curso básico de coleta

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Profª Leny Regina Gritz
 Enfermagem – Universidade Paulista – SP.
 Habilitada em UTI e Terapia Nefrológica – Hemodiálise 
 pela Real e Benemérita Beneficência Portuguesa de SP.
 
Coleta de Material Biológico
LABORATÓRIO DOM BOSCO
Fases da Coleta
Pré-analítica
A fase pré-analítica envolve todos os fatores que devem ser levados em conta antes da realização do exame propriamente dito e que exercem influência direta na interpretação dos resultados. Prescrição do exame, preparação e orientação ao paciente, coleta da amostra, identificação, triagem, transporte e armazenamento.
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Analítica
Essa fase dá continuidade aos processos iniciados na fase pré-analítica, compreende o teste da amostra propriamente dito. Utilizam-se diferentes metodologias que realizam a determinação analítica e geram um resultado. Na etapa analítica são evidenciadas as principais consequências dos avanços tecnológicos, envolvendo automação, e o desenvolvimento de novas metodologias.
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Pós-analítica
A fase pós-analítica abrange os procedimentos realizados após a realização do exame. Incluem cálculo de resultados, análise de consistência dos resultados, liberação dos laudos, armazenamento de material ou amostra do paciente, transmissão e arquivamento de resultados.
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ERROS DA FASE PRÉ-ANALÍTICA
A fase pré-analítica ainda concentra o maior número de erros identificados.
Nesta fase, ocorre um grande número de variáveis que devem ser evitadas para não comprometerem o resultado final destas análises. Devido a estas ocorrências, muitas vezes, pode ser necessário uma nova coleta de amostra para fazer uma avaliação correta dos resultados.
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Identificação do paciente
Erros na identificação do paciente podem ocorrer quando procedimentos adequados não são seguidos, os tubos de coleta de amostra não são rotulados ou são identificados incorretamente. Os tubos devem conter, no mínimo, o nome completo do paciente, a data e hora da coleta.
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Interferentes
Jejum:
O jejum é obrigatório para parte dos exames laboratoriais. No entanto, alguns exames não necessitam de jejum obrigatório. Mesmo assim, é recomendado um intervalo de mínimo de 4 horas após a refeição, para evitar interferências. Jejuns superiores a 14 horas, também não são recomendados, pois podem interferir em alguns exames.
Dieta:
A ingestão em excesso de certos alimentos, pode causar alterações que permanecem por algum tempo. Exemplos: uma dieta rica em proteínas pode elevar o resultado de uréia e acido úrico. A cafeína interfere no metabolismo dos lipídios aumentado os valores do colesterol e triglicérides.
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Variações circadianas:
Ritmo circadiano ou ciclo circadiano designa o período de aproximadamente 24 horas sobre o qual se baseia o ciclo biológico de quase todos os seres vivos. Este ritmo é influenciado por vários fatores, principalmente pela variação de luz, dia e noite, temperatura, sono, postura, atividade física, alimentação e estresse. O efeito do ritmo circadiano na interpretação dos exames é de grande importância. Além das variações individuais, muitos hormônios sofrem variações ao longo das 24 horas. 
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Por exemplo: o cortisol apresenta valores mais elevados pela manhã, sendo que à tarde e à noite seus valores são mais baixos. O TSH apresenta níveis mais elevados no meio da noite e níveis mais baixos no meio do dia. O potássio, a fosfatase ácida e a transferrina estão mais elevados pela manhã. Além da variação individual, o ferro sérico pode sofrer variações de 30 a 50% em seus valores. À tarde, os triglicerídeos e a uréia estão mais altos. 
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As células sanguíneas também apresentam variações. Leucócito e linfócitos apresentam valores máximos pela manhã, já os eosinófilos apresentam-se mais baixos à tarde. A vitamina D, que sofre interferência da luz solar, no inverno sofre redução dos seus níveis. Devido a estes fatos, os valores para as provas funcionais foram padronizados pela manhã, por isto os exames devem ser realizados neste período.
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Uso do Álcool
O álcool pode provocar modificações no metabolismo, alterando vários componentes sanguíneos. O uso do álcool até quatro horas antes do exame pode diminuir a glicose sérica. A ingestão do álcool leva também ao aumento da concentração sérica dos triglicérides e do ácido úrico. Seu uso constante pode irritar a mucosa gástrica e causar sangramentos, interferindo na pesquisa de sangue oculto nas fezes.
Uso do Tabaco
São várias, as alterações associadas ao tabaco. O tabaco pode provocar aumento: na hemoglobina, leucócitos hemácias, glicose, cortisol, etc. Pode também causar diminuição do colesterol HDL (bom).
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Medicamentos e analitos
