Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis

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INSTRUMENTAÇÃO 
BIOMÉDICA 
Ana Paula Aquistapase Dagnino
Equipamentos gerais do 
laboratório, vidrarias 
e descartáveis
Objetivos de aprendizagem
Ao final deste texto, você deve apresentar os seguintes aprendizados:
 � Identificar os equipamentos de uso geral em laboratórios, suas carac-
terísticas e suas funções.
 � Descrever as principais vidrarias de uso laboratorial e suas funções.
 � Analisar o instrumental descartável utilizado em laboratórios.
Introdução
Neste capítulo, você vai compreender que o total conhecimento do fun-
cionamento e também da aplicação de equipamentos como microscópio, 
centrífuga e pipetas, está diretamente relacionado à realização de exames 
com confiabilidade analítica e a resultados fidedignos. Fatores importantes 
como a correta lavagem das vidrarias, assim como o descarte adequado 
de resíduos descartáveis são fundamentais para um bom gerenciamento 
de laboratório, em suas mais diversas áreas.
Equipamentos de uso geral em laboratórios
Ao entrar em um laboratório pela primeira vez, é possível observar um am-
biente com inúmeros equipamentos e vidrarias dispostos tanto em bancadas, 
em armários e em prateleiras quanto no chão e, muitas vezes, até mesmo nos 
corredores. Com o passar do tempo, esse ambiente se torna totalmente familiar; 
no entanto, para o planejamento dos experimentos científicos, para a identi-
ficação de agentes patogênicos em exames clínicos e para o entendimento de 
como algumas falhas no processo mecânico podem induzir a algum erro nos 
resultados obtidos é essencial conhecer o funcionamento de cada equipamento.
Para o bom funcionamento do laboratório deve existir uma organização 
dos espaços em comum, utilizados tanto por você quanto por seus colegas. 
As bancadas são, de modo geral, ambientes públicos e, assim, utensílios 
como pipetas e caixas de ponteiras, por exemplo, devem ser colocados em 
seu devido lugar após o uso.
É importante que, antes da utilização de qualquer equipamento, você acom-
panhe alguém que saiba utilizá-lo e que você leia o procedimento operacional 
padrão (POP). Nos laboratórios, o emprego dos POPs é corriqueiro para cada 
equipamento. Nesse documento, são detalhadas informações relevantes para 
a utilização dos equipamentos, assim como as suas características gerais, a 
descrição de seus componentes, as instruções de uso, além da calibração, da 
manutenção e da conservação.
Em uma típica bancada de laboratório, podemos encontrar pequenos 
equipamentos como o vórtex, a chapa quente, o agitador, o banho-maria e o 
ultrassom, entre outros. O banho-maria é muito utilizado para o aquecimento 
de líquidos, como o meio de cultivo, ou soluções de tripsina, assim como 
para o descongelamento de soro fetal bovino (SFB); além de ser amplamente 
utilizado em laboratórios de análise bioquímica para incubação de reações. 
Em laboratórios de microbiologia, outro equipamento encontrado sobre as 
bancadas é o bico de Bunsen; um bico de gás muito utilizado para a assepsia 
de alças e da boca de frascos.
Câmaras de contagem de células 
A câmara de contagem ou hemocitômetro é um método manual para con-
tagem de células, utilizado para a estimativa da quantidade de eritrócitos, 
de leucócitos, de bactérias, de esporos e de fungos em aplicações biológicas 
(urina, sangue, sêmen, líquido cefalorraquidiano, líquido sinovial e líquidos 
cavitários). Existem diferentes tipos de câmaras de contagem, mas a Neubauer 
é a mais utilizada. A câmara de Neubauer é a escolha para a contagem de 
células, de bactérias ou de fungos em altas ou baixas concentrações. Por outro 
lado, a câmara de Fuchs Rosenthal é escolha para a contagem em líquidos 
com pouco celularidade, como o líquido cefalorraquidiano. A contagem de 
eritrócitos em sangue total é feita pela contagem automatizada.
Para a correta contagem muitos laboratórios utilizam a técnica de zigue-
-zague (Figura 1A), para não haver repetição do quadrante, e a técnica do “L” 
(Figura 1B), para que não ocorra a contagem da mesma célula que se encontra 
na intersecção de dois quadrantes. 
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis2
Figura 1. Contagens em zigue-zague (A) e em “L” (B).
(a) (b)
Para a contagem de leucócitos são utilizados os quadrantes nos cantos A, 
B, C e D (Veja a Figura 2). Cada quadrante tem um volume de 1/10 mm3 ou 
0,1 mm3. 
Figura 2. Retículo da Neubauer com quadrantes para contagem celular 
e vista lateral da câmara.
Fonte: Mcpherson e Pincus (2013, p. 541).
3Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
A seguinte fórmula pode ser aplicada para a contagem de leucócitos: 
A superfície contada corresponde à área dos quadrantes onde avaliamos as 
“células contadas” (em mm2) e a profundidade da câmara equivale a 0,1 mm. 
A escolha da diluição é baseada na análise visual do líquido biológico, quanto 
mais células (mais turvo) maior será o fator de diluição. Assim, quanto menos 
células (translúcido) menor será a diluição aplicada.
Veja, a seguir, um exemplo de cálculo da contagem de leucócitos.
Células contadas: 30 leucócitos
Quadrantes utilizados: A, B, C e D = 4
Superfície: 4 × 1 mm2 
Profundidade: 0,1 mm
Diluição: 1:200
Microscópio
O microscópio proporciona imagens com alta resolução e a ampliação de 
estruturas microscópicas, como bactérias, fungos, parasitas, células ou es-
truturas internas das células. Existem diversos modelos de microscópios com 
aplicações em inúmeras áreas, mas um dos mais utilizados é o microscópio 
ótico, utilizado, por exemplo, para verificar o cultivo celular. Esse aparelho, 
em especial, é muito utilizado em laboratórios de análises clínicas na hema-
tologia, na microbiologia, na parasitologia, na uroanálise, principalmente nos 
seguintes procedimentos:
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis4
 � exame diferencial de células sanguíneas;
 � observação de elementos presentes no sedimento urinário ou de para-
sitas nas fezes;
 � visualização de bactérias no exame bacterioscópico. 
Enquanto o microscópio óptico tem como princípio a refração da luz, o 
microscópio eletrônico utiliza feixes de elétrons. O microscópio óptico possui 
as lentes oculares (10 ×) e as lentes objetivas de menor aumento (4 × e 10 ×), 
maior aumento (40 ×) e de imersão (100 ×). Esta última necessita do óleo de 
imersão, que tem a finalidade de impedir a dispersão dos raios luminosos, 
aumentando a resolução da imagem. Essa refração da luminosidade ocorre em 
razão do espaço de ar existente entre a objetiva e a lâmina. O óleo de imersão 
possui um índice de refração próximo ao do vidro da lâmina, o que diminui 
a dispersão da luz. Para saber a potência de ampliação do material analisado 
é preciso multiplicar a ampliação das duas lentes, da objetiva e da ocular 
utilizadas. Por exemplo, se estivermos usando uma lente ocular com aumento 
de 10 × e uma lente objetiva com aumento de 40 ×, a potência de ampliação 
é de 400 ×. Entre os diferentes elementos que compõem o microscópio ótico 
temos os itens listados a seguir.
 � Revólver — peça que comporta as objetivas e permite a troca da objetiva 
por movimento giratório;
 � tubo — peça que comporta as oculares;
 � condensador — concentra os raios luminosos incidentes;
 � platina — suporte para a lâmina, que pode ser regulada com o macro 
e o micrométrico para cima ou para baixo para ajuste de foco; 
 � macrométrico — possui a função de regular a altura da platina para 
um ajuste grosseiro;
 � micrométrico — permite um ajuste fino do foco; 
 � charriot — permite o movimento da lâmina sobre a platina;
 � fonte de luz — pode ser uma lâmpada ou um espelho que reflete a luz;
 � diafragma — regula a intensidade de luz que chega até a lâmina a ser 
observada.
5Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
Na Figura 3, estão descritos os componentes do microscópio ótico.
Figura 3. Componentes do microscópio ótico. 
Fonte: Adaptada de RTimages/Shutterstock.com.
Oculares
Tubo
Revólver
Condensador
Fonte de luz
Macrométrico
MicrométricoPlatina
Objetivas
A escolha do microscópio a ser utilizado depende do tipo de amostra a ser 
analisada e do que se deseja analisar. A seguir, podemos observar os principais 
tipos de microscopia e suas indicações:
 � de campo claro — observação de células e tecidos, amostras vivas 
ou fixadas;
 � de campo escuro — visualização de amostras com pouco contraste, 
como espiroquetas;
 � de contraste de fase — em razão das diferenças de densidade conver-
tidas em visibilidade, esse tipo de microscopia permite a observação 
de microrganismos transparentes, células e tecidos sem corante; além 
da sua utilização na sedimentoscopia urinária com visualização de 
elementos na urina, como eritrócitos dismórficos (alterados morfolo-
gicamente) e cilindros;
 � de fluorescência — com a utilização de uma molécula fluorescente 
que emite luz, é capaz de marcar partes específicas de uma célula ou 
bactéria; muito utilizada para a detecção de antígenos e anticorpos;
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis6
 � de luz polarizada — especialmente importantes para a identificação 
de cristais e gotículas de gordura em elementos presentes na urina;
 � confocal — essa microscopia busca o aumento do contraste da imagem, 
construindo, assim, imagens tridimensionais;
 � eletrônica de varredura — empregada para a observação de estruturas 
externas na superfície da amostra, como o contato entre espermatozoide 
e óvulo; são obtidas imagens tridimensionais;
 � eletrônica de transmissão — por ter uma resolução maior do que a 
microscopia eletrônica de varredura, permite a observação de estruturas 
internas celulares, como organelas.
