Síntese de proteína

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27.1 O código genético 1103
27.2 Síntese proteica 1113
27.3 Endereçamento e degradação das proteínas 1139
As proteínas são os produtos finais da maioria das vias de informação. A toda hora, uma célula típica requer milhares de proteínas diferentes, as quais precisam ser 
sintetizadas em resposta às necessidades da célula naque-
le momento, transportadas (direcionadas) para seus locais 
apropriados na célula e degradadas quando não mais se fi-
zerem necessárias. Muitos dos componentes e mecanismos 
básicos utilizados pela maquinaria de síntese proteica são 
notavelmente bem conservados em todas as formas de vida, 
de bactérias a eucariotos, o que indica que esses compo-
nentes e mecanismos já estavam presentes no último an-
cestral comum universal de todos os organismos existentes 
hoje (LUCA, de last universal common ancestor).
A compreensão da síntese de proteínas, o mais com-
plexo processo de biossíntese, tem sido um dos maiores 
desafios da bioquímica. A síntese proteica em eucariotos 
envolve mais de 70 proteínas ribossomais diferentes; 20 ou 
mais enzimas para ativar os precursores de aminoácidos; 
uma dúzia ou mais de enzimas auxiliares e outros fatores 
proteicos para as etapas de iniciação, alongamento e térmi-
no de polipeptídeos; talvez 100 enzimas adicionais para o 
processamento final das diferentes proteínas, e 40 ou mais 
tipos de RNAs transportadores e ribossomais. Ao todo, qua-
se 300 macromoléculas diferentes cooperam para a síntese 
de polipeptídeos. Muitas dessas macromoléculas estão or-
ganizadas dentro da complexa estrutura tridimensional do 
ribossomo.
Para se ter uma ideia do quanto a síntese de proteínas 
é importante para a célula, considere os recursos celula-
res destinados a esse processo. A síntese proteica chega a 
consumir 90% do total de energia utilizada por uma célula 
para reações biossintéticas. Todas as células de bactérias, 
arquibactérias e eucariotos contêm de algumas a milhares 
de cópias de diferentes proteínas e RNAs. Os 15.000 ribos-
somos, 100.000 moléculas de enzimas e fatores proteicos 
envolvidos na síntese de proteínas e 200.000 moléculas de 
tRNA em uma célula bacteriana típica correspondem a mais 
de 35% do peso seco da célula.
Apesar da grande complexidade do processo de síntese 
proteica, as proteínas são produzidas de forma extraordi-
nariamente rápida. Um polipeptídeo de 100 resíduos de 
aminoácidos é sintetizado em uma célula de Escherichia 
coli (a 37°C) em cerca de 5 segundos. A síntese de milha-
res de proteínas diferentes em uma célula é firmemente 
regulada, de modo que as cópias são feitas apenas em nú-
meros suficientes para suprir as necessidades metabólicas 
daquele dado momento. Para manter a combinação e as 
concentrações apropriadas de proteínas, os processos de 
endereçamento e degradação devem estar sincronizados 
com o de síntese. As pesquisas estão, gradativamente, des-
cobrindo a finamente coordenada coreografia celular que 
guia cada proteína para seu local apropriado na célula e 
que degrada essa proteína seletivamente quando ela não é 
mais necessária.
O estudo da síntese de pro-
teínas oferece outra recompen-
sa importante: uma visão de um 
mundo de catalisadores de RNA 
que pode ter existido antes do 
início da vida “como a conhe-
cemos”. A elucidação sobre a 
estrutura tridimensional dos 
ribossomos, que teve início no 
ano 2000, tem nos proporcio-
nado uma visão cada vez mais 
detalhada dos mecanismos de síntese proteica. Também 
confirmou uma hipótese que havia sido levantada primeira-
mente por Harry Noller duas décadas atrás: as proteínas são 
sintetizadas por uma gigantesca enzima formada por RNA!
27.1 O código genético
Três grandes avanços estabeleceram o cenário para o nosso 
atual conhecimento sobre a biossíntese de proteínas. Pri-
meiro, no início da década de 1950, Paul Zamecnik e co-
laboradores planejaram uma série de experimentos para 
investigar onde as proteínas são sintetizadas na célula. Eles 
injetaram aminoácidos radioativos em ratos e, a intervalos 
diferentes de tempo após a injeção, retiraram o fígado, ho-
mogeneizaram-no, fracionaram o material homogeneizado 
por centrifugação e examinaram a presença de proteína 
radioativa nas frações subcelulares. Quando se decorriam 
horas ou dias após a injeção dos aminoácidos marcados, to-
das as frações subcelulares continham proteínas marcadas. 
Por outro lado, quando se deixava passar apenas alguns 
minutos, as proteínas marcadas apareciam somente em 
uma fração contendo pequenas partículas de ribonucleo-
proteínas. Essas partículas, visíveis nos tecidos animais por 
Harry Noller
27
Metabolismo das Proteínas
1104 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
microscopia eletrônica, foram 
então identificadas como o local 
da síntese de proteínas a partir 
dos aminoácidos e, mais tarde, 
foram denominadas ribossomos 
(Figura 27-1).
O segundo avanço-chave 
foi feito por Mahlon Hoagland 
e Zamecnik, quando eles des-
cobriram que os aminoácidos 
eram “ativados” quando incu-
bados com ATP e com a fração 
citosólica das células hepáticas. 
Os aminoácidos se ligavam a um 
RNA termoestável solúvel do tipo que havia sido descoberto 
e caracterizado por Robert Holley e mais tarde denominado 
RNA transportador (tRNA), para formar aminoacil-tRNA. 
As enzimas que catalisam esse processo são as aminoacil-
-tRNA-sintases.
O terceiro avanço resultou dos argumentos de Francis 
Crick acerca de como a informação genética codificada na 
linguagem de 4 letras dos ácidos nucleicos era capaz de ser 
traduzida na linguagem de 20 letras das proteínas. Um pe-
queno ácido nucleico (talvez RNA) poderia ter o papel de 
um adaptador, e uma parte da molécula adaptadora ligaria 
um aminoácido específico, enquanto outra parte reconhe-
ceria a sequência nucleotídica que codifica aquele aminoá-
cido no mRNA (Figura 27-2). Essa ideia foi logo verificada. 
O tRNA adaptador “traduz” a sequência nucleotídica de um 
mRNA na sequência de aminoácidos de um polipeptídeo. O 
processo geral da síntese proteica dirigida por mRNA é com 
frequência chamado simplesmente de tradução.
Esses três avanços logo levaram à identificação das três 
etapas principais da síntese proteica e, finalmente, à eluci-
dação do código genético que especifica cada aminoácido.
O código genético foi decifrado utilizando-se moldes 
artificiais de mRNA
Por volta da década de 1960, já era evidente que pelo me-
nos três resíduos de nucleotídeos no DNA eram necessários 
para codificar cada aminoácido. As quatro letras do código 
de DNA (A, T, G e C), em grupos de dois, podem gerar ape-
nas 42 5 16 combinações diferentes, o que é insuficiente 
para codificar 20 aminoácidos. Grupos de três, no entanto, 
geram 43 5 64 combinações diferentes.
Várias propriedades-chave do código genético foram es-
tabelecidas nos primeiros estudos genéticos (Figuras 27-3 
e 27-4). Um códon é um triplete de nucleotídeos que codi-
fica um aminoácido específico. A tradução ocorre de forma 
Paul Zamecnik, 1912–2009
Citosol
Lúmen do
RE
Ribossomos
FIGURA 271 Ribossomos e retículo endoplasmático. Micrografia ele-
trônica e desenho esquemático de uma porção de uma célula pancreática, 
mostrando os ribossomos aderidos à superfície externa (citosólica) do retícu-
lo endoplasmático (RE). Os ribossomos são os numerosos pontos ao longo 
das camadas paralelas de membrana.
GAUC
Aminoácido
U C G GG AUAUC
mRNA
HC
R
O2
C
H3N
1
Sítio de ligação
ao aminoácido
Adaptador
Triplete de
nucleotídeos que
codifica um aminoácido
O
FIGURA 272 A hipótese de um adaptador proposta por Crick. Hoje, 
sabe-se que o aminoácido está ligado covalentemente à extremidade 39 de 
uma molécula de tRNA e que um triplete de nucleotídeos específico em ou-
tra parte do tRNA interage com um códon triplete específico do mRNA por 
meio de ligações de hidrogênio entre bases complementares.
Código não
sobreposto
A U A C G A G U C 
1 2 3
Código
sobreposto
A U A C G A G U C 
1
2
3
FIGURA 273 Códigos genéticos com e sem sobreposição. Em um 
códigosem sobreposição, os códons (enumerados consecutivamente) 
não compartilham nucleotídeos. Em um código com sobreposição, alguns 
nucleotídeos no mRNA são compartilhados por diferentes códons. Em um 
código triplete com sobreposição máxima, muitos nucleotídeos, como, por 
exemplo, o terceiro nucleotídeo da esquerda para a direita (A), são compar-
tilhados por três códons. Observe que, em um código com sobreposição, a 
sequência triplete do primeiro códon limita as possíveis sequências para o 
segundo códon. Um código sem sobreposição permite muito maior flexibi-
lidade para as sequências tripletes dos códons vizinhos e, portanto, para as 
possíveis sequências de aminoácidos designadas pelo código. Hoje, sabe-se 
que o código genético utilizado por todos os sistemas vivos é sem sobre-
posição.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1105
tal que esses tripletes de nucleotídeos são lidos de maneira 
sucessiva e sem sobreposição. Um primeiro códon específi-
co na sequência estabelece a fase de leitura, na qual, a 
cada três resíduos de nucleotídeos, inicia-se um novo có-
don. Não há interrupção entre os códons para os resíduos 
de aminoácidos sucessivos. A sequência de aminoácidos de 
uma proteína é definida por uma sequência linear de triple-
tes contíguos. A princípio, qualquer sequência de DNA fita 
simples ou mRNA tem três fases de leitura possíveis. Cada 
fase de leitura apresenta uma sequência diferente de có-
dons (Figura 27-5), mas apenas uma deverá codificar uma 
dada proteína. Ainda restava uma questão-chave: quais 
eram as palavras de três letras em código para cada amino-
ácido?
Em 1961, Marshall Ni-
renberg e Heinrich Matthaei 
relataram a primeira grande 
descoberta nesse sentido. Eles 
incubaram poliuridilato sinté-
tico, poli(U), com um extrato 
de E. coli, GTP, ATP e uma 
mistura dos 20 aminoácidos 
em 20 tubos diferentes, cada 
um contendo um dos aminoá-
cidos marcado radioativamen-
te. Como o mRNA poli(U) é 
constituído por muitos triple-
tes UUU sucessivos, ele deve-
ria codificar a síntese de um 
polipeptídeo contendo apenas o aminoácido codificado por 
UUU. De fato, um polipeptídeo radioativo foi formado em 
apenas um dos 20 tubos, aquele contendo fenilalanina ra-
dioativa. Assim, Nirenberg e Matthaei concluíram que o có-
don UUU codifica a fenilalanina. A mesma abordagem logo 
mostrou que policitidilato, poli(C), codifica um polipeptí-
deo contendo apenas prolina (poliprolina), e poliadenilato, 
poli(A), codifica polilisina. Poliguanilato não deu origem a 
qualquer polipeptídeo nesse experimento porque forma, 
espontaneamente, tétrades (ver Figura 8-20d) que não se 
ligam nos ribossomos.
Os polinucleotídeos sintéticos utilizados nesse experi-
mento foram preparados com a polinucleotídeo-fosforilase 
(p. 1085), que catalisa a formação de polímeros de RNA a 
partir de ADP, UDP, CDP e GDP. Essa enzima, descoberta 
por Severo Ochoa, não necessita de molde e forma políme-
ros com uma composição de bases que reflete diretamente 
as concentrações relativas dos precursores, os nucleosí-
deos 59-difosfatos presentes no meio. Se a polinucleotídeo-
-fosforilase for colocada em meio contendo apenas UDP, ela 
formará apenas poli(U). Se estiver presente uma mistura 
contendo 5 partes de ADP e uma parte de CDP, ela formará 
um polímero no qual cerca de cinco sextos dos resíduos são 
adenilato e um sexto é citidilato. Esse polímero aleatório 
provavelmente terá muitos tripletes com a sequência AAA, 
números menores de tripletes AAC, ACA e CAA, relativa-
mente menos tripletes ACC, CCA e CAC, e muito poucos 
tripletes CCC (Tabela 27-1). Utilizando uma variedade de 
mRNA artificiais sintetizados pela polinucleotídeo-fosforila-
se a partir de diferentes misturas de ADP, GDP, UDP e CDP, 
os grupos de Nirenberg e de Ochoa logo identificaram as 
composições de bases dos tripletes que codificam quase to-
dos os aminoácidos. Apesar de esses experimentos revela-
rem a composição de bases dos tripletes codificadores, eles 
não foram capazes de revelar a sequência das bases.
CONVENÇÃOCHAVE: Grande parte da discussão que se segue 
trata de tRNA. O aminoácido especificado por um tRNA é 
indicado por um sobrescrito, como o tRNAAla, e o tRNA ami-
noacilado é indicado por um nome com hífen: alanil-tRNAAla 
ou Ala-tRNAAla. ■
Marshall Nirenberg, 1927-2010
FIGURA 274 O código sem sobreposição em triplete. As evidências 
para a natureza geral do código genético vieram de muitos tipos de experi-
mentos, incluindo experimentos genéticos acerca de efeitos das mutações 
por deleção* e por inserção. Inserir ou deletar um par de bases (mostrados 
aqui no transcrito de mRNA) altera a sequência de tripletes em um código 
sem sobreposição; todos os aminoácidos codificados pelo mRNA após a mu-
dança são afetados. A combinação de mutações por inserção e por deleção 
afeta alguns aminoácidos, mas pode, no final, restabelecer a sequência cor-
reta de aminoácidos. A adição ou remoção de três aminoácidos (não mos-
trado) mantém os demais tripletes intactos, evidenciando que o códon é 
constituído por três, e não quatro ou cinco, nucleotídeos. Os códons tripletes 
sombreados em cinza são aqueles traduzidos a partir do gene original; os 
códons mostrados em azul são novos códons resultantes de mutações por 
inserção ou deleção.
* N. de T. Deleção, do inglês deletion, ou deletar (do inglês delete, palavras por sua vez 
derivadas do latim deletum, destruir, apagar) são termos utilizados em genética e bio-
logia molecular para designar a remoção de um nucleotídeo, de um aminoácido ou 
mesmo de um gene. Também pode ser utilizado o termo supressão.
mRNA 59
Inserção
Deleção
G U A G C C U A C G G A U 39
G U A G C C U C A C G G A U
G U A C C U A C G G A U 
Inserção e
deleção
G U A A G C C A C G G A U
(1)
(2)
(1) (2)
Fase de leitura
restabelecida
Fase de leitura 1 59 U U C U C G G A C C U G 39G A G A U U C A C A G U 
Fase de leitura 2 U U C U C G G A C C GU G G A G A U U C A C A 
Fase de leitura 3 U U C U C G G A C C U UG G A G A U U C A C A G
U
FIGURA 275 Quadros de leitura no código genético. Em um código 
sem sobreposição em triplete, todos os mRNA têm três fases de leitura pos-
síveis, mostradas aqui em cores diferentes. Os tripletes, e consequentemente 
os aminoácidos codificados, são diferentes em cada fase de leitura.
1106 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
Em 1964, Nirenberg e Philip Leder chegaram a outra 
grande descoberta experimental. Ribossomos isolados de E. 
coli se ligam a um aminoacil-tRNA específico na presença 
do polinucleotídeo mensageiro correspondente. Por exem-
plo, ribossomos incubados com poli(U) e fenilalanil-tRNAPhe 
(Phe-tRNAPhe) se ligam a ambos os RNAs, mas, se incubados 
com poli(U) e algum outro aminoacil-tRNA, o aminoacil-
-tRNA não é ligado, porque não reconhece os tripletes UUU 
no poli(U) (Tabela 27-2). Mesmo trinucleotídeos eram capa-
zes de promover a ligação específica de tRNA apropriados; 
portanto, esses experimentos podiam ser realizados com 
pequenos oligonucleotídeos sintetizados artificialmente. 
Com essa técnica, os pesquisadores determinaram quais 
aminoacil-tRNA se ligavam a 54 dos 64 códons possíveis. 
Para alguns códons, ou nenhum ou mais de um aminoacil-
-tRNA poderiam ligar-se. Outro método era necessário para 
completar e confirmar o código genético inteiro.
Por volta dessa época, uma abordagem complementar 
foi fornecida por H. Gobind Khorana, que desenvolveu mé-
todos químicos para sintetizar polirribonucleotídeos com 
sequências repetidas de duas a quatro bases definidas. Os 
polipeptídeos produzidos a partir desses mRNA possuíam 
um ou poucos aminoácidos em 
padrões repetidos. Esses pa-
drões, quando combinados com 
as informações obtidas a partir 
dos polímeros aleatórios utiliza-
dos por Nirenberg e colabora-
dores, permitiram designações 
não ambíguas para os códons. O 
copolímero (AC)n, por exemplo, 
tem códons alternados ACA e 
CAC: ACACACACACACACA. O 
polipeptídeo sintetizado a par-
tirdesse mensageiro continha 
quantidades iguais de treonina e 
histidina. Considerando-se que 
um códon de histidina tem um A e dois C (Tabela 27-1), 
CAC deve codificar histidina e ACA treonina.
A consolidação dos resultados de muitos experimentos 
permitiu a determinação dos aminoácidos codificados por 61 
dos 64 códons possíveis. Os outros três foram identificados 
como códons de parada, em parte porque eles interrompiam 
os padrões de codificação de aminoácidos quando apareciam 
em um polímero sintético de RNA (Figura 27-6). Em 1966, 
já haviam sido estabelecidos os significados para todas as 
trincas de códons (organizados no quadro da Figura 27-7), 
as quais foram verificadas por meio de muitas maneiras dife-
rentes. A decifração do código genético é tida como uma das 
mais importantes descobertas científicas do século XX.
Os códons são a chave para a tradução da informação 
genética, direcionando a síntese de proteínas específicas. 
A fase de leitura é estabelecida quando a tradução de uma 
molécula de mRNA é iniciada e é mantida à medida que a 
maquinaria de síntese vai lendo a mensagem sequencial-
mente, de um triplete para outro. Se a fase de leitura inicial 
estiver com uma ou duas bases desalinhadas, ou se a tra-
dução, de alguma forma, pular um nucleotídeo no mRNA, 
todos os códons subsequentes ficarão fora de registro; o 
resultado, geralmente, é uma proteína “errada” com uma 
sequência de aminoácidos distorcida.
TABELA 271 Incorporação de aminoácidos em polipeptídeos em resposta a polímeros aleatórios de RNA
Aminoácido
Frequência de incorporação 
observada (Lys 5 100)
Indicação da tentativa da 
composição de nucleotídeos do 
códon correspondente*
Frequência esperada de 
incorporação com base na 
atribuição (Lys 5 100)
Asparagina 24 A2C 20
Glutamina 24 A2C 20
Histidina 6 AC2 4
Lisina 100 AAA 100
Prolina 7 AC2,CCC 4,8
Treonina 26 A2C, AC2 24
Nota: Aqui é apresentado um resumo dos dados de uma parte dos primeiros experimentos planejados para elucidar o código gené-
tico. Um RNA sintético contendo apenas resíduos A e C em uma proporção de 5:1 direcionou a síntese de polipeptídeos, e tanto a 
identidade como a quantidade de aminoácidos incorporados foram determinadas. Com base nas abundâncias relativas de resíduos A 
e C no RNA sintético, e atribuindo ao códon AAA (o códon mais provável) a frequência de 100, deveria haver três códons diferentes 
com a composição A2C, cada qual com frequência relativa de 20; três com a composição AC2, cada qual com frequência relativa de 
4, e CCC com frequência relativa de 0,8. A indicação de CCC foi com base na informação obtida de estudos anteriores com poli(C). 
Quando duas indicações tentativas são feitas, propõe-se que ambas codificam o mesmo aminoácido.
*Essas indicações da composição de nucleotídeos não contêm informação sobre a sequência nucleotídica (exceto, claro, AAA e CCC).
TABELA 272 Trinucleotídeos que induzem a ligação específica de 
aminoacil-tRNA aos ribossomos
Trinucleotídeo
Aumento relativo da ligação ao ribossomo de 
aminoacil-tRNA marcado com 14C*
Phe-tRNAPhe Lys-tRNALys Pro-tRNAPro
UUU 4,6 0 0
AAA 0 7,7 0
CCC 0 0 3,1
Fonte: Modificada de Nirenberg, M. & Leder, P. (1964) RNA code words and 
protein synthesis. Science 145, 1399.
*Cada número representa o fator de aumento da quantidade de 14C ligado quan-
do o trinucleotídeo indicado estava presente, em relação ao controle sem trinu-
cleotídeo.
H. Gobind Khorana
1922-2011
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1107
Vários códons apresentam funções especiais (Figura 27-
7). O códon de iniciação AUG é o sinal mais comum para 
o início de um polipeptídeo em todas as células, além de 
codificar resíduos Met nas posições internas dos polipeptí-
deos. Os códons de parada (UAA, UAG e UGA), também 
denominados códons de término ou códons sem sentido, 
geralmente sinalizam o fim da síntese de polipeptídeos e 
não codificam qualquer aminoácido conhecido. Algumas 
exceções a essas regras são discutidas no Quadro 27-1.
Como será discutido na Seção 27.2, o início da síntese 
de proteínas na célula é um processo elaborado que depen-
de dos códons de iniciação e outros sinais no mRNA. Em 
uma retrospectiva, os experimentos de Nirenberg, Khorana 
e outros pesquisadores para identificar a função dos códons 
não deveriam ter funcionado na ausência dos códons de 
iniciação. Casualmente, as condições experimentais per-
mitiram que a síntese ocorresse sem que essas exigências 
normais de iniciação estivessem totalmente cumpridas. A 
diligência e o acaso levaram a uma importante descoberta – 
fato bastante comum na história da bioquímica.
Em uma sequência aleatória de nucleotídeos, 1 a cada 
20 códons em cada fase de leitura é, em média, um códon 
de parada. Geralmente, uma fase de leitura sem um có-
don de parada entre 50 ou mais códons é considerada uma 
fase de leitura aberta (ORF, de open reading frame). 
Longas fases de leitura aberta geralmente correspondem a 
genes que codificam proteínas. Na análise de bancos de da-
dos de sequências, programas sofisticados são utilizados na 
busca de fases de leitura aberta para encontrar genes em 
meio a um imenso mar de DNA não gênico. Um gene inin-
terrupto que codifica uma proteína típica de peso molecular 
de 60.000 requereria uma fase de leitura aberta com 500 
códons ou mais.
Uma característica intrigante do código genético é que 
um aminoácido pode ser codificado por mais de um códon, 
de modo que o código é considerado degenerado. Isso não 
significa que o código seja falho: apesar de um aminoácido 
possuir um ou mais códons, cada códon codifica apenas um 
aminoácido. A degeneração do código não é uniforme. En-
quanto a metionina e o triptofano têm, cada um, apenas um 
códon, três aminoácidos (Arg, Leu, Ser), por exemplo, têm 
seis códons cada, cinco aminoácidos têm quatro, a isoleu-
cina tem três, e nove aminoácidos têm dois (Tabela 27-3).
O código genético é quase universal. Com a exceção in-
trigante de algumas pequenas variações nas mitocôndrias, 
em algumas bactérias e em alguns eucariotos unicelulares 
(Quadro 27-1), os códons dos aminoácidos são idênticos em 
U A A G U A A G U A A G A A AG U A UG
G U A A G U A A G U A A U A A 39A G U GFase de leitura 1 59
Fase de leitura 2
A A G U A A G U A A G U A G U A AAUFase de leitura 3 G
A
FIGURA 276 Efeito de um códon de parada em um tetranucleotídeo repetitivo. Códons de parada (cor 
salmão) são encontrados em cada quarto códon em três janelas de leitura diferentes (mostradas em cores dife-
rentes). Dipeptídeos ou tripeptídeos são sintetizados, dependendo de onde o ribossomo se ligar inicialmente.
UUU
UUC
UUA
UUG
Phe
Phe
Leu
Leu
UCU
UCC
UCA
UCG
Ser
Ser
Ser
Ser
UAU
UAC
UAA
UAG
Tyr
Tyr
Parada
Parada
UGU
UGC
UGA
UGG
Cys
Cys
Parada
Trp
CUU
CUC
CUA
CUG
Leu
Leu
Leu
Leu
CCU
CCC
CCA
CCG
Pro
Pro
Pro
Pro
CAU
CAC
CAA
CAG
His
His
Gln
Gln
CGU
CGC
CGA
CGG
Arg
Arg
Arg
Arg
AUU
AUC
AUA
AUG
Ile
Ile
Ile
Met
ACU
ACC
ACA
ACG
Thr
Thr
Thr
Thr
AAU
AAC
AAA
AAG
Asn
Asn
Lys
Lys
AGU
AGC
AGA
AGG
Ser
Ser
Arg
Arg
GUU
GUC
GUA
GUG
Val
Val
Val
Val
GCU
GCC
GCA
GCG
Ala
Ala
Ala
Ala
GAU
GAC
GAA
GAG
Asp
Asp
Glu
Glu
Gly
Gly
Gly
Gly
GGU
GGC
GGA
GGG
U
C
A
G
U C A G
Segunda letra
do códon
Primeira letra do códon (extremidade 59)
FIGURA 277 “Dicionário” das palavras que codificam aminoácidos 
no mRNA. Os códons são escritos na direção 59 S 39. A terceira base de 
cada códon (em negrito) desempenha um papel menor na especificação do 
aminoácido em relação às duas primeiras. Os três códons de parada estão 
sombreados em cor salmão e o códon de iniciação AUG em verde. Todos os 
aminoácidos, com exceção da metionina e do triptofano, têm mais de um 
códon. Na maioria dos casos, os códons que especificam os aminoácidos 
diferem apenas na terceira base.
TABELA 273 A degeneração do código genético
Aminoácido
Número
de códons Aminoácido
Número
de códons
Met 1 Tyr 2
Trp 1 Ile 3
Asn 2 Ala 4
Asp 2 Gly4
Cys 2 Pro 4
Gln 2 Thr 4
Glu 2 Val 4
His 2 Arg 6
Lys 2 Leu 6
Phe 2 Ser 6
1108 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
todas as espécies estudadas até agora. Seres humanos, E. 
coli, a planta do tabaco, anfíbios e vírus compartilham do 
mesmo código genético. Portanto, parece que todas as for-
mas de vida têm um ancestral comum na escala evolutiva, 
cujo código genético foi preservado ao longo da evolução 
biológica. Até mesmo as variações reforçam esse tema.
A oscilação permite que alguns tRNA reconheçam mais 
de um códon
Quando vários códons diferentes especificam um amino-
ácido, a diferença entre eles geralmente se dá na terceira 
base (na extremidade 39). Por exemplo, a alanina é codi-
Em bioquímica, bem como em outras disciplinas, exce-
ções às regras gerais podem ser problemáticas para os 
professores e frustrantes para os alunos. Ao mesmo tem-
po, no entanto, elas nos ensinam que a vida é complexa e 
nos inspiram para a busca de novas surpresas. Entender 
as exceções pode até mesmo reforçar a regra original de 
maneira surpreendente.
Seria de se esperar que o código genético tivesse pou-
cas variações. Mesmo a substituição em um único amino-
ácido pode ter profundos efeitos deletérios na estrutura 
de uma proteína. Ainda assim, ocorrem variações no có-
digo em alguns organismos, e essas variações são interes-
santes e instrutivas. Os tipos de variações e sua raridade 
fornecem fortes evidências de uma origem evolutiva co-
mum para todos os seres vivos.
Para alterar o código, as mudanças devem ocorrer no(s) 
gene(s) que codifica(m) um ou mais tRNAs, sendo o anticó-
don o alvo mais óbvio para a alteração. Tal mudança levaria 
a uma inserção sistemática de um aminoácido em um códon 
que, de acordo com o código padrão (ver Figura 27-7), não 
é específico para aquele aminoácido. O código genético, na 
verdade, é definido por dois elementos: (1) os anticódons 
nos tRNAs (que determinam onde um aminoácido é inse-
rido em uma cadeia polipeptídica em crescimento) e (2) a 
especificidade das enzimas – as aminoacil-tRNA-sintases – 
que carregam aminoácidos nos tRNAs, assim determinando 
a identidade do aminoácido ligado a um determinado tRNA.
A maioria das mudanças repentinas no código teria 
efeitos catastróficos nas proteínas celulares; portanto, é 
mais provável que alterações no código persistiram onde 
relativamente poucas proteínas seriam afetadas – como 
em genomas pequenos que codificam poucas proteínas. 
