Ficha Técnica Acinetobacter Baumannii

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Alunos: Fabiana de Almeida Marques da Silva e João Paulo Machado de Queiroz 
 
Acinetobacter baumannii 
Classificação taxonômica: 
Domínio: Bacteria 
Filo: Proteobacteria 
Classe: Gammaproteobacteria 
Ordem: Pseudomonadales 
 Família: Moraxellaceae 
 
Micromorfologia: 
Forma: Fase logarítmica: bacilos/ Fase 
estacionária:cocobacilos 
Arranjo: Dispostas frequentemente aos pares 
Reação tintorial: Gram negativo 
 
Estruturas celulares: 
Indicar e descrever as estruturas celulares e suas funções presentes na espécie em 
estudo: 
 
-Parede celular: 
 
Proporciona rigidez estrutural, dá forma à 
célula e constitui uma barreira física 
contra o ambiente externo. Previne 
contra a ruptura da célula quando em 
pressão osmótica. Composta por 
exopolissacáridos e LPS localizados na 
membrana externa da parede. 
-Membrana citoplasmática: 
 
Composta por fosfolipídios e proteínas e 
tem a função de produzir energia, 
secreção de moléculas (enzimas, toxinas) 
e biossíntese (lipídeos de membrana, 
peptideoglicano, LOS [Barreira pode ser 
importante em condições secas]) 
 
-Ribossomos: Tipo 70S. Responsáveis pela síntese 
proteica. São compostos de duas 
subunidades, cada qual consistindo de 
proteínas e de um tipo de RNA 
denominado ribossômico (RNAr) 
 
Flagelo: Não possui 
Pili: 
 
Pili Tipo I, o qual desempenha 
importante papel na aderência e formação 
de biofilmes de Gram negativos. Produz 
pili tipo IV funcional, e utiliza-o tanto 
para transformação natural como para 
motilidade ocasional. Diversos 
pesquisadores hipotetizaram que pili tipo 
IV poderiam ser responsáveis, em parte, 
pelo motilidade independente de flagelo 
em superfícies e que são essenciais para 
contrair e contribuem para a adesão das 
células hospedeiras. 
 
Fímbrias: Presença de fímbrias e a produção de 
proteínas associadas ao biofilme (BAP) 
contribuem para iniciar o processo de 
produção do biofilme, e posterior adesão 
da bactéria em determinadas superfícies. 
São de natureza proteica, compostas por 
subunidades repetitivas de uma proteína 
denominada genericamente de pilina. As 
fímbrias possuem, geralmente em sua 
extremidade, e algumas vezes ao longo 
da estrutura, proteínas distintas, 
denominadas adesinas, as quais mediam 
a adesão específica da célula bacteriana a 
diferentes substratos. 
 
 
Características abióticas ideais ao crescimento: 
TEMPERATURA Classificação: 
Mesófila 
Faixa gradiente entre 20ºC a 
44ºC 
Temperatura ótima entre 30ºC e 
35ºC 
 
PH Classificação: 
Neutrófila 
Faixa gradiente entre 4,5 e 9,5 
(Bom crescimento 5,0 e 9,0) 
pH ótimo: 6,9 
 
OXIGÊNIO Classificação: 
Aeróbias 
Desenvolve preferencialmente na 
presença de oxigênio, mas é 
capaz de realizar desnitrificação 
como um tipo de respiração que 
reduz as formas oxidadas de 
Nitrogênio em resposta à 
oxidação de um doador de 
elétrons como matéria orgânica. 
Requer uma concentração de 
oxigênio muito baixa inferior a 
10% 
SALINIDADE Classificação: 
Halotolerantes 
Não apresenta uma tolerância 
excepcionalmente alta ao sal, 
mas está na faixa de muitas 
outras bactérias tolerantes ao sal. 
Pode crescer na presença de até 
700mM de NaCl quando em 
meio complexo. 
COMPOSTOS 
TÓXICOS 
Resistente a metais: 
Resistentes a metais, 
antibióticos, 
detergentes e outros 
biocidas 
Bombas de efluxo ou produção 
de enzimas capazes de hidrolisar 
os antibióticos, 
preferencialmente os beta-
lactâmicos. Incluindo β-
lactamases de amplo espectro, 
aminoglicosídeos e 
fluoroquinolonas, 
Resistência aos antibióticos: 
imipenem e meropenem 
 A. baumannii isolado de solo 
agrícola e sedimentos, solo 
contaminado por combustível e 
água de esgoto, mostraram 
resistência a diversos metais 
como Hg, Ag e As. Até o 
momento, seis mecanismos 
propostos de resistência ao metal 
pesado foram elucidados: (1) 
Liberação de íons metálicos por 
barreiras extracelulares como 
cápsula, parede celular e 
membrana plasmática. (2) 
Extrusão de íons metálicos 
através de bombas efluxo ou por 
difusão. (3) Sequestro 
intracelular de íons metálicos. 
(4) Sequestro extracelular de 
íons metálicos. (5) 
Biotransformação/desintoxicação 
de íons metálicos tóxicos. (6) 
Diminuição da sensibilidade dos 
alvos celulares aos íons 
metálicos. Em geral, os genes 
codificadores de resistência ao 
metal pesado são transportados 
em elementos genéticos móveis, 
como plasmídeos e transposons 
ou no DNA cromossômico 
Os mecanismos de ação dos 
biocidas são variados, de amplo 
espectro que incluem a lise e 
coagulação de componentes 
intracelulares, perturbação da 
homeostasia celular, ação sobre 
as membranas e a parede celular, 
inibição de enzimas, do 
transporte de elétrons, e da 
fosforilação oxidativa, interação 
com macromoléculas entre 
outros 
 
 
 
 
 
Características nutricionais e metabólicas: 
Fonte de carbono Classificação: 
Heterotróficas 
 
Certas cepas podem 
utilizar uma variedade de 
compostos orgânicos como 
fonte de carbono como 
hidrocarbonetos, ácidos 
alifáticos, açúcares 
pentoses, álcoois, 
aminoácidos e 
componentes aromáticos. 
Fonte de energia Classificação: 
Quimiorganotrófico 
(Quimioheterotrófico) 
 
Acetato, lactato ou 
Piruvato 
Fonte de nitrogênio e de outros nutrientes importantes Utilizam amônia ou nitrato 
como fonte de nitrogênio 
Vias metabólicas importantes: Via Entner-Doudoroff: é 
uma alternativa para o 
metabolismo de glicose. 
Envolve a fosforilação de 
açúcares de 6 carbonos (2-
ceto-3-desoxi-6- 
fosfogliconato) e sua 
clivagem em compostos de 
3 carbonos (piruvato+ 
gliceraldeído 3-fosfato). A 
oxidação da glicose no 
periplasma leva à 
formação de piruvato. 
Além disso, a presença de 
frutose-1,6-bifosfatase e 
frutose-1,6-bifosfato 
aldolase mostra que a 
bactéria em questão é 
capaz de catabolizar a 
frutose. Portanto, seria 
interessante investigar 
mais a capacidade desses e 
de outros açúcares de 
apoiar o crescimento dessa 
bactéria. Além disso, é 
uma bactéria que possui 
uma grande habilidade 
catabólica, sendo capaz de 
utilizar uma grande 
variedade de substâncias 
vegetais. É capaz de 
utilizar muitos ácidos 
aromáticos e ácidos 
aromáticos hidroxilados 
encontrados em plantas, 
incluindo benzoato, 4-
hidroxi-benzoato, 4-
hidroxi- cinamato e 
shikimato como fontes 
únicas de carbono. Estes 
compostos aromáticos são 
catabolizados através da 
via do beta-cetoadipato, 
produzindo substratos 
intermediários do Ciclo de 
Krebs. 
Via Folato - A via 
metabólica do folato é uma 
importante via, é 
necessária para a síntese 
do DNA. É exatamente 
nesta via que atuam as 
sulfonamidas, como por 
exemplo a sulfanilamida. 
Diferente dos humanos 
que conseguem adquirir a 
substância através da dieta, 
os microrganismos 
precisam sintetizar o seu 
próprio folato. 
Via da Pentose-Fostato - A 
via das pentoses-fosfato é 
uma via alternativa de 
oxidação de glicose-6-
fosfato, que leva à 
produção de três 
compostos, a ribose-5-
fosfato, CO2 e o NADPH. 
 