Para o seu perfeito funcionamento, o microscópio precisa de manutenção 
e limpeza rotineiras. O manuseio do equipamento deve seguir algumas regras 
básicas, as quais veremos a seguir. 
 � Colocar a objetiva de menor aumento e posicionar a platina para baixo, 
prendendo a lâmina sobre ela para iniciar a análise de uma lâmina. 
 � Iniciar a observação com a objetiva de menor aumento e a focalização 
com a utilização do micrométrico.
 � Passar para a próxima objetiva de maior aumento e focalizar com a 
utilização do micrométrico, quando o foco estiver alinhado. Esse passo 
deve ser seguido até atingir o foco desejado. 
 � Utilizar o óleo de imersão de forma criteriosa, uma pequena gota é 
suficiente.
 � Cobrir o microscópio com a sua capa após o uso.
 � Utilizar papel de óptica ou papel de filtro para a limpeza das objetivas 
após a utilização de óleo de imersão. A limpeza com esses papeis es-
peciais deve ser feita de forma suave. O xilol ou o álcool-cetona podem 
ser utilizados para remoção do óleo de imersão que pode ter secado na 
objetiva. As substâncias utilizadas para a remoção do óleo de imersão 
não devem ser utilizadas para limpeza da superfície do microscópio. 
Para isso, deve ser utilizado apenas um pano umedecido com água.
 � Manter a platina limpa e seca. 
 � Limpar as lentes oculares com papel de óptica umedecido com água 
destilada e, posteriormente, secá-las com algodão. Nunca deve-se passar 
os dedos sobre as lentes.
7Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
Centrífuga
Um dos equipamentos mais utilizados em laboratório é a centrífuga, in-
clusive, poucas são as metodologias que não utilizam de, pelo menos, uma 
centrifugação. Esse aparelho tem como função a separação de substâncias 
(células, DNA ou organelas), a concentração de proteínas e a lavagem de pellets. 
Funciona por meio da força centrífuga, caracterizada por ocorrer do centro 
para fora do equipamento, em razão da rotação do rotor contido no interior 
do equipamento. A separação das substâncias se dá pelo giro em velocidade 
alta do rotor com as amostras.
Antes de iniciar qualquer experimento com a centrífuga, é primordial que 
se saiba detalhes a serem utilizados na metodologia, como o tubo, o tempo, a 
temperatura e as rotações por minuto (RPM). Os parâmetros de rotação são 
identificados por RPM ou força centrífuga relativa (RCF), em que o número 
de giros está relacionado ao raio do rotor em milímetros. 
A centrífuga é um equipamento fabricado para suportar altas rotações. 
No mercado, existem diferentes tipos de centrífugas, desde as mais simples 
até as mais robustas, que possuem refrigeração e permitem a troca de rotor, 
específicas para microtubos ou tubos Falcons. As centrífugas de bancadas 
de laboratórios de análises clínicas, em geral, alcançam até 6.000 rpm. Em 
contrapartida, ultracentrífugas utilizadas para a separação de componentes 
celulares chegam até 150.000 rpm. Existem também as citocentrífugas, uti-
lizadas em laboratórios para concentrar células de líquidos biológicos, como 
o líquido cefalorraquidiano. Esse tipo de centrífuga concentra as células em 
um único ponto em uma lâmina, e é amplamente utilizado para a preparação 
de lâminas para a diferenciação celular em líquidos com baixa celularidade, 
em laboratórios de citologia, urologia, microbiologia e hematologia.
Com relação aos rotores, existem dois mais comumente utilizados em 
laboratórios: o rotor de ângulo fixo e o rotor horizontal. Para a utilização 
desse aparelho, de forma inicial, as amostras devem ser colocadas no rotor aos 
pares, assim a centrífuga balanceia em razão de os tubos com o mesmo peso 
estarem alocados em lados opostos do rotor. A maioria das centrífugas possui 
uma trava de segurança na tampa, que impede a sua abertura caso o rotor 
ainda esteja funcionando. A Figura 4 apresenta uma centrífuga com rotor fixo.
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis8
Figura 4. Centrífuga laboratorial com rotor fixo e balanceamento. Alocação dos tubos com 
mesmo peso em lados opostos.
Fonte: ArtPanupat/Shutterstock.com.
