retraiu-se em cúpula; distendidos na lâmina, a 
concavidade unilateral é vista como uma fenda alongada. A estomatocitose é geralmente 
38 
 
um artefato de preparação das zonas delgadas da distensão de sangue; há estomatócitos 
nas doenças hepáticas e no sangue do recém-nascido. 
 
 
 
Esferócitos: 
São eritrócitos praticamente esféricos, em contradição com os discos bicôncavos 
normais. Seu diâmetro é menor que o normal e não possuem a área central pálida. 
Esferócitos são encontrados em casos de esferocitoses hereditária, anemias hemolíticas 
auto-imunes. 
 
 
Drepanócitos ou eritrócitos falciformes 
São eritrócitos que decorrentes da hemoglobina S, têm a forma de foice ou 
banana, caracterizando as síndromes falcêmicas. 
 
 
 
Dacriócitos 
39 
 
São eritrócitos em forma de lágrima.Deformam-se principalmente no baço, ao 
passarem pelas fenestrações entre cordões e sinus medulares; Encontrados em anemias 
megaloblásticas e mieloesclerose. 
 
 
Esquizócitos 
São pedaços de eritrócitos, cortados pelo trauma; podem ser triangulares, em 
meia lua, etc. Tem curta sobrevida no sangue.Indicam presença de hemólise, anemia 
megaloblástica, queimaduras graves. 
 
 
Células-alvo: 
São eritrócitos mais delgados que o normal (leptócitos), e que, quando corados, 
exibem uma borda periférica de hemoglobina com uma área central escura, contendo 
hemoglobina. São encontradas em caso de obstrutiva, em qualquer tipo de anemia 
hipocrômica, sobretudo na talassemia. 
 
 
 
40 
 
Equinócitos: 
Também conhecidos como hemácias crenadas, podem ocorrer como artefatos 
durante a formação dos esfregaços. In vivo, podem ser vistos na uremia, no 
hipotireoidismo, no tratamento com heparina IV. 
 
 
 
Corpúsculo de Howell-Jolly 
São inclusões eritrocitárias, arredondadas, de tamanho médio compostas de 
DNA que apresentam características tintoriais iguais às do núcleo. Pode ocorrer devido 
à cariorrexie ou expulsão nuclear incompleta ou cromossomos. São encontrados em 
células da medula óssea de indivíduos normais, porém são removidos pelo baço e não 
são vistos no sangue periférico Está presente na esplenectomia ou anemias hemolíticas 
severas. 
 
 
Anéis de Cabot 
O anel de Cabot aparece no eritrócito como estrutura anelada, ou dobrada em 
forma de oito. Sua origem se deve a material remanescente dos microtúbulos do 
citoplasma dos eritroblastos, especialmente de RNA ribossômico. Anemia hemolítica 
severa, anemia megaloblástica e diseritropoiese (anemia sideroblástica, eritroleucemia e 
mielofibrose idiopática). 
 
41 
 
 
Pontilhado Basófilo 
Presença de considerávelnumero de pequenas inclusões basofílicas, contendo 
RNA (normalmente agregados de ribossomos), dispersas pelo citoplasma do eritrócito. 
Beta talassemiamonor, talassemia maior,intoxicação por chumbo, diseritropoiese 
eanemia hemolítica por deficiência depirimidina-5-nucleotidase. 
 
 
Macrocitose 
É a elevação do VCM acima de 98 (ou 100) fL . 
 
 
Microcitose 
A microcitose representa uma evidência morfológica de uma capacidade 
diminuída dos precursores das hemácias de produção de hemoglobina. Isto pode resultar 
de ferro insuficiente como na anemia ferropriva, através de defeitos genéticos 
hereditárioscomo nas síndromes talassêmicas, etc. Assim a microcitose pode ser 
encontrada quando o VCM se encontra abaixo de 80 fl. 
 
42 
 
 
Hipocromia 
É a redução da coloração do eritrócito; há um aumento da palidez central, que 
ocupa a área superior ao terço do diâmetro do eritrócito. A hipocromia pode ser geral ou 
pode existir em algumas células do paciente. Esta característica pode ser retratada 
através da redução do CHCM. Qualquer uma das condições que leva a microcitose pode 
causar hipocromia, embora alguns paciente com anemias como b-talassemia a distensão 
sanguínea apresenta microcitose sem hipocromia. 
 