As consequências biológicas de uma mudança no código 
poderiam também ser reduzidas restringindo-se as mu-
danças aos três códons de parada, os quais geralmente 
não ocorrem dentro de genes (ver Quadro 27-4 para as 
exceções a essa regra). Esse padrão é de fato observado.
Das pouquíssimas variações conhecidas no código ge-
nético, a maioria ocorre no DNA mitocondrial (mtDNA), 
o qual codifica apenas 10 ou 20 proteínas. As mitocôn-
drias têm seus próprios tRNAs; portanto, as variações 
no seu código não afetam o genoma celular, que é mui-
to maior. As mudanças mais comuns nas mitocôndrias 
envolvem códons de parada. Essas mudanças afetam a 
terminação nos produtos de apenas um grupo de genes, 
e às vezes os efeitos são mínimos, porque os genes têm 
códons de parada múltiplos (redundantes).
O mtDNA de vertebrados tem genes que codificam 
13 proteínas, 2 rRNAs e 22 tRNAs (ver Figura 19-40a). 
O pequeno número de alteração nos códons, aliado a um 
conjunto incomum de regras de oscilação (p. 1110), faz os 
22 tRNAs serem suficientes para decodificar os genes que 
carregam a mensagem para a síntese das 13 proteínas, 
enquanto no código padrão são necessários 32 tRNAs. 
Nas mitocôndrias, essas mudanças podem ser vistas como 
uma aerodinâmica genômica, pois um genoma menor con-
fere uma vantagem na replicação para a organela. Quatro 
famílias de códons (nas quais o aminoácido é determinado 
pelos dois primeiros nucleotídeos) são decodificadas por 
um único tRNA com um resíduo U na primeira posição 
(oscilante) no anticódon. Ou o U pareia, de alguma forma, 
com qualquer uma das quatro possíveis bases na tercei-
ra posição do códon, ou um mecanismo do tipo “dois de 
três” é utilizado – ou seja, não é necessário o pareamento 
de bases na terceira posição. Outros tRNAs reconhecem 
códons com A ou G na terceira posição, e outros, ainda, 
reconhecem U ou C, de modo que praticamente todos os 
tRNAs reconhecem dois ou quatro códons.
No código padrão, apenas dois aminoácidos são es-
pecificados por um único códon: metionina e triptofano 
(ver Tabela 27-3). Se todos os tRNAs mitocondriais re-
conhecem dois códons, seria de se esperar códons adi-
cionais para Met e Trp nas mitocôndrias. E foi verificado 
que a variação de códon mais comum está no códon de 
parada UGA que especifica o triptofano. O tRNATrp reco-
nhece e insere um resíduo Trp tanto para o códon UGA 
como para o códon normal do Trp, UGG. A segunda va-
riação mais comum é a conversão de AUA, de um códon 
que codifica Ile, para um códon que codifica Met; o có-
don normal para Met é AUG, e um único tRNA reconhece 
ambos os códons. As variações de código conhecidas nas 
mitocôndrias estão resumidas na Tabela Q-1.
Considerando as mudanças bem mais raras que ocor-
rem nos códigos de genomas celulares (para diferenciar 
dos mitocondriais), constatou-se que a única variação em 
uma bactéria é, novamente, o uso de UGA para codificar 
resíduos Trp, o que ocorre no organismo unicelular de vida 
livre mais simples, o Mycoplasma capricolum. Entre os 
eucariotos, raras mudanças de código extramitocondriais 
são observadas em algumas espécies de protistas ciliados, 
em que ambos os códons de parada UAA e UAG podem 
especificar a glutamina. Também existem casos raros e in-
teressantes nos quais códons de parada foram adaptados 
para codificar aminoácidos que não estão entre os 20 ami-
noácidos-padrão, como detalhado no Quadro 27-3.
As mudanças no código não precisam ser absolutas; 
um códon nem sempre codifica um mesmo aminoácido. 
Por exemplo, em muitas bactérias – incluindo E. coli –, 
GUG (Val) é, às vezes, utilizado como códon de iniciação 
que especifica Met. Isso ocorre apenas para aqueles genes 
QUADRO 271 Exceções que provam a regra: variações naturais no código genético
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1109
ficada pelos tripletes GCU, GCC, GCA e GCG. Os códons 
para a maioria dos aminoácidos podem ser simbolizados 
por XYAG ou XY
U
C. As duas primeiras letras de cada códon 
são os determinantes primários da especificidade, uma 
característica que apresenta algumas consequências in-
teressantes.
Os RNAs transportadores pareiam com códons do 
mRNA em uma sequência de três bases no tRNA denomi-
nada anticódon. A primeira base do códon no mRNA (lido 
na direção 59S39) pareia com a terceira base do anticódon 
(Figura 27-8a). Se o triplete do anticódon de um tRNA 
reconhecesse apenas um triplete de códon no pareamento 
em que a sequência GUG está apropriadamente localizada 
em relação a sequências específicas de mRNA que afetam 
o início da tradução (como discutido na Seção 27.2).
A alteração mais surpreendente do código genético é 
observada em algumas espécies de fungos do gênero Can-
dida, como descoberto originalmente em Candida albi-
cans. C. albicans é um organismo com alta complexidade 
genômica, e ainda assim o seu código genético sofreu uma 
mudança significativa: o códon CUG, que normalmente co-
difica Leu, codifica Ser nesse organismo. A pressão de se-
leção natural sobre essa mudança é completamente desco-
nhecida. Além disso, a natureza química de Ser e Leu são 
bastante diferentes. Entretanto, até mesmo essa mudança 
pode ser compreendida com base nas propriedades de um 
código universal. Quando vários códons codificam um mes-
mo aminoácido e faz uso de múltiplos tRNAs, nem todos 
os códons são utilizados com a mesma frequência. Em um 
fenômeno denominado viés de códon, alguns códons que 
codificam um aminoácido específico são utilizados mais fre-
quentemente (àsvezes muito mais frequentemente) do que 
outros. Os tRNAs para os códons mais utilizados estão pre-
sentes geralmente em maior concentração do que os tRNAs 
para códons menos usados. A degeneração de códons leva 
à existência de seis códons para Leu. Nas bactérias, CUG é 
usado frequentemente para codificar Leu. No entanto, em 
fungos de gêneros muito próximos a Candida, mas que não 
têm a alteração no código, o códon CUG é usado raramente 
para codificar Leu e geralmente está ausente em proteínas 
que são altamente expressas. Uma mudança no sentido da 
codificação do CUG teria, assim, um efeito muito menor no 
metabolismo celular de fungos do que se todos os códons 
fossem usados com a mesma frequência. A mudança no có-
digo pode ter ocorrido a partir de uma perda gradual dos 
códons CUG em genes e do tRNA que reconhece CUG como 
um códon de Leu, seguido por um evento de captura – uma 
mutação no anticódon de um tRNAser que permitiu que este 
reconhecesse CUG. Alternativamente, pode ter havido um 
estágio intermediário no qual CUG fosse reconhecido como 
códon codificador tanto Leu como Ser, talvez com sinais es-
pecíficos nos mRNAs que ajudassem um tRNA ou outro a 
reconhecerem códons CUG específicos (ver Quadro 27-3). 
A análise filogenética indica que a redefinição de CUG como 
um códon de Ser ocorreu nos ancestrais de Candida há 
cerca de 150 a 170 milhões de anos.
Essas variações nos mostram que o código não é tão 
universal como outrora se acreditava, mas que sua flexibili-
dade é rigorosamente restringida. As variações são, obvia-
mente, derivadas do código normal, e nunca se encontrou 
qualquer exemplo de um código totalmente diferente. O 
limite de variações no código fortalece o princípio de que 
todas as formas de vida deste planeta evoluíram com base 
em um único (levemente flexível) código genético.
TABELA Q1 Variações do código conhecidas em mitocôndrias
Códons*
UGA AUA
AGA
AGG CUN CGG
Códon normal Término Ile Arg Leu Arg
Animais
Vertebrados
Drosophila
Trp
Trp
Met
Met
Parada
Ser
1
1
1
1
Leveduras
Saccharomyces cerevisiae
Torulopsis glabrata
Schizosaccharomyces pombe
Trp
Trp
Trp
Met
Met
1
1
1
1
Thr
Thr
1
1
?
1
Fungos filamentosos Trp 1 1 1 1
Tripanossomas Trp 1 1 1 1
Plantas superiores 1 1 1 1 Trp
Chlamydomonas reinhardtii ? 1 1 1 ?
*N indica qualquer nucleotídeo; 1, o códon apresenta o mesmo significado que no código normal; ?, o códon não é observado nesse 
genoma mitocondrial.
1110 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
de bases de Watson-Crick, em todas as três posições, as 
células teriam um tRNA para cada códon de aminoácido. 
Entretanto, esse não é o caso, pois os anticódons em alguns 
tRNA incluem o nucleotídeo inosinato (designado como I), 
o qual contém uma base incomum, a hipoxantina (ver Fi-
gura 8-5b). O inosinato pode formar ligações de hidrogênio 
com três nucleotídeos diferentes (U, C e A; Figura 27-8b), 
embora esses pareamentos sejam muito mais fracos do que 
as ligações de hidrogênio do pareamento de bases G‚C e 
A“U de Watson-Crick. Em leveduras, um tRNAArg tem o an-
ticódon (59)ICG, o qual reconhece três códons de arginina: 
(59)CGA, (59)CGU e (59)CGC. As duas primeiras bases são 
idênticas (CG) e formam pares de bases de Watson-Crick 
fortes com as bases correspondentes do anticódon, mas a 
terceira base (A, U ou C) forma ligações de hidrogênio mais 
fracas com o resíduo I na primeira posição do anticódon.
A análise desse e de outros pareamentos códon-anticó-
don levou Crick a concluir que a terceira base da maioria 
dos códons pareia de maneira mais frouxa com a base cor-
respondente do anticódon; a terceira base desses códons (e 
a primeira base dos seus anticódons correspondentes) “os-
cila”. Crick propôs uma série de quatro relações, chamada 
de a hipótese da oscilação:
 1. As duas primeiras bases de um códon no mRNA 
sempre estabelecem pareamentos fortes de bases 
do tipo Watson-Crick com as bases corresponden-
tes no anticódon do tRNA e conferem a maior parte 
da especificidade do código.
 2. A primeira base do anticódon (lendo na direção 
59S39; essa base pareia com a terceira base do có-
don) determina o número de códons reconhecidos 
pelo tRNA. Quando a primeira base do anticódon 
é C ou A, o pareamento de bases é específico, e 
apenas um códon é reconhecido por aquele tRNA. 
Quando a primeira base é U ou G, a ligação é me-
nos específica, e dois códons diferentes podem ser 
lidos. Quando inosina (I) é o primeiro nucleotídeo 
(oscilante) de um anticódon, três códons diferen-
tes podem ser reconhecidos – o número máximo 
para qualquer tRNA. Essas relações estão resumi-
das na Tabela 27-4.
 3. Quando um aminoácido é especificado por diver-
sos códons diferentes, os códons que diferem em 
uma das duas primeiras bases requerem tRNAs di-
ferentes.
 4. Um mínimo de 32 tRNAs são necessários para tra-
duzir todos os 61 códons (31 para codificar os ami-
noácidos e 1 para o início da tradução).
A base oscilante (ou terceira base) do códon contribui 
para a especificidade, mas, como ela pareia de forma frou-
xa com sua base correspondente no anticódon, ela permite 
uma dissociação rápida entre o tRNA e seu códon durante 
a síntese proteica. Se todas as três bases de um códon se 
envolvessem em fortes pareamentos Watson-Crick com as 
três bases do anticódon, os tRNAs se dissociariam muito 
lentamente, e isso limitaria a velocidade da síntese protei-
ca. As interações códon-anticódon permitem um equilíbrio 
entre acuidade e velocidade.
O código genético é resistente a mutações
O código genético exerce um papel interessante de pro-
teger a integridade genômica de todo o organismo vivo. A 
CUAmRNA 59
tRNA
321
Códon
GAU
123
Anticódon
39
59
39
Anticódon (3 9) (5 9)
Códon (5 9) (3 9)
3 2 1
G – C – I
C – G – C
1 2 3
3 2 1
G – C – I
C –G – U
1 2 3
3 2 1
G – C – I
C – G – A
1 2 3
(b)
(a)
FIGURA 278 Pareamento entre códon e anticódon. (a) O alinhamen-
to entre os dois RNAs é antiparalelo. O tRNA está mostrado na configuração 
tradicional de folha-de-trevo. (b) Três pareamentos diferentes com o códon 
são possíveis quando o anticódon do tRNA contém inosinato.
TABELA 274 Como a base oscilante do anticódon determina o número de 
códons que um tRNA pode reconhecer
1. Um códon reconhecido:
Anticódon
Códon
2. Dois códons reconhecidos:
Anticódon
Códon
3. Três códons reconhecidos:
Anticódon
Códon
Nota: X e Y são bases complementares capazes de parear fortemente segundo o 
pareamento de Watson-Crick com X9 e Y9, respectivamente. As bases oscilantes 
– na posição 39 dos códons e 59 dos anticódons – estão sombreadas em branco.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1111
evolução não produziu um código no qual a especificidade 
de cada códon tivesse surgido ao acaso. Em vez disso, o 
código é extremamente resistente aos efeitos deletérios dos 
tipos mais comuns de mutações – as mutações sem senti-
do ou missense, nas quais um novo par de bases substitui 
outro. Na terceira posição do códon, que é a base oscilante, 
substituições de uma única base causam uma mudança no 
aminoácido codificado apenas em 25% dos casos. Portanto, 
a maioria dessas alterações consiste em mutações silen-
ciosas, nas quais o nucleotídeo é diferente, mas o aminoá-
cido codificado permanece o mesmo.
Devido aos tipos de danos espontâneos no DNA que afe-
tam os genomas (ver Capítulo 8), a mutação sem sentido 
mais frequente é a mutação de transição, em que uma 
purina é substituída por uma purina, ou uma pirimidina por 
uma pirimidina (p. ex., G‚C substituído por A“T). Todas 
as três posições de um códon evoluíram de forma que exis-
te certa resistência a mutações de transição. Uma mutação 
na primeira posição do códon normalmente resultará em 
uma mudança na codificação do aminoácido, mas tal mu-
dança geralmente envolve um aminoácido com proprieda-
des químicas semelhantes. Isso é fato, especialmente para 
aminoácidos hidrofóbicos que predominam na primeira co-
luna do código mostrado naFigura 27-7. Considere o códon 
GUU para Val. Uma alteração para AUU substituiria Val por 
Ile. Uma alteração para CUU substituiria Val com Leu. As 
mudanças resultantes na estrutura e/ou função da proteína 
codificada por aquele gene seriam geralmente (mas nem 
sempre) pequenas.
Estudos computacionais mostraram que códigos gené-
ticos delineados ao acaso são quase sempre menos resis-
tentes a mutações do que o código genético existente. Os 
resultados indicam que o código passou por uma simplifi-
cação considerável antes do surgimento de LUCA, a célula 
ancestral.
O código genético nos mostra como a informação para a 
síntese proteica é armazenada nos ácidos nucleicos e forne-
ce algumas pistas de como essa informação é traduzida em 
uma proteína.
Mudança na fase da tradução e edição do RNA afetam a 
maneira como o código é lido
Uma vez estabelecido o quadro de leitura durante a síntese 
proteica, os códons são traduzidos sem haver sobreposição 
ou parada até que o complexo ribossomal encontre um có-
don de terminação. Os outros dois quadros de leitura possí-
veis geralmente não contêm informação genética útil, mas 
uns poucos genes são estruturados de forma que os ribosso-
mos “soluçam” em um determinado ponto durante a tradu-
ção dos respectivos mRNAs, mudando o quadro de leitura 
daquele ponto em diante. Esse parece ser um mecanismo 
para permitir que duas ou mais proteínas relacionadas, po-
rém diferentes, possam ser produzidas a partir de um único 
transcrito, ou para regular a síntese de uma proteína.
Um dos exemplos mais bem documentados de mudança 
de fase de tradução ocorre durante a tradução do mRNA 
dos genes sobrepostos gag e pol do vírus do sarcoma de 
Rous (ver Figura 26-34). A fase de leitura para pol é deslo-
cado para a esquerda em um par de bases (fase de leitura 
–1) em relação à fase de leitura para gag (Figura 27-9).
O produto do gene pol (a transcritase reversa) é tra-
duzido como uma poliproteína grande, a partir do mesmo 
mRNA que é usado para a proteína gag sozinha (ver Figura 
26-33). A poliproteína, ou proteína gag-pol, é então clivada 
por digestão proteolítica para originar a transcriptase re-
versa madura. A produção da poliproteína requer uma mu-
dança de quadro de leitura durante a tradução na região 
de sobreposição para permitir que o ribossomo contorne o 
códon de parada UAG no final do gene gag (sombreado em 
vermelho-claro na Figura 27-9).
Mudanças de fase de leitura ocorrem em cerca de 5% 
das traduções desse mRNA, de modo que a poliproteína 
gag-pol (e, depois, a transcriptase reversa) é sintetizada 
com uma frequência que corresponde a cerca de um vigé-
simo daquela da proteína gag, um nível suficiente para a 
reprodução eficiente do vírus. Em alguns retrovírus, outra 
mudança de fase de leitura permite a tradução de uma poli-
proteína ainda maior, que inclui o produto do gene env fun-
dido aos produtos dos genes gag e pol (ver Figura 26-33). 
Um mecanismo semelhante produz ambas as subunidades 
t e g da DNA-polimerase III de E. coli a partir de um único 
transcrito do gene dnaX (ver a Tabela 25-2).
Alguns mRNAs são editados antes da tradução. A edi-
ção do RNA pode envolver a adição, deleção ou alteração 
de nucleotídeos no RNA de maneira a afetar o significado 
do transcrito quando esse é traduzido. Adição ou deleção 
de nucleotídeos tem sido mais comumente observada em 
RNAs provenientes dos genomas de mitocôndrias e cloro-
plastos de eucariotos. A reação requer uma classe especial 
de moléculas de RNA codificadas por essas mesmas organe-
las, com sequências complementares aos mRNAs a serem 
editados. Esses RNA-guias (RNAg; Figura 27-10) agem 
como moldes para o processo de edição.
Os transcritos iniciais dos genes que codificam a subuni-
dade II da citocromo-oxidase nas mitocôndrias de alguns 
protistas fornecem um exemplo de edição por inserção. Es-
ses transcritos não correspondem precisamente às sequên-
cias necessárias na extremidade carboxil do produto protei-
co. Um processo de edição pós-transcricional insere quatro 
Fase de leitura para a proteína gag
C U A G G G C U C C G C U U G A C A A A U U U A U A G G G A
C U A G G G C U C C G C U U G A C A A A U U U A U A G G G A G
Ile Gly Arg Ala
G G C
Fase de leitura para a pol
G G G C C A
Leu Gly Leu Arg Leu Thr Asn Leu
C A
Parada
59 39
FIGURA 279 Mudança de fase de leitura para a tradução em um transcrito de retrovírus. Na figura, é mostrada a região de sobreposição gag-pol 
no RNA do vírus do sarcoma de Rous.
1112 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
resíduos U que alteram a fase de leitura do transcrito. A 
Figura 27-10 mostra os resíduos U adicionados na pequena 
porção do transcrito que é afetada pela edição. Observe que 
o pareamento de bases entre o transcrito inicial e o RNA-
-guia envolve alguns pares de base G5U (pontos azuis), os 
quais são comuns em moléculas de RNA.
A edição de RNA por alteração de nucleotídeos envolve, 
na maioria das vezes, a desaminação enzimática de resíduos 
de adenosina ou de citidina, formando inosina ou uridina, 
respectivamente (Figura 27-11), mas outras alterações 
de base já foram também descritas. A inosina é interpre-
tada como um resíduo G durante a tradução. As reações 
de desaminação da adenosina são realizadas por adenosina-
-desaminases que agem sobre o RNA (ADAR). As desami-
nações da citidina são realizadas por uma família de enzi-
mas formada pelos peptídeos apoB catalíticos de edição de 
mRNA (APOBEC, de apoB peptídeos editores catalíticos 
do mRNA), a qual inclui enzimas relacionadas, as desami-
nases induzidas por ativação (AID, de activation-induced 
deaminase). Ambos os grupos de enzimas desaminases 
têm um domínio catalítico homólogo, o qual contém zinco.
Um exemplo bem estudado de edição do RNA por de-
saminação ocorre no gene da apolipoproteína B, compo-
nente da lipoproteína de baixa densidade de vertebrados. 
Uma forma de apolipoproteína B, a apoB-100 (Mr 513.000), 
é sintetizada no fígado; uma outra forma, a apoB-48 (Mr 
250.000), é sintetizada no intestino. Ambas são codifica-
das por um mRNA produzido a partir do gene da apoB-100. 
FIGURA 2710 Edição do RNA do 
transcrito do gene da subunidade II 
da citocromo-oxidase das mitocôn-
drias de Trypanosoma brucei. (a) In-
serção de quatro resíduos U (cor-de-rosa) 
produz um quadro de leitura revisada. (b) 
Uma classe especial de RNA-guias, com-
plementares ao produto editado, agem 
como molde para o processo de edição. 
Observe a presença de dois pares de ba-
ses G“U, indicados por um ponto azul 
para representar que o pareamento não 
é do tipo Watson-Crick.
A A A G T A G A G A A C C T G G T A
Glu Asn Leu ValLys Val
A A A G U A G A U U G U A U A C C U
Asp Cys Ile ProLys Val
G G
Gly
(a)
U
Fita
codificadora
do DNA
mRNA
editado
A A A G U A G A U U G U A U A C C U G U G
U U A U A U C U A A U A U A U G G A U U A
mRNA
RNA-guia
(b)
59
59 39
39 59
39
Citidina
NH2
N
N
O
H
H
H
H
OHO
O
Uridina
O
N
NH
O
H
H
H
H
OHO
O
Adenosina
O
H
H
H
H
OHO
N N
N
NH2
N
N
N
Inosina
O
N
NH
OOCH2
H
H
H
H
OHO
OCH2
OCH2 OCH2
(b)
(a)
H2O
H2O
NH3
NH3
H2O
H2O
NH3
NH3
FIGURA 2711 Reações de desaminação que resultam em edição do 
RNA. (a) A conversão de nucleotídeos de adenosina em nucleotídeos de 
inosina é catalisada por enzimas ADAR. (b) Conversões de citidina em uridina 
são catalisadas pelas enzimas da família APOBEC.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1113
Uma citidina-desaminase APOBEC, encontrada apenas no 
intestino, liga-se ao mRNA no códon 2.153 (CAA, corres-
pondente ao resíduo de aminoácido Gln) e converte o C 
para um U, originando o códon de parada UAA. A apoB-48 
produzida no intestino a partir desse mRNA modificado é 
simplesmente uma forma abreviada (correspondente à me-
tade aminoterminal) da apoB-100 (Figura 27-12). Essa 
reação permite a síntese tecido-específica de duas proteí-
nas diferentes a partir de um gene.
A edição de A para I realizada pela ADAR é particular-mente comum em transcritos derivados de genes de pri-
matas. É possível que 90% ou mais dessa edição ocorra em 
elementos Alu, um subgrupo de transposons eucarióticos 
denominados elementos curtos dispersos (SINE) que são 
particularmente comuns em genomas de mamíferos. Exis-
tem mais de um milhão de elementos Alu de 300 pb no DNA 
humano, constituindo cerca de 10% do genoma. Esses es-
tão concentrados próximos a genes codificadores de proteí-
nas, geralmente aparecendo em íntrons e em regiões não 
traduzidas nas extremidades 39 e 59 dos transcritos. Quan-
do recém-sintetizado (antes do processamento), o mRNA 
humano inclui, em média, de 10 a 20 elementos Alu. As en-
zimas ADAR se ligam e realizam a edição de A para I apenas 
em regiões de fita dupla do RNA. A abundância de elemen-
tos Alu oferece muitas oportunidades para pareamentos de 
bases intramoleculares nos transcritos, fornecendo as fitas 
duplas necessárias para as ADAR. Algumas edições afetam 
as sequências codificadoras dos genes. Defeitos na função 
ADAR têm sido associados a várias condições neurológicas 
em humanos, incluindo esclerose lateral amiotrófica (ELA), 
epilepsia e depressão maior.
Os genomas dos vertebrados são repletos de SINE, mas 
muitos tipos diferentes de SINE estão presentes na maioria 
desses organismos. Os elementos Alu predominam apenas 
nos primatas. Uma análise cuidadosa de genes e de trans-
critos indica que a edição de A para I é de 30 a 40 vezes 
mais prevalente em humanos do que em camundongos, em 
grande parte em virtude da presença de muitos elemen-
tos Alu. A edição de A para I em grande escala e um nível 
aumentado de splicing alternativo (ver Figura 26-21) são 
duas características que separam os genomas de primatas 
daqueles de outros mamíferos. Ainda não está claro se es-
sas reações são incidentes ou se elas tiveram papéis-chave 
na evolução dos primatas e, posteriormente, dos humanos.
RESUMO 27.1 O código genético
 c A sequência específica de aminoácidos de uma proteína 
é construída ao longo da tradução da informação contida 
no mRNA. Esse processo é realizado pelos ribossomos.
 c Os aminoácidos são especificados pelos códons do 
mRNA, os quais consistem em tripletes (trincas) de nu-
cleotídeos. A tradução requer moléculas adaptadoras, os 
tRNAs, que reconhecem os códons e inserem os aminoá-
cidos de maneira sequencial apropriada no polipeptídeo.
 c As sequências das bases dos códons foram deduzidas a 
partir de experimentos empregando mRNAs sintéticos 
de composição e sequência conhecidas.
 c O códon AUG sinaliza o início da tradução. Os tripletes 
UAA, UAG e UGA sinalizam a terminação.
 c O código genético é degenerado: ele tem múltiplos có-
dons para a maioria dos aminoácidos.
 c O código genético padrão é universal em todas as es-
pécies, apresentando pequenas alterações nas mitocôn-
drias e em alguns organismos unicelulares. As variações 
ocorrem em padrões que reforçam o conceito de um 
código universal.
 c A terceira posição em cada códon é bem menos específica 
do que a primeira e a segunda, e é chamada de oscilante.
 c O código genético é resistente aos efeitos das mutações 
sem sentido.
 c A mudança de fase de leitura da tradução e a edição do 
RNA afetam a maneira como o código genético é lido 
durante a tradução.
27.2 Síntese proteica
Como foi visto para o DNA e o RNA (Capítulos 25 e 26), 
a síntese de biomoléculas poliméricas pode ser considera-
da como consistindo nos estágios de início (ou iniciação), 
alongamento e término (ou terminação). Geralmente, esses 
processos fundamentais são acompanhados por dois está-
gios adicionais: a ativação de precursores, anterior à sínte-
se, e o processamento pós-sintético do polímero completo. 
A síntese de proteínas segue o mesmo padrão. A ativação 
dos aminoácidos antes da sua incorporação nos polipeptí-
deos e o processamento pós-traducional do polipeptídeo 
completo desempenham papéis especialmente importantes 
em garantir tanto a fidelidade da síntese quanto a função 
adequada do produto proteico. O processo está esquemati-
zado na Figura 27-13. Os componentes celulares envolvi-
dos nos cinco estágios da síntese proteica em E. coli e em 
outras bactérias estão listados na Tabela 27-5; os requeri-
mentos nas células eucarióticas são bastante semelhantes, 
mas em alguns casos o número de componentes envolvidos 
é maior. Um panorama inicial dos estágios da síntese protei-
ca fornece um esboço útil para a discussão que segue.
C A A C A G A C A U A U A U G C A A
Gln
Número do resíduo
U U U G A U C A G U A U
Leu Gln Thr Tyr Met Gln Phe Asp Gln Tyr
C U G
C A A C A G A C A U A U A U G A U A
Gln
U A A G A U C A G U A U
Leu Gln Thr Tyr Met Ile Parada
C U G
2.146 2.148 2.150 2.152 2.154 2.156
Intestino humano
(apoB-48)
U U U
A U A
Ile
Fígado humano
(apoB-100)
3959
FIGURA 2712 Edição do RNA do transcrito do gene do componente 
apoB-100 da LDL. A desaminação, que ocorre apenas no intestino, con-
verte uma citidina específica em uridina, trocando um códon para a Gln em 
um códon de parada, produzindo uma proteína truncada.
1114 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
A biossíntese de proteínas ocorre em cinco estágios
Estágio 1: Ativação de aminoácidos Para a síntese de um poli-
peptídeo de sequência definida, dois requerimentos quími-
cos fundamentais devem ser alcançados: (1) o grupamento 
carboxil de cada aminoácido deve ser ativado para facilitar 
a formação da ligação peptídica, e (2) um elo deve ser es-
tabelecido entre cada novo aminoácido e a informação con-
tida no mRNA que o codifica. Ambos os requerimentos são 
cumpridos ligando-se o aminoácido a um tRNA no primeiro 
estágio da síntese proteica. A ligação do aminoácido certo 
ao tRNA certo é fundamental nesse processo. Essa reação 
ocorre no citosol, e não no ribossomo. Cada um dos 20 ami-
noácidos é covalentemente ligado a um tRNA específico, 
às custas da energia do ATP, utilizando enzimas ativadoras 
dependentes de Mg21, conhecidas como aminoacil-tRNA-
-sintases. Quando ligados aos seus aminoácidos (aminoaci-
lados), os tRNAs são considerados “carregados”.