Micropipetas
As micropipetas são de grande valia para o preparo de amostras e reagen-
tes que precisam de medidas exatas, para isso, esse instrumento deve estar 
devidamente calibrado para se obter uma pipetagem fidedigna. O princípio 
de seu funcionamento se baseia no deslocamento de ar, muito semelhante ao 
de uma seringa. As micropipetas servem para transferência ou pipetagem de 
pequenos volumes, como microlitros ou mililitros (10, 50, 100, 1000 µl, etc.). 
Existem dois tipos de micropipetas, que são os seguintes: 
 � micropipetas de volume fixo — pipetam um volume específico;
 � micropipetas de volume ajustável — possuem um volume mínimo e 
máximo para a sua utilização, em que podem ser pipetados diferentes 
volumes desse intervalo. Essas especificações devem ser respeitadas 
para uma pipetagem precisa. 
9Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
Para a pipetagem, são empregadas ponteiras descartáveis que impedem 
o contato do líquido aspirado com a parte interna da micropipeta, evitando a 
descalibração do instrumento. Para evitar esse problema, também podem ser 
utilizadas ponteiras com barreira.
Para utilizar as micropipetas é preciso entender o seu funcionamento. Elas 
possuem dois estágios: a aspiração do líquido e a ejeção dele. A Figura 5, 
apresenta os estágios para a realização da pipetagem.
Figura 5. Estágios para pipetagem com micropipetas. De forma inicial, deve-se segurar a 
pipeta em uma posição quase vertical. Na posição 1, pressionar o êmbolo suavemente até 
o primeiro estágio. Na posição 2, mergulhar a ponteira da pipeta no líquido e permitir que 
o êmbolo suba devagar até a posição de descanso. Na posição 3, colocar a ponteira em 
um ângulo de 10° a 45° contra a parede interna do recipiente e pressionar o êmbolo com 
cuidado para o primeiro estágio. Na posição 4, aguardar 1 segundo e pressionar o êmbolo 
para o segundo estágio, removendo qualquer amostra restante da ponteira. Finalizar o 
processo removendo a ponteira da pipeta da parede lateral, deslizando-a para cima na 
parede. Na posição 5, deixar o êmbolo subir para a posição de repouso.
Fonte: Gilson (2015, documento on-line).
Posição de descanso
1º estágio
2º estágio
1 2 3 4 5
Para que não ocorra a formação de bolhas,a aspiração deve ser lenta e 
contínua e, para um bom funcionamento da micropipeta, é imprescindível que 
as pipetagens sejam feitas em temperatura ambiente e que os instrumentos 
com o líquido nunca sejam colocados em posição horizontal. Além disso, 
a profundidade de imersão da ponteira no líquido a ser aspirado deve ser 
verificar para que a pipetagem seja eficiente. Quando maior for o volume 
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis10
aspirado maior será a profundidade de imersão da ponteira e, quanto menor 
for o volume menor será a profundidade, por exemplo:
 � pipetagem de 1 a 100 µL — imersão de 2–3 mm;
 � pipetagem de 100 a 1000 µL — imersão de 2–4 mm;
 � pipetagem de 1000 a 10000 µL — imersão de 2–5 mm. 
Na aspiração, a micropipeta deve estar na posição vertical com a ponteira 
imersa no líquido, sem encostar na parede do tubo, enquanto que para a ejeção, 
a micropipeta deve estar levemente inclinada e com a ponteira encostada na 
parede do tubo.
Existem diferentes tipos de micropipetas, além da micropipeta monoca-
nal, que incorpora apenas uma ponteira, existe a micropipeta multicanal, 
que incorpora várias ponteiras e é altamente funcional para protocolos com 
pipetagem de um mesmo volume em diversos poços, de forma simultânea 
(Figura 6). 
Figura 6. Micropipeta monocanal acolhe uma ponteira por vez (a) e micropipeta multicanal 
acolhe múltiplas ponteiras por vez (b).
Fonte: (a) Dmytro Zinkevych/Shutterstock.com; (b) angellodeco/Shutterstock.com.
(a) (b)
Ainda, as micropipetas podem ser mecânicas ou eletrônicas, estas últimas 
determinam digitalmente a quantidade da amostra a ser aspirada. A maioria 
das micropipetas tem seu funcionamento por deslocamento de ar, mas para 
amostras muito voláteis ou viscosas, as pipetas de deslocamento positivo que 
possuem êmbolo e capilar intermutáveis são as mais indicadas. 
11Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
Autoclave
A autoclace tem por função a esterilização sob pressão de vidrarias de dife-
rentes meios de cultivo e tampões por meio do vapor saturado. Esse aparelho 
também é utilizado para esterilizar resíduos antes de seu descarte. É importante 
que seja realizado um treinamento prévio à utilização, pois a manipulação 
incorreta da autoclave pode acarretar em queimaduras após a exposição ao 
vapor oriundo de seu interior. 