 
Policromatocitose 
São eritrócitos acinzentados ou azulados considerados uns dos dados mais 
importantes na microscopia do sangue anêmico. Não é notada pela automação e é 
fundamental para a interpretação. A policromatocitose está presente também após o s 40 
dias na regeneração pós-hemorrágica, sempre nas anemias hemolíticas. 
 
 
 
Eritroblastos 
43 
 
São eritrócitos nucleados que aparecem no sangue no decurso de grandes 
regenerações eritróides, principalmente em crianças, acompanhando a 
policromatocitose; como também em sangue do recém-nascido, na primeira semana. Os 
eritroblastos circulantes podem apresentar uma freqüência aumentada nas intoxicações 
por chumbo, e em certos estados diseritropoéticos , como na eritroleucemia e na anemia 
ferropriva grave. 
 
 
Os eritroblastos são contados como leucócitos nos contadores eletrônicos. 
Quando ultrapassam 5% justifica-se descontá- los na contagem de leucócitos. Essa 
correção deve ser feita através da seguinte fórmula: 
 
Leucócitos totais x 100 / 100 +número de eritroblastos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
44 
 
 
HEMOSTASIA E COAGULAÇÃO 
 
Hemostasia é o processo pelo qual o sangue permanece líquido vascular, apesar 
das lesões que venham a sofrer. 
 A hemostasia resulta de uma série de interações complexas pelos quais o sangue 
é mantido fluido no sistema vascular; são prevenidos processos hemorrágicos 
espontâneos e contidos sangramentos traumáticos. Depende basicamente da resistência 
e contratilidade normais dos vasos, da atividade plaquetária normal, de um sistema 
adequado de coagulação e da estabilidade do coágulo. Com o processo de coagulação 
do sangue é obtido um coágulo sólido de fibrina através da interação de plaquetas, 
fatores plasmáticos, seus inibidores e ativadores. Quando há lesão de um vaso 
sangüíneo, o sistema hemostático intervém imediatamente. Incialmente, há 
vasoconstrição reflexa reduzindo o fluxo sangüíneo local. Em seguida, as plaquetas se 
predem às fibras de colágeno do tecido conectivo exposto no processo chamado de 
adesão e uma às outras no processo de agregação, amplificado pela liberação de 
substâncias intraplaquetárias armazenadas em grânulos ocorrendo a formação do 
tampão hemostático. 
Concomitantemente, através das vias extrínseca e intrínseca, a partir de fatores 
plasmáticos, ocorre a ativação de protrombina em trombina que atua sobre o 
fibrinogênio para formar a rede de fibrina que é estabilizada pela ação do fator XIII com 
a formação de um coágulo sólido. 
Posteriormente, ocorre a lise deste coágulo pelo sistema fibrinolítico, onde o 
plasminogênio é ativado à plasmina, dividindo a molécula em um série de produtos 
conhecidos como produtos de degradação de fibrina. Ocorre assim a reparação do local 
lesado e o restabelecimento do fluxo sangüíneo normal. Distúrbios adquiridos ou 
hereditários (na maioria das vezes deficiências de um único fator – grupo das 
hemofilias) destes sistemas fisiológicos ocasionam doenças hemorrágicas ou trombose. 
No processo de coagulação do sangue tomam parte várias substâncias 
denominadas fatores da coagulação. Muitos deles são pró-enzimas sintetizadas pelo 
fígado e que se transformam em enzimas durante o processo de coagulação. 
Coagulação é a conversão do sangue no estado líquido em um coágulo firme. É a 
fase da hemostasia envolvida na formação de fibrina, sendo caracterizada por uma série 
45 
 
sucessiva de reações bioquímicas e fenômenos físicos, terminando fisiologicamente 
com a formação do coágulo. 
 
