MEDICINA DE PEIXES E ANFÍBIOS

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Brasília-DF. 
Medicina de anfíbios e Peixes
Elaboração
Lina Crespo Bilhalva
Produção
Equipe Técnica de Avaliação, Revisão Linguística e Editoração
Sumário
APRESENTAÇÃO ................................................................................................................................. 5
ORGANIZAÇÃO DO CADERNO DE ESTUDOS E PESQUISA .................................................................... 6
INTRODUÇÃO.................................................................................................................................... 8
UNIDADE I
ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES ............................................................................................................ 11
CAPÍTULO 1
CLASSIFICAÇÃO .................................................................................................................... 11
CAPÍTULO 2
ANATOMIA E FISIOLOGIA ........................................................................................................ 14
CAPÍTULO 3
CONSERVAÇÃO E ZOONOSES ............................................................................................... 27
UNIDADE II
CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO ..................................................................................................... 29
CAPÍTULO 1
RECINTOS .............................................................................................................................. 30
CAPÍTULO 2
QUALIDADE DA ÁGUA ............................................................................................................ 33
CAPÍTULO 3
NUTRIÇÃO ............................................................................................................................. 39
UNIDADE III
MEDICINA DE PEIXES ........................................................................................................................... 42
CAPÍTULO 1
MEDICINA PREVENTIVA ........................................................................................................... 42
CAPÍTULO 2
CLÍNICA DE PEIXES ................................................................................................................. 52
UNIDADE IV
ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS ........................................................................................................ 81
CAPÍTULO 1
CLASSIFICAÇÃO ................................................................................................................... 81
CAPÍTULO 2
ANATOMIA E FISIOLOGIA ........................................................................................................ 85
CAPÍTULO 3
CONSERVAÇÃO E ZOONOSES ............................................................................................... 96
UNIDADE V
CRIAÇÃO DE ANFÍBIOS EM CATIVEIRO ................................................................................................. 98
CAPÍTULO 1
RECINTOS ............................................................................................................................. 99
CAPÍTULO 2
QUALIDADE DA ÁGUA .......................................................................................................... 103
CAPÍTULO 3
NUTRIÇÃO ........................................................................................................................... 106
UNIDADE VI
MEDICINA DE ANFÍBIOS ..................................................................................................................... 109
CAPÍTULO 1
MEDICINA PREVENTIVA ......................................................................................................... 109
CAPÍTULO 2
CLÍNICA DE ANFÍBIOS ........................................................................................................... 118
REFERÊNCIAS ................................................................................................................................ 144
5
Apresentação
Caro aluno
A proposta editorial deste Caderno de Estudos e Pesquisa reúne elementos que se 
entendem necessários para o desenvolvimento do estudo com segurança e qualidade. 
Caracteriza-se pela atualidade, dinâmica e pertinência de seu conteúdo, bem como pela 
interatividade e modernidade de sua estrutura formal, adequadas à metodologia da 
Educação a Distância – EaD.
Pretende-se, com este material, levá-lo à reflexão e à compreensão da pluralidade 
dos conhecimentos a serem oferecidos, possibilitando-lhe ampliar conceitos 
específicos da área e atuar de forma competente e conscienciosa, como convém 
ao profissional que busca a formação continuada para vencer os desafios que a 
evolução científico-tecnológica impõe ao mundo contemporâneo.
Elaborou-se a presente publicação com a intenção de torná-la subsídio valioso, de modo 
a facilitar sua caminhada na trajetória a ser percorrida tanto na vida pessoal quanto na 
profissional. Utilize-a como instrumento para seu sucesso na carreira.
Conselho Editorial
6
Organização do Caderno 
de Estudos e Pesquisa
Para facilitar seu estudo, os conteúdos são organizados em unidades, subdivididas em 
capítulos, de forma didática, objetiva e coerente. Eles serão abordados por meio de textos 
básicos, com questões para reflexão, entre outros recursos editoriais que visam tornar 
sua leitura mais agradável. Ao final, serão indicadas, também, fontes de consulta para 
aprofundar seus estudos com leituras e pesquisas complementares.
A seguir, apresentamos uma breve descrição dos ícones utilizados na organização dos 
Cadernos de Estudos e Pesquisa.
Provocação
Textos que buscam instigar o aluno a refletir sobre determinado assunto antes 
mesmo de iniciar sua leitura ou após algum trecho pertinente para o autor 
conteudista.
Para refletir
Questões inseridas no decorrer do estudo a fim de que o aluno faça uma pausa e reflita 
sobre o conteúdo estudado ou temas que o ajudem em seu raciocínio. É importante 
que ele verifique seus conhecimentos, suas experiências e seus sentimentos. As 
reflexões são o ponto de partida para a construção de suas conclusões.
Sugestão de estudo complementar
Sugestões de leituras adicionais, filmes e sites para aprofundamento do estudo, 
discussões em fóruns ou encontros presenciais quando for o caso.
Atenção
Chamadas para alertar detalhes/tópicos importantes que contribuam para a 
síntese/conclusão do assunto abordado.
7
Saiba mais
Informações complementares para elucidar a construção das sínteses/conclusões 
sobre o assunto abordado.
Sintetizando
Trecho que busca resumir informações relevantes do conteúdo, facilitando o 
entendimento pelo aluno sobre trechos mais complexos.
Para (não) finalizar
Texto integrador, ao final do módulo, que motiva o aluno a continuar a aprendizagem 
ou estimula ponderações complementares sobre o módulo estudado.
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Introdução
Dentro do filo Chordata, podemos encontrar o diverso subfilo Craniata – composto 
pelos animais que possuem crânio, representado pelos animais vertebrados e os 
Myxini (conhecidos pelo nome popular de feiticeira), os únicos peixes sem vértebras 
propriamente ditas. Acredita-se que o esqueleto dos vertebrados mais primitivos tenha 
sido formado por cartilagem, provavelmente devido ao seu desenvolvimento mais 
acelerado, como o observado em peixes sem mandíbula e nos atuais cartilaginosos. 
Posteriormente, esqueletos, de maioria óssea, foram surgindo, como o observado na 
maior parte dos vertebrados, oferecendo reservatório de fosfato e maior resistência. 
Os animais chamados peixes compreendem diversos indivíduos de hábitos 
essencialmente aquáticos dotados de brânquias e nadadeiras, assim como uma pele 
geralmente coberta por escamas. Esses animais, embora frequentemente reunidos em 
um único grupo, diferem muito entre si em diversos aspectos biológicos. Os registos 
fósseis mais antigos de peixes datam de períodos anteriores a 500 milhões de anos atrás, 
considerados os vertebrados mais antigos já descritos. Esse fator, somado à grandeextensão do planeta em água, resultou no conjunto mais diverso entre os vertebrados, 
com mais de 24 mil espécies conhecidas, superando, em número, todas as espécies 
de anfíbios, répteis, aves e mamíferos somadas. Atualmente, quando em cativeiro, 
peixes costumam ser criados com fins de consumo ou ornamentação. Devido aos 
diversos aspectos culturais e à existência de medicamentos de fácil aquisição, médicos 
veterinários frequentemente são solicitados somente em quadros mais graves, exigindo 
rápida tomada de decisão por parte desses profissionais.
Anfíbios, por outro lado, foram os primeiros vertebrados capazes de habitar a terra 
firme, com os mais antigos registros datando de 350 a 400 milhões de anos atrás, época 
de grandes secas e diminuição do oxigênio nos corpos d’água. A classe Amphibia possui 
grande diversidade de formatos, cores e tamanhos, com mais de 6.000 espécies descritas 
no mundo, capazes de suportar os mais diversos climas e ambientes e de preencher 
diferentes nichos. Essa elevada variabilidade pode ser um desafio para a manutenção 
desses animais em cativeiro. Para dificultar ainda mais, o manejo inadequado é 
considerado o maior causador de problemas nesses animais. Por exemplo, doenças 
provocadas por fungos e bactérias podem estar relacionadas à temperatura e ao pH 
incorretos e o tratamento inadequado de determinadas enfermidades pode levar um 
animal a óbito. Esses animais também podem atuar como indicadores ambientais, 
devido à alta permeabilidade da pele e sua sensibilidade à qualidade da água e do 
ar. Algumas espécies podem embasar pesquisas farmacológicas, ser utilizadas como 
9
animais de estimação e, ainda, como alimento. Portanto, é importante que médicos 
veterinários conheçam as diversas características de anfíbios e peixes para serem 
considerados aptos ao manejo e à clínica desses animais.
Objetivos
 › Discutir os principais aspectos relacionados à biologia e medicina de 
anfíbios e peixes.
 › Capacitar o aluno a exercer a clínica de anfíbios e peixes.
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UNIDADE IASPECTOS GERAIS 
DOS PEIXES
CAPÍTULO 1
Classificação
Classificação e nomenclatura
Peixes compreendem um grupo de animais de hábitos aquáticos pertencentes, em sua 
maioria, aos vertebrados, os quais realizam trocas gasosas nesses ambientes por meio 
de brânquias. Esses animais são o grupo mais antigo e diverso dos vertebrados, com 
aproximadamente metade das espécies existentes. 
Entre as complexas classificações dos peixes, podemos primeiramente dividi-los de 
acordo com a presença ou ausência de mandíbula. Os agnatos (Agnatha) são considerados 
mais primitivos, com mandíbula ausente e esqueleto cartilaginoso, representados pelas 
lampreias (Figura 1) e feiticeiras, enquanto os gnatostomados (Gnathostomata) são 
caracterizados pelos peixes mandibulados e os tetrápodes (Tetrapoda), que incluem os 
anfíbios, os répteis, as aves e os mamíferos.
Figura 1. Peixe sem mandíbula, a lampreia-marinha (Petromyzon marinus).
Fonte: https://www.flickr.com/photos/43788330@N05/8740460349/.
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UNIDADE I │ ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES
Dentro do grupo dos peixes com mandíbula, podemos encontrar ainda duas grandes 
ramificações existentes: 
1. Peixes cartilaginosos: os condrictes (Chondrichthyes), dotados de um 
endoesqueleto cartilaginoso, representados por duas subclasses: 
a. elasmobrânquios (Elasmobranchii), representada por tubarões, 
cações e raias (Figura 2); e 
b. Holocephalii, que tem como únicos representantes as quimeras. 
2. Peixes ósseos: os osteíctes (Osteichthyes), que possuem esqueleto ósseo, 
retratados pelos:
a. Sarcopterygii, peixes de nadadeiras lobadas, como os celacantos; e
b. Actinopterygii (Figura 3), peixes de nadadeiras raiadas representando 
a maior parte das espécies encontradas atualmente, como as trutas, 
bagres e carpas. 
Figura 2. Peixe mandibulado da classe Chondrichthyes, a raia-prego (Dasyatis centroura).
Fonte: http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/slides/006-Raia-Prego.html.
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ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES │ UNIDADE I
Figura 3. Peixe mandibulado da classe Osteichthyes, o xerelete (Caranx latus).
Fonte: http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/slides/010-Xerelete.html.
Habitat
Todas essas classificações entre os peixes podem compreender animais de água doce 
e salgada. Estima-se que, atualmente, mais da metade das espécies de peixes seja de 
ambientes marinhos, principalmente devido a sua extensão. Deve-se considerar que 
a fauna marinha é proporcionalmente muito menos conhecida do que a dulcícola, 
especialmente ao considerarmos as espécies bentônicas (aquelas que têm como habitat 
as profundezes do mar), embora estudos de taxonomia e sistemática sejam necessários 
em todos os ambientes. 
Os peixes são capazes de habitar lagos, rios, mares e oceanos por todo o mundo. Esses 
animais podem apreciar quase toda a coleção de água, desde os mares gelados dos polos, 
das regiões tropicais, cavernas subterrâneas, regiões abissais ou, até mesmo, todos de 
montanhas. Existem animais que podem inclusive sobreviver por certos períodos fora 
da água. Entretanto, possuem grande dificuldade em resistir em ambientes com elevada 
salinidade, como o mar Morto, no vale do rio Jordão no Oriente Médio, e o Great Salt 
Lake, no Estado de Utah nos Estados Unidos. 
Devido às limitações, como as tecnológicas e financeiras, a maioria das espécies 
que vive no fundo dos nossos oceanos ainda não foi descoberta. No caso dos 
peixes, acredita-se que aproximadamente um terço das espécies (ou mais) ainda 
seja desconhecido ao homem. Você consegue imaginar como são as espécies de 
peixes que habitam regiões abissais, as quais podem ultrapassar os 10.000 m de 
profundidade?
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CAPÍTULO 2
Anatomia e fisiologia
Assim como para a medicina de outros animais silvestres, o conhecimento a respeito da 
anatomia básica de peixes (Figura 4) é extremamente importante para exercer a clínica 
desses animais. Entretanto, devido à vasta diversidade de espécies e morfologias de 
peixes existentes, um breve apanhado do tema será discutido a seguir.
Figura 4. Anatomia básica geral dos peixes ósseos. 
 
 
Cérebro 
Rim 
Medula 
espinhal 
Nadadeira dorsal 
Bexiga natatória 
Nadadeira caudal 
Nadadeira 
pélvica 
Baço 
Estômago Gônada 
Nadadeira anal Brânquias 
Fígado 
Coração 
Vesícula 
biliar 
Bexiga urinária 
Fonte: elaborado pelo o autor.
Pele e estruturas anexas
A pele de peixes é um órgão complexo que está em contato direto com o ambiente 
aquático, atuando em diversas funções, como a manutenção de uma barreira osmótica, 
proteção contra doenças e camuflagem. É composta por quatro principais camadas: 
	» Cutícula: camada mais externa, bastante fina, recoberta por células descamativas 
e muco, o qual tem a função de facilitar a movimentação do animal na água ao 
reduzir o atrito.
 » Epiderme: dotada de um fino epitélio estratificado escamoso, que possui 
glândulas secretoras de muco, formando uma barreira contra a água.
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ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES │ UNIDADE I
 » Derme: camada mais espessa, onde formam-se as escamas na maioria dos 
animais, além de albergar células especializadas como os cromatóforos.
 » Hipoderme: localizada adjunta à musculatura e aos ossos, dotada de 
um tecido conectivo frouxo, com vascularização, podendo conter tecido 
adiposo.
Cromatóforos são células de aspecto dendrítico capazes de sintetizar e 
armazenar pigmentos. Dessa forma, podem conferir cores aos peixes, assim 
como auxiliar no dimorfismo sexual e mimetismo. Entre essas células, podemos 
citar os melanóforos, xantóforos e iridóforos, cada uma responsável por fornecer 
ceras, cores e aspectos à pele (STOSKOPF, 1993).
Ao contrário dos répteis, nos quais as escamas iniciam na epiderme, peixes possuem 
essas estruturas queratinizadas originadas na derme, projetando-se pela epiderme. 
São também cobertas por uma camada de muco, além de serem capazes de proteger 
o corpo do animal no ambiente. Danos às escamas podem causar graves problemas 
relacionadosao equilíbrio osmótico do animal, isso é, relativo à distribuição da água 
em locais com diferentes gradientes de concentração de solutos. As escamas possuem 
diversos formatos, dos quais, os quatro principais são chamados de ganoide, ctenoide, 
cicloide e placoide, o que pode causar algum impacto na clínica desses animais. 
Peixes dotados de poucas escamas – ou que estas sejam finas e frágeis – podem 
ser mais sensíveis a drogas e tóxicos presentes na água de um viveiro, assim como 
ser facilmente lesionados durante um exame clínico. Por outro lado, animais com 
escamas placoides, como condrictes, são mais robustos e possuem aspecto de “lixa”. 
Ainda, há alguns animais como o bagre (vários indivíduos da ordem Siluriformes) 
que não possuem escamas, sendo revestidos por uma pele firme chamada de couro. 
Nadadeiras, também chamadas de barbatanas, são grandes dobras presentes na pele 
de peixes, as quais são cobertas por um epitélio escamoso estratificado contínuo com 
a epiderme, geralmente sustentadas por estruturas chamadas de raios. Em geral, esses 
animais possuem três ímpares (dorsal, anal e caudal) e duas encontradas na forma 
de pares (pélvicas e peitorais). A nadadeira dorsal também pode ser dupla e, junto 
com as nadadeiras anal, peitorais e pélvicas, auxilia na manutenção da estabilidade do 
animal durante os movimentos. A nadadeira caudal possui função ativa na natação, 
principalmente para a mudança de direções e propulsão, podendo ser classificada 
de acordo com o formato e com os lobos simétricos ou assimétricos. Outros animais, 
como os caracídeos, podem apresentar uma nadadeira adiposa, localizada entre as 
nadadeiras dorsal e caudal. Eventualmente, são encontradas nadadeiras bastante 
adaptadas, como em peixes-voadores, nos quais as peitorais são propícias para planar 
16
UNIDADE I │ ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES
fora da água. As nadadeiras pares são ausentes na maioria dos agnatos. Acredita-se que 
as pélvicas e peitorais tenham atuado como precursores evolutivos dos membros dos 
atuais tetrápodes. 
Sistema musculoesquelético
Diversos formatos corporais podem ser observados entre os peixes, variando de acordo 
com o nicho pertencente à espécie. A maioria dos peixes descritos atualmente possui 
formato fusiforme, que fornece melhor hidrodinâmica, principalmente em ambiente 
de fluxo intenso de água, como riachos. Outros podem ser achatados lateralmente, 
como o acará-disco, o que os favorece para realizar manobras em movimentos curtos, 
principalmente em águas mais paradas, como lagos. Outras formas incluem os peixes 
achatados dorsoventralmente, como as raias, alongados, como as enguias, ou até mesmo 
com formatos bastante singulares, assim como o observado em cavalos-marinhos. 
Peixes com esqueleto majoritariamente ósseo representam a maioria dos peixes 
conhecidos, embora algumas espécies sejam dotadas de esqueletos cartilaginosos. 
Inclusive, diversos osteíctes, quando jovens, são constituídos por um endoesqueleto 
de cartilagem, que mineraliza ao avançar da idade. De uma forma geral, esses animais 
possuem uma coluna vertebral bastante flexível para permitir as contrações ondulatórias. 
Peixes ósseos frequentemente possuem esqueleto com estruturas equivalentes aos 
mamíferos (Figura 5).
Figura 5. Esquema representando o esqueleto de um peixe ósseo. 
 
 
Nadadeira caudal 
Vértebras 
Órbita 
Pré-maxila 
Dentário 
(mandíbula) 
Raios das nadadeiras dorsais 
Nadadeira anal 
Costelas 
Nadadeira 
peitoral 
Opérculo 
Cintura 
pélvica Nadadeira pélvica 
Maxila 
Fonte: Klemm et al. (1995).
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ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES │ UNIDADE I
A musculatura axial, utilizada principalmente para a natação em peixes, pode 
compor grande parte da massa do animal. Ela é composta majoritariamente por uma 
musculatura branca e, em menor parte, por músculo vermelho, separados por um tecido 
de aspecto intermediário. A coloração indica o nível de vascularização da fibra, já que 
o vermelho possui grandes quantidades de mioglobina, capilares e uma alta densidade 
mitocondrial, que estão em menor parte na porção branca. As fibras da musculatura 
vermelha (metabolismo oxidativo) são menores e participam primariamente 
da realização de movimentos lentos e de sustentação, ao contrário das brancas 
(metabolismo glicolítico), utilizadas em movimentos mais ágeis (SANTOS, 2007). Essa 
particularidade pode ser importante quando relacionarmos à cinética dos fármacos 
injetados de forma intramuscular, os quais podem ser distribuídos diferentemente de 
acordo com o músculo atingido.
Alguns peixes, como a enguia elétrica (Electrophorus sp.) e a raia-elétrica (Torpedo 
sp.) possuem uma adaptação muscular para auxiliar à captura de presas, assim como 
para afastar predadores. Esses animais são dotados de eletrócitos, células em formato 
de discos dispostas ao longo do corpo, capazes de gerar descargas elétricas quando 
estimuladas (GOTTER et al., 2012).
Respiração
Peixes são animais aeróbios, portanto, dependem do oxigênio para seu metabolismo, 
o qual é transportado pelo sangue por meio da hemoglobina presente em eritrócitos. A 
principal forma de respiração observada nesses animais é a branquial, na qual é possível 
absorver o oxigênio dissolvido na água.
As brânquias, ou guelras, são tecidos altamente vascularizados por onde ocorrem as 
trocas gasosas em peixes. Elas são formadas pelos arcos branquiais (Figura 6), suportados 
por osso ou cartilagem, e possuem um epitélio contínuo com a faringe e cavidade bucal. 
Os arcos branquiais são formados por diversos filamentos preenchidos por vasos 
sanguíneos, possuindo inúmeras lamelas transversais. As brânquias são consideradas 
órgãos extremamente efetivos para a extração de oxigênio, já que ambientes aquáticos 
possuem aproximadamente 1/20 da quantidade de oxigênio dissolvido no ar, além de 
serem capazes de excretar compostos nitrogenados. De uma forma geral, as brânquias 
podem ser boas indicadoras da saúde do animal, visto que mudanças em seu epitélio 
costumam ocorrer precocemente com a instalação de doenças infecciosas ou outros 
problemas ambientais. Elas também são o principal local onde albergam diversos 
ectoparasitos. Em peixes ósseos esses órgãos são protegidos por uma placa óssea 
18
UNIDADE I │ ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES
chamada opérculo, enquanto em elasmobrânquios elas se abrem diretamente para o 
exterior em fendas branquiais e em agnatos em poros branquiais.
Figura 6. Representação anatômica da estrutura branquial da tilápia (Oreochromis mossambicus). Cada arco 
branquial possui duas fileiras de filamentos, que foi simplificada para facilitar a visualização.
 
 
Arco 
branquial 
 
Lamelas Filamento 
Figura 3. A
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Figura 2. F
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Figura 1. L
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Fonte: adaptado de Ribeiro (2017).
São descritos dois métodos básicos de passagem de água pelas brânquias, a ativa e a 
passiva. A ativa ocorre com a realização de movimentos com a musculatura da mandíbula, 
o que causa pressão negativa forçando a entrada da água pelos arcos branquiais. Esse 
método é considerado vantajoso por possibilitar melhor adaptação em condições de 
cativeiro. Por outro lado, na passiva, é necessária natação contínua com a boca e o 
opérculo do animal abertos, com movimentos mínimos de mandíbula e brânquias, mas 
que obrigam o indivíduo a realizar constante movimento para promover a passagem da 
água e possibilitar as trocas gasosas. Algumas espécies de peixes são capazes de realizar 
ambas as formas de ventilação.
Algumas espécies (por exemplo Protopterus sp.) possuem um mecanismo de defesa 
contra épocas de seca ou para lidar com ambientes com baixas concentrações de 
oxigênio que é um órgão considerado um pulmão primitivo. Esse tecido parece ter a 
mesma origem evolutiva da bexiga natatória, presente de forma singular ou em par, 
projetando-se como bolsas nas laterais do esôfago. Acredita-se que o surgimento de 
um pulmão possa ter sido um “impulso” para a invasão de ambientes terrestres pelostetrápodes primitivos (HICKMAN et al., 2000).
Outras exceções podem ser observadas, como é o caso da enguia elétrica (Electrophorus 
electricus), que necessita obrigatoriamente da respiração do oxigênio dissolvido no 
19
ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES │ UNIDADE I
ar. Tais animais possuem brânquias pouco desenvolvidas e dependem de um tecido 
intensamente vascularizado presente na mucosa oral. Por esse motivo, eles dependem 
de subir à superfície para capturar ar atmosférico e realizar trocas gasosas (JOHANSEN 
et al., 1968).
Sistema cardiovascular
Peixes possuem sistema circulatório relativamente simples. O coração deles é o órgão 
responsável por bombear o sangue pelo corpo. É constituído por duas câmaras principais 
(Figura 7): átrio, com parede mais fina, e um ventrículo, com grossa parede muscular. 
Outras duas cavidades podem ser encontradas, o seio venoso, considerado um marca-
passo, e o bulbo arterioso, uma simples cavidade elástica. Em condrictes, na região que 
seria do bulbo arterioso, ocorre o cone arterioso, câmara ativamente responsável por 
contrações. Válvulas localizadas entre as câmaras, assim como as contrações, permitem 
um fluxo unidirecional do sangue.
Figura 7. Esquema representando as cavidades do coração de peixes ósseos. 
 
 
Bulbo arterioso 
Ventrículo 
Átrio 
Seio venoso 
Figura 1. B
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Figura 2. S
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Figura 3. V
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Fonte: o próprio autor.
A circulação desses animais é considerada fechada, já que o sangue flui somente 
no interior dos vasos sanguíneos, além de ser chamada de simples, já que para a 
conclusão de um ciclo completo o sangue passa somente uma vez pelo coração. O 
ventrículo bombeia sangue venoso, rico em gás carbônico, por intermédio do bulbo 
arterioso (Figura 8) para as brânquias, onde é oxigenado e segue pela aorta dorsal 
para a distribuição sistêmica, de onde retorna ao coração, passando pelo seio venoso, 
que direciona para o átrio, seguido pelo ventrículo, continuando o ciclo. Portanto, 
no coração de peixes, somente é bombeado sangue desoxigenado. Esse órgão se 
20
UNIDADE I │ ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES
encontra separado do resto da cavidade pelo septo transverso, localizado na cavidade 
pericárdica.
Figura 8. Esquema geral do sistema circulatório de peixes. Em azul, sangue desprovido de oxigênio e, em 
vermelho, oxigenado. 
 
 
Capilares sistêmicos 
Coração 
Capilares branquiais 
Figura 1. C
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Figura 2. C
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Figura 3. C
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Fonte: elaborado pelo o autor.
O sistema porta-renal é uma rota circulatória acessória na qual parte do sangue drenado 
da região posterior do corpo passa pelos rins antes de retornar ao coração. Esse sistema 
está presente em quase todos os peixes, assim como em anfíbios, répteis e aves. Em 
osteíctes essa microcirculação é totalmente derivada da veia porta-renal, enquanto em 
condrictes ocorre uma união desses vasos com as arteríolas renais eferentes (SEBBEN 
et al., 2019). Mesmo com a carência de estudos, é recomendada que a aplicação de 
medicações na musculatura mais caudal seja realizada com cautela, principalmente 
quando utilizados fármacos potencialmente nefrotóxicos, além destes poderem ter sua 
cinética alterada.
O sistema linfático de peixes é constituído por vasos linfáticos paralelos ao sistema 
venoso que, quando comparados aos vasos sanguíneos, são consideravelmente menores. 
Em alguns animais, pode ser encontrado um coração linfático (um alargamento do vaso 
linfático) próximo à bifurcação da veia caudal, com duas câmaras. Peixes não possuem 
linfonodos, entretanto certas porções de tecidos linfomieloides podem ser encontrados 
distribuídos pelos órgãos, como nos rins e mesentério.