Existem alternativas ao uso da autoclave, por exemplo, os meios e tampões 
podem ser filtrados e os instrumentais podem sofrer tratamento por radiação; 
no entanto, a autoclavagem ainda é o método mais comumente utilizado para 
a esterilização de uma ampla gama de materiais e substâncias. Em casos 
específicos, a filtração é a metodologia mais indicada, como na preparação de 
meios com ácido 2-[4-(2-hidroxietil)-1-piperazinil]-etanosulfônico (HEPES) 
(um agente tamponante) e de tampões com dodecil sulfato de sódio (SDS) 
(um detergente). A autoclave também não é recomendada para ingredientes 
termolábeis, como antibióticos, proteínas e SFB. Outra possibilidade para 
os agentes termolábeis é a sua adição às soluções previamente autoclavadas.
Antes de colocar os materiais na autoclave, é essencial verificar se as 
vidrarias são de vidro borosilicado e se os instrumentais plásticos são autocla-
váveis, para evitar possíveis perdas por quebra ou derretimento de utensílios, 
em razão das altas temperaturas e pressão requeridas para a esterilização. 
Na preparação dos materiais para a autoclavagem, é preciso lembrar de 
afrouxar as tampas dos frascos (garrafas, tubos Falcons, criotubos) de forma 
a impedir uma pressão elevada no interior do instrumental. É imprescindível a 
colagem de um pequeno pedaço de fita de autoclave nos pacotes e nos frascos 
a serem esterilizados. Essa fita demonstrará que o material está estéril por 
mudança na sua cor ou desenho. 
O tempo do ciclo de esterilização é dependente do volume do meio a ser 
autoclavado. Grandes volumes, 2 litros de meio, por exemplo, requerem um 
ciclo de 30 minutos de esterilização, enquanto que o tempo de autoclavagem 
de vidrarias é de 20 minutos. Para a abertura do equipamento, o profissional 
deve certificar-se que o indicador da pressão esteja no mínimo, prevenindo, 
assim, que o vapor saia e possa ocasionar alguma queimadura.
No momento da retirada dos materiais, o profissional deve estar equipado 
com luvas especiais, grossas, grandes e termorresistentes. Luvas de procedi-
mento ou nitrílicas são sensíveis a altas temperaturas e não devem ser utilizadas 
nesse procedimento. As tampas dos frascos devem ser fechadas antes da sua 
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis12
retirada da autoclave, ou imediatamente após a retirada para colocação em 
estufa de secagem.
Acesse o link a seguir e conheça informações referentes à correta utilização da autoclave, 
como a temperatura e o tempo desejáveis para a esterilização dos materiais. 
https://qrgo.page.link/LVi3g
Balança analítica
A pesagem é um procedimento simples e corriqueiro no laboratório. Durante 
esse procedimento, é obrigatória a utilização de luvas, tanto para a proteção 
do profissional quanto do recipiente que está sendo utilizado para a pesagem. 
Contudo, se o pó a ser pesado for tóxico, é imprescindível o uso de máscara 
ou, até mesmo, de luvas mais grossas e óculos. Antes do uso, a balança deve 
ser limpa e nivelada. O material nunca deve ser pesado diretamente sobre 
o prato de pesagem; para isso, utiliza-se um recipiente (béquer ou prato de 
pesagem) ou um papel alumínio. O recipiente deve ser tarado (ter descontado 
o seu peso) e, posteriormente, com o auxílio de uma espátula, o material pode 
ser pesado. Caso o peso ultrapasse o valor desejado, pode-se devolver o pó para 
o pote de estocagem do material. Entretanto, se o material for higroscópico, 
ou seja, absorver umidade, esse material nunca deve ser devolvido para o pote 
do material. É muito importante que os materiais e a balança sejam limpos 
antes e após a sua utilização. 
As balanças semianalíticas são utilizadas para a pesagem de grandes 
volumes para o preparo de reagentes, com uma precisão de 0,001 g. Já as 
balanças analíticas, são mais delicadas e possuem uma precisão de 0,0001 
g, permitindo a pesagem de pequenos volumes.
Medidor de pH
O medidor de pH, também conhecido como pHmetro, tem a função de medir 
a concentração de prótons (H+) por meio de um eletrodo. A medição do pH 
das soluções e dos tampões é de extrema importância e deve ser feita antes 
13Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
da filtragem ou da autoclavagem. Quando o eletrodo é colocado dentro da 
solução, é essencial que se tenha a precaução de não batê-lo na vidraria (béquer 
e bastão de vidro) ou nas barras magnéticas utilizadas para a mistura. Quando 
não está sendo utilizado, o eletrodo deve ser mantido submerso em tampão 
neutro (cloreto de potássio 3M). 
A calibração desse equipamento deve ser feita diariamente, pois a deter-
minação das medições da solução em questão é dependente dessa regulação 
e sempre são utilizados dois tampões com valores de pH diferentes (pH 4, 
pH 7 e pH 10). Não há a necessidade de calibrar antes de cada nova medição 
no mesmo dia, somente se há a suspeita de desajuste por mau uso do pHmetro. 