Estágio 2: Iniciação O mRNA contendo o código para a 
síntese do polipeptídeo se liga à subunidade menor do ri-
bossomo e ao aminoacil-tRNA iniciador. A subunidade ri-
bossomal maior se liga então para formar um complexo de 
iniciação. O aminoacil-tRNA iniciador estabelece um pa-
reamento de bases com o códon AUG do mRNA, que sina-
liza o começo do polipeptídeo. Esse processo, que requer 
GTP, é promovido por proteínas citosólicas denominadas 
fatores de iniciação.
Estágio 3: Alongamento O polipeptídeo nascente é alonga-
do pela adição de unidades sucessivas de aminoácidos, as 
quais são ligadas covalentemente após serem levadas até 
o ribossomo e posicionadas corretamente pelo respectivo 
tRNA, o qual, por sua vez, realiza um pareamento de bases 
com o códon correspondente no mRNA. O alongamento re-
quer proteínas citosólicas conhecidas como fatores de alon-
gamento. A ligação de cada aminoacil-tRNA que entra e o 
movimento do ribossomo ao longo do mRNA são facilitados 
pela hidrólise de GTP à medida que cada resíduo é adicio-
nado ao polipeptídeo nascente.
Estágio 4: Terminação e reciclagem do ribossomo A conclusão da 
cadeia polipeptídica é sinalizada por um códon de parada 
no mRNA. O novo polipeptídeo é liberado do ribossomo, au-
xiliado por proteínas denominadas fatores de liberação, e o 
ribossomo é reciclado para um novo ciclo de síntese.
Estágio 5: Enovelamento e processamento pós-traducional Para 
que possa atingir sua forma biologicamente ativa, o novo 
mRNA
Início Término
Aminoacil-tRNA
Subunidade menor
Subunidade maior
Aivação de
aminoácidos:
o tRNA é
aminoacilado.
Parada: a
tradução acaba
quando um códon
de parada é
encontrado. O
mRNA e a proteína
dissociam-se e as
subunidades do
ribossomo são
recicladas.
Enovelamento
da proteína
Iniciação: o mRNA e o tRNA aminoacilado
ligam-se à subunidade menor do ribossomo.
Depois, a subunidade maior também se liga.
Alongamento:ciclos sucessivos
de ligação de aminoacil-tRNA e
formação da ligação peptídica
ocorrem até o ribossomo atingir
um códon de parada.
❶
➎
❺
❷
❸
39
59
FIGURA 2713 Visão geral dos cinco estágios da síntese proteica. ➊ 
Os tRNAs são aminoacilados. ➋ O início da tradução ocorre quando um 
mRNA e um tRNA aminoacilado ligam-se ao ribossomo. ➌ Durante o alon-
gamento, o ribossomo se move ao longo do mRNA, combinando os tRNAs 
com cada códon e catalisando a formação da ligação peptídica. ➍ A tradu-
ção termina em um códon de parada, e as subunidades ribossomais são 
liberadas e recicladas para um novo ciclo de síntese proteica. ➎ Após ser 
sintetizada, a proteína precisa ser dobrada para atingir sua conformação ativa 
e os componentes ribossomais são reciclados.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1115
polipeptídeo precisa dobrar-se em sua conformação tri-
dimensional apropriada. Antes ou depois de dobrar-se, o 
novo polipeptídeo pode sofrer processamento enzimático, 
incluindo remoção de um ou mais aminoácidos (geralmen-
te da extremidade aminoterminal); adição de grupamentos 
acetil, fosforil, metil, carboxil, ou outros grupos a certos re-
síduos de aminoácidos; clivagem proteolítica, e/ou ligação 
de oligossacarídeos ou grupos prostéticos.
Antes de se considerar detalhadamente esses cinco es-
tágios, é preciso examinar dois componentes-chave na bios-
síntese de proteínas: os ribossomos e os tRNAs.
O ribossomo é uma complexa máquina supramolecular
Cada célula de E. coli contém 15.000 ribossomos ou mais, 
o que compreende quase um quarto do peso seco da cé-
lula. Os ribossomos bacterianos contêm cerca de 65% 
de rRNA e 35% de proteína; eles têm um diâmetro de 
aproximadamente 18 nm e são compostos de duas subu-
nidades diferentes, com coeficientes de sedimentação de 
30S e 50S e um coeficiente de sedimentação combinado 
de 70S. Ambas as subunidades têm dúzias de proteínas 
ribossomais e pelo menos uma molécula grande de rRNA 
(Tabela 27-6).
Após a descoberta de Za-
mecnik de que os ribossomos 
são os complexos responsá-
veis pela síntese de proteínas 
e após a elucidação do códi-
go genético, o estudo dos ri-
bossomos acelerou. No final 
da década de 1960, Masaya-
su Nomura e colaboradores 
demonstraram que as duas 
subunidades ribossomais po-
dem ser separadas em RNA 
e proteínas que as compõem 
e, depois, reconstituídas in 
vitro. Sob condições experi-
mentais apropriadas, o RNA 
e as proteínas se reorganizam espontaneamente para 
formar as subunidades 30S e 50S, quase que de forma 
idêntica, em estrutura e atividade, às subunidades nati-
vas. Essa importante descoberta incentivou décadas de 
pesquisa acerca da estrutura e da função das proteínas e 
dos RNAs ribossomais. Ao mesmo tempo, métodos estru-
turais cada vez mais sofisticados revelaram mais e mais 
detalhes da estrutura dos ribossomos.
TABELA 275 Componentes necessários para os cinco principais estágios da síntese de proteínas em E. coli
Estágio Componentes essenciais
1. Ativação de aminoácidos 20 aminoácidos
20 aminoacil-tRNA-sintases
32 ou mais tRNAs
ATP
Mg21
2. Iniciação mRNA
N-Formilmetionil-tRNAfMet
Códon de iniciação no mRNA (AUG)
Subunidade ribossomal 30S
Subunidade ribossomal 50S
Fatores de iniciação (IF-1, IF-2, IF-3)
GTP
Mg21
3. Alongamento Ribossomo 70S funcional (complexo de iniciação)
Aminoacil-tRNAs especificados pelos códons
Fatores de alongamento (EF-Tu, EF-Ts, EF-G)
GTP
Mg21
4. Terminação e reciclagem dos ribossomos Códon de parada no mRNA
Fatores de liberação (RF-1, RF-2, RF-3, RRF)
EF-G
IF-3
5. Enovelamento e processamento pós-traducional Chaperonas e enzimas envolvidas no enovelamen-
to de proteínas (PPI, PDI); componentes para 
remoção de resíduos iniciadores e sequências si-
nalizadoras, processamento proteolítico adicional, 
modificação de resíduos terminais e ligação de 
grupos acetil, fosforil, metil, carboxil, de carboi-
dratos e grupos prostéticos
Masayasu Nomura,
1927-2011
1116 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
Com a chegada do novo milênio, foram elucidadas as 
primeiras estruturas em alta resolução das subunidades ri-
bossomais de bactérias, obtidas a partir de estudos de Tho-
mas Steitz, Ada Yonath, Venki Ramakrishnan, Harry Noller 
e outros pesquisadores. Esses trabalhos renderam inúme-
ras surpresas (Figura 27-14a). Em primeiro lugar, mudou 
o foco tradicional, que dava maior importância às proteí-
nas que compõem os ribossomos. As subunidades ribosso-
mais são imensas moléculas de RNA. Na subunidade 50S, 
os rRNA 5S e 23S formam o cerne estrutural. As proteínas 
são elementos secundários no complexo, decorando a su-
perfície. Em segundo lugar, e mais importante, não existe 
proteína no espaço de 18 Å do sítio ativo para a formação 
da ligação peptídica. Assim, a estrutura em alta resolução 
confirma o que Harry Noller havia predito anos antes: o 
ribossomo é uma ribozima. Além do discernimento que as 
estruturas detalhadas dos ribossomos e suas subunidades 
fornecem sobre o mecanismo de síntese proteica (como 
mais bem descrito a seguir), elas estimularam uma nova vi-
são sobre a evolução da vida (Quadro 27-2). Os ribossomos 
das células eucarióticas também foram por 
fim submetidos à análise estrutural (Figura 
27-14b).
O ribossomo bacteriano é complexo, 
com um peso molecular combinado de 
,2,7 milhões. As duas subunidades ribos-
somais, com formatos irregulares, encai-
xam-se de maneira a formar uma fenda, 
pela qual o mRNA passa à medida que o 
ribossomo se desloca ao longo dele duran-
te a tradução (Figura 27-14a). As 57 pro-
teínas nos ribossomos bacterianos variam 
enormemente em tamanho e estrutura. 
Os pesos moleculares variam de cerca de 
6.000 a 75.000. A maioria das proteínas 
TABELA 276 RNAs e proteínas que compõem os ribossomos de E. coli
Subunidade Número de proteínas diferentes Número total de proteínas Denominação das proteínas Número e tipos de rRNA
30S 21 21 S1-S21 1 (rRNA 16S)
50S 33 36 L1-L36* 2 (rRNA 5S e 23S)
* As denominações L1 a L36 não correspondem a 36 proteínas diferentes. A proteína originalmente chamada L7 é, na verdade, uma forma modificada da L12, e L8 é um 
complexo de três outras proteínas. Além disso, constatou-se que L26 é a mesma proteína que S20 (e não parte da subunidade 50S). Dessa forma, a subunidade maior 
é constituída por 33 proteínas diferentes. Existem quatro cópias da proteína L7/L12, perfazendo 36 proteínas no total.
(b)(a)
50S
30S
Sulco
Proteína
RNA
RNA
60S
40S
Sulco
Proteína
RNA
RNA
FIGURA 2714 A estrutura dos ribossomos. A nossa compreensão acer-
ca da estrutura do ribossomo melhorou muito a partir de múltiplas imagens 
em alta resolução dos ribossomos de bactérias e de leveduras. (a) Ribosso-
mo bacteriano (derivado de PDB ID 2OW8 e PDB ID 1VSA). As subunidades 
50S e 30S, juntas, formam a unidade ribossomal 70S. O sulco que existe entre 
as duas subunidades é o local onde ocorre a síntese proteica. (b) O ribosso-
mo de leveduras apresenta estrutura semelhante, mas com complexidade 
um pouco maior (derivado de PDB ID 3O58 e PDB ID 3O2Z).
Venkatraman Ramakrishnan Thomas A. Steitz Ada E. Yonath
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1117
tem domínios globulares organizados na superfície do ri-
bossomo. Algumas também têm extensões alongadas que 
se projetam para dentro do cerne de rRNA do ribossomo, 
estabilizando sua estrutura. As funções de algumas dessas 
proteínas ainda não foram elucidadas em detalhe, mas pa-
rece evidente que muitas delas têm papel estrutural.
As sequências dos rRNAs de muitos organismos são 
hoje conhecidas. Cada um dos três rRNAs fita simples de 
E. coli tem uma conformação tridimensional específica, 
que apresenta longos pareamentos de bases intramolecula-
res. Os padrões de enovelamento dos rRNAs são altamente 
conservados em todos os organismos, particularmente as 
regiões envolvidas em funções-chaves (Figura 27-15). As 
estruturas secundárias propostas para os rRNAs foram con-
firmadas emgrande parte, com base em métodos de análise 
estrutural, mas falham em transmitir as extensas redes de 
interações terciárias aparentes na estrutura completa.
Os ribossomos das células eucarióticas (exceto os ribos-
somos das mitocôndrias e dos cloroplastos) são maiores e 
mais complexos do que os ribossomos bacterianos (Figura 
27-16, compare com a Figura 27-14b), com um diâmetro de 
cerca de 23 nm e um coeficiente de sedimentação de cer-
ca de 80S. Eles também têm duas subunidades, que variam 
em tamanho entre as espécies, mas têm, em média, 60S e 
QUADRO 272 De um mundo de RNA para um mundo de proteína
As ribozimas existentes hoje geralmente realizam um dos 
dois seguintes tipos de reações: clivagem hidrolítica de 
ligações fosfodiéster ou transferências de grupos fosfo-
ril (Capítulo 26). Em ambos os casos, os substratos das 
reações também são moléculas de RNA. Os RNAs ribos-
somais fornecem uma importante expansão da classe de 
ribozimas catalíticas conhecidas. Combinada com a pes-
quisa laboratorial acerca das potenciais funções catalíti-
cas do RNA (ver Quadro 26-3), a ideia de um mundo de 
RNA como precursor das formas de vida atuais se torna 
cada vez mais atraente.
Um mundo de RNA viável exigiria um RNA capaz 
de se autorreplicar, um metabolismo primitivo para ge-
rar os ribonucleotídeos precursores necessários, e um 
limite celular para ajudar a concentrar os precursores 
e sequestrá-los do meio externo. As exigências para a 
catálise de reações envolvendo um conjunto crescente 
de metabólitos e macromoléculas poderiam ter levado 
ao surgimento de RNAs catalíticos maiores e mais com-
plexos. Os muitos grupos fosforil negativamente carre-
gados na molécula de RNA limitam a estabilidade das 
moléculas de RNA muito grandes. Em um mundo de 
RNA, cátions divalentes ou outros grupos carregados 
positivamente poderiam ser incorporados nas estrutu-
ras para aumentar a estabilidade.
Alguns peptídeos poderiam estabilizar moléculas 
grandes de RNA. Por exemplo, muitas proteínas ri-
bossomais em células eucarióticas atuais têm longas 
extensões, desprovidas de estruturas secundárias, que 
serpenteiam para dentro dos rRNAs e ajudam a estabi-
lizá-los (Figura Q-1). A síntese de peptídeos catalisada 
por ribozimas poderia, assim, ter evoluído inicialmente 
como parte de uma solução para manter a estrutura de 
moléculas grandes de RNA. A síntese de peptídeos pode 
ter ajudado a estabilizar ribozimas grandes, mas esse 
avanço também marcou o início do final do mundo de 
RNA. Uma vez tornada possível a síntese de peptídeos, o 
potencial catalítico maior das proteínas teria dado início 
a uma transição irreversível para um sistema metabólico 
dominado por proteínas.
A maioria dos processos enzimáticos foi, então, en-
tregue por fim às proteínas – mas não todos. Em todos os 
organismos, a tarefa crucial de sintetizar proteínas con-
tinua, ainda hoje, um processo catalisado por ribozimas. 
Parece haver apenas um bom arranjo (ou alguns poucos) 
de resíduos nucleotídicos no sítio ativo de uma ribozima 
capaz de catalisar a síntese de peptídeos. Os resíduos de 
rRNA que parecem estar envolvidos na atividade pepti-
dil-transferase dos ribossomos são altamente conserva-
dos nos rRNAs da subunidade ribossomal maior de todas 
as espécies. Utilizando evolução in vitro (SELEX; ver 
Quadro 26-3), pesquisadores isolaram ribozimas artifi-
ciais que realizam a síntese de peptídeos. Curiosamente, 
a maioria delas inclui o octeto de ribonucleotídeos (59)
AUAACAGG(39), uma sequência altamente conservada, 
encontrada no sítio ativo da peptidil-transferase nos ri-
bossomos de todas as células. Pode ser que haja apenas 
uma solução ótima para o problema químico global da 
síntese de proteínas de sequência definida catalisada por 
ribozimas. A evolução encontrou essa solução uma vez, e 
até agora nenhuma forma de vida parece ter conseguido 
alterá-la.
Puromicina
50S
FIGURA Q1 A subunidade 50S de um ribossomo bacteriano (PDB ID 
1Q7Y). Os esqueletos proteicos são mostrados como estruturas em azul 
que serpenteiam; os componentes rRNA são transparentes. Extensões 
não estruturadas de muitas proteínas ribossomais serpenteiam para 
dentro das estruturas de rRNA, ajudando a estabilizá-las. A puromicina 
ligada, mostrada em vermelho, indica o sítio ativo para atividade peptidil-
-transferase do rRNA.
1118 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
40S. Os ribossomos eucarióticos contêm, ao todo, mais de 
80 proteínas diferentes. Os ribossomos de mitocôndrias e 
cloroplastos são um pouco menores e mais simples do que 
os ribossomos das bactérias. Ainda assim, a estrutura e a 
função dos ribossomos são surpreendentemente semelhan-
tes em todos os organismos e organelas.
RNA transportadores têm características estruturais 
próprias
Para entender como os tRNAs podem servir como adapta-
dores na tradução da linguagem dos ácidos nucleicos para a 
linguagem das proteínas, é preciso, antes, examinar suas 
estruturas com mais detalhe. Os RNAs transportadores são 
relativamente pequenos e consistem em uma única fita de 
RNA dobrada em uma estrutura tridimensional precisa (ver 
Figura 8-25a). Os tRNAs presentes nas bactérias e no cito-
sol de eucariotos contêm entre 73 e 93 resíduos nucleotídi-
cos, correspondendo a pesos moleculares de 24.000 a 
31.000. As mitocôndrias e os cloroplastos têm tRNAs dife-
rentes e um pouco menores. As células têm pelo menos um 
tipo de tRNA para cada aminoácido; pelo menos 32 tRNAs 
são necessários para reconhecer todos os códons de ami-
noácidos (alguns reconhecem mais de um códon), mas al-
gumas células utilizam mais de 32.
O tRNA de alanina (tRNAAla) de leveduras foi o primei-
ro ácido nucleico a ser totalmente sequenciado, por Robert 
Holley em 1965. Ele contém 76 re-
síduos nucleotídicos, 10 dos quais 
têm bases modificadas. Compara-
ções de tRNAs de várias espécies 
revelaram muitas características 
estruturais comuns a todos eles 
(Figura 27-17). Oito ou mais re-
síduos nucleotídicos têm açúca-
res e bases modificadas, muitos 
dos quais são formas metiladas 
derivadas das principais bases. A 
maioria dos tRNAs tem um resíduo 
guanilato (pG) na extremidade 59, 
e todos têm a sequência trinucleo-
tídica CCA(39) na extremidade 39. Quando desenhados em 
duas dimensões, o padrão de ligações de hidrogênio de to-
dos os tRNAs forma uma estrutura de folha-de-trevo com 
quatro braços; o tRNA mais longo tem um quinto braço cur-
to, ou braço extra. Em três dimensões, o tRNA tem a forma 
de um L torcido (Figura 27-18).
Dois dos braços do tRNA são cruciais para sua função 
adaptadora. O braço do aminoácido pode carregar um 
aminoácido específico, esterificado pelo seu grupo carbo-
xil, ao grupo 29 ou 39-hidroxila do resíduo A presente na 
extremidade 39 do tRNA. O braço do anticódon contém 
o anticódon. Os outros braços importantes são o braço D, 
que contém o nucleotídeo incomum di-hidrouridina (D), e 
o braço TcC, o qual contém ribotimidina (T), que não é 
comum nos RNAs, e pseudouridina (c), que contém uma 
ligação incomum carbono-carbono entre a base e a ribose 
(ver Figura 26-22). Os braços D e TcC contribuem com im-
portantes interações para o enovelamento das moléculas de 
tRNAs, e o braço TcC interage com o rRNA da subunidade 
maior do ribossomo.
Robert W. Holley,
1922-1993
Bactérias
Arqueias
Eucariotos
FIGURA 2715 Conservação da estrutura secundária no rRNA da 
subunidade menor nos três domínios da vida. Vermelho, amarelo e li-
lás indicam as regiões em que as estruturas dos rRNAs de bactérias, arqueias 
e eucariotos divergiram. As regiões conservadas são mostradas em verde.
Ribossomo bacteriano
70S
Mr 2,7 3 10
6
Ribossomo eucariótico
80S
Mr 4,2 3 10
6
50S 60S
Mr 1,8 3 106
rRNA 5S
(120 nucleotídeos)
rRNA 23S
(3.200 nucleotídeos)
36 proteínas
Mr 2,8 3 106
rRNA 5S
(120 nucleotídeos)
rRNA 28S
(4.700 nucleotídeos)
rRNA 5,8S
(160 nucleotídeos)
47 proteínas
30S 40S
Mr 0,9 3 10
6
rRNA 16S
(1.540 nucleotídeos)
21 proteínas
Mr 1,4 3 10
6
rRNA 18S
(1.900 nucleotídeos)33 proteínas
FIGURA 2716 Resumo da composição e da massa dos ribossomos de 
bactérias e de eucariotos. As subunidades ribossomais estão identifica-
das pelos seus valores S (unidade Svedberg), coeficientes de sedimentação 
que se referem às suas velocidades de sedimentação em uma centrífuga. Os 
valores S não são aditivos quando as subunidades são combinadas, pois os 
valores S são proporcionais a aproximadamente 2/3 da força do peso mole-
cular e também são afetados pela forma da partícula.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1119
Após a análise das estruturas dos ribossomos e dos tR-
NAs, agora serão estudados em detalhe os cinco estágios da 
síntese proteica.
Estágio 1: As aminoacil-tRNA-sintases ligam os 
aminoácidos corretos aos seus respectivos tRNA
Durante a primeira etapa da síntese de proteínas, que ocor-
re no citosol, as aminoacil-tRNA-sintases esterificam os 20 
aminoácidos aos seus respectivos tRNAs. Cada enzima é 
específica para um aminoácido e um ou mais tRNAs cor-
respondentes. A maioria dos organismos tem uma amino-
acil-tRNA-sintase para cada aminoácido. Para aminoácidos 
com dois ou mais tRNAs correspondentes, a mesma enzima 
pode, geralmente, aminoacilar todos eles.
As estruturas de todas as aminoacil-tRNA-sintases 
de E. coli já foram determinadas. Os pesquisadores divi-
diram-nas em duas classes (Tabela 27-7), com base em 
diferenças consideráveis nas suas estruturas primária e 
terciária e no mecanismo de reação (Figura 27-19); essas 
Braço TcC
Braço extra
Variável em
tamanho, não
está presente
em todos os
tRNA
Posição
oscilante
Contém
dois ou três
resíduos D
em posições
diferentes
U
A
Pu
G*
G A
G
T
Pu
C
C
A
Braço do
aminoácido
Braço D
C
C
Py
U Pu Braço do
anticódon
39
59
Anticódon
3959
FIGURA 2717 Estrutura secundária geral, em forma de folha-de-tre-
vo, dos tRNAs. Os pontos grandes ao longo da estrutura representam resí-
duos nucleotídicos; as linhas azuis representam pares de bases. Os resíduos 
característicos e/ou não variáveis comuns a todos os tRNAs estão mostrados 
em cor salmão. Os RNAs transportadores variam em comprimento, de 73 a 
93 nucleotídeos. Nucleotídeos extras ocorrem no braço extra ou no braço 
D. Na extremidade do braço do anticódon está a alça do anticódon, a qual 
sempre contém sete nucleotídeos não pareados. O braço D contém dois ou 
três resíduos D (5,6-di-hidrouridina), dependendo do tRNA. Em alguns tRNA, 
o braço D tem apenas três pares de bases ligados por ligações de hidrogê-
nio. Os símbolos apresentados são: Pu, nucleotídeo púrico; Py, nucleotídeo 
pirimídico; G*, guanilato ou 29-O-metilguanilato.
(a) (b)
39
59
Braço do aminoácidoBraço TcC
Braço do anticódon
Braço D
Braço D
(resíduos
10-25)
Braço do
anticódon
Anticódon
Anticódon
Braço do
aminoácidoBraço TcC
5916454
56
20
44
32
38
26
12
7 69
72
39
AA
FIGURA 2718 Estrutura tridimensional do tRNAPhe de levedura, re-
solvida a partir de análises de difração por raios X. A forma lembra um 
L torcido. (a) Diagrama esquemático com os vários braços identificados na 
Figura 27-17, apresentados em diferentes cores. (b) Um modelo de volume 
atômico, com o mesmo código de cores (PDB ID 4TRA). A sequência CCA na 
extremidade 39 (em lilás) é o ponto para a ligação do aminoácido.
TABELA 277 As duas classes de aminoacil-tRNA-sintases
Classe I Classe II
Arg Leu Ala Lys
Cys Met Asn Phe
Gln Trp Asp Pro
Glu Tyr Gly Ser
Ile Val His Thr
Nota: Aqui, Arg representa arginil-tRNA-sintase, e assim por diante. A classifica-
ção se aplica a todos os organismos para os quais as aminoacil-tRNA-sintases já 
foram analisadas e se baseia nas diferenças estruturais da proteína e nas diferen-
ças dos mecanismos de ação esquematizados na Figura 27-19.
1120 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
ATPAminoácido
O a-carboxil do aminoácido
ataca o fósforo a do ATP,
formando 59
aminoaciladenilato.
Adenina
Adenina
59-Aminoacil-adenilato
(aminoacil-AMP)
Aminoacil-tRNA-
-sintases de
classe I
Aminoacil-tRNA-
-sintases de
classe II
Adenina
Extremidade 39 do tRNA
Adenosina
Aminoacil-AMP
tRNA
Transesterificação
Adenina
Adenina
AMP
Adenosina
Aminoacil-AMP
O grupo aminoacil é transferido para
a 29-OH do resíduo A do terminal 39
do transportador, liberando AMP.
A transesterificação desloca
o grupo aminoacil para a
39-OH do mesmo resíduo
no tRNA, gerando o
produto aminoacil-tRNA
O grupo aminoacil é transferido diretamente
para a 39-OH do resíduo A na extremidade 39
do tRNA, gerando o produto aminoacil-tRNA.
tRNA
Adenina
Aminoacil-tRNA
MECANISMO  FIGURA 2719 Aminoacilação 
do tRNA pelas aminoacil-tRNA-sintases. A 
etapa ➊ é a formação de um aminoacil-adeni-
lato, o qual permanece ligado ao sítio ativo. Na 
segunda etapa, o grupo aminoacil é transferido 
ao tRNA. O mecanismo dessa etapa é um pou-
co diferente para as duas classes de aminoacil-
-tRNA-sintases (ver Tabela 27-7). Para as enzimas 
da classe I, o grupo aminoacila é inicialmente 
transferido para o grupo 29 hidroxila do resíduo 
A presente na extremidade 39, depois para 
o grupo 39-hidroxila, por meio de uma reação 
de transesterificação. Para as enzimas da classe 
II, o grupo aminoacila é transferido direta-
mente para o grupo 39-hidroxila do adenilato 
terminal.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1121
duas classes são as mesmas em todos os organismos. Não 
existem evidências de que as duas classes compartilham 
um ancestral comum, e as razões biológicas, químicas ou 
evolutivas para a existência de duas classes de enzimas 
participando de processos praticamente idênticos perma-
necem obscuras.
A reação catalisada por uma aminoacil-tRNA-sintase é
Aminoácido 1 tRNA 1 ATP 
 aminoacil-tRNA 1 AMP 1 PPi
Essa reação ocorre em duas etapas no sítio ativo da enzima. 
Na etapa ➊ (Figura 27-19), é formado um intermediário 
ligado à enzima, o aminoacil-adenilato (aminoacil-AMP). 
Na segunda etapa, o grupo aminoacila é transferido do 
aminoacil-AMP ligado à enzima para o seu tRNA específico 
correspondente. O caminho pelo qual ocorre essa segunda 
etapa depende da classe à qual pertence a enzima, como 
mostrado nas etapas e da Figura 27-19. A ligação éster 
resultante entre o aminoácido e o tRNA (Figura 27-20) 
tem uma energia livre de hidrólise altamente negativa (ΔG9º 
5 –29 kJ/mol). O pirofosfato formado na reação de ativação 
sofre hidrólise, formando fosfato, pela ação da pirofosfatase 
inorgânica. Assim, para cada molécula de aminoácido ativa-
da, duas ligações fosfato de alta energia são gastas no final, 
tornando a reação global de ativação de um aminoácido es-
sencialmente irreversível:
Aminoácido 1 tRNA 1 ATP 
 aminoacil-tRNA 1 AMP 1 2Pi
 (DG9º ø 229 kJ/mol)
Edição pelas aminoacil-tRNA-sintases A aminoacilação do tRNA 
cumpre duas finalidades: (1) ativa um aminoácido para a 
formação de uma ligação peptídica e (2) garante o posicio-
namento apropriado do aminoácido no polipeptídeo nas-
cente. A identidade do aminoácido ligado a um tRNA não é 
conferida no ribossomo; portanto, a ligação do aminoácido 
correto ao seu tRNA é essencial para a fidelidade da síntese 
proteica.