Respiração Aeróbia – Via 
glicolítica /Ciclo de 
Krebs/Cadeia respiratória 
Respiração aeróbica é 
aquela que utiliza oxigênio 
como aceptor final. 
A anaeróbica, por sua vez, 
não utiliza essa substância. 
A grande maioria dos seres 
vivos realiza respiração 
aeróbica para produzir 
energia, entre eles algumas 
bactérias, protistas, 
fungos, plantas e animais. 
A respiração aeróbica 
pode ser dividida em três 
etapas básicas: glicólise, 
ciclo de Krebs e 
fosforilação oxidativa. 
Vale destacar, no entanto, 
que a glicólise é uma fase 
anaeróbica, uma vez que 
não depende do oxigênio. 
Nos seres eucariontes, a 
glicólise ocorre no citosol, 
e as outras etapas ocorrem 
em uma organela 
denominada mitocôndria. 
Síntese de Ácidos Graxos 
- A síntese de ácidos 
graxos é iniciada com o 
que sobrou da glicólise e 
da formação do 
glicogênio, quando a 
demanda por ATP é 
baixa, a energia contida 
na acetil-CoA 
mitocondrial pode ser 
estocada como gordura 
pela síntese de ácidos 
graxos. Em humanos, 
essa biossíntese ocorreprincipalmente no fígado 
e glândulas mamárias e 
secundariamente nos 
adipócitos e rins. 
 
 
 
 
Método de isolamento e identificação: 
 A Acinetobacter baumannii é o segundo não-fermentador mais frequente 
encontrado em laboratório clínico. As características pelas quais é possível fazer uma 
identificação presuntiva são as seguintes: 
- Aparecem como cocos ou cocobacilos na coloração de Gram. 
- Crescem bem em ágar MacConkey (as colônias podem exibir uma coloração 
levemente rosada, uma característica útil quando presente). 
-Não produzem citocromo oxidase. 
- Exibem rápida utilização de glicose, com produção de ácido. 
- Exibem rápida utilização de lactose a 10%, com produção de ácido. 
-São imóveis. 
- São resistentes à penicilina. 
 O indício inicial consiste na observação de cocobacilos dispostos aos pares pelo 
método Gram preparado diretamente a partir de amostras clínicas. 
 Quando crescem em ágar sangue as colônias não são pigmentadas o que pode ser 
uma característica para diferenciar de outros não fermentadores. 
 Em ágar eosina-azul de metileno podem exibir cor azul intenso. 
 Na rotina laboratorial a escolha do meio ideal para cultivo depende da amostra 
coletada e dos possíveis microrganismos presentes na amostra. 
 Normalmente os meios mais utilizados e que apresentam bom crescimento 
seriam: Ágar sangue, ágar chocolate, ágar MacConkey, Meio Cled (geralmente utilizado 
quando a amostra é urina). 
 Os processamentos e meios de transporte de amostra são variados e dependem 
do tipo de amostra a ser analisada. 
 A primeira etapa consiste em semear a amostra em placa de Petri contendo o 
meio de cultura e preparação de lâmina para coloração de Gram. 
 Descarregar o material num canto da placa; 
 Flambar a alça( técnica quando a alça é metálica. Hoje em dia utiliza-se alça 
descartável) 
 Esfriar a alça em um canto do ágar; 
 Semear partindo da ponta da primeira semeadura. 
 A cada mudança de direção flambar a alça e esfriá-la. 
Em caso de análise quantitativa a semeadura deve seguir a seguinte orientação: 
 
 
a) Inóculo Inicial b) Espalhamento 
O cultivo quantitativo baseia-se na semeadura de um volume conhecido de 
material e a contagem do número de UFC (unidades formadoras de colônia) obtidas 
após incubação. 
O próximo passo é a incubação a +/- 36,5oC em estufa. Em alguns testes pode 
ser necessário utilizar a temperatura de banho maria a 42oC para este microorganismo. 
Em geral a primeira leitura é feita em 24 horas e a segunda em 48 horas, quando 
necessário. 
Em seguida procede-se à leitura e alguns aspectos são fundamentais para se 
estabelecer o diagnóstico presuntivo como foi citado anteriormente. 
Observa-se o tamanho das colônias, a cor das colônias (relacionado ao meio 
utilizado e já foi caracterizado anteriormente para a Acinetobacter baumannii), a forma 
das colônias (a Acinetobacter baumannii apresenta-se com forma arredondada), 
consistência, cheiro e densidade(que não são características evidentes para esta bactéria) 
De acordo com tudo que foi observado anteriormente segue-se para a rotina 
específica para o microorganismo. 
Normalmente o ágar MacConkey é o mais utilizado para isolamento e 
identificação desta bactéria. Ele é um meio que possui cristal violeta que inibe o 
crescimento de Gram positivos especialmente enterococos e estafilococos. Além disso 
possui sais de bile que também inibe o crescimento de Gram positivos e seleciona Gram 
negativos. Por isso se diz que se trata de um meio seletivo para Gram negativos. A não 
observação de fermentação da lactose presente no meio também é um indicativo para se 
direcionar a um microorganismo não fermentador (como é o caso da nossa bactéria em 
estudo). 
A partir desta etapa segue-se para a identificação à partir de testes bioquímicos, 
sejam eles manuais, automáticos ou semiautomáticos, a depender da condição do 
laboratório em adquirir tais recursos. Juntamente com a identificação é feito também o 
antibiograma onde são testados discos de antibióticos e analisados sensibilidade e 
resistência de acordo com os halos de inibição de crescimento (geralmente em ágar 
Mueller Hinton). 
A Acinetobacter baumanni é um bacilo não fermentador, ou seja, incapaz de 
utilizar carboidrato como fonte de energia através de fermentação e sim por via 
oxidativa. 
A identificação destes microorganismos sempre foi um desafio para os 
laboratórios de rotina, mas em virtude da mudança comportamental desta bactéria, 
principalmente em ambientes hospitalares tem se tornado imprescindível nos últimos 
tempos. 
Os testes necessários para identificação dos bacilos não fermentadores são: 
Tubo de OFglicose (com vaselina) 
 Tubo de OFglicose (sem vaselina) 
Tubo com lisina 
Tubo controle de aminoácidos 
Tubo ágar citrato 
Tubo ágar uréia 
Tubo com ágar esculina 
Tubo com TSI 
Tubo com gelatina 
Tubo com caldo NaCl 6,5% 
Disco de oxidase 
Disco de PYR 
Tubo com arginina 
Caldo TSB para motilidade em lâmina 
Caldo TSB crescimento 42oc 
Tubo de caldo indol 
Disco de polimixina 
Placa de MacConkey 
 Placa de DNAse 
 
Leitura e interpretação das provas: 
 
Disco de oxidase: 
- Retirar 2-3 colônias com alça. 
- Esfregar sobre a fita ou disco teste; pode umedecer o papel com 1 gota de salina 
estéril. 
- A leitura é feita em 15 a 20 segundos. 
- A cor violeta forte aparece rapidamente. Após este intervalo, cores violeta-pálido são 
falso positivos. 
 