A escolha dos dois tampões para esse processo de ajuste é feita levando-se em 
consideração o pH que será medido na solução em questão. Para a calibração 
e a medição do pH de determinada solução é necessário que a temperatura da 
solução e do tampão de calibração estejam na mesma temperatura em que a 
solução será utilizada durante o experimento, pois o valor de pH é totalmente 
dependente da temperatura.
Para a utilização do equipamento devem ser seguidos alguns passos que 
são descritos a seguir.
 � Realizar a calibração com a medição do pH dos dois padrões de escolha 
e, em seguida determinar o pH da solução em questão. Tanto para 
a medição quanto para a calibração, o eletrodo deve ser retirado do 
tampão neutro e lavadocom delicadeza e com auxílio de uma pisseta 
com água destilada. 
 � Secar o eletrodo suavemente com um lenço de papel ou com papel 
higiênico para retirar o excesso. Nesse momento, o aparelho está na 
função stand by. 
 � Colocar o eletrodo na solução em que será medido o pH e esperar que 
a leitura estabilize. Caso seja necessário, pode-se ajustar o pH com a 
utilização de uma solução contendo base (NaOH) ou ácido (HCl), para 
ajuste de pH baixo ou pH alto, respectivamente. 
 � Retirar o eletrodo da solução quando o pH estiver aferido, lavar nova-
mente com água destilada e secá-lo. 
 � Colocar o eletrodo no tampão neutro e desligar o aparelho.
Assim como o pHmetro possui um eletrodo de íon seletivo para o hidro-
gênio, em laboratórios de análises clínicas, são encontrados eletrodos seleti-
vos de íons (específicos para sódio, potássio, cálcio iônico, lítio), utilizados 
amplamente na clínica.
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis14
Vidrarias de uso laboratorial
Diferentes utensílios específicos, chamadas vidrarias, são utilizados em labo-
ratórios, em especial para o preparo de soluções e tampões. Existem diferentes 
tipos de vidrarias, como béqueres, balões volumétricos, provetas, frascos de 
Erlenmeyer, pipetas e garrafas. Os laboratórios, em sua maioria, utilizam 
tanto utensílios plásticos quanto de vidro. As vidrarias possuem a vantagem 
de reutilização, já que a maioria dos reagentes podem ser removidos com a 
limpeza do recipiente, além de serem preferíveis aos materiais plásticos, por 
raramente reagirem com os compostos a que são expostas e, por consequência, 
não alteram as propriedades das substâncias. Além disso, o plástico contém 
microporos que podem reter resíduos nocivos ou tóxicos. Contudo, materiais 
de vidro são passíveis de quebra e exigem um maior cuidado no seu manuseio. 
Neste item, detalharemos os cuidados, as características e as funções das 
principais vidrarias. 
As vidrarias necessitam de cuidados especiais, como uma limpeza 
adequada e um local apropriado para o armazenamento do material limpo. 
A limpeza é realizada de acordo com protocolos restritos de cada laboratório; 
contudo, os protocolos mais utilizados podem ser conferidos a seguir.
 � Lavagem com água e detergente específico para vidrarias com a função 
de eliminação de gordura.
 � Lavagem com água destilada ou deionizada para a retirada de possíveis 
sais impregnados nas vidrarias.
 � Desinfecção com agentes químicos, como álcool isopropílico, etanol, 
em casos em que a sujeira é mais profunda.
 � Desinfecção com hipoclorito de sódio a 1%, caso o material esteja 
contaminado. Limpeza comumente empregada para materiais para 
uso em cultivo celular.
 � Esterilização em autoclave para materiais que requerem total descon-
taminação, livres de qualquer microrganismo. Essa limpeza, em geral, 
é empregada para materiais de uso em cultivo celular.
15Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
Os laboratórios realizam a lavagem com detergente por um período de 
24 horas, em que os materiais ficam totalmente imersos até a remoção total dos 
agentes contaminantes. Para instrumentos como pipetas, provetas e buretas, a 
escova de vidraria é de grande valia, pois chega a locais sem o alcance manual. 
Para a remoção de detergentes, a descontaminação com lavagem em água 
destilada pode ser realizada, para remoção de íons, possíveis interferentes 
em muitas reações bioquímicas.
Após a limpeza, a secagem das vidrarias pode ser feita em temperatura 
ambiente ou em estufa de secagem. Posteriormente, os materiais devem ser 
armazenados em local fechado, como armários com portas, evitando, por 
consequência, a poeira.