Como visto no Capítulo 6, a especificidade de uma en-
zima é limitada pela energia de ligação disponível das inte-
rações enzima-substrato. A discriminação entre dois subs-
tratos (aminoácidos) semelhantes foi estudada em detalhe 
no caso da Ile-tRNA-sintase, que distingue entre valina e 
isoleucina, aminoácidos que diferem em apenas um grupo 
metileno (¬CH2¬):
COO2
1
C H
CH
H3N
CH3
CH3
Valina
COO2
1
C HH3N
C CH3
CH2
H
CH3
Isoleucina
A Ile-tRNA-sintetase favorece a ativação da isoleucina 
(para formar Ile-AMP) em relação à valina por um fator de 
200 – como seria de se esperar, considerando o quanto um 
grupo metileno (na Ile) pode intensificar a ligação de um 
substrato. Ainda assim, a valina é erroneamente incorpo-
rada em proteínas em posições normalmente ocupadas por 
um resíduo de Ile, com uma frequência de apenas cercade 
1 em 3.000. Como ocorre esse aumento de mais de 10 vezes 
na precisão? A Ile-tRNA-sintase, como outras aminoacil-
-tRNA-sintases, tem uma função de edição.
Lembre-se de um princípio geral da discussão acerca 
da edição realizada pelas DNA-polimerases (ver Figura 
25-7): se as interações de ligação disponíveis não forne-
cerem discriminação suficiente entre dois substratos, a 
especificidade necessária poderá ser obtida pela ligação 
específica do substrato em duas etapas sucessivas. For-
çar o sistema por meio de dois filtros sucessivos tem um 
efeito multiplicativo. No caso da Ile-tRNA-sintase, o pri-
meiro filtro é a ligação inicial do aminoácido à enzima e 
a sua ativação a aminoacil-AMP. O segundo é a ligação de 
qualquer produto aminoacil-AMP incorreto em um sítio 
ativo separado na enzima; um substrato que se ligar nesse 
segundo sítio ativo é hidrolisado. O grupo R da valina é 
um pouco menor do que o da isoleucina, de modo que 
Val-AMP cabe no sítio hidrolítico (de edição) da Ile-tRNA-
-sintase, enquanto o Ile-AMP não cabe. Assim, Val-AMP 
é hidrolisado a valina e AMP no sítio ativo de edição, e o 
tRNA ligado à sintase não se torna aminoacilado ao ami-
noácido errado.
Além da edição após a formação do aminoacil-AMP in-
termediário, a maioria das aminoacil-tRNA-sintases são 
capazes de hidrolisar a ligação éster entre aminoácidos e 
tRNA nos aminoacil-tRNA. Essa hidrólise é bastante acele-
rada em tRNA carregados incorretamente, fornecendo um 
terceiro filtro para melhorar a fidelidade do processo. As 
poucas aminoacil-tRNA-sintases que ativam aminoácidos 
Extremidade 39 do tRNA
Grupo
aminoacila
Adenina
59
pG
Braço do
aminoácido
Braço
TcC
Braço do
anticódon
Braço
D
FIGURA 2720 Estrutura geral de um aminoacil-tRNA. O grupo ami-
noacila é esterificado à posição 39 do resíduo A terminal. A ligação éster que 
ativa o aminoácido e o une ao tRNA aparece sombreada em cor salmão na 
figura.
1122 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
sem parentesco estrutural próximo (p. ex., Cys-tRNA-sin-
tase) demonstram pouca ou nenhuma atividade de edição; 
nesses casos, o sítio ativo para aminoacilação é capaz de 
discriminar entre o substrato adequado e qualquer outro 
aminoácido incorreto.
A taxa de erro da síntese de proteínas (,1 erro para 
cada 104 aminoácidos incorporados) não chega perto da-
quela da replicação do DNA, que é bem mais baixa. Como 
os defeitos nas proteínas são eliminados quando as proteí-
nas são degradadas e não são passados adiante para as ge-
rações seguintes, eles têm um menor significado biológico. 
O grau de fidelidade da síntese proteica é suficiente para 
garantir que a maioria das proteínas não contenha erros e 
que a grande quantidade de energia necessária para sinteti-
zar uma proteína não seja desperdiçada. A presença de uma 
molécula de proteína com defeito geralmente não é impor-
tante quando muitas cópias corretas dessa mesma proteína 
estão presentes.
Interação entre uma aminoacil-tRNA-sintase e um tRNA: um “segun-
do código genético” Uma dada aminoacil-tRNA-sintetase 
deve ser específica não apenas para um único aminoácido, 
mas também para um determinado tRNA. Para a fidelidade 
da biossíntese de proteínas, discriminar entre dezenas de 
tRNA é uma tarefa tão importante quanto distinguir entre 
os diferentes aminoácidos. A interação entre as aminoacil-
-tRNA-sintases e os tRNA têm sido considerada um “se-
gundo código genético”, refletindo o papel crucial que isso 
apresenta para manter a precisão da síntese proteica. As 
regras “de codificação” parecem ser ainda mais complexas 
do que aquelas do “primeiro” código.
A Figura 27-21 resume o atual conhecimento sobre os 
nucleotídeos envolvidos no reconhecimento dos tRNA por 
algumas aminoacil-tRNA-sintases. Alguns nucleotídeos são 
conservados em todos os tRNA e, portanto, não podem ser 
utilizados para discriminação. Observando mudanças nos 
nucleotídeos que causam alteração na especificidade pelo 
substrato, os pesquisadores identificaram as posições dos 
nucleotídeos que estão envolvidos na discriminação pelas 
aminoacil-tRNA-sintases. Essas posições parecem estar 
concentradas no braço do aminoácido e no braço do anti-
códon, incluindo os nucleotídeos do próprio anticódon, mas 
também estão localizadas em outras partes das moléculas 
de tRNA. A determinação das estruturas cristalográficas 
das aminoacil-tRNA-sintases formando um complexo com 
seus respectivos tRNA e ATP colaborou muito para o co-
nhecimento acerca dessas interações (Figura 27-22).
Dez ou mais nucleotídeos específicos podem estar en-
volvidos no reconhecimento de um tRNA pela sua respec-
tiva aminoacil-tRNA-sintase. Em alguns casos, contudo, o 
mecanismo de reconhecimento é bastante simples. Em di-
versas classes de organismos – de bactérias a humanos –, 
o principal determinante para o reconhecimento do tRNA 
pela Ala-tRNA-sintase é um único par de bases G“U no 
braço do aminoácido do tRNAAla (Figura 27-23a). Um 
RNA sintético curto, com apenas 7 pb organizados em uma 
(a) (b)
39
3959
59
Braço do aminoácido
Braço do
aminoácido
Braço TcC
Braço TcC
Braço extra
Braço do anticódon
Braço do anticódon
Anticódon
Anticódon
Braço D
Braço D
3959
FIGURA 2721 Posições nos tRNAs dos nucleotídeos reconhecidos 
pelas aminoacil-tRNA-sintases. (a) Algumas posições (pontos em lilás) 
são as mesmas em todos os tRNAs e, portanto, não podem ser utilizadas 
para discriminar um tRNA de outro. Outras posições são conhecidas por 
servirem de pontos de reconhecimento por uma (cor de laranja) ou mais 
(azul) aminoacil-tRNA-sintases. Outras características estruturais, além da se-
quência, são importantes para o reconhecimento por algumas sintases. (b) 
(PDB ID 1EHZ) As mesmas características estruturais são mostradas em três 
dimensões, com os resíduos em cor de laranja e azul representando, nova-
mente, as posições reconhecidas por uma ou por mais de uma aminoacil-
-tRNA-sintase, respectivamente.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1123
mini-hélice formando um grampo, é de maneira eficiente 
aminoacilado pela Ala-tRNA-sintetase, desde que o RNA 
contenha o G“U crítico (Figura 27-23b). Esse sistema re-
lativamente simples da alanina pode ser uma relíquia evo-
lutiva de um período no qual os oligonucleotídeos de RNA, 
ancestrais dos tRNAs, eram aminoacilados por meio de um 
sistema primitivo para a síntese de proteínas.
A interação das aminoacil-tRNA-sintases com seus res-
pectivos tRNA é crucial para a leitura precisa do código 
genético. Qualquer expansão do código para incluir novos 
aminoácidos teria, necessariamente, de incluir um novo par 
aminoacil-tRNA-sintase: tRNA. Uma expansão limitada do 
código genético já foi observada na natureza; uma expansão 
maior foi obtida em laboratório (Quadro 27-3).
(a)
tRNA tRNA
tRNA
ATP ATP
(b)
FIGURA 2722 Aminoacil-tRNA-sintases. Ambas as sintases são mostra-
das formando um complexo com seus respectivos tRNAs (verde). O ATP liga-
do (vermelho) indica o sítio ativo próximo à extremidade do braço aminoacil. 
(a) Gln-tRNA-sintase de E. coli, uma sintase monomérica típica da classe I 
(PDB ID 1QRT). (b) Asp-tRNA-sintase de levedura, uma sintase dimérica típica 
da classe II (PDB ID 1ASZ).
39
59
76
G U 70
4030
20
10
39
59
76
G U 70
(a)
1
5
10
13
66 Nucleotídeos
deletados
(b)
60
50
1
FIGURA 2723 Elementos estruturais do tRNAAla 
são necessários para o reconhecimento pela 
Ala-tRNA-sintase. (a) Os elementos estruturais do 
tRNAAla reconhecidos pela Ala-tRNA-sintase são simples 
de modo não comum. Um único par de bases G“U 
(em cor salmão) é o único elemento necessário para 
a ligação específica e para a aminoacilação. (b) Uma 
mini-hélice curta de RNA sintético, com o par de bases 
G“U fundamental, mas sem a maior parte das estru-
turas de um tRNA. Essa molécula é aminoacilada espe-
cificamente com alanina de forma quase tão eficiente 
quanto o tRNAAla completo.
1124 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M .COX
Como foi visto, os 20 aminoácidos comumente encontra-
dos nas proteínas oferecem funcionalidade química limi-
tada. Os sistemas vivos geralmente superam essas limi-
tações utilizando cofatores enzimáticos ou modificando 
alguns aminoácidos após terem sido incorporados nas 
proteínas. A princípio, a expansão do código genético para 
introduzir novos aminoácidos nas proteínas oferece outro 
caminho para novas funcionalidades, mas é um caminho 
muito difícil de ser seguido. Tal mudança pode muito bem 
resultar na inativação de milhares de proteínas celulares.
Expandir o código genético para incluir um novo ami-
noácido requer várias mudanças celulares. Uma nova ami-
noacil-tRNA-sintase precisa, geralmente, estar presente, 
junto com o tRNA correspondente. Ambos os componen-
tes devem ser altamente específicos, interagindo apenas 
entre si e com o novo aminoácido. O novo aminoácido 
deve estar presente em concentrações significativas na 
célula, podendo acarretar a evolução de novas vias meta-
bólicas. Como mostrado no Quadro 27-1, o anticódon no 
tRNA realizaria, provavelmente, um pareamento com um 
códon que normalmente especifica terminação. Realizar 
todo esse trabalho em uma célula parece improvável, mas 
já ocorreu tanto na natureza quanto no laboratório.
Existem, na verdade, 22 em vez de 20 aminoácidos 
especificados pelo código genético. Os dois aminoácidos 
extras são a selenocisteína e a pirrolisina, cada um sendo 
encontrado em poucas proteínas, mas ambos oferecem 
uma noção da complexidade da evolução do código ge-
nético.
COO2
1
CH
CH2
H3N
SeH
Selenocisteína
Pirrolisina
COO2
1
CH
CH2
H3N
CH2
CH2
CH2
CH3
NH
C
O
N
Em todas as células, algumas proteínas (como a forma-
to-desidrogenase nas bactérias e a glutationa-peroxidase 
nos mamíferos) requerem selenocisteína para sua ativida-
de. Em E.coli, a selenocisteína é introduzida na enzima 
formato-desidrogenase durante a tradução, em resposta a 
um códon UGA presente na leitura. Um tipo especial de 
Ser-tRNA, presente em níveis mais baixos do que outros 
Ser-tRNA, reconhece UGA e nenhum outro códon. Esse 
tRNA é carregado com serina pela serina-aminoacil-tRNA-
-sintase normal, e a serina é convertida enzimaticamen-
te em selenocisteína por uma outra enzima, antes de ser 
usada no ribossomo. O tRNA carregado não reconhece 
qualquer códon UGA; algum sinal no contexto do mRNA, 
ainda a ser identificado, garante que esse tRNA reconhe-
ça apenas os poucos códons UGA presentes dentro de 
alguns genes que especificam selenocisteína. De fato, o 
UGA apresenta dupla função, codificando a terminação e 
(muito ocasionalmente) a selenocisteína. Essa expansão 
do código em particular tem um tRNA específico, como 
descrito antes, mas não tem uma aminoacil-tRNA-sintase 
específica. O processo funciona para selenocisteína, mas 
pode-se considerá-lo uma etapa intermediária na evolução 
de uma definição de código completamente nova.
A pirrolisina é encontrada em um grupo de arquibac-
térias anaeróbias denominadas metanogênicas (ver Qua-
dro 22-1). Esses organismos produzem metano, como 
parte de seu metabolismo, sendo que o grupo das Me-
thanosarcinaceae pode utilizar metilaminas como subs-
tratos para a metanogênese. Produzir metano a partir 
de monometilamina requer a enzima monometilamina-
-metiltransferase. O gene que codifica essa enzima tem 
um códon de parada UAG na fase de leitura. A estrutura 
da metiltransferase foi elucidada em 2002, revelando a 
presença do novo aminoácido pirrolisina na posição es-
pecificada pelo códon UAG. Experimentos subsequentes 
demonstraram que – ao contrário da selenocisteína – a 
pirrolisina era ligada diretamente a um tRNA específico 
por uma pirrolisil-tRNA-sintase específica. Essas células 
produzem pirrolisina por meio de uma via metabólica que 
ainda precisa ser elucidada. Todo o sistema apresenta as 
características típicas de um código genético já estabele-
cido, mas só funciona para códons UAG presentes nesse 
gene em particular. Como no caso da selenocisteína, exis-
tem, provavelmente, sinais contextuais que direcionam 
esse tRNA para o códon UAG correto.
Será que os cientistas conseguem competir com tal 
proeza evolutiva? Modificações de proteínas com vários 
grupos funcionais podem fornecer importantes pistas 
acerca da atividade e/ou da estrutura das proteínas. No 
entanto, a modificação de proteínas geralmente é mui-
to trabalhosa. Por exemplo, um pesquisador que deseja 
ligar um novo grupo a um resíduo Cys específico deverá, 
de alguma maneira, bloquear os demais resíduos Cys que 
porventura estejam presentes na mesma proteína. Se, em 
vez disso, ele pudesse adaptar o código genético de for-
ma a permitir que a célula inserisse um aminoácido mo-
dificado em um local específico na proteína, o processo 
seria muito mais conveniente. Peter Schultz e colabora-
dores fizeram exatamente isso.
Para desenvolver uma nova especificação para um 
códon, são necessários, como já foi citado, uma nova 
aminoacil-tRNA-sintase e um novo tRNA corresponden-
te, ambos adaptados para funcionar com apenas um novo 
aminoácido. Tentativas para criar tal expansão “não na-
tural” do código genético focalizaram, inicialmente, em 
E. coli. O códon UAG foi escolhido como o melhor alvo 
para codificar um novo aminoácido. Dos três códons de 
parada, UAG é o menos utilizado, e linhagens com tRNA 
selecionados para reconhecer UAG (ver o Quadro 27-4) 
QUADRO 273 Expansões naturais e não naturais do código genético
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1125
Biblioteca
Remover o
plasmídeo que
contém o gene
barnase.
Crescimento em meio
contendo ampicilina.
As células sobrevivem apenas se contiverem
os variantes MjtRNATyr aminoacilados pela MjTyrRS.
Adicionar plasmídeo
contendo o gene
MjTyrRS e o gene
da b-lactamase
construído em
laboratório.
As células contendo variantes MjtRNATyr
aminoacilados pelas tRNA-sintases endógenas
morrem. As sobreviventes têm variantes
MjtRNATyr que não são aminoacilados.
Seleção
negativa
Seleção
positiva
Gene MjtRNATyr
Gene barnase
Gene da b-lactamase
Gene MjTyrRS
tRNA
Adicionar plasmídeo que tem o gene
barnase construído em laboratório.
Randomizar a sequência do gene MjtRNATyr
em 11 posições, transformar as células
para criar uma biblioteca.
Expressão
39
59
TAG TAG
TAG TAG TA
G
FIGURA Q1 Seleção dos variantes MjtRNATyr que funcionam apenas com 
a tirosil-tRNA-sintase MjTyrRS. A sequência do gene que codifica a MjtRNATyr, 
presente em um plasmídeo, é randomizada em 11 posições que não in-
teragem com a MjTyrRS (pontos vermelhos). Os plasmídeos mutantes são 
introduzidos em células de E. coli para gerar uma biblioteca de milhões de 
variantes MjtRNATyr, representados pelas seis células mostradas aqui. O gene 
tóxico da barnase, construído em laboratório para conter a sequência TAG, 
de forma que seu transcrito possua códons UAG, é introduzido em um plas-
mídeo separado, fornecendo uma seleção negativa. Se esse gene for ex-
presso, as células morrem. Ele apenas será expresso se o variante MjtRNATyr, 
expresso por essas mesmas células, for aminoacilado pelas aminoacil-tRNA-
-sintases endógenas (de E. coli), inserindo um aminoácido em vez de termi-
nar a tradução. Um outro gene, que codifica a b-lactamase e que também 
foi modificado em laboratório para conter a sequência TAG a fim de produ-
zir códons de parada UAG, é inserido em um outro plasmídeo, o qual tam-
bém expressa o gene que codifica a MjTyrRS. Esse serve como uma forma 
de seleção positiva para os demais variantes de MjtRNATyr. Aqueles variantes 
que forem aminoacilados pela MjTyrRS permitem a expressão do gene da 
b-lactamase, o qual, por sua vez, permite que as células cresçam na presen-
ça de ampicilina. Múltiplos ciclos de seleção negativa e de seleção positiva 
fornecem os melhores variantes de MjtRNATyr aminoacilados unicamente 
pela MjTyrRS e utilizados de maneira eficiente na tradução.
(Continua na próxima página)
1126 DAV I D L . N E L S O N & MIC H A E L M . COX
não apresentam defeitos no crescimento das bactérias. 
Para criar o novo tRNA e a nova tRNA-sintase, os genes 
para tirosil-tRNA e sua respectiva tirosil-tRNA-sintase 
foram obtidos da arquibactérias Methanococcus jan-
naschii (MjtRNATyr e MjTyrRS). A MjTyrRS não se liga 
à alça do anticódon do MjtRNATyr, permitindo que a alça 
do anticódon seja modificada para CUA (complementar a 
UAG), sem afetar a interação. Como os sistemas das bac-
térias e das arquibactérias são ortólogos, os componentes 
modificados das arquibactérias puderam ser transferidos 
para células de E. coli sem destruir o sistema de tradu-
ção intrínseco das células.
Primeiro, o gene que codifica o MjtRNATyr teve de ser 
modificado para gerar um tRNA ideal – que não fosse re-
conhecido por qualquer aminoacil-tRNA-sintase endóge-
na de E. coli, mas que fosse aminoacilado pela MjTyrRS. 
Vários ciclos de seleção negativa e de seleção positiva 
foram desenhados e realizados para que fosse possível 
encontrar de maneira eficiente tal variante em meio a ou-
tros variantes do gene do tRNA (Figura Q-1). Partes da 
sequência do MjtRNATyr foram trocadas aleatoriamente, 
permitindo a criação de uma biblioteca de células, em que 
cada uma expressava uma versão diferente do tRNA. Um 
gene codificando barnase (uma ribonuclease tóxica para 
E. coli) foi modificado de forma que seu transcrito de 
mRNA contivesse vários códons UAG, e esse gene tam-
bém foi introduzido, nas células, por um plasmídeo. Se 
o variante de MjtRNATyr expresso em uma determinada 
célula da biblioteca fosse aminoacilado por uma tRNA-
-sintase endógena, passaria a expressar o gene da barna-
se, e essa célula morreria (seleção negativa). As células 
sobreviventes conteriam os variantes de MjtRNATyr que 
não foram aminoacilados pelas tRNA-sintases endógenas, 
mas com potencial de serem aminoacilados pela MjTyrRS. 
Uma seleção positiva (Figura Q-1) foi então estabelecida, 
modificando o gene da b-lactamase (que confere resistên-
cia ao antibiótico ampicilina), de forma que seu transcrito 
contivesse vários códons UAG, e introduzindo esse gene 
nas células junto com o gene que codifica a MjTyrRS. Os 
variantes de MjtRNATyr que fossem aminoacilados pela 
MjTyrRS permitiriam o crescimento em meio com ampici-
lina apenas quando a MjTyrRS também fosse expressa na 
célula. Vários ciclos desse esquema de seleção negativa e 
de seleção positiva permitiram a identificação de um novo 
variante de MjtRNATyr que não era afetado por enzimas 
endógenas, que era aminoacilado pela MjTyrRS e que fun-
cionava bem na tradução.
Em segundo lugar, a MjTyrRS teve de ser modificada 
para reconhecer o novo aminoácido. O gene que codifica 
a MjTyrRS foi dessa vez mutado para criar uma grande 
biblioteca de variantes. Os variantes que iriam aminoaci-
lar o novo variante de MjtRNATyr com aminoácidos endó-
genos foram eliminados utilizando a seleção com o gene 
da barnase. Uma segunda seleção positiva (semelhante à 
seleção com ampicilina descrita antes) foi realizada de for-
ma que as células sobrevivessem somente se o variante de 
MjtRNATyr fosse aminoacilado apenas na presença do ami-
noácido não natural. Vários ciclos de seleção negativa e de 
seleção positiva geraram um par específico tRNA-sintase-
-tRNA que reconhecia apenas o aminoácido não natural. 
Esses componentes tiveram então o nome alterado a fim 
de refletir o aminoácido não natural utilizado na seleção.
Utilizando essa abordagem, muitas linhagens de E. 
coli foram construídas, cada uma capaz de incorporar 
um determinado aminoácido não natural em uma pro-
teína em resposta a um códon UAG. A mesma aborda-
gem tem sido utilizada para expandir artificialmente o 
código genético de leveduras e até mesmo de células de 
mamíferos. Desse modo, mais de 30 aminoácidos dife-
rentes (Figura Q-2) podem ser introduzidos de maneira 
eficiente em sítios específicos de proteínas clonadas. 
Como resultado, tem-se uma ferramenta cada vez mais 
útil e flexível para avançar nos estudos sobre a estrutura 
e a função das proteínas.
QUADRO 273 Expansões naturais e não naturais do código genético (Continuação)
COO2
1
CH
CH2
C O
CH3
H3N
(a)
COO2
1
CH
CH2
N
N1
N2
H3N
(b)
COO2
1
CH
CH2
CH2
H3N
OO OH
(d)
COO2
1
CH
CH2
Br
H3N
(e)
COO2
1
CH
CH2
CH2
CH2
CH2
SH
H3N
(f)(c)
COO2
1
CH
CH2
N
H3N
F
C
C
F
F
N
FIGURA Q2 Uma amostra dos aminoácidos não naturais que já foram 
adicionados ao código genético. Esses aminoácidos contribuem com 
grupos químicos reativos singulares, como (a) cetona, (b) azida, (c) fo-
toconector (grupo funcional desenhado para formar ligações covalentes 
com um grupo próximo quando ativado pela luz), (d) aminoácido alta-
mente fluorescente, (e) aminoácido com átomo pesado (Br) para uso em 
cristalografia e (f) um análogo de cisteína de cadeia longa, com mais am-
pla capacidade de formar pontes dissulfeto.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1127
Estágio 2: Um aminoácido específico inicia a síntese 
de proteínas
A síntese de proteínas começa na extremidade aminoter-
minal e procede à adição de aminoácidos passo a passo 
em direção à extremidade carboxiterminal do polipeptí-
deo nascente, como determinado por Howard Dintzis em 
1961 (Figura 27-24). O códon de iniciação AUG, dessa 
maneira, especifica um resíduo de metionina aminotermi-
nal. Apesar de a metionina possuir apenas um códon, (59)
AUG, todos os organismos têm dois tRNAs para metionina. 
Um deles é utilizado exclusivamente quando (59)AUG é o 
códon de iniciação para a síntese de proteínas. O outro é 
utilizado para codificar resíduos Met em posições internas 
no polipeptídeo.
A distinção entre um (59)AUG iniciador e um interno 
é direta. Em bactérias, os dois tipos de tRNA específicos 
para metionina são designados tRNAMet e tRNAfMet. O ami-
noácido incorporado em resposta ao códon de iniciação 
(59)AUG é a N-formilmetionina (fMet). Ele chega ao ribos-
somo como N-formilmetionil-tRNAfMet (fMet-tRNAfMet), o 
qual é formado em duas reações sucessivas. Primeiramen-
te, a metionina é ligada ao tRNAfMet pela Met-tRNA sintase 
(a qual, em E. coli, aminoacila tanto o tRNAfMet quanto o 
tRNAMet):
Metionina 1 tRNAfMet 1 ATP ¡
 Met-tRNAfMet 1 AMP 1 PPi
Em seguida, uma transformilase transfere um grupo formil 
do N10-formiltetra-hidrofolato para o grupo amino do resí-
duo Met:
N10-formiltetra-hidrofolato 1 Met-tRNAfMet ¡
 tetra-hidrofolato 1 fMet-tRNAfMet
A transformilase é mais seletiva do que a Met-tRNA-sintase; 
ela é específica para resíduos Met ligados ao tRNAfMet, pre-
sumivelmente reconhecendo alguma característica estrutu-
ral singular daquele tRNA. Já o Met-tRNAMet insere metioni-
na em posições internas nos polipeptídeos.
N-formilmetionina
N
H
H
S
CH2
CH2
CH3
C
COO]
C
O
H
A adição do grupo N-formil ao grupo amino da metioni-
na pela transformilase impede que a fMet entre em posições 
internas em um polipeptídeo e, ao mesmo tempo, também 
permite que o fMet-tRNAfMet se ligue em um sítio de inicia-
ção específico no ribossomo, o qual não aceita Met-tRNAMet 
nem qualquer outro aminoacil-tRNA.
Em células eucarióticas, todos os polipeptídeos sinteti-
zados por ribossomos citosólicos iniciam com um resíduo 
Met (em vez de fMet), mas, novamente, a célula utiliza um 
tRNA iniciador especializado, que é diferente do tRNAMet 
utilizado em códons (59)AUG em posições internas no 
mRNA. Os polipeptídeos sintetizados pelos ribossomos das 
mitocôndrias e dos cloroplastos, entretanto, iniciam com N-
-formilmetionina. Esse fato dá forte suporte à ideia de que 
as mitocôndrias e os cloroplastos se originaram de bactérias 
ancestrais que foram simbioticamente incorporadas em cé-
lulas eucarióticas precursoras em um estágio primordial da 
evolução (ver Figura 1-38).
Como pode um único códon (59)AUG determinar se 
será inserida uma N-formilmetionina inicial (ou metionina, 
em eucariotos) ou um resíduo Met interno? Detalhes do 
processo de iniciação fornecem a resposta.
As três etapasda iniciação A iniciação da síntese de um po-
lipeptídeo nas bactérias requer (1) a subunidade 30S do 
ribossomo, (2) o mRNA que codifica o polipeptídeo a ser 
produzido, (3) o fMet-tRNAfMet iniciador, (4) um conjunto 
de três proteínas denominadas fatores de iniciação (IF-1, 
IF-2 e IF-3), (5) GTP, (6) a subunidade 50S do ribossomo 
e (7) Mg21. A formação do complexo de iniciação se dá em 
três etapas (Figura 27-25).
Na etapa ➊, a subunidade 30S do ribossomo se liga a 
dois fatores de iniciação, IF-1 e IF-3. O fator IF-3 impede 
que as subunidades 30S e 50S se combinem prematuramen-
te. O mRNA se liga, então, à subunidade 30S. O (59)AUG 
iniciador é guiado até sua posição correta pela sequência 
de Shine-Dalgarno (assim chamada em virtude dos pes-
4 min
Terminal amino Terminal carboxil
Direção do crescimento da cadeia
7 min
16 min
60 min
146
Número do resíduo
1
FIGURA 2724 Prova de que os polipeptídeos crescem pela adição 
de resíduos de aminoácidos em direção à porção carboxiterminal: 
o experimento de Dintzis. Reticulócitos (eritrócitos imaturos) sinteti-
zando ativamente hemoglobina foram incubados com leucina radioativa 
(selecionada porque ocorre frequentemente nas cadeias de a e b-globina). 