Causas das Hemorragias e investigação laboratorial 
 
As hemorragias podem resultar da solução de continuidade ou defeitos do 
sistema vascular, deficiência qualitativa ou quantitativa de plaquetas, defeitos químicos 
ou quantitativos dos fatores da coagulação e anticoagulantes circulantes. Usualmente a 
combinação dos vários mecanismos leva ao sangramento anormal nas doenças 
adquiridas, enquanto nas congênitas o defeito é geralmente único. Como exemplo de 
condições favoráveis às hemorragias, encontram-se: menstruação, úlceras do trato 
gastrointestinal, cirurgias, traumatismos, números reduzidos de plaquetas circulantes e 
ausência congênita ou adquirida de fatores da coagulação. 
O estudo laboratorial da hemostasia é baseado em provas cujo objetivo consiste 
em evidenciar a presença ou ausência de fatores da coagulação ou causas adversas, 
relacionadas a mecanismos vasculares, extravasculares e intravasculares da coagulação. 
 
 
 
Tempo de Sangramento (Método de Duke) 
 
O tempo de sangramento corresponde à duração de uma pequena hemorragia 
quando uma incisão de dimensões padronizadas é praticada na pele artificialmente. O 
teste fornece dados relativos a função e números de plaquetas, bem como da resposta da 
46 
 
parede capilar à lesão. Tempo de sangramento aumentado sugere a complementação do 
estudo pela contagem das plaquetas. 
 
 
Técnica: 
 
1. Fazer a assepsia do lóbulo da orelha ou polpa digital com álcool 70%.Escolher o local 
da picada evitando áreas congestas e inflamadas. 
2. Com a lanceta, fazer uma incisão de três milímetros de profundidade, permitindo que 
o sangue escoe livremente. 
3. Fazer funcionar o termômetro no momento da picada. 
4. Usando papel de filtro secar de 30 em 30 segundos a gota de sangue que se forma 
sem, no entanto, tocar a lesão, utilizando cada vez uma porção limpa do papel. 
5. Quando o sangue para de manchar o papel, parar o cronômetro. Tem-se então o valor 
do TS. 
 
Valor de Referência: 
 
Entre 1 a 4 minutos. 
 
Tempo de Coagulação (Método de Lee - White) 
 
O tempo de coagulação corresponde o tempo gasto para o sangue coagular, 
quando registrado no organismo.Fornece dados relativos ao sistema de coagulação do 
sangue. 
 
47 
 
 
Técnica: 
 
1. Colher o sangue por punção venosa, atingindo diretamente a veia. Os fatores 
teciduais alteram o processo de coagulação e até invalidam a prova. 
2. Marcar o tempo no cronômetro logo que o sangue aparecer na seringa. 
3. Tomar dois tubos e colocar 1,0ml de sangue em cada um deles. 
4. Colocar os tubos em banho-maria a 37ºC até completar cinco minutos. 
5. Após os cinco minutos marcados verificar se houve a formação do coágulo 
inclinando o tubo numa angulação de 90º, se não houver coagulado, verificar a cada 
minuto até a sua formação. 
6. Marcar o tempo da formação do coágulo como tempo de coagulação do 
sangue total. 
 
Valor de Referêcia: 
 
De 5 a 11 minutos. 
 
Medida de Retração do Coágulo 
 
A percentagem de retração do coágulo é representada pelo volume do soro 
obtido, após coagulação e retração do coágulo, de uma quantidade determinada de 
sangue. O coágulo inicial contém todos os elementos do sangue. Após sua retração o 
soro é expulso da malha de fibrina, que se retrai pela ação das plaquetas. Fornece dados 
relativos à atividade plaquetária. Uma retração pequena corresponde a um número de 
plaquetas abaixo de 100.000 por ml de sangue.Nas deficiências funcionais das 
plaquetas, a prova pode estar alterada em presença de número normal ou aumento de 
plaquetas. 
 
48 
 
 
Prova de Resistência Capilar ou Prova do Laço (Rumpel-Leed) 
 
O sangue é normalmente retido no leito capilar devido à resistência oferecidapela parede destes finos vasos. A permeabilidade capilar alterada permite a passagem 
das células do sangue para os tecidos. Isso é evidenciado pelo aparecimento de 
petéquias na pele. O número e tamanho das petéquias dependem da estrutura do 
endotélio capilar e número de plaquetas por microlitro de sangue. 
 
 
Técnica: 
 
1. Verificar a presença de petéquias no braço do paciente. Caso existam, contorna-
las com lápis dermográfico. 
2. Adaptar o manguito do aparelho de pressão ou garrote ao braço do paciente. 
3. Determinar a pressão diastólica e mantê- lo insuflado nessa pressão durante 5 
minutos. 
4. Desinsuflar rapidamente o manguito. Verificar o aparecimento e contar o número 
de petéquias formadas durante o teste. 
 