Sistema digestório e órgãos anexos
A conversão do alimento em energia ocorre no tubo digestivo, o qual inicia na cavidade 
bucal. Os agnatos, ausentes de mandíbula, possuem boca redonda repleta de dentes 
21
ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES │ UNIDADE I
córneos, utilizada para se fixar no alimento. Peixes mandibulados, por outro lado, 
podem ser predadores de indivíduos maiores e de forma ativa. A boca desses animais 
pode ser terminal, superior ou inferior, dependendo dos hábitos alimentares da espécie, 
com dentes de crescimento contínuo localizados na boca ou, até mesmo, faringe, além 
de ser ausente de glândulas salivares verdadeiras. O esôfago de peixes é curto, repleto 
de botões gustativos, desembocando diretamente no estômago, geralmente sem uma 
separação verdadeira como o cárdia em mamíferos. No estômago, é iniciado o processo 
de digestão química, e, em algumas espécies, é seguido por uma digestão mecânica no 
ventrículo (também chamado de moela). Em seguida, ocorre a passagem do alimento 
para o intestino, o qual varia em dimensões de acordo com os hábitos alimentares do 
animal, sendo mais curto em carnívoros e mais longo em herbívoros. A maioria desses 
animais possui tubos cegos e delgados na porção anterior do intestino, os chamados 
de cecos pilóricos, responsáveis por secretar enzimas digestivas. O intestino de alguns 
peixes, principalmente os cartilaginosos, possui uma porção adaptada chamada de 
válvula espiral, responsável por aumentar a superfície de contato com o alimento. O 
restante do conteúdo, quando não digerido, pode ser excretado pelo ânus, em peixes 
ósseos, ou pela cloaca, em peixes cartilaginosos. 
O fígado pode ou não possuir lobulações e geralmente é bastante pigmentado, próximo 
de uma proeminente vesícula biliar que serve como um reservatório de bile, enzima 
responsável principalmente pela quebra de gordura. Em tubarões, o fígado é um órgão 
bastante grande, com grandes concentrações de lipídeos. Na maioria dos animais, 
o pâncreas, responsável pela secreção de outras enzimas digestivas, costuma estar 
distribuído de forma difusa ao redor do duodeno ou no tecido hepático. É comum em 
algumas espécies que exista certa aderência entre órgãos, não sendo necessariamente 
resultado de processos inflamatórios (como a peritonite), além da presença de 
quantidades variáveis de gordura na cavidade. 
Sistema excretor
O sistema excretor é responsável pelo controle do equilíbrio osmótico, assim como 
pela eliminação dos compostos nitrogenados resultantes do catabolismo proteico. É 
composto pelo tradicional sistema urinário caracterizado pelos rins, ureteres e bexiga 
urinária, mas também pelas brânquias. 
Os rins de peixes geralmente ocorrem em par, localizados no dorso da cavidade celomática, 
variando morfologicamente de acordo com a espécie trabalhada. Histologicamente, 
podem ser divididos em duas porções: a cranial, envolvida principalmente na 
hematopoiese e na função imunológica; e a caudal, a qual é responsável pela excreção 
22
UNIDADE I │ ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES
propriamente dita. Os rins desses animais são mais simples que os dos mamíferos, 
não possuindo alça de Henle e, em alguns peixes marinhos, ausentes de glomérulos 
em seus néfrons. O conteúdo filtrado pelos rins passa pelos ureteres, desembocando 
na bexiga ou diretamente no poro excretor. A bexiga urinária pode estar presente em 
algumas espécies, entretanto, é uma região bastante simples e pouco expansiva quando 
comparada com a de outros animais, não chegando a acumular grandes quantidades de 
urina. O sistema urinário de peixes ósseos geralmente termina no orifício urogenital, 
localizado cranialmente à nadadeira anal. Algumas espécies de osteíctes, no entanto, 
podem apresentar dois orifícios, separando a porção final dos sistemas urinário e 
genital. Em peixes cartilaginosos, por outro lado, há a presença de uma cloaca devido à 
junção dessas aberturas com o ânus.
Para a compreensão do mecanismo osmorregulatório em peixes é necessário que animais 
de água doce sejam estudados separadamente dos de água salgada. Peixes dulcícolas 
são considerados hipertônicos em relação ao meio. Dessa forma, seus rins atuam 
retendo íons e excretando água na formade uma urina bastante diluída. Por outro lado, 
osteíctes marinhos são considerados hipotônicos devido à elevada concentração de sais 
presente no meio aquático. Por esse motivo, esses animais geralmente possuem rins 
com menor quantidade de glomérulos, excretando uma urina bem mais concentrada, 
auxiliados pelas brânquias, que atuam eliminando uma grande quantidade de íons do 
organismo. A perda de água por osmose ocorre de forma constante nesses animais, 
que necessitam ingerir grandes quantidades de água. Elasmobrânquios marinhos 
diferem, no entanto, ao concentrar elevadas quantidades de ureia no seu organismo. 
Dessa forma, acabam se mantendo discretamente hipertônicos, absorvendo líquidos 
por osmose, não necessitando beber água. Esses animais também contam com outro 
mecanismo para essa função: um órgão tubular chamado de glândula de sal, localizado 
próximo ao reto, por onde desemboca.
A principal forma de excreção de compostos nitrogenados em peixes de água doce é 
a amônia, enquanto a ureia é a forma mais eliminada pelos animais de água salgada. 
Como a amônia é muito tóxica, deve ser excretada à medida que é formada no peixe. 
Os principais órgãos envolvidos com a excreção são as brânquias, seguidos pelos rins 
(BOMBARDELLI et al., 2004).
A excreção de compostos nitrogenados em peixes é um assunto bastante 
importante e complexo. Para aprofundar seus conhecimentos, leia o artigo 
Metabolismo Proteico em Peixes, de Bombardelli et al. (2004), disponível em: 
https://www.revistas.unipar.br/index.php/veterinaria/article/view/546/485.
23
ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES │ UNIDADE I
Reprodução
Os hábitos reprodutivos são variados nas diversas espécies de peixes. Esses animais 
podem ser dioicos, apresentando indivíduos machos e fêmeas separadamente, ou 
hermafroditas, em que ambos os sexos ocorrem no mesmo espécime. O formato das 
gônadas pode variar de acordo com a espécie. Em machos, os testículos costumam ser 
um órgão em par, alongados, produtores de espermatozoides que são lançados por um 
curto ducto deferente ao poro genital. Nas fêmeas, podem ser observados os ovários, 
também em par, alongados e posicionados dorsalmente ao intestino, assim como um 
curto oviduto que se comunica com o poro genital. Tanto os testículos quanto os ovários 
variam de tamanho de acordo com a época do ano, aumentando ao se aproximar do 
período reprodutivo.
Inicialmente, quando alevinos, não há diferenciação entre as gônadas, ocorrendo 
somente após certo tempo de desenvolvimento. O dimorfismo sexual pode ocorrer 
em algumas espécies, seja de forma transitória (como em machos de Arapaima gigas 
que ficam com a borda das escamas avermelhadas) ou permanentes (machos de 
Oreochromis niloticus são maiores que fêmeas). Tubarões machos possuem um par 
de estruturas tubulares chamadas clásperes (Figura 9) entre as nadadeiras pélvicas, 
utilizadas para realizar a fecundação da fêmea.
Figura 9. A – Clásperes de macho de cação-frango (Rizoprionodon lalandii); B – Ausência de clásperes em 
fêmea de cação-frango (R. lalandii). 
Fonte: Maranho e Baldassin, 2014.
Na maioria das espécies de peixes, assim como em anfíbios, a fecundação dos ovócitos 
é realizada externamente ao corpo da fêmea, entretanto, em alguns animais como 
os elasmobrânquios e eventuais osteíctes a fecundação é interna, ocorrendo cópula. 
O principal modo reprodutivo nesses animais é a oviparidade, na qual o embrião se 
desenvolve em um ovo totalmente externo ao corpo da fêmea. A superfície dessas 
estruturas pode ser adesiva ou não adesiva devido à presença de determinadas 
24
UNIDADE I │ ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES
características. Destes ovos são originadas as larvas, também chamadas de alevinos, 
as quais carregam um saco vitelino, que serve como suporte energético até a completa 
formação do trato digestivo, que geralmente ocorre em algumas semanas após o 
nascimento. Peixes cartilaginosos, no entanto, apresentam desenvolvimento direto, 
sem passar pela fase larval. Outros mecanismos reprodutivos ocorrem entre peixes, os 
quais também podem ser ovovivíparos, nos quais o embrião se desenvolve recebendo 
nutrientes de um ovo dentro da fêmea ou vivíparos, em que o embrião se desenvolve e 
se alimenta diretamente do corpo da mãe. Alguns peixes podem apresentar certo nível 
de cuidado parental, como animais dos gêneros Tilapia, Sarotherodon e Oreochromis.
Sistema sensorial
Um dos principais mecanismos responsáveis pela percepção dos peixes com o ambiente 
é a chamada linha lateral. Essa estrutura é composta por diversos poros ligados por 
um canal e distribuídos de forma linear da região do opérculo até a cauda do animal, 
formando uma região mais escura. Nesses poros, são encontradas células ciliadas que 
atuam como receptores capazes de captar mínimas alterações de corrente e vibrações 
na água. Dessa forma, podem conceder ao peixe o sentido do tato, bem como fornecer 
parâmetros de distância e participar na recepção de sons de baixa frequência. Podem 
ainda compensar, em partes, a ausência de visão em animais cegos. 
A bexiga natatória, também chamada de vesícula gasosa, é um órgão longo, com um 
fino epitélio de revestimento, originalmente derivado do trato digestivo. Esse órgão 
hidrostático está presente somente em peixes ósseos e é capaz de auxiliar no processo 
de flutuação (preenchendo-se ou liberando gases), na produção de sons (atuando 
como um amplificador acústico) ou, até mesmo, na respiração, em algumas espécies. 
Em algumas espécies, ainda, pode ocorrer uma comunicação com o esôfago, podendo 
inclusive resultar na passagem errática de restos de comida para a bexiga natatória. 
Em condrictes, a manutenção da flutuabilidade é auxiliada pela presença de um 
grande fígado nesses animais, o qual armazena uma elevada quantidade de lipídios. 
Algumas espécies, como os tubarões-tigre (Galeocerdo cuvier) podem também ingerir 
ar propositalmente para que o estômago fique tomado por gases. 
Ampolas de Lorenzini são células espalhadas pela cabeça de algumas espécies de peixes 
cartilaginosos capazes de perceber pequenas mudanças de temperatura, salinidade ou 
correntes elétricas. Devido a isso, elasmobrânquios são considerados animais muito 
sensíveis aos campos magnéticos. Em aquários com escapes de corrente elétrica os 
indivíduos podem manifestar desorientação e comportamento agressivo. Dessa forma, 
25
ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES │ UNIDADE I
componentes elétricos utilizados em viveiros, principalmente destes animais, devem 
estar em constante manutenção.
A visão pode ser mais importante para algumas espécies do que outras. Geralmente 
animais de ambientes mais profundos e escuros são menos dependentes de estímulos 
visuais do que animais de águas claras. Peixes não possuem pálpebras propriamente 
ditas, mas eventualmente contam com tecidos com funcionalidade semelhante. 
A sensibilidade auditiva varia de acordo com a espécie de peixe. Embora costume ser 
aguçada devido à transmissão de vibrações sonoras ocorrer com facilidade no ambiente 
aquático. Nesses animais, não estão presentes os ouvidos médio e externo, existindo 
somente o interno, capaz de captar as vibrações sonoras a partir de órgãos como a 
bexiga natatória e linha lateral. 
De uma forma geral, esses animais possuem excelente olfato devido à existência de 
quimiorreceptores altamente especializados. Assim, podem se orientar na busca por 
alimento, detectar alterações químicas na água e identificar feromônios dissolvidos 
nela.
Sistema hematopoiético
Os peixes não possuem medula óssea e linfonodos, entretanto, costumam dispor de timo, 
baço e outros tecidos linfomieloides. Em peixes cartilaginosos, a hematopoiese ocorre 
principalmente no baço, onde são desenvolvidos os eritrócitos, trombócitos e linfócitos. 
A granulopoiese, por outro lado, aparenta estar associada ao órgão epigonal e ao órgão 
de Leydig. Nos peixes ósseos, os principais tecidos linfomieloides são o timo, baço 
e rim. O rim é onde são desenvolvidos eritrócitos, granulócitos, linfócitos,monócitos 
e, possivelmente, trombócitos. O timo é o principal local pelo desenvolvimento dos 
linfócitos. O baço normalmente tem um papel secundário na hematopoiese, exceto em 
espécies que possuem somente ele com essa função. O sangue periférico aparenta ser 
um sitio extra da eritropoiese nesses animais, já que vários estágios do desenvolvimento 
eritrocitário podem ser encontrados em amostras de rotina de animais saudáveis.
Regulação da temperatura
Peixes são animais ectotérmicos, o que significa que suas temperaturas corporais variam 
de acordo com a temperatura da água em que se encontram. Os processos fisiológicos 
e bioquímicos do organismo deles são intimamente associados com a temperatura 
ambiental. Dessa forma, reações relacionadas à homeostase, trocas gasosas, consumo 
26
UNIDADE I │ ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES
energético, taxa de crescimento, entre outros, são influenciadas por este fator. O 
sistema imune e a capacidade de metabolização de drogas são especialmente afetados 
por quedas na temperatura. Algumas espécies de peixes são capazes de tolerar maiores 
flutuações na temperatura corporal do que outras. Curiosamente, determinadas 
espécies de peixes cartilaginosos ainda possuem a capacidade de produzir calor em 
certa quantidade, como o tubarão azul (Prionace glauca). 
27
CAPÍTULO 3
Conservação e zoonoses
Conservação
Peixes participam de diversos níveis na teia alimentar, seja como presa ou predador. 
Esses animais são capazes, inclusive, de se alimentar de artrópodes vetores, ajudando 
no controle da disseminação de patógenos. Ainda, por meio de mecanismos de filtração, 
algumas espécies podem auxiliar na limpeza de determinados micro-organismos e 
toxinas (PANOSSO et al., 2007).
Ações antrópicas são bastante documentadas como fatores capazes de levar 
peixes à extinção. A introdução de espécies exóticas é uma dessas causas, tendo 
como exemplo a carpa-comum (Cyprinus carpio), espécie invasora nas américas 
e consagrada devido a sua robustez e menor quantidade de predadores, sendo 
capaz de causar alterações nas propriedades físico-químicas da água, como pH e 
quantidade de oxigênio dissolvido. A liberação de efluentes tóxicos também é capaz 
de ser responsável por degradar grandes quantidades de água, principalmente em 
ambientes mais sensíveis, como riachos. O desmatamento da vegetação próxima 
aos corpos d’água e uso inadequado do solo também contribuem para a perda do 
habitat. Outro problema é a pesca predatória, tanto da indústria pesqueira quanto 
a pesca em pequena escala, já que boa parte de peixes capturados de ambientes 
naturais sofre algum risco de extinção. Dessa forma, políticas públicas para a 
manutenção da biodiversidade dulcícola e marinha são essenciais.
Para saber mais sobre as espécies de peixes e anfíbios (assim como outros 
vertebrados e invertebrados) que sofrem algum risco de extinção no Brasil, 
o Livro Vermelho da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção, organizado pelo 
ICMBio em 2018, reúne informações detalhadas e de acesso livre, disponível em: 
https://www.icmbio.gov.br/portal/images/stories/comunicacao/publicacoes/
publicacoes-diversas/livro_vermelho_2018_vol1.pdf.
Zoonoses
O consumo crescente no Brasil de alimentos com base em peixes crus, como os de 
influência da culinária oriental, assim como outras formas de ingestão de carnes pouco 
cozidas, pode ser responsável pela transmissão e pelo aumento na taxa de doenças 
28
UNIDADE I │ ASPECTOS GERAIS DOS PEIXES
zoonóticas originadas em peixes. Uma das doenças mais reconhecidas é a difilobotríase 
causada pelo gênero Diphyllobothrium sp., conhecido como a “tênia dos peixes”. Este 
é considerado o maior cestódeo capaz de parasitar o homem, podendo causar diversos 
sintomas na pessoa afetada. A anisaquíase pode ser causada por algumas espécies da 
família Anisakidae, nematódeos transmitidos por diversas espécies de pescados, na qual 
o homem acaba se tornando um hospedeiro acidental. A eustrongilidíase é causada pelo 
gênero Eustrongylides, na qual as larvas deste nematódeo geralmente contaminam o 
homem após a ingestão de sushi, podendo gerar quadros de desconforto abdominal. 
A capilaríase é causada por nematódeos do gênero Capillaria, afetando o trato 
gastrointestinal de pacientes, podendo inclusive levar a óbito. Diversos trematódeos 
digenéticos também podem afetar o homem, causando doenças como a clonorquíase 
(Clonorchis sinensis), fagicolose (Phagicola longa) e opistoquíase (Opisthorchis sp.), 
um grande problema de saúde pública, principalmente na Ásia (OKUMURA et al., 
1999).
Maiores descrições sobre essas doenças estão disponíveis no artigo Principais 
zoonoses parasitárias transmitidas por pescado – revisão, de Okumura et al. (1999), 
disponível em: https://www.revistamvez-crmvsp.com.br/index.php/recmvz/
article/viewFile/3386/2591.
29
UNIDADE II
CRIAÇÃO DE 
PEIXES EM 
CATIVEIRO
Existem dois ramos principais para a criação de peixes em cativeiro, o que pode 
influenciar na forma com a qual lidamos com as doenças e seus tratamentos. 
	» A piscicultura, integrante da aquicultura, visa a produção comercial de peixes 
com fins de consumo, principalmente da carne. 
	» O aquarismo (ou aquariofilia), por outro lado, busca a manutenção destes 
animais de forma ornamental. Atualmente, dentro do aquarismo, há uma 
crescente vertente do uso de peixes como animais de estimação. 
Muitas espécies de peixes são mantidas em cativeiro, variando de aquários internos de 
diversos tamanhos a lagoas ao ar livre. Ao contrário da maioria dos outros vertebrados, 
muitas vezes, é necessário tratar todos os habitantes de um recinto como um único 
indivíduo, mesmo que nem todos os animais apresentem sinais clínicos. 
Alguns dos peixes de água doce mais comuns em cativeiro incluem o peixe-dourado 
(Carassius auratus), carpa-comum (Cyprinus carpio), guppy (Poecilia reticulata), 
tetras (Paracheirodon spp.) e peixes betta (Betta splendens). Espécies de água salobra 
são incomuns e de difícil criação, mas alguns exemplos incluem o peixe vidro indiano 
(Chanda ranga), os saltadores (Periophthalmus spp.) e gobies (Stigmatogobius spp.). 
Os peixes marinhos tropicais mais comuns em cativeiro, geralmente capturados da 
natureza, são os peixes-anjo (Pomacanthus spp.), peixes-porco (Balistoides spp.), 
limpadores (Labroides dimidiatus), cavalos-marinhos (Hippocampus spp.), assim 
como os peixes-cirurgiões e tangs (Acanthurus spp., Paracanthurus spp. e Zebrasoma 
spp.). Ainda mais difíceis e incomuns, as criações de animais marinhos de águas frias 
podem incluir espécies como o peixe-rei (Coris julis) e o peixe-lula (Parablennius 
gattorugine). 
30
CAPÍTULO 1
Recintos
Dimensões
O tamanho do recinto para peixes, em especial para animais maiores (como 
elasmobrânquios) deve respeitar a biologia do animal, para que ele mantenha o padrão 
de nado e outros aspectos fisiológicos sem alterações. Dessa forma, é importante estar 
atento quanto à densidade populacional de um recinto, bem como a interação entre as 
espécies que ali habitarem. Certas espécies, como os peixes betta (Betta splendens) são 
conhecidas pelo seu comportamento territorialista, podendo gerar brigas capazes de 
causar a morte de outros animais do mesmo aquário. 
De forma geral, esses ambientes possuem variações extremas de tamanho – de pequenos 
aquários a lagoas. A manutenção em grandes reservatórios de água, confeccionados em 
terreno natural, requer menos custos. Geralmente são utilizados para a manutenção de 
grandes quantidades de animais com finalidades comerciais, entretanto, ainda assim 
devem reproduzir um habitat similar ao original para as espécies que ali estiverem. 
Devem ser construídos próximos a uma entrada de água, com a possibilidade de saída 
por um dreno. Outro recinto comercialmente utilizado é chamado de tanque-rede. É 
caracterizado por estruturas que flutuam na água, geralmente por galões, isopor ou 
canos de PVC, confinando os peixes em seu interior. Embora menos controlados, 
permitem fluxocontínuo de água, que auxilia na manutenção da sua qualidade, podendo 
ser cobertos para prevenir predadores. 
Aquários, por outro lado, são recintos transparentes feitos de vidro ou de plástico, 
nos quais podem ser albergados peixes e outros animais de hábitos aquáticos. Tais 
recipientes podem ser de vários formatos e tamanhos, mas devem fornecer ambiente 
adequado com o uso de filtros e aeradores.
A manutenção de coleções mistas de espécies, embora frequentemente contraindicadas, 
é uma prática comum, principalmente no aquarismo. Em comunidades mantidas em 
um mesmo local, é essencial que as espécies utilizadas cumpram os mesmos requisitos 
ambientais. O controle sanitário do recinto é indispensável para a manutenção 
de qualquer animal em cativeiro. A qualidade da água ideal e suas variáveis devem 
obrigatoriamente ser buscadas para melhorar a qualidade de vida do animal, de modo 
que não tenham a saúde comprometida, principalmente por doenças ocasionadas por 
erros de manejo.
31
CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO │ UNIDADE II
Durante períodos de tratamento de enfermidades ou recuperação de determinados 
procedimentos, os peixes devem, se possível, ser mantidos em recintos controlados 
chamados de aquário hospital. Nesse local, o animal deve ser preferencialmente 
mantido isolado de outros contactantes. Deve ser composto por um tanque bastante 
básico, constituído principalmente por água, aquecedores e aeradores, além de ser 
pequeno, para que seja utilizado o mínimo necessário de medicação dissolvida na 
água. Também deve atender às mesmas condições relacionadas à qualidade da água 
do local de origem, especialmente em relação aos níveis de compostos nitrogenados, 
visto que a formação do filtro biológico pode ser afetada na presença de diversos 
fármacos. A água de animais mantidos durante tratamento medicamentoso deve ser 
obrigatoriamente filtrada. Após o término do tratamento de cada paciente, o recipiente 
e todos os utensílios utilizados devem ser cuidadosamente desmontados e higienizados 
para promover a correta desinfecção.
Iluminação
A luz contínua pode ser maléfica para algumas espécies de peixes. Em tubarões-limão 
(Negaprion brevirostris), por exemplo, é relatada a perda da resposta pupilar devido 
ao excesso de luminosidade (GRUBER; KEYES, 1981). Dessa maneira, o animal deve 
ser mantido preferencialmente mantendo o fotoperíodo natural das épocas do ano do 
ambiente de origem para cada espécie.
Enriquecimento ambiental
Mecanismos para o enriquecimento ambiental (Figura 10) podem ser utilizados para 
peixes visando à manutenção do bem-estar animal. Diferentes substratos, abrigos, 
plantas, assim como variadas formas de oferta de alimento podem ser úteis para 
alcançar esses ideais. A escolha dos fômites deve ser feita levando diversos aspectos 
em consideração. As plantas vivas, por exemplo, são úteis em aquários por diversas 
razões. Podem fornecer abrigo para alguns indivíduos, servir como fonte de alimento e 
são capazes de melhorar a qualidade da água ao absorver parte do nitrato formado no 
ciclo da amônia. Por outro lado, podem servir como transmissores de alguns patógenos 
infecciosos. Em geral, os materiais utilizados devem ser de fácil desinfecção, como 
materiais não orgânicos e não porosos. Peixes vivos também podem ser utilizados como 
enriquecimento ambiental de alguns animais carnívoros, como peixes cartilaginosos, 
mas essa presa também deve passar por um período de quarentena, incluindo a 
vermifugação.
32
UNIDADE II │ CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO
Figura 10. Exemplo de recinto enriquecido para peixes. 
Fonte: https://www.myaquariumclub.com/parameter-neutral-aquarium-enrichment-19108.html.
33
CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO │ UNIDADE II
CAPÍTULO 2
Qualidade da água
É dito que o principal fator para o sucesso na criação de peixes é a manutenção da 
qualidade água. Este fluido se encontra em constante contato com a pele e brânquias de 
peixes e diversos problemas de saúde podem ocorrer devido ao estresse da manutenção 
dos animais em um ambiente inadequado. Dessa forma, devem ser preconizados 
excelentes valores de parâmetros de qualidade, os quais podem variar de acordo com 
a espécie trabalhada. Para isso, análises periódicas (no mínimo semanais) devem ser 
realizadas. 
Atualmente, estão disponíveis no mercado kits colorimétricos comerciais, úteis para 
pequenos aquários domésticos, os quais são relativamente baratos e úteis. Entretanto, 
para grandes recintos, ou com uma maior diversidade de espécies, é recomendado 
o uso de equipamentos eletrônicos para obter maior precisão dos níveis detectados. 
Parâmetros inadequados, ou próximos aos limites, podem ser bastante estressantes 
aos peixes e induzir à manifestação de determinadas doenças. Outro fator que deve 
ser levado em consideração para a manutenção desse controle é o fato de que trocas 
abruptas da água de um recinto podem ser fatais. Essas trocas devem ser realizadas de 
forma gradual, no máximo de 10 a 20% por semana, o que pode ser muito tempo para 
a correção de algumas enfermidades. 
Alguns valores estão exibidos na Tabela 1, entretanto, devem ser utilizados com cautela 
devido às diversas particularidades entre as espécies.
Tabela 1. Parâmetros gerais de qualidade da água para algumas populações.
Parâmetro
Aquário comunitário de água 
doce
Aquário comunitário de peixes 
marinhos tropicais
Temperatura (°C) 22-26 22-26
pH 6,8-7,5 8,0-8,3
Salinidade (gravidade específica) – 1,020-1,027
Dureza de carbonato (mg de CaCO3) 50-100 –
Amônia (mg/L) <0,02 <0,02
Nitrito (mg/L) <0.02 <0,02
Nitrato (mg/L) <40 <40
Oxigênio (mg/L) 5,0-8,0 5,0-8,0
Cloro (mg/L) <0,002 –
Fonte: Jepson (2011).
34
UNIDADE II │ CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO
Temperatura
Peixes variam sua temperatura corporal de acordo com a do ambiente. A manutenção 
da temperatura da água em faixas ótimas é o ideal para o correto funcionamento do 
organismo desses animais, melhorando a conversão alimentar e o correto funcionamento 
do sistema imune. Portanto, o fornecimento de fontes de aquecimento artificiais é 
extremamente importante. Este parâmetro pode ser aferido com termômetros, digitais 
ou de mercúrio.
A temperatura da água pode ser mantida com a utilização adequada de aquecedores de 
aquário comerciais ou, no caso de recintos internos, com o aquecimento do ambiente 
como um todo. Peixes de águas tropicais geralmente são mais sensíveis e necessitam 
estar entre temperaturas mais elevadas do que peixes de regiões subtropicais. Variações 
nessa temperatura podem ser relativamente bem toleradas para algumas espécies, como 
peixes dourados e carpas, que acabam sendo frequentemente utilizados em viveiros 
externos.
Oxigênio
Peixes são animais conhecidamente aeróbios, portanto, necessitam do oxigênio na 
água para a respiração. Este gás pode estar naturalmente dissolvido na água de forma 
mecânica ou por meio da produção por parte de organismos fotossintetizantes. As algas 
são fontes comuns de oxigênio na aquicultura, aumentando sua produção durante o dia 
e diminuindo durante a noite. Mortalidades por baixos níveis de oxigênio em lagos são 
frequentemente observadas no início da manhã, quando o nível desse gás é mais baixo, 
afetando mais peixes de maior porte do que os menores. 
É importante saber que outros parâmetros podem afetar a disponibilidade do oxigênio. 
Temperatura e salinidade elevadas diminuem a solubilidade desse elemento na água. 
Em água salgada, portanto, densidades populacionais são mais críticas. Em situações de 
diminuição dos níveis de oxigênio, peixes podem ser observados próximos à superfície 
da água, onde os níveis desse gás costumam estar mais altos. Em lagos, podemos ter 
uma diminuição dos níveis de oxigênio em épocas nubladas que levem à morte das 
algas. 
Níveis recomendados de oxigênio geralmente estão acima de 6mg/L a 25°C para peixes 
de água doce tropical. Algumas espécies são particularmente mais sensíveis que outras 
em ambientes pouco aerados, dependendo do seu sucessonas trocas gasosas branquiais 
ou a presença de outros mecanismos respiratórios. A aeração e trocas regulares da 
água, bem como uma redução de superpopulações devem fornecer níveis adequados. 
35
CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO │ UNIDADE II
A avaliação da quantidade de oxigênio dissolvido pode ser feita quimicamente pelo 
método de Winkler ou por medidores portáteis de oxigênio.
Pressão de gás
Na água, os gases atmosféricos também estão presentes em algum nível. O equilíbro 
ocorre quando a pressão desses gases é igual à pressão atmosférica. A supersaturação 
da água com gases pode causar a Doença da Bolha de Gás. A água de poços profundos 
pode ter altos níveis de gás carbônico e nitrogênio, portanto, deve ser arejada antes de 
ser usada em tanques para aquicultura por meio da agitação vigorosa para volatilizar o 
excesso desses gases.
O dióxido de carbono é um subproduto da respiração de organismos não 
fotossintetizantes, como peixes e zooplâncton. Em elevadas concentrações também 
apresenta outro ponto negativo para um aquário, sendo capaz de baixar o pH, 
acidificando o meio. Este gás pode ser facilmente estimado com medidores eletrônicos.
pH
O pH indica a característica ácida ou básica de uma solução, variando de 0 a 14, sendo 
acima de 7 considerado básico e abaixo de 7 ácido. Em grandes viveiros aquáticos com 
organismos fotossintetizantes, esse indicativo pode variar entre dia e noite devido às 
diferentes concentrações de dióxido de carbono, entretanto, diversos outros fatores são 
capazes de alterar o pH da água de um recinto. 
A faixa ideal para a manutenção de peixes geralmente é entre pH 7,0 e 8,0, entretanto, 
para animais de água doce, entre 6,0 e 9,0 também são obtidos bons resultados. Animais 
de água salgada costumam tolerar faixas mais estreitas. Em meios muito ácidos, os 
animais podem sofrer intenso estresse, levando a imunossupressão, dificuldades 
reprodutivas, crescimento deficitário e inclusive a morte. Em um ambiente muito 
básico, o crescimento desses animais também é prejudicando, podendo levar a morte. 
Outros fatores podem ser afetados pelo pH da água. A amônia costuma estar disponível 
em uma forma mais tóxica em pH alto, enquanto zinco, cobre e alumínio são mais 
tóxicos em pH baixo. Existem algumas formas para a avaliação, como papéis e líquidos 
que variam a cor de acordo com o pH, entretanto equipamentos medidores de pH 
digital podem fornecer valores mais reais. Diversos kits comerciais são disponíveis para 
o ajuste desses valores. 
36
UNIDADE II │ CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO
Alcalinidade
A alcalinidade mede a capacidade da água em neutralizar ácidos fortes. Em viveiros, pode 
ser medida avaliando a presença de bicarbonato e carbonato. Em águas naturais, estes 
valores podem variar muito, entre 5 e 500mg/L, devido principalmente à dissolução de 
pedras calcárias. 
A maioria das espécies tropicais tem como ideal valores entre 50 e 60mg/L, mas 
estes números podem variar sem necessariamente causar algo ao animal. Uma baixa 
alcalinidade significa uma água menos capaz de tamponar o pH, podendo gerar 
flutuações bruscas de ácidos ou bases. Métodos laboratoriais podem ser utilizados para 
avaliar a concentração desses componentes.
Amônia, nitrato e nitrito
Compostos nitrogenados são normalmente produzidos a partir do metabolismo 
proteico de alimentos de peixes e da decomposição de compostos orgânicos. Em 
peixes, o nitrogênio é principalmente eliminado na forma de amônia, a qual pode 
ser fatal em quantidades elevadas. Em um ambiente com o filtro biológico (Figura 
11) bem estabelecido, bactérias, principalmente do gênero Nitrosomas, realizam a 
transformação da amônia em nitrito, outro composto ainda bastante tóxico. Em seguida, 
outras bactérias, principalmente do gênero Nitrobacter, transformam este composto 
em nitrato, o qual é bem menos tóxico aos peixes. Originalmente, o nitrato serve de 
nutriente para as plantas e algas de ambientes aquáticos. 
Figura 11. Esquema representando o ciclo do nitrogênio em um ambiente aquático.
 
 
Nitrosomas sp. 
Nitrobacter sp. 
NO2- 
Nitrito 
NO3- 
Nitrato 
NH3 
Amônia 
Fonte: Stoskopf (1988).
37
CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO │ UNIDADE II
Estas bactérias que participam do filtro biológico demoram algum tempo para seu 
estabelecimento em um novo recinto, portanto, picos indesejados de compostos 
nitrogenados na água podem ocorrer durante esse período. A amônia é um composto 
extremamente perigoso, capaz de causar diversas doenças e diminuir a taxa de 
crescimento devido ao estresse, com sua toxicidade relacionada diretamente ao pH 
elevado e temperatura inadequada. A superalimentação também pode levar à produção 
excessiva de amônia. O nitrato também é capaz de causar enfermidades, mesmo em 
baixas quantidades, ao contrário do nitrito, o qual peixes podem tolerar em taxas mais 
elevadas. Medidas corretivas imediatas incluem a redução da alimentação, troca parcial 
da água e a utilização de removedores comerciais de amônia e nitrato. 
Kits comerciais são disponíveis para aferir estes compostos, embora valores 
mais adequados sejam obtidos geralmente em aparelhos laboratoriais, como o 
espectrofotômetro. É sempre esperado que o clínico analise uma amostra de água 
para quantificar resíduos nitrogenados, já que a absorção desses compostos pelos 
animais é capaz de gerar condições fatais. A zeolita pode ser utilizada para absorver 
níveis excessivos de amônia ao custo de diminuir a dureza da água. Esse composto, no 
entanto, é ineficiente em ambientes de água salgada, devido ao seu tropismo por cálcio 
e magnésio, compostos em grande quantidade nestes ambientes.
Salinidade
A salinidade da água doce geralmente se encontra em aproximadamente 0,5ppm 
enquanto a de água salgada ente 33 a 37ppm. Essa medida é intimamente conectada 
ao ambiente de origem do animal. Nos sistemas aquáticos marinhos, os sais presentes 
contribuem com muitos micronutrientes. Os sais encontrados na água do mar são 
uma complexa mistura, portanto, a simples adição de cloreto de sódio não deve ser 
realizada. A adição de sal comum é útil apenas em sistemas de água doce para ajustar 
a osmolaridade e atuar como ectoparasiticida. A salinidade é frequentemente medida 
usando um refratômetro de salinidade ou um hidrômetro. Existem preparações 
comerciais de sais marinhos que podem ser utilizadas em pequenas instalações 
contendo peixes marinhos.
Dureza
A dureza da água reflete a soma de cátions dissolvidos, principalmente cálcio e 
magnésio. A maioria dos animais se desenvolve bem em ambientes com níveis baixos 
de dureza, entretanto, pode ser mais suscetível a algumas condições. Amônia, assim 
38
UNIDADE II │ CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO
como cobre e zinco, pode ter sua toxicidade diminuída na presença de níveis adequados 
de dureza. Em ambientes marinhos, esses cátions são abundantes e não aparentam 
causar problemas em níveis elevados, podendo chegar a 10.000mg/L. A determinação 
da dureza da água pode ser feita por métodos químicos ou equipamentos eletrônicos.
Transparência
A transparência da água mede a capacidade de penetração da luz. Esse fator é mais 
avaliado em grandes viveiros de criações comerciais, já que um dos principais fatores 
envolvidos é a quantidade de matéria orgânica na forma de plâncton. A transparência 
pode ser medida por meio da metodologia do disco de Secchi, um disco preto e branco 
com diâmetro de 25cm, preso por um peso metálico e uma corda graduada. A visibilidade 
do disco deve ser medida de acordo com a distância percorrida. Valores abaixo de 40cm 
podem necessitar medidas, como a diminuição do fornecimento de alimento.
Cloro
O cloro é comumente adicionado nos sistemas de água de saúde pública. Esse elemento 
químico pode ser prejudicial à saúde do peixe, podendo levar a morte em concentrações 
acima de 0,01mg/L. Salmonídeos são especialmente mais sensíveis. A água do recinto 
pode ser declorada por meio de aeradores ou permitindo a sua evaporação natural. O 
tiossulfatode sódio pode ser utilizado como um composto declorante na proporção de 
7,4mg para cada 1mg Cl/L de água.
39
CAPÍTULO 3
Nutrição
Entre os peixes, podemos encontrar hábitos alimentares bastante distintos. Esses 
animais participam de diversos níveis tróficos em ambientes aquáticos, o que os 
fornece uma gama de formas de alimentação, sejam estes animais carnívoros, onívoros 
ou herbívoros.
Mecanismo
A posição e o formato da boca dos peixes podem indicar muito sobre o hábito alimentar 
do animal. Por exemplo, animais com boca superior, isso é, com a mandíbula maior 
que a maxila, alimentam-se principalmente de organismos presentes na superfície da 
água, ao contrário dos peixes com boca inferior (também chamada de subterminal). 
Dentro do grupo dos teleósteos podemos encontrar uma modificação que permite uma 
facilidade na aquisição do alimento. Nesses animais a existência de uma pré-maxila 
móvel, assim como uma musculatura adequada para projetar essa porção para fora da 
boca, facilita a apreensão do alimento. 
Algumas espécies mordem ativamente suas presas, como carnívoros com longos e 
afiados dentes e frugívoros com largas coroas. Outras são consideradas filtradoras por 
possuírem modificações nas brânquias que permitem o fluxo de filtração de pequenos 
organismos, como o zooplâncton e fitoplâncton. Peixes raspadores, por sua vez, possuem 
dentes alinhados, que, juntos com uma boca sugadora, podem se fixar diretamente ao 
alimento. 
Outras táticas incluem os peixes de capacidade eletrogênica, como enguias do gênero 
Electrophorus, que são capazes de disparar cargas elétricas para atordoar ou matar os 
peixes destinados à sua alimentação. O peixe-arqueiro (Toxotes jaculatrix), por outro 
lado, dispõe de uma incrível habilidade de ejetar água em artrópodes pousados na 
vegetação, o que provoca sua queda na água, onde são abocanhados.
Dieta
Peixes necessitam manter uma nutrição adequada para o crescimento, a reprodução 
e a manutenção das funções fisiológicas. Isso pode ser obtido por meio de alimentos 
naturais ou rações comerciais. Entretanto, para o estabelecimento de qualquer 
40
UNIDADE II │ CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO
protocolo, é necessário conhecer a fisiologia e hábitos originais da espécie. No ambiente 
natural, esses animais são capazes de optar por diversas fontes de alimento a fim de 
suprir as suas necessidades, portanto, quando rações forem confeccionadas, estas 
devem ser cuidadosamente preparadas para evitar deficiências nutricionais. De uma 
forma geral, a alimentação dos peixes costuma necessitar de altos níveis de proteínas, 
mas essas taxas podem variar de acordo com a espécie. 
Existem diferentes rações disponíveis para animais de aquário ou criações comerciais 
para suprir vários dos padrões de alimentação observados entre as espécies de peixes, 
embora sejam frequentemente compostas principalmente por farinha de peixe. 
Alimentos vivos que podem ser utilizados incluem rotíferos, paramecium, dáfnias, 
copépodes, artêmias, tubifex e larvas. Animais constipados também podem ser 
alimentados com alimentos ricos em fibra. Em peixes cartilaginosos, a alimentação 
pode ser baseada em outros peixes, entretanto, estes devem ser pré-congelados a fim 
de evitar a transmissão de parasitos. Esse pescado também deve ser corretamente 
transportado, armazenado e manuseado visando uma maior qualidade do alimento. 
A frequência da alimentação depende de muitos fatores, como o metabolismo, idade 
e status hormonal. É importante estimular o comportamento alimentar normal nestes 
animais para minimizar a competição entre os indivíduos de um recinto. 
Durante a fase de crescimento, para a maioria dos animais, pode ser fornecido de 3 a 
5% do peso corporal diariamente, e, para a manutenção, de 1 a 3%, procurando não 
ultrapassar 7% do peso vivo semanalmente. Peixes menores devem receber uma menor 
quantidade de ração, porém em intervalos mais curtos, ao contrário de animais maiores.
O animal deve ser observado durante o período da alimentação, a qual deve se manter 
ativa, visto que qualquer perda repentina de apetite pode indicar a presença de alguma 
enfermidade. O alimento deve ser distribuído em diversos pontos pelo recinto, a fim de 
evitar a concorrência entre os animais, caso o ambiente seja compartilhado. Algumas 
espécies possuem um comportamento de “pedir” por comida exaustivamente, o que, se 
atendido, pode levar à superalimentação: grande vilão quando o assunto é qualidade 
de água. 
Larvas de peixes, por conterem uma fonte própria nutricional, não necessitam receber 
alimentação até a total involução do saco vitelino. Por outro lado, em indivíduos 
recém-nascidos de algumas espécies de peixes cartilaginosos (os quais não possuem 
essa reserva) pode ser necessária a suplementação ou estimulação alimentar via 
sonda estomacal. Nesse caso, é importante que o conteúdo respeite o volume máximo 
comportado pelo animal para evitar regurgitação, e que seja composto por elementos 
presentes em sua alimentação natural. 
41
CRIAÇÃO DE PEIXES EM CATIVEIRO │ UNIDADE II
Suplementação
Devido à dificuldade na manutenção de uma dieta equilibrada para peixes, é frequente 
a ausência ou deficiência de certos compostos, principalmente vitaminas, mas também 
macro e microminerais. Essas deficiências podem desencadear diversos quadros 
patológicos caracterizados por sinais clínicos inespecíficos. Devido ao diagnóstico, 
muitas vezes ausente ou tardio, bem como na demora pela resolução do problema 
instaurado, a suplementação alimentar com esses compostos pode auxiliar na prevenção 
de determinadas doenças (ver Doenças Não Infecciosas – Nutricionais, na página 54). 
42
UNIDADE IIIMEDICINA DE 
PEIXES
CAPÍTULO 1
Medicina preventiva
Quarentena
Quando novos animais forem inseridos em um recinto é importante respeitar um período 
de quarentena com o isolamento do indivíduo. Dessa forma, doenças previamente 
incubadas ou assintomáticas de origem parasitária, viral, bacteriana ou fúngica podem 
ter seus sinais clínicos exacerbados, de forma que possa ser indicado um tratamento 
antes da inserção de animais em um plantel. Normalmente é indicado que este período 
seja superior a 21 dias, mas o tempo pode variar de acordo com a espécie envolvida. 
O período é frequentemente negligenciado em criações comerciais, o que pode causar 
mortalidades em massa devido à inserção de novos patógenos. 
A realização de exames complementares preventivamente durante esse período ainda 
não é uma prática comum na medicina de peixes, portanto, protocolos são raros ou até 
mesmo inexistentes. Entretanto, espera-se que futuramente sejam mais empregados 
na rotina, principalmente se realizados evitando um maior estresse ao animal.
Higienização
Devido à grande quantidade de sinais clínicos inespecíficos, o diagnóstico da maioria 
das doenças em peixes é difícil de ser realizado. O tratamento também costuma ser 
bastante dificultado devido aos poucos dados relacionados a doses e potencial tóxico de 
fármacos em determinadas espécies de peixes. Sendo assim, a prevenção das doenças 
infecciosas, aderindo a rigorosas práticas de higiene, é ideal. 
Entre os passos para a limpeza adequada do viveiro, podemos citar a remoção do 
material orgânico, limpeza das superfícies com detergentes neutros, enxágue com 
43
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
água e administração de desinfetantes com as doses recomendadas pelo fabricante. O 
acúmulo de matéria orgânica também pode ser evitado não inserindo altas densidades 
populacionais em um recinto e impedindo a superalimentação. Também deve ser 
realizada a desinfecção de redes, baldes e outros fômites utilizados, principalmente 
quando compartilhados entre diferentes recintos. 
Vacinação
A criação intensiva, devido a elevada densidade populacional, assim como ambientes 
estressantes ajudam a propagação de doenças infecciosas entre esses animais. Por 
esse motivo, somado a outras técnicas de prevenção, a vacinação vem conquistando o 
mercado a fim de evitara propagação de doenças, principalmente virais e bacterianas. A 
imunização desses animais pode ser feita tanto por injeção individual quanto por banhos 
ou na ração de grupos maiores com diferentes tipos de vacinas, como a inativada, viva 
atenuada, entre outras. Algumas das vacinas comercialmente disponíveis atuam contra 
Vibrio spp., Aeromonas salmonocida, Yersinia ruckeri, Piscirickettsia salmonis, 
Flavobacterium sp., Edwardsiella ictaluri, Lactococcus garvieae e Streptococcus sp 
(SOMMERSET et al., 2005).
O tema ainda não é muito discutido, porém, mais informações estão disponíveis 
em Vaccines for fish in aquaculture de Sommerset et al. (2005), disponível em: 
https://www.researchgate.net/publication/7977876.
Exames complementares
Assim como em outros animais não domésticos, frequentemente são utilizados somente 
o histórico e os sinais clínicos para a elaboração de um diagnóstico. Entretanto, muitas 
vezes, são necessários exames complementares para a compreensão do quadro clínico 
do agente causal. O exame direto de pele e brânquias é um dos mais praticados na clínica 
de peixes. Biópsias, exames hematológicos, coproparasitológicos e microbiológicos 
podem ser utilizados também. Após a morte de animais, principalmente em grandes 
mortalidades, deve sempre ser realizada necrópsia. Também é importante fazer uma 
coleta da água do recinto para que esta seja analisada e avaliada junto com outras 
alterações. 
44
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
Coleta de sangue
A coleta de sangue de peixes deve ser realizada com segurança em animais com 
comprimento maior que 8cm e 25 gramas. O procedimento deve ser realizado de forma 
rápida, em períodos máximos de até 30 segundos, já que animais fora da água sofrem 
com o estresse respiratório e desequilíbrio eletrolítico. A punção pode ser realizada com 
o animal sedado ou não, mas é importante ter noção que fármacos anestésicos podem 
alterar os valores obtidos nas análises hematológicas e bioquímicas. 
O principal sítio de acesso venoso é por meio da artéria ou veia caudal (Figura 12), a 
qual pode ser acessada ventral ou lateralmente à linha média, próxima às vértebras 
caudais. O sangue também pode ser coletado das câmaras do coração ou bulbo 
arterioso, acessando do ponto de encontro entre o opérculo e o istmo, direcionando a 
agulha caudalmente. Entretanto, ao realizar a cardiocentese é importante ter em mente 
os riscos de causar danos ao animal, como endocardite ou o rompimento de estruturas. 
Tubarões também podem ser coletados por uma veia ventrocaudal às nadadeiras 
dorsais. Novamente, pode ser coletado com segurança até 1% do peso corporal (por 
exemplo, 1ml de um animal de 100g) de um animal sadio.
Figura 12. Esquema representando o acesso ventral e lateral da veia caudal em peixes.
 
 
Fonte: Stoskopf, 1993.
O sangue destinado à realização do hemograma pode ser coletado em tubos 
contendo heparina lítica ou EDTA. A escolha do anticoagulante depende da espécie 
trabalhada, embora exista pouca literatura disponível. De forma geral, heparina 
promove a agregação trombocitária e a coloração azulada dos eritrócitos, enquanto 
o EDTA é capaz de causar hemólise em algumas espécies (como em salmonídeos, 
por exemplo). Alguns autores ainda recomendam a coleta do material em seringa 
45
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
heparinizada, entretanto, esse método pode resultar na diluição inadequada da 
amostra, principalmente se destinada para a realização de hemograma. 
Para a realização de bioquímicos, pode ser usado plasma centrifugado de tubo 
heparinizado (dependendo do kit comercial utilizado) ou soro centrifugado de tubo seco 
ou com gel separador. Amostras destinadas a análises moleculares devem ser coletadas 
em tubos de EDTA obrigatoriamente, já que a heparina pode impedir a amplificação do 
DNA.
Hematologia e bioquímica
Embora não seja utilizada rotineiramente, a avaliação hematológica de peixes 
pode ser útil para avaliar e detectar doenças que afetam os componentes celulares 
sanguíneos. A realização do hemograma pode ser útil para acompanhar o progresso 
de enfermidades, bem como a resposta às terapias. Por outro lado, também pode ser 
utilizado para a avaliação de ecossistemas impactados, já que, assim como anfíbios, 
muitas vezes peixes podem atuar como biomarcadores. 
A análise hematológica de peixes, assim como de outros animais com eritrócitos 
nucleados, deve ser realizada por metodologias manuais por um profissional 
capacitado, já que contadores automáticos não são capazes de computar e diferenciar 
corretamente eritrócitos, trombócitos e leucócitos. Lâminas de esfregaço sanguíneo 
devem ser confeccionadas com uma gota de sangue em uma lâmina de vidro limpa, 
as quais podem ser coradas com diversos corantes comerciais, como Wright e 
Panótico Rápido.
Os eritrócitos (hemácias) dos peixes são células ovais (Figura 13), com citoplasma 
claro e abundante e um núcleo com cromatina densa, central e de mesmo formato. 
Em determinadas situações, podem ser observados vacúolos citoplasmáticos que 
aparentam estar relacionados à degeneração de organelas. O tamanho dessas células 
varia de acordo com a espécie, mas, de forma geral, os de peixes cartilaginosos 
são maiores do que os de peixes ósseos. Já que a eritropoiese também ocorre na 
circulação periférica, eritroblastos podem ser encontrados facilmente em esfregaços 
sanguíneos. Eventualmente, figuras de mitose também podem ser observadas. Peixes 
de ambientes impactados com componentes tóxicos frequentemente apresentam 
micronúcleos que se desprendem do núcleo principal.
46
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
Figura 13. Células encontradas no sangue de alguns peixes ósseos. A – Eritrócitos de Gnathanodon speciosus; B – 
Eritrócitos de Mola mola; C – Eosinófilo de Upeneus sp.; D – Neutrófilo de Upeneus sp.; E – Trombócito de M. mola; 
F – Monócito de Osteoglossum bicirrhosum; G – Linfócito (seta) e eritroblasto (seta pontilhada) de G. speciosus; H 
– Heterófilos de Aruanã (família Osteoglossidae).
 
 
Fonte: Clauss, 2008.
A manipulação e o estresse excessivos podem afetar de forma significativa o 
hemograma de peixes, podendo aumentar o hematócrito em até 25% devido à liberação 
de catecolaminas, que tendem a causar hemoconcentração e inchaço dos eritrócitos. 
Em geral, o hematócrito desses animais é menor que o de mamíferos e aves, podendo 
estar relacionados com o nível de atividade do animal (peixes menos ativos tendem a 
possuir hematócritos mais baixos, enquanto os mais ativos costumam obter valores 
mais altos), afetado também pelo sexo, ciclo biológico, temperatura, fotoperíodo, época 
do ano, entre outros fatores intrínsecos e extrínsecos. Estes fatores também podem 
influenciar diversos outros valores, como o leucograma e parâmetros bioquímicos. Por 
esse motivo, a morfologia celular por muitas vezes se torna o ponto chave em exames 
hematológicos de peixes.
Peixes com anemia regenerativa geralmente têm um aumento na concentração de 
eritrócitos policromatófilos e imaturos na circulação, logo, na sua ausência, mas com 
47
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
diminuição do hematócrito, sugere-se anemia não regenerativa. Como eritrócitos 
imaturos de peixes são menores que os maduros, a microcitose está frequentemente 
associada com anemias regenerativas, geralmente de origem hemorrágica ou hemolítica. 
Hemorragias podem ocorrer por traumas, parasitos, deficiência de vitamina K, infecções 
virais e bacterianas. Anemias hemolíticas, por outro lado, podem estar associadas a 
toxinas (bacterianas ou ambientais), infecções virais, certas deficiências nutricionais e 
hemoparasitos.
Os leucócitos, especialmente os granulócitos, possuem uma grande variação morfológica 
entre as espécies de peixes. Em peixes ósseos os principais tipos celulares são os 
heterófilos ou neutrófilos, linfócitos e monócitos, sendo que basófilos e eosinófilos 
podem estar presentes em quantidades reduzidas na maioria das espécies. Nos peixes 
cartilaginosos podemos separar estascélulas entre os granulócitos (classificados em 
tipo 1, tipo 2 e tipo 3), linfócitos e monócitos, assim como eventuais basófilos. 
Neutrófilos e heterófilos aparentam participar da resposta inflamatória, especialmente 
em doenças infecciosas, entretanto, nem sempre são fagocíticos. Já que essas funções 
não são bem esclarecidas, interpretar como análogos aos dos outros vertebrados 
pode ser complicado. Neutrofilia ou heterofilia relativa aparentemente está associada 
à linfopenia, que podem ser interpretadas como resposta ao estresse em peixes. Os 
eosinófilos também participam de respostas inflamatórias, com uma capacidade 
fagocítica limitada, além do controle de infecções parasitas e de resposta imune à 
estimulação antigênica. Monócitos são células ativamente fagocíticas e participam de 
respostas inflamatórias agudas. Linfócitos são os leucócitos geralmente mais observados, 
principalmente em peixes ósseos, desempenhando um papel importante na imunidade 
humoral e celular. Portanto, a linfocitose é sugestiva de estimulação imunogênica, 
enquanto a linfopenia é sugestiva de condições imunossupressoras, como estresse ou 
excesso de glicocorticoides exógenos. Curiosamente, os linfócitos B de peixes ósseos 
também demonstram certo grau de fagocitose e atividade microbicida.
A coagulação sanguínea também ocorre em peixes, assim como em outros vertebrados, 
sendo mais rápida em peixes ósseos (aproximadamente 5 minutos) quando comparados 
a cartilaginosos (20 minutos ou mais). Um dos fatores envolvidos no processo de 
coagulação são os trombócitos, células análogas às plaquetas de mamíferos. Estas 
células são menores que eritrócitos, com formato arredondado a ovalado, citoplasma 
pálido, eventualmente granular e núcleo com cromatina densa. Assim como em 
aves, répteis e anfíbios, podem ser confundidos com pequenos linfócitos durante o 
diferencial leucocitário. O excesso de glicocorticoides tende a diminuir a quantidade 
de trombócitos e aumentar o tempo de coagulação. Tempos de coagulação prolongados 
48
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
também ocorrem com deficiência de vitamina K. Por outro lado, a trombocitose e 
hipercoagulabilidade já foram associados à exposição a níveis tóxicos de cádmio.
Algumas alterações morfológicas podem ser observadas na microscopia e auxiliar na 
interpretação do hemograma. Neutrófilos ou heterofilos tóxicos podem possuir um 
citoplasma mais basofílico, degranulação, granulação grosseira e basofílica ou até mesmo 
vacuolizações, ocorrendo devido à liberação acelerada em processos inflamatórios. 
Monócitos ativados podem ser encontrados principalmente em infecções bacterianas 
ou outras situações que estimulem o processo fagocítico. Alterações no formato 
ou na organização dos eritrócitos também são frequentes. Rouleax é caracterizado 
por eritrócitos empilhados, como uma “pilha de moedas”, frequente em processos 
inflamatórios com aumento de globulinas. Ainda podemos observar hemoparasitos, 
livres no plasma como Trypanosoma spp. e Trypanoplasma (Cryptobia) sp. ou em 
inclusões eritrocitárias, como Enterocytozoon sp., piroplasmas e hemogregarinas, 
assim como inclusões de diversas enfermidades virais.
A avaliação de valores obtidos na bioquímica pode ser difícil. Valores plasmáticos 
de ureia, creatinina e ácido úrico não costumam serem bons indicadores da função 
renal. O aumento nas concentrações de ureia pode indicar lesão às brânquias (visto 
que são o principal órgão pela sua excreção) e a diminuição deste analito pode indicar 
lesão hepática. Aumentos nos valores de AST também parecem indicar lesão hepática. 
Aumentos da enzima creatina quinase (CK) podem refletir danos à musculatura 
(ALMOSNY, 2014).
Os valores normais de parâmetros hematológicos e bioquímicos são difíceis de obter na 
literatura. Além de escassos, podem ser facilmente influenciados por diversos fatores 
intrínsecos e extrínsecos. Na ausência destes, os valores podem ser comparados com 
parâmetros de animais taxonomicamente próximos. Outra opção é realizar a mesma 
análise em outro animal, porém saudável, da mesma espécie e recinto e comparar.
Interessado sobre o tema? Mais informações podem ser obtidas em Hematologic 
Disorders of Fish de Clauss et al. (2008), disponível em: https://www.researchgate.
net/publication/230801423_Hematologic_disorders_of_fish.
Efusões cavitárias e citológicos
Amostras de líquido celomático podem ser coletadas e analisadas se houver acúmulo. 
Nelas podemos evidenciar a presença de bactérias ou elementos anormais, como um 
aumento da quantidade de células inflamatórias.
49
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
Análises citológicas podem ser realizadas em qualquer aumento de volume ou lesão de 
pele. Estas amostras podem ser coletadas por métodos aspirativos ou não aspirativos, 
assim como por imprint. O máximo possível de lâminas deve ser coletado, já que podem 
ser necessárias colorações especiais. Lesões granulomatosas, por exemplo, devem ser 
coradas pelo método de Ziehl-Neelsen para descartar a infecção por Mycobacterium 
sp.
Exame direto de pele, brânquias e nadadeiras
O “raspado” de pele, que é um exame direto do muco da pele, é um dos exames 
complementares mais acessíveis e utilizados na medicina de peixes. Nesses animais, 
entretanto, não deve ser realizado de forma análoga ao raspado de pele de mamíferos. 
Em peixes, podem ocorrer graves lesões de pele, se ela for manipulada de uma forma 
muito vigorosa. 
O exame pode ser realizado com uma impressão direta de uma lâmina para microscopia 
limpa sob a lesão. Deve ser dada a preferência para lesões aparentemente mais recentes, 
nas quais há uma maior chance de encontrar o agente causal. Para facilitar a observação, 
pode ser utilizada uma gota da água do próprio tanque diretamente sobre a lâmina. 
Um fragmento de filamento branquial pode ser obtido mediante utilização de pequena 
tesoura cirúrgica oftálmica por meio do opérculo. Não é necessário realizar um grande 
corte até a base do arco branquial. O sangramento e o tempo despendido para a coleta 
devem ser mínimos. De forma semelhante, um pequeno fragmento de tecido da 
nadadeira caudal pode ser coletado, com o mesmo aparato cirúrgico. Essa amostra deve 
ser coletada entre os raios, visto que não há necessidade de lesioná-los. Estes materiais 
podem ser analisados sob uma lâmina e lamínula com uma gota de água do próprio 
recinto.
A análise das amostras deve ser realizada o mais breve possível, de forma que, caso 
organismos estejam presentes, estes sejam preservados, já que a movimentação 
de alguns agentes pode auxiliar na sua observação. A pesquisa pode ser facilmente 
realizada em microscópio óptico nos aumentos de 100x e 400x. Os tecidos e muco 
devem ser examinados quanto à presença de parasitas, fungos, lesões bacterianas e 
outras alterações morfológicas.
Coproparasitológicos
Exames parasitológicos de fezes (EPF) devem fazer parte da rotina de exames de um 
recinto de peixes. Durante o exame clínico amostras podem ser coletadas diretamente 
50
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
do reto por meio da introdução do canhão de um cateter em animais menores ou por 
sondas retais em indivíduos maiores. Geralmente, devido ao pouco material obtido, 
somente são realizadas preparações úmidas para o exame direto. Como vantagem, se 
realizado imediatamente (ou em até poucas horas), parasitos frequentemente estarão 
vivos e podem ser detectados devido a sua motilidade (se presente). Em situações que 
uma maior quantidade de material for coletada, deve-se dar a preferência para, além do 
exame direto, realizar técnicas de flutuação, como a técnica de Faust.
Microbiologia
Amostras de lesões podem ser enviadas para cultura microbiológica, entretanto, deve-
se ter em mente a possibilidade do crescimento de contaminantes ambientais. Amostras 
que forem semeadas em placa em até 24 horas podem ser coletadas e enviadas em swabs 
secos, mas, se este tempo for ultrapassado, podem ser utilizados swabs contendo meios 
de transporte, como o Stuart.Diagnóstico por imagem
Radiografia
Em alguns casos, exames de imagem como radiografias podem ser valiosas. 
Infelizmente, para o correto posicionamento do animal, este procedimento requer que 
o peixe esteja anestesiado. Projeções laterolaterais são mais fáceis de serem executadas 
nas espécies comprimidas lateralmente, entretanto, sempre é ideal adotar, no mínimo, 
duas projeções a fim de auxiliar na interpretação de alterações. Deformidades ósseas 
podem ser facilmente observadas em exames radiográficos. Eventualmente, processos 
inflamatórios da bexiga natatória, corpos estranhos e impactações também podem ser 
detectados. 
Ultrassonografia
A ultrassonografia pode ser realizada em animais maiores submersos. Entretanto, a 
interpretação das imagens pode ser difícil devido à falta de imagens para referência. 
Nesse caso, pode ser utilizado outro animal, saudável e da mesma espécie para 
comparação (possível também para imagens radiográficas).
51
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
Necrópsia
A necrópsia pode ser muito útil em situações com mortalidades elevadas em que não 
seja conhecida a etiologia. Corpos destinados à realização de necrópsia não devem ser 
congelados, mas sim refrigerados, a fim de evitar artefatos post mortem. A realização 
do exame deve ser feita o mais breve possível, preferencialmente em até 6 horas após 
o óbito. 
O animal deve ser posicionado em decúbito dorsal e a abertura pode ser feita em 
direção caudocranial em animais achatados lateralmente e em formato de U em 
animais achatados dorsoventralmente, visando um melhor acesso aos órgãos. O médico 
veterinário responsável deve ter conhecimento a respeito da anatomia normal para 
diferenciar da patológica nas diversas espécies de peixes. 
Um protocolo para este procedimento deve ser estabelecido e seguido de forma estrita. 
O exame externo deve ser detalhado, com detalhamento de todas as lesões e alterações 
presentes na pele, assim como o interno, o qual deve conter toda e qualquer informação 
importante. Devem ser coletados fragmentos de todos os órgãos para a realização de 
exame histopatológico. 
Amostras para exames microbiológicos podem ser coletadas, embora frequentemente 
ocorra contaminação com micro-organismos saprófitas, principalmente se o animal não 
tiver vindo a óbito recentemente. Fezes, raspados de pele e fragmentos de brânquias e 
nadadeiras também devem ser analisados. É importante que também seja coletada a 
água do recinto do animal que veio a óbito para analisar a qualidade da mesma.
Em casos de mortalidades massivas, pode ser interessante realizar a eutanásia de um 
indivíduo para realizar uma necrópsia imediata e pesquisar por bactérias ou vírus 
patogênicos. Nesse caso, todas as precauções assépticas devem ser reforçadas. Quando 
forem observados sinais clínicos neurológicos (como nado desordenado), pode ser 
indicada a cultura do tecido cerebral.
52
CAPÍTULO 2
Clínica de peixes
Contenção
Contenção física
Tanto o estresse da captura no recinto como a contenção física podem resultar na 
morte do animal. Portanto, tais procedimentos devem ser realizados com cuidado e 
por um profissional habilitado. Dessa forma, o período no qual um peixe ficará contido 
fisicamente deve ser o mínimo possível. Para a captura diretamente no recinto de 
animais pequenos, podem ser utilizadas uma ou duas redes de malha fina, contendo-o 
rapidamente a fim de minimizar danos e estresse. É necessária a utilização de luvas 
sem talco nesse processo, tanto para evitar a transmissão de patógenos zoonóticos a 
quem estiver contendo quanto para impedir a disseminação de transmissão de agentes 
infecciosos e tóxicos ao paciente, devendo estar molhadas para reduzir o atrito e danos à 
sua pele. O animal pode ser posicionado sob uma toalha úmida durante essa contenção.
Em alguns peixes (como diversas espécies de tubarões), é possível realizar uma 
imobilização tônica. Esta é uma resposta comportamental natural, caracterizada por 
um relaxamento muscular com imobilidade, bem como uma diminuição no ritmo 
respiratório. É possível alcançar esse quadro virando o animal com o ventre para cima, 
o que pode durar um tempo considerável para a realização do exame clínico e exames 
complementares. Dessa forma, podem ser evitados traumas e estresse desnecessários 
em alguns animais.
Após uma captura difícil, o peixe pode apresentar incoordenação e fraqueza ou até vir 
a óbito. Essa condição costuma ocorrer alguns dias após a contenção, associada a uma 
acidose metabólica. Devido ao difícil tratamento e diagnóstico, é recomendada a sua 
prevenção realizando uma captura e contenção adequadas. 
Contenção química e anestesia
Antes de realizar qualquer procedimento anestésico, o máximo de estressores em um 
ambiente devem ser removidos. O jejum deve ser realizado por um ciclo de alimentação, 
geralmente 24 horas antes, já que conteúdos regurgitados podem obstruir as brânquias 
e sujar a água. 
53
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
Para promover uma indução e recuperação tranquilas, ambos os tanques de anestesia 
e recuperação devem estar preparados antecipadamente. Medicações pré-anestésicas 
raramente são utilizadas, pois necessitam de uma manipulação extra para sua 
administração, o que pode ser bastante estressante ao animal. As soluções contendo 
o fármaco anestésico devem estar em concentrações adequadas e corretamente 
tamponadas a fim de evitar mudanças bruscas no pH. A indução é realizada por meio 
da adição do fármaco anestésico gradualmente à água com o peixe já no local ou pela 
inserção do animal no recipiente contendo a solução anestésica diretamente. De forma 
geral, uma dose mais alta do anestésico deve ser utilizada para induzir a anestesia, e 
uma dose mais baixa para sua manutenção. Para procedimentos longos, um sistema de 
recirculação de água pode ser utilizado para administrar o anestésico. A água contendo 
o anestésico pode ser aplicada sobre as brânquias por meio da cavidade oral utilizando 
um sistema composto por uma bomba com um tubo ou simplesmente com uma seringa. 
Durante todo o período anestésico a qualidade da água deve ser ótima para a espécie 
trabalhada. Peixes sob estresse consomem mais oxigênio, o que deve ser levado em 
consideração. O animal pode ser mantido emerso para o período necessário para o 
exame ou, até mesmo, por períodos prolongados, como para cirurgias, entretanto, as 
brânquias devem ser constantemente banhadas com água corretamente oxigenada, 
devido ao risco de hipóxia. Para isso, pode ser derramada água, por meio de uma 
seringa, diretamente na boca do peixe, de forma que flua até as brânquias e saia pelo 
opérculo ou utilizar de um tubo introduzido na cavidade oral no qual é bombeado água 
continuamente. Os sistemas de manutenção podem ser recirculantes (onde a água é 
coletada do peixe e reinserida no sistema) ou não (onde a água não é reutilizada). Para 
manter a oxigenação da água, podem ser usados dispositivos como pedras de ar ou até 
mesmo pelo próprio aparelho de anestesia. Temperaturas elevadas aceleram a indução 
e a recuperação, porém, é importante lembrar que a água em elevadas temperaturas 
retém menos oxigênio. Durante a anestesia o peixe também deve ser mantido úmido 
para evitar desidratação e danos à pele e os olhos devem ser cobertos para evitar danos 
à retina, já que estes animais não possuem pálpebras. 
Após o procedimento, é importante que a recuperação permita a água fresca fluir por 
meio das brânquias na direção fisiológica. O animal deve ser monitorado constantemente 
por até 24 horas, principalmente até que o movimento voluntário coordenado seja 
presente, para garantir a correta recuperação do animal.
Agentes anestésicos à base de água estão entre os mais utilizados para anestesiar peixes 
devido à segurança que eles promovem, embora necessitem de grandes quantidades, 
principalmente em grandes recintos. Entre inúmeras preparações anestésicas e 
protocolos descritos, alguns autores consideram o MS-222 e a benzocaína como as mais54
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
eficientes. Embora seja de difícil aquisição, MS-222 (tricaína metanosulfato) é o mais 
utilizado. Quando reconstituído, é capaz de formar uma solução bastante ácida, que 
deve ser neutralizado antes do uso. Para evitar isto, pode ser dissolvido em 10g/L de 
bicarbonato de sódio a fim de tamponar a solução. Uma concentração de 15 a 50mg/L 
costuma resultar em sedação, enquanto a indução da anestesia é alcançada com uma 
concentração de 100 a 200mg/L, e a manutenção geralmente requer 50 a 100mg/L. A 
recuperação de procedimentos de curta duração costuma ser rápida, em menos de 10 
minutos, mas, após procedimentos longos, especialmente em peixes grandes, pode ser 
demorada, com períodos superando 6 horas. Benzocaína é considerada uma segunda 
opção e deve ser dissolvida em etanol ou acetona, em uma solução padrão de 100g/L, 
bastante instável em contato com a luz (LONGLEY, 2010). Outros agentes que podem 
ser utilizados diluídos na água incluem eugenol (óleo de cravo) em doses de 2,5 a 15mg/L 
para uma leve sedação e 25 a 30mg/L para o procedimento anestésico (MARANHO; 
BALDASSIN, 2014). Isoflurano e etanol também são citados como fármacos usados em 
soluções líquidas (LONGLEY, 2010). 
Agentes injetáveis podem gerar procedimentos mais econômicos em peixes maiores, 
mas as margens de segurança geralmente são estreitas e a recuperação é prolongada. 
Em peixes cartilaginosos, pode ser utilizada uma combinação de cetamina e xilazina. 
Foram relatadas também combinações de cetamina e propofol. A lidocaína pode ser 
usada para anestesia local.
Monitoramento
À medida que o peixe é anestesiado ele perde o reflexo de endireitamento, assim 
como as respostas aos estímulos táteis e cirúrgicos. A frequência respiratória pode ser 
monitorada por meio da visualização de movimentos pelas brânquias. O batimento 
cardíaco pode ser visível em alguns animais, mas geralmente é indicado um monitor de 
fluxo Doppler. 
Exame clínico
De forma ideal, peixes deveriam ser avaliados dentro de seu recinto original. Isso 
permite ao médico veterinário avaliar a interação do animal com o ambiente, bem 
como as condições oferecidas. Geralmente isso não é possível devido ao tamanho dos 
aquários e a necessidade de conduzir o indivíduo até o clínico. Para isso, o animal 
deve ser transportado em um recipiente menor, mas resistente, e com características 
semelhantes ao aquário de origem, o que inclui a mesma água do viveiro original. 
Durante o transporte, também deve ser reduzida a incidência luminosa a fim de reduzir 
55
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
o estresse. Para viagens mais longas, pode ser necessário um jejum de 24 horas para 
minimizar a produção de compostos nitrogenados no recipiente volante.
O exame clínico deve sempre iniciar à distância, observando o comportamento do 
animal, incluindo a sua posição no recinto e atitudes anormais. A restrição física 
deve ser rápida, principalmente se não for realizada a sedação do animal. Devem ser 
observadas quaisquer alterações externas, como mudanças de coloração e morfologia 
das brânquias, lesões oculares ou orais, aumento de volume da cavidade celomática, 
aparência das nadadeiras, entre outros. A pele e as nadadeiras devem ser cuidadosamente 
examinadas, tanto pela superfície dorsal quanto pela ventral. A cabeça também deve 
ser avaliada, incluindo cavidade oral, olhos, opérculos e brânquias. A cloaca também 
deve ser examinada. O corpo inteiro do animal pode ser palpado, mas os achados são 
geralmente de difícil interpretação.
Os sinais clínicos observados em peixes frequentemente são inespecíficos, entretanto, 
alguns podem indicar qual sistema está comprometido. O animal com o trato respiratório 
afetado pode apresentar esforço respiratório, demonstrado por apresentação ofegante 
nas regiões mais superficiais do recinto, bem como uma movimentação acelerada das 
brânquias, fraqueza e letargia. As brânquias podem também apresentar alterações 
como coloração inadequada, hemorragias ou manchas. Quando o trato gastrointestinal 
estiver afetado frequentemente pode ser observada anorexia, bem como emagrecimento, 
olhos fundos, diarreia ou, até mesmo, disfagia. Sinais clínicos neurológicos incluem 
movimentos súbitos, perda do equilíbrio, alterações na natação ou movimentos 
erráticos. Em afecções hepáticas, frequentemente podemos observar anorexia associada 
ao aumento de volume celomático cursando com ascite. 
Doenças
Infecciosas
Diversas doenças infecciosas de peixes devem ser comunicadas a órgãos oficiais, seja 
devido a sua elevada mortalidade ou por causarem grandes perdas econômicas. A 
notificação obrigatória à Organização Mundial de Saúde Animal (OIE) deve ser feita a 
fim de promover o controle e rastreamento desses agentes. As notificações, no Brasil, 
podem ser feitas diretamente ao Serviço Veterinário Oficial (SVO).
56
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
Bacterianas
Em peixes, as doenças causadas por bactérias geralmente ocorrem na forma de surtos, 
favorecidas principalmente por fatores como a degradação ambiental, baixa qualidade 
de água, carga orgânica elevada e temperatura e salinidade fora do ideal. De uma 
forma geral, estresse e outras comorbidades podem tornar o peixe suscetível a outros 
patógenos. A maioria dos agentes bacterianos nesses animais são bastonetes Gram-
negativos. O tratamento para bactérias deve ser instituído após a realização de cultura 
e antibiograma a fim de evitar o surgimento de resistência bacteriana.
Ao contrário do observado em peixes ósseos, frequentemente hemoculturas de 
elasmobrânquios saudáveis, como tubarões, podem estar positivas. Isso indica que a 
simples presença de bactérias do sangue, sem a presença de sinais clínicos, não indica 
necessariamente uma septicemia (MYLNICZENKO, 2007).
Gram-negativas
Entre as Gram-negativas, o gênero mais comum encontrado causando enfermidades 
em peixes é Aeromonas, o qual pode causar lesões de pele, como furunculose, assim 
como inapetência, letargia, hemorragias na pele e sinais clínicos respiratórios. 
Espécies de Vibrio podem causar fezes hemorrágicas e vermelhidão ao redor da cloaca, 
bem como lesões cutâneas eritematosas e septicemia. Nestes casos é recomendada a 
remoção dos peixes infectados do recinto. Também são relatados casos de meningite 
por essa bactéria em algumas espécies de tubarões (MARANHO; BALDASSIN, 2014). 
Columnariose ocorre em animais afetados por Flavobacterium sp., os quais podem 
apresentar áreas erosivas esbranquiçadas semelhantes a tufos brancos, especialmente 
ao longo do dorso, causando também sinais clínicos neurológicos (nado sem rumo e 
perda de equilíbrio), podendo levar à morte. Afeta principalmente animais de águas 
frias, podendo ser tratado com antibioticoterapia, medicamentos à base de cobre e 
cloreto de benzalcônio. 
Cytophaga psychrophila é uma bactéria isolada de salmonídeos, a qual geralmente 
não sobrevive a temperaturas mais baixas. Costuma infectar a nadadeira dorsal e se 
propagar para a base, onde se formam grandes ulcerações. 
Edwardsiella spp. podem causar letargia, anorexia, áreas avermelhadas na pele, 
abscessos, prolapso anal e exoftalmia. Algumas espécies podem ser consideradas 
zoonóticas. 
57
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
Outras espécies também podem ser encontradas. Pseudomonas spp. e Yersinia spp. 
podem causar afecções sistêmicas. Pasteurella spp. e mixobactérias podem causar 
danos à pele e olhos. Haemophilus piscium é o agente causal da Doença da Úlcera em 
peixes.
Gram-positivas
Gram-positivos incluem o gênero Corynebacterium, causador da doença renal 
bacteriana em peixes, de importância econômica em criações comerciais. As fêmeas 
infectadas devem ser tratadas com eritromicina de 14 a 60 dias antes da desova para a 
contenção de surtos. 
Espécies de Streptococcus podem causar úlceras e escurecimento de pele, bem como 
hemorragias, áreas sem escamas e exoftalmia, podendo levar a mortalidade em larga 
escala. O tratamento deve ser realizado após culturae antibiograma, mas eritromicina 
parece ser efetiva. 
Nocardia spp. são bactérias filamentosas que podem causar perda de peso, inflamação, 
ulceração e necrose de pele. A eutanásia deve ser considerada devido a risco zoonótico 
e tratamento ineficiente. 
Outras bactérias incluem Renibacterium sp., responsável pela doença bacteriana do 
rim, podendo causar ascite, exoftalmia, hemorragias e lesões granulomatosas no rim 
e baço. Eubacterium tarantellus é capaz de ocasionar meningite, levando a problemas 
de natação. Lactococcus garvieae é responsável por hemorragias, podendo levar o 
indivíduo à morte. Clostridium difficile também pode ser detectado, causando infecções 
sistêmicas.
Micobactérias
Micobactérias são bactérias bastonetes álcool-ácido resistentes, ou seja, não corados pela 
coloração de Gram, sendo necessária a técnica de Ziehl-Neelsen para sua visualização. O 
gênero Mycobacterium pode causar hepatopatia, perda de peso, exoftalmia e escoliose, 
bem como lesões granulomatosas, úlceras e escurecimento da pele. Embora canamicina 
seja um candidato ao tratamento, este não costuma ser muito efetivo e a eutanásia deve 
ser considerada devido ao potencial zoonótico. 
Fúngicas
Uma das mais importantes doenças de origem fúngica é a Saprolegniose, causada pelo 
gênero oportunista Saprolegnia. Animais afetados podem desenvolver tufos brancos 
na superfície da pele, principalmente nas narinas, as quais podem lembrar algodão, 
58
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
facilmente identificada na microscopia. Como tratamento é instituída a utilização 
de verde-malaquita, bem como limpeza diária com solução a 10% de iodo e manter 
o animal em solução salina (1 a 3g/L de NaCl) para controlar a infecção e corrigir o 
desequilíbrio osmótico. 
Outros fungos incluem Branchiomyces sp., o qual pode causar a branquiomicose, 
capaz de afetar o trato respiratório. Dermocystidium sp. pode causar cistos na pele 
e musculatura. Aphanomyces invadens pode levar à Síndrome Ulcerativa Epizoótica 
(doença de notificação obrigatória à OIE), a qual é dependente de baixas temperaturas, 
já que não ocorre em ambientes a 32°C. Pleistophora sp. é transmitido pelo consumo de 
cadáveres ou alimentos infectados e pode causar curvatura espinhal, perda da coloração 
da pele e emaciação. A Glugea spp., principalmente em cavalos-marinhos, parece ser 
pruriginosa e induzir à escoriações graves pela fricção das áreas afetadas. Fusarium 
spp. também podem causar erosões na pele. Outros gêneros menos importantes 
compreendem Achlya, Basidiobolus, Phoma, Candida, Cladosporium, Penicillium e 
Ichthyochytrium. De forma geral, não há tratamento para esses gêneros, mas fármacos 
como itraconazol, fumagilina e toltrazuril podem ser considerados. Infecções fúngicas 
persistentes indicam condições ambientais inadequadas com altas cargas de resíduos 
orgânicos.
Virais
Vírus são parasitos intracelulares obrigatórios, já que necessitam da arquitetura 
celular do hospedeiro para a sua multiplicação. Com a evolução da aquicultura como 
atividade econômica, a qual implica grandes densidades de animais em um recinto, 
doenças virais de peixes vêm ganhando destaque. Muitas destas doenças são específicas 
de determinadas espécies e regiões, podendo ser controladas. Os peixes jovens, de 
uma forma geral, são particularmente mais suscetíveis, mas os adultos possuem um 
importante papel ao poder carrear estes agentes de forma assintomática. 
O diagnóstico geralmente é difícil, necessitando de testes específicos, como o isolamento 
do vírus em cultivos celulares, vírus-neutralização, ELISA, imunofluorescência e 
técnicas de biologia molecular, disponíveis em poucos laboratórios. Existem vacinas 
para algumas etiologias, mas nem sempre são comercialmente viáveis e, em geral, não 
há tratamento específico. Antibióticos podem ser utilizados em algumas situações para 
controlar infecções secundárias. 
59
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
Herpesvírus
Estes agentes pertencem à família Herpesviridae, que inclui diversos vírus DNA capazes 
de afetar grande parte das espécies de vertebrados. Podem causar infecções em diversas 
espécies de peixes. 
O herpesvírus dos ciprinídeos tipo 3 é responsável pela Herpesvirose da Carpa Koi, 
enfermidade altamente infecciosa e de notificação obrigatória à OIE, capaz de afetar 
diversas subespécies de carpas (Cyprinus carpio). A principal via de infecção nesses 
animais é por meio das brânquias, por onde se dissemina sistemicamente. Inicialmente, 
a enfermidade cursa com um aumento na quantidade de muco podendo causar elevadas 
mortalidades em uma população. O vírus pode ser excretado pelo muco e outros fluidos, 
como urina e fezes.
O herpesvirus dos ciprinídeos 1, por outro lado, causa enfermidade mais branda, 
afetando as mesmas espécies de animais. Possui uma letalidade baixa (ocorrendo 
principalmente em animais jovens), podendo causar lesões na pele de animais afetados, 
bem como certo retardo no crescimento.
O herpesvírus dos ciprinídeos tipo 2 aparenta afetar somente peixes-dourados 
(Carassius auratus) causando a Necrose Hematopoiética dos Dourados. Nessa doença 
podem ser observadas lesões na pele do animal, bem como internas, afetando órgãos 
como rins, fígado e baço com uma elevada mortalidade.
A herpesvirose do salmão masu (Oncorhynchus masou) é uma enfermidade de que 
cursa com ulcerações de pele e hepatite. Embora seja mais descrito no salmão masu, 
a truta arco-íris e outras espécies de peixes também podem ser afetadas. Causa uma 
doença letal, cursando com letargia, perda de equilíbrio, desorientação, hemorragia e 
edema. O vírus pode ser excretado por fluídos sexuais, fezes e urina (YOSHIMIZU et 
al.,2011).
Rabdovírus
São os pertencentes à família Rhabdoviridae, capazes de afetar diversos seres vivos e 
dotados de um genoma de RNA.
A necrose hematopoiética infecciosa é uma doença de notificação obrigatória à OIE que 
pode afetar a maioria das espécies de salmonídeos. Pode causar surtos com elevada 
mortalidade em populações de trutas arco-íris. O vírus é excretado em por meio da 
urina, fluídos sexuais e muco, principalmente de animais mais jovens. Os sinais clínicos 
observados são bastante inespecíficos, como letargia, escurecimento da pele, palidez nas 
60
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
brânquias, distensão abdominal, exoftalmia e hemorragia puntiforme (BOOTLAND; 
LEONG, 1999).
Vírus dessa família também pode causar a Viremia Primaveral das Carpas, outra 
doença de notificação obrigatória à OIE. Pode causar uma doença bastante contagiosa 
e hemorrágica em diversas espécies de peixes, principalmente ciprinídeos. O vírus 
pode ser excretado pelas fezes e urina dos animais infectados, embora também seja 
transmitido por alguns ectoparasitos. Os sinais são inespecíficos, com o escurecimento 
da pele, exoftalmia, palidez das brânquias, hemorragias, distensão abdominal e protusão 
do ânus, podendo levar à morte.
A Septicemia Viral Hemorrágica pode ocorrer em algumas espécies de água doce e 
marinhas, entretanto, é especialmente preocupante em trutas arco-íris. Os sinais 
clínicos são amplos, incluindo inapetência, letargia, escurecimento da pele, exoftalmia, 
edema, anemia, natação irregular e hemorragias nas nadadeiras peitorais, com elevada 
mortalidade, podendo chegar a 100% em alevinos. Também é uma virose de notificação 
obrigatória à OIE.
Iridovírus
Pertence à família Iridoviridae, que compõe vírus de genoma DNA que afeta vertebrados 
e invertebrados, amplamente distribuído em ambientes aquáticos. São compostos em 
cinco gêneros: Iridovirus, Chloriridovirus, Lymphocystivirus, Megalocytivirus e 
Ranavirus (WHITTINGTON et al., 2010).
A Necrose Hematopoiética Epizoótica é de notificação obrigatória à OIE, causada por 
um Ranavirus, o qual pode infectar células de vários tecidos, descrito na perca (Perca 
fluviatilis) e na truta arco-íris (Oncorhynchus mykiss). Geralmente é assintomático, 
com os sinais clínicos sendo mais evidentes em animais jovens. Surtos com mortalidades 
costumamestar associados a práticas de manejo inadequadas. Acredita-se que este vírus 
seja capaz de sobreviver por longos períodos na água, sedimento, plantas e fômites de 
um recinto (WHITTINGTON et al., 1996). 
O Iridovirus do Pargo-japonês, também de notificação obrigatória à OIE, pode infectar 
diversas espécies de peixes marinhos, sendo especialmente importante para o pargo-
japonês (Pagrus major). Animais afetados podem apresentar letargia, anemia, 
petéquias e esplenomegalia. A taxa de mortalidade é afetada por diversos fatores, como 
a idade dos animais, espécie, temperatura, entre outros.
O gênero Lymphocystivirus é capaz de causar a doença linfocistica ou linfociste. 
Normalmente não infecta ciprinídeos, mas pode ser encontrado em outros peixes de 
61
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
água doce ou de água salgada. Nos animais afetados podem surgir massas grandes, 
geralmente benignas, com aspecto verrucoso (com forma de couve-flor) nas nadadeiras 
e na pele, assim como eventualmente na cavidade celomática. Pode ser transmitida 
pelo contato direto, inclusive por meio da manipulação.
Outros
O gênero Alphavirus é composto por vírus de genoma RNA da família Togoviridae, 
o qual pode causar infecções em salmonídeos, causando a Doença Pancreática, ou 
Doença do Sono, em algumas espécies. Essa enfermidade é caracterizada por uma 
necrose do tecido pancreático e lesões em musculatura cardíaca e esquelética. A taxa 
de mortalidade é variável, mas pode atingir mais de 50% de uma população. O vírus 
pode sobreviver por longos períodos na água. Essa doença também é de notificação 
obrigatória à OIE (ALDRIN et al., 2010).
Vírus RNA da família Orthomyxoviridae podem causar a Anemia infecciosa do Salmão, 
de notificação obrigatória à OIE. Pode ser bastante letal, cursando com anemia grave e 
hemorragias, assim como ascite, hepatomegalia, esplenomegalia e congestão cardíaca. 
A mortalidade pode chegar a 90% em casos graves (CHRISTIANSEN, et al., 2011).
Em salmonídeos ainda podemos observar a Necrose Pancreática Infecciosa, causada por 
um vírus RNA da família Birnaviridae. É uma doença aguda e contagiosa, a qual afeta 
principalmente peixes em crescimento, causando altas mortalidades. Sinais clínicos 
envolvem escurecimento da pele, exoftalmia, distensão abdominal e hemorragias. 
A Necrose Nervosa Viral, ou Encefalopatia e Retinopatia virais, é causada por um 
Betanodavirus da família Nodaviridae, causador de importantes perdas econômicas, 
afetando o sistema nervoso central e retina de peixes marinhos. Embora a água seja o 
principal meio de transmissão, fômites, como redes, devem ser consideradas. É capaz 
de causar uma importante mortalidade nesses animais (BOVO et al., 2011).
Parasitárias
Peixes atuam como hospedeiros intermediários e definitivos de diversos parasitos 
(Figura 14). Assim como em anfíbios, estes agentes podem ser parasitários ou 
comensais, sendo comum encontrá-los na maioria dos animais sadios ou não. Aqueles 
considerados como ectoparasitos, de forma geral, podem causar irritação e ulceração 
de pele, bem como dificuldade respiratória quando afetando as brânquias.
62
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
Figura 14. Representação de alguns gêneros de parasitos encontrados em peixes. 
 
 
Chilodonella 
Trichodina 
Ichthyobodo Ichthyophthirius Epistylis 
Oodinium Gyrodactylus Dactylogyrus 
Lernaea Ergasilus Livoneca Argulus 
Tetrahymena 
Fonte: Jepson (2011).
Protozoários
Ciliados
Ciliados compõem o grupo mais comum de parasitos em peixes. Entre eles, umas 
das espécies mais importantes é a do protozoário Ichthyophthirius multifiliis, um 
grande parasito unicelular com núcleo em formato de ferradura, causador da Doença 
da Mancha Branca. Os estágios imaturos penetram no muco da epiderme, bem como 
nas brânquias, onde permanecem encistadas. Nos animais acometidos podem ser 
observadas pequenas manchas brancas na pele, dificuldade respiratória, nadadeiras 
aderidas, bem como afecções oftálmicas, podendo levar à morte principalmente em 
jovens. A elevação da temperatura em 1 ou 2°C acelera o ciclo de vida do parasito, 
promovendo a exposição do estágio infectante móvel, o qual é sensível a medicamentos, 
como sulfato de cobre. Associadas a estas infecções podemos encontrar organismos do 
gênero Tetrahymena, também predispostos em condições ambientais inadequadas. São 
capazes de se propagar pela musculatura do hospedeiro e gerar afecções dermatológicas 
e oftálmicas. O tratamento pode ser tentado com Cloramina T. 
Outra infecção semelhante, porém em peixes marinhos, é causada pelo gênero 
Cryptocaryon, parasitos grandes de formato oval e com um núcleo característico com 
quatro lóbulos. Sinais clínicos incluem manchas brancas na pele, dispneia e afecções 
oftálmicas. O tratamento também pode ser realizado com sulfato de cobre, assim como 
banhos de formalina ou mergulhos em água doce. Se a espécie acometida do peixe for 
resistente, este animal deve ser mantido em uma densidade menor ou igual a 1,015 por 
63
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
no mínimo seis dias para o controle do parasito. Entretanto, é necessário cuidado, já 
que alguns animais podem ter dificuldades na osmorregulação em salinidades baixas e 
não sobreviver. 
Chilonodella possui cílios evidentes, é grande, achatado e ovalado, deslizando de forma 
lenta e circular. É capaz de causar alterações no aspecto da pele devido à produção 
excessiva de muco, bem como afecções do trato respiratório, depressão e morte súbita. 
Como tratamento pode ser tentado ácido acético glacial. 
Trichodina, Trichodonella e Tripartiella são gêneros de grandes parasitos rotativos e 
circulares, causadores de erosões de pele e aumento na produção de muco, podendo 
afetar o funcionamento das brânquias. Não são parasitos obrigatórios e geralmente 
ocorrem em situações com uma baixa qualidade de água, onde há um excesso de 
matéria orgânica, facilitando seu desenvolvimento. O tratamento pode ser realizado 
com praziquantel. 
Brooklynella, Uronema e Miamiensis são protozoários móveis, ovalados e ciliados 
presentes em ambientes marinhos capazes de causar desconforto respiratório e 
ulcerações de pele. São sensíveis a tratamentos com formalina, verde-malaquita e 
sulfato de cobre, bem como banhos de água doce. 
Epistylis são ciliados sésseis pedunculados em forma de campânula, encontrados em 
colônias. São causadores de uma “falsa doença fúngica”, semelhante à Saprolegniose, a 
qual cursa com dermatopatias. 
Flagelados
Flagelados incluem diversos táxons de organismos dotados de apêndices chamados 
flagelos. Espécimes do gênero Icthyobodo são pequenos parasitos móveis em formato 
de vírgula relativamente comuns. São capazes de causar sinais clínicos respiratórios, 
lesões de pele com produção excessiva de muco, hemorragia, letargia, depressão e 
morte súbita. Para o seu controle no ambiente, devem ser removidos todos os peixes 
do aquário infectado por 24 a 48 horas, uma vez que o parasito somente é capaz de 
sobreviver na presença do seu hospedeiro e fármacos usuais parecem ser ineficazes. Por 
outro lado, podem sobreviver a temperaturas abaixo de 2°C e causar a mortalidade em 
algumas espécies durante a hibernação. Quando os peixes portadores são capazes de 
suportar, o aumento da temperatura acima de 30°C pode ser benéfico. 
Hexamita spp. podem afetar os sistemas gastrointestinal, hepático e renal, cursando 
com anorexia, letargia, perda de peso, emaciação, fezes brancas e viscosas, hidropisia, 
64
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
anormalidades no nado e problemas reprodutivos. O tratamento pode ser realizado 
com metronidazol. 
Spironucleus sp. é um flagelado morfologicamente semelhante ao anterior, considerado 
um provável causador da Síndrome do Buraco na Cabeça e Linha Lateral. Nela é possível 
observar ulcerações em determinados locais do corpo do animal, bem como perda de 
peso e apetite. O tratamento é similar ao utilizado para o parasito anterior. 
Dinoflagelados dos gêneros Oodinium, Amyloodinium e Crepidoodiniumpodem causar 
a Doença do Veludo, caracterizada por um efeito de poeira sobre a superfície corporal, 
mas também capaz de causar afecções do trato respiratório. São parasitos realmente 
grandes e bastante escuros. O tratamento é difícil, já que o estágio encistado é bastante 
resistente aos medicamentos, mas pode ser tentado com metronidazol ou cloridrato de 
quinina, assim como antibioticoterapia se houver infecção secundária. A limpeza do 
ambiente pode ser feita retirando todos os peixes do viveiro, diminuindo os níveis de 
luz e elevando a temperatura para 30 a 32°C por um período de três semanas. 
Podem ainda ser afetados por alguns protozoários hemoparasitos, como os flagelados 
Trypanosoma spp. e Cryptobia spp., bem como e os apicomplexas Babesiosoma sp., 
Haemogregarina spp. e Cyrilia sp. Em geral, estes parasitos podem apresentar sinais 
clínicos amplos como anemia e emaciação. O tratamento costuma não ser efetivo, mas 
pode ser tentado com metronidazol ou azul de metileno. Cryptobia spp. ainda é capaz 
de afetar outros sistemas, como o urinário, cardiovascular e digestivo, causando ascite, 
fezes brancas e viscosas, perda de apetite, caquexia, exoftalmia e dificuldade de natação. 
É suspeito de ser o agente causal de uma doença em ciclídeos chamada Malawi bloat. 
Coccídios
Coccídios podem ser encontrados afetando o trato gastrointestinal de peixes. Eimeria 
spp. e Crysptosporidium spp. podem causar regurgitação, anorexia, extrema perda de 
peso e massa muscular. O tratamento não costuma ser efetivo, mas sulfas podem fazer 
parte de um protocolo. 
Outros
Ichthyophonus hoferi é um protozoário que ocupa uma posição filogenética controversa, 
já que possui uma parede com quitina, assim como hifas, além de possuir um 
estágio ameboide. Pode causar emagrecimento, exoftalmia, alterações reprodutivas, 
dermatológicas (escurecimento da pele, bolhas semelhantes a queimaduras e 
granulomas) e neurológicas (comportamento e padrão de natação anormais). O 
diagnóstico pode ser feito pelo exame direto, em preparações úmidas de macerações 
65
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
de nódulos, nas quais podem ser observados esporos como corpos esféricos. Não existe 
tratamento efetivo descrito.
Protopalina é um gênero de opalinideos muito grandes em forma de cápsula que afetam 
o trato digestório. Podem causar fezes viscosas e brancas
Nematódeos
Nematódeos são comuns em peixes de vida-livre e cativeiro com acesso aos seus 
hospedeiros intermediários. Por exemplo, crustáceos dos gêneros Cyclops e Daphnia 
são capazes de transmitir parasitos do gênero Philometra. Outros gêneros possíveis de 
serem encontrados em peixes incluem Atractis, Camallanus, Capillaria, Contracaecum, 
Cucullanus Raillietnema, Raphidascaris e Spirocamallanus.
Infecções por esses agentes geralmente afetam o trato gastointestinal e são brandas, 
mas podem causar fezes esbranquiçadas e diarreicas, bem como perda de peso. Alguns 
fármacos podem ser utilizados para o tratamento, como levamisol, fenbendazol ou 
mebendazol.
Platelmintos
São vermes achatados dorsoventralmente, os quais podem ser observados 
frequentemente na pele e brânquias. Em geral, são classificados em quatro classes 
principais: a dos cestódeos, trematódeos, monogenéticos e turbelários. 
Cestódeos
Diphyllobothrium latum é uma espécie de cestódeo conhecido como a “tênia do peixe”, 
causadora de uma importante zoonose, a difilobotriose. Outros cestódeos capazes de 
afetar peixes incluem os gêneros Amirthalingamia, Bothriocephalus, Corallobothrium, 
Cyclustera, Khawia e Proteocephalus, bem como as ordens Pseudophyllidea, 
Spathebothriidea, Tetraphyllidea e Trypanorhyncha. De uma forma geral, o tratamento 
pode ser realizado com praziquantel. 
Trematódeos
O gênero Neascus pode causar pequenas manchas escuras na pele e músculos, causando 
a Doença da Mancha Negra. Os cistos podem ser particularmente evidentes em peixes 
de coloração clara. Devido ao ciclo de vida complexo, que exige diversos hospedeiros, 
dificilmente se tornam um problema em aquários. Sanguinicola inermis pode causar 
dano extremo nas brânquias e hemorragia. Diplostomum pode causar alterações 
66
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
oftálmicas. Para o controle, deve ser feito necessariamente o controle de seus hospedeiros, 
que são caramujos aquáticos. Clinostomum spp, pode causar pequenas lesões císticas 
amareladas. Crassicutis cichlasomae afeta o trato gastrointestinal. O tratamento de 
trematódeos que infectam a pele geralmente pode ser feito com praziquantel.
Monogenéticos
Gyrodactylus salaris são ectoparasitos de notificação obrigatória à OIE, importantes 
principalmente para salmonídeos, nos quais pode gerar elevadas mortalidades em 
alevinos. Parasitos adultos e jovens possuem um característico gancho em forma de H 
(Figura 12). Animais parasitados geralmente são afetados nas nadadeiras, o que gera 
letargia e aumento na quantidade de muco, entretanto, eventualmente podem afetar as 
brânquias. A sobrevivência do agente fora do hospedeiro é estritamente conectada com 
a temperatura ambiental, sendo esta menor em temperaturas elevadas (acima de 19°C). 
O tratamento pode ser realizado com triclorfon.
Parasitos do gênero Dactylogyrus são ectoparasitos que causam um aspecto 
esbranquiçado à pele pela produção excessiva de muco. Também podem afetar as 
brânquias, causando dificuldade respiratória e nado errático, sendo letal para animais 
jovens. Estes parasitos são grandes e geralmente apresentam quatro manchas escuras na 
extremidade caudal. O estágio de ovo é resistente ao tratamento e, portanto, infestações 
requerem múltiplos tratamentos com até quatro semanas de intervalo dependendo da 
temperatura da água. O tratamento pode ser feito com praziquantel e triclorfon. 
Enterogyrus spp. são capazes de afetar o trato digestivo, causando perda de peso 
e crescimento deficiente, podendo migrar por diversos órgãos. Cichlidogyrus, 
Microcotyle, Ancyrocephalus, Cleithrarticus, Pseudempleurosoma, Dermopthirius 
penneri e Haliotrema podem parasitar brânquias. O tratamento pode, de uma forma 
geral, ser feito com praziquantel.
Turbelários
O gênero Turbellaria causa uma condição caracterizada por pequenos pontos pretos 
pelo corpo, pele opaca e dificuldade respiratória. Banhos com formalina ou com água 
doce podem ser utilizados como tratamento.
Crustáceos
Copépodes compõem uma subclasse de crustáceos de água doce e salgada, os quais 
podem ser parasitários ou de vida-livre. Quando parasitos, possuem órgãos modificados 
especializados para a penetração na pele. Alguns possuem ventosas ou ganchos, 
67
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
utilizados para a fixação no hospedeiro. Certos gêneros, como Cyclops e Diaptomus, 
são importantes por serem hospedeiros intermediários de agentes zoonóticos, 
como Diphyllobothrium latum e Dracunculus medinensis. Lernaea sp. pode causar 
erosões e ulcerações de pele. Ergasilus sp., por outro lado, são grandes, capazes de 
parasitar as branquias afetando a capacidade respiratória do animal.
Animais da subclasse Branchiuria, gênero Argulus, são conhecidos como “piolhos 
de peixe”, comuns em animais de água doce. Animais afetados por este e outros 
ectoparasitos frequentemente desenvolvem o hábito de se rasparem contra a parede 
do aquário, dessa forma, podem causar ulcerações na pele. O tratamento inclui a 
remoção individual dos parasitos e tratamento com lufenuron e permanganato de 
potássio. 
Representantes parasitários da ordem Isopoda incluem o gênero Livoneca, capaz de 
chegar a 2,5 cm de comprimento. Adultos fixam-se nas brânquias e cavidade oral, 
bem como a pele, podendo causar úlceras e erosões. Como tratamento, pode ser 
feita a remoção individual dos parasitos, bem como a administração de lufenuron 
e banhos de permanganato de potássio. É importante que estes crustáceos sejam 
removidos do peixe e das plantas do recinto para evitar recidiva.
Mixozoários
Mixozoários são organismos relacionados aos cnidários que já foram classificados comoprotozoários. São principalmente representados pelos mixosporídeos, endoparasitos 
obrigatórios de peixes. Animais afetados podem apresentar nódulos evidentes, 
escurecimento da pele, perda de peso, nado errático, necrose das nadadeiras e alterações 
hepáticas, podendo levar a morte súbita ou ser um achado incidental, dependendo da 
espécie. Representantes incluem Henneguya sp., Myxosoma dujardini, Thelohanellus 
hovorkai. Chloromyxum sp., Hoferellus sp., Kudoa sp., Myxidium sp. e Mitaspora sp. 
Não existe tratamento realmente eficaz, mas pode ser tentado toltrazuril e fumagilina. 
Acantocéfalos
Larvas de acantocéfalos costumam ser observadas nos tecidos enquanto adultos 
procuram se localizar no intestino. Em peixes podem ser encontrados Acanthocephalus 
sp., Neoechinorhynchus sp. e Polyacanthorhynchus kenyensis afetando o trato 
gastrointestinal com sinais clínicos brandos, como apatia e perda de peso. Artrópodes 
podem atuar como hospedeiros intermediários. O tratamento pode ser tentado com 
levamisol, fenbendazol e mebendazol.
68
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
Outros
Anodontites trapesialis é uma espécie de moluscos bivalves. Os estágios larvares já 
foram descritos parasitando a pele de algumas espécies de peixes no formato de 
pontos acinzentados em nadadeiras e brânquias. Sua infestação pode levar a uma leve 
resposta inflamatória, que pode predispor a infecções secundárias. Geralmente são 
autolimitantes.
Pentastomídeos são endoparasitos de diversos vertebrados, os quais possuem uma 
classificação duvidosa, tendo sido considerados crustáceos por muitos anos. Não há 
tratamento efetivo descrito. A prevenção pode ser feita pela separação dos peixes de 
outros potenciais hospedeiros, como os répteis.
Algumas algas também são capazes de afetar estes animais. Coccomyxa sp. pode causar 
lesões no trato respiratório. Chlorochytrium sp. e Scenedesmus sp, por outro lado, 
podem causar dermatites. 
Sanguessugas, como as do gênero Batracobdelloides, também podem ser ectoparasitos 
de peixes. Seu comportamento hematófago pode causar danos diretos ou ainda 
transmitir hemoparasitos, podendo levar a uma anemia grave. O tratamento com 
triclorfon é considerado eficaz.
Não infecciosas
Nutricionais
A vitamina C (ácido ascórbico) participa de diversas reações no organismo. Uma das 
principais fontes na natureza é o fitoplâncton, composto por organismos que costumam 
estar ausentes ou em quantidades mínimas em cativeiros para peixes. A deficiência 
dessa vitamina pode levar a um quadro inespecífico, cursando com anorexia, letargia, 
redução na taxa de crescimento, exoftalmia, edema, hemorragias, erosão de nadadeiras, 
alterações operculares e branquiais, mas principalmente causando deformidades ósseas 
e imunossupressão. Isso torna sua suplementação necessária em algumas criações. Por 
ser um composto bastante lábil deve ser adicionado à alimentação na forma estabilizada, 
em quantidades específicas para cada espécie. A suplementação com algas também 
pode ser útil para fornecer maiores concentrações dessa vitamina.
A vitamina E (tocoferol) é um composto lipossolúvel com uma atividade antioxidante. 
Sua deficiência pode causar anorexia, exoftalmia, ascite, anemia, distrofia muscular 
(especialmente em grandes peixes de crescimento rápido), imunossupressão e 
diminuição na taxa de crescimento. Pode ocorrer quando fornecidas dietas baseadas 
69
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
exclusivamente em itens com pouco deste composto (como em dietas de larvas do 
bicho-da-seda). O animal acometido deve ser suplementado com vitamina E ou ração 
comercial completa.
A vitamina A (retinol) desempenha várias atividades, participando da síntese de 
algumas glicoproteínas, regulação do crescimento e manutenção do sistema imune. 
Animais afetados pela deficiência dela podem apresentar crescimento deficitário, 
atrofia muscular e imunossupressão. Para a correção, pode ser fornecido suplemento 
comercial de vitamina A ou alimentos ricos neste composto, como folhas de alga Nori 
(utilizadas na confecção de sushi) e outros componentes vegetais.
A vitamina D, ao contrário das anteriores, pode ser produzida pelo próprio indivíduo 
em exposição à luz solar. Como peixes geralmente não conseguem ter acesso aos raios 
solares por meio da coluna d’água, a suplementação desse hormônio pode ser necessária. 
As principais fontes são a ingestão de plâncton e outros alimentos comerciais e a adição 
de lipídios pode facilitar a sua absorção. Deficiências podem causar redução do ganho 
de peso, tetania, deformidades espinhais e perda de dentes. Esta também é uma das 
vitaminas mais tóxicas, a qual em altas quantidades pode levar a perda de apetite e 
problemas renais e cardíacos.
A deficiência de ácidos graxos essenciais costuma ser observada em animais marinhos 
criados em cativeiro. A quantidade de lipídios necessários na dieta varia de acordo com 
a espécie trabalhada, assim como o estágio de desenvolvimento. A deficiência pode 
causar sinais como diminuição de crescimento, ulcerações nas nadadeiras, anemia e 
morte, principalmente em animais mais jovens. O excesso deles, por outro lado, pode 
causar um aumento na deposição de gordura, o que também pode afetar no rendimento 
do animal um problema comum atualmente com a superalimentação de animais. Alguns 
óleos vegetais ou animais como soja, milho e peixe podem ser utilizados, entretanto, 
para evitar a oxidação lipídica, podem ser administrados juntos com oxidantes, como 
vitamina E.
Deficiências de vitaminas do complexo B também podem causar sinais clínicos. A 
deficiência de vitamina B1 (tiamina) pode causar deficiência no crescimento, edema, 
perda de equilíbrio, convulsões e levar à morte. A deficiência de vitamina B2 (riboflavina) 
pode causar catarata. As deficiências de vitamina B3 (niacina), vitamina B6 (piridoxina) 
e vitamina B7 (biotina) podem causar sinais clínicos neurológicos, como espasmos 
e convulsões. A deficiência de vitamina B9 (ácido fólico) pode causar deficiência de 
crescimento e anemia. A deficiência de vitamina B5 (ácido pantotênico) pode afetar o 
trato respiratório.
70
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
Diversos outros componentes podem causar doenças em quantidades inadequadas no 
organismo de peixes. A deficiência de selênio (mineral) e triptofano (aminoácido), por 
exemplo, podem causar anormalidades musculoesqueléticas.
Intoxicações
A poluição ambiental, causada principalmente pelo homem, pode ser extremamente 
prejudicial aos peixes. Efluentes industriais, chuva ácida e metais pesados são apenas 
alguns deles. É possível que o grande número de tumores detectados em peixes ocorra 
devido aos compostos cancerígenos descartados juntos aos efluentes, embora mais 
estudos sejam necessários para compreender estas relações. Os peixes ornamentais, por 
outro lado, são frequentemente submetidos a intoxicações por alimentos, desinfetantes 
e medicamentos por erros de manejo.
Amônia
A intoxicação por amônia pode ocorrer não somente quando há um desequilíbrio na 
quantidade de matéria orgânica em relação ao filtro biológico de um viveiro, como 
também em ambientes com o pH elevado, no qual há uma maior disponibilidade da sua 
forma não ionizada, que é mais tóxica. Este composto é principalmente neurotóxico, 
podendo causar elevadas mortalidades em quantidades acima de 0,1mg/L. Animais 
afetados podem apresentar sinais como hiperventilação, hiperexcitabilidade, convulsões, 
nado errático e coma. É indicada a troca parcial da água para diluição dos níveis deste 
composto. Também pode ser adicionado zeólito, um conjunto de minerais capaz de 
absorver matéria orgânica, em taxas como 10 g/L (PEYGHAN; TAKAMY, 2002). Para 
seu controle, também pode ser feita a adição de cultura bacteriana de Nitrosomonas, 
correção do pH e diminuição na alimentação dos animais. 
Nitrito
A intoxicação por nitrito, chamada de Doença do Sangue Marrom, pode ocorrer quando 
há um desequilíbrio no filtro biológico de um recinto, como em situações em que há 
a perdadesse filtro ou quando a demanda é muito elevada. Quantidades acima de 
0,5mg/L são especialmente preocupantes. Animais afetados são induzidos à formação 
de metahemoglobina no sangue, reduzindo a capacidade de transporte de oxigênio 
e promovendo uma coloração marrom às brânquias. Estes indivíduos podem ser 
localizados nas partes mais elevadas do aquário, com a cabeça posicionada para cima 
devido à dificuldade respiratória. Peixes de água doce são naturalmente mais suscetíveis 
a essa condição. Imediatamente, a adição de sal na água em uma concentração de 
0,3% pode ser benéfica, já que os íons de cloro competem na absorção pelos íons de 
71
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
nitrito. Também deve ser feita a troca parcial da água, bem como a adição de culturas 
bacterianas extras do gênero Nitrobacter, as quais podem trazer algum benefício. 
Sulfeto de hidrogênio
Sulfeto de hidrogênio é um composto que participa do ciclo de decomposição do 
enxofre, altamente tóxico para os animais, incluindo o homem, e as plantas. Pode ser 
formado por meio da decomposição anaeróbica de compostos orgânicos no fundo de 
lados e até mesmo aquários, detectado facilmente pelo odor pútrido característico que 
é liberado. A sua toxicidade é diretamente proporcional ao aumento da temperatura 
da água e inversamente proporcional ao pH. É capaz de causar um envenenamento 
agudo em peixes, cursando com dispneia, hiperventilação e parada respiratória, 
podendo levar à morte em várias espécies. Para a prevenção dessa condição devem ser 
realizadas limpezas e aeração regulares do substrato de viveiros, bem como a redução da 
quantidade de substrato (mantendo em níveis máximos de até 5 cm). Em aquários com 
camadas muito profundas, na qual sua limpeza se torna inviável, podem ser realizadas 
aplicações profundas de peróxido de hidrogênio a fim de aumentar a oxigenação destes 
locais.
Outras
Cobre pode ser tóxico para certos grupos de peixes, causando afecções do trato 
respiratório. Em aquários contendo invertebrados não devem ser realizados tratamentos 
a base de cobre, pois esses animais são especialmente sensíveis. Se necessário, deve ser 
realizado em um aquário separado. 
Intoxicação por cianeto pode ocorrer em regiões que recebam efluentes de indústrias e 
fundições. Costuma ser observado em peixes capturados de vida livre, podendo causar 
anorexia e morte ao animal afetado. Não há tratamento efetivo para essa condição, 
apenas terapia de suporte.
Metais pesados são lançados à água como resíduos de minério. Estes compostos são 
bioacumulativos, se mantendo e acumulando nos diversos níveis da teia alimentar. 
Intoxicações podem causar principalmente afecções hepáticas e neurológicas, 
dependendo da afinidade do metal.
Neoplasias
Diversas neoplasias induzidas por agentes infecciosos já foram observadas em peixes. 
O herpesvírus tipo 1 das carpas é acusado de causar carcinoma de células escamosas. 
Linfociste é causada por um iridovirus, caracterizada por massas verrucosas na pele e 
72
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
nadadeiras, podendo ocorrer dentro da cavidade celomática. Embora benigna, a tentativa 
de remoção cirúrgica é geralmente seguida por recorrência. Epiteliociste causa um 
quadro semelhante, entretanto é causada por organismos semelhantes à Chlamydophila 
spp. O tratamento com cloranfenicol parece ser efetivo. Melanomas e neuroblastomas 
parecem estar associados a algumas viroses e peixes do gênero Xiphophorus são 
bastante propensos a desenvolver. Relatos de fibroma em Pterophyllum sp. parecem 
estar associados à infecções por retrovírus. 
Outras neoplasias, entretanto, não possuem agentes etiológicos associados. 
Odontomas surgem como tumorações ao redor da boca. Eritroforomas podem afetar 
os olhos, cobrindo completamente a córnea. Em alguns casos pode ser necessária 
uma ceratotomia e tratar como úlcera de córnea. Linfossarcomas se apresentam 
inicialmente como nódulos na pele, entretanto, podem prosseguir com necrose deste 
tecido. Raramente lesões internas podem ocorrer. Outros relatos de neoplasias incluem 
fibroma, papilomas, adenoma, adenocarcinoma e mesotelioma 
Um tratamento disponível para tentar utilizar em tumores acessíveis à manipulação 
é o debridamento cirúrgico seguido pela injeção de cisplatina diretamente na massa 
tecidual, semanalmente.
Outras doenças
Alguns animais podem ser bastante sensíveis ao estresse causado pela captura e 
manejo, em especial os tubarões. A grande utilização do metabolismo anaeróbio nessas 
situações estressantes promove o acúmulo de ácido lático, que causa a diminuição do 
pH do animal, gerando um quadro de acidose metabólica.
O bócio é uma condição caracterizada pelo aumento da glândula tireoide, normalmente 
visível, uma condição comum em tubarões e raias mantidos em cativeiro com sistemas 
de filtração fechados que utilizam ozônio. Pode levar a morte se não for tratado da forma 
correta. A etiologia dessa doença não é somente a deficiência de iodo, mas também 
envolve outros fatores ambientais, como parâmetros bioquímicos da água (alguns 
componentes, como o nitrato, quando em excesso podem inibir a absorção do iodo) e 
elevados níveis de ozônio (que alteram a quantidade de iodo disponível). O tratamento 
do animal afetado pode ser realizado com a suplementação de iodeto de potássio 10 
a 30mg/kg por semana e correção de outros fatores ambientais. Eventualmente é 
necessária a realização da alimentação forçada. Para a prevenção, os níveis de iodo 
podem ser mantidos próximos a 0,06mg/L e o nitrato abaixo de 10mg/L (MARANHO; 
BALDASSIN, 2014).
73
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
A supersaturação da água com gases em pressões acima da atmosférica pode causar uma 
condição conhecida como a Doença da Bolha de Gás. Animais acometidos apresentam 
olhos protuberantes e pequenos êmbolos gasosos na pele e nadadeiras. Raramente 
causa a morte dos animais afetados se houver a correção do problema. A água de poços 
profundos pode ter altos níveis de gás carbônico e nitrogênio. O mau funcionamento 
de bombas de oxigenação em aquários também é capaz de causar um excesso de gás 
oxigênio.
Doenças da bexiga natatória causam perdas de equilíbrio e alterações no nado. Se o 
animal flutuar acima do nível correto, podem surgir ulcerações de pele em regiões 
em contato com o ar. Procedimentos similares à pneumocentese são capazes de 
promover um alívio temporário nesses casos, embora ocorram recidivas. A utilização 
de contrapesos estéreis dentro da cavidade celomática também pode ser útil. Se a 
origem for bacteriana é necessária a administração de antibióticos. Se a causa for por 
torção de bexiga natatória, pode ser necessária correção cirúrgica. Enterites agudas, 
com formação de gás no intestino podem mimetizar essa doença. Neste caso, alimentar 
os animais com alimentos ricos em fibra parece ser útil. 
Algumas lesões traumáticas também ocorrem em peixes. Animais que possuem o 
hábito de saltar podem se lesionar batendo na tampa ou aparato de iluminação. Lesões 
de pele podem ocorrer pela manipulação de forma inadequada, bem como por períodos 
elevados fora da água. Brigas ocasionadas por animais territorialistas ou em densidade 
populacional elevada também tem potencial de causar abrasões na pele ou nadadeiras.
Diversos materiais são atrativos visualmente aos peixes, podendo se tornar corpos 
estranhos. Em peixes dourados, é comum a ingestão de cascalho. O tratamento pode 
ser feito por remoção manual, mas frequentemente requer procedimentos cirúrgicos.
A doença do rim policístico afeta principalmente peixes-dourados (Carassius auratus). 
Essa condição causa uma distensão abdominal, podendo causar dificuldades de natação. 
Aparenta possuir origem genética e não é descrito tratamento efetivo.
Em alguns animais pode ocorrer retenção de ovos. Nesses casos, é observada 
pronunciada distensão abdominal de forma simétrica. Temperaturas inadequadas, 
assim como carência de machos de tamanho suficiente e sexualmente ativos, podem 
contribuir paraessa condição. 
Em baiacus, cangulos e peixes-papagaio existem relatos de crescimento excessivo de 
dentes incisivos. Esses animais podem ter perda de peso com apetite adequado e disfagia. 
Como tratamento inicial pode ser necessário desgaste desses dentes, obrigatoriamente 
74
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
sob anestesia. Para a prevenção, devem ser oferecidos alimentos que aumentem o 
desgaste normal. 
A exposição prolongada em níveis elevados de gás carbônico (acima de 10-20mg/L) tem 
sido associada a nefrocalcinose em alguns animais. Nessa condição, ocorre a formação 
de depósitos minerais nos túbulos renais, ductos coletores e ureteres.
A doença da cabeça e linha lateral acomete alguns animais, como peixe-anjo marinho, 
peixe-cirurgião e tangs. Quando afetados, apresentam erosões nas fossas sensoriais e 
ao longo das linhas laterais, podendo envolver os músculos ao redor. A etiologia dessa 
doença ainda não é bem explicada, porém, acredita-se que possa estar envolvida com 
protozoários, deficiência de vitamina A ou algum vírus.
Terapêutica
Muitos medicamentos podem ser administrados na forma de banhos, curtos ou longos, 
adicionados à água do animal. Em algumas situações, a medicação pode ser diluída 
diretamente no tanque, entretanto, frequentemente é necessário isolar o animal alvo em 
outro viveiro (essa manipulação extra, entretanto, é capaz de causar um maior estresse). 
Um dos pontos negativos desse método é uma possível inativação do filtro biológico do 
recinto, assim como a necessidade de utilização de grandes quantidades do fármaco, 
principalmente em grandes recintos. O carvão ativado, frequentemente utilizado como 
elemento de filtração, pode interferir na eficácia de fármacos devido a sua capacidade 
de adsorver diversos elementos. Portanto, esse material deve ser obrigatoriamente 
removido do viveiro antes da utilização dessa metodologia. É possível tratar animais em 
viveiros água doce ou salgada dessa forma, entretanto, alguns fármacos podem ter seu 
efeito reduzido, principalmente em água salgada, o que pode ocorrer com tetraciclinas 
e sulfato de Cobre.
A via oral (VO) é comumente usada, principalmente para grandes grupos. A medicação 
pode ser administrada junto com a ração. Um problema ocasionado por esse método 
é que a quantidade de fármaco ingerida pelo animal não é realmente confiável, 
principalmente por que frequentemente animais doentes apresentam apetite reduzido. 
A sondagem estomacal também pode ser realizada em animais maiores, embora possa 
ser bastante estressante.
Para garantir a inoculação da quantidade desejada, os medicamentos podem ser 
administrados por via parenteral, entretanto, para isso geralmente é necessária uma 
estressante contenção do paciente. A pele deve ser irrigada com solução salina antes da 
injeção, mas em hipótese alguma deve ser feita desinfecção com álcool para evitar lesão 
75
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
à pele do animal. A agulha deve ser direcionada no espaço abaixo das escamas para que 
estas não sejam lesionadas. Injeções subcutâneas (SC) devem ser evitadas, devido ao 
pouco espaço disponível. Aplicações intramusculares (IM) são as mais realizadas entre 
essas vias, as quais podem ser facilmente realizadas lateral à nadadeira dorsal. No local 
da aplicação pode ocorrer uma perda de escamas e, se grandes quantidades necessitarem 
ser inoculadas, devem ser divididas em mais de um sítio. Injeções intravenosas (IV) 
podem ser administradas em animais anestesiados, inoculadas nos mesmos locais 
utilizados para a coleta de sangue, como a veia caudal. Aplicações intracelomáticas (ICe) 
podem ser realizadas na linha média entre o ventre e as nadadeiras pélvicas, devendo 
tomar cuidado com a proximidade com os órgãos.
A farmacocinética das medicações pode variar bastante de acordo com algumas 
propriedades. Peixes de água doce são hipertônicos (possuem mais sais) em relação 
ao meio e podem acabar absorvendo menos medicamento, enquanto peixes de água 
salgada são hipotônicos (possuem menos sais) em relação ao meio, podendo absorver 
mais medicamento, quando diluídos na água. A temperatura corporal do animal 
também é responsável por grande influência na absorção e metabolismo de fármacos. 
Por isso, especialmente durante um tratamento, o peixe deve ser mantido em uma 
faixa de temperatura ideal para a espécie. Alterações nessa temperatura podem exigir 
um novo cálculo da dose ou intervalo de administração. Outras condições ambientais 
relacionadas à qualidade da água podem influenciar na disponibilidade do produto, 
logo, o ambiente deve ser constantemente monitorado. A utilização dos diversos 
fármacos deve sempre ser acompanhada de um diagnóstico e prescrição, respeitando a 
dose para determinada espécie.
Todas as lesões de pele devem ser avaliadas quanto à profundidade e grau de 
contaminação. A higienização do local pode ser realizada com clorexidina diluída ou 
solução salina estéril e, se necessário, deve ser realizado debridamento de margens 
para a exposição de uma superfície limpa. Quando não for possível a sutura, lesões 
podem ser cobertas com curativos líquidos a base de cianoacrilato para ajudar a reduzir 
a contaminação secundária e formar uma barreira osmótica parcial. É importante o 
acompanhamento do paciente, visto que alguns animais podem desenvolver alergias a 
estes componentes.
Antibióticos
A seleção de antibióticos (Tabela 2) para um determinado tratamento deve seguir uma 
série de critérios a fim de evitar o uso descontrolado destes fármacos. Entre eles, podemos 
citar a necessidade de conhecer o patógeno e sua sensibilidade ao medicamento por 
meio de um antibiograma. O antibiótico também deve atingir somente o agente e matar 
76
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
somente ele, sem afetar adversamente os outros indivíduos que compõem a fauna e 
flora do viveiro. É importante ter em mente que antibióticos utilizados na forma de 
banhos ou VO podem causar a inativação do filtro biológico do recinto.
Tabela 2. Doses dos principais antibióticos utilizados na medicina de peixes ósseos (*) e elasmobrânquios (**).
Fármaco Dose Via Frequência
Amicacina 2,5-3mg/kg ** IM Cada 24h, por 5 dias ou a cada 72h, por 3 dias
Ampicilina 10mg/kg ** VO, IM Cada 24h
Canamicina
20mg/kg * VO Cada 24h, por 7 dias
50mg/L * Banhos Cada 48h, por 4 vezes
750mg/L * Banhos Cada 24h, por 7 dias
Ceftazidima 20mg/kg ** IM, ICe Cada 72h, por 10-15 dias
Cloranfenicol
50mg/kg ** IM Uma vez, depois dividir a dose e fazer cada 24h
20mg/kg ** IM Cada 48h, por 10 dias
50mg/kg ** VO Cada 48h, por 10 dias
Enrofloxacino
5-20mg/kg * IM
–
7,5mg/kg ** VO, IM, ICe Cada 24h
10mg/kg ** VO Cada 48h, por 5 dias
2,5mg/L * Banhos Por 5h, cada 24h
100mg/kg * VO Cada 24h, por 10 a 20 dias
Eritromicina 100mg/kg *,** VO. IM Cada 24h, por 14 dias
Marbofloxacina 5mg/kg * – Cada 24h, por 3 dias
Neomicina 20mg/kg * VO Cada 24h
Oxitetraciclina
55-75mg/kg *,** VO Cada 24h, por 10 dias
25mg/kg ** IM, ICe Cada 24h, por 5-7 dias
Sulfadimetoxina + 
Ormetoprim
50mg/kg * VO Cada 24h, por 5 dias
Sulfa + Trimetropima 2mg/kg ** Banhos Por 5-12h, cada 24 h, por 5-7 dias
Fonte: Cheeran (2004); Jepson (2011); Maranho e Baldassin (2014).
Antifúngicos
Tabela 3. Doses dos principais antifúngicos utilizados na medicina de peixes ósseos (*) e elasmobrânquios (**).
Fármaco Dose Via Frequência
Cetoconazol
5mg/kg * VO cada 24h
2,5-10mg/kg ** VO, IM, ICe –
Itraconazol 1-10mg/kg *,** VO cada 24h, por 1-7 dias
Miconazol 10-20mg/kg ** VO, IM, ICe –
Fonte: Jepson (2011); Maranho e Baldassin (2014).
77
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
Antiparasitários
Alguns antiparasitários (Tabela 4) devem ser utilizados com cuidado na medicina de 
peixes, como ivermectina, cloridrato de quinina e praziquantel, os quais podem ser 
tóxicos para algumas espécies. Permanganato de potássio é capaz de danificar as 
brânquias de animais que receberem repetidas administrações. Ácido acético glacial 
pode ser fatal para animais mais fracos. Cloramina T deveser usada em doses menores 
em água mole (com baixos valores de dureza).
Tabela 4. Doses dos principais antiparasitários utilizados na medicina de peixes ósseos (*) e elasmobrânquios (**).
Fármaco Dose Via Frequência
Ácido acético glacial 8ml/galão * Banhos Por 30 a 45 segundos
Amprólio 10mg/L * Banhos Por 7 a 10 dias
Azul de metileno 60mg/kg * VO Cada 24h, por 4 dias
Cloramina T 5-10mg/L * Banhos –
Cloridrato de quinina 10-20mg/L * Indefinidamente 
Fenbendazol 20-25mg/kg * VO Cada 24h, por 3 a 5 dias
35-125mg/kg * VO Cada 24h, por 3 dias
10mg/kg ** IM, VO Cada 24h, por 10 dias
1mg/L * Banhos Por 1h
Formalina 2ml/l * Banhos Por até 1h
15-25mg/L * Banhos –
Fumagilina 1g/kg de alimento * VO Por 10 a 14 dias
Iefenuron 0,088mg/L * Banhos Dose única
Itraconazol 1-5mg/kg * VO Por até 7 dias
Levamisol 2mg/L * Banhos Por até 24h
Mebendazol 20mg/kg * Por 3 vezes, em intervalos de 7 dias
Metronidazol 50mg/kg *,** VO Cada 24h, por 5 dias * / cada 48h por 3 dias **
5-7mg/L * Banhos Dias alternados, por 3 tratamentos
Permanganato de potássio 10mg/L * Banhos Por 5 a 60 min
Piperazina 2,5mg/g * VO –
Praziquantel 10mg/kg * VO –
400mg/100 g alimento * VO Por 7 dias
15-20mg/L * Banhos Por 1 a 2h
10mg/L * Banhos Por 3h 
2mg/L ** Banhos
Sulfonamidas 30mg/kg * IM Cada 24h, por 7 a 10 dias
30mg/kg * VO Cada 24h, por 10 a 14 dias
Toltrazuril 30mg/L * Banhos Por 60 minutos em 3 dias alternados
Triclorfon 0,25mg/L * Banhos –
Fonte: Cheeran (2004); Jepson (2011); Maranho e Baldassin (2014).
78
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
Outros fármacos
A analgesia deve ser fornecida se um procedimento doloroso for realizado. Acetazolamida 
pode afetar temporariamente a visão e o equilíbrio.
Tabela 5. Doses de fármacos utilizados na medicina de peixes ósseos (*) e elasmobrânquios (**).
Fármaco Dose Via Frequência
Acetazolamida
2-3mg/kg * IM Cada 24h, por 5 a 7 dias
2-4mg/L * Banhos Por 3 dias
Adrenalina (1:1000) 0,2-0,5ml ** IM, ICe, IV –
Atropina 0,1mg/kg ** IM –
Butorfanol 0,05-0,5mgkg * IM –
Cetamina 
12-16,5mg/kg ** IM –
66-88mg/kg ** IM –
Cetoprofeno 2mg/kg ** IM, ICe –
Dexametasona 1-2mg/kg ** IM, ICe, IV –
Doxapram 5mg/kg ** ICe, IV –
Eugenol
2,5-15mg/L ** Banhos –
25-30mg/L ** Banhos –
Furosemida 2-3mg/kg ** IM, ICe –
HCG 700-1000UI/kg * IM –
Iodeto de Potássio 10-30mg/kg * VO Semanalmente
Meloxicam 0,1mg/kg ** VO Cada 24h, por 7 dias
MS-222 3-10mg/100 ml * Banhos –
Prednisolona 1mg/kg ** IM, ICe, IV –
Ranitidina 2mg/kg ** VO Cada 24h, por 10 dias
Sal marinho 1-3g/L * Banhos –
Xilazina
6-7,5mg/kg * IM –
0,1-1,25mg/kg ** IM –
Fonte: Cheeran, 2004; Jepson, 2011; Maranho e Baldassin, 2014.
Cirurgia
Procedimentos cirúrgicos em peixes não são comuns, principalmente devido às poucas 
enfermidades que necessitam exclusivamente desses procedimentos, mas também às 
dificuldades que os acompanham. Consequentemente, poucos procedimentos já foram 
realizados e documentados. 
79
MEDICINA DE PEIXES │ UNIDADE III
A desinfecção do campo cirúrgico geralmente não é realizada devido à elevada fragilidade 
da pele desses animais, tanto pela manipulação vigorosa quanto pela utilização de 
desinfetantes tópicos. Dessa forma, geralmente a pele é preparada apenas com uma 
delicada remoção do muco da camada mais externa. 
Embora sejam possíveis, cirurgias realizadas dentro da água possuem uma série de 
limitações, como a maior propensão à infecção secundária ou a difícil visualização do 
campo cirúrgico. Dessa forma, os relatos se agrupam em procedimentos realizados fora 
da água. Devido ao tamanho diminuto da maioria das espécies, costuma ser necessária 
a utilização de equipamentos de cirurgias oftálmicas. Nos peixes que possuem escamas, 
estas devem ser cuidadosamente removidas do local de incisão com a utilização de 
pinças. Hemorragias geralmente não são um problema, mas, se necessário, pode ser 
utilizada adrenalina tópica.
Diversos tumores já foram descritos em peixes, mas geralmente são removidos somente 
quando afetam o comportamento normal do animal, como em situações que causam 
dificuldades para comer, respirar, nadar ou quando ulcerados e hemorrágicos. Outros 
procedimentos mais realizados incluem o debridamento de úlceras, remoção de corpos 
estranhos e enucleação. 
Frequentemente as suturas podem não ser possíveis ou práticas, principalmente devido 
à falta de elasticidade na pele desses animais, sendo também comum a cicatrização 
por segunda intenção, com frequente utilização de curativos líquidos a base de 
cianoacrilato. Quando utilizadas, suturas devem ser realizadas com monofilamentos 
e agulhas não traumáticas devido ao tamanho reduzido dos pacientes e fragilidade 
do tecido. A escolha entre fios absorvíveis ou não absorvíveis geralmente é de cunho 
pessoal. É comum a perda de nós externos de suturas, o que pode ser evitado aplicando 
uma gota de adesivo também a base de cianoacrilato. Quando fios não absorvíveis são 
utilizados, a remoção pode variar de acordo com a velocidade da cicatrização da ferida, 
influenciada por diversos fatores, mas geralmente entre 4 a 8 semanas (WILDGOOSE, 
2000). 
Após o procedimento cirúrgico é indicado o acompanhamento do animal em um 
recinto separado de outros, se possível. O isolamento permite a fácil visualização e 
acompanhamento do paciente. Como estes procedimentos não costumam ser estéreis 
pode ser necessária a utilização de antibióticos de forma profilática. A utilização de 
analgésicos pós cirúrgicos ainda é discutida nestes animais, entretanto, autores já 
relataram a utilização de butorfanol para este fim (LEWBART et al., 1998).
80
UNIDADE III │ MEDICINA DE PEIXES
Cirurgias em peixes ainda são pouco exploradas, entretanto, mais 
informações podem ser obtidas no artigo Fish surgery: an overview 
de Wildgoose (2000), disponível em: researchgate.net/profile/Matt_
Longshaw/publication/224940876_Myxosporidiosis_of_fish_and_the_
bryozoan_link_with_proliferative_kidney_disease_PKD_of_salmonids/
links/0912f50b61c6fa228f000000.pdf#page=31.
Eutanásia
A eutanásia de peixes pode ser realizada com diversos agentes anestésicos, desde que em 
doses elevadas. MS-222 pode ser utilizado na forma de imersão, mas ainda devem ser 
tomados cuidados para tamponar essa solução e evitar a agonia do animal. Benzocaína 
e eugenol também podem ser utilizados da mesma forma. Anestésicos intravenosos 
como propofol, etomidato e metomidato também podem ser utilizados, assim como 
inalatórios, seguido de outro método para assegurar a eutanásia. Em alguns casos, a 
anestesia pode ser induzida com agentes à base de água e a eutanásia pode ser realizada 
por injeção ICe de pentobarbital.
81
UNIDADE IVASPECTOS GERAIS 
DOS ANFÍBIOS
CAPÍTULO 1
Classificação 
Classificação, habitat e nomenclatura
Os Tetrapodas são vertebrados invasores do meio terrestre, originados da linhagem de 
peixes ósseos Sarcopterygii. Atualmente, entre os tetrápodes podemos encontrar quatro 
classes, caracterizadas pelos anfíbios, répteis, aves e mamíferos. Etimologicamente, 
a definição da palavra anfíbio é de origem grega, traduzida como “ambas vidas” ou 
“vida dupla”. É dito que estes animais não foram capazes de conquistar totalmente o 
ambiente terrestre devido à necessidade de água para a reprodução. A classe Amphibia 
possui mais de 6.000 espécies descritas, divididas em três ordens bastante distintas. 
A ordem Anura (Figura 15) é a maior e mais diversa, na qual encontramos os animais 
popularmente classificados como sapos, rãs e pererecas. Os sapos são animais com a 
pele de aspecto opaco, frequentemente com grandes glândulas parotoides localizadas 
atrás dos olhos. Rãs, por outro lado, possuem a pele brilhante e úmida. As pererecas 
são geralmente arborícolas, com membros mais alongados e discos aderentes 
nas extremidades dos dígitos. Todos os anuros são dotados de quatro patas bem 
desenvolvidas, principalmente as posteriores, devido às adaptações para o salto, além 
de uma cauda ausente quando adultos. Estes animais são frequentemente encontradosem locais úmidos, próximos à coleções de água como lagoas e riachos. É importante 
lembrar que estes nomes populares, podem ser falhos quanto à classificação filogenética 
ou ecologia do animal. 
82
UNIDADE IV │ ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS
Figura 15. Alguns exemplos de anuros. A – Sapo-cururu (Rhinella icterica); B – Rã-manteiga (Leptodactylus latrans); 
C – Perereca-de-banheiro (Scinax fuscovarius).
Fonte: https://www.flickr.com/photos/cdtimm/11672360794; http://ardobrasil.blogspot.com/2011/05/leptodactylus-latrans-
steffen-1815.html; http://www.faunaparaguay.com/scinaxfuscovaria.html.
Na ordem Caudata ou Urodela são encontradas as salamandras (Figura 16) e os tritões, 
os quais ocorrem principalmente na América do Norte. Indivíduos dessa ordem 
possuem um corpo e cauda alongados, assim como quatro membros de tamanhos 
similares, os quais podem ser reduzidos em algumas espécies. Estes animais podem 
ter hábitos completamente aquáticos ou terrestres. No Brasil existem poucas espécies, 
restritas a regiões de floresta Amazônica.
Figura 16. Axolote (Ambystoma mexicanum), salamandra de hábitos aquáticos.
Fonte: Mercader e Serras (2018).
Por último, a ordem Gymnophiona ou Apoda é composta pelos animais chamados 
de cecílias ou cobras-cegas (Figura 17), os quais ocorrem principalmente em regiões 
tropicais. Estes animais possuem um corpo alongado e dividido em anéis, além de 
não possuírem membros e terem cauda e olhos reduzidos. O tamanho entre pode ser 
bastante variado, com espécies medindo menos de 10 centímetros e outras podendo 
chegar a incríveis 1,5 metro. Geralmente possuem hábitos fossoriais, o que contribui 
para a sua pouca visualização, porém, há espécies aquáticas. 
83
ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS │ UNIDADE IV
Figura 17. Cecília (Siphonops annulatus), indivíduo da ordem Gymnophiona.
Fonte: https://www.flickr.com/photos/renato_gaiga/6875900748.
Como o ciclo destes animais é intimamente ligado a cursos d’água, principalmente 
durante a fase larval, a maioria das espécies é encontrada próxima a áreas úmidas e 
alagadas, com exceção de algumas capazes de sobreviver em desertos. Não são descritas 
espécies capazes de sobreviver à vida em água salgada. Anfíbios podem ocorrer em 
todos os continentes, com exceção da Antártida, embora ocorram preferencialmente 
em regiões tropicais.
Fases do desenvolvimento
De uma maneira geral, estes animais iniciam a vida na água e passam a fase adulta na 
terra. Da eclosão do ovo em meio aquático, são originadas as larvas (também chamadas 
de girinos), com um corpo alongado, sem membros e com cauda (Figura 18). Algum 
tempo após, é iniciado o processo de metamorfose, no qual ocorre primeiro com o 
surgimento dos membros posteriores, seguido pelos anteriores, reabsorção da cauda e 
brânquias, finalizando com o desenvolvimento de pulmões. Depois dessas etapas, é dito 
que o animal é adulto. Salamandras, por outro lado, podem realizar uma metamorfose 
incompleta, mantendo uma morfologia similar à larval durante toda vida adulta. Ainda, 
embora incomum, existem espécies de anfíbios em que não eclodem como girinos 
do ovo, mas sim como uma miniatura do animal adulto, como o gênero de anuros 
Pristimantis (HEDGES et al. 2008). Outras variações podem ocorrer na classe, logo, 
generalizações devem ser feitas com cautela.
84
UNIDADE IV │ ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS
Figura 18. Esquema geral do desenvolvimento de anfíbios anuros. 1: ovos; 2 e 3: girinos; 4: anuro adulto.
Fonte: elaborado pelo autor..
Em geral, animais em fase larval são menores do que quando adultos, entretanto, 
existem exceções como a rã-paradoxal (Pseudis paradoxa), a qual recebe esse nome 
devido ao seu girino poder chegar a três ou quatro vezes o tamanho do anfíbio adulto. 
85
CAPÍTULO 2
Anatomia e fisiologia
Para a compreensão de diversas patologias, são essenciais conhecimentos a respeito da 
anatomia dos anfíbios (Figura 19).
Figura 19. Esquema representando a anatomia básica de um anuro. 
 
 
Pâncreas 
Baço 
Coração 
Vesícula biliar 
Gônada 
Rim 
Intestino 
Estômago 
Pulmão 
Fígado 
Bexiga urinária 
Fonte: elaborado pelo autor.
Pele e estruturas anexas
A pele é considerada o órgão mais importante de anfíbios, principalmente devido a sua 
sensibilidade e permeabilidade. É ausente de escamas e composta pela epiderme e pela 
derme. Na camada mais externa, a epiderme, pode ser observada uma fina camada 
de queratina para promover uma maior proteção e estabilidade. Na derme, por outro 
lado, podemos encontrar as células chamadas de cromatóforos, que contém moléculas 
de determinados pigmentos, assim como as glândulas mucosas, responsáveis pela 
lubrificação e proteção com dessecação, e serosa (ou granular), as quais produzem um 
veneno utilizado para a proteção contra predadores. Em anuros existe uma significativa 
86
UNIDADE IV │ ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS
camada subcutânea, capaz de reter uma grande quantidade de líquidos em situações 
fisiológicas e patológicas. Em caudatos e ápodes essa camada é praticamente inexistente, 
o que significa que possuem a derme fortemente aderida à musculatura. 
Devido à presença das glândulas serosas distribuídas pelo corpo, pode se dizer que todos 
os anfíbios produzem veneno. Estes compostos, no entanto, possuem diferentes níveis 
de toxicidade, sendo usualmente inofensivo para o homem, com algumas exceções 
como anuros da família Dendrobatidae. Em algumas regiões do corpo podem ocorrem 
um agrupamento dessas glândulas, formando uma macroglândula, estrategicamente 
localizadas a fim de proteger o animal contra predadores. As glândulas parotoides 
podem ser observadas em algumas espécies de anuros e salamandras, principalmente 
em bufonídeos, dispostas em par em uma região posterior aos olhos (Figura 20), 
liberando um conteúdo de aparência leitosa. As glândulas paracnêmis ou tibiais são 
observadas em bufonídeos, localizadas na região posterior da tíbia. As glândulas 
lombares e inguinais também ocorrem em par em uma região posterior ao sacro, 
observada em alguns anuros da família Leptodactylidae, frequentemente com um 
aspecto semelhante a olhos. Outras glândulas menos estudadas incluem as hedônicas, 
presentes em caudatos, e a peitoral encontradas em alguns anuros (TOLEDO; JARED, 
1995). De uma forma geral, o animal deve ser comprimido ou mordido pelo predador 
para a liberação desse conteúdo, que pode ser rapidamente absorvido pela mucosa. 
Entretanto, uma espécie de bufonídeo chamada Rhaebo guttatus é conhecida por ser 
capaz de voluntariamente esguichar o veneno das suas glândulas parotoides ao se sentir 
ameaçado, o que pode ter sido a origem do mito que acusa todos os anuros de realizar 
esse comportamento (MAILHO-FONTANA et al., 2014). 
Figura 20. Aumento de volume na região posterior aos olhos em Rhinella icterica, caracterizada pela glândula 
parotóide. 
Fonte: elaborado pelo autor..
Nasal
87
ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS │ UNIDADE IV
camada subcutânea, capaz de reter uma grande quantidade de líquidos em situações 
fisiológicas e patológicas. Em caudatos e ápodes essa camada é praticamente inexistente, 
o que significa que possuem a derme fortemente aderida à musculatura. 
Devido à presença das glândulas serosas distribuídas pelo corpo, pode se dizer que todos 
os anfíbios produzem veneno. Estes compostos, no entanto, possuem diferentes níveis 
de toxicidade, sendo usualmente inofensivo para o homem, com algumas exceções 
como anuros da família Dendrobatidae. Em algumas regiões do corpo podem ocorrem 
um agrupamento dessas glândulas, formando uma macroglândula, estrategicamente 
localizadas a fim de proteger o animal contra predadores. As glândulas parotoides 
podem ser observadas em algumas espécies de anuros e salamandras, principalmente 
em bufonídeos, dispostas em par em uma região posterior aos olhos (Figura 20), 
liberando um conteúdo de aparência leitosa. As glândulas paracnêmis ou tibiais são 
observadas em bufonídeos, localizadas na região posterior da tíbia. As glândulas 
lombarese inguinais também ocorrem em par em uma região posterior ao sacro, 
observada em alguns anuros da família Leptodactylidae, frequentemente com um 
aspecto semelhante a olhos. Outras glândulas menos estudadas incluem as hedônicas, 
presentes em caudatos, e a peitoral encontradas em alguns anuros (TOLEDO; JARED, 
1995). De uma forma geral, o animal deve ser comprimido ou mordido pelo predador 
para a liberação desse conteúdo, que pode ser rapidamente absorvido pela mucosa. 
Entretanto, uma espécie de bufonídeo chamada Rhaebo guttatus é conhecida por ser 
capaz de voluntariamente esguichar o veneno das suas glândulas parotoides ao se sentir 
ameaçado, o que pode ter sido a origem do mito que acusa todos os anuros de realizar 
esse comportamento (MAILHO-FONTANA et al., 2014). 
Figura 20. Aumento de volume na região posterior aos olhos em Rhinella icterica, caracterizada pela glândula 
parotóide. 
Fonte: elaborado pelo autor..
Nasal
Você sabe a diferença entre um animal peçonhento e um venenoso? 
Peçonhentos são aqueles animais capazes de injetar a sua toxina por meio de 
aparatos especializados, como as presas das serpentes peçonhentas, enquanto 
venenosos não os possuem, liberando este conteúdo de forma passiva, como 
anfíbios e suas glândulas de veneno.
Outras particularidades podem ser encontradas relacionadas à pele. O processo de 
ecdise (muda de pele) pode ocorrer em um animal saudável, entretanto, esse hábito não 
aparenta estar relacionado ao crescimento, como em répteis, e dificilmente é observado 
devido à queratofagia (ingestão de resquícios de pele). Existe também uma porção de 
pele na região ventral dos membros inferiores de anuros que possui uma alta capacidade 
de absorção de líquidos devido à alta vascularização, o que é útil ao administrarmos 
medicações na forma de banhos. Algumas particularidades podem ser observadas em 
alguns animais, como os pertencentes à família Centronelidae, que possuem uma maior 
transparência na pele, principalmente na porção ventral, pela qual é possível visualizar 
estruturas internas (Figura 21).
Figura 21. Rã-de-vidro, Hyalinobatrachium bergeri.
Fonte: Catenazzi et al. 2013.
Sistema musculoesquelético
Anfíbios possuem um endoesqueleto composto principalmente por ossos (Figura 22), 
mas também algumas estruturas de cartilagem. Com exceção dos ápodes, estes animais 
possuem quatro membros, com tamanhos similares em caudatos e com os posteriores 
maiores em anuros. Os ossos rádio e ulna são fundidos, conhecido como radioulna, 
assim como a tíbia e fíbula, chamado de tibiofibula. Os membros possuem quantidades 
variáveis de falanges dependendo da espécie, mas geralmente são quatro em cada 
membro anterior e cinco no membro posterior. Algumas espécies possuem um aparato 
88
UNIDADE IV │ ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS
conectado ao osso hioide adaptado para ejetar a língua e capturar a presa. Anuros 
possuem coluna vertebral fundida, enquanto caudatos e cecílias têm as vértebras mais 
diferenciadas, podendo chegar a quase 300 nos ápodes. Alguns animais ainda possuem 
pigmentos que resultam em uma coloração azulada aos ossos, como Phrynohyas 
resinifictrix ou esverdeados, como algumas espécies da família Centrolenidae.
Figura 22. Esquema representando o esqueleto da rã-touro, Lithobates catesbeianus. 
 
 
Nasal 
Pré-maxilares 
Narina 
Parasfenoide 
Exoccipital 
Proótico 
Cápsula auditiva 
Maxilar 
Pterigoide 
Supra-escápulas 
Frontoparietal 
Falanges 
Metacarpo 
Carpo 
Pré-pólux 
Rádioulna 
Úmero 
Esquamosal 
Coracoide 
Epicoracoide 
Mesosterno 
Fêmur 
Tibiofíbula 
Astrágalo 
Calcâneo 
Uróstilo 
Ílio 
Ísquio 
Tibiofíbula 
Xifisterno 
Pré-hálux 
Escápula 
Clavícula 
Vértebras sacrais 
Fonte: Hickman et al. 2000.
Estes animais possuem somente uma cavidade, a celomática. Isso ocorre devido à 
ausência do músculo diafragma, responsável por dividir as cavidades abdominal 
e torácica nos mamíferos. Algumas salamandras e girinos possuem a capacidade de 
regenerar membros e cauda.
Respiração
De uma forma geral, anfíbios respiram por meio de pulmões na fase adulta e por 
brânquias na fase larval. Quando adultos, estes animais possuem uma traqueia curta e 
um par de pulmões bastante simples, sem dobras e geralmente sem alvéolos. Devido à 
ausência de diafragma, necessitam da pressão formada pela boca para a sucção do ar. 
Em situações em que a ventilação mecânica possa ser necessária nesses animais, ela 
deve ser conduzida com cuidado a fim de evitar ruptura deste tecido. Existem exceções, 
89
ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS │ UNIDADE IV
em todas as classes nas quais não são observados pulmões, como é o caso a família de 
salamandras Plethodontidae. 
Na fase larval a via utilizada é a respiração branquial, com um sistema bastante similar 
ao realizado por peixes. Em algumas espécies de caudatos aquáticos esse órgão se 
mantém durante a vida adulta para realizar as trocas gasosas. 
A respiração cutânea existe em diferentes graus de importância em todos os membros 
da ordem. Dessa forma, a pele pode ser o órgão primário ou secundário para a respiração 
destes animais.
Sistema cardiovascular
Em comparação com os peixes, anfíbios possuem um sistema circulatório mais 
complexo. Esse sistema é considerado fechado, pois o sangue percorre por dentro de 
vasos sanguíneos, duplo, já que ocorrem duas passagens pelo coração para completar 
um ciclo e incompleto, visto que há a mistura de sangue venoso e arterial. 
O coração é dotado de três câmaras, o que inclui dois átrios (em anfíbios sem pulmão 
somente há um átrio) e um ventrículo. O sangue oxigenado vindo pulmões entra no 
átrio esquerdo pela veia pulmonar (Figura 23), enquanto o sangue com baixa tensão de 
oxigênio originado da pele e dos tecidos entra no átrio direito. Ambos os átrios bombeiam 
para o ventrículo, onde ocorre uma certa mistura. Em seguida o sangue é bombeado 
para o corpo por meio das artérias sistêmicas e pela artéria pulmocutânea para novas 
trocas gasosas. A frequência cardíaca de anfíbios tropicais no verão geralmente se situa 
entre 30 e 50 bpm (ICMBio, 2018).
90
UNIDADE IV │ ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS
Figura 23. Estrutura do coração de anfíbios pulmonados. Setas vermelhas representam o fluxo do sangue 
oxigenado e setas azuis do sangue desoxigenado. 
 
 
Artéria carótida 
Átrio direito 
Válvula espiral 
Artéria pulmocutânea 
Ventrículo 
Átrio esquerdo 
Arco aórtico 
Fonte: elaborado pelo autor.
Estes animais, assim como os peixes, possuem um sistema venoso porta-renal, que 
garante a perfusão renal durante períodos em que o fluxo sanguíneo possa estar 
diminuído. Por esse mecanismo, pode ocorrer a drenagem do sangue da cauda (se 
presente) e dos membros inferiores diretamente aos rins antes de prosseguir para o 
coração. A forma como esse mecanismo atua ainda não se encontra bem elucidado e 
pode ser influenciado por diversos fatores, como o estado de hidratação do animal, 
temperatura, doenças e outros estressores. Mesmo assim, medicações injetadas em 
regiões caudais podem ter sua cinética alterada ou, se potencialmente nefrotóxicas, 
causar lesão renal.
O sistema linfático destes animais é bastante desenvolvido. Além dos vasos linfáticos 
e linfonodos, possuem estruturas pulsáteis chamadas de corações linfáticos, que são 
alargamentos dos vasos linfáticos capazes de bater a aproximadamente 50 bpm, de 
forma independente do batimento cardíaco. O principal coração linfático de anfíbios é 
localizado dorsalmente à cloaca. 
Sistema digestório e órgãos anexos
O trato digestivo destes animais é diretamente relacionado ao estágio biológico em que 
se encontram. Larvas geralmente possuem aparelhos filtradores, enquanto adultos 
apreendem o alimento com a língua e ingerem por inteiro. Quando adultos, estes 
animais podem apresentar dentes no formato de um fraco serrilhado (ausentes na 
família Bufonidae), porém, não possuem função de mastigação. A língua nestes animais 
91
ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS │ UNIDADE IV
é uma estruturacom uma substância pegajosa, capaz de realizar movimentos ágeis e 
fixada normalmente na porção rostral da cavidade oral. 
Após a ingestão, o alimento é direcionado ao estômago e posteriormente ao intestino. 
Este órgão, nas larvas, é longo devido ao seu comportamento herbívoro. Nos anuros 
possui um tamanho característico de animais carnívoros, sendo bastante curto. Por fim, 
o intestino dos anfíbios termina em um compartimento único denominado cloaca. Não 
é incomum ver insetos não digeridos, ossos, ou fibras vegetais em fezes destes animais. 
Possuem um grande fígado, capaz de ocupar grande parte da cavidade, com uma 
coloração variável de acordo com a espécie, assim como vesícula biliar, capaz de 
armazenar bile. O pâncreas também é presente, produzindo hormônios como a insulina.
Sistema excretor
Em anfíbios esse sistema é principalmente responsável pela excreção de compostos 
nitrogenados e osmorregulação, caracterizado por um par de rins (dotados de néfrons 
com grandes glomérulos e ausentes de alças de Henle), assim como ureteres e bexiga 
urinária. Os rins desses animais não são capazes de concentrar os solutos da urina em 
concentrações acima das do plasma, o que ocorre na maioria das espécies de vertebrados. 
Por esse motivo, a bexiga urinária, que é o órgão responsável por armazenar o conteúdo 
drenado, se mantém constantemente reabsorvendo parte dos líquidos presentes nela. 
Este órgão pode apresentar diferentes formatos de acordo com a espécie, variando 
entre ovaladas a bilobadas, sempre desembocando na cloaca.
De acordo com a espécie trabalhada, os compostos nitrogenados podem ser excretados 
por três produtos diferentes do catabolismo proteico: amônia, ácido úrico ou ureia. 
Usualmente, anfíbios aquáticos excretam amônia (amoniotélicos) por poderem liberar 
grandes quantidades de água em uma urina pouco concentrada, visto que esse composto 
possui elevada toxicidade. Estes animais também podem excretar ureia (ureotélicos), 
como a maior parte dos anuros, os quais possuem um frequente contato com a água. O 
ácido úrico (uricotélicos) pode ser a principal forma de excreção em algumas espécies 
de pererecas, geralmente quando a frequência de contato com a água é menor e há a 
necessidade de reter uma maior quantidade de líquidos. 
92
UNIDADE IV │ ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS
Anuros, quando contidos, contam com um método de defesa caracterizado 
pela liberação de urina na forma de jatos. Esse líquido, entretanto, não possui 
nenhuma característica tóxica, ao contrário da crença popular que acusa a urina 
de anfíbios de causar cegueira em humanos.
Reprodução
Em ambos os sexos são encontrados órgãos reprodutivos pareados (dois ovários e dois 
testículos). No macho, o esperma percorre dos testículos até a cloaca por meio do ducto 
de Wolff e nas fêmeas os folículos formados no ovário liberam ovócitos que chegam 
ao oviduto e são liberados pelo mesmo local. Os machos do gênero Bufo possuem o 
órgão de Bidder, um ovário rudimentar aderido aos testículos, o que não deve ser 
interpretado como hermafroditismo (PIPREK et al., 2015). A atividade das gônadas 
varia de acordo com o estágio reprodutivo da espécie, relacionada com a temperatura, 
chuva e a quantidade de horas de luz no dia, mas, devido à ectotermia, as estações 
reprodutivas costumam ser nas épocas mais quentes. 
Anuros possuem cordas vocais, estruturas mais desenvolvidas nos machos, utilizadas 
para a vocalização. A passagem do ar pela laringe gera sons característicos para 
determinadas ocasiões. Um saco, localizado na região gular, é capaz de amplificar 
estes sons. A vocalização é principalmente utilizada com fins reprodutivos para a corte 
do parceiro sexual (canto de anúncio), mas também em outras situações, como as 
interações agonísticas, relacionadas à luta entre os machos. Algumas espécies podem 
contar com estímulos visuais para a corte, como danças, observado no gênero Pipa 
(FERNANDES et al., 2011) e similares. A próxima etapa do acasalamento inclui o 
abraço nupcial, conhecido como amplexo. Este ato pode demorar por curtos ou longos 
períodos, no qual geralmente é seguido pela postura dos ovos pela fêmea e liberação dos 
espermatozoides pelo macho, que se encontram geralmente fora da cavidade corporal 
da fêmea.
Enquanto a fertilização externa é a principal estratégia reprodutiva dos anuros, a 
fertilização interna ocorre em várias espécies de salamandras e cecílias. Cecílias, por 
exemplo, evertem a cloaca do macho para formar o falodeu, órgão capaz de depositar 
o esperma diretamente na cloaca da fêmea. Machos de salamandras, por outro lado, 
liberam uma estrutura contendo seus gametas chamada de espermatóforo, o qual é 
absorvido pela cloaca da fêmea, sem a utilização de um órgão copulatório. Algumas 
fêmeas de espécies de salamandras possuem um órgão utilizado para o armazenamento 
de espermatozoides chamado de espermateca. A maioria das espécies de anfíbios 
é ovípara, colocando ovos com um revestimento externo gelatinoso para evitar a 
93
ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS │ UNIDADE IV
ressecação, geralmente ancorado na vegetação ou em ninhos, mas algumas são 
consideradas ovovivíparas e vivíparas. 
O dimorfismo sexual é incomum nestes animais, mas pode ser observado em algumas 
espécies de anuros e é geralmente caracterizado por diferentes cores, tamanho e a 
presença de espinhos, tubérculos e presas. Machos de Lithobates catesbeianus, por 
exemplo, possuem membranas timpânicas maiores que das fêmeas, enquanto os 
machos de Agalychnis callidryas são menores que as fêmeas. 
Existem algumas estratégias reprodutivas não usuais em anfíbios. Fêmeas de rãs 
marsupiais, como as do gênero Flectonotus, carregam os ovos em desenvolvimento em 
uma única bolsa dorsal, semelhante às fêmeas do sapo do Suriname (Pipa pipa) (Figura 
24), que carregam cada ovo em um compartimento único. Machos de Phyllobates bicolor 
carregam girinos aderidos ao dorso e juvenis de Rhinoderma darwinii se desenvolvem 
na bolsa vocal do animal adulto. É relatado ainda o incomum comportamento da espécie 
Hyperolius viridiflavus, na qual fêmeas em determinadas situações podem tornar-se 
machos completamente funcionais capazes de fecundar outras fêmeas (HICKMAN et 
al, 2000).
Figura 24. Detalhe de juvenis de sapo do Suriname (Pipa pipa) em compartimentos no dorso da mãe. 
Fonte: Endeneon, 2011.
94
UNIDADE IV │ ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS
Sistema sensorial
O sistema sensorial é composto por órgãos capazes de captar estímulos internos 
e externos. Anfíbios não possuem ouvido externo. A membrana timpânica, órgão 
responsável pela transmissão de sons para o ouvido interno, é externa, bastante 
desenvolvida e visível. 
A visão da maioria dos anfíbios é bastante desenvolvida. A íris desses animais é 
controlada principalmente pela musculatura estriada voluntária, portanto, o reflexo 
pupilar à luz geralmente é ausente. Pupilas de anfíbios podem assumir várias formas 
dependendo da espécie, mas geralmente são circulares quando dilatadas. Cecílias, por 
outro lado, são os únicos anfíbios sem pálpebras e possuem olhos bastante pequenos, 
sendo cegas quando adultas. 
O olfato de anfíbios também é desenvolvido. Odores são detectados através de receptores 
especializados no epitélio nasal. Os sabores, no entanto, são identificados por meio de 
botões gustativos presentes na boxa, língua e palato. Cecílias ainda possuem o órgão de 
Jacobson, similar ao de outros animais, o qual é capaz de detectar uma grande variedade 
de substâncias dissolvidas no ar. 
Anfíbios larvais possuem linha lateral, similar ao já descrito em peixes. Da mesma 
forma, é utilizada para a detecção de movimento na água. Após a metamorfose, ocorre 
a involução deste órgão.
Sistema hematopoiético
O baço é o principal sítio da eritropoiese, podendo ocorrer também no fígado, rim e em 
menor parte na medula óssea (cecílias não possuem). Animais terrestres têm medula 
óssea funcional, mas nela são produzidos prioritariamente linfócitos e mielócitos. Em 
fases larvaisdo desenvolvimento, o fígado atua como um dos mais importantes órgãos 
hematopoiéticos.
Regulação da temperatura
Todos os anfíbios são ectotérmicos, ou seja, dependem de mecanismos externos para 
manter e regular a temperatura corporal. A manutenção destes animais em temperaturas 
elevadas pode causar agitação, alterações na cor da pele, inapetência, imunossupressão 
e perda de peso com bom apetite, sendo frequentemente fatal em anfíbios. A hipotermia, 
95
ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS │ UNIDADE IV
por outro lado, pode resultar em letargia, inapetência, inchaço (devido à decomposição 
da ingesta), imunossupressão e crescimento inadequado. 
Algumas espécies possuem particularidades como a capacidade de hibernar. Outros 
animais, como a rã-da-floresta (Rana sylvatica), são capazes de sobreviver a invernos 
rigorosos, como o do Canadá e Alasca, permitindo seu congelamento e limitando o dano 
celular devido aos crioprotetores naturais (como altas taxas de glicose disseminada entre 
os tecidos) capazes de reduzir a formação de cristais de gelo e injúria aos eritrócitos 
(CONLON et al., 1998).
Anfíbios possuem um metabolismo lento quando comparado ao de aves e mamíferos. 
Devido à ectotermia, anfíbios não precisam utilizar a energia ingerida para a produção 
de calor, convertendo grandes quantidades em biomassa.
Balanço osmótico
A pele dos anfíbios desempenha um papel fundamental na homeostase, já que pode 
ocorrer uma significante perda de água por esse órgão. Além disso, ela também deve ser 
mantida úmida para que ocorra a troca de gases, principalmente nos animais que mais 
dependem majoritariamente da respiração cutânea. Alguns anfíbios, como pererecas, 
possuem glândulas que liberam uma cera, que atua revestindo sua pele para evitar a 
dessecação. Anfíbios com pele mais espessa, como sapos, são mais resistentes à perda 
de água. O adesivo pélvico da pele de anfíbios no abdome ventral pode atuar captando 
até 80% de líquidos. Por esse motivo, é possível reidratar os animais embebendo-os em 
líquidos apropriados.
96
CAPÍTULO 3
Conservação e zoonoses
Conservação
Anfíbios possuem uma importante função no ecossistema que habitam. Por 
estarem localizados na base da cadeia alimentar, são extremamente importantes 
para o equilíbrio ambiental como um todo. Estes animais também atuam como 
bioindicadores, principalmente devido ao seu contato íntimo com a água associado a 
uma pele extremamente permeável, podendo refletir desequilíbrios e contaminações 
ambientais. Seus hábitos alimentares de predação de artrópodes, principalmente 
daqueles considerados vetores de patógenos, podem ajudar a conter pragas e as 
doenças associadas. Além disso, anfíbios têm sido utilizados como fonte de alimento 
(principalmente a rã-touro Lithobates catesbeianus) e como base de diversas pesquisas 
farmacológicas. 
Diversos estudos recentes têm detectado declínios populacionais entre anfíbios ao 
redor do mundo. Os principais fatores associados incluem a perda de habitat, que gera 
uma contração gradual e fragmentação de populações, e a quitridiomicose, doença 
fúngica relacionada a diversas mortes. Entretanto, também são suficientemente 
impactantes as mudanças climáticas, radiação UV-B, contaminantes ambientais, áreas 
restritas de distribuição, caça predatória, introdução de espécies exóticas e outras 
doenças infecciosas, além dos declínios enigmáticos (aqueles em que a causa não foi 
estabelecida). 
Apesar destes declínios das populações, muitas espécies novas ainda estão sendo 
descritas. Isso ocorre devido a alguns aspectos, como a exploração de ambientes 
antes pouco conhecidos, a utilização de ferramentas como a biologia molecular e a 
reclassificação de espécies. Portanto, embora o número absoluto de espécies esteja 
aumentando, é importante ter em mente que o número de indivíduos diminui de forma 
progressiva devido ao impacto, principalmente antrópico. É estimado que centenas de 
espécies de anfíbios tornem-se extintas nas próximas décadas caso não ocorra uma 
rápida compreensão e reversão dessas causas. 
Desde a década de 1980, diversos declínios populacionais de anfíbios vêm 
sendo detectados. Acredita-se que em um futuro próximo, aproximadamente 
30% das espécies conhecidas hoje podem ser extintas. Que impactos diretos ao 
ambiente essa redução do número de espécies e indivíduos de anfíbios poderá 
causar? 
97
ASPECTOS GERAIS DOS ANFÍBIOS │ UNIDADE IV
Zoonoses
Poucos casos de transmissão de doenças zoonóticas por anfíbios já foram relatados, no 
entanto, deve-se ter cautela porque muitos animais albergam organismos que podem 
ser patogênicos para humanos. Entre eles podemos citar principalmente bactérias do 
gênero Salmonella, mas também Leptospira spp., Listeria spp., Edwardsiella tarda, 
Yersinia spp., Spirometra spp. e Escherichia coli. As espécies de micobactérias que 
causam doenças em anfíbios também podem ser zoonóticas e causar uma forma atípica 
da doença em humanos.
98
UNIDADE V
CRIAÇÃO DE 
ANFÍBIOS EM 
CATIVEIRO
Doenças em anfíbios cativos ocorrem principalmente por falhas no manejo. Estudar 
o habitat da espécie, bem como seu comportamento usual são de bastante utilidade 
para o desenvolvimento de boas práticas de manejo. Os gêneros Xenopus e Lithobates 
são frequentemente os anfíbios mais criados em condições de cativeiro devido a sua 
utilização em pesquisas. Rãs-touro (Lithobates catebeianus) ainda são muito utilizadas 
com fins de alimentação. 
A manutenção de anfíbios como animais de estimação é controversa. No Brasil, não 
há legislação que regulamente a criação desses animais, muito menos de criadouros 
comerciais. Em países que permitem a criação de anfíbios como pet, podemos 
frequentemente encontrar animais como os axolotes (Ambystoma mexicanum), 
tritões-de-barriga-de-fogo (Cynops sp.) sapos-de-barriga-de-fogo (Bombina sp.), sapo-
de-chifre ou pacman (Ceratophrys sp.), rela-verde (Litoria caerulea), entre outros. De 
forma geral, esses animais são frequentemente utilizados como ornamento, assim como 
peixes, já que a sua manipulação excessiva pode ser perigosa tanto para o proprietário 
quanto para o animal.
99
CAPÍTULO 1
Recintos 
Material
Aquários de vidro são bastante utilizados para abrigar anfíbios por permitirem boa 
visualização do animal, serem relativamente baratos e reterem umidade. A principal 
desvantagem associada a eles é a falta de ventilação, podendo ser realizada a adaptação 
de uma tampa segura (a fim de evitar fugas) e com orifícios que permitam a circulação 
do ar. Tanques de plástico também são adequados, embora possam desenvolver certa 
opacidade com o tempo, prejudicando a visualização do animal. Não existe consenso 
para o tamanho ideal de viveiro para cada espécie, mas, dependendo do enriquecimento 
ambiental desejado, é esperado que sejam utilizados ambientes maiores. Para espécies 
arborícolas, devem ser pensados viveiros em formações verticais, altos e com galhos e 
plantas, a fim de prover uma maior quantidade de esconderijos. Para animais aquáticos 
e fossoriais, deve ser fornecido recinto com grande superfície de área horizontal.
Substrato
Para a maioria das espécies, é essencial que seja ofertado acesso livre a um ambiente 
seco. Ao considerar diferentes tipos de substratos, é importante tentar mimetizar o 
habitat da espécie trabalhada. Materiais pequenos, como cascalho fino e vermiculita, 
podem ser utilizados, mas deve ser levado em consideração que podem se tornar um 
corpo estranho gastrointestinal, levando à impactação se ingeridos. Uma forma de evitar 
isso é utilizar cascalho mais grosso ou alimentar os animais em um local separado. É 
importante que o substrato do solo possua pH neutro. Para animais fossoriais, deve ser 
mantida uma profundidade maior, de 3 a 10 cm, com substrato solto o suficiente para 
permitir a formação de túneis. 
Em geral, a substituição total do material utilizado como substrato deve ser realizada 
a cada dois a três meses. Quando obtidos do ambiente, como serapilheira, devem 
seresterilizados para prevenir a introdução de patógenos. O musgo esfagno é outro 
substrato útil, capaz de reter umidade e ser macio, entretanto, deve ser substituído a 
cada duas a quatro semanas.
100
UNIDADE V │ CRIAÇÃO DE ANFÍBIOS EM CATIVEIRO
Água
Anfíbios não bebem água diretamente. A absorção de líquidos nesses animais é feita por 
meio da pele e dos alimentos ingeridos. Por esse motivo, deve ser ofertado um local com 
acesso à água à vontade, mas sempre cuidando para que esteja em condições adequadas. 
Água deionizada não deve ser utilizada em viveiros de anfíbios, pois pode prejudicar o 
equilibro osmótico do animal. A água potável, diretamente do encanamento, também 
não é recomendada devido à presença de cloro dissolvido. O ideal é a utilização de água 
destilada ou potável declorada. A troca dessa água pode ser realizada, mas deve ser feita 
em, no máximo, 20% do conteúdo a cada uma ou duas semanas para a manutenção do 
filtro bacteriano e de outros parâmetros. A água também pode ser passada por meio do 
carvão vegetal para remover contaminantes. 
Temperatura
Todos os anfíbios são ectotérmicos, e, quando mantidos acima ou abaixo da temperatura 
ideal para a espécie, podem apresentar sinais clínicos relacionados a enfermidades. 
A faixa de temperatura ambiental fornecida a um anfíbio deve ser baseada na que 
ocorre em seu habitat. Deve-se sempre procurar manter um gradiente de temperatura 
no interior do viveiro, variando entre 5° e 8°C entre a área quente e fria. Lâmpadas, 
aquecedores de cerâmica e outros equipamentos geralmente fornecem a temperatura 
adequada. Esses objetos devem ser mantidos a certa distância, visando não gerar 
queimaduras por calor. Para evitar isso, podem ser utilizadas barreiras (como grades) 
para impedir o contato direto com a pele do animal. A fim de ter maior controle sobre a 
temperatura do local é recomendada a utilização de dois termômetros (um na área mais 
quente e outro na área mais fria). 
Umidade
Para a manutenção da umidade ambiental, pode ser pulverizada água declorada no 
viveiro de forma manual ou automatizada. Plantas vivas utilizadas como enriquecimento 
ambiental também auxiliam na manutenção dos níveis adequados. A maioria dos 
anfíbios necessita da umidade relativa do ar acima de 70%.
Iluminação
Deve ser oferecido um fotoperíodo respeitando ao máximo o habitat da espécie. Em 
geral, 12 horas de luz em meses mais quentes e 8 horas de luz em meses mais frios 
101
CRIAÇÃO DE ANFÍBIOS EM CATIVEIRO │ UNIDADE V
são o suficiente para a manutenção desses animais em cativeiro. Se o propósito é a 
reprodução, pode ser mimetizado o fotoperíodo do local de origem no seu período 
reprodutivo.
Lâmpadas de espectro total são recomendadas para anfíbios para a iluminação do 
viveiro. Entretanto, muitas vezes, não são capazes de fornecer radiação UVB, importante 
para a síntese da vitamina D3, necessitando outra fonte. É importante ter em mente 
que raios UVB não são capazes de penetrar por meio do vidro ou plástico, assim como 
não conseguem ultrapassar uma profundidade maior que 45 cm de distância da fonte. 
A reposição das lâmpadas deve ser realizada a cada nove meses a fim de garantir sua 
eficácia. 
Enriquecimento ambiental
Além dos itens básicos para a manutenção de anfíbios, é importante a introdução de 
acessórios que possam ser utilizados para fins de enriquecimento ambiental, visando 
reduzir o estresse de animais mantidos em cativeiro. Plantas artificiais de plástico 
podem ser usadas para decorar um viveiro e são de fácil desinfecção. Plantas vivas 
também podem ser usadas e oferecem o benefício de aumentar a umidade relativa do 
ambiente, entretanto devem ser limpas e seu solo deve ser substituído a fim de reduzir 
a probabilidade de contaminação com patógenos indesejados. Nesse caso, também é 
importante conhecer as espécies e a origem das plantas que serão utilizadas para evitar 
aquelas com potencial tóxico ou, até mesmo, que possuíram contato com pesticidas, 
visto que eventualmente artrópodes utilizados como alimento podem ingerir essas 
vegetações e transferir toxinas para o anfíbio predador. Ainda, se a escolha for por 
grandes decorações, como rochas, galhos e abrigos, deve-se tomar cuidado para que os 
bordos desses objetos sejam lisos para evitar lesões traumáticas e que sejam capazes de 
desinfecção.
Devido ao ascendente comércio de anfíbios como pet, exemplos e dicas de confecção 
de recintos funcionais e esteticamente agradáveis (Figura 25) são de fácil acesso na 
internet.
102
UNIDADE V │ CRIAÇÃO DE ANFÍBIOS EM CATIVEIRO
Figura 25. Exemplo de recinto para anfíbios enriquecido. 
Fonte: https://www.amphibiancare.com/frogs/articles/terrariummaintenance.html.
103
CAPÍTULO 2
Qualidade da água
A qualidade da água tem grande impacto na saúde dos anfíbios, especialmente dos 
animais aquáticos. Como há livre troca de íons pela pele dos anfíbios, a presença desses 
componentes na água está intimamente envolvida com esses animais. Os tratamentos 
para os problemas de qualidade da água geralmente envolvem melhorar os níveis de 
oxigênio dissolvido aerando a água e realizando trocas de água periódicas. Sempre 
que vários animais de um único recinto apresentarem sinais clínicos semelhantes, 
a qualidade da água deve ser avaliada. Anfíbios aquáticos podem exigir diferentes 
parâmetros químicos de acordo com o tipo de corpo d’água do qual é originário. 
Animais de riachos, por exemplo, costumam necessitar de maiores taxas de oxigênio 
dissolvido na água. Existem alguns parâmetros básicos para a maioria dos anfíbios, os 
quais serão discutidos adiante. Em geral, a qualidade da água pode ser mantida com 
critérios semelhantes aos utilizados para peixes.
Oxigênio
Um baixo teor de oxigênio dissolvido, principalmente com a estagnação de águas 
evidentes, pode forçar o animal subir à superfície em busca desse gás. Aerar a água 
com pedras ou bombas de ar e fazer trocas regulares geralmente são suficientes para 
fornecer níveis adequados. A quantidade de oxigênio dissolvido deve ser igual ou maior 
que 5mg/L. A quantidade de oxigênio dissolvida pode ser avaliada pelo método de 
Winkler ou por medidores portáteis de oxigênio.
Pressão de gás
Gases dissolvidos em quantidades acima da atmosférica podem supersaturar a água, 
causando alguns sinais clínicos característicos. Nessas situações, o gás em excesso 
pode ser absorvido pelos anfíbios, que podem desenvolver bolhas sob a pele, levando 
à embolia aérea. Essa situação ocorre geralmente quando há vazamento em alguma 
conexão da bomba de ar. Para a resolução, deve ser fornecido terapia de suporte e a 
correção da origem do vazamento.
104
UNIDADE V │ CRIAÇÃO DE ANFÍBIOS EM CATIVEIRO
pH
O pH da água de viveiros deve corresponder ao necessário para a espécie trabalhada, 
entretanto deve se aproximar de pH neutro. Quando esse pH se torna fortemente ácido 
(< 5,5) ou básico (> 8,5) a água se torna bastante irritante. Animais afetados podem 
produzir muco em excesso a fim de proteger a pele, assim como apresentar hiperemia. 
Alterações de pH a longo prazo também podem causar desequilíbrios ácidos-básicos 
no animal. Vários kits comerciais são disponíveis para aferir e ajustar o pH do aquário, 
que pode ser aferido por tiras ou líquidos indicados por cores ou aparelhos eletrônicos. 
Amônia, nitrato e nitrito
Compostos nitrogenados são liberados na água principalmente devido ao catabolismo 
proteico dos nutrientes ingeridos pelos animais. A filtração biológica destes compostos 
ocorre por meio das nitrobactérias, que removem a amônia da água ao convertê-la em 
nitrito e então em nitrato, um processo dependente do oxigênio dissolvido para sua 
manutenção. É importante conhecer esse ciclo e entender que o filtro biológico leva 
aproximadamente seis semanas para se estabelecer em um novo sistema. A aferição de 
compostos nitrogenados pode ser feita por kits comerciais ou por espectrofotometria
A amônia pode ser tóxica quando acumulada em concentrações acima de 0,01mg/L naforma não ionizada na água de um viveiro. Esse composto é especialmente tóxico para 
os estágios larvais por ser altamente irritante para as brânquias, embora também possa 
causar irritação à pele e desordens renais, hepáticas e neurológicas em animais adultos. 
A resposta do hospedeiro inclui a produção de muco que cria uma barreira entre a água 
e a brânquia, reduzindo a capacidade de absorção de oxigênio. Os animais afetados 
também podem ser observados se esfregando contra várias superfícies ásperas devido 
à irritação e ao prurido gerado pela amônia, mas outros sinais clínicos podem incluir 
hiperemia, eritema, dispneia e mudanças de cor, podendo levar a morte. O tratamento 
pode ser realizado simplesmente movendo o animal para um local livre de amônia, 
estabelecendo um filtro biológico no viveiro primário e reduzindo a carga de amônia 
(por exemplo, reduzindo a alimentação ou diminuindo a densidade animal). 
O nitrito, embora não seja tão crítico quanto a amônia, também pode ser problemático 
em anfíbios e deve estar abaixo de 0,1mg/L. Assim como a amônia, pode ser facilmente 
absorvido pela superfície das brânquias em animais jovens. Anfíbios afetados podem 
desenvolver metemoglobinemia, reduzindo a capacidade de transporte de oxigênio 
pelos eritrócitos. Os nitratos são bem menos tóxicos para anfíbios, mas podem 
causar anormalidades no desenvolvimento dos girinos. Esse composto pode estar em 
105
CRIAÇÃO DE ANFÍBIOS EM CATIVEIRO │ UNIDADE V
quantidades até 5mg/L na água de um viveiro de forma segura. Os tratamentos para 
ambas as intoxicações são semelhantes aos descritos para a intoxicação por amônia. 
Dureza
A dureza da água é uma medida relacionada à concentração de determinados cátions 
como cálcio e magnésio, a qual deve estar entre 75 e 150mg/L. Baixos níveis de dureza 
podem resultar em deficiências nutricionais (como a doença óssea metabólica e o 
hiperparatireoidismo nutricional secundário) em animais em crescimento. Por outro 
lado, níveis elevados podem ser irritantes para os anfíbios, especialmente as cecílias. A 
dureza da água pode ser medida por kits comerciais ou equipamentos eletrônicos e a 
correção pode ser realizada com a adição de minerais ou a diluição com água deionizada.
Cloro
O cloro é um produto químico adicionado à água tratada para a eliminação de agentes 
patogênicos, entretanto, é bastante irritativo para anfíbios, devendo estar em até 2 
ppm. Este componente é mais tóxico para os girinos do que os adultos. 
Devido a sua elevada volatilidade, sua remoção é relativamente fácil. Para a decloração, 
a água pode ser mantida em repouso por no mínimo 72 horas em recipiente aberto. 
A água também pode ser aerada com bombas de ar para aquários, que auxiliam na 
evaporação desse composto, ficando apropriada para a utilização em períodos mais 
curtos de até uma hora. Também existem agentes declorantes específicos, vendidos em 
lojas especializadas, como o tiossulfato de sódio. 
Alcalinidade
Por último, a alcalinidade quantifica as substâncias capazes de neutralizar ácidos. Tal 
parâmetro deve estar em quantidades elevadas (entre 20 e 100mg/L) a fim de evitar 
mudanças bruscas no pH. 
106
CAPÍTULO 3
Nutrição
Para a correta alimentação do animal, deve ser levado em consideração não somente o 
hábito diurno ou noturno, mas também seu estágio biológico. Girinos são tipicamente 
herbívoros, embora em algumas espécies ocorra o carnivorismo (como em anuros da 
família Dendrobatidae, caudatos e cecílias). Há também espécies cujos girinos não se 
alimentam e sobrevivem das reservas nutritivas do ovo. Após a metamorfose, os anfíbios 
se tornam majoritariamente carnívoros, alimentando-se principalmente de insetos, 
mas também de peixes, outros anfíbios, répteis, roedores e até pássaros (qualquer 
animal que tenha certa mobilidade e que possua tamanho compatível a ser ingerido). 
Presas mortas podem ser ofertadas, entretanto animais recentemente inseridos em 
ambiente de cativeiro podem ter dificuldades para aceitar alimentos imóveis. Quando 
presas vivas forem ofertadas e houver remanescentes no recinto após o período de 
alimentação, é orientada a remoção do restante para evitar ataques e lesões ao anfíbio. 
Mecanismo
Larvas de anuros se alimentam por meio da filtração. Nesse sistema, a água é ingerida e 
algas planctônicas são capturadas por um filtro mucoso localizado na faringe. A maioria 
dos anfíbios terrestres adultos utiliza a língua, dotada de uma substância pegajosa, para 
capturar as presas. Alguns anuros podem moldar sua língua em um tubo para ajudar 
na alimentação de formigas, cupins e vermes. Entretanto anuros como Pipa pipa, que 
não a possuem, necessitam gerar uma pressão negativa na água para capturar seu 
alimento. Salamandras aquáticas também capturam as presas criando um fluxo de 
água para o interior da cavidade oral. Anfíbios, de uma forma geral, aparentam ser 
bastante dependentes da visão para a alimentação, já que anorexia é frequente em 
animais totalmente cegos.
Dieta
Em geral, os animais mais oferecidos a anfíbios terrestres são as minhocas, tenébrios, 
traças da cera, grilos, moscas-das-frutas, pequenos répteis (por exemplo, Anolis spp.), 
bem como ovos e larvas de outros anfíbios. Para espécies aquáticas, também podemos 
utilizar algumas espécies de anelídeos e crustáceos, como lagostins e artêmias, e peixes. 
107
CRIAÇÃO DE ANFÍBIOS EM CATIVEIRO │ UNIDADE V
Alguns animais têm dietas muito específicas, como a cecília Boulengerula spp., que 
come cupins, podendo ser difícil de manter em cativeiro. 
Os invertebrados utilizados como presa podem ser colocados no congelador por 15 
minutos para facilitar a apreensão pelo anfíbio. Animais capturados na natureza para 
alimentação devem ser utilizados com cautela, visto que podem estar contaminados 
com pesticidas, parasitos ou serem considerados naturalmente tóxicos. Rações para 
peixes ou répteis não devem ser utilizadas para anfíbios, pois essas dietas podem não 
atender à exigência de gordura, proteínas e vitaminas dos anfíbios. 
O suporte nutricional de animais enfermos deve fornecer um produto de alta 
digestibilidade, já que esses indivíduos podem não ser capazes de digerir alimentos da 
mesma forma de quando saudáveis. A quantidade energética a ser ofertada para um 
anfíbio deve respeitar a capacidade de digestão e conforto do animal (regurgitação pode 
ocorrer com alimentação forçada acima da suportada pelo indivíduo). A taxa metabólica 
basal (TMB), ou seja, a quantidade de energia necessária para a manutenção corpórea 
pode ser extrapolada com as seguintes fórmulas (MITCHELL; TULLY, 2008):
TMB = 5 × PESO(kg)0,75 TMB = 10 × PESO(kg)0,75
Para a alimentação forçada de animais doentes, deve ser calculado de 1,25 a 2 vezes a 
TMB, com certas variações espécie-específicas e de acordo com a temperatura ambiente. 
O monitoramento do peso semanalmente é essencial para avaliar a eficácia da estratégia 
de alimentação. Se houver emagrecimento mesmo com a reposição, devem ser 
consideradas a quantidade e o tipo de calorias, bem como a frequência de alimentação, 
cuidando para não sobrecarregar o paciente. Insetos podem ter suas cabeças removidas 
e roedores serem esfolados para aumentar a digestibilidade. Alimentos congelados são 
mais fáceis de digerir do que não congelados devido à lise celular.
Em cativeiro, também existe uma tendência à superalimentação, podendo gerar quadros 
de obesidade. Larvas e pequenos anfíbios adultos devem ser alimentados diariamente, 
enquanto animais maiores suportam intervalos mais longos. Animais noturnos devem 
ser alimentados à noite ou final do dia, enquanto diurnos devem ser alimentados pela 
manhã e início da tarde, a fim de respeitar a característica natural da espécie.
Suplementação
A suplementação de dietas de anfíbios com vitaminas e minerais é uma prática questionável, 
já que, com uma alimentação equilibrada, a suplementação deve ser desnecessária, 
podendo até causar problemas (por exemplo, hipervitaminoses A e D). Infelizmente,com 
108
UNIDADE V │ CRIAÇÃO DE ANFÍBIOS EM CATIVEIRO
o número limitado de alimentos disponíveis comercialmente, fornecer dieta adequada 
é difícil. 
A maioria dos suplementos são constituídos de cálcio e vitamina D3 na tentativa 
de equilibrar a relação Ca:P (deve-se buscar 1,5:1 ou 2