Aula-09---Microalgas

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Microalgas
Prof Bernardo Dias
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO
EQB353 - MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL E ENZIMOLOGIA
PROCARIOTAS
?????
EUCARIOTAS
Protista
Microalgas
Algas cianofíceas ou Cianobactérias
Euglenophyta, Rhodophyta, Haptophyta, Dinophyta 
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EQB353 – Microbiologia Industrial Escola de Química / UFRJ
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Algas
Características Próprias:
 Organismos Fotoautotróficos (alguns crescem
heterotroficamente)
 Se diferenciam das plantas por não necessitarem
de sistema vascular para transporte de nutrientes
 Muitas são móveis.
 A coloração também é muito variada: verdes,
amarelas, vermelhas, pardas, azuis, castanho-
douradas, etc.
 A reprodução é tão variada quanto as formas e
cores, envolvendo mecanismos vegetativos,
assexuados e sexuais, freqüentemente
caracterizados pela produção de esporos e
gametas flagelados.
Habitat
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Taxonomia
As algas são geralmente classificadas conforme:
 Natureza e propriedades dos pigmentos
 Natureza dos produtos de reserva e
armazenamento
 Composição química e características físicas
da parede celular
 Morfologia e características das células e
talos
 Tipo, número, inserção (ponto de fixação) e
morfologia de flagelos
Principais Grupos
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Algas Macroscópicas
Sargassum vulgare
Caulerpa racemosaCaulerpa taxifolia
Microcladia sp.
Macrocystis sporophylls
Ulva lobata
Gracilaria gracilis
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Algas Microscópicas
Chlamydomonas sp.
Spirogyra sp.
Euglena sp.
DIVISÃO RHODOPHYTA
Algas Unicelulares Vermelhas
- Principal Gênero: Cyanidioshyzon
Também conhecidas como rodófitas
Habitats marinhos, ambientes dulcícolas e terrestres
Apresentam clorofila a, ficobiliproteínas (principais pigmentos
captadores de luz das cianobactérias
Cor avermelhada – ficoeritrina
Ambientes aquáticos profundos – maior produção de ficoeritrina
1: Porphyridium (Porphyridiophyceae, NIES-1034).
2: Hypnea•I Florideophyceae, Hok-50).
3: Antithamnion•I Florideophyceae, KU-1001)
4: Rhodella•I Rhodellophyceae, NIES-1037)
5: Porphyra•I Bangiophyceae).
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http://mcc.nies.go.jp/genusList.do?genus=Porphyridium
http://www.shigen.nig.ac.jp/algae_tree/PorphyridiophyceaeE.html
http://www.research.kobe-u.ac.jp/rcis-ku-macc/j.p.folder/det.folder/hypnea.html
http://www.shigen.nig.ac.jp/algae_tree/FlorideophyceaeE.html
http://www.research.kobe-u.ac.jp/rcis-ku-macc/j.p.folder/det.folder/antithamnion.html
http://www.research.kobe-u.ac.jp/rcis-ku-macc/j.p.folder/det.folder/antithamnion.html
http://www.research.kobe-u.ac.jp/rcis-ku-macc/j.p.folder/det.folder/antithamnion.html
DIVISÃO RHODOPHYTA
A maioria das espécies de algas vermelhas é multicelular e desprovida
de flagelos.
Algumas são incluídas nas algas marinhas e atuam como fonte de ágar
(agente polissacarídico solidificador – meios de cultivo bacteriológico)
Os principais gêneros de algas agarófitas são a Gelidium, Gracilaria,
Gelidiela e Pterocladia
Diferentes espécies de algas vermelhas tem morfologia filamentosa
Cyanidiales – espécies unicelulares de algas vermelhas, incluindo os
gêneros Cyanidium, Cyanidioschyzon, Galdieria
Vivem em fontes termais ácidas (35 a 56°C, pH 0.5 a 4.0). Algas
vermelhas unicelulares são incomuns, mas existem espécies como
Cyanidioschyzon merolae (1-2 mm) e genoma de 16.5 Mpb
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http://pt.wikipedia.org/wiki/Gelidium
http://pt.wikipedia.org/w/index.php?title=Gracilaria&action=edit&redlink=1
http://pt.wikipedia.org/w/index.php?title=Gelidiela&action=edit&redlink=1
http://pt.wikipedia.org/w/index.php?title=Pterocladia&action=edit&redlink=1
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Micrasterias sp. Pediastrum sp.