Vários medicamentos como anti-inflamatórios, anticoagulantes orais, antirretrovirais, entre outros, interferem nos exames hematológicos. Por isso, o paciente deve ser questionado quanto ao uso de medicamentos eventuais ou crônicos e a forma de administração. O laboratório deve estabelecer um protocolo de questionamentos a ser respondido pelo paciente.
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Exercício físico
O exercício físico, dependendo da intensidade e da duração, pode afetar as concentrações sanguíneas e urinárias dos analitos. Pode aumentar a glicose e a insulina na fase inicial e levar a uma hipoglicemia com o aumento da sua intensidade. A creatinoquinase (CK) e a LDH se elevam com exercícios. As glicoproteínas, a transferrina, as transaminases, a uréia e a creatinina podem se elevar, assim como a contagem de leucócitos. A prática de exercícios estimula a produção de cortisol, alterando o ritmo circadiano. O PSA pode ser alterado em pacientes que se exercitaram em aparelhos que exerçam pressão na região prostática, como por exemplo: a bicicleta.
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Lipemia
Amostras lipêmicas acusam o excesso de lipídios ou gorduras na corrente sanguínea. Esse fenômeno faz com que o plasma ou soro apareça turvo ou leitoso, interferindo principalmente em testes que usam sistemas ópticos de leitura.
A ingestão de alimentos gordurosos pode provocar lipemia que, se moderada a intensa, interfere na contagem de leucócitos, plaquetas, eritrócitos e elevar muito a dosagem de hemoglobina.
Colocar o material biológico coletado no recipiente errado
Cada amostra coletada é analisada para uma finalidade e, por isso, cada uma delas precisa estar em um tubo para coleta de sangue respectivo.
As amostras encaminhadas para análises bioquímicas e sorológicas, por exemplo, devem ser colocadas em tubos de tampa amarela, pois eles contêm ativadores de coágulo.
 Identificação incorreta
Um erro grave e que não deve acontecer é colocar a identificação incorreta do paciente nos tubos de coleta. Para evitar que isso ocorra, é preciso que tanto profissional quanto o paciente identifiquem se o nome e a data de nascimento estão corretos.
Derramamento de material biológico que pode ser infectante
Outro erro que não pode ser cometido é o derramamento de material biológico, que pode ser infectante. Caso aconteça algum acidente e isso ocorra, deve-se cobrir a área com material absorvente e aplicar um agente que deixe inativo o material biológico. Depois desse agente agir, pode-se fazer a limpeza do local.
Se houver vidros quebrados juntos ao material derramado, recolha os pedaços com uma pinça e os descarte em um recipiente apropriado.
Verifique se alguém entrou em contato com o material biológico. Se isso ocorreu, comunique ao gestor e encaminhe a pessoa para avaliação e sequencia do protocolo de acidente.
Manusear a agulha após coletar materiais biológicos
Acidentes com perfurocortantes podem resultar no contato com vírus e bactérias. Por isso, quando o profissional da saúde fizer a coleta do material biológico, ele não deve tentar retirar a agulha da seringa para fazer o descarte desses materiais. O correto é descartá-los juntos em recipientes seguros e que não sejam violados por perfurocortantes.Para que os profissionais tenham um ambiente mais seguro, o ideal é que os perfurocortantes tenham dispositivos de segurança.
Acondicionar de forma errada as amostras
Para que o laboratório consiga fazer as análises do material biológico coletado e não seja preciso repetir o exame, é necessário que as amostras sejam armazenadas corretamente, para que não se degradem. É preciso, por exemplo, evitar que os materiais biológicos sofram consecutivos congelamentos e descongelamentos.
Erros no Manuseio de Material Biológico
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O local de preferência para as venopunções é a fossa antecubital, na área anterior do braço em frente e abaixo do cotovelo, onde está localizado um grande número de veias, relativamente próximas à superfície da pele. 
Quando as veias desta região não estão disponíveis ou são inacessíveis, a veias do dorso da mão também podem ser utilizadas para a venopunção. Veias na parte inferior do punho não devem ser utilizadas porque, assim como elas, os nervos e tendões estão próximos à superfície da pele nessa área.
Locais de Escolha para Venopunção
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Atenção: punções arteriais não devem ser consideradas como uma alternativa à venopunção pela dificuldade de coleta.
Alert GIFs | TenorNOS BASTIDORES DA CIDADE.COM.BR (NOTICIAS EXCLUSIVAS TODO DIA): ONU alerta para possível ressurgimento da gripe aviáriaLABORATÓRIO DOM BOSCO
Áreas a serem evitadas para a venopunção 
• Não devem ser coletadas nos membros onde estiverem instaladas terapias intravenosas. 
• Evitar locais que contenham extensas áreas cicatriciais de queimadura. 
• Não coletar ao lado da região onde ocorreu a mastectomia.
• Áreas com hematomas podem gerar resultados errados de exames, qualquer que seja o tamanho do hematoma. 
• Não coletar em membros com fístulas arteriovenosas, enxertos .
• Evite puncionar veias trombosadas. Essas veias são pouco elásticas, assemelham-se a um cordão e têm paredes endurecidas.
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Técnicas para evidenciação da veia 
	Observação de veias calibrosas.
 