Resultados: 
 
O resultado é fornecido conforme o número e tamanho da s petéquias.Com 
afinidade de estabelecer uma uniformização para a leitura da prova, os seguintes 
resultados são convencionados: 
 
49 
 
Negativo: nenhuma ou no máximo seis petéquias puntiformes no limite onde foi 
colocado o manguito. 
Positivo +: de 6 a 50 petéquias puntiformes isoladas localizadas na região da fossa 
antecubital. 
Positivo ++: inúmeras petéquias puntiformes isoladas e localizadas na fossa antecubital, 
antebraço e raras na mão. 
Positivo +++:petéquias de dois a quatro milímetros com a mesma localização anterior e 
confluente em algumas áreas. 
Positivo ++++:petéquias maiores que as anteriores localizadas em to a área de estase, 
confluentes em alguns pontos, dando ao membro coloração violácea. 
 
Determinação do Tempo de Protrombina (TP) 
 
Ao plasma descalcificado pelo citrato, é adicionado um excesso de tromboplastina. 
Considerando que protrombina é convertida em trombina num tempo uniforme, a 
recalcificação com qualidade conhecida de cloreto de cálcio produz a coagulação do 
plasma. 
O tempo, em segundos, anotado desde a recalcificação até a coagulação é o tempo 
de protrombina. A prova determina a atividade da protrombina no sangue. 
 
Técnica: 
 
1. Colocar o tubo com 200 ul de tromboplastina cálcica em banho-maria a 37ºC 
marcando 2 min. 
2. Colocar outro tubo 200 ul de plasma citratado marcando mais 2 min. 
3. Acrescentar 100 ul do plasma aquecido no tubo contendo a tromboplastina 
também aquecida, acionar imediatamente o cronômetro e ao mesmo tempo agitar o tubo 
no banho até 8 segundos. 
4. Retirar o tubo do banho e invertê- lo a cada segundo até verificar o momento da 
recalcificacão do plasma através da formação do coágulo e parar imediatamente o 
cronômetro. O tempo gasto em segundos para ocorrer a coagulação é o Tempo de 
Protrombina. 
 
50 
 
Interpretação: 
 
A determinação do TP constitui prova de grande valor na avaliação da hemostasia, 
analizando os fatores extrínsecos (III, VII) da coagulação. Diagnóstico da coagulação 
intravascular disseminada. Controle de terapêutica heparínica e fibrinolítica. O seu 
tempo está prolongado em paciente em uso de heparina, depleção do fibrinogênio, 
doenças hepáticas, paraproteínas e disfibrinogenemias. 
 
Tempo de Tromboplastina Parcial Ativado (TTPa) 
 
Em princípio esta prova é semelhante ao tempo de protrombina. Envolve a 
recalcificação do plasma, porém em presença de uma cefalina proveniente de um 
extrato etéreo de cérebro. A cefalina é uma lipoproteína. Funciona como substituto das 
plaquetas, fornecendo uma concentração ótima de fosfolípide. 
O tempo de tromboplastina parcial corresponde ao tempo gasto para ocorrer a 
coagulação do plasma recalcificado em presença de um fosfolípide ou tromboplastina 
parcial. 
 
Técnica: 
 
1. Em um tubo de ensaio, colocar 100 ul de plasma colhido com citrato. 
2. Em outro tubo, adicionar 100ul de cloreto de cálcio (reagente 2). 
3. Incubar a 37ºC por dois minutos. 
4. Adicionar 100 ul de ácido elágico (reagente 1) no tubo 1 e aguardar mais dois 
minutos. 
5. Adicionar os 100 ul de cloreto de cálcio (reagente 2) no tubo1 e disparar o 
cronômetro. 
6. Agitar no banho por 15 a 20 segundos. Retirar o tubo do banho-maria e invertê- lo a 
cada segundo, observando o momento em que houver a coagulação. Neste instante parar 
o cronômetro. O tempo gasto em segundos para ocorrer a coagulação é o tempo de 
tromboplastina parcial. 
5. Expressão dos resultados. 
 