Scenedesmus opoliensis
Tetraedron trigonum
Oedogonium sp.
Algas Verdes (Chlorophyta) 
Aphanochaete sp.
Dunaliella sp.
Haematococcus sp.
Platydorina volvocales
Tetraselmis 
prasinocladus
Ulothrix sp. Volvox sp.
formas unicelulares, coloniais, filamentosas e parenquimatosas.
DIVISÃO CHLOROPHYTA
- As algas verdes, chamadas de clorófitas, possuem cloroplastos
contendo clorofila a e b, são desprovidas de ficobilinas.
- Há 2 grupos principais:
1) Chlamydomonas e Dunaliella (unicelulares)
2) Carofíceas (relacionado às plantas terrestres)
- A maioria habita ambientes dulcícola, embora possamos encontrar
espécies de ambientes marinhos, solos úmidos e neve (coloração
rosa) ou simbiontes de liquens
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DIVISÃO CHLOROPHYTA
- A morfologia das clorófitas varia de unicelular a filamentosa, com
células individuais organizadas (extremidade com extremidade);
colonial, na forma de agregados celulares e multicelular, como a alga
marinha Ulva.
- Um dos menores eucariotos fototróficos conhecidos é a alga verde
Ostreococcus tauri, com aproximadamente 2 mm, com genoma de 12.6
Mpb
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DIVISÃO CHLOROPHYTA
- No nível de organização colonial das algas verdes, encontra-se
Volvox
- Colônias com várias centenas de células flageladas envolvidas na
motilidade e fotossíntese, assim como por várias outras células
especializadas na reprodução
- Volvox foi um organismo modelo de estudo da multicelularidade e
distribuição das funções entre células
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Reprodução
Assexuada
Reprodução
Sexuada
Principais Grupos
Principais Grupos
Principais Grupos
Principais Grupos
Aplicações Industriais
• São protistas unicelulares, com um ou dois flagelos, vivendo
principalmente em água doce, embora espécies sejam encontradas
em ambientes marinhos.
• A substância de reserva é o paramilo, um polissacarídeo derivado
do amido.
• A reprodução das euglenas é assexuada por divisão binária.
• Existem cerca de 40 gêneros e 900 espécies
Euglenóides (Euglenophyta) 
- 2/3 são heterotróficas, dotadas deplastos incolores
- 1/3 são autotróficos com plastos pigmentados, clorofila a, clorofila b
e carotenóides (b-carotenos, neoxantina, equinenona, diatoxantina)
- Constituida por apenas 1 classe (Euglenophyceae), dividida em 6
ordens (Euglenales, Eutreptiales, Euglenamorphales,
Heteronematales, Rhabdomonadales, Sphenomodales)
- O gênero Euglena é o mais representativo das Euglenophytas
Euglenóides (Euglenophyta) 
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Euglenóides (Euglenophyta) 
10 a 500 mm – alongadas
Vacúolo contrátil para controle osmótico.
Estigma para percepção de luz.
Locomoção por um flagelo.
Reprodução assexuada por cissiparidade
Euglena sp
DIVISÃO DINOPHYTA (PYRRHOPHYTA)
- Compreende os dinoflagelados, organismos unicelulares dotados de
2 flagelos distintos entre si
- Existem cerca de 550 gêneros e aproximadamente 3.000 espécies
- A grande maioria das espécies é de ambiente marinho, sendo apenas
220 espécies de ambientes dulcícolas
- Metade dos dinoflagelados são heterotróficos não pigmentados e não
fotossintetizantes
DIVISÃO DINOPHYTA (PYRRHOPHYTA)
- As células podem ser classificadas em 2 categorias básicas:
1) DESMOCONTO  tem os dois flagelos inseridos na posição
anterior da célula, sendo 1 tipicamente espiralado
2) DINOCONTO  flagelos inseridos lateralmente. 1 dos flagelos se
aloja em um grande sulco (cíngulo)
DIVISÃO DINOPHYTA (PYRRHOPHYTA)
- As espécies heterotróficas apresentam uma estrutura tubular que se
projeta para fora da célula e que é usada para sugar os conteúdos
de suas presas.