Tubo de OF glicose (com e sem vaselina): 
 
- Picar com agulha até o fundo do tubo. 
- Fermentador: dois tubos ficam amarelos (ácido) 
- Oxidativo: tubo sem vaselina amarelo, tubo com vaselina verde 
- Inerte ou alcalino: dois tubos não mudam de cor (inerte) ou o tubo sem vaselina fica 
azulado (alcalino). 
Aguardar, no mínimo, 72h para definir como inerte, pois pode ocorre a oxidação tardia 
ou lenta. 
 
Tubo com pedaço de filme e gelatina: 
- Inocular 2-3 colônias na salina. 
- Deixar o fragmento imerso. 
- Incubar 30oC, se negativo, aguardar no mínimo 72h. Se positivo, ocorre precipitado 
cinza no fundo do tubo. 
 
Placa de DNAse: 
- Semear 2 a 3 colônias em “spot” (círculo de 1 cm de diâmetro). 
- Adicionar ácido clorídrico e aguardar 5 minutos. 
 - Observar a presença de halo transparente em volta do inoculo positivo enquanto o 
restante do meio fica leitoso. 
- Se negativo, repetir o teste com leitura em 72h. 
 
Tubo com lisina, arginina, controle de aminoácidos: 
- Usar inóculo denso; pode adicionar 2 ml de vaselina líquida no tubo com lisina. 
- Comparar os tubos testes dos aminoácidos com o controle negativo. 
- Tubo controle negativo deve ficar azul esverdeado pálido e as provas positivas ficam 
de cor púrpura. 
- Se negativo, aguardar até 5 dias. 
 
Uréia: 
 
- Semear com agulha inóculo denso na superfície do meio. 
- A cor rosa forte aparece em todo o meio após 24 a 72 h de incubação; uma ligeira 
mudança de cor rósea no ápice, que não progride com maior tempo de incubação, é 
considerado negativo. 
 
Citrato: 
 
 - Semear com agulha na superfície do meio. 
- A cor azul forte aparece no pico, e com maior 
incubação estende-se a todo o meio. 
 
Caldo TSB crescimento 42oC: 
 
- Semear 2 colônias no caldo. 
- Ocorre turbidez no meio ou é nítido o aumento da densidade bacteriana. 
- Ideal comparar com controle mantido a temperatura ambiente. 
 
Caldo TSB motilidade: 
 
- Semear 2 colônias no caldo. 
- Agitar o tubo e com uma pipeta com ponteira estéril ou alça bacteriológica estéril. 
- Retirar uma gota e depositar sobre uma lâmina. 
- Cobrir a gota com uma lamínula e levar ao microscópio. Observar com aumento de 
400 vezes (ocular 10x e objetiva 40). 
- A presença de bactérias cruzando o campo em diferentes direções é significativo de 
motilidade positiva; movimentos vibratórios fracos = negativo (movimento browniano). 
Quando o movimento de todas as bactérias é numa mesma direção, provavelmente é o 
movimento do líquido entre a lâmina e a lamínula. 
- Verificar a motilidade em temperaturasde 37oC e 20oC (ambiente). 
 
Tubo com caldo NaCl 6,5%: 
 
- Semear 2 a 3 colônias no caldo. 
- A presença de turbidez e mudança de cor indicam crescimento. 
 
Tubo com ágar esculina: 
 
- Semear 2 a 3 colônias na superfície do meio. 
- Ocorre precipitado negro intenso nas provas positivas a partir de 6 horas de incubação 
até 48 h 
- Cor castanho escuro é prova negativa. 
 
Tubo de caldo indol: 
 
- Inocular 2 colônias no caldo. 
- Colocar 5 gotas de xilol e agitar bem o tubo. 
- Adicionar 5 gotas do reagente de Erlich ou Kovacs. 
- Observar a presença de anel púrpura-pálido ou intenso que revelam prova positiva. 
 
Disco de polimixina: 
 
- Fazer antibiograma em Mueller Hinton. 
- Colocar o disco. 
- Qualquer halo em torno do disco significa sensibilidade. 
 
Disco de PYR: 
 
- Colocar o disco sobre colônias de crescimento recente ou fazer suspensão densa. 
- Depositar 3 a 4 gotas sobre o disco de PYR. 
- Incubar durante 4 horas numa placa vazia com umidade. 
 - Colocar o disco teste em contato com o crescimento bacteriano. 
- Colocá-lo sobre uma lâmina. 
- Depositar uma gota do reagente que acompanha o teste. 
- A presença de cor alaranjada é prova positiva; mantendo amarela é prova negativa. 
- Recomenda-se testar controles positivo e negativo. 
 
 
Placa de MacConkey: 
 
- Semear com alça 1 colônia isolada. 
- Crescimento deve ocorrer entre 1 e 3 dias. 
 
 
 
TSI: 
 
- Semear com agulha picando até o fundo do tubo e na superfície do ágar inclinado. 
 - Fermentador: presença de cor amarela apenas na base ou no ápice e na base 
- Com ou sem H2S e gás: precipitado preto e bolhas. - Não fermentador: permanece 
vermelho (alcalino) no ápice e na base. 
 
TABELA DE IDENTIFICAÇÃO Dos BNFS (aqui vamos colocar apenas a bactéria 
em estudo) 
Tabela 1. Coco-bacilos ou cocos Gram negativo, Oxidase negativa e Motilidade 
negativa 
 
Microorganismo OF glicose Cresc. 42oC Citrato Gelatina 
Acinetobacter 
baumannii 
O + + Negativo 
Prova opcional: 
Hemólise: negativo 
 
 
TABELA DE CONSULTA PARA IDENTIFICAÇÃO DE NÃO FERMENTADORES: 
Oxidase e motilidade negativos: 
Microorganismo OXI MOT Morf. OF-
G 
Cresc. 
a 
42oC 
CIT MAL GEL HEM 
Acinetobacter 
baumannii 
Neg. Neg. cocobacilo O + + + Neg. Neg. 
Onde: 
OXI=oxidase; MOT=motilidade; Morf.= morfologia; OFG= meio de oxidação 
fermentação da glicose de Leifson; CIT= citrato; MAL= malonato; GEL=gelatina; 
HEM=hemólise em ágar sangue. 
Dados coletados do “Manual de Microbiologia Clínica para o controle de 
infecção em serviços de saúde” disponível em 
https://bvsms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/manual_microbiologia_completo.pdf 
“A definição do gênero se baseia nas suas características fenotípicas mas a 
identificação em nível de espécie é bastante complexa e esta proposta de identificação 
presuntiva muitas vezes não são suficientes para se discriminar as diferenciações entre 
as espécies. Assim, diferentes métodos moleculares têm sido propostos para uma 
melhor identificação das espécies de Acinetobacter. 
 O método de hibridização de DNA inicialmente proposto para identificação e 
separação do gênero Acinetobacter em nível de espécie é muito trabalhoso e não tem 
sido muito utilizado. Atualmente estão sendo amplamente utilizados métodos baseados 
na Reação da polimerase em cadeia(PCR) com diferentes iniciadores( primers) capazes 
de amplificar regiões específicas de cada espécie. Entre estes métodos pode-se citar a 
análise da região 16S rRNA e o AFLP( Amplified Fragment Lenght Polymorphism) 
como os mais utilizados. A identificação da espécie Acinetobacter baumannii pode ser 
confirmada também com a identificação do gene blaOXA-51-like o qual é intrínseco à 
espécie. Uma técnica simples de Multiplex PCR pode identificar esse gene em conjunto 
com outros genes que codificam oxilinases.” 
Trecho retirado de tese de doutorado disponível no link: 
https://www.lume.ufrgs.br/bitstream/handle/10183/19112/000735912.pdf?sequence=1 
 A técnica Maldi Tof é capaz de fazer a identificação da espécie em menos de 1 
hora mas requer equipamentos caros e requer uma boa avaliação adicional. 
 A identificação de espécies com sistemas de identificação comercial manuais e 
semi automáticos continua problemática. 
Isso pode ser explicado em parte por seu conteúdo limitado de banco de dados, 
mas também porque os substratos usados para a identificação de espécies bacterianas 
não foram adaptados especificamente para identificar acinetobacter. Em particular, os 
três membros clinicamente relevantes do A. calcoaceticus-A. o complexo baumannii não 
pode ser separado pelos sistemas de identificação comercial atualmente disponíveis; de 
fato, A. baumannii, Acinetobacter genomic species 3 e Acinetobacter genomic species 
13TU são uniformemente identificados como A. baumannii pelos sistemas de 
identificação mais amplamente usados. 
Informações podem ser vistas no link: 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2493088/ 
 