Grande parte das vidrarias é produzida com vidro borossilicato, um 
material com propriedades que as torna altamente resistentes à altas tempe-
raturas e à quebra mecânica. É interessante ressaltar que mesmo os vidros de 
borossilicato se expandem ou dilatam com o aumento da temperatura, mas 
essa expansão somente terá importância analítica para trabalhos que exigem 
muita exatidão.
Em laboratórios também podemos encontrar vidrarias como frascos âmbar, 
com uso para o armazenamento de soluções sensíveis à luz. Frascos de Erlen-
meyer, béqueres e balões volumétricos são utilizados com frequência para a 
mistura de sólidos com solventes. Os béqueres, por exemplo, servem para a 
mistura de meios de cultivo celular, o preparo de tampões ou o aquecimento 
de soluções. Esse utensílio é colocado sob um agitador magnético para a 
dissolução de soluções; barras magnéticas ou bastões de vidro também podem 
ser uma segunda opção para agitar a mistura; no entanto, não é indicado para 
medições precisas de volumes. As provetas graduadas são utilizadas para 
medições de líquidos, mas não são resistentes a temperaturas elevadas, assim, 
não devem ser aquecidas. As provetas possuem volumes variáveis, de 5 mL a 
2.000 mL. É importante ressaltar que o aquecimento de vidrarias volumétricas 
pode levar à sua descalibração.
O balão volumétrico é amplamente destinado à mistura de duas substâncias 
com volumes precisos. Por apresentar um traço de aferição no seu gargalo, 
essa vidraria é direcionada para concentrações previamente estabelecidas. 
A mistura da solução se faz por meio de movimentos manuais circulares.
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis16
As pipetas volumétricas e graduadas são instrumentos requeridos para 
a medição e a transferência de líquidos. Enquanto as pipetas volumétricas 
possuem um valor fixo de medição, as pipetas graduadas permitem a trans-
ferência de volumes variáveis, podendo ser de 5 ml, 10 ml, etc. 
Em procedimentos de filtração, a vidraria mais indicada para a transfe-
rência de volume são os funis de vidro, com a associação de papel filtro para 
a retenção de partículas.
As garrafas de vidro com tampas coloridas são utilizadas para estoque 
de meios de cultura ou de tampões. Em laboratórios de cultura celular, essas 
garrafas são previamente autoclavadas e, posteriormente, utilizadas para 
armazenamento de meio de cultura filtrados. Em adição, em laboratórios 
de microbiologia, essas garrafas podem ser autoclavadas juntamente com os 
meios de crescimento ou de isolamento bacteriano.
Em laboratórios de química, um utensílio muito utilizado para transfe-
rência de volumes e titulação de soluções que necessitam de volumes exatos 
é a bureta. Em laboratórios, de maneira geral, o dessecador é comumente 
utilizado para manter substâncias com baixo teor de umidade. É um recipiente 
que possui um agente dessecante, o sílica gel, e é lubrificado com silicone e 
fechado hermeticamente.
A Figura 7 apresenta as principais vidrarias utilizadas em laboratórios.
Figura 7. Vidrarias. Da esquerda para a direita: balão de fundo redondo, béquer, balão de 
fundo chato, tubo de ensaio, balão volumétrico e frasco de Erlenmeyer.
Fonte: Ivan Feoktistov/Shutterstock.com.
17Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
Manejo do instrumental descartável 
de uso laboratorial
O grande interesse pela implementação de programas de biossegurança em 
laboratórios surgiu em decorrência de vários acidentes ocorridos pela ma-
nipulação inadequada de material biológico e pelo descarte incorreto dos 
resíduos gerados. Nos anos de 1949 a 1985, nos Estados Unidos e na Inglaterra, 
analistas contraíram infecções associadas com Brucella spp., Chlamydia spp. 
e Mycobacterium spp. Além disso, o aparecimento da tuberculose, com maior 
intensidade, e da epidemia de aids no início da década de 1980, levou a novos 
indícios de que a biossegurança não estava sendo uma prioridade. Apenas no 
final da década de 1980, houve uma preocupação maciça para a normatização 
do descarte correto e seguro desses resíduos. Todos os instrumentos, como 
ponteiras, seringas, tubos de armazenamento sanguíneo, de urina ou de fezes, 
agulhas, entre outros, que entraram em contato com agentes biológicos, ra-
dioativos e/ou químicos, têm um destinoespecífico, um lugar apropriado para 
o seu descarte e que deve estar de acordo com as regras do departamento de 
segurança da instituição em questão. Para a manipulação desses instrumen-
tais é obrigatória a utilização de luvas e, em casos específicos, dos demais 
equipamentos de proteção individual (EPIs). 
Antes de iniciar qualquer metodologia, é essencial conhecer a composição 
do material e saber se ele possui risco biológico, se é perfurocortante e se 
pode ser caracterizado como lixo reciclável. Todo profissional de laboratório 
tem a responsabilidade de conhecer os instrumentais com os quais trabalha, 
o seu manuseio e acondicionamento. O lixo laboratorial, quando manipulado 
da maneira correta, reduz o risco de acidentes sérios, evitando até mesmo a 
contaminação com diferentes agentes, como o vírus da hepatite e do HIV. 