- Outra organela especial é a púsula, localizada à base do flagelo
(série de vesículas que participam da osmoregulação, absorção de
moléculas orgânicas e secreção celular)
Peridinium sp.
PROBLEMA !!! Pfiesteria piscicida – produção 
de toxinas estimulada pela presença do 
peixe vivo (ciclo de vida complexo – flagelar, 
ameboide e cisto)
DIVISÃO DINOPHYTA (PYRRHOPHYTA)
MARE VERMELHA
A maré vermelha é uma aglomeração de micro-algas
PIRRÓFITAS que raramente acontece em alguns
determinados locais na superfície das águas, capazes
de mudar a cor na água que se torna amarela,
alaranjada, vermelha ou marrom porque são micro-
organismos caracterizados pela presença de vários
pigmentos como clorofilas (a) e (c) de cor verde,
pigmento beta-caroteno que é amarelo e várias outras
xantofilas que são alaranjadas e vermelhas
Fatores como a temperatura, luminosidade e salinidade associados
com níveis de nutrientes dissolvidos no mar (matéria orgânica),
contribuem para que haja uma proliferação excessiva dos
dinoflagelados, formando as manchas na água características
deste fenômeno.
http://www.google.com.br/url?sa=i&rct=j&q=ciclo+de+vida+de+Pfiesteria+piscicida&source=images&cd=&cad=rja&docid=BSXn71SrGR2ufM&tbnid=8zR6U44WVGpSGM:&ved=0CAUQjRw&url=http%3A%2F%2Fes.goldenmap.com%2FPfiesteria&ei=Zl2CUenVDIGi9QTa-oHgCA&psig=AFQjCNHzJOjL5HV6rvpXCb56pxWVR5RePg&ust=1367584379656695
http://www.google.com.br/url?sa=i&rct=j&q=ciclo+de+vida+de+Pfiesteria+piscicida&source=images&cd=&cad=rja&docid=BSXn71SrGR2ufM&tbnid=8zR6U44WVGpSGM:&ved=0CAUQjRw&url=http%3A%2F%2Fes.goldenmap.com%2FPfiesteria&ei=Zl2CUenVDIGi9QTa-oHgCA&psig=AFQjCNHzJOjL5HV6rvpXCb56pxWVR5RePg&ust=1367584379656695
Citologia
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Esquema Simplificado - Fotossíntese
6CO2 + 12 H2O + energia luminosa  C6H12O6 + 6 O2 + 6H2O
Fisiologia
CONDIÇÕES DE CULTIVO DAS MICROALGAS
Salas de cultivo ou câmaras de incubação
Temperatura é um dos fatores que mais afetam a taxa metabólica das
microalgas. A temperatura ideal para cultivar microalgas em prateleiras
é de 15 a 25°C
Iluminação é um dos pilares para o
cultivo de microalgas (iluminação artificial
fluorescente).
Lâmpadas do tipo luz do dia são as que
melhor simulam a amplitude do
comprimento de onda (350 – 700 nm)
O cultivo de microalgas apresenta várias características interessantes:
custos relativamente baixos para a colheita e transporte e menor gasto de
água, comparados aos de cultivo de plantas; pode ser realizado em
condições não adequadas para a produção de culturas convencionais.
CONDIÇÕES DE CULTIVO DAS MICROALGAS
Cultivo
Cianobactérias
Aplicações Industriais
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Cyanophyta Bactérias
Clorofila a: Presente Ausente
O2 por fotossíntese: Sempre Nunca
Flagelo: Ausente Presente
Complexidade morfológica: Grande Pequena
Principais diferenças
Cianobactérias
Aplicações Industriais
Cianobactérias
Cianobactérias
Cianobactérias
Aplicações Industriais
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS DAS 
MICROALGAS
- A aplicação mais comum das microalgas é na aquicultura para
alimentação direta ou indireta de peixes, moluscos, crustáceos e
diversos organismos forrageiros de interesse econômico
- Espécies de Bacillariophyceae (Chaetoceros spp. Ehrenberg,
Thalassiosira spp. Cleve, Phaeodactylum tricornutum Bohlin e
Skeletonema costatum Greville), Haptophyceae (Isochrysus spp. Parke),
Cryptophyceae (Rhodomonas spp. Karsten), Cyanophyceae (Arthrospira
spp. e Spirulina spp.) e Chlorophyceae (Chlorella spp. Dunaliella spp.)