 
Características genéticas: 
 
 
O genoma de A. baumannii apresenta um tamanho de 3.48 a 4.22 Mb. 
De acordo com o artigo disponível no link: 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC1820901/ o conteúdo patogênico deste 
microorganismo foi explorado usando uma combinação de sequenciamento de DNA e 
mutagênese insercional. 
O genoma foi sequenciado usando uma estratégia envolvendo 
pirosequenciamento de alta densidade, um novo método rápido de sequenciamento de 
alto rendimento. Excluindo as repetições de rDNA, o genoma montado é de 3.976.746 
pares de bases (pb) e tem 3830 ORFs. Uma fração significativa dos ORFs (17,2%) está 
localizada em 28 supostas ilhas alienígenas, indicando que o genoma adquiriu uma 
grande quantidade de DNA estranho. Consistente com seu papel na patogênese, um 
número notável de ilhas (16) contém genes implicados na virulência, indicando que o 
organismo dedica uma parcela considerável de seus genes à patogênese. A maior ilha 
contém elementos homólogos ao aparelho de secreção Legionella/Coxiella Tipo IV. Os 
sistemas de secreção do tipo IV demonstraram ser importantes para a virulência em 
outros organismos e, portanto, provavelmente ajudarão a mediar a patogênese de A. 
baumannii. A mutagênese insercional gerou isolados avirulentos de A. baumannii e 
verificou que seis das ilhas contêm genes de virulência, incluindo duas novas ilhas 
contendo genes que não tinham homologia com outros nos bancos de dados. A 
abordagem de sequenciamento de DNA descrita neste estudo citado acima permite a 
rápida elucidação da sequência de DNA de qualquer microorganismo e, quando 
combinada com telas genéticas, pode identificar muitos genes novos importantes para a 
patogênese microbiana. 
“Estudos comparativos com 32 genomas completos de A. baumannii revelaram a 
presença de 12 regiões cromossômicas acessórias únicas no DSM30011, incluindo 
cinco genes relacionados a fagos abrangentes, cinco contendo genes de toxinas do 
sistema de secreção tipo 6 e um com um cluster CRISPRs/cas atípico. Nenhuma ilha de 
resistência antimicrobiana foi identificada no DSM30011 concordando com um 
fenótipo geral de suscetibilidade antimicrobiana, incluindo inibidores da síntese de 
folato. A resistência marginal à ampicilina do DSM30011 provavelmente derivou 
de genes cromossômicos do tipo ADC ampC e blaOXA-51. A busca por genes de vias 
catabólicas revelou vários clusters envolvidos na degradação das defesas vegetais, 
incluindo tecidos lenhosos e um locus atu não relatado anteriormente responsável pela 
degradação dos terpenos alifáticos, sugerindo assim que as plantas resinosas podem 
fornecer um nicho eficaz para este organismo. O DSM30011 também abrigou a maioria 
dos genes e mecanismos regulatórios ligados à persistência e virulência 
em espécies patogênicas de Acinetobacter. Esta cepa revelou, portanto, pistas 
importantes sobre a diversidade genômica, o potencial de virulência e as faixas de nicho 
da população de A. baumannii da era pré-antibiótica, e pode fornecer uma ferramenta 
útil para a nossa compreensãodos processos que levaram à evolução recente desta 
espécie em direção a um patógeno oportunista de humanos.” 
Este trecho pode ser encontrado em: 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5604120/ 
“A análise do genoma do DSM30011 revelou a maioria dos traços que foram associados 
à persistência e patogenicidade do Acinetobacter (Peleg etal. 2012;tabela 4e tabela 
suplementar S12, Material Suplementar online). Estes incluem: 1) Dois sistemas que 
provavelmente conferem a capacidade de suportar em diferentes nichos ambientais, 
como um T6SS e clusters gênicos associados, bem como um sistema CRISPRs-cas não 
relatado anteriormente nesta espécie; 2) genes de resistência contra antimicrobianos e 
outros compostos tóxicos, incluindo AmpC do tipo ADC e β-lactamases semelhantes a 
OXA-51 e diferentes bombas de efluxo; 3) sistemas que impulsionam a diversificação 
genômica, como diferentes polimerases propensas a erros e transformabilidade mediada 
por pilus Tipo IV; 4) genes que codificam mecanismos de virulência propostos para 
cepas clínicas Acb (tabela 4). Pelo contrário, o DSM30011 não possui todos os IRs, EIs, 
GIs e plasmídeos típicos de cepas clínicas de Acinetobacter. Isso sugere fortemente 
que esses elementos genéticos de forte significado adaptativo foram recentemente 
adquiridos por linhagens infecciosas A. baumannii, provavelmente de outras espécies 
bacterianas coexistentes no cenário clínico (Nigro e Hall 2011;Peleg etal. 2012;Antunes 
ettal. 2014). Isso apoia a noção de que as condições altamente seletivas do ambiente 
hospitalar têm sido cruciais tanto para o ajuste da expressão dos determinantes de 
patogenicidade quanto para a aquisição de características adicionais de resistência que 
transformaram esta espécie em um patógeno nosocomial (Antunes ettal. 2014). 
Também identificamos um locus catabólico não relatado anteriormente responsável pela 
degradação completa de monoterpenos acíclicos, além de outras vias catabólicas para 
muitas substâncias produzidas por plantas, incluindo tecidos lenhosos protetores (fig. 
3D, tabelas suplementares S10 e S11, Material Suplementar on-line). As características 
acima, somadas à capacidade de suportar altas temperaturas, são compatíveis com um 
organismo que prospera em plantas resinosas do deserto, apoiando assim uma origem 
ambiental para o DSM30011 (Allen etal. 1944). A presença de características 
genômicas semelhantes em todas as cepas de A. baumannii analisadas sugere ainda 
que as plantas resinosas podem fornecer reservatórios ambientais para esta espécie. Por 
sua vez, abre a possibilidade de que certos insetos fitófagos se alimentem nessas plantas 
(Morales-Jiménez etal. 2009;Keeling etal. 2013;Vilanova etal. 2014) representam 
vetores para a disseminação de A. baumannii no ambiente. 
Mais estudos sobre outras cepas de A. baumannii de origem não clínica são certamente 
necessários para elucidar os processos que levaram à evolução recente desta espécie em 
direção a um patógeno oportunista de humanos.” 
Trecho retirado do artigo disponível em: 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5604120/ 
“ISS E PRÓFAGOS MODIFICARAM EXTENSIVAMENTE O GENOMA DO NCIMB8209. 
A menor virulência exibida pela cepa NCIMB8209 em comparação com a do 
DSM30011 (veja acima) nos levou a analisar com mais detalhes seus genomas, com o 
objetivo de encontrar diferenças genéticas que possam explicar esses fenótipos distintos. 
Ao comparar os genomas acessórios do DSM30011 e NCIMB8209, algumas diferenças 
que valem a pena notar foram observadas neste último (Fig. 1) tais como: (i) a presença 
de sete IGs (Tabela 2), que será descrito ao longo do texto; (ii) a presença de cinco 
regiões que abrigam supostos prófagos (Tabela 1e Tabela S3), que também será descrito 
em detalhes abaixo; (iii) a notória ausência de um cluster genético CRISPR-cas comum 
ao DSM30011 e outras cepas de A. baumannii (11,48); (iv) a falta de ilhas de 
competição interbacteriana (ICI), como aquelas que codificam os componentes do 
sistema de secreção tipo 6 e/ou suas toxinas associadas (45); (v) diferenças 
significativas em relação ao número de SIs e composição entre essas duas cepas (veja 
abaixo).” 
Trecho retirado do artigo disponível em: 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC7392541/ onde pode explicar, por 
exemplo a presença de alguns profagos contribuindo para a transferência horizontal de 
genes entre cepas. 
 