51 
 
Interpretação: 
É o melhor dos testes para ser usado nas triagens de defeitos da coagulação (via 
intrínseca). Controle de heparinização. O tempo está prolongado nas deficiências de um 
ou mais fatores (I,II, V, VIII, IX, XI e XII) e no uso terapêutico de heparina ou na 
presença de anticoagulantes circulantes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
52 
 
 
CONTAGEM DE PLAQUETAS 
 
Devido ao seu pequeno tamanho, sua tendência a aderir a superfícies estranhas ao 
endotélio vascular e sua rápida desintegração, a contagem de plaquetas torna-se 
problemática por qualquer método. As plaquetas são contadas por métodos diretos e 
indiretos. 
Nos métodos diretos elas são visualizadas em uma diluição do sangue e contadas na 
câmara de Neubauer através da microscopia ótica. 
 No método indireto de Fônio, plaquetas são contadas no esfregaço. 
Contagens eletrônicas, exigem um aparelho de alto custo, porém é através deste 
método de contagem que obtemos os resultados mais próximos da realidade do 
paciente. 
 
Método de Fônio 
 
É econômico e de fácil execução técnica. Na mesma preparação examinam-se 
plaquetas, leucócitos e hemácias. Defeitos qualitativos das plaquetas, como formas 
gigantes e bizarras, são identificados. O sulfato de magnésio impede a aglutinação das 
plaquetas cujo nº pode ser avaliado grosseiramente pelo exame do microscópio do 
esfregaço corado comum. 
 
Técnica: 
 
1.Através da lâmina de esfregaço realizar a coloração. Secar e examinar sob imersão. 
2.Contar mil hemácias (5 campos) e, ao mesmo tempo, as plaquetas encontradas, 
anotando seu número. 
 
Cálculo: 
 
Nº de plaquetas x nº de eritrócitos (mm³) 
 
 
53 
 
Valores de referência: 
 
150.000 a 450.000 
 
Método direto (TOOD e SANFORD) 
 
A diluição do sangue será 1:200, as plaquetas são contadas por microscopia ótica 
comum na câmara de Neubauer. 
 
Técnica: 
 
1. Pipetar 4,0 De líquido de ReesEcker e 20 ul de sangue. 
2. Encher os retículos da câmara de Neubauer. 
3. Sedimentar as plaquetas, repousando a preparação por 10 minutos. 
4. Fazer a contagem microscópica com aumento de 400x. Contar as plaquetas em 80 
quadradinhos e multiplicar o número total por 10.000. 
 
Interpretação: 
 
A trombocitopenia, que é a redução nas plaquetas circulantes (abaixo de 150.000), 
surge na maioria das vezes de uma ou duas causas gerias. Formação deficiente de 
plaquetas (como em estados aplásticos, efeito de quimioterapia mielotóxica e por 
sensibilidade a droga), e uma destruição aumentada de plaquetas na circulação e no 
baço (originária geralmente de uma sensibilização auto- imune das plaquetas, tornando-
as sujeitas a fagocitose por macrófagos). Um aumento do número de plaquetas é 
denominado trombocitose, e correlaciona-se com formação de trombos intravasculares. 
 
 
 
 
 
 
 
54 
 
 
OUTROS EXAMES EM HEMATOLOGIA 
 
 Contagem de Reticulócitos 
 
Os reticulócitos são precursores das hemácias. Contêm no seu interior material 
reticular, provavelmente uma ribonucleoproteína que não apresenta afinidades pelos 
corantes comuns. Sua demonstração é feita por coloração supravital. 
Podem ser realizadas duas técnicas de coloração para visualização dos reticulócitos, 
uma para observação temporária e outra contracorada para observação permanente. 
O corante usado é o azul de cresil brilhante, associado a um anticoagulante e um 
preservativo. 
 
 
 
Técnica: 
 
1. Colocar no tubo 2 gotas da solução corante. Em seguida acrescentar 2 gotas do 
sangue colhido com EDTA. 
2. Misturar ecolocar em banho-maria a 37ºC de 15 a 30 minutos. 
3. Retirar de banho-maria. Misturar novamente e fazer esfregaços da maneira usual. 
4. Secar e examinar ao microscópio sob imersão. 
5. Contar 10 campos, anotando o número de reticulócitos encontrados. 
6. Expressar o resultado em percentagem e número absoluto. 
6. Opcionalmente pode fazer coloração de fundo por Giemsa. 
 