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS 
DAS MICROALGAS
- Produção de compostos nutracêuticos
Ácidos graxos poli-insaturados  Ác. araquidônico (ARA), Ác.
eicosapentaenóico (EPA), Ác. docosahexaenóico (DHA)
Carotenóidesastaxantina, betacaroteno, luteína, cantaxantina, ...
PROPRIEDADES TERAPÊUTICAS
- Alimento natural ou suplemento alimentar (formulações em pó,
tabletes, cápsulas ou extratos) - Spirulina
- Incorporadas em massas, petiscos, doces, bebidas (suplemento
nutricional ou corante natural
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS DAS 
MICROALGAS
LIPÍDEOS
- O conteúdo de lipídeos da biomassa algal varia de 1 a 40% do peso
seco e em certas condições controladas pode chegar a 80% (Becker,
2004)
- Os lipídeos algais são constituídos de ácidos graxos, glicerol, açúcares
ou bases esterificadas, saturados ou mono / poli-insaturados (PUFA)
ômega-3 e ômega-6  prevenção e tratamento de doenças
cardiovasculares, aterosclerose e arritmia, redução da pressão arterial e
dos níveis de colesterol, artrite reumatóide, câncer.
Haptophyceae (Isochrysis spp. e Pavlova lutheri (Droop) Green), Bacillariophyceae (Phaeodactylum
tricornutum, Thalassiosira spp. e Odontella aurita (Lyngbye) Agardh), Dinophyceae
(Crypthecodinium cohnii (Seligo) Javornick), Rhodophyceae (Porphyridium cruentum Nägeli) e, em
menor quantidade, de Chlorophyceae
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS DAS 
MICROALGAS
CAROTENÓIDES
• Os três principais grupos de pigmentos encontrados na biomassa
microalgal são as clorofilas, os carotenóides e as ficobilinas
(ficobiliproteínas)
• Diversas espécies podem acumular grande concentração de
betacaroteno, astaxantina ou cantaxantina, por exemplo, os quais têm
uma ampla aplicação como corantes naturais e como antioxidantes
• Qual interesse?? combatendo os radicais livres e funcionando como agentes
anticâncer e estimuladores do sistema imunológico
Este pigmento dá uma cor avermelhada aos alimentos
É uma substância carotenóide que dá a cor avermelhada ao tomate,
melancia, entre outros. É um antioxidante queajuda a impedir e
reparar os danos às células causados pelos radicais livres.
É um pigmento carotenóide de tonalidade
amarelo-limão presente em alguns vegetais,
É um poderoso antioxidante (carotenóide), cerca de 10
vezes mais eficaz que outros carotenóides
Bixina é uma substância polinsaturada, norcarotenóide 
vermelha,principal corante do fruto urucu.
Norcarotenóide é qualquer substância química cuja estrutura
carbônica principal difere daquela da dos carotenóides usuais, quer
pela perda de um ou mais átomos de carbono, quer pela contração do
tamanho de um anel.
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS DAS 
MICROALGAS
BETACAROTENO
• O betacaroteno é um pigmento tipicamente encontrado nas microalgas,
bem como nas macroalgas e nas plantas.
• Este composto, extraído da biomassa microalgal, vem sendo aplicado
comercialmente como corante natural, podendo atuar como pró-vitamina
A, produto antioxidante e contra doenças degenerativas como o câncer.
• A espécie Dunaliella salina é reconhecidamente uma importante fonte
de betacaroteno. O cultivo comercial é realizado de maneira eficiente em
tanques abertos
Derner et al., 2006
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS DAS 
MICROALGAS
ASTAXANTINA
• A espécie Haematococcus pluvialis tem sido cultivada comercialmente
devido a sua capacidade de acumular astaxantina sob condições de estresse
ambiental como deficiência de nitrogênio e elevada intensidade luminosa
• O maior mercado para a astaxantina tem sido a aqüicultura, onde é
especialmente empregada para dar a cor avermelhada à carne do salmão
cultivado e suplementos dietéticos (humanos)
Derner et al., 2006
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS DAS 
MICROALGAS
Século XXI
- BIOCOMBUSTIVEL novos horizontes para as microalgas
- Por que as microalgas??