Habitat de ocorrência: 
 
É amplamente distribuído na natureza. Eles podem sobreviver em várias 
superfícies (úmidas e secas) no ambiente hospitalar e, portanto, são uma importante 
fonte de infecção para pacientes frágeis. Algumas cepas são isoladas de alimentos, 
enquanto outras podem sobreviver em vários dispositivos médicos e até mesmo em pele 
humana saudável. Na água potável, Acinetobacter baumannii demonstrou acumular 
bactérias, e essas geralmente não formam agregados. 
As Acinetobacter spp. são principalmente saprófitas de vida livre e, embora 
tenham sido encontradas onipresentemente na natureza, os reservatórios ambientais 
precisos são desconhecidos. A. baumannii, A. pittii e A. calcoaceticus, habitam o solo e 
os ambientes aquáticos. Os organismos também foram isolados de ecossistemas de água 
doce; estações de tratamento de esgoto bruto e águas residuais e lodo ativado. A. 
baumannii também demonstrou sua capacidade de crescer com petróleo bruto. 
Geralmente considerado parte da flora normal da pele e mucosa da faringe, secreções 
respiratórias humanas, urina, reto e outras amostras clínicas. Eles são o único grupo de 
bactérias Gram-negativas que podem ser residentes naturais da pele humana com taxas 
de transporte de 42,5% em indivíduos saudáveis e até 75% em pacientes hospitalizados. 
Essa colonização assintomática permite sua disseminação dentro e entre hospitais. No 
ambiente hospitalar, foi isolado de tubos de ventilação, dispositivos de monitoramento 
de pressão arterial, umidificadores, lavatórios e da pele de profissionais de saúde, 
colchões, travesseiros e em todos os tipos de equipamentos de ventilação e situações 
úmidas, como pias e água da torneira. Alimentos hospitalares também podem ser uma 
fonte potencial de A. baumannii, já que diferentes Acinetobacter spp. foram recuperados 
de vegetais e frutas e têm sido implicados na deterioração de frango, carne, peixe e 
ovos, mesmo quando armazenados sob refrigeração ou após irradiação gama adequada. 
Acinetobacter baumannii também foi isolada de diferentes fontes animais, incluindo 
aves e peixes, e está entre as espécies implicadas em doenças animais. Eles também 
foram isolados de piolhos coletados de pessoas sem-teto. 
 
Papel ecológico: 
 
 
A Acinetobacter baumannii tem sido isolada de vários ambientes, como de solo 
contaminado com hidrocarbonetos em países que apresentam diferentes condições 
climáticas. Diversas amostras de Acinetobacter, incluindo A. baumannii, são capazes de 
degradar combustíveis à base de diesel. A. baumannii também foi isolado de vegetais 
coletados em supermercados, feiras livres e hortas privadas. Alguns Estudos alertam 
para a presença de A. baumannii em superfícies inanimadas que estão frequentemente 
em contato com humanos, como mesas em parques e console de jogos. A. baumannii 
também foi identificado em lama em criadouro de suínos no Reino Unido e em 
aquicultura (fazendas de peixes e camarões) no Sudeste Asiático. Ressalta-se que em 
todos os estudos citados, técnicas moleculares de identificação foram utilizadas. 
Esta capacidade de utilizar estes xenobióticos pode ser considerada de grande 
importância inclusive na utilização desta bactéria em estudos de desenvolvimento de 
biorremediação, uma vez que ela pode degradar, por exemplo, compostos que expostos 
ao meio ambiente possam levar à contaminação (o uso para degradação do petróleo, por 
exemplo e compostos inseticidas acumulados). 
Em relação à colonização por A. baumannii na comunidade, os dados são escassos. Um 
estudo realizado em Nova York por Zeana et al. (2003) demonstrouque 10,4% dos 
indivíduos saudáveis avaliados carreavam A. baumannii em suas mãos. Um estudo de 
prevalência conduzido com 102 soldados em treinamento nos Estados Unidos mostrou 
que 17% carreavam A. baumannii em sua pele (GRIFFITH et al., 2006). 
 A relação da Acinetobacter baumannii com o hospedeiro pode ser comensal, 
como acontece por exemplo em comunidade, pois sabe-se que ela é ubíqua e pode estar 
presente em diversos habitats, inclusive na pele dos seres humanos sem provocar 
qualquer tipo de agressão, mas sua presença em ambientes hospitalares, sob pressão de 
diversos fatores, ela pode levar a casos de surtos e infecções em pacientes já debilitados 
e imunosssuprimidos, sendo considerado neste caso uma relação de parasitismo, onde 
somente o microorganismos se beneficia do hospedeiro. Neste cenário ela é considerada 
também um microorganismo oportunista. 
 É possível ser detectada a presença desta bactéria no intestino de insetos, como 
cupins, por exemplo, que se alimentam de madeira(celulose), onde ocorre uma relação 
comensal e a bactéria utiliza de produtos da degradação da celulose digeridos pelo 
inseto e ela libera produtos de seu metabolismo que podem ser utilizados pelas células 
do hospedeiro, além disso este hospedeiro pode ser responsável por carrear a bactéria 
para diversos locais por onde ele circula. 
Dentre os fatores de virulência adaptados e que podem levar à infecção nos seres 
humanos podemos citar: 
 Cápsula 
Análises bioquímicas e bioinformáticas prévias sugerem que A. baumannii não 
produz lipopolissacarídeos (LPS), mas sim lipooligossacarídeos (LOS). Em LOS é 
ausente a unidade de repetição de antígeno-O, ligado ao cerne oligossacarídeo, devido à 
falta do gene waaL, o qual permeia a ligação do antígeno-O (KENYON et al., 2013). 
Wright et al. (2014) identificaram que o domínio WaaL está associado tanto a genes que 
codificam as ligases do antígeno-O quanto com os genes pglL, envolvidos na 
glicosilação da proteína ligada ao antígeno-O. Porém a definição da função do gene 
contido neste domínio, somente com base no seu sequenciamento ainda não foi descrita. 
Polissacarídeos de superfície, como a cápsula, são reconhecidos há muito tempo 
como importantes fatores de virulência em bastonetes Gram negativos. No entanto, o 
conhecimento do papel do polissacarídeo capsular na patogênese da infecção por A. 
baumannii ainda é incipiente (RUSSO et al., 2010). Estudos em camundongos levaram 
à identificação de dois genes que são requeridos para a polimerização e montagem da 
cápsula. O primeiro, ptk, codifica uma proteína tirosina quinase (PTK) e, o segundo, 
epsA, codifica um polissacarídeo putativo que exporta uma proteína externa de 
membrana (EpsA) (CUTHBERTSON et al., 2009). Russo et al. (2010) consideraram 
que estes genes são requeridos para um fenótipo positivo para cápsula e descreveram 
um papel essencial da cápsula na patogênese da infecção por A. baumannii, 
demonstrando que a cápsula K1 de AB307-0294 é uma importante protectina. Esse 
dado sugere que proteínas conservadas, as quais contribuem para um fenótipo 
capsulado, são potenciais alvos para drogas. 
 Fímbrias 
A. baumannii é capaz de formar estruturas de superfícies, como pili (DE BREIJ et 
al., 2009). Em A. baumannii ATCC 19606, crescido em ágar, dois tipos de pili foram 
descritos: o pilus curto (5-140 nm) (LEE et al., 2006) e o pilus longo (140 -1000nm) 
(DE BREIJ et al., 2009). O pili de A. baumannii desempenha importante papel na 
adesão à superfícies inertes ou vivas e na formação do biofilme bacteriano (HOMENTA 
et al., 2014). 
Uma das mais comuns estruturas protéicas que ornamentam a superfície externa de 
patógenos é o pili Tipo I, o qual desempenha importante papel na aderência de Gram 
negativos. Quatro clusters de genes que codificam este pili foram identificados em A. 
baumannii, os quais incluem o cluster csu. Os clusters dos genes ortológos aos genes 
fimbriais (A1S_1507_1510) são bem conservados dentre as sete linhagens virulentas de 
A. baumannii investigadas no estudo de Eijkelkamp et al. (2014). Interessantemente, 
este cluster parece ser downregulated na cepa ATCC 17978 sob condições limitantes de 
ferro. Estudo de Rumbo-Feal et al. (2013) ao examinar a expressão de genes em 
biofilme versus células planctônicas em linhagens ATCC 17978 demonstrou que 
A1S_1507 é altamente upregulated em células em biofilme quando comparados às 
células planctônicas como aquelas dos genes csu. Além disso, o pili do tipo I parece 
desempenhar algum papel na aderência e formação de biofilmes de A. baumannii. 
Porém, a exata contribuição destes três clusters em diferentes condições requer análises 
mais detalhadas (EIJKELKAMP et al., 2014). 
 