	Movimentação: pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos de abrir e fechar a mão. Os movimentos de abertura das mãos reduzem a pressão venosa, com o relaxamento muscular. 
	
	Massagens: massagear suavemente o braço do paciente (do punho para o cotovelo). 
	
	Palpação: realizada com o dedo indicador do profissional. Não utilizar o dedo polegar devido à baixa sensibilidade da percepção da pulsação. Esse procedimento auxilia na distinção entre veias e artérias pela presença de pulsação, devido à maior elasticidade e à maior espessura das paredes dos vasos arteriais. 
	
	Fixação das veias com os dedos, nos casos de flacidez.
Precauções no uso de torniquete 
	
	Quando a sua aplicação excede um minuto, pode ocorrer estase localizada, hemoconcentração e infiltração de sangue para os tecidos, gerando valores falsamente elevados para todos os analitos baseados em medidas de proteínas, alteração do volume celular e de outros elementos celulares. 
	
	O uso inadequado pode levar à situação de erro diagnóstico (como hemólise, que pode tanto elevar o nível de potássio como alterar a dosagem de cálcio etc.), bem como gerar complicações durante a coleta (hematomas, formigamento e, em casos extremos, sinal de Trousseau etc.). 
	
	Havendo lesões de pele no local pretendido, deve-se considerar a possibilidade da utilização de um local alternativo ou aplicar o torniquete sobre a roupa do paciente.
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Higienização das mãos 
As mãos devem ser higienizadas antes e após o contato com cada paciente. A higienização pode ser feita com água e sabão ou usando álcool gel. A fricção com álcool reduz em 1/3 o tempo despendido pelos profissionais de saúde para a higiene das mãos, aumentando a aderência a esta ação básica de controle. Quanto às desvantagens, é citado o odor que fica nas mãos e a inflamabilidade, que é observada apenas com as soluções de etanol acima de 70%.
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Antissepsia do local da punção 
O procedimento de venopunção deve ser precedido pela higienização do local para prevenir a contaminação microbiana de cada paciente ou amostra.
Procedimento 
• Limpar o local com um movimento circular do centro para fora ou sentido único
• Deixar secar por aproximadamente 30 segundos para prevenir hemólise da amostra e reduzir a sensação de ardência na venopunção. 
• Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local. 
• Não tocar novamente na região após a antissepsia. 
• Se a venopunção for difícil de ser obtida e a veia precisar ser palpada novamente para efetuar a coleta, o local escolhido deve ser limpo novamente
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Sistema aberto e fechado
Coleta com agulha e seringa
É realizado por meio de uma agulha e seringa. Ele se torna apenas indispensável em situações em que a mesma punção também é utilizada para infundir medicamentos.
Contudo, a sua escolha pode acarretar diversos problemas. O primeiro deles é o risco de acidente com o material perfurocortante no momento de transferir o sangue para o frasco a vácuo. Outro é o comprometimento da amostra graças a hemólise, que nada mais é do que o rompimento da membrana da hemácia, causando a liberação da hemoglobina. 
Tipos de coleta de sangue: materiais, passo a passo e técnicasLABORATÓRIO DOM BOSCO
Coleta a vácuo
O sistema a vácuo, ou fechado, foi desenvolvido durante a segunda guerra e consistia em um dispositivo que aspirava o sangue do paciente diretamente para o tubo de análise por meio de uma seringa de duas pontas.
Vantagens da coleta a vácuo
Segurança e conforto.
Segurança para o profissional da saúde, que não tem contato algum com o sangue coletado, já que o material biológico flui diretamente para o tubo de coleta a vácuo; e conforto para o paciente, já que em uma única punção venosa podem ser realizadas diversas coletas de maneira rápida e prática.
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Procedimentos de Coleta de Sangue a Vácuo
	Higienizar as mãos;
	Informar ao paciente como será o procedimento;
	Abrir o lacre da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo em frente ao paciente;
	Rosquear a agulha no adaptador do sistema a vácuo;
	
	
	
	
	
	
	Calçar as luvas;
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	Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro; 
	Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e feche a mão; em seguida, afrouxar o instrumento e esperar 2 minutos para utilizá-lo novamente. 
	
	Fazer a antissepsia;
	
	Garrotear o braço do paciente;
	
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	Retirar a proteção que recobre a agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo;
	Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30°, com o bisel da agulha voltado para cima. Se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a antissepsia);
	Inserir o primeiro tubo a vácuo; 
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	Quando o sangue começar a fluir para dentro do tubo, desgarrotear o braço do paciente e pedir para que abra a mão
	Realizar a troca dos tubos sucessivamente;
	Após a retirada do último tubo, remover a agulha e fazer a compressão no local da punção, com algodão ou gaze secos 
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	Exercer pressão no local, em geral, de 1 a 2 minutos, evitando-se, assim, a formação de hematomas e sangramentos;
	Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente para materiais perfurocortantes;
	Orientar o paciente a não dobrar o braço por 5 minutos, não carregar peso ou bolsa a tiracolo no mesmo lado da punção por, no mínimo, 20 minutos, e não manter a manga dobrada, pois pode funcionar como torniquete;
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	Verificar se há alguma pendência, fornecendo orientações adicionais ao paciente, se for necessário. 
	
	Certificar-se das condições gerais do paciente, perguntando se está em condições de se locomover sozinhoe, em caso afirmativo, entregar o comprovante de retirada do resultado ao paciente para, em seguida, liberá-lo. 
	
	Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente ao processamento. 
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Agulhas para coleta múltipla e calibres
	25 x 7 mm (21G1), em geral, preta: usualmente indicada para pacientes geriátricos, pediátricos e com acesso venoso difícil; 
	