- Por que biocombustível??
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS DAS 
MICROALGAS
• Em relação ao rendimento em óleo, o de
microalgas é pelo menos quinze vezes
maior que o de palma, que é o de maior
produtividade (Teixeira, 2007).
• Existe uma estimativa de produção de
óleo de microalgas de 15.000 a 30.000
L/Km2 (Teixeira, 2007).
• A sua extração é simples, pode ser
realizada com hexano, exatamente como
em indústria alimentícia.
APLICAÇÕES BIOTECNOLÓGICAS DAS 
MICROALGAS
As microalgas apresentam maior eficiência
fotossintética que os vegetais superiores e
podem ser cultivadas em meio salino
simples; além disto, são eficientes
fixadoras de CO2
Hidrogênio
3.11.1 Introduction
Hydrogen (H2) gas is a valuable energy carrier due to the fact that it is renewable, does 
not evolve carbon dioxide in combustion, has high energy density in combustion, and is 
easily converted to electricity by fuel cells. 
It may be produced through multiple processes, including the electrolysis of water, 
thermocatalytic reformation of H2-rich organic compounds, and biological processes. 
Currently, hydrogen is almost exclusively produced by the electrolysis of water or by 
steam reformation of methane. However, these methods are shunned by the public and 
specialists because of the dependence on fossil fuels, which emit significant greenhouse 
gases. 
Emergent topics range from the utility of photosynthetic microorganisms such as 
microalgae, cyanobacteria, and purple bacteria to anaerobic bacteria involved in various 
dark fermentations. Additional processes under development include the biophotolysis of 
water (direct and indirect), dark anaerobic and photobiological fermentations, and 
microbial water–gas shift reaction of carbon monoxide (CO) [1, 2].
Hidrogênio
Fotólise: green algae or cyanobacteria
Converts light into chemical energy and H2, by the reaction 2H2O → 2H2 + O2, 
mediated by hydrogenase  most efficient photobiological process thermodynamically. 
However, the sensitivity of hydrogenase to inactivation by O2 produced during the above 
reaction and the low light saturation level of photosynthesis constitute the major 
challenges in developing it as a commercially available technology. 
The production of H2 by indirect photolysis of water by temporal separation could be 
improved by drawing from the combination of utilization of Chlamydomonas species that 
have a high rate of starch accumulation and the efficient dark fermentation [1–3]. 
Biological H2 production via dark fermentation is believed to be more pragmatic and 
commercially applicable than light-dependent biological processes. Furthermore, it 
allows the use of waste and wastewater as substrates, which greatly enhances the 
economic benefits through its rapid production rate, technical simplicity, and lack of 
requirement for added light energy. Dark fermentation, however, is an incomplete 
oxidation resulting in intermediate compounds such as acetate and butyrate. These 
intermediate products can be further converted to other forms of energy such as CH4 or 
H2. 
Hidrogênio
Photobiological fermentation (the conversion of organic substances to H2 by 
photosynthetic bacteria such as purple non-sulfur and purple sulfur bacteria) can 
achieve a high H2 yield from the substrate but suffers from low light conversion 
efficiency due to the intrinsic bacterial photosystem and the high cost of 
photobioreactors. Conventional scholarship recognizes that the combination of dark 
fermentation and photofermentation with different capabilities can maximize the 
conversion of carbohydrates into H2. 
Microbial water–gas shift reaction of certain bacteria (archaea and photoheterotrophic 
bacteria) occurs in the dark when CO is used as the sole carbon source to generate ATP 
with the concomitant release of H2 and CO2, mediated by CO dehydrogenase 
Its thermodynamics are very favorable for CO oxidation and hydrogen synthesis as the 
equilibrium is strongly to the right of this reaction. However, the mass transfer of CO 
from a gas phase to liquid bacterial suspension remains the main drawback of this 
process.