Amostras de cadeias a completas foram então isoladas dos reticulócitos 
em vários intervalos de tempo, e a distribuição da radioatividade foi deter-
minada. As zonas em vermelho-escuro mostram as porções das cadeias 
completas de a-globina contendo resíduos de Leu radioativos. Aos 4 min, 
apenas alguns resíduos na extremidade carboxil da a-globina estavam 
marcados, pois as únicas cadeias completas de globina com marcador 
incorporado após 4 min eram aquelas cuja síntese estava praticamente 
completa no momento em que o marcador foi adicionado. Com tempos 
de incubação mais longos, segmentos sucessivamente mais longos do 
polipeptídeo apresentaram resíduos marcados, sempre em um bloco na 
extremidade carboxil da cadeia. A extremidade não marcada do polipep-
tídeo (aminoterminal) foi então definida como a extremidade iniciadora, 
isto é, os polipeptídeos crescem por adições sucessivas de aminoácidos na 
extremidade carboxil.
1128 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
quisadores australianos que a identificaram, John Shine e 
Lynn Dalgarno), presente no mRNA. Essa sequência con-
senso é um sinal de iniciação contendo de quatro a nove re-
síduos de purina, 8 a 13 pb no lado 59 do códon de iniciação 
(Figura 27-26a). A sequência realiza um pareamento de 
bases com uma sequência complementar rica em pirimidina 
próxima à extremidade 39 do rRNA 16S da subunidade 30S 
do ribossomo (Figura 27-26b). Essa interação mRNA-rRNA 
coloca a sequência iniciadora (59)AUG do mRNA em uma 
posição precisa da subunidade 30S, onde ela é necessária 
para o início da tradução. O (59)AUG específico no qual o 
fMet-tRNAfMet deve se ligar é distinguido de outros códons 
de metionina pela sua proximidade à sequência Shine-Dal-
garno no mRNA.
Os ribossomos bacterianos têm três sítios que ligam 
tRNA, o sítio aminoacil (A), o sítio peptidil (P) e o 
sítio de saída (E) (de exit). Os sítios A e P se ligam a um 
aminoacil-tRNA, enquanto o sítio E se liga apenas a tRNA 
não carregados, que já completaram sua tarefa no ribosso-
mo. Ambas as subunidades 30S e 50S contribuem para as 
características dos sítios A e P, enquanto o sítio E é restri-
to à subunidade 50S. O (59)AUG iniciador é posicionado 
no sítio P, o único sítio no qual o fMet-tRNAfMet consegue se 
ligar (Figura 27-25). O fMet-tRNAfMet é o único aminoacil-
-tRNA que se liga primeiro ao sítio P; durante o estágio 
subsequente de alongamento, todos os outros aminoacil-
-tRNA que chegam (incluindo o Met-tRNAMet, que se liga 
a códons AUG internos), ligam-se primeiro ao sítio A e só 
depois aos sítios P e E. O sítio E é o sítio pelo qual os tRNA 
“não carregados” saem durante o alongamento. O fator 
IF-1 se liga ao sítio A e impede a ligação do tRNA nesse 
sítio durante a iniciação.
Na etapa ➋ do processo de iniciação (Figura 27-25), o 
complexo constituído da subunidade 30S do ribossomo, do 
IF-3 e do mRNA se junta ao IF-2 ligado a GTP e ao fMet-
-tRNAfMet iniciador. O anticódon desse tRNA pareia então 
corretamente com o códon iniciador do mRNA.
Na etapa ➌, esse grande complexo se combina com a 
subunidade 50S do ribossomo; simultaneamente, o GTP li-
gado ao IF-2 é hidrolisado a GDP e Pi, os quais são liberados 
do complexo. Nesse ponto, todos os três fatores de inicia-
ção saem do ribossomo.
O término das etapas mostradas na Figura 27-25 produz 
um ribossomo funcional 70S chamado de complexo de ini-
ciação, o qual contém o mRNA e o fMet-tRNAfMet iniciador. 
A ligação correta do fMet-tRNAfMet no sítio P no complexo 
de iniciação 70S é garantida por, pelo menos, três pontos de 
reconhecimento e de ligação: a interação códon-anticódon 
envolvendo o AUG iniciador posicionado no sítio P; a in-
teração entre a sequência de Shine-Dalgarno do mRNA e 
o rRNA 16S, e as interações de ligação entre o sítio P do 
ribossomo e o fMet-tRNAfMet. O complexo de iniciação está 
agora pronto para o alongamento.
A iniciação nas células eucarióticas A tradução é, de modo ge-
ral, semelhante em células eucarióticas e em células bac-
terianas; a maioria das diferenças significativas estão no 
número de componentes envolvidos e em detalhes do seu 
mecanismo. O processo de iniciação em eucariotos está es-
— GTP
P
A
E
AUG
UAC
39
59
P
A
P
E
E
E
AUG
UAC
fMet
fMet
39
59
5939
AUG
39
59
Subunidade
30S
A subunidade 30S
liga o IF-1 e o
IF-3, e depois o
mRNA.
IF2-GTP liga-se à
subunidade 30S e
recruta o fMet-tRNAfMet,
o qual forma pares de
bases com o códon de
iniciação.
A subunidade 50S associa-se
ao complexo, o IF-2 hidrolisa
o GTP, e IF-1, IF-2 e IF-3 se
dissociam do complexo de
iniciação.
Anticódon
tRNA
Subunidade
50S
Complexo de
iniciação
Próximo códon
mRNA
mRNA
IF-3
GTP
IF-1 IF-2 IF-31 1
GDP 1 P
i
Subunidade
50S
IF-1
IF-1
IF-2
Sequência de
Shine-Dalgarno
16S rRNA
❶
❷
❸
P
UAC
IF-2IF-3
IF-1
fMet
IF-3
FIGURA 2725 Formação do complexo de iniciação em bactérias. O 
complexo é formado em três etapas (descritas no texto) à custa da hidrólise de 
GTP, gerando GDP e Pi. IF-1, IF-2 e IF-3 são os fatores de iniciação. E designa o 
sítio de saída, P o sítio peptidil e A o sítio aminoacil. Aqui, o anticódon do tRNA 
está orientado no sentido de 39 para 59, da esquerda para a direita, como na 
Figura 27-8, mas contrário à orientação mostrada nas Figuras 27-21 e 27-23.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1129
quematizado na Figura 27-27. O mRNA de eucariotos se 
liga ao ribossomo formando um complexo com várias pro-
teínas ligantes específicas. As células eucarióticas têm pelo 
menos 12 fatores de iniciação. Os fatores de iniciação eIF1A 
e eIF3 são homólogos funcionais do IF-1 e IF-3 de bacté-
rias, ligando-se à subunidade 40S na etapa ➊, bloqueando 
a ligação do tRNA ao sítio A e o acoplamento prematuro 
da subunidade maior com a subunidade menor do ribos-
somo, respectivamente. O fator eIF1 liga-se ao sítio E. O 
tRNA iniciador carregado liga-se ao eIF2, o qual também 
está ligado a um GTP. Na etapa ➋, esse complexo ternário 
liga-se à subunidade ribossomal 40S, junto com outras duas 
proteínas envolvidas em etapas posteriores, eIF5 (que não 
está mostrada na Figura 27-27) e eIF5B. Esses componen-
tes formam o complexo de preiniciação 43S. O mRNA liga-
-se ao complexo eIF4F o qual, na etapa ➌, é o intermediário 
na sua associação com o complexo de preiniciação 43S. O 
complexo eIF4F é formado pelo eIF4E (ligando o quepe 
59), eIF4A (com atividade ATPase e RNA-helicase) e eIF4G 
(uma proteína ligadora). A proteína eIF4G liga-se ao eIF3 e 
ao eIF4E, estabelecendo a primeira ligação entre o comple-
xo de preiniciação 43S e o mRNA. O eIF4G também se liga 
à proteína ligadora da cauda poli-A (PABP, de poly(a) bin-
ding protein) na extremidade 39 do mRNA, circularizando 
o mRNA (Figura 27-28) e facilitandoa regulação tradu-
cional da expressão gênica, como descrito no Capítulo 28.
A ligação do mRNA e dos fatores a ele associados cria o 
complexo 48S. Esse complexo escaneia o mRNA, inician-
do no quepe 59 até que seja encontrado um códon AUG. 
Esse processo de escaneamento ou varredura (etapa ➍ da 
Figura 27-27) é facilitado pela atividade de RNA-helicase 
do eIF4A e por um outro fator (eIF4B, que não aparece na 
Figura 27-27), cuja atividade molecular exata ainda não é 
conhecida.
Uma vez encontrado o local onde está o AUG inicia-
dor, ocorre associação da subunidade ribossomal 60S com 
o complexo na etapa ➎ e liberação de muitos fatores de 
iniciação. Isso requer ação do eIF5 e do eIF5B. A proteína 
eIF5 promove a atividade GTPase do eIF2, produzindo um 
complexo eIF2-GDP com afinidade reduzida pelo tRNA ini-
ciador. A proteína eIF5B é homóloga à IF-2 de bactérias. 
Ela hidrolisa o GTP que está ligado a ela e dispara a disso-
ciação do eIF2-GDP de outros fatores de iniciação, e em 
seguida ocorre a associação da subunidade 60S. Assim se 
completa a formação do complexo de iniciação.
Os papéis dos vários fatores de iniciação de bactérias 
e de eucariotos no processo como um todo estão resumi-
dos na Tabela 27-8. O mecanismo pelo qual essas proteínas 
agem constitui uma importante área de pesquisa.
Estágio 3: As ligações peptídicas são formadas no 
estágio de alongamento
A terceira etapa da síntese proteica é o alongamento. Ou-
tra vez, primeiramente serão analisadas as células bacteria-
nas. O alongamento requer (1) o complexo de iniciação des-
crito anteriormente, (2) aminoacil-tRNA, (3) um conjunto 
de três proteínas citosólicas solúveis chamadas de fatores 
de alongamento (EF-Tu, EF-Ts e EF-G nas bactérias) e 
(4) GTP. As células realizam três etapas para adicionar cada 
(59) A G C A C G A G G G G A A A U C U G A U G G A A C G C U A C (39) trpA de E. coli 
araB de E. coli 
lacI de E. coli 
 proteína A do fago fX174
cro do fago l
U U U G G A U G G A G U G A A A C G A U G G C G A U U G C A 
C A A U U C A G G G U G G U G A A U G U G A A A C C A G U A 
A A U C U U G G A G G C U U U U U U A U G G U U C G U U C U 
A U G U A C U A A G G A G G U U G U A U G G A A C A A C G C 
Sequência de Shine-Dalgarno;
pareia com o rRNA 16S
Códon de iniciação; pareia
com fMet-tRNAfMet
(a)
(59) G A U U C C U A G G A G G U U U
mRNA
bacteriano com
a sequência
consenso de
Shine-Dalgarno
(b)
Extremidade
39 do
rRNA 16S
39
OH
A
U
U C C U C C 
G
A
U
C
A
G A C C U A U G C G A G C U U (39)U U A G U 
FIGURA 2726 Sequências do RNA mensageiro que servem como si-
nais para iniciar a síntese proteica nas bactérias. (a) O alinhamento 
do AUG iniciador (mostrado em verde) no seu local correto na subunidade 
30S do ribossomo depende, em parte, das sequências de Shine-Dalgarno 
situadas a montante (em bege). Porções do transcrito de mRNA de cinco 
genes bacterianos são mostradas. Observe o raro exemplo da proteína LacI 
de E. coli, que inicia com o códon GUG (Val) (ver Quadro 27-1). Em E. coli, 
AUG é o códon de iniciação em cerca de 91% dos genes, com GUG (7%) e 
UUG (2%) assumindo essa função mais raramente. (b) A sequência de Shine-
-Dalgarno do mRNA pareia com uma sequência próxima da extremidade 39 
do rRNA 16S.
1130 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
resíduo de aminoácido, e essas etapas são repetidas enquan-
to houverem resíduos a ser adicionados.
Etapa 1 do alongamento: Ligação de um aminoacil-tRNA Na pri-
meira etapa do ciclo de alongamento (Figura 27-29), o 
aminoacil-tRNA apropriado que entra se liga a um com-
plexo que consiste em EF-Tu ligado a GTP. O complexo 
aminoacil-tRNA–EF-Tu–GTP resultante se liga ao sítio A 
do complexo de iniciação 70S. O GTP é hidrolisado, e um 
complexo EF-Tu–GDP é liberado do ribossomo 70S. O com-
plexo EF-Tu–GTP é regenerado durante um processo en-
volvendo EF-Ts e GTP.
Etapa 2 do alongamento: Formação da ligação peptídica Uma liga-
ção peptídica é agora formada entre os dois aminoácidos 
ligados, por meio dos seus tRNAs, aos sítios A e P no ri-
bossomo. Isso ocorre por meio da transferência do grupo 
N-formilmetionil do tRNA iniciador para o grupo amino do 
segundo aminoácido, agora no sítio A (Figura 27-30). O 
❶
❷
❸
❹
❺
eIF4F
AUG
AUG 39
3959
59
E P
eIF3
eIF3
eIF4F
eIF2GTP— 
eIF5B — GTP
ATP
ADP + Pi
elF1
PE
UAC
Met
elF1A
PE
A
Subunidade
ribossomal 40S
Complexo
48S
Complexo de
pré-iniciação 43S
Varredura
eIF1
eIF3
eIF3
eIF1A
UAC
Met
5939
Anticódon
eIF5B — GTP
eIF2GTP— 
eIF3
eIF2GTP— 
— GTP
PE
UAC
Met
elF1A
eIF4F
AUG
39
59
eIF3
eIF2GTP— 
eIF2Pi + GDP— 
Pi + GDP— 
eIF5B — GTPelF1
elF1
PE
UAC
Met
elF1A
eIF5B
80S
elF1A
Subunidade
ribossomal 60S
AUG
3959
eIF4F
Met
PE
UAC
eIF1
eIF1A
eIF5BelF1
FIGURA 2727 O início da síntese proteica em eucariotos. As cinco 
etapas são descritas no texto. Os fatores de iniciação eucarióticos medeiam 
a associação primeiramente do tRNA iniciador carregado para formar um 
complexo 43S e depois do mRNA (com o quepe 59 mostrado em verme-
lho) para formar um complexo 48S. O complexo de iniciação final é formado 
quando a subunidade 60S se associa, ao mesmo tempo em que ocorre a 
liberação da maioria dos fatores de iniciação.
AAAAAAAAA
eIF4F eIF4E eIF4G
eIF4A
eIF3
Quepe 59
40S
AUG
Região não traduzida na
extremidade 39 (UTR)
Proteína ligadora
da cauda poli(A)
39
FIGURA 2728 Circularização do mRNA no complexo de iniciação em 
eucariotos. As extremidades 39 e 59 dos mRNAs de eucariotos são unidas 
pelo complexo proteico eIF4F. A subunidade eIF4E liga-se ao quepe 59, e a 
proteína eIF4G liga-se à proteína ligadora da cauda poli(A) (PABP) na extremi-
dade 39 do mRNA. A proteína eIF4G também se liga ao eIF3, unindo o mRNA 
circularizado à subunidade 40S do ribossomo.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1131
TABELA 278 Fatores proteicos necessários para a iniciação da tradução 
em células bacterianas e eucarióticas
Fator Função
Bactérias
IF-1 Impede a ligação prematura do tRNA 
no sítio A
IF-2 Facilita a ligação do fMet-tRNAfMet à 
subunidade 30S do ribossomo
IF-3 Liga-se à subunidade 30S; impede a 
associação prematura da subunidade 
50S; aumenta a especificidade do sítio 
P pelo fMet-tRNAfMet
Eucariotos
eIF1 Liga-se ao sítio E da subunidade 40S; 
facilita a interação entre o complexo 
ternário eIF2-tRNA-GTP e a subuni-
dade 40S
eIF1A Homólogo ao IF-1 de bactérias; impede 
a ligação prematura do tRNA no sítio A
eIF2 GTPase; facilita a ligação do Met-tRNA-
Met iniciador à subunidade ribossomal 
40S
eIF2B*, eIF3 Primeiros fatores a se ligarem na 
subunidade 40S; facilitam as etapas 
subsequentes
eIF4F Complexo que consiste em eIF4E, eI-
F4A e eIF4G
eIF4A Atividade de RNA-helicase; remove 
estruturas secundárias do mRNA para 
permitir a ligação à subunidade 40S; faz 
parte do complexo eIF4F
eIF4B Liga-se ao mRNA; facilita a varredura 
do mRNA para localizar o primeiro 
AUG
eIF4E Liga-se ao quepe 59 do mRNA; faz parte 
do complexo eIF4F
eIF4G Liga-se ao eIF4E e à proteína ligante de 
poli(A) (PABP); faz parte do complexo 
eIF4F
eIF5* Promove a dissociação de vários outros 
fatores de iniciação da subunidade 40S 
antes que ocorra a associação dessa 
com a subunidade 60S para formar o 
complexo de iniciação 80S
eIF5b GTPase homóloga ao IF-2 de bactérias; 
promove a dissociação dos fatores de 
iniciação antes da montagem final do 
ribossomo
* Não mostrados na Figura 27-27.
P
A
E
AUG
UAC
39
mRNA 59
fMet
50S
30S
GDP
Tu —GTP
Tu
Ts
Ts
Ts
Tu —GDP + Pi
GTP
P
A
E
AUG
UAC
39
59
fMet AA2
PE
AUG
UAC
39
59
fMet
Ligação do segundo
aminoacil-tRNA
Hidrólise do
GTP e encaixe
Segundo
aminoacil-tRNA
que chega
AA2
G
TP— GTP—
Tu AA2
AA2
A
Tu
Códon de
iniciação
Próximo códon
FIGURA 2729 Primeira etapa do alongamento em bactérias: ligação 
do segundo aminoacil-tRNA. O segundo aminoacil-tRNA (AA2) entra no 
sítio A do ribossomo ligado a EF-Tu, que está ligado a GTP (mostradoaqui 
como Tu), o qual também contém GTP. A ligação do segundo aminoacil-
-tRNA ao sítio A é acompanhada pela hidrólise de GTP a GDP e Pi e liberação 
do complexo EF-Tu–GDP do ribossomo. O GDP ligado é liberado quando o 
complexo EF-Tu–GDP se liga ao EF-Ts, e o EF-Ts depois é liberado quando 
outra molécula de GTP se liga a EF-Tu. Isso recicla o EF-Tu, deixando-o dis-
ponível para repetir o ciclo. O encaixe envolve uma mudança na conforma-
ção do segundo tRNA, trazendo sua extremidade aminoacil para o sítio da 
peptidil-transferase.
1132 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
grupo a-amino do aminoácido no sítio A age como um nu-
cleófilo, deslocando o tRNA do sítio P para formar a ligação 
peptídica. Essa reação produz um dipeptidil-tRNA no sítio 
A, e o tRNAfMet “não carregado” (desacilado) permanece 
ligado ao sítio P. Os tRNA mudam então para um estado 
híbrido de ligação, com elementos de cada um deles esten-
dendo-se sobre dois sítios diferentes no ribossomo, como 
mostrado na Figura 27-30.
A atividade enzimática que catalisa a formação da liga-
ção peptídica tem sido historicamente chamada de pep-
tidil-transferase e era considerada intrínseca a uma ou 
mais proteínas da subunidade maior do ribossomo. Agora 
sabe-se que essa reação é catalisada pelo rRNA 23S, con-
tribuindo para o conhecido repertório catalítico das ribozi-
mas. Essa descoberta apresenta implicações interessantes 
para a evolução da vida (ver Quadro 27-2).
Etapa 3 do alongamento: Translocação Na etapa final do ciclo 
de alongamento, a translocação, o ribossomo se move 
um códon em direção à extremidade 39 do mRNA (Figura 
27-31a). Esse movimento move o anticódon do dipeptidil-
-tRNA, o qual ainda está preso ao segundo códon do mRNA, 
do sítio A para o sítio P, e move o tRNA desacilado do sítio 
P para o sítio E, a partir do qual o tRNA é liberado para o ci-
tosol. O terceiro códon do mRNA se encontra agora no sítio 
A e o segundo códon no sítio P. O movimento do ribossomo 
ao longo do mRNA requer o fator EF-G (também conheci-
do como translocase) e a energia fornecida pela hidrólise 
de outra molécula de GTP. Uma mudança na conformação 
tridimensional de todo o ribossomo resulta no movimento 
desse ao longo do mRNA. Como a estrutura do EF-G se 
assemelha à estrutura do complexo EF-Tu–tRNA (Figura 
27-31b), o EF-G é capaz de se ligar ao sítio A e, presumivel-
mente, deslocar o peptidil-tRNA.
Após a translocação, o ribossomo, com o dipeptidil-
-tRNA e o mRNA ligados, está pronto para um novo ciclo 
de alongamento e para a ligação de um terceiro resíduo de 
aminoácido. Esse processo ocorre da mesma forma que a 
adição do segundo resíduo (como mostrado nas Figuras 27-
29, 27-30 e 27-31). Para cada resíduo de aminoácido cor-
retamente adicionado ao polipeptídeo nascente, dois GTPs 
são hidrolisados a GDP e Pi, à medida que o ribossomo se 
move códon a códon ao longo do mRNA em direção à extre-
midade 39.
O polipeptídeo permanece ligado ao tRNA do último 
(mais recentemente) aminoácido inserido. Essa associação 
mantém a conexão funcional entre a informação contida no 
mRNA e a produção do polipeptídeo decodificado. Ao mes-
mo tempo, a ligação éster entre esse tRNA e a extremidade 
carboxil do polipeptídeo nascente ativa o grupo carboxiter-
minal para o ataque nocleofílico pelo aminoácido que chega 
para formar uma nova ligação peptídica (Figura 27-30). À 
medida que a ligação éster existente entre o polipeptídeo 
e o tRNA é quebrada durante a formação da ligação peptí-
H
HH
C
N
R2
CO
..
Formação da ligação peptídica
P AE
AUG
UAC
39
59
AA2
fMet
HC
HN
R2
CO
O
O
O
OH
Sítio P
Sítio E
Sítio A
HC
NH
R1
CO
C O
H
HC
NH
R1
CO
O
OO
O OHOH
O
O
C O
H
Sítio P Sítio A
AA2
AA2fMet
P
A
E
AUG
UAC
59
39
fMet AA2
fMet
Sítio P Sítio A
O
C
C CN
C H
R2H O
H H
NH
C
H
O
R1
O—
+
O
OO
O
HO
H
O O
fMet
AA2
FIGURA 2730 Segunda etapa do alongamento em bactérias: forma-
ção da primeira ligação peptídica. A peptidil-transferase que catalisa 
essa reação é a ribozima rRNA 23S. O grupo N-formilmetionil é transferido 
para o grupo amino do segundo aminoacil-tRNA no sítio A, formando um 
dipeptidil-tRNA. Nesse estágio, ambos os tRNAs ligados ao ribossomo mu-
dam de posição na subunidade 50S, adotando um estado híbrido de ligação. 
O tRNA não carregado se desloca de modo que suas extremidades 39 e 59 
ficam no sítio E. De forma semelhante, as extremidades 39 e 59 do peptidil-
-tRNA se deslocam para o sítio P. Os anticódons permanecem nos sítios P 
e A. Observe o envolvimento do grupamento 29-hidroxila da adenosina da 
extremidade 39 como um catalisador ácido-base geral nesta reação.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1133
(a) (b)
Hidrólise de GTP
Pi
fMet
P AE
AUG
UAC
39
59
AA2
fMet
PE
AUG
UAC
39
59
AA2
EF-G GTP
EF-G GTP
EF-Tu
tRNA
EF-G
GDP
EF-G GDP
EF-G GDP
P AE
AUG
UAC
39
59
AA2
fMet
P AE
AUG
UAC
39
59
AA2
fMet
dica, a ligação entre o polipeptídeo e a informação contida 
no mRNA persiste, pois cada novo aminoácido adicionado 
permanece preso ao seu tRNA.
O ciclo de alongamento em eucariotos é bastante seme-
lhante ao que ocorre em bactérias. Três fatores de alonga-
mento eucarióticos (eEF1a, eEF1bg e eEF2) têm funções 
análogas àquelas dos fatores de alongamento bacterianos 
(EF-Tu, EF-Ts e EF-G, respectivamente). Os ribossomos 
eucarióticos não têm um sítio E; os tRNAs não carregados 
são expulsos diretamente do sítio P.
Edição no ribossomo A atividade GTPásica do EF-Tu duran-
te a primeira etapa do alongamento em células bacterianas 
(Figura 27-29) contribui de maneira importante para a ve-
locidade e a fidelidade de todo o processo biossintético. 
Tanto o complexo EF-Tu–GTP como o EF-Tu–GDP existem 
por poucos milissegundos antes de se dissociarem. Esses 
períodos de tempo constituem oportunidades para que 
ocorra uma leitura para edição das interações códon-anti-
códon. Os aminoacil-tRNA incorretos normalmente se dis-
sociam do sítio A em um desses momentos. Se o análogo de 
GTP guanosina 59-O-(3-tiotrifosfato) (GTPgS) for utilizado 
no lugar do GTP, a hidrólise se torna mais lenta, melhoran-
FIGURA 2731 Terceira etapa do alongamento em bactérias: trans-
locação. (a) O ribossomo se move a distância de um códon em direção 
à extremidade 39 do mRNA, utilizando a energia proveniente da hidrólise 
do GTP ligado ao fator EF-G (translocase). O dipeptidil-tRNA está agora to-
talmente no sítio P, deixando o sítio A aberto para a entrada do próximo 
(terceiro) aminoacil-tRNA. O tRNA não carregado se dissocia, depois, do sítio 
E, e o ciclo de alongamento inicia novamente. (b) A estrutura do EF-G se as-
semelha à estrutura do EF-Tu complexado com tRNA. Mostrados aqui estão 
(à esquerda) o EF-Tu em complexo com o tRNA (PDB ID 1B23) e (à direita) o 
EF-G em complexo com GDP (PDB ID 1DAR). A região carboxiterminal do 
EF-G se assemelha, estruturalmente, à alça do anticódon do tRNA, tanto em 
forma como em distribuição de cargas.
1134 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
do a fidelidade (aumentando os intervalos de edição), mas 
reduzindo a velocidade da síntese proteica.
]O
O]
S
P O
O]
O
P
NH2
O]
O
P OO
O
OH
H
H
H
OH
H
N
N
O
N
N
CH2
Guanosina 59-O-(3-tiotrifosfato)
(GTPgS)
O processo de síntese proteica (incluindo as caracterís-
ticas do pareamento códon-anticódon já descritas) foi cla-
ramente otimizado ao longo da evolução, de forma a equili-
brar as exigências de rapidez e fidelidade. Maior fidelidade 
diminui a velocidade, enquanto aumentos na velocidade 
provavelmente comprometeriam a fidelidade. E lembre-se 
que o mecanismo de edição no ribossomo estabelece ape-
nas que ocorreu pareamento apropriado entre códon e an-
ticódon e não verifica se o aminoácido correto está ligado 
ao tRNA. Se um tRNA for aminoacilado com sucesso com 
um aminoácido errado (o que se pode fazer experimental-
mente), esse aminoácido incorreto é de maneira eficiente 
incorporado à proteínaem resposta a qualquer códon que 
seja reconhecido normalmente por aquele tRNA.
Estágio 4: A terminação da síntese de polipeptídeos 
requer um sinal especial
O alongamento continua até que o ribossomo adicione o 
último aminoácido codificado pelo mRNA. A terminação, 
quarto estágio da síntese de polipeptídeos, é sinalizada pela 
presença de um dos três códons de parada no mRNA (UAA, 
UAG, UGA), imediatamente após o último aminoácido co-
dificado. Mutações no anticódon do tRNA que permitem 
que um aminoácido seja inserido em um códon de parada 
são geralmente deletérias para a célula (Quadro 27-4). Em 
bactérias, uma vez que um códon de parada tenha ocupa-
do o sítio A do ribossomo, três fatores de terminação, ou 
fatores de liberação – as proteínas RF-1, RF-2 e RF-3 –, 
contribuem para (1) hidrólise da ligação peptidil-tRNA ter-
minal; (2) liberação do polipeptídeo e do último tRNA, agora 
não carregado, do sítio P, e (3) dissociação do ribossomo 
70S em suas subunidades 30S e 50S, prontas para começar 
um novo ciclo de síntese de polipeptídeo (Figura 27-32). O 
RF-1 reconhece os códons de parada UAG e UAA, e o RF-2 
reconhece UGA e UAA. O RF-1 ou o RF-2 (dependendo 
do códon presente) se liga a um códon de parada e induz 
a peptidil-transferase a transferir o polipeptídeo nascente 
para uma molécula de água em vez de para outro amino-
ácido. Os fatores de liberação têm domínios que parecem 
assemelhar-se à estrutura do tRNA, como mostrado para o 
fator de alongamento EF-G na Figura 27-31b. A função es-
QUADRO 274 Variação induzida do código genético: supressão sem sentido
Quando uma mutação produz um códon de parada no 
interior de um gene, a tradução é prematuramente in-
terrompida, e o polipeptídeo incompleto é, geralmente, 
inativo. Essas mutações são chamadas de mutações sem 
sentido. O gene pode ter sua função normal recuperada 
se uma segunda mutação (1) converter o códon de pa-
rada resultante da primeira mutação em um códon que 
especifique um aminoácido ou (2) suprimir os efeitos do 
códon de terminação. Essas mutações restauradoras são 
chamadas de supressores sem sentido; elas geralmente 
envolvem mutações em genes de tRNA para produzir tR-
NAs alterados (supressores) capazes de reconhecer o có-
don de parada e inserir um aminoácido naquela posição. 