	25 x 8 mm (22G1), em geral, verde: usualmente indicada para pacientes com bom acesso venoso; é a agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo mais utilizada.
Adaptadores para coleta de sangue a vácuo 
O adaptador é uma peça plástica que, uma vez rosqueada a agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo, possibilita ao técnico uma melhor empunhadura e segurança na hora da coleta venosa.
Acessórios : Adaptador Vacutainer Pronto Holder 368872 - BDLABORATÓRIO DOM BOSCO
Escalpes para coleta múltipla de sangue a vácuo 
Os escalpes para coleta de sangue a vácuo são similares aos escalpes de infusão, a diferença é que no luer, porção final do tubo vinílico, existe uma peça acoplada, onde o adaptador é rosqueado com uma agulha recoberta por uma manga de borracha. 
Escalpes para coleta de sangue a vácuo e calibres: 
	21G (calibre 8), em geral, verde: usualmente utilizado para pacientes com bom acesso venoso; 
	23G (calibre 6), em geral, azul claro: é o mais utilizado em neonatos, pacientes geriátricos, pediátricos e em tratamentos com quimioterápicos, pois possuem acesso venoso difícil; 
	25G (calibre 5), em geral, azul escuro: usualmente utilizado para o mesmo perfil de pacientes anteriormente descritos, porém, com acessos venosos ainda mais difíceis.
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Aspectos de Segurança na Fase de Coleta
Tranquilizar o paciente antes da coleta, para que seja realizada com sucesso: caso o paciente esteja preocupado com a intensidade da dor decorrente do procedimento, deve-se agir com honestidade, explicando que a sensação dolorosa produzirá um leve desconforto, porém, de curta duração.
Não existe um procedimento que facilite, com eficiência, uma coleta infantil, porém, artifícios relativamente simples podem auxiliar, sobremaneira, neste tipo de coleta. Ao lidar com crianças, pode-se solicitar sua colaboração, convidando-as a participar ativamente do processo da coleta, por exemplo, segurando o algodão, gaze ou o curativo adesivo.
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Punção Acidental de uma Artéria 
A probabilidade de puncionar acidentalmente uma artéria é um fato relativamente raro, lembrando-se de que a escolha adequada do local da punção é primordial para evitar esse tipo de acidente. Sua ocorrência está associada à tentativa de uma punção venosa profunda e, com mais frequência, quando se tenta puncionar a veia basílica, que se localiza muito próxima à artéria braquial. A punção acidental de uma artéria pode ser identificada pelo “vermelho vivo” do sangue e pela drenagem do sangue em jato, ou pelo ritmo pulsátil do sangue para o interior do tubo. Caso ocorra a punção inadvertida de uma artéria, é importante realizar uma pressão local por, pelo menos, 5 minutos, além de uma oclusão mais eficiente do local da punção.
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Lesão Nervosa 
Para prevenir lesão de algum ramo nervoso, recomenda-se evitar a inserção muito rápida ou profunda da agulha. A punção de uma veia por meio de múltiplas tentativas de redirecionamento da agulha já inserida, de forma aleatória, não deve ser realizada.
Dor 
A dor no ato e após a punção é de baixa intensidade e suportável, porém, tranquilizar o paciente antes da coleta auxilia sobremaneira no seu relaxamento, tornando o procedimento menos doloroso. O local da punção deve estar seco, caso tenha sido utilizado o álcool na antissepsia, fato que diminui a sensação dolorosa. 
	Caso durante a coleta o sangue pare de
refluir, reposicione gentilmente a agulha.
	Se necessário, retraia a mesma com 
cuidado para não perder a punção.
	Não cubra seu campo de visão com a 
mão que apoia o holder, sempre deixe o 
local da inserção visível.
	
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Hemocultura 
Para a realização de hemocultura, faz-se a coleta e a transferência de sangue para as garrafas de hemocultura, que contêm meios de cultura próprios para o crescimento de microorganismos. A qualidade da coleta de sangue é fator limitante, tanto para a positividade quanto para a agilidade dos resultados.
Volume de sangue a ser coletado 
Assim como o número de hemoculturas coletadas, o volume de sangue coletado é uma variável muito importante na detecção de bacteremia e/ou fungemia. Para pacientes adultos, a quantidade de patógenos recuperada aumenta proporcionalmente ao volume de sangue coletado. Portanto, em adultos, recomenda-se a coleta de 20 a 30 mL por amostra.
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Tipo de garrafa a ser coletada 
Os dados de estudos sobre coleta de sangue somente em garrafas aeróbias ou coleta no par aeróbio/anaeróbio são inconclusivos e conflitantes. Atualmente, a recomendação atual do CLSI é coletar o par de garrafas aeróbio/anaeróbio, quando não houver especificação no pedido médico.
Transporte das amostras 
As amostras devem ser transportadas ao laboratório em, no máximo, duas horas, pois atrasos no início da incubação dos frascos podem atrasar ou mesmo impedir o crescimento de micro-organismos. As garrafas de hemoculturas jamais devem ser refrigeradas ou congeladas, pois baixas temperaturas podem inviabilizar alguns micro-organismos, o ideal é transportar as amostras à temperatura ambiente 
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Atenção: 
Para crianças pequenas e bebês, o volume de sangue coletado não deve exceder 1% do volume total de sangue do paciente.
Procedimento para coleta de hemoculturas Antissepsia
Vários antissépticos têm sido usados clinicamente há muitos anos, incluindo álcool 70%, tintura de iodo e clorexidina. Porém, estudos mostram que tintura de iodo e clorexidina possuem atividade antisséptica superior aos demais.
RIOHEX 0,5% SOLUÇÃO ALCOÓLICA Clorexidina Almotolia 100ml RioquimicaDrogaria SoaresLABORATÓRIO DOM BOSCO
Coleta fechada de hemocultura 
A coleta fechada de hemocultura, utilizando-se escalpe e adaptador para coleta de sangue a vácuo, torna esse procedimento mais seguro, diminuindo os riscos de acidente com perfurocortantes.
Antes da coleta da hemocultura 
Inspecionar todas as garrafas e descartar aquelas que apresentarem evidência de contaminação, danos ou deterioração. 
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Preparar o sítio de punção 
	Realizar a antissepsia adequada (álcool 70% seguido de PVPI, clorexidina ou outra etapa com álcool 70% em pacientes alérgicos), com movimentos circulares, do centro para a periferia. 
	
	Esperar secar naturalmente. 
	
	Não tocar a área. 
	
	Não apalpar. 
	
	Não esfregar. 
	
	Não assoprar
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Preparar as garrafas 
	Remover as tampas das garrafas;
	
	Limpar as tampas de borracha das garrafas com álcool 70% e permitir a secagem natural;
	Marcar na etiqueta o nível de preenchimento de sangue;
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Coletar o sangue
	Realizar a punção segurando as abas do escalpe;
	
	Selecionar a garrafa aeróbia em primeiro lugar; 
	
	Manter a garrafa na posição vertical;
	
	Ajustar e pressionar o adaptador sobre a tampa de borracha da 
garrafa para perfurá-la; 
	
	Coletar o volume necessário de sangue;
	
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	Remover o adaptador da garrafa. 
	