Hidrogênio
3.11.2 Biophotolysis of Water
3.11.2.1 General
In plants, algae, and cyanobacteria, the photosynthetic process releases O2 and 
removes CO2 from the atmosphere and is used to synthesize carbohydrates according 
to the following reaction:
Photosynthesis consists of two light reactions and a carbon fixation process. Light 
energy conversion to biochemical energy occurs through a photochemical reaction 
through photosystemII (PS II) and I (PS I),whichwork not concurrently but sequentially. 
The carbon fixation process is the reduction of CO2 to organic compounds through the 
use of this biochemical energy by Calvin cycle enzymes. Early studies using an 
illuminated mixture of spinach chloroplast and clostridial hydrogenase and ferredoxin 
showed that H2 was derived from water and inhibited by O2 produced during the 
reaction. During photosynthesis, green algae oxidize water and evolve O2 using light 
energy, which in turn is absorbed by PS II. This generates electrons that are transferred 
to ferredoxin by using light energy absorbed by PS I. A reversible hydrogenase in green 
algae accepts the electrons directly from the reduced ferredoxin (Fd) to generate H2. 
The following equation demonstrates this reaction:
Hidrogênio
Although green algae possess the genetic, enzymatic, metabolic, and electron transport 
machinery to produce H2, the sustained photoproduction of H2 has not been observed 
due to the O2 sensitivity of hydrogenase [1, 4, 5]. Based on this phenomenon, algal
H2 production by biophotolysis of water can be divided into two types: direct and 
indirect. These are schematically represented in the following reactions:
Direct biophotolysis couples the reductant produced by photosynthesis directly to 
hydrogenase, producing O2 and H2 simultaneously, but H2 production is limited 
because hydrogenase is inhibited by the O2. Indirect processes separate these 
reactions through CO2 fixation, separating the production of O2 and H2 into aerobic and 
anaerobic phases (temporally) or into compartments (spatially). Therefore, the O2 will 
not make contact with the enzymes that are responsible for H2 production. 
Challenges of inhibition of hydrogenase by oxygen in direct photolysis by green algae is 
nutrient deprivation. Under the conditions of sulfate limitation, the iron–sulfur clusters of 
PS II subunits cannot be maintained  the rateof O2 production decreases, while the 
respiration rate remains high and establishes anoxia, permitting hydrogenase and/or 
nitrogenase expression. The result is sustained H2 production by direct photolysis [2, 4].
Hidrogênio
Cyanobacteria  indirect photolysis
Cyanobacteria are a large and diverse group of photoautotrophic microorganisms and 
their nutritional requirements are simple: N2 and O2 in air, water, mineral salts, and light. 
They are a morphologically diverse group that includes unicellular, filamentous, and 
colonial species. Under certain growth conditions, vegetative cells of filamentous 
cyanobacteria can develop into structurally modified and functionally specialized cells, 
such as the resting cells, or specialized cells that perform nitrogen fixation, such as 
heterocysts. 
Heterocysts, which are developed from vegetative cells and have an external coat of 
increased thickness, provide a mechanism of nitrogenase protection from oxygen, which 
decreases the rate of O2 diffusion from within. In particular, N2-fixing heterocystous 
cyanobacteria spatially separate H2 production and O2 production. Localization of 
nitrogenase in heterocysts provides an oxygen-free environment as well as the ability of 
heterocystous cyanobacteria to fix nitrogen in air. The O2-sensitive nitrogenases are 
very important for the maintenance of the nitrogen cycle and are catalysts for H2 
production, evolving H2 concomitantly with the fixation of N2 to NH3, as shown below. 
This process is a light-driven and ATP-dependent energy-consuming reaction.
Hidrogênio
Chlamydomonas moewusii adapted to low light, vis-à-vis Chlorella used during water 
splitting in the light condition, was anaerobically examined for H2 production. Such 
characteristics, however, limited their practical use due to the need for a continuous gas 
flow system designed to maintain low O2 concentrations within the reaction vessel. 