Em estudo de Marti et al. (2011), o crescimento apresentado em película 
mostrou diferentes proteínas associadas à formação dos pili: duas chaperonas associadas 
ao sistema de formação de pili e um pilus putativo do tipo III. Tomaras et al. (2003) 
caracterizaram o operon csu, uma chaperona-usher organizadora da formação dos pili 
que tem sido associada à formação de biofilme em superfícies abióticas. Marti et al. 
(2011) demonstraram que este tipo de pili também está presente em películas formadas 
por A. baumannii; além das proteínas chaperonas CsuC, a proteína de membrana 
externa CsuD foi, também, identificada. 
De acordo com Tomaras et al. (2003) a formação de biofilme em interfaces 
sólido-líquido tem sido associada, quase sempre, ao pilus csu. No entanto, Marti et al. 
(2011) descreveram que, na película formada por A. baumannii em interface ar-líquido, 
diferentes tipos de pili são requeridos, não somente para promover a adesão bacteriana, 
mas, também, para manter toda a estrutura suspensa na superfície do meio líquido. Esta 
múltipla expressão de diferentes sistemas de formação de pili requeridos para a adesão 
bacteriana pode também contribuir para a persistência particular de A. baumannii em 
instituições de cuidados à saúde (MARTI et al., 2011). 
Segundo Harding et al. (2013), A. baumannii produz pili tipo IV funcional, e 
utiliza-o tanto para transformação natural como para motilidade ocasional. Diversos 
pesquisadores hipotetizaram que pili tipo IV poderiam ser responsáveis, em parte, pelo 
motilidade independente de flagelo em superfícies, exibida por vários isolados clínicos 
de A. baumannii. Harding et al. (2013) demonstraram ainda que a motilidade em 
superfícies não foi dependente dos produtos dos genes pilA, pilD, pilT, e por correlação, 
pelo pili tipo IV, uma vez que é produto da codificação desses genes. 
 
 
 
 
 