A maioria dos tRNAs supressores conhecidos apresentam 
substituições de uma única base nos seus anticódons.
Os tRNAs supressores constituem uma variação expe-
rimentalmente induzida do código genético para permitir a 
leitura de códons que são, geralmente, de terminação, de 
forma bem parecida com as variações de código que ocor-
rem naturalmente, conforme descrito no Quadro 27-1. A 
supressão sem sentido não quebra totalmente a transferên-
cia normal de informação na célula, pois a célula geralmen-
te tem várias cópias de cada gene de tRNA; alguns desses 
genes duplicados são pouco expressos e contribuem ape-
nas para uma pequena fração do conjunto de um determi-
nado tRNA na célula. As mutações supressoras, em geral, 
envolvem um tRNA “menos importante”, deixando os tR-
NAs principais para que o códon seja lido normalmente.
Por exemplo, a E. coli tem três genes idênticos para 
tRNATyr, sendo que cada um produz um tRNA com o an-
ticódon (59)GUA. Um desses genes é expresso em níveis 
relativamente altos, e, portanto, o seu produto represen-
ta a principal fração de tRNATyr; os outros dois genes são 
transcritos em quantidades pequenas. Uma mudança no 
anticódon do tRNA produzido a partir de um desses dois 
genes de tRNATyr, de (59)GUA para (59)CUA, produz, em 
baixas quantidades, um tipo de tRNATyr que irá inserir 
tirosina em códons de parada UAG. Essa inserção de ti-
rosina em UAG é realizada de maneira pouco eficiente, 
mas pode produzir quantidades suficientes da proteína 
inteira, a partir de um gene com mutação sem sentido, de 
modo a permitir que a célula sobreviva. O tRNATyr majori-
tário continua traduzindo o código genético normalmen-
te para a maioria das proteínas.
A mutação que leva à geração de um tRNA supres-
sor nem sempre ocorre no anticódon. A supressão de 
códons UGA sem sentido geralmente envolve o tRNATrp 
que reconhece, normalmente, UGG. A alteração que per-
mite que ele leia UGA (e insira resíduos de Trp nessas 
posições) é uma mudança de G para A na posição 24 
(em um braço do tRNA ligeiramente afastado do anti-
códon); esse tRNA pode agora reconhecer tanto UGG 
como UGA. Uma mudança semelhante é encontrada em 
tRNAs envolvidos na variação de código genético mais 
comumente encontrada na natureza (UGA 5 Trp; ver 
Quadro 27-1).
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1135
pecífica do RF-3 ainda não foi definitivamente estabelecida, 
mas acredita-se que ele libera a subunidade ribossomal. Em 
eucariotos, um único fator de liberação, o eRF, reconhece 
todos os três códons de parada.
A reciclagem do ribossomo leva à dissociação dos com-
ponentes envolvidos na tradução. Os fatores de liberação se 
dissociam do complexo resultante da parada (contendo um 
tRNA não carregado no sítio P) e são substituídos pelo EF-G 
e por uma proteína denominada fator de reciclagem do ri-
bossomo (RRF, de ribosome recycling factor; Mr 20.300). 
A hidrólise do GTP pelo EF-G leva à dissociação da subuni-
dade 50S, que se separa do complexo 30S tRNA–mRNA. O 
EF-G e o RRF são substituídos por IF-3, o qual promove a 
dissociação do tRNA. O mRNA é então liberado. O complexo 
formado entre o IF-3 e a subunidade 30S está então pronto 
para iniciar outro ciclo de síntese proteica (Figura 27-25).
Custo energético da fidelidade na síntese proteica A síntese de 
uma proteína fiel à informação especificada pelo seu respec-
tivo mRNA requer energia. A formação de cada aminoacil-
-tRNA utiliza dois grupos fosfato de alta energia. Um ATP 
adicional é consumido cada vez que um aminoácido incor-
retamente ativado é hidrolisado pela atividade desacilase de 
uma aminoacil-tRNA-sintase, como parte de sua atividade 
de edição. Um GTP é clivado em GDP e Pi durante a primei-
ra etapa de alongamento, e outro durante a etapa de translo-
cação. Assim, para a formação de cada ligação peptídica em 
um polipeptídeo, é necessária, em média, a energia derivada 
da hidrólise de mais de quatro NTPs gerando NDPS.
Isso representa um “empurrão” termodinâmico excessi-
vamente grande na direção da síntese: pelo menos 4 3 30,5 
kJ/mol 5 122 kJ/mol de energia de ligação fosfodiéster para 
gerar uma ligação peptídica, a qual tem uma energia livre pa-
drão de hidrólise de apenas aproximadamente –21 kJ/mol. 
A variação de energia livre durante a síntese de uma ligação 
peptídica, portanto, tem valor líquido de – 101 kJ/mol. As pro-
teínas são polímeros que contêm informação. O objetivo bio-
químico não é apenas a formação de uma ligação peptídica, 
mas a formação de uma ligação peptídica entre dois aminoáci-
dos específicos. Cada um dos compostos fosfatados altamen-
te energéticos gastos nesse processo têm papel fundamental 
na manutenção do alinhamento correto entre cada novo có-
don no mRNA e o seu respectivo aminoácido na extremidade 
crescente do polipeptídeo. Essa energia permite uma altíssi-
ma fidelidade na tradução biológica da mensagem genética do 
mRNA para a sequência de aminoácidos das proteínas.
Tradução rápida de uma única mensagem pelos polissomos Grandes 
conjuntos de 10 a 100 ribossomos muito ativos na síntese 
proteica podem ser isolados de células eucarióticas e bacte-
rianas. Micrografias eletrônicas mostram a presença de uma 
fibra entre ribossomos adjacentes em um conjunto, o qual é 
chamado de polissomo (Figura 27-33a). A fita conectora 
é uma única molécula de mRNA que está sendo traduzida 
simultaneamente por ribossomos muito próximos uns dos 
outros, permitindo um uso altamente eficiente do mRNA.
Em bactérias, a transcrição e a tradução são processos 
estreitamente acoplados. Os RNAs mensageiros são sinte-
tizados e traduzidos na mesma direção 59S39. Os ribosso-
mos começam a traduzir a extremidade 59 do mRNA antesA ligação
polipeptidil-tRNA
é hidrolisada
O fator de
liberação
se liga
—COO2
P
AE
UAG
3959
RF
UAG
P
UAG
3959
–GDP
+
RRF
RRF
Os componentes
se dissociam
RF
RF
A
E
3959
–GTP IF-3
Pi
EF-G
EF-G
IF-3
FIGURA 2732 Terminação da síntese de proteínas em bactérias. A 
terminação ocorre em resposta a um códon de parada no sítio A. Primeiro, 
um fator de liberação, RF (RF-1 ou RF-2, dependendo do códon de parada 
presente), liga-se ao sítio A. Isso causa a hidrólise da ligação éster entre o po-
lipeptídeo nascente e o tRNA no sítio P e a liberação do polipeptídeo com-
pleto. Finalmente, o mRNA, o tRNA desacilado e o fator de liberação saem do 
ribossomo, o qual se dissocia em suas subunidades 30S e 50S, auxiliado pelo 
fator de reciclagem do ribossomo (RRF), pelo IF-3 e pela energia fornecida 
pela hidrólise de GTP mediada por EF-G. O complexo formado pela subuni-
dade 30S e pelo IF-3 está pronto para iniciar um outro ciclo de tradução (ver 
Figura 27-25).
1136 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
que a transcrição tenha sido completada (Figura 27-33b). A 
situação é um tanto diferente em células eucarióticas, nas 
quais os mRNAs recém-sintetizados precisam deixar o nú-
cleo antes que possam ser traduzidos.
Em geral, os mRNAs bacterianos existem por apenas 
alguns minutos (p. 1084) antes de serem degradados por 
nucleases. Para manter altas taxas de síntese proteica, o 
mRNA para uma dada proteína ou grupo de proteínas preci-
sa ser sintetizado continuamente e traduzido com eficiência 
máxima. O curto tempo de vida dos mRNAs nas bactérias 
permite a parada rápida da síntese quando a proteína não é 
mais necessária.
Estágio 5: As cadeias polipeptídicas recém-sintetizadas 
sofrem enovelamento e processamento
Na etapa final da síntese proteica, a cadeia polipeptídica 
nascente é dobrada e processada, adquirindo sua forma 
biologicamente ativa. Durante ou após a sua síntese, o po-
lipeptídeo assume, progressivamente, sua conformação 
nativa, com a formação de interações/ligações apropriadas, 
como ligações de hidrogênio, interações hidrofóbicas, iôni-
cas e de van der Waals. Dessa forma, a informação genética 
linear, ou unidimensional, contida no mRNA é convertida 
na estrutura tridimensional da proteína. Algumas proteí-
nas recém-sintetizadas, sejam elas de bactérias, arqueias 
ou eucariotos, não adquirem sua conformação final biolo-
gicamente ativa até que sejam alteradas por uma ou mais 
reações de processamento, denominadas modificações 
pós-traducionais.
Modificações aminoterminais e carboxiterminais O primeiro 
resíduo inserido em todos os polipeptídeos é a N-formil-
metionina (em bactérias) ou metionina (em eucariotos). 
Entretanto, o grupo formil, o resíduo Met aminoterminal 
e, frequentemente, resíduos adicionais da região amino-
terminal (e, em alguns casos, da extremidade carboxil) 
podem ser removidos enzimaticamente para a formação da 
proteína funcional final. Em até 50% das proteínas euca-
rióticas, o grupamento amino do resíduo aminoterminal é 
N-acetilado após a tradução. Às vezes, resíduos carboxiter-
minais são também modificados.
Perda das sequências sinalizadoras Como será visto na Seção 
27.3, 15 a 30 resíduos da extremidade aminoterminal de al-
gumas proteínas têm papel no endereçamento da proteína 
para seu destino final na célula. Essas sequências sinali-
zadoras são removidas no final por peptidases específicas.
Modificação de aminoácidos individuais Os grupos hidroxila de 
certos resíduos Ser, Thr e Tyr de algumas proteínas são en-
zimaticamente fosforilados por ATP (Figura 27-34a); os 
grupos fosfato adicionam cargas negativas a esses polipep-
tídeos. O significado funcional dessa modificação varia de 
uma proteína para outra. Por exemplo, a proteína caseína 
do leite tem muitos grupos de fosfosserina que ligam Ca21. 
Cálcio, fosfato e aminoácidos são elementos valiosos para 
lactentes; a caseína fornece, assim, três nutrientes essen-
ciais. E, como foi visto em vários exemplos, os ciclos de 
fosforilação-desfosforilação regulam a atividade de muitas 
enzimas e proteínas regulatórias.
Grupos carboxil extras podem ser adicionados a resí-
duos Glu de algumas proteínas. Por exemplo, a protrom-
bina, proteína da coagulação sanguínea, contém vários 
resíduos de g-carboxiglutamato (Figura 27-34b) na sua 
região aminoterminal, os quais são introduzidos por uma 
enzima que necessita de vitamina K. Esses grupos carboxil 
ligam Ca21, o qual é necessário para iniciar o mecanismo 
de coagulação.
Resíduos de monometil e dimetil-lisina (Figura 27-34c) 
ocorrem em algumas proteínas musculares e no citocromo 
c. A calmodulina da maioria dos organismos contém um re-
síduo de trimetil-lisina em uma posição específica. Em ou-
tras proteínas, os grupos carboxil de alguns resíduos Glu 
sofrem metilação, que remove suas cargas negativas.
Ligação de cadeias laterais de carboidratos As cadeias laterais 
de carboidratos das glicoproteínas são ligadas covalente-
mente durante ou após a síntese do polipeptídeo. Em algu-
mas glicoproteínas, a cadeia lateral de carboidrato é ligada 
enzimaticamente a resíduos Asn (oligossacarídeos N-liga-
dos); em outras, a resíduos Ser ou Thr (oligossacarídeos O-
(b)
(a)
RNA-
-polimerase
Subunidades
ribossomais
que chegam
Polissomo
Polissomo
DNA
DNA
Polissomos
mRNA
0,5 mm
59
50S 30S
59
59
Direção da
tradução
Direção da transcrição
FIGURA 2733 Acoplamento da transcrição e da traduação em bac-
térias. (a) Micrografia eletrônica de polissomos que se formam durante a 
transcrição de um segmento de DNA de E. coli. Cada molécula de mRNA está 
sendo traduzida por muitos ribossomos simultaneamente. As cadeias poli-
peptídicas nascentes que são formadas nos ribossomos são difíceis de visuali-
zar devido às condições sob as quais as amostras mostradas nessas microgra-
fias eletrônicas são preparadas. A seta aponta o local aproximado do início do 
gene que está sendo transcrito. (b) Cada mRNA é traduzido pelos ribossomos 
enquanto ainda está sendo transcrito do DNA pela RNA-polimerase. Isso é 
possível porque, em bactérias, o mRNA não precisa ser transportado do nú-
cleo para o citoplasma para que encontre os ribossomos. Neste diagrama, os 
ribossomos são mostrados em tamanho menor do que a RNA-polimerase. Na 
verdade o tamanho do ribossomo (Mr 2,7 3 10
6) é uma ordem de magnitude 
maior do que o tamanho da RNA-polimerase (Mr 3,9 3 10
5).
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1137
-ligados) (ver a Figura 7-30). Muitas proteínas com função 
extracelular, bem como os proteoglicanos lubrificantes que 
revestem as membranas mucosas, contêm cadeias laterais 
de oligossacarídeos (ver Figura 7-28).
Adição de grupos isoprenila Várias proteínas eucarióticas são 
modificadas pela adição de grupos derivados do isopreno 
(grupos isoprenila). Uma ligação tioéter é formada entre o 
grupo isoprenila e um resíduo Cys da proteína (ver Figura 
11-15). Os grupos isoprenila são derivados de intermediá-
rios pirofosforilados da via de biossíntese do colesterol (ver 
Figura 21-35), como o farnesil-pirofosfato (Figura 27-35). 
Proteínas assim modificadas incluem as proteínas Ras (pe-
quenas proteínas G), que são produtos dos oncogenes e 
proto-oncogenes ras, as proteínas G triméricas (ambas dis-
cutidas no Capítulo 12), bem como as laminas, proteínas 
encontradas na matriz nuclear. O grupo isoprenila ajuda a 
ancorar a proteína na membrana. A atividade transforma-
dora (carcinogênica) do oncogene ras é perdida quando a 
isoprenilação da proteína Ras é bloqueada, uma descoberta 
que tem estimulado interesse na identificação de inibidores 
dessa via de modificação pós-traducional para o uso na qui-
mioterapia do câncer.
Adição de grupos prostéticos Muitas proteínas exigem, para 
sua atividade, grupos prostéticos ligados covalentemente. 
Dois exemplos são a molécula de biotina da acetil-CoA-car-
boxilase e o grupo heme da hemoglobina ou do citocromo c.
Processamento proteolítico Muitas proteínas são inicialmen-te sintetizadas como polipeptídeos precursores longos e 
inativos, os quais são clivados proteoliticamente para dar 
origem às formas menores e ativas das proteínas. Exem-
plos incluem a pró-insulina, algumas proteínas virais e pro-
teases, como o quimotripsinogênio e o tripsinogênio (ver 
Figura 6-38).
Formação de pontes dissulfeto Após se dobrarem nas suas 
conformações nativas, algumas proteínas formam pontes 
dissulfeto entre resíduos de Cys presentes em uma mesma 
cadeia ou em cadeias diferentes. Nos eucariotos, as pontes 
dissulfeto são comuns em proteínas secretadas da célula. 
As pontes assim formadas ajudam a proteger a conforma-
ção nativa da molécula proteica da desnaturação no meio 
extracelular, que é geralmente oxidante e cujas condições 
podem ser bem diferentes daquelas do meio intracelular.
Fosfosserina
Fosfotreonina
Fosfotirosina
g-Carboxiglutamato
Metil-lisina Dimetil-lisina
Trimetil-lisina Metilglutamato
(a)
(b)
(c)
FIGURA 2734 Alguns resíduos de aminoácidos modificados. (a) 
Aminoácidos fosforilados. (b) Aminoácido carboxilado. (c) Alguns aminoá-
cidos metilados.
SH
O2
OP
CH2
2O
S
P O
O
O2
O
CH2
Farnesil
transferase PPi
Farnesil-pirofosfato
Proteína Ras
Proteína Ras farnesilada
Ras
Ras
FIGURA 2735 Farnesilação de um resíduo Cys. A ligação tioéter é mos-
trada em vermelho. A proteína Ras é o produto do oncogene ras.
1138 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
A síntese proteica é inibida por muitos antibióticos 
e toxinas
A síntese proteica constitui uma função central na fisiologia 
celular e é o alvo principal de muitos antibióticos e toxinas 
naturais. A maioria desses antibióticos inibe a síntese pro-
teica nas bactérias. As diferenças entre a síntese de proteí-
nas em bactérias e em eucariotos, apesar de muito tênues 
em alguns casos, bastam para que a maioria dos compostos 
discutidos a seguir seja relativamente inofensiva para célu-
las eucarióticas. A seleção natural favoreceu a evolução de 
compostos que fazem uso de diferenças mínimas para afe-
tar seletivamente os sistemas das bactérias, de forma que 
essas armas bioquímicas são sintetizadas por alguns micror-
ganismos, sendo extremamente tóxicas para outros. Uma 
vez que quase todas as etapas da síntese proteica podem 
ser inibidas por um ou outro antibiótico, esses compostos 
têm se tornado ferramentas valiosas no estudo da biossín-
tese de proteínas.
A puromicina, produzida pelo fungo Streptomyces 
alboniger, é um dos mais bem conhecidos antibióticos 
inibidores da síntese proteica. A sua estrutura é bastante 
semelhante à extremidade 39 de um aminoacil-tRNA, per-
mitindo que ele se ligue ao sítio A do ribossomo e participe 
na formação da ligação peptídica, produzindo peptidil-pu-
romicina (Figura 27-36). No entanto, por se assemelhar 
apenas à extremidade 39 do tRNA, a puromicina não parti-
cipa da translocação e se dissocia do ribossomo logo após 
se ligar à extremidade carboxil do peptídeo. Isso causa o 
término prematuro da síntese do polipeptídeo.
As tetraciclinas inibem a síntese proteica em bactérias 
por meio do bloqueio do sítio A do ribossomo, impedindo 
a ligação do aminoacil-tRNA. O cloranfenicol inibe a sín-
tese proteica realizada nos ribossomos das bactérias (bem 
como das mitocôndrias e dos cloroplastos) pelo bloqueio 
da atividade peptidil-transferase; ele não afeta a síntese ci-
tosólica das proteínas em eucariotos. Por outro lado, a ci-
cloeximida bloqueia a peptidil-transferase dos ribossomos 
80S de eucariotos, mas não aquela dos ribossomos 70S das 
bactérias (nem das mitocôndrias nem dos cloroplastos). A 
estreptomicina, um trissacarídeo básico, causa uma leitu-
ra errada do código genético (em bactérias) em concentra-
ções relativamente baixas e inibe a iniciação em concentra-
ções mais altas.
CONH2
OH
OH
OH
O
CH3
O
CH3
N
OH
H
OH
Tetraciclina
CH3
OH
CH2
CH
OH
OCH
NH C
O2N
CHCl2
Cloranfenicol
HC
NH
R
CO
Peptidil-
-transferase
mRNA
AA
HC
H2C
N
C O
OCH3
NHOH
O
H H
H H
CH2
HO
H
Puromicina
Peptidil-puromicina
P
A
E
UAG
39
59
P
A
E
UAG
39
59
Peptidil-tRNA
no sítio P
Puromicina
no sítio A
H2N
O
H
N
N
N
HO
CH3
CH2
OCH3
H3C
O
H
H H
H
NH
C
C
H2C
OH
..
O
HR
N
N
N
NH2
N
O CH2
P
O
H
H H
H
O
C
C
NH
OH
N
N
N
N
N
CH3H3C
N
N
FIGURA 2736 Perturbação da formação da ligação peptídica pela 
puromicina. O antibiótico puromicina é parecido com a extremidade ami-
noacil de um tRNA carregado, sendo capaz de se ligar ao sítio A do ribosso-
mo e participar da formação da ligação peptídica. O produto dessa reação, a 
peptidil-puromicina, em vez de ser translocada para o sítio P dissocia-se do 
ribossomo, causando a terminação prematura da cadeia.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1139
Estreptomicina
NH
H
CH3
O
H
H
C
O
H
HO
H
CHO
H
H
O
H
H2N
H
H
H
O
HO
CH3 N
OH
OH
OH
NH
OH
C NH2
CH2OH
NHNH
ON
H
CH2
OH3C
CHOH
CH3
Cicloeximida
O
H
H
HH
Vários outros inibidores da síntese proteica são notá-
veis em razão da sua toxicidade para humanos e outros 
mamíferos. A toxina diftérica (Mr 58.330) catalisa a 
ADP-ribosilação de um resíduo de diftamida (histidina 
modificada) do fator de alongamento eucariótico eEF2, 
inativando-o. A ricina (Mr 29.895), proteína extrema-
mente tóxica da mamona, inativa a subunidade 60S dos 
ribossomos eucarióticos pela despurinação de uma ade-
nosina específica no rRNA 23S. A ricina foi utilizada no 
infame caso de assassinato de um jornalista búlgaro da 
BBC, Georgi Markov, morto em 1978 presumivelmente 
pela polícia búlgara. Utilizando uma seringa escondida na 
extremidade de uma sombrinha, um membro da polícia se-
creta injetou um dispositivo contendo ricina na perna de 
Markov. Ele morreu 4 dias depois.
RESUMO 27.2 A síntese proteica
 c A síntese proteica ocorre nos ribossomos, que consis-
tem em proteínas e rRNA. As bactérias têm ribossomos 
70S, com uma subunidade maior (50S) e uma menor 
(30S). Os ribossomos eucarióticos são significativamen-
te maiores (80S) e contêm mais proteínas.
 c Os RNAs transportadores contêm entre 73 e 93 resíduos 
nucleotídicos, alguns dos quais têm bases modificadas. 
Cada tRNA tem o braço aminoacila com a sequência ter-
minal CCA(39) – à qual um aminoácido é esterificado –, 
o braço do anticódon, o braço TcC e o braço D; alguns 
tRNAs têm um quinto braço. O anticódon é responsável 
pela especificidade da interação entre o aminoacil-tRNA 
e o códon complementar do mRNA.
 c O crescimento da cadeia dos polipeptídeos nos ribos-
somos inicia com o aminoácido aminoterminal e ocorre 
por adições sucessivas de novos resíduos à extremidade 
carboxil.
 c A síntese proteica acontece em cinco estágios.
1. Os aminoácidos são ativados no citosol por amino-
acil-tRNA-sintetases específicas. Essas enzimas cata-
lisam a formação de aminoacil-tRNA, com a clivagem 
simultânea de ATP, gerando AMP e PPi. A fidelidade da 
síntese proteica depende da precisão dessa reação, e 
algumas dessas enzimas realizam etapas de edição em 
sítios ativos separados.
2. Em bactérias, o aminoacil-tRNA iniciador de todas 
as proteínas é o N-formilmetionil-tRNAfMet. A iniciação 
da síntese proteica envolve a formação de um complexo 
entre a subunidade 30S do ribossomo, o mRNA, GTP, 
fMet-tRNAfMet, três fatores de iniciação e a subunidade 
50S; o GTP é hidrolisado a GDP e Pi.
3. Nos estágios de alongamento, GTP e fatores de 
alongamento são necessários para a ligação do novo 
aminoacil-tRNA que chega ao sítio A do ribossomo. Na 
primeira reação de transferência peptídica, o resíduo 
fMet é transferido para o grupo amino do novo aminoa-
cil-tRNA. O movimento do ribossomo ao longo do mRNA 
transloca então o dipeptidil-tRNA do sítio A para o sítio 
P, um processo que requer hidrólise de GTP. O tRNA 
desacilado se dissocia do sítio E do ribossomo.
4. Após muitos ciclos de alongamento, a síntese do 
polipeptídeo é finalizada com o auxílio dos fatores de 
liberação. Pelo menos quatroequivalentes fosfatados 
de alta energia (do ATP ou do GTP) são necessários 
para a formação de cada ligação peptídica, investimen-
to energético necessário para garantir a fidelidade da 
tradução.
5. Os polipeptídeos dobram-se nas suas formas ativas 
tridimensionais. Muitas proteínas são ainda processadas 
por reações de modificação pós-traducional.
 c Muitos antibióticos e toxinas bem estudados inibem al-
guns aspectos da síntese proteica.
27.3 Endereçamento e degradação das proteínas
A célula eucariótica é composta por muitas estruturas, or-
ganelas e compartimentos, cada um com funções especí-
ficas que requerem conjuntos distintos de proteínas e en-
zimas. Essas proteínas (com exceção daquelas produzidas 
nas mitocôndrias e nos plastídeos) são sintetizadas nos 
ribossomos, no citosol; então, como elas são direcionadas 
para seus destinos finais na célula?
Hoje, esse complexo e fascinante processo começa a 
ser compreendido. As proteínas destinadas à secreção, à 
integração na membrana plasmática ou à inclusão nos li-
sossomos geralmente compartilham das primeiras etapas 
de uma via que inicia no retículo endoplasmático (RE). As 
proteínas destinadas às mitocôndrias, aos cloroplastos ou 
ao núcleo utilizam três mecanismos separados. E aquelas 
destinadas ao citosol simplesmente permanecem no local 
onde são sintetizadas.
1140 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
O elemento mais importante em muitas dessas vias de 
endereçamento é uma sequência curta de aminoácidos, de-
nominada sequência sinal, ou peptídeo sinalizador, cuja 
função foi postulada, pela pri-
meira vez, por Günter Blobel e 
colaboradores, em 1970. A se-
quência sinal direciona a pro-
teína para seu local apropriado 
na célula, e, em muitas proteí-
nas, ela é removida durante o 
transporte ou depois que a pro-
teína tenha alcançado seu desti-
no final. Nas proteínas cujo des-
tino é o transporte para 
mitocôndrias, cloroplastos ou 
RE, a sequência sinal está locali-
zada na porção aminoterminal 
do polipeptídeo recém-sintetizado. Em muitos casos, a ca-
pacidade de endereçamento de certas sequências sinal foi 
confirmada por meio da fusão da sequência sinal de uma 
proteína com outra proteína, mostrando que o sinal direcio-
na a segunda proteína para o local onde a primeira proteína 
é geralmente encontrada. A degradação seletiva das proteí-
nas que não são mais necessárias para a célula também se 
baseia, em grande parte, em um conjunto de sinais molecu-
lares incrustados na estrutura de cada proteína.
Nesta seção final, serão examinados o endereçamento 
e a degradação das proteínas, com ênfase nos sinais e na 
regulação molecular envolvidos, os quais são fundamentais 
para o metabolismo celular. Exceto quando citado, o foco 
agora será nas células eucarióticas.
As modificações pós-traducionais de muitas proteínas 
eucarióticas têm início no retículo endoplasmático
Provavelmente, o sistema de endereçamento mais bem ca-
racterizado tem início no RE. A maioria das proteínas lisos-
somais, das proteínas de membrana e das proteínas secre-
tadas tem uma sequência sinal aminoterminal (Figura 
27-37) que as marca para o transporte para dentro do lú-
men do RE; centenas dessas sequências sinal já foram de-
terminadas. O lado carboxil de uma sequência sinal é defini-
do por um sítio de clivagem, no qual a protease age 
removendo a sequência depois que a proteína tenha sido 
importada para o RE. As sequências sinal variam em com-
primento de 13 a 36 resíduos de aminoácidos, mas todas 
elas têm as seguintes características: (1) entre 10 e 15 resí-
duos de aminoácidos hidrofóbicos; (2) um ou mais resíduos 
carregados positivamente, geralmente próximos à extremi-
dade amino e que precede a sequência hidrofóbica, e (3) 
uma sequência curta na extremidade carboxil (próxima do 
sítio de clivagem) que é relativamente polar, possuindo ge-
ralmente resíduos de aminoácidos com cadeias laterais cur-
tas (principalmente Ala) nas posições mais próximas ao sí-
tio de clivagem.
Como demonstrado origi-
nalmente por George Palade, 
proteínas contendo essas se-
quências sinal são sintetizadas 
nos ribossomos aderidos ao RE. 