Sulfate-limitation technique, as the direct biophotolysis of water, was pioneered using 
the microalga Chlamydomonas reinhardtii, and showed a sustained H2 evolution up to 
100 h and an increased production rate of 7.95mmol H2 l−1 of culture. 
green algae such as C. reinhardtii and Scenedesmus are applied in indirect photolysis 
for H2 production not only under light conditions, but also if fermentatively produced 
under dark anaerobic conditions, with intracellular starch as a reducing source.
The simplest indirect photolysis would use the same algal cells for CO2 fixation, O2 
evolution, and H2 production at separate times or even in different reactors. C. 
reinhardtii was found to accumulate higher levels of starch than other microalgae. Based 
on this aspect, algal cultures fix CO2 into starch or glycogen during normal 
photosynthesis, which are then converted to molecular H2 either by algae themselves or 
by bacterial fermentation using Clostridium or lactic acid bacteria/photosynthetic bacteria 
under anaerobic conditions in two- or three-stage systems, respectively [1–3]. 
Hidrogênio
The time required for the fermentative H2 production from starch or glycogen by green 
algae through anaerobic incubation in the dark ranges from several minutes to a few 
hours, in order to induce the synthesis and/or activation of enzymes involved in the H2 
metabolism. 
algal fermentation is very low compared to the anaerobic fermentation of algal biomass 
by obligate or facultative H2-producing anaerobes, such as C. butyricum, C. 
pasteurianum, and C. beijerinkii are high producers (2–4 mol H2 mol−1 glucose and 
organic acids (formate, acetate, butyrate, and succinate) and alcohols, while 
Enterobacter aerogenes, a facultative anaerobe, produced 1 mol H2 mol−1 glucose. 
Green algae, such as C. reinhardtii, were also explored for light-driven H2 and oxygen 
evolution as a function of CO2 concentration as well as for the sustained simultaneous 
photoevolution of H2 in the mutant lacking detectable levels of PS I.
Diverse means of nitrogenase protection from oxygen have been developed by 
cyanobacteria because of the extreme sensitivity of nitrogenase to oxygen. 
Cyanobacteria are divided into non-nitrogen-fixing varieties (e.g., Synechococcus spp., 
Synechocystis PCC 6803, Anacystis nidulans), which form only one kind of cells 
(akinetes), and nitrogen-fixing varieties (e.g., Nostoc PCC 73102, Anabaena spp.), 
which form akinetes and also heterocysts arranged into filaments. 
Hidrogênio
A prominent advantage of heterocystous cyanobacteria is their capacity for self-
sustained aerobic H2 production in the presence of light to achieve maximum H2 
production rates of approximately 100 μmol H2 mg−1 chlorophyll a h−1, with good light 
conversion efficiencies of up to 3.9%. Rates were increased three- to sevenfold in 
Anabaena mutants deficient in uptake hydrogenase activity.
The rates of H2 evolution vary as widely as the species and the conditions used. Rates 
of H2 production by non-nitrogen-fixing cyanobacteria such as Synechococcus PCC 
6307 and Aphanocapsa montana are low compared with those of heterocystous
cyanobacteria Nostoc linckia IAM M-14 and A. variabilis IAM M-5. 
Hydrogen production via indirect photolysis using cyanobacteria can be improved by 
screening for wild-type strains possessing highly active H2-evolving enzymes 
(nitrogenases and/or hydrogenases), in combination with high heterocyst formation. 
Genetic modification of strains to eliminate uptake hydrogenases and increase the levels 
of bidirectional hydrogenase activity may yield significant increases in H2 production. 
Finally, optimization of cultivation conditions such as light intensity, pH, temperature, and 
nutrient content, as well as maintaining low partial pressures of H2 and CO2, will 
contribute to increased H2 production.
Hidrogênio
The main limitations of H2 production by photolysis using green algae or cyanobacteria 
can be summarized as follows:
(1) inhibition of enzymes directly involved in hydrogen production by oxygen; 
(2) low solar conversion efficiency of the photosynthetic apparatus; 
(3) difficulty in design and high cost of photobioreactor; and 
(4) hydrogen consumption by an uptake hydrogenase (cyanobacteria). 
A number of approaches to improve H2 production by green algae are currently under 
investigation. These include genetic engineering of light-gathering antennae, 
optimization of light input into photobioreactors, and improvements to the two-phase H2 
production systems used with green algae.