	Imediatamente ajustar e pressionar o adaptador na segunda garrafa. 
	
	Coletar o volume de sangue desejado na segunda garrafa. 
	
	Remover o adaptador da garrafa. 
	
	Assim que o último frasco ou tubo for preenchido, retirar a agulha do braço do paciente. 
	
	Cobrir o sítio da punção com gaze e pressionar levemente. 
	
	Ativar o dispositivo de segurança do escalpe 
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Identificação dos frascos 
	Identificar todas as garrafas com as informações do paciente;
	
	Não escrever ou colar etiquetas sobre o código de barras que é utilizadocomo instrumento para reconhecer a garrafa;
	Locais de punção diferentes devem ser utilizados para cada hemocultura coletada.
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Tubos de coleta a vácuo na análise de sangue: padrão de cores e benefícios - KasviORDEM DOS TUBOS PARA COLETA DE SANGUE
ANALISE MICROBIOLOGICASSEMPRE QUE TEM A COLETA DA HEMOCULTURA, ELA É A PRIMEIRA A SER COLETADA!
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Homogeneização para tubos de coleta
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Considerações Importantes sobre Hemólise 
Hemólise tem sido definida como a “liberação dos constituintes intracelulares para o plasma ou soro”, quando ocorre a ruptura das células do sangue, o que pode interferir nos resultados de alguns analítos. Ela é geralmente reconhecida pela aparência avermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada pela hemoglobina liberada durante a ruptura dos eritrócitos. Desse modo, a interferência pode ocorrer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina.
Laboratório pediu nova coleta de sangue, material hemolisou, o que pode ter causado e como proceder
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Boas práticas de pré-coleta para prevenção de hemólise 
	Deixar o álcool secar antes de iniciar a punção. 
	
	Evitar usar agulhas de menor calibre. Usar esse tipo de material somente quando a veia do paciente for fina ou em casos especiais. 
	
	Evitar colher o sangue de área com hematoma. 
	
	Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. Perfure a veia com a agulha a um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou menos. Assim, evita-se que o sangue se choque com força na parede do tubo, hemolisando a amostra, e previne-se também o refluxo do sangue do tubo para a veia do paciente. 
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	Tubos com volume de sangue insuficiente ou em excesso alteram a proporção correta de sangue/aditivo, levando à hemólise e a resultados incorretos. 
	
	Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à seringa, para evitar a formação de espuma. 
	
	Não puxar o êmbolo da seringa com muita força. 
	
	Ainda em coletas com seringa, o sangue deslizando-o cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação da extremidade da seringa com o anticoagulante ou com o ativador de coágulo contido no tubo. 
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Boas práticas de pós-coleta para prevenção de hemólise 
	Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes, não chacoalhar o tubo. 
	
	Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analito a ser dosado necessitar desta conservação.
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Descarte de Material Perfurocortante
Plano de Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde – PGRSS | Licenciador AmbientalLABORATÓRIO DOM BOSCO
Descarte de Resíduos do Grupo E
RDC Nº 306, de 7 de dezembro de 2004, 
Os resíduos do grupo E são constituídos por materiais perfurocortantes como objetos e instrumentos contendo cantos, bordas, pontos ou protuberâncias rígidas e agudas capazes de cortar ou perfurar.
Podemos exemplificá-los: lâminas de barbear, agulhas, escalpes, ampolas de 
vidro, brocas, limas endodônticas, pontas diamantadas, lâminas de bisturi, lancetas; tubos capilares; micropipetas; lâminas e lamínulas; espátulas; e todos os utensílios de vidro quebrados no laboratório (pipetas, tubos de coleta sanguínea e placas de Petri) e outros similares.
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Os materiais perfurocortantes devem ser descartados separadamente, no local de sua geração, imediatamente após o uso ou necessidade de descarte, em recipientes de paredes rígidas, resistentes à punctura, ruptura e vazamento, resistentes ao processo de esterilização, com tampa, devidamente identificados com o símbolo internacional de risco biológico, acrescido da inscrição de “PERFUROCORTANTE” e os riscos adicionais, químico ou radiológico.
É expressamente proibido o esvaziamento desses recipientes para o seu reaproveitamento.
Estes recipientes só devem ser preenchidos até os 2/3 de sua capacidade, ou o nível de preenchimento ficar a 5 (cinco) cm de distância da boca do recipiente. Devem estar localizados tão próximo quanto possíveis da área de uso destes materiais.
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Temperatura para acondicionamento das Amostras
As amostras são guardadas em ambiente refrigerado, com temperatura média de 4ºC. A temperatura de ficar entre 2° e 8°C.
Transporte das Amostras Biológicas
O transporte de amostras clínicas faz parte da fase pré analítica do processo operacional de realização de exames laboratoriais. 
Entende-se como amostra biológica adequada aquela obtida em quantidade suficiente, em recipiente adequado, bem identificada e transportada de forma a manter a integridade do material a ser pesquisado.
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DEFINIÇÕES E CONCEITOS 
Acondicionamento de material biológico: procedimento de embalagem de material biológico que possui a finalidade de transporte, visando à proteção do material, do meio ambiente e das pessoas durante toda a etapa do transporte até o destino final. O acondicionamento é um procedimento fundamental para garantir a conservação das propriedades biológicas do material;
Amostras de pacientes: materiais coletados diretamente dos seres humanos (sangue, excreções, secreções, entre outros) para fins de diagnósticos, investigação, tratamento e prevenção de doenças;
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Sangue: 
Amostras coletadas em tubos: seco, com EDTA (ácido etilenodiamino tetra-acético) ou plasma, deverão ser transportadas em galerias, acondicionadas em maletas térmicas contendo gelo reciclável para manter a refrigeração adequada, sendo a temperatura aceitável para transporte até 15º C. Estas não podem ficar próximas à fonte térmica, devendo ficar na parte mais alta das maletas. 
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Caixa para transporte entre unidades
Caixa térmica Autom com termômetro acoplado - YouTubeLABORATÓRIO DOM BOSCO
REFLEXO VAGAL
O QUE É? POR QUE OCORRE? O QUE FAZER?
EB02-11: [Atividade] - Questionário (sem4)Resposta relacionada à ativação inapropriada do nervo vago.  A síncope, portanto, não é uma doença, mas sim, um sintoma, normalmente se caracteriza pelo desmaio. Ocorre em cerca de 30% da população adulta e pode indicar diversos problemas, como problemas cardíacos, neurológicos, queda súbita da pressão arterial, hipoglicemia, ou ainda, excesso de ansiedade. O nervo vago controla também: a pressão arterial, a frequência cardíaca e os movimentos dos intestinos. Muitas vezes ocorre a liberação do esfíncter urinário e intestinal.
O paciente apresenta palidez, sudorese, taquicardia, hipotensão, durante a coleta é possível em alguns casos ver a diminuição do fluxo de sangue para o tubo.
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Enquanto estiver na cadeira de coleta apenas proteja a sua cabeça para não bater e evitar que caia. Continue chamando pelo seu nome e oriente a respirar. A recuperação é rápida e provavelmente ele não terá lembrança do ocorrido. Assim que ele estiver mais recuperado, o encaminhe a uma sala com maca, ajude-o a deitar-se e eleve os MMII (pernas). Não o deixe sozinho!
Quando já estiver melhor, ajude a sentar-se com as pernas para fora, oriente a inspirar pelo nariz e expirar pela boca, certifique-se que não sente tontura, ofereça ali mesmo o desjejum, preferencialmente biscoito salgado e o libere.
As próximas coletas deverão ser realizadas deitado, isso diminui as chances de uma nova ocorrência por ansiedade.
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https://www.emdefesadasaude.com.br/wp-content/uploads/2017/12/pun%C3%A7%C3%A3o.jpegFicheiro:Plateletpheresis hematoma 2016.jpgErros de punção e de compressão efetiva. 
Edema e Hematoma
Em caso de hematoma orientar o cliente a realizar compressa fria no local. Em caso de aumento significativo, amortecimento, perda da força ou movimento, retornar a unidade para avaliação e conduta.
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COLETA DE URINA POR MEIO DE SACO COLETOR INFANTIL
Esse exame é indicado para o diagnóstico de infecções do trato urinário.
A orientação deve ser passada de forma clarapara evitar a contaminação da amostra. Caso o procedimento seja realizado na unidade, o profissional deve realizar a técnica assertiva, afim de não gerar um falso resultado por erro pré analítico.
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Como coletar urina no bebê? - Junho de 2016 - BabyCenterColetor Pote Urina 50ml Ind. Estéril - 100 Unidades-firstlab | Mercado Livre	Separe o material que será utilizado;
	
	Oriente sobre o procedimento a ser realizado;
	
	Peça ao responsável que posicione a criança na maca e abra as fralda, em caso de evacuação, peça que realize a higiene prévia;
	
	Lave as mãos na técnica correta;
	
	Calce as luvas de procedimento;
	Preferencialmente utilize gaze e Clorexidina aquosa para realizar a higiene intima.;
Utilizando o saco coletor
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Higiene em genitália feminina
SEMPRE EXPLIQUE O PROCEDIMENTO PASSO A PASSO!
	Afaste os grandes lábios e passe a gaze umedecida do meato urinário em direção ao ânus sentido único;
	Repita o procedimento nos grandes lábios;
	Fixe o coletor, a parte da pele que entrará em contato com o adesivo deve estar seca.
	Volte a fralda;
	Marque o horário, deve permanecer por 30 minutos, caso a criança não tenha urinado, repita o procedimento deixando o coletor mais 30 minutos.
	Caso a criança não tenha urinado nesse período, refaça o procedimento da assepsia e coloque o terceiro coletor por 1 hora.
 Deve ser no máximo 3 tentativas por dia, afim de não causar lesão.
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Higiene em genitália masculina
SEMPRE EXPLIQUE O PROCEDIMENTO PASSO A PASSO!
	Com a gaze umedecida, realize a assepsia da glande em direção a base do pênis em sentido único;
	
	Pegue uma segunda gaze, umedeça e faça a higiene da glande em movimento circular;
	
	Não deve fazer movimento de vai e vem!
	
	É importante que nos meninos que não apresentam fimose (fechamento do prepúcio) o mesmo seja retraído com exposição da glande para uma higienização efetiva.
	
	Fixe o coletor, a parte da pele que entrará em contato com o adesivo deve estar seca.
	