O gerenciamento dos resíduos de laboratório possui várias etapas e aqui 
destacaremos a caracterização, a segregação e o acondicionamento de resíduos 
biológicos ou infectantes, químicos e perfurocortantes, classificados como 
Grupo A, Grupo B e Grupo E, respectivamente. Os resíduos biológicos ou 
infectantes são classificados no Grupo A, ou seja, que apresentam risco po-
tencial à saúde pública ou ao meio ambiente. Essa classificação foi disposta 
pela Resolução da Diretoria Colegiada (RDC) nº 306, de dezembro de 2004, 
da Agência Nacional de Vigilância Sanitária (Anvisa) (BRASIL, 2004). 
De nosso interesse, dentro do Grupo A, temos os instrumentais usados tanto 
para a transferência quanto para a inoculação ou a dissolução de culturas, assim 
como materiais contendo ou não amostras de sangue ou líquidos corpóreos 
de forma livre. Entre esses instrumentais estão os seguintes:
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis18
 � placas e garrafas de cultivo;
 � ponteiras;
 � placas de Petri;
 � pipetas Pasteur;
 � pipetas volumétricas descartáveis. 
O descarte é feito por meio da segregação realizada durante a geração dos 
resíduos. O acondicionamento deve ser feito em sacos brancos identificados 
com o símbolo de risco biológico, com o nome da instituição, do departamento, 
do responsável e da data do descarte. O saco branco deve ser posteriormente 
lacrado e substituído, quando a sua capacidade máxima for atingida, ou seja, 
dois terços da capacidade. É importante destacar que esse saco nunca poderá 
ser reaproveitado e, caso ocorra algum vazamento ou ruptura dele, uma segunda 
embalagem pode ser adicionada.
Posteriormente, o material para descarte deverá ser autoclavado e destinado 
aos aterros sanitários licenciados, ou incinerados. Os materiais que entraram 
em contato com microrganismos receberão tratamento (inativação microbiana) 
antes de sua saída do laboratório. Por outro lado, instrumentais contaminados 
como bolsas transfusionais vazias ou amostras humanas não necessitam de 
tratamento prévio.
Os resíduos do Grupo B são substâncias químicas que podem apresentar 
risco à saúde pública ou ao meio ambiente, dependendo de suas características 
de inflamabilidade, corrosividade, reatividade e toxicidade, de acordo com a 
Anvisa. Em laboratórios de pesquisa, todos os recipientes ou instrumentais 
que tenham sido contaminados por reagentes de laboratório ou por agentes 
químicos de média periculosidade, como desinfetantes e metais pesados, ou 
de alta periculosidade, como brometo de etídio, fenol clorofórmio, diami-
nobenzidina (DAB) e trizol, fazem parte dos resíduos sólidos do Grupo B. 
Nesse caso, materiais como perfurocortantes (seringas, agulhas, recipientes 
quebrados, lâminas de bisturi ou de vidro, termômetros de mercúrio), assim 
como frascos e ponteiras de plástico ou de vidro, que entraram em contato com 
algum resíduo químico terão seu acondicionamento em embalagens rígidas, 
para descarte de perfurocortantes, devidamente identificadas como “resíduos 
químicos sólidos perfurocortantes”. Os resíduos sólidos, posteriormente, serão 
destinados aos aterros sanitários licenciados ou incinerados. 
Os resíduos do Grupo E podem acarretar risco potencial à saúde e ao 
meio ambiente. Nesse grupo, materiais perfurocortantes ou escarificantes, 
limpos ou contaminados, são definidos como resíduos do Grupo E. Dentro do 
grupo encontramos lâminas e lamínulas, ponteiras, tubos capilares, ampolas 
19Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis
BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução RDC nº 306, de 7 de dezem-
bro de 2004. Dispõe sobre o Regulamento Técnico para o gerenciamento de resíduos 
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Alegre: Artmed, 2011. 
de vidro, agulhas, seringas com agulhas, lâminas de bisturi e lancetas, além 
de instrumentais de vidro quebrados. Esses resíduos são acondicionados em 
caixas rígidas e resistentes e identificadas como resíduos infectantes perfuro-
cortantes. Quando a caixa rígida tiver atingido dois terços de sua capacidade 
máxima, deve ser encaminhada ao setor de esterilização e, após, aos aterros 
sanitários licenciados ou incinerada.
Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis20
SOARES, J. L. M. F. et al. Métodos diagnósticos. 2. ed. Porto Alegre: Artmed, 2012. (Série 
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21Equipamentos gerais do laboratório, vidrarias e descartáveis