A própria sequência sinal ajuda 
a direcionar o ribossomo ao RE, 
como ilustrado nas etapas ➊ 
a ➒ da Figura 27-38. ➊ A via 
de endereçamento começa com 
o início da síntese proteica nos 
ribossomos livres. ➋ A sequên-
cia sinal aparece logo no início 
do processo de síntese, pois está 
na extremidade amino, a qual, como foi visto, é sintetizada 
primeiro. ➌ À medida que vai emergindo do ribossomo, a 
sequência sinal – e o próprio ribossomo – liga-se à partí-
cula de reconhecimento de sinal (SRP); a SRP então 
se liga ao GTP e suspende o alongamento do polipeptídeo 
quando esse tiver alcançado um tamanho aproximado de 
70 aminoácidos e a sequência sinal tiver emergido comple-
tamente do ribossomo. ➍ A SRP ligada ao GTP direciona 
então o ribossomo (ainda ligado ao mRNA) e o polipeptídeo 
incompleto para receptores de SRP ligada a GTP, presentes 
no lado citosólico do RE; o polipeptídeo nascente é leva-
do para o complexo de translocação de peptídeos no 
RE, o qual pode interagir diretamente com o ribossomo. ➎ 
Ocorre a dissociação da SRP do ribossomo, acompanhada 
da hidrólise de GTP, tanto na SRP como no receptor de SRP. 
➏ O alongamento do polipeptídeo agora continua, com o 
complexo de translocação promovido por ATP levando o 
polipeptídeo nascente para dentro do lúmen do RE até que 
toda a proteína tenha sido sintetizada. ➐ A sequência sinal 
é removida por uma peptidase de sinal dentro do lúmen do 
RE; ➑ o ribossomo se dissocia e ➒ é reciclado.
Günter Blobel
George Palade, 1912-2008
Vírus A da
influenza humana
Pré-pró-insulina
humana
Hormônio de
crescimento
bovino
Promelitina
da abelha
Proteína da
cola de Drosophila
sítio de
clivagem
FIGURA 2737 Sequências sinal aminoterminais de algumas pro-
teínas eucarióticas que direcionam seu transporte para dentro do 
RE. O núcleo hidrofóbico (em amarelo) é precedido por um ou mais resí-
duos básicos (em azul). Observe os resíduos polares e com cadeias laterais 
curtas logo antes (à esquerda) do sítio de clivagem (indicado por setas cor-
-de-rosa).
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1141
A glicosilação tem um papel-chave no endereçamento 
de proteínas
No lúmen do RE, as proteínas recém-sintetizadas são adi-
cionalmente modificadas de várias maneiras. Após a remo-
ção das sequências sinal, os polipeptídeos são dobrados, 
as pontes dissulfeto são formadas, e muitas proteínas são 
glicosiladas para formar glicoproteínas. Em muitas glico-
proteínas, a ligação aos seus oligossacarídeos se dá por 
meio de resíduos de Asn. Existem diversos oligossacarídeos 
N-ligados (Capítulo 7), mas as vias pelas quais eles são for-
mados apresentam uma primeira etapa em comum. Um 
oligossacarídeo central de 14 resíduos é formado passo a 
passo e depois transferido de uma molécula de dolicolfosfa-
to doadora para determinados resíduos de Asn na proteína 
(Figura 27-39). A transferase fica na face luminal do RE 
e, portanto, não é capaz de catalisar a glicosilação de pro-
teínas citosólicas. Após a transferência, o oligossacarídeo 
central sofre clivagens e ajustes, que variam nas diferentes 
proteínas, mas todos os oligossacarídeos N-ligados man-
têm como cerne um pentassacarídeo derivado do oligossa-
carídeo original de 14 resíduos. Vários antibióticos agem 
interferindo em uma ou mais etapas desse processo e têm 
ajudado a elucidar os passos da glicosilação de proteínas. 
O mais bem caracterizado é a tunicamicina, que imita a 
estrutura da UDP-N-acetilglicosamina e bloqueia a primeira 
etapa do processo (Figura 27.39, etapa ➊). Algumas proteí-
nas são O-glicosiladas no RE, mas a maioria das O-glicosila-
ções ocorre no aparelho de Golgi ou no citosol (no caso das 
proteínas que não entram no RE).
N-Acetilglicosamina
Uracila
Tunicamina
Cadeia
lateral de
ácido
graxo
Tunicamicina
❽❻
❺
❹
❸
❷
❶
❼
❾
Citosol
Retículo
endoplasmáticoReceptor de
ribossomo
Complexo de
translocação de
peptídeos
Receptor de
SRP
Lúmen do RE
Peptidase do
sinal
Ciclo do
ribossomo
Q
ue
p
e 
59
mRNA
Ciclo da
SRP
SRP
AA
A(
A) n
 3
9 
GTP
GDP 1 Pi
GUA
Sequência
sinal
FIGURA 2738 Endereçamento das proteínas eucarióticas com os 
sinais apropriados para o retículo endoplasmático. Esse processo 
envolve o ciclo da SRP, bem como o transporte e a clivagem do polipep-
tídeo nascente. As etapas estão descritas no texto. A SRP é um complexo 
em forma de bastão que contém um RNA de 300 nucleotídeos (7SL-RNA) e 
seis proteínas diferentes (massa combinada de Mr 325.000). Uma das subu-
nidades proteicas da SRP se liga diretamente à sequência sinal, inibindo o 
alongamento por meio do bloqueio espacial da entrada de aminoacil-tRNA 
e inibindo a peptidil-transferase. Outra subunidade da proteína se liga ao 
GTP, hidrolisando-o. O receptor da SRP é um heterodímero de subunidades 
a (Mr 69.000) e b (Mr 30.000), ambas as quais se ligam a múltiplas moléculas 
de GTP, hidrolisando-as durante o processo.
1142 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
As proteínas adequadamente modificadas podem, então, 
ser transportadas para vários destinos na célula. As proteínas 
vão do RE para o aparelho de Golgi dentro de vesículas de 
transporte (Figura 27-40). No aparelho de Golgi, oligossa-
carídeos são O-ligados a algumas proteínas, e oligossacarídeos 
N-ligados são modificados. Via mecanismos ainda pouco co-
nhecidos, o aparelho de Golgi também seleciona proteínas, 
enviando-as para seus destinos finais. Os processos por meio 
dos quais as proteínas que serão secretadas são segregadas 
daquelas direcionadas para a membrana plasmática ou para 
os lisossomos precisam distiguir essas proteínas com base em 
características estruturais que não sejam as sequências sinal, 
pois essas foram removidas no lúmen do RE.
Esse processo de seleção é mais bem compreendido no 
caso das hidrolases, cujo destino é serem transportadas aos 
lisossomos. Quando chega uma hidrolase (que é uma glico-
proteína) no aparelho de Golgi, uma característica ainda não 
determinada (às vezes chamada de fragmento sinal) da es-
trutura tridimensional da hidrolase é reconhecida por uma 
fosfotransferase, a qual fosforila certos resíduos de manose 
do oligossacarídeo (Figura 27-41). A presença de um ou 
mais resíduos de manose 6-fosfato no seu oligossacarídeo N-
-ligado é o sinal estrutural que direciona uma proteína para 
os lisossomos. Uma proteína receptora na membrana do apa-
relho de Golgi reconhece o sinal de manose 6-fosfato e liga a 
hidrolase assim marcada. Vesículas contendo esses comple-
xos de receptor-hidrolase brotam da porção trans do apare-
lho de Golgi e vão até vesículas de seleção. Nessas vesículas 
de seleção, o complexo receptor-hidrolase se dissocia por 
meio de um processo que é facilitado pelo pH mais baixo da 
vesícula e pela remoção, catalisada por uma fosfatase, dos 
grupos fosfato dos resíduos de manose 6-fosfato. O recep-
tor é então reciclado para o aparelho de Golgi, e as vesículas 
contendo as hidrolases brotam das vesículas de seleção e se 
dirigem aos lisossomos. Em células tratadas com tunicamici-
na (Figura 27-39, etapa ➊), as hidrolases que deveriam ser 
direcionadas aos lisossomos são secretadas, confirmando 
que o oligossacarídeo N-ligado exerce papel-chave no ende-
reçamento dessas enzimas para os lisossomos.
As vias que direcionam as proteínas para mitocôndrias 
e cloroplastos também se baseiam em sequências sinal ami-
noterminais. Apesar de mitocôndrias e cloroplastos conte-
rem DNA, a maioria das suas proteínas é codificada pelo 
DNA nuclear e deve ser direcionada às devidas organelas. 
No entanto, diferentemente de outras vias de endereça-
mento, no caso das vias para mitocôndrias e cloroplastos, 
essas iniciam somente depois que a proteína precursora 
tenha sido completamente sintetizada e liberada dos ribos-
P
P
P
P
PP
P P
P P P
P
P
P
P
P
P P
P
CH3
CH3
n
CH3
CH3
39
59
❽
❾
❼❻❺
❹
❸
❷ ❶
Dolicol
5 GDP-Man5 GDP 2 UDP-GlcNAcUMP 1 UDP
Tunicamicina
Dolicol-fosfato
(n = 9–22)
4 Dolicol Man
NH3
1 H3N
1
H3N
1
N-Acetilglicosamina (GlcNAc)
Manose (Man)
Glicose (Glc)
Dolicol-
-fosfato
reciclado
Translocação
Retículo
endoplasmático
Asn
Citosol
4 Dolicol
3 Dolicol Glc
3 Dolicol
mRNA
Pi
FIGURA 2739 Síntese do oligossacarídeo central das glicoproteí-
nas. O oligossacarídeo central é construído pela adição sucessiva de unida-
des de monossacarídeos. ➊, ➋ As primeiras etapas ocorrem na face citosóli-
ca do RE. ➌ A translocação move o oligossacarídeo ainda incompleto através 
da membrana (mecanismo não mostrado), e ➍ a formação do oligossa-
carídeo completo ocorre dentro do lúmen do RE. Os precursores que for-
necem resíduos adicionais de manose e de glicose ao oligossacarídeo em 
formação no lúmen são derivados do dolicol-fosfato. Na primeira etapa de 
montagem da porção de oligossacarídeo N-ligado de uma glicoproteína, 
➎, ➏ o oligossacarídeo central é transferido do dolicol-fosfato para um re-
síduo de Asn da proteína dentro do lúmen do RE. O oligossacarídeo central 
é novamente modificado no RE e no aparelho de Golgi, por meio de vias 
que variam para diferentes proteínas. Os cinco resíduos de açúcar mostrados 
cercados por uma marcação em bege (após a etapa ➐) são mantidos na es-
trutura final de todos os oligossacarídeos N-ligados. ➑ O dolicol-pirofosfato 
liberado é novamente translocado, de forma que o pirofosfato fica no lado 
citosólico do RE, e então ➒ um fosfato é removido hidroliticamente para re-
generar o dolicol-fosfato.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1143
somos. As proteínas precursoras destinadas a mitocôndrias 
ou cloroplastos são ligadas por proteínas citosólicas da fa-
mília das chaperonas e levadas até receptores presentes na 
superfície externa da organela de destino. Mecanismos de 
translocação especializados transportam então a proteína 
até seu destino final na organela e, após essa etapa, a se-
quência sinalizadora é removida.
As sequências sinal para o transporte nuclear 
não são clivadas
A comunicação molecular entre o núcleo e o citosol requer 
o movimento de macromoléculas através de poros na mem-
brana nuclear. As moléculas de RNA sintetizadas no núcleo 
são exportadas para o citosol. Proteínas ribossomais sinte-
tizadas em ribossomos citosólicos são importadas para o 
núcleo e montadas para formar as subunidades 60S e 40S 
dos ribossomos no nucléolo; as subunidades completas 
são exportadas de volta para o citosol. Diversas proteínas 
nucleares (RNA e DNA-polimerases, histonas, topoisome-
FIGURA 2740 Via adotada pelas proteínas com destino aos lisosso-
mos, à membrana plasmática ou à secreção. As proteínas são transporta-
das do RE para a porção cis do aparelho de Golgi dentro de vesículas de trans-
porte. A seleção ocorre principalmente no lado trans do aparelho de Golgi.
Núcleo
RE rugoso
RE liso
Vesícula de transporte
Lisossomo
Grânulo secretor
Vesículas de
transporte
Porção cis
Porção trans
Seleção Aparelho
de Golgi
Citosol
Membrana
plasmática
Uridina
Oligossacarídeo
Resíduo de manose 6-fosfato
UDP N-acetilglicosamina
(UDP-GlcNAc)
Oligossacarídeo Enzima
Enzima
Enzima
Hidrolase
Oligossacarídeo
N-acetilglicosamina-
-fosfotransferase
Fosfodiesterase
Resíduo de manose
FIGURA 2741 Fosforilação de resíduos de manose nas en-
zimas direcionadas aos lisossomos. A N-acetilglicosamina-fos-
fotransferase reconhece alguma característica (ainda não determi-
nada) das hidrolases que são destinadas aos lisossomos.
1144 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
rases, proteínas que regulam a expressão gênica e assim 
por diante) são sintetizadas no citosol e importadas para o 
núcleo. Esse tráfego é modulado por um complexo sistema 
que envolve sinais moleculares e proteínas de transporte, o 
qual vem sendo aos poucos elucidado.
Na maioria dos eucariotos multicelulares, o envelope 
nuclear é rompido a cadadivisão celular; quando a divisão 
termina e o envelope é restabelecido, as proteínas nuclea-
res que haviam se dispersado precisam ser novamente im-
portadas para o núcleo. A fim de permitir essa importação 
repetidas vezes, a sequência sinal que direciona uma pro-
teína para o núcleo – a sequência de localização nuclear 
(NLS) – não é removida depois que a proteína atinge seu 
destino. Uma NLS, ao contrário de outras sequências sinal, 
pode estar localizada praticamente em qualquer região da 
sequência primária da proteína. As NLS podem variar con-
sideravelmente, mas muitas consistem em quatro a oito 
resíduos de aminoácidos e incluem vários resíduos básicos 
(Arg ou Lys) consecutivos.
A importação nuclear é mediada por várias proteínas 
que circulam entre o citosol e o núcleo (Figura 27-42), 
incluindo importina a e b e uma pequena GTPase conhe-
cida como Ran (proteína nuclear relacionada à Ras). Um 
heterodímero de importina a e b funciona como um re-
ceptor solúvel para proteínas direcionadas ao núcleo, com 
a subunidade a ligando-se a proteínas que têm NLS no 
citosol. O complexo da importina com a proteína que tem 
NLS aporta em um poro nuclear e é transportado através 
do poro por um mecanismo dependente de energia. No 
núcleo, a importina b é ligada à Ran GTPase, liberando 
a importina b da proteína importada. A importina a é li-
gada à Ran e à CAS (proteína celular de suscetibilidade 
à apoptose) e é separada da proteína que tem NLS. As 
importinas a e b, complexadas com Ran e CAS, são en-
tão exportadas do núcleo. A Ran hidrolisa GTP no citosol 
para liberar as importinas, as quais ficam então livres para 
iniciar um novo ciclo de importação. A própria Ran é reci-
clada de volta para o núcleo pela ligação da Ran-GDP ao 
0,2mm
Ran-
GTP
Ran-
GTP
CAS
Envelope nuclear
Proteína
nuclear
Importina
Complexo
do poro
nuclear
NLS
Citosol
Nucleoplasma
b
b
b
a
a
a
a
(a)
GTP
GDP
Ran-
GDP
CAS
Ran-
GDP
Ran-
GDP
Ran-
GTP
NTF2
Ran
GEF
(b)
NTF2
NTF2
NTF2
❸
❻
❼
❶
❷
❺
❹
FIGURA 2742 Endereçamento de proteínas nucleares. (a) ➊ Uma 
proteína com um sinal de localização nuclear (NLS) apropriado é ligada a um 
complexo de importina a e b. ➋ O complexo resultante se liga a um poro 
nuclear e é translocado. ➌ Dentro do núcleo, a dissociação da importina b 
é favorecida pela ligação da Ran-GTP. ➍ A importina a se liga à Ran-GTP e 
à CAS (proteína celular de sucetibilidade à apoptose), liberando a proteína 
nuclear. ➎ As importinas a e b e a CAS são transportadas para fora do núcleo 
e então recicladas. Elas são liberadas no citosol quando a Ran hidrolisa o seu 
GTP ligado. ➏ A Ran-GDP se liga ao NFT2 e é transportada de volta para o 
núcleo. ➐ A RanGEF favorece a troca de GDP por GTP no núcleo, e a Ran-GTP 
fica pronta para processar outro complexo de proteína e importina conten-
do NLS. (b) Micrografia eletrônica de varredura da superfície do envelope 
nuclear, mostrando vários poros nucleares. O complexo do poro nuclear é 
um dos maiores agregados proteicos presentes na célula (Mr , 5 × 10
7). Ele é 
formado por múltiplas cópias de mais de 30 proteínas diferentes.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1145
fator 2 de transporte nuclear (NTF2). Dentro do núcleo, 
o GDP ligado à Ran é substituído por GTP pela ação do fa-
tor de troca Ran-nucleotídeo da guanosina (RanGEF; ver 
Quadro 12-2).
As bactérias também usam sequências sinal para o 
endereçamento das proteínas
As bactérias são capazes de direcionar proteínas para a 
membrana interna ou externa, para o espaço periplásmico 
entre essas membranas, ou para o meio extracelular. Elas 
usam sequências sinal presentes na extremidade amino das 
proteínas (Figura 27-43), de modo semelhante àquelas 
das proteínas eucarióticas que são direcionadas ao RE, às 
mitocôndrias e aos cloroplastos.
A maioria das proteínas exportadas de E. coli fazem 
uso da via mostrada na Figura 27-44. Após a tradução, 
uma proteína a ser exportada se dobra de forma mais 
lenta, pois a sequência sinal aminoterminal impede o seu 
enovelamento. A proteína chaperona solúvel SecB se liga 
à sequência sinal da proteína ou a outras partes da sua 
estrutura na proteína ainda parcialmente dobrada. A pro-
teína ligada é então levada à SecA, proteína associada à 
superfície interna da membrana plasmática. A SecA atua 
tanto como receptor quanto como ATPase de transpor-
te. Quando liberada da SecB e ligada à SecA, a proteína 
é levada para um complexo de transporte na membrana, 
constituído de SecY, E e G, e é transportada, em etapas, 
através da membrana no complexo SecYEG, sendo que em 
cada etapa passam cerca de 20 resíduos de aminoácidos. 
Sítio de
clivagem
Proteínas da membrana interna
Fago fd, proteína 
maior do envelope
Fago fd, proteína
menor do envelope 
Proteínas periplásmicas
Fosfatase alcalina
Proteína de ligação
específica de leucina
-Lactamase de
pBR322
Proteínas da membrana externa
Lipoproteína
LamB
OmpA
Met Lys Lys Ser Leu Val Leu Lys Ala Ser Val Ala Val Ala Thr Leu Val Pro Met Leu Ser Phe Ala Ala Glu 
Met Lys Lys Leu Leu Phe Ala Ile Pro Leu Val Val Pro Phe Tyr Ser His Ser Ala Glu 
Met Lys Gln Ser Thr Ile Leu Ala Leu Leu Pro Leu Leu Phe Thr Pro Val Thr Lys Ala Arg Thr 
Ala Val 
Ala Leu 
Ala Met 
Val Ala 
Ala 
Pro 
Asp 
Cys 
Val 
His 
Asp 
Pro 
Asp 
Ser 
Ala Ala Gln 
Ala 
Gly 
Phe 
Ala Met Ala Thr 
Pro 
Leu 
Gln 
His 
Leu 
Ala 
Thr 
Thr 
Ser 
Cys 
Ala 
Ser 
Ser Met 
Gly 
Phe 
Ile 
Phe 
Val 
Leu 
Gly 
Ala 
Ala 
Ala 
Gly 
Ile 
Ala 
Leu 
Ala 
Val 
Leu 
Phe 
Ala 
Ala 
Ala 
Ala 
Phe 
Ile 
Val 
Val 
Gly 
Pro 
Met 
Ala 
Ala 
Leu 
Ile 
Gly 
Ile 
Val 
Val 
Leu 
Ala 
Ala 
Ala 
Leu 
Ile 
Ala 
Ile 
Leu 
Lys 
Ile 
Val 
Ala 
Thr 
Pro 
Arg 
Thr 
Thr 
Leu 
Ala 
Phe 
Lys Ala 
His 
Lys 
Lys 
Lys Lys 
Arg 
Met 
Asn 
Gln 
Met 
Leu 
Thr Ile 
Ile Ser Met 
Met Lys Ala 
Met Met 
b
FIGURA 2743 Sequências sinal que direcionam as proteínas a dife-
rentes locais nas bactérias. Aminoácidos básicos (em azul) próximos à 
extremidade amino e aminoácidos hidrofóbicos do cerne (em amarelo) es-
tão destacados. Os sítios de clivagem que marcam o final das sequências 
sinal estão indicados por setas cor-de-rosa. Observe que a membrana celular 
interna das bactérias (ver Figura 1-6) é onde o DNA e as proteínas de enve-
lope de fagos fd são montadas para formar as partículas virais. A OmpA é 
a proteína A da membrana externa; a LamB é uma proteína da superfície 
celular receptora do fago l.
FIGURA 2744 Modelo para a exportação de proteí-
nas em bactérias. ➊ Um polipeptídeo recém-traduzi-
do se liga à proteína chaperona citosólica SecB, a qual ➋ 
o leva até a SecA, uma proteína associada ao complexo 
de transporte (SecYEG) na membrana celular bacteriana. 
➌ A SecB é liberada, e a SecA se insere na membrana, for-
çando a passagem de cerca de 20 resíduos de aminoáci-
dos da proteína a ser exportada por meio do complexo 
de transporte. ➍ A hidrólise de um ATP pela SecA fornece 
a energia para que ocorra uma mudança conformacio-
nal, a qual faz a SecA se soltar da membrana, liberando o 
polipeptídeo. ➎ A SecA liga outro ATP, e o próximo seg-
mento de 20 resíduos de aminoácidos é empurrado por 
meio do complexo de transporte presente na membra-
na. As etapas ➍ e ➎ são repetidas até que ➏ toda a pro-
teína tenha passado através da membrana, sendo libera-
da no periplasma. O potencial eletroquímico dentro da 
membrana (definido como 1 e –) também fornece parte 
da energia necessária para o transporte das proteínas.
Citosol
Espaço
periplásmico
❻
❺❹❸
❷
❶
SecYEG
SecA111
222
SecB
ATP ADP 1 Pi ATP
SecB1
1146 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
Cada etapa é facilitada pela hidrólise de ATP, catalisada 
pela SecA.
Uma proteína exportada é, assim, empurrada através 
da membrana por uma proteína SecA localizada na super-
fície citoplasmática, e não puxada pela membrana por uma 
proteína localizada na superfícieperiplásmica. Tal diferen-
ça pode simplesmente refletir a necessidade de a ATPase 
estar onde está o ATP. O potencial eletroquímico através 
da membrana também fornece energia para o transporte da 
proteína, por meio de um mecanismo ainda desconhecido.
Apesar de a maioria das proteínas bacterianas exporta-
das utilizar essa via, algumas seguem uma via alternativa 
que utiliza o reconhecimento de sinais e proteínas recep-
toras homólogas aos componentes da SRP e do receptor de 
SRP eucarióticos (Figura 27-38).
As células importam proteínas por meio de endocitose 
mediada por receptor
Algumas proteínas são importadas do meio externo para 
dentro das células eucarióticas; exemplos são a lipoproteína 
de baixa densidade (LDL), a proteína carreadora de ferro 
transferrina, hormônios peptídicos e proteínas circulantes 
destinadas à degradação. Existem várias vias de importação 
(Figura 27-45). Em uma das vias, as proteínas se ligam a 
receptores em invaginações da membrana denominadas de-
pressões revestidas, nas quais existe uma concentração 
preferencial de receptores endocíticos em relação a outras 
proteínas de superfície celular. As depressões são revestidas, 
no lado citosólico, por uma rede formada pela proteína cla-
trina, a qual forma estruturas poliédricas fechadas (Figura 
27-46). A rede de clatrina aumenta à medida que mais re-
ceptores vão sendo ocupados pelas proteínas-alvo. Por fim, 
uma vesícula endocítica completa ainda ligada à membrana 
se solta da membrana plasmática com ajuda da dinamina, 
uma GTPase grande, e entra no citoplasma. A clatrina é ra-
pidamente removida por enzimas removedoras de revesti-
mento, e a vesícula se funde a um endossomo. A atividade 
ATPásica nas membranas reduz o pH interno do endossomo, 
facilitando a dissociação dos receptores de suas proteínas-
-alvo. Em uma via relacionada, a caveolina causa a invagi-
nação de segmentos da membrana contendo balsas lipídicas 
associadas a certos tipos de receptores (ver Figura 11-22). 
Essas vesículas endocíticas se fundem então com estrutu-
ras internas contendo caveolina, chamadas de caveossomos, 
nos quais as moléculas internalizadas são selecionadas e re-
direcionadas para outras partes da célula, e as caveolinas são 
preparadas para serem recicladas para a superfície da mem-
brana. Também existem vias independentes de clatrina e de 
caveolina; algumas fazem uso da dinamina, e outras não.
FIGURA 2745 Resumo das vias endocí-
ticas em células eucarióticas. As vias de-
pendentes de clatrina e de caveolina fazem 
uso da GTPase dinamina para desprender as 
vesículas da membrana plasmática. Algu-
mas vias não utilizam clatrina nem caveoli-
na; algumas delas fazem uso da dinamina, 
enquanto outras não.
Endocitose
dependente
de clatrina
Dinamina
Clatrina
Caveolina
Remoção do
revestimento
Endocitose
dependente
de caveolina
Vias independentes de
clatrina e de caveolina
Endossomo primário
Caveossomo
Cadeia
leve
Cadeia
pesada
(a) (b)
~80
nm
(c) 0,1 mm
FIGURA 2746 Clatrina. (a) Três cadeias leves (L) (Mr 35.000) e três cadeias 
pesadas (H) (Mr 180.000) da unidade de clatrina (HL)3, organizadas em uma es-
trutura de três pernas chamada de tríscele. (b) Os trísceles tendem a se agrupar 
formando redes poliédricas. (c) Micrografia eletrônica de uma depressão reves-
tida presente na face citosólica da membrana plasmática de um fibroblasto.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1147
As proteínas e os receptores importados seguem então 
seus caminhos separados, e seus destinos variam conforme 
o tipo de célula e de proteína. A transferrina e seu receptor 
são, no fim, reciclados. Alguns hormônios, fatores de cres-
cimento e complexos do sistema imune, após induzirem a 
resposta celular apropriada, são degradados juntamente 
com seus receptores. A LDL é degradada depois que o co-
lesterol associado a ela tenha sido levado até seu destino, 
mas o receptor de LDL é reciclado (ver Figura 21-41).
A endocitose mediada por receptor é utilizada por algu-
mas toxinas e por alguns vírus para a entrada nas células. 
O vírus da influenza, a toxina diftérica e a toxina da cólera 
entram na célula desta maneira.
A degradação de proteínas é mediada por sistemas 
especializados em todas as células
A degradação de proteínas evita o acúmulo de proteínas 
anormais ou não desejáveis e permite a reciclagem dos ami-
noácidos. A meia-vida das proteínas eucarióticas varia de 
30 segundos até muitos dias. Muitas proteínas apresentam 
uma taxa de renovação rápida, se for considerado o tempo 
de vida de uma célula, embora umas poucas (como a he-
moglobina) possam durar por toda a vida da célula (cerca 
de 110 dias no caso de um eritrócito). As proteínas rapida-
mente degradadas incluem aquelas que são defeituosas em 
virtude da inserção de aminoácidos errados ou em virtude 
de danos acumulados durante o funcionamento normal. As 
enzimas que atuam em pontos-chave da regulação de vias 
metabólicas geralmente apresentam uma rápida renovação.
As proteínas defeituosas e aquelas com meia-vida ca-
racteristicamente curta em geral são degradadas tanto nas 
células bacterianas como nas eucarióticas por sistemas ci-
tosólicos seletivos dependentes de ATP. Um segundo siste-
ma, que opera nos lisossomos das células de vertebrados, 
recicla os aminoácidos das proteínas de membrana, das 
proteínas extracelulares e das proteínas de meia-vida ca-
racteristicamente longa.
Em E. coli, muitas proteínas são degradadas por uma 
protease dependente de ATP denominada Lon (o nome se 
refere à “forma longa” das proteínas, que somente é obser-
vada quando essa protease está ausente). Essa protease é 
ativada na presença de proteínas defeituosas ou de proteí-
nas destinadas a uma rápida rotatividade; duas moléculas 
de ATP são hidrolisadas para cada ligação peptídica clivada. 
Ainda não está claro qual é o exato papel dessa hidrólise de 
ATP. Uma vez que a proteína tenha sido reduzida a peque-
nos peptídeos inativos, outras proteases independentes de 
ATP completam o processo de degradação.