	Volte a fralda;
	
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	Marque o horário, deve permanecer por 30 minutos, caso a criança não tenha urinado, repita o procedimento deixando o coletor mais 30 minutos.
	Caso a criança não tenha urinado nesse período, refaça o procedimento da assepsia e coloque o terceiro coletor por 1 hora.
 Deve ser no máximo 3 tentativas por dia, afim de não causar lesão.
 Coleta de Urina
Adultos
	 Após levantar-se, realizar higiene pessoal com água e sabonete, enxaguar bastante e secar com toalha limpa (que não tenha sido usada anteriormente);
	Começar a urinar no vaso sanitário para desprezar o primeiro jato de urina. Em seguida, colher a urina no frasco até completar sua metade;
	Não colocar a parte interna da tampa em contato com a pia, vaso sanitário e mãos;
	Não encostar o frasco nas genitais;
	Se não for possível coletar a primeira urina da manhã, fique com a urina retida por 2 horas ou retenha a urina o máximo possível, então proceda como descrito acima. Informe ao laboratório o tempo de retenção urinária;
	Entregar a amostra ao laboratório imediatamente, caso não possa fazê-lo, mantenha a urina em geladeira por no máximo 24 horas e traga-a o mais rápido possível ao laboratório refrigerada;
	Não transportar a urina em locais/superfícies que tenham contato com o sol;
Exceções:
Para exames toxicológicos como maconha e cocaína, a coleta segue os procedimentos à cima, mas só pode ser realizado no laboratório por se tratar de uma coleta assistida, ou seja, o ato da coleta tem que ser acompanhado por um analista ou técnico de laboratório.
PCR para Clamídia, Citologia e demais 
exames realizados no primeiro jato de urina
O ideal é realizar a coleta ao levantar ou após no mínimo duas horas de retenção.
	Fazer a coleta em um coletor convencional de tampa rosqueável, não se faz necessária higienização nem se pode desprezar o primeiro jato de urina.
	Não colocar a parte interna da tampa em contato com a pia, vaso sanitário e mãos;
	Não encostar o frasco nas genitais;
	Entregar a amostra ao laboratório imediatamente, caso não possa fazê-lo, mantenha a urina em geladeira por no máximo 30 minutos e traga-a o mais rápido possível ao laboratório refrigerado (volume 10 e 20 ml);
Exame de fezes: para que serve e como coletarExame de fezes: para que serve e como coletar
O exame de fezes pode ser solicitado como exame de rotina ou ser indicado com o objetivo de investigar as causas de alterações intestinais, sendo principalmente solicitado pelo médico quando a pessoa apresenta sinais e sintomas de vermes, como dor abdominal, diarreia, presença de sangue nas fezes ou prisão de ventre.
Como fazer a coleta de fezes?
Para a coleta é preciso: 
Evacuar no penico ou numa folha de papel branco colocada no chão do banheiro; 
Coletar um pouco de fezes com uma pazinha (que vem junto do pote) e coloca-la dentro do frasco; 
Escrever o nome completo no frasco e guardar na geladeira por 24 horas até ser levado para o laboratório refrigerado.
CULTURA PARA FUNGOS
Sinonímia: Micológico completo, cultura para dermatófitos, cultura para leveduras.
Material: Material especificado pelo clínico.
Colheita, conservação: O material é colhido diretamente das lesões. Quando secas, por escarificação; quando úmidas o material é colhido com alça; pelos são arrancados com sua base e unhas cortadas e/ou escarnicadas. Secreções são transferidas para os meios de cultura. Em qualquer caso procede-se à pesquisa microscópica do material.
Preparo do paciente: Suspender medicação antifúngica tópica ou sistêmica, se possível, no mínimo 3 dias antes da colheita do material.
Interferentes: Medicamentos, principalmente os de uso tópico.
Valores normais: Negativo.
Exame Micológico Direto
Amostras
Pele, pelo e unha.
Instruções aos pacientes
	O paciente não estar e uso de antifúngicos de uso tópico ou oral no momento da coleta. Caso o paciente esteja fazendo uso, deve-se aguardar 15dias para a realização da coleta ou conforme orientação médica;
	Não fazer uso de pomadas e cremes comuns um dia antes da coleta;
	Retirar o esmalte da unha 72hs (3dias) antes da coleta;
	Não ir a manicure e pedicure antes da coleta;
	Para lesões de pele, não tomar banho no dia da coleta;
	Não lavar o couro cabeludo ou região da barba no dia da coleta;
	Lavar e secar os pés no dia da coleta e ir ao laboratório com calçado fechado;
Instruções de coleta
Coletar em placa de Petri estéril ou frasco estéril;
Pele:
		Faça assepsia com álcool isopropílico a 70%
		Com uma cureta dermatológica ou lâmina de microscopia, raspe vigorosamente na borda das lesões ativas, distribuídas pelo corpo;
		Escolher sempre que possível s lesões mais recentes.
		Caso o paciente apresente várias lesões, deve-se coletar material das lesões semelhantes mínimo três lesões;
Unha:
	
	Faça assepsia com álcool isopropílico a 70%;
	Lesões subungueais: com o auxílio de uma cureta com a extremidade afiada, realizar um raspado na placa subungueal afetada, da borda da unha ate a região mais interna, coletando as escamas mais profundas. Deve-se procurar sempre retirar material da região de progressão e confluência do tecido são e do tecido doente;
	Lesões supra-ungueais: raspar a placa esbranquiçada aderida a superfície da unha e colher o material em placa de Petri;
	Em caso de paroníquia (inflamação na região da cutícula) colher as escamas da prega periungueal e, se possível, pressionar as bordas ungueais, colhendo o material purulento com o auxílio de swab, que deve ser colocado em solução salina estéril.
Pelo:
	