 Formação de biofilme 
Cabral et al. (2011) definem biofilmes como coleções de micro-organismos 
caracterizados por células irreversivelmente aderidas a um substrato e embedidas por 
uma matriz de substâncias poliméricas extra-celulares, como os exopolissacarídeos 
(EPS), proteínas, ácidos nucléicos e outras substâncias. De acordo com estes autores, a 
formação de biofilme é frequente em amostras clínicas de A. baumannii e é um 
requerimento importante para a colonização crônica de tecidos humanos e persistência 
em implantes médicos. 
As células de A. baumannii quando em biofilme, comparadas com células 
planctônicas, mostraram uma maior organização no metabolismo de aminoácidos e 
ácidos graxos, motilidade, transporte ativo, metilação de DNA, aquisição de ferro, 
regulação transcricional e quorum sensing. 1621 genes são super expressados em 
biofilmes, incluindo 55 genes que são exclusivamente expressos por A. baumannii 
sésseis (RUMBO-FEAL et al., 2013). 
Os determinantes de virulência de A.baumannii incluem CsuA/BABCDE 
chaperona envolvida na formação de biofilme, regulada por um sistema de dois 
componentes (BfmS/BfmR) (TOMARAS et al., 2003; TOMARAS et al., 2008; 
DEBREIJ et al., 2009), a proteína de membrana externa OmpA (CHOI et al., 2005), 
outra proteína de membrana externa de 854 kDa, com alta similaridade a proteína 
associada à formação de biofilme (Bap)(LOHEFEM et al., 2008), os auto-indutoresde 
sintase AbaI, parte do sistema quorum sensing (NIU et al., 2008) e o operon pgaABCD 
responsável pela produção de poly-β-1,6-Nacetilglucosamina (PNAG) (CHOI et al., 
2009). 
O processo de formação de biofilme em diversas bactérias é mediado por vias de 
quorum-sensing. Segundo Chow et al. (2014), em A. baumannii o biofilme é formado 
através da ativação de uma rede de quorum-sensing LuxI/LuxR que envolve uma abaI 
sintase e um receptor aba. Apesar de várias formas de lactonas N-acil-homoserina 
(AHLs) terem sido encontradas em várias espécies de Acinetobacter spp., estudo de 
Bhargava et al. (2010) demonstrou que a lactona 3-hidroxi-dodecanoil-L-hemoserina (3-
OH-C12-HSL) é a principal molécula sinalizadora no quorum-sensing produzida por A. 
baumannii. Neste sentido, o uso de análogos de AHL para inibir as vias de quorum- 
sensing tem provado ser uma estratégia válida para a atenuação da formação de biofilme 
por este micro-organismo. Esta estratégia de anti-virulência é terapeuticamente atrativa 
desde que utiliza como alvo a virulência da bactéria e minimiza o risco de seleção de 
cepas resistentes (CHOW et al., 2014). 
De acordo com Tomaras et al. (2003) a inativação do csuE, que codifica uma 
adesina terminal, resulta na abolição da produção de pili e da formação de biofilme. 
Esta observação sugere que o operon csuE/BABCDE, que medeia a formação dos pili, 
desempenha papel crucial no início da formação do biofilme, por permitir a adesão de 
células bacterianas e iniciar a formação de microcolônias que precedem o completo 
desenvolvimento das estruturas do biofilme. A expressão deste operon é regulada por 
um sistema de dois componentes, composto por uma quinase codificada por bfmS e 
uma resposta regulatória codificada por bfmR. 
É interessante observar que a função deste sistema regulatório não é restrita à 
iniciação do biofilme, mas, também, na morfologia celular. De igual interesse é o fato 
de que a composição do meio de cultura e a interação das células com as superfícies 
abióticas desempenham um papel significativo quando o sistema BfmRS não é expresso 
(TOMARAS et al., 2008). Juntas, estas observações alicerçam a importância dos sinais 
extracelulares não somente na iniciação e desenvolvimento do biofilme, mas, também, 
na morfologia das células que irão interagir com superfícies abióticas. 
Gaddy et al. (2009) demonstram que A. baumannii 19606 se adere e forma biofilme em 
células epiteliais alveolares humanas e em filamentos de Candida albicans, mas não em 
células leveduriformes. De acordo com os autores, este processo não requer a expressão 
do operon CsuA/BABCDE, já que um derivado isogênico com um rompimento na 
região codificadora do csuE mostrou o mesmo fenótipo de biofilme da espécie parental. 
Tal fato se contrasta com observações descritas previamente, pelas quais a expressão 
deste gene e a subsequente montagem dos pili são passos essenciais para a formação do 
biofilme em poliestireno. Igualmente contrastante é a observação de que o mutante csuE 
de A. baumannii é capaz de aderir às células epiteliais do trato respiratório humano (DE 
BREIJ et al., 2009; LONGO et al., 2014). 
Dados disponíveis na literatura mostram que a proteína de membrana externa 
ompA, uma porina trimérica de 38kDa atua como um poro de difusão de 1,3nm, que 
desempenha papel de adesão de A. baumannii em plásticos e também na interação do 
micro-organismo com células epiteliais humanas e filamentos de Candida albicans 
(CHOI et al., 2008; GADDY et al., 2009, LONGO et al., 2014). 
A adesina bacteriana Bap, expressa na superfície celular e conservada entre 
diferentes isolados clínicos, foi primeiramente demonstrada por Loehfelm et al. (2008) 
em A. baumannii sendo envolvida na adesão intracelular, garantindo a maturação do 
biofilme em diferentes substratos (LOEHFELM et al., 2008; GOH et al., 2013). 
Análises por microscopia eletrônica demonstraram que Bap é requerido para a estrutura 
tridimensional e para a formação de canais de água em superfícies como polipropileno, 
poliestireno e titânio (BROSSARD e CAMPAGNARI, 2012). 
Nwugo et al. (2012) relataram que etanol pode afetar a formação de biofilme em 
superfícies abióticas. De fato, a produção de proteínas e o anabolismo de carboidratos 
parece aumentar na presença de etanol, aumentando assim o conteúdo de carboidratos 
do biofilme, e, consequentemente, a formação de biofilme e a diminuição da motilidade 
bacteriana. 
A habilidade de A. baumannii crescer como biofilme em superfícies abióticas 
desempenha um importante papel em doenças infecciosas nosocomiais, devido à 
colonização de equipamentos hospitalares e artigos médicos, como cateteres urinários, 
cateteres venosos centrais e tubos endotraqueais. (DONLAN, 2001; TRAUTNER e 
DAROUICHE, 2004; DJERIBI et al., 2012; LONGO et al., 2014). 
 Indução de apoptose em células epiteliais 
Apoptose é um dos diversos tipos de morte celular programada (MCP) e é 
caracterizada por uma série de alterações morfológicas, incluindo a condensação do 
núcleo (pyknosis) e fragmentação (karyorrhexis), assim como a formação de bolhas na 
membrana plasmática, a qual leva a formação de corpos apoptóticos (MARIÑO et al., 
2014). Apoptose é acompanhada por uma sequência de mudanças das características 
bioquímicas, incluindo a permeabilização da membrana externa mitocondrial (PMEM), 
ativação de caspases efetoras como caspase 3, caspase 6 e caspase 7, e a ativação de 
hidrolases catabólicas que degradam a maioria das macromoléculas da célula, incluindo 
o DNA. 
Uma importante alteração que ocorre durante o processo apoptótico é a 
externalização da fosfatidilserina. A fosfatidilserina, componente dos fosfolipídeos da 
membrana celular no interior da membrana plasmática, redistribui-se e externaliza- se 
para fora da membrana nos estágios iniciais do apoptose. Para a detecção de 
fosfatidilserina na superfície das células, a anexina A5 pode ser utilizada como um 
ligante marcador. A anexina A5 (peso molecular de 35kD) é uma proteína endógena 
humana que consiste em 319 aminoácidos, pertencente à uma grande família de ligante 
de cálcio e fosolípides e pode ter um papel regulador endógeno em vários processos 
fisiopatológico. Tal molécula se liga fortemente e especificamente a resíduos de 
fosfatidilserina. Há evidências de que anexina A5 está relacionada à citotoxicidade, mas 
sua função específica ainda precisa ser elucidada (ZHANG et al., 2011; JEONG et al., 
2014). 
O iodeto de propídeo (IP) é largamente utilizado em conjunto com anexina A5 para 
determinar se as células são viáveis, apoptóticas ou necróticas, através de diferenças 
apresentadas na integridade e permeabilidade da membrana celular. A habilidade de IP 
entrar na célula depende da permeabilidade da membrana; IP não penetra em células 
vivas ou nos estágios iniciais de apoptose devido à presença de membrana plasmática 
intacta. Nos estágios tardios do apoptose e em células necróticas, a integridade das 