A via dependente de ATP em células eucarióticas é 
um tanto diferente, envolvendo a proteína ubiquitina, a 
qual, como o nome sugere, está presente em todos os rei-
nos eucarióticos. Sendo uma das proteínas mais altamente 
conservadas que se conhece, a ubiquitina (composta por 
76 resíduos de aminoácidos) é essencialmente idêntica em 
organismos muito diferentes, como, por exemplo, em le-
veduras e humanos. A ubiquitina é ligada covalentemente 
a proteínas destinadas à destruição por meio de uma via 
dependente de ATP, que envolve três tipos diferentes de 
enzimas, denominadas enzimas ativadoras E1, enzimas con-
jugadoras E2 e ligases E3 (Figura 27-47).
As proteínas ubiquitinadas são degradadas por um gran-
de complexo conhecido como proteassomo 26S (Mr 2,5 3 
106) (Figura 27-48). O proteassomo eucariótico consiste 
em duas cópias, cada uma de, no mínimo, 32 subunidades 
diferentes, a maioria das quais é altamente conservada, de 
leveduras até humanos. O proteassomo contém dois tipos 
principais de subcomplexos, uma partícula central em for-
ma de barril e partículas reguladoras em cada lado do bar-
O
C
O
O2
C
HS
HS
O
C S
O
C S
H2N
NH
HS
ATP1HS
Ubiquitina
E1
E1
AMP 1 PPi
E2
E2
E2
Ubiquitina
Ubiquitina
Ubiquitina
E3
Lys Proteína-alvo
Proteína-alvoLys
Ciclos repetidos
levam à ligação de
ubiquitinas adicionais
E1
FIGURA 2747 Via em três etapas por meio da qual a ubiquitina é 
ligada a uma proteína. Dois intermediários diferentes de enzima-ubi-
quitina estão envolvidos. O grupo carboxila livre do resíduo de Gly da ex-
tremidade carboxil da ubiquitina liga-se primeiro a uma enzima ativadora 
da classe E1 por meio de um tioéster. A ubiquitina é então transferida para 
uma enzima conjugadora E2. Uma ligase E3 finalmente catalisa a transfe-
rência da ubiquitina da E2 para o alvo, ligando a ubiquitina, por meio de 
uma ligação amida (isopeptídica), a um grupo «-amino de um resíduo de 
Lys da proteína-alvo. Ciclosadicionais produzem poliubiquitina, políme-
ro covalente composto por subunidades de ubiquitina que direcionam a 
proteína ligada para que essa seja destruída nos eucariotos. Múltiplas vias 
desse tipo, com diferentes alvos das proteínas, estão presentes na maioria 
das células eucarióticas.
1148 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
ril. A partícula central de 20S consiste em quatro anéis; os 
anéis externos são formados por sete subunidades a, e os 
internos por sete subunidades b. Três das sete subunida-
des em cada anel b apresentam atividade proteásica, cada 
uma com diferentes especificidades de substrato. Os anéis 
empilhados da partícula central formam a estrutura seme-
lhante a um barril dentro da qual as proteínas-alvo são de-
gradadas. A partícula reguladora 19S de cada extremidade 
da partícula central contém aproximadamente 18 subu-
nidades, incluindo algumas que reconhecem e se ligam a 
proteínas ubiquitinadas. Seis das subunidades são AAA1 
ATPases (ver Capítulo 25), que provavelmente funcionam 
desdobrando as proteínas ubiquitinadas e transportando o 
polipeptídeo desdobrado para dentro da partícula central, 
para que ocorra a degradação do mesmo. A partícula 19S 
também desubiquitina as proteínas à medida que essas vão 
sendo degradadas no proteassomo. A maioria das células 
tem complexos de regulação adicionais que podem subs-
tituir a partícula 19S. Esses reguladores alternativos não 
hidrolisam ATP e não ligam ubiquitina, mas são importan-
tes para a degradação de proteínas celulares específicas. O 
proteassomo 26S pode ser efetivamente “assessorado”, com 
complexos de regulação que mudam conforme mudam as 
condições na célula.
Nem todos os sinais que desencadeiam a ubiquitinação 
são bem compreendidos ainda. Apesar disso, um sinal sim-
ples foi encontrado. Para muitas proteínas, a identidade do 
primeiro resíduo que permanece após a remoção do resíduo 
Met aminoterminal, e qualquer outro processamento pro-
teolítico pós-traducional da extremidade aminoterminal, 
apresenta grande influência na meia-vida (Tabela 27-9). 
Esses sinais aminoterminais foram conservados ao longo de 
bilhões de anos de evolução e são os mesmos nos sistemas 
de degradação de proteínas em bactérias e na via de ubi-
quitinação em humanos. Sinais mais complexos, como a se-
quência de destruição discutida no Capítulo 12 (ver Figura 
12-47), também vêm sendo identificados.
A proteólise dependente de ubiquitina é importante 
tanto para a regulação de processos celulares como para a 
eliminação de proteínas defeituosas. Muitas proteínas so-
licitadas em apenas um estágio do ciclo de uma célula eu-
cariótica são rapidamente degradadas pela via dependente 
de ubiquitina após completarem sua função. A destruição 
da ciclina dependente de ubiquitina é crucial para a regu-
lação do ciclo celular (ver Figura 12-47). Os componentes 
E1, E2 e E3 da via de ubiquitinação (Figura 27-47) são, na 
verdade, grandes famílias de proteínas. Enzimas E1, E2 e 
E3 diferentes apresentam especificidades diferentes para 
proteínas-alvo e, portanto, regulam processos celulares di-
ferentes. Algumas dessas enzimas ficam muito concentra-
das em determinados compartimentos celulares, refletindo 
uma função especializada.
Não é de surpreender que defeitos na via de ubiquitina-
ção tenham implicação em uma variedade de estados 
patológicos. A incapacidade de degradar algumas proteínas 
que ativam a divisão celular (produtos de oncogenes) pode 
levar à formação de tumores, enquanto o mesmo efeito pode 
ser causado por uma degradação muito rápida de proteínas 
que atuam como supressores tumorais. A degradação não 
eficiente ou muito rápida de proteínas celulares também pa-
rece desempenhar um papel em uma variedade de outras 
condições: doenças renais, asma, doenças neurodegenerati-
vas como Alzheimer e Parkinson (associadas à formação de 
estruturas proteináceas características nos neurônios), fi-
brose cística (causada, em alguns casos, por uma degradação 
muito rápida de um canal de cloreto, resultando em sua per-
da de função; ver Quadro 11-2), síndrome de Liddle (na qual 
(a)
Poliubiquitina
ligada à
proteína substrato
interage com o
proteassomo
Partícula
reguladora
19S
Partícula
reguladora
19S
(b)
Partícula
central
20S
b
a
a
FIGURA 2748 Estrutura tridimensional do proteassomo eucarióti-
co. O proteassomo 26S é altamente conservado em todos os eucariotos. 
As duas subconstruções são a partícula central de 20S e a partícula regu-
ladora de 19S, ou quepe. (a) (PDB ID 3L5Q) A partícula central consiste em 
quatro anéis, organizados de maneira a formar uma estrutura semelhante a 
um barril. Cada um dos anéis internos tem sete subunidades b diferentes 
(marrom-escuro), três das quais têm atividade proteásica. Cada anel externo 
tem sete subunidades a diferentes (marrom-claro). (b) Uma partícula regu-
ladora forma um quepe em cada uma das extremidades da partícula central 
(cinza). (a). A partícula reguladora liga-se a poteínas ubiquitinadas, desdobra-
-as e as transloca para dentro da partícula central, onde elas são degradadas 
a peptídeos de 3 a 25 aminoácidos
TABELA 279 Relações entre a meia-vida de uma proteína e o resíduo de 
aminoácido da sua extremidade amino
Resíduo aminoterminal Meia-vida*
Estabilizadores
Ala, Gly, Met, Ser, Thr, Val .20 h
Desestabilizadores
Gln, Ile ,30 min
Glu, Tyr ,10 min
Pro ,7 min
Asp, Leu, Lys, Phe ,3 min
Arg ,2 min
Fonte: Modificado de Bachmair, A., Finley, D., Varshavsky, A. (1986) In vivo half-
-life of a protein is a function of its aminoterminal residue. Science 234, 179-186.
*As meias-vidas foram medidas em leveduras para a proteína b-galactosidase, 
que foi modificada de forma a possuir um resíduo aminoterminal diferente em 
cada experimento. As meias-vidas variam para diferentes proteínas e em diferen-
tes organismos, mas esse padrão geral parece manter-se em todos os organismos.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1149
um canal de sódio no rim não é degradado, levando à absor-
ção de Na1 em excesso e a um início precoce de hiperten-
são) – e muitas outras doenças. Fármacos desenvolvidos 
para inibir a função proteassômica estão sendo utilizados 
como tratamentos potenciais para algumas dessas condi-
ções. Em um ambiente metabólico que sofre constantes mu-
danças, a degradação de proteínas é tão importante para a 
sobrevivência de uma célula quanto à síntese proteica, e 
muito ainda está por ser descoberto a respeito dessas inte-
ressantes vias. ■
RESUMO 27.3 Endereçamento e degradação das proteínas
 c Após serem sintetizadas, muitas proteínas são direcio-
nadas para locais específicos na célula. Um dos mecanis-
mos de endereçamento envolve uma sequência peptídi-
ca sinalizadora, geralmente encontrada na extremidade 
amino de uma proteína recém-sintetizada.
 c Nas células eucarióticas, uma classe de sequências sinal 
é reconhecida pela partícula de reconhecimento de si-
nal (SRP), a qual se liga à sequência sinal logo que essa 
aparece no ribossomo e transfere todo o ribossomo e 
o polipeptídeo incompleto para o RE. Os polipeptíde-
os contendo essas sequências sinal são transportados 
para dentro do lúmen do RE à medida que vão sendo 
sintetizados; no lúmen, eles podem ser modificados e 
transportados para o aparelho de Golgi, para depois se-
rem selecionados e enviados para os lisossomos, para a 
membrana plasmática ou para vesículas de transporte.
 c As proteínas direcionadas para mitocôndrias e cloro-
plastos nas células eucarióticas e aquelas destinadas 
para exportação nas bactérias também fazem uso de 
uma sequência sinal aminoterminal.
 c As proteínas direcionadas para o núcleo têm uma se-
quência sinal interna que, diferentemente de outras 
sequências sinal, não é clivada após o endereçamento 
adequado da proteína.
 c Algumas células eucarióticas importam proteínas por 
meio de endocitose mediada por receptor.
 c Todas as células no final degradam proteínas utilizando 
sistemas proteolíticos especializados.As proteínas de-
feituosas e aquelas destinadas a uma rápida renovação 
são geralmente degradadas por um sistema dependente 
de ATP. Nas células eucarióticas, as proteínas são, pri-
meiramente, marcadas pela ligação à ubiquitina, uma 
proteína altamente conservada. A proteólise dependen-
te de ubiquitina é realizada pelos proteassomos – tam-
bém altamente conservados – e é crucial para a regula-
ção de muitos processos celulares.
Termos-chave
Termos em negrito estão definidos no glossário.
aminoacil-tRNA 1104
aminoacil-tRNA-sintase 
1104
tradução 1104
códon 1104
fase de leitura 1105
códon de iniciação 1107
códons de terminação 
1107
fase de leitura aberta 
(ORF) 1107
anticódon 1109
hipótese da 
oscilação 1110
mudança de fase de 
leitura de tradução 
1111
edição do RNA 1111
iniciação 1127
sequência de 
Shine-Dalgarno 1127
sítio aminoacil (A) 1128
sítio peptidil (P) 1128
sítio de saída (E) 1128
complexo de 
iniciação 1128
alongamento 1129
fatores de alongamento 
1129
peptidil-transferase 1132
translocação 1132
terminação 1134
fatores de liberação 
1134
supressor sem sentido 
1134
polissomo 1135
modificação 
pós-traducional 1136
puromicina 1138
tetraciclina 1138
cloranfenicol 1138
cicloeximida 1138
estreptomicina 1138
toxina diftérica 1139
ricina 1139
sequência sinal 1140
partícula de reconhecimento 
de sinal (SRP) 1140
complexo de translocação de 
peptídeos 1140
tunicamicina 1141
sequência de localização 
nuclear (NLS) 1144
depressões revestidas 1146
clatrina 1146
dinamina 1146
ubiquitina 1147
proteassomo 1147
Leituras adicionais
Código genético
Ambrogelly, A., Palioura, S., & Söll, D. (2007) Natural expansion 
of the genetic code. Nat. Chem. Biol. 3, 29–35.
Blanc, V. & Davidson, N.O. (2003) C-to-U RNA editing: mechanisms 
leading to genetic diversity. J. Biol. Chem. 278, 1395–1398.
Crick, F.H.C. (1966) The genetic code: III. Sci. Am. 215 (October), 
55–62.
Uma visão geral criteriosa do código genético em uma época em 
que as palavras do código haviam sido há pouco desvendadas.
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Problemas
1. Tradução do RNA mensageiro Quais seriam as sequên-
cias de aminoácidos dos peptídeos formados pelos ribossomos 
em resposta às seguintes sequências de mRNA, considerando 
que a fase de leitura inicia com as três primeiras bases em cada 
sequência?
(a) GGUCAGUCGCUCCUGAUU
(b) UUGGAUGCGCCAUAAUUUGCU
(c) CAUGAUGCCUGUUGCUAC
(d) AUGGACGAA
2. Quantas sequências diferentes de mRNA podem es-
pecificar uma sequência de aminoácido? Escreva todas as 
sequências possíveis de mRNA que podem codificar o simples 
segmento tripeptídico Leu-Met-Tyr. A sua resposta lhe dará 
uma ideia sobre o número de possíveis mRNA capazes de codi-
ficar um polipeptídeo.
3. A sequência de bases de um mRNA pode ser predi-
ta a partir da sequência de aminoácidos de seu produto 
polipeptídico? Se o quadro de leitura for especificado, uma 
dada sequência de bases de um mRNA codificará uma – e ape-
nas uma – sequência de aminoácidos em um polipeptídeo. A 
partir de uma dada sequência de resíduos de aminoácidos em 
uma proteína, como, por exemplo, o citocromo c, é possível 
predizer uma sequência única de bases do seu mRNA codifi-
cante? Dê razões para sua resposta.
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1151
4. Codificação de um polipeptídeo a partir de DNA fita 
dupla. A fita-molde de um segmento de DNA dupla-hélice 
contém a sequência
(59) CTTAACACCCCTGACTTCGCGCCGTCG(39)
(a) Qual é a sequência de bases do mRNA que pode ser 
transcrita a partir dessa fita?
(b) Que sequência de aminoácidos poderia ser codificada 
pelo mRNA em (a), iniciando na extremidade 59?
(c) Se a fita complementar (não molde) desse DNA fosse 
transcrita e traduzida, a sequência de aminoácidos resultante 
seria a mesma que em (b)? Explique o significado biológico da 
sua resposta.
5. A metionina tem apenas um códon. A metionina é um 
dos dois aminoácidos com apenas um códon. Como é que o 
único códon que codifica a metionina especifica tanto o resí-
duo inicial como os resíduos de Met internos dos polipeptídeos 
sintetizados pela E. coli?
6. mRNAs sintéticos. O código genético foi elucidado com 
polirribonucleotídeos sintetizados enzimaticamente ou quimi-
camente em laboratório. Considerando o atual conhecimento 
sobre o código genético, como você faria um polirribonucleo-
tídeo que pudesse servir como um mRNA codificando predo-
minantemente muitos resíduos Phe e um pequeno número de 
resíduos Leu e Ser? Que outro(s) aminoácido(s) poderia(m) 
ser codificado(s) por esse polirribonucleotídeo, mas em meno-
res quantidades?
7. Custo energético da biossíntese de proteínas. De-
termine o mínimo de energia necessário, em termos de equiva-
lentes de ATP utilizados, para a biossíntese da cadeia de b-glo-
bina da hemoglobina (146 resíduos), tendo como componentes 
de partida todos os aminoácidos necessários, ATP e GTP. Com-
pare sua resposta com a quantidade de energia gasta para a 
biossíntese de uma cadeia linear de glicogênio de 146 resíduos 
de glicose unidos por ligações (a1S4), a partir de um conjun-
to de precursores incluindo glicose, UTP e ATP (Capítulo 15). 
Com base nos seus dados, qual é o custo extra de energia para 
se produzir uma proteína na qual todos os resíduos estão orde-
nados em uma sequência específica, quando comparado com o 
custo de se produzir um polissacarídeo com o mesmo número 
de resíduos, mas sem o conteúdo de informação da proteína?
Além do custo direto de energia para a síntese de uma pro-
teína, existem gastos indiretos de energia – aqueles requeridos 
para que a célula produza as enzimas necessárias para a sín-
tese proteica. Compare a magnitude dos custos indiretos para 
que uma célula eucariótica realize a biossíntese de cadeias de 
glicogênio lineares (a1S4) e a biossíntese de polipeptídeos, 
em termos de maquinarias enzimáticas envolvidas.
8. Pressupondo anticódons a partir de códons. A maio-
ria dos aminoácidos tem mais de um códon e se liga a mais 
de um tRNA, cada qual com um anticódon diferente. Escreva 
todos os anticódons possíveis para os quatro códons de glicina: 
(59)GGU, GGC, GGA e GGG.
(a) Com base na sua resposta, quais posições, nos anticó-
dons, são as principais determinantes para a especificidade dos 
seus códons, no caso da glicina?
(b) Qual(is) pareamento(s) códon-anticódon possui(em) 
um par de bases oscilante?
(c) Em qual dos pareamentos códon-anticódon todas as 
três posições apresentam fortes ligações de hidrogênio de 
Watson-Crick?
9. Efeito das mudanças em uma única base para a se-
quência de aminoácidos. Muitas evidências importantes 
que confirmam o código genético surgiram analisando-se as 
mudanças nas sequências de aminoácidos de proteínas mutan-
tes após a alteração de uma única base no gene que codifica 
a proteína. Quais das seguintes substituições de aminoácidos 
seriam consistentes com o código genético no caso de as alte-
rações terem sido causadas pela mudança de uma única base? 
Quais não resultam de uma única mudança de base? Por quê?
(a) PheSLeu (e) IleSLeu
(b) LysSAla (f) HisSGlu
(c) AlaSThr (g) ProSSer
(d) PheSLys
10. A resistência do código genético às mutações. A 
sequência de RNA abaixo representa o início de uma fase de 
leitura. Que alterações podem ocorrer em cada posição sem 
que haja mudança no aminoácido codificado?
(59) AUGAUAUUGCUAUCUUGGACU
11. Princípio da mutação das células falciformes. A he-
moglobina das células falciformes tem um resíduo de Val na 
posição 6 da cadeia da b-globina, em vez do resíduo de Glu 
encontrado na hemoglobina A normal. Você seria capaz de pre-
dizer qual mudança ocorreu no códon de DNA para glutamato 
que causou a substituição do Glu pela Val?
12. Edição pelas aminoacil-tRNA-sintases. A isoleucil-
-tRNA-sintase apresenta uma função de revisão que garante 
a fidelidade da reação de aminoacilação, mas a histidil-tRNA-
-sintase não tem essa função. Explique.
13. A importância de um “segundo código genético”. 
Algumas aminoacil-tRNA-sintases não reconhecem e não se 
ligam ao anticódon de seus tRNA correspondentes, mas usam 
outras características estruturais dos tRNA para conferir a es-
pecificidade de ligação. Os tRNA para alanina aparentemente 
se encaixam nessa categoria.
(a) Quais características do tRNAAla são reconhecidas pela 
Ala-tRNA-sintase?
(b) Descreva as consequências da mutação CSG na tercei-
ra posição do anticódon do tRNAAla.
(c) Que outros tipos de mutação podem ter efeitos seme-
lhantes?
(d) Mutações desses tipos nunca são encontradas em po-
pulações naturais de organismos. Por quê? (Dica: considere o 
que poderia ocorrer tanto em proteínas individuais como no 
organismo como um todo.)
14. O papel dos fatores de tradução. Um pesquisador 
isolou variantes mutantes dos fatores de transcrição bacteria-
nos IF-2, EF-Tu e EF-G. Em cada caso, a mutação permite o 
enovelamento apropriado da proteína e a ligação de GTP, mas 
não permite a hidrólise do GTP. Em qual etapa a tradução seria 
bloqueada por cada proteína mutante?
15. Mantendo a fidelidade da síntese proteica. Os meca-
nismos químicos utilizados para evitar erros na síntese proteica 
são diferentes daqueles utilizados durante a replicação do DNA. 
As DNA-polimerases fazem uso da atividade de edição exonu-
cleásica 39S59 para remover nucleotídeos pareados incorreta-
mente inseridos em uma fita de DNA nascente. Não existe fun-
ção de edição análoga nos ribossomos, e, de fato, a identidade 
de um aminoácido em um tRNA que chega no ribossomo e que 
é ligado ao polipeptídeo nascente nunca é conferida. Uma etapa 
1152 DAV I D L . N E L S O N & MI C H A E L M . COX
de revisão que hidrolisasse a recém-formada ligação peptídica 
depois que um aminoácido incorreto tivesse sido inserido em 
um polipeptídeo nascente (análoga à etapa de edição das DNA-
-polimerases) não seria prática. Por quê? (Dica: Considere como 
a ligação entre o polipeptídeo nascente e o mRNA é mantida 
durante o alongamento; ver Figuras 27-29 e 27-30.)
16. Deduzindo a localização celular deuma proteína.
 O gene para um polipeptídeo eucariótico de 300 resíduos de 
aminoácidos é alterado de forma que a sequência sinal reco-
nhecida pela SRP fica na extremidade aminoterminal do po-
lipeptídeo, e um sinal de localização nuclear (NLS) existe na 
região interna, iniciando no resíduo 150. Em que local da célula 
essa proteína é provavelmente encontrada?
17. Exigências para o transporte de proteínas através 
da membrana. A proteína OmpA secretada por bactérias tem 
um precursor, ProOmpA, o qual tem a sequência sinal amino-
terminal necessária para a secreção. Se a ProOmpA purificada 
é desnaturada com ureia 8 M, e a ureia é posteriormente re-
movida (p. ex., passando rapidamente a solução proteica por 
uma coluna de gel-filtração), a proteína pode ser transportada, 
in vitro, através de membranas bacterianas internas isoladas. 
No entanto, o transporte se torna impossível se a ProOmpA 
for primeiro incubada por algumas horas na ausência de ureia. 
Além disso, a capacidade de transporte é mantida por um pe-
ríodo mais longo se a ProOmpA for antes incubada na presença 
de outra proteína bacteriana denominada fator de desencadea-
mento. Descreva a provável função desse fator.
18. Capacidade de codificação de proteínas de um DNA 
viral. O genoma de 5.386 pb do bacteriófago fX174 inclui ge-
nes para 10 proteínas, designadas de A a K, com os tamanhos 
mostrados na tabela a seguir. Quanto DNA seria necessário 
para codificar essas 10 proteínas? Como você conciliaria o ta-
manho do genoma do fX174 com sua capacidade de codificar 
proteínas?
Proteína
Número de resíduos
de aminoácidos Proteína
Número de resíduos
de aminoácidos
A 455 F 427
B 120 G 175
C 86 H 328
D 152 I 38
E 91 J 56
Problema de análise de dados
19. Desenhando proteínas pela utilização de genes 
gerados ao acaso. Estudos acerca das sequências de ami-
noácidos e das correspondentes estruturas tridimensionais de 
proteínas nativas e mutantes levaram a elucidações significati-
vas sobre os princípios que governam o enovelamento de pro-
teínas. Uma maneira importante para testar essas ideias seria 
desenhar uma proteína com base nesses princípios e verificar 
se ela se dobra conforme esperado.
Kamtekar e colaboradores (1993) se basearam em aspec-
tos do código genético para gerar sequências aleatórias de 
proteínas, com padrões definidos de resíduos hidrofílicos e 
hidrofóbicos. A elegante abordagem empregada combinava o 
conhecimento acerca da estrutura de proteínas, das proprie-
dades dos aminoácidos e do código genético para investigar 
fatores que influenciam a estrutura das proteínas.
Eles se propuseram a gerar um conjunto de proteínas com 
a estrutura simples de quatro hélices, mostrada no final do pa-
rágrafo, com hélices a (mostradas como cilindros) conectadas 
por segmentos de alças aleatórias (em vermelho-claro). Cada 
hélice a é anfipática – os grupos R de um lado da hélice são 
exclusivamente hidrofóbicos (em amarelo), e aqueles do outro 
lado são exclusivamente hidrofílicos (em azul). Seria de se es-
perar que uma proteína consistindo em quatro dessas hélices, 
separadas por curtos segmentos de alças aleatórias, se dobras-
se de forma que os lados hidrofílicos das hélices ficariam volta-
dos para o solvente.
COO2
NH3
1 1
COO2
NH3
hélice a anfipática Feixe de quatro hélices
(a) Que forças ou interações mantêm as quatro hélices a 
unidas nessa estrutura?
A Figura 4-4a mostra um segmento de hélice a consistindo 
em 10 resíduos de aminoácidos. Com o bastão central cinza 
atuando como um divisor, quatro dos grupos R (esferas púr-
pura) se estendem a partir do lado esquerdo da hélice e seis a 
partir do lado direito.
(b) Numere os grupos R na Figura 4-4a, da parte superior 
(aminoterminal; 1) para a parte inferior (carboxiterminal; 10). 
Quais grupos R se estendem a partir do lado esquerdo e quais 
a partir do lado direito?
(c) Suponha que você quisesse desenhar esse segmento de 
10 aminoácidos a fim de montar uma hélice anfipática, com o lado 
esquerdo hidrofílico e o lado direito hidrofóbico. Forneça uma se-
quência de 10 aminoácidos que potencialmente se dobraria em 
tal estrutura. Há muitas respostas corretas para esta questão.
(d) Forneça uma sequência de DNA fita dupla que poderia 
codificar a sequência de aminoácidos que você escolheu em 
(c). (Sendo a região interna de uma proteína, você não precisa 
incluir códons iniciadores nem de término.)
Em vez de desenhar proteínas com sequências específi-
cas, Kamtekar e colaboradores desenharam proteínas com 
sequências parcialmente aleatórias, com resíduos de aminoá-
cidos hidrofílicos e hidrofóbicos posicionados em um padrão 
controlado. Para isso, eles utilizaram algumas características 
interessantes do código genético para construir uma biblioteca 
de moléculas de DNA sintético com sequências parcialmente 
aleatórias, organizadas seguindo um padrão específico.
Para desenhar uma sequência de DNA que codificasse se-
quências aleatórias de aminoácidos hidrofóbicos, os pesquisa-
dores iniciaram pelo códon degenerado NTN, no qual N pode 
ser A, G, C ou T. Eles preencheram cada posição N incluindo 
uma mistura equimolar de A, G, C e T na reação de síntese de 
DNA, a fim de gerar uma mistura de moléculas de DNA com 
diferentes nucleotídeos nesta posição (ver Figura 8-35). De 
PR I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E LE H N I N G E R 1153
forma semelhante, para codificar sequências aleatórias de ami-
noácidos polares, eles partiram do códon degenerado NAN e 
usaram uma mistura equimolar de A, G e C (mas, nesse caso, 
sem o T) para preencher as posições N.
(e) Quais aminoácidos podem ser codificados pelo triplete 
NTN? Nesse grupo, todos os aminoácidos são hidrofóbicos? O 
grupo inclui todos os aminoácidos hidrofóbicos?
(f) Quais aminoácidos podem ser codificados pelo triplete 
NAN? Todos esses aminoácidos são polares? O grupo inclui to-
dos os aminoácidos polares?
(g) Ao criar os códons NAN, por que foi necessário deixar 
T fora da mistura de reação?
Kamtekar e colaboradores clonaram essa biblioteca de se-
quências aleatórias de DNA em plasmídeos, selecionaram 48 
que produziam o padrão correto de aminoácidos hidrofóbicos e 
hidrofílicos e os expressaram em E. coli. O desafio seguinte era 
determinar se as proteínas se dobravam conforme o esperado. 
Seria muito demorado expressar cada proteína, cristalizá-la e 
determinar a sua estrutura tridimensional completa. Em vez 
disso, os pesquisadores utilizaram a maquinaria de processa-
mento proteico de E. coli para excluir as sequências que le-
vavam à produção de proteínas muito defeituosas. Nessa fase 
seletiva inicial, eles mantiveram apenas aqueles clones que 
resultaram em uma banda de proteínas com o peso molecular 
esperado na análise por eletroforese em gel de poliacrilamida 
contendo SDS (ver Figura 3-18).
(h) Por que uma proteína grosseiramente mal dobrada não 
formaria uma banda com o peso molecular esperado, quando 
analisada eletroforeticamente?
Várias proteínas passaram nesse teste inicial, e análises 
mais aprofundadas mostraram que elas apresentavam, de fato, 
a estrutura de quatro hélices prevista.
(i) Por que nem todas as proteínas com sequências aleató-
rias que passaram no primeiro teste seletivo produziram estru-
turas de quatro hélices?
Referência
Kamtekar, S., Schiffer, J.M., Xiong, H., Babik, J.M., & 
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