 
55 
 
 
Cálculo: 
 
Reticulócitos = % de Reticulócitos 
 10 
 
Interpretação e Valores de Referência: 
 
No adulto normal o número de reticulócitos oscila entre 0,5 a 1,5 %. No recém 
nascido, pode atingir 10%, encontrando-se também aumentado durante a gravidez. 
 Seu amento indica hiperatividade medular e a diminuição revela hipoatividade 
medular. 
 
 Velocidade de Hemossedimentação (VHS) 
 
A hemossedimentação mede a estabilidade da suspensão de hemácias no plasma 
que, por ser menos denso, favorece a sedimentação dos glóbulos pela ação da gravidade, 
quando colocados numa pipeta graduada. 
As hemácias em suspensão no plasma, colocadas na pipeta de Westergreen, sofrem 
sedimentação com velocidade variável em função da concentração de fibrinogênio e 
globulinas, tamanho e forma das hemácias e alterações elétricas do plasma e dos 
glóbulos. 
Inicialmente ocorre a queda individual das hemácias, seguida pela agregação dos 
glóbulos e aumento da velocidade de hemossedimentação, que se torna constante para 
diminuir numa fase final, quando os glóbulos se concentram na porção inferior da 
pipeta. 
O aumento de fibrinogênio e globulinas é também responsável pela aceleração da 
hemossedimentação que fornece medida grosseira dessas substâncias no plasma. 
 
Técnica: 
 
1. Colher 5ml de sangue em frasco com anticoagulante EDTA e agitar por inversão ou 
movimentos circulares até que se dissolva completamente. 
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2. Com pipeta de Westergreen aspirar sangue até exatamente a marca zero. 
3. Colocar a pipeta no suporte de modo a permanecer na posição vertical 
4. Marcar o tempo de 60 minutos. 
6. Fazer a leitura em milímetros após uma hora ao nível da separação do plasma e 
hemácias. 
 
 
 
 Teste de falcização de hemácias ou Pesquisa de Drepanócitos 
 
A hemoglobina S ocorre em 8% dos negros brasileiros, tornando a sua pesquisa um 
exame bastante solicitado em nosso meio. A demonstração dessa hemoglobina anormal 
é feita pro três tipos de exames : a eletroforese de hemoglobina que é o método mais 
eficaz, porém, trabalhoso e caro para ser usado rotineiramente; pelos testes de 
solubilidade para hemoglobina S e pela pesquisa de drepanócitos. 
O fenômeno da falcização trata de uma reorganização das moléculas de 
hemoglobina em estado reduzido, formando longas cadeias denominadas tactóides, isto 
é, massas criatalinas. In vitro o fenômeno é demonstrado pelo uso de agentes redutores 
como metabissulfito de sódio. In vivo a falcização ocorre pela baixa tensão de oxigênio 
nos capilares, levando ao aparecimento de hemácias falciformes circulantes, o que 
ocasiona a anemia hemolítica. 
 
Solução redutora: Metabissulfito de sódio.....0,2mg 
Água destilada q.s.p.......................................10,0ml 
 
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Preparar no momento do uso. 
 
Técnica: 
 
1. Colocar uma gota pequena do sangue sobre a lâmina de microscopia. Gotas maiores 
fornecem um excesso de líquido sob a lamínula e sobreposição das hemácias 
2. Adicionar ao sangue duas gotas do mesmo tamanho de metabissulfito de sódio. 
3. Misturar com o canto da lamínula, cobrindo com ela a preparação. 
4. Vedar todos os lados da lamínula com esmalte. 
5. Deixar sedimentar em uma placa de petri, contendo um pedaço de algodão 
umedecido em água. 
6. Fazer a primeira observação ao microscópio, duas horas após a vedação, com 
aumento de 400x, procurando identificar hemácias falciformes que apresentam 
prediletação pela área marginal da lamínula. Se negativo repetir a leitura 6, 12 e por fim 
24 horas para liberar o resultado. 
 
Interpretação: 
 
É dado como negativo ou positivo, conforme presença ou ausência de células 
falciformes.