membranas plasmática e nuclear diminui, permitindo ao IP alcançar os ácidos nucléicos 
e intercalar-se a eles, emitindo fluorescência (RIEGER et al., 2011). 
Estas características morfológicas e bioquímicas facilitam a detecção de apoptose, 
apesar do fato de células que morrem in vivo são geralmente engolfadas e degradadas 
por células saudáveis antes de adquirirem um fenótipo apoptótico completo, o que 
significa que a incidência de apoptose é frequentemente subestimada (GALLUZZI et 
al., 2009). 
 Vesículas 
Uma grande variedade de espécies bacterianas Gram negativas mostra habilidade 
de secretar vesículas da membrana externa (OMVs) durante o crescimento bacteriano 
(JIN et al., 2011). De acordo Kuehn et al. (2005), as OMVs são nanovesículas esféricas 
com um diâmetro médio de 20-200 nm e são compostas por LPS, proteínas, lipídeos e 
DNA ou RNA. Além disso, OMVs produzidas por bactérias Gram negativas 
patogênicas abrigam toxinas e fatores de virulência específicos, incluindo as toxinas 
termolábeis de E. coli enterotoxigênica(ETEC), a toxina Shiga de E.coli O157:H7, a 
toxina citoletal de Campylobacter jejuni e a proteína Cif de Pseudomonas aeruginosa 
(JIN et al., 2011). 
Sobre a transferência de fatores de virulência às células hospedeiras, as OMVs 
desempenham uma importante função na patogênese bacteriana, sem a interação direta 
entre patógenos e células hospedeiras. Em estudos preliminares, Lee et al. (2001) 
determinaram que as moléculas bacterianas secretadas por A. baumannii eram 
diretamente responsáveis pela morte da célula do hospedeiro. Dentre a variedade de 
moléculas bacterianas, a proteína de membrana externa de A. baumannii (AbOmpA) foi 
identificada como um potencial fator de virulência que induz a morte das células do 
hospedeiro através de alvos mitocondriais e nucleares (CHOI et al., 2008). Entretanto, a 
secreção e transporte de AbOmpA às células hospedeiras permanecem obscuros. Kwon 
et al. (2009) demonstraram, ainda, que a amostra clínica de A. baumannii DU202 
secretou OMVs no espaço extracelular, durante o crescimento in vitro. Além disso, 
diversos fatores de virulência foram identificados nas vesículas de A. baumanii DU202, 
sugerindo que teriam o papel de transportar fatores de virulência para a célula 
hospedeira. Em estudo de Jin et al. (2011), foram avaliados os diferentes efeitos das 
OMVs de A. baumannii nas células hospedeiras, particularmente a secreção de vesículas 
pela bactéria durante a infecção in vivo, o transporte de fatores de virulência às células 
hospedeiras e a subsequente toxicidade. As OMVs de A. baumannii respresentam um 
veículo para a transferência de moléculas bacterianas às células hospedeiras e, também, 
apresentam um potencial fator de virulência AbOmpA enriquecido nas vesículas, o qual 
contribui diretamente para a morte da célula hospedeira. 
 Resistência a antimicrobianos 
Diferentes definições para bactérias multidroga-resistente (MDR), extensamente 
resistente a drogas (XDR) e panresistente a drogas (PDR) estão sendo usados na 
literatura médica para caracterizar os diferentes perfis de resistência encontrados nas 
bactérias resistentes a antibacterianos, identificadas em instituições de cuidados à saúde. 
Em 2012, um grupo de profissionais se reuniu, baseados em uma iniciativa da 
European Centre for Disease Prevention and Control (ECDC) e do Centers for Disease 
Control and Prevention (CDC), para criar uma terminologia padrão internacional a fim 
de descrever os perfis de resistência em Staphylococcus aureus, Enterococcus spp., 
Enterobacteriaceae (outras além de Salmonella e Shigella), Pseudomonas aeruginosa e 
Acinetobacter spp., todas bactérias frequentemente responsáveis por IRAS e com baixa 
sensibilidade aos antimicrobianos. Categorias de antimicrobianos epidemiologicamente 
importantes foram construídos para cada bactéria. Listas destas categorias propostas 
para testes de susceptibilidade a antimicrobianos foram criadas utilizando os pontos de 
corte e documentos do Clinical Laboratory Standards Institute (CLSI), do European 
Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST) e do United States Food 
and Drug Administration (FDA). 
MDR foi definido como não-susceptibilidade adquirida a pelo menos um agente em três 
ou mais classes de antimicrobianos; XDR foi definido como não- susceptibilidade a 
pelo menos um agente em todos de cada categoria, com exceção de duas ou menos 
categorias de antimicrobianos (ex: isolados bacterianos que permanecem susceptíveis a 
todos os agentes de uma ou duas categorias) e PDR foi definido como não-
susceptibilidade a todos os agentes em todas as categorias de antimicrobianos 
(MAGIORAKOS et al., 2012). 
Uma das principais características que favore a sobrevivência prolongada de A. 
baumannii e sua disseminação em instituições de cuidados à saúde é sua habilidade de 
regular sua resistência intrínseca a antimicrobianos e adquirir mecanismos externos, de 
outros micro-organismos. Fournier et al. (2006) descreveram estas características 
quando sequenciaram e analisaram o genoma de A. baumannii na França. Eles 
reportaram uma ilha de resistência de 86kB denominada AbaR1. Esta ilha tem 88 
janelas de leitura aberta, sendo 82 delas transferidas de outros micro-organismos, 
incluindo Pseudomonas spp., Salmonella spp e Escherichia coli. Infelizmente, mas não 
surpreendentemente, devido às ilhas de resistência, isolados MDR, têm se tornado 
relativamente comum. Análises epidemiológicas sobre resistência de A. baumannii nos 
Estados Unidos mostrou que os níveis de incidência aumentaram significativamente na 
última década, de 32,1% em 1999 para 51% em 2010 (THE SURVEILLANCE 
NETWORK USA, 2012). 
Os mais recentes relatórios do Fórum Global de Riscos Econômicos Mundiais listou a 
resistência aos antimicrobianos como um dos maiores desafios para a saúde humana. É 
estimado que na Europa, 25.000 pessoas morrem a cada ano como resultado de doenças 
infecciosas causadas por micro-organismos MDR e acarreta um custo para a União 
Europeía de mais de 1,5 bilhões de euros anualmente (BLAIR et al., 2015). Entre 2000 
e 2010, o consumo de antimicrobianos aumentou em 36%. Brasil, Rússia, Índia, China e 
África do Sul representam mais de 76% deste aumento (VAN BOECKEL et al., 2014). 
Espécies de Acinetobacter apresentam uma grande variedade de mecanismos de 
resistência enzimáticos e baseados em alterações na membrana plasmática, os quais 
podem ser regulados positivamente sob pressão seletiva. As classes de antimicrobianos 
que ainda apresentam alguma atividade, com variações, incluem algumas 
fluoroquinolonas (ex. ciprofloxacina), aminoglicosídeos (ex.gentamicina, tobramicina e 
amicacina), carbapenêmicos (imipenem, doripenem e meropenem), polimixinas 
(polimixina B e colistina), tetraciclinas (tigeciclina e minociclina), sulfametoxazol- 
trimetropim e sulbactam (disponível em combinação com ampicilina). Infelizmente, a 
resistência adquirida tem sido relatada para todos estes antimicrobianos, através de 
mecanismos enzimáticos de resistência mediados por plasmídeos (carbapenemases do 
tipo OXA, metalobetalactamases, enzimas modificadoras de aminoglicosídeos e 
metilases ribossomais de rRNA 16S), alteração do alvo de ação de antimicrobianos 
(topoisomerases, proteínas robossomais e lipopolissacarídeos, o que confere resistência 
a fluoroquinolonas, aminoglicosídeos e colistina, respectivamente), perda de proteínas 
externas de membrana e regulação de bombas de efluxo que podem conferir resistência 
a betalactâmicos, fluoroquinolonas, aminoglicosídeos e tigeciclina (FIGURA 2) 
(ABBOTT e PELEG, 2014). A Figura 2 apresenta uma visão geral dos principais 
mecanismos de resistência intrínseca. O exemplo demonstra um antibiótico β-lactâmico 
que tem como alvo a proteína ligadora de penicilina (PBP). O antibiótico A pode entrar 
na célula via porinas na membrana, alcançar o alvo e inibir a síntese de peptideoglicano. 
O antibiótico B também poderá entrar na célula bacteriana via porina, mas ao contrário 
do antibiótico A, é eficientemente removido por efluxo. Antibiótico C não é capaz de 
cruzar a membrana externa e assim não tem acesso ao alvo. 
 Este texto foi copiado e adaptado do artigo disponível no link: 
https://repositorio.ufmg.br/bitstream/1843/BUOS-
AP8NS5/1/disserta__o_de_mestrado_rafaela_oliveira_fran_a.pdf