	Nas regiões de alopecia (área de rarefação de pelo), os pelos tonsurados devem ser removidos de dentro do folículo piloso, por arrancamento com auxílio de uma pinça estéril;
	Raspar também as áreas descamativas do couro cabeludo, nas bordas das lesões e colocar junto com os pelos na placa de Petri.
Placa de Petri em Vidro - LojaSynth.comCultura bacteriológicade Pele
Amostras
Exsudatos de lesão (superficial, profunda ou operatória) e biópsia.
Aula slides bacteriologiaInstruções de coleta
Lesões abertas:
	Não é recomendado cultura de lesões secas ou crostas;
	Descontaminar as margens e a superfície das lesões com solução fisiológica, álcool a 70%, ou clorexidina a 0,2% solução aquosa, dependendo do tipo de lesão.
	Proceder nova limpeza com solução fisiológica estéril;
	Remove o material purulento;
	Coletar o material na parte mais profunda da lesão utilizando swab com meio de transporte.
Abscessos fechados:
	Não usar swab;
	Fazer antisepsia com álcol 70%;
	Aspirar o exsudato com agulha e seringa.
Ferida de queimadura
	
	A coleta de ser realizada após desbridamento e descontaminação da lesão. A coleta de fragmento de tecido (biópsia) é a técnica mais indicada. Caso não seja possível, coletar dois swabs estéreis com meio de transporte;
	Amostra da superfície da lesão normalmente representa colonização
Pústula e vesícula
Selecionar uma pústula intacta. Fazer a antissepsia com produto adequado e puncionar. Se a lesão for seca com crosta, sem vesícula ou pústula evidente, remover o material superficial após antissepsia e passar firmemente o swab estéril sobre a lesão.
CITOLÓGICO NASAL
O exame consiste na avaliação da presença de leucócitos e eritrócitos e na semiquantificação das células inflamatórias em esfregaço corado, com particular ênfase em eosinófilos e mastócitos. É utilizado para categorizar as rinites. 
Em processos com obstrução nasal crônica de qualquer etiologia, o número de células caliciformes pode ser superior a 20%. Nas situações de aumento da cavidade nasal (rinite atrófica), essa quantidade diminui e ocorre metaplasia para epitélio plano. Nos processos alérgicos, como asma e rinite, há aumento de mastócitos e/ou eosinófilos. Já em doenças bacterianas ou virais, encontram-se neutrófilos em grande quantidade. 
Instruções para o exame
É recomendado não utilizar medicamentos tópicos(soluções ou cremes nasais) nas 24h que antecedem o exame.
Técnica:
Examinar a fossa nasal do paciente com o intuito de verificar a presença de secreções e a posição do corneto inferior e médio. A inspeção é feita deslocando-se a ponta do nariz para cima com o dedo polegar e inclinando-se a cabeça do paciente. Pedir para o paciente assoar (limpar) o nariz caso haja secreções. O objetivo do swab é colher um esfregaço de células e não secreção nasal.
Introduzir o swab na cavidade nasal (cerca de 5 cm), direcionando-o para cima (direção dos olhos), com uma angulação de 30 a 45º em relação ao lábio superior. È importante certificar-se que o swab ultrapassou superiormente o corneto inferior atingindo o meato médio. Após a introdução, esfregar o coletor com movimentos circulares delicados, pressionando-o contra a parede lateral do nariz (em direção à orelha do paciente). Remover o coletor do nariz do paciente cuidadosamente e fazer o esfregaço na lâmina em formato caracol, algumas instituições utilizam como meio de transporte a salina.
Orientações de Coleta 2019-nCoV 31_01_20A COLETA E TRANSPORTE DE VÍRUS RESPIRATÓRIO
Secreção por aspirado da nasofaringe ou swab nasal e oral.
As amostras clínicas deverão ser coletadas preferencialmente até o 3° dia após o início dos sintomas e, no máximo, até 7 dias após o início dos sintomas, independente de utilização de medicação ou vacinação prévias.
Coleta 
a) Swab combinado (nasofaringe e orofaringe): Proceder a coleta utilizando três swab: um na orofaringe e os outros dois, um em cada narina. 
Técnica de coleta 
	Nasofaringe: a coleta deve ser realizada na região posterior do meato nasal para obtenção de células da mucosa, com movimento de rotação do swab, evitando sangramento. Coletar um swab para cada narina.
	Orofaringe: inserir o swab até a parede posterior da orofaringe realizando movimentos de rotação para obter células da mucosa, evitando tocar em outras regiões da boca.
	 inserir os três swab em um mesmo frasco contendo meio de transporte viral; quebrar ou cortar o excesso de hastes dos swab; fechar o tubo e identificar com nome completo do paciente de forma legível, data e hora da coleta; manter refrigerado entre 2 °C a 8 °C durante o período de armazenamento e transporte; encaminhar ao setor técnico.
Equipamento de proteção individual – EPI
 
Avental impermeável; 
Luvas de procedimento; 
Máscara N95 ou PFF2; 
Protetor facial; 
Gorro. 
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REFERÊNCIAS 
Oliveira, BRG de; Collet, N. Criança hospitalizada: percepção das mães sobre o vínculo afetivo criança-família. Rev.latino-am.enfermagem. Ribeirão Preto, v. 7, n. 5, p. 95-102, dezembro 1999. 
Hockenberry, MJ. Wong, Fundamentos de enfermagem pediátrica. Rio de Janeiro: Elsevier, 2006. 
AZEVEDO, M. C. S.; BARBISAN, J. N.; SILVA, E. O. A. A predisposição genética na síncope vasovagal. Disponível em: https://www.scielo.br/pdf/ramb/v55n1/v55n1a09.pdf  . Acesso em 06/10/2021.
PINHEIRO, P. Desmaio, síncope e reflexo vagal. MD. SAÚDE. Disponível em: https://www.mdsaude.com/cardiologia/desmaio-sincope/  . Acesso em 06/10/2021.
http://www.sbpc.org.br/upload/conteudo/320090814145042.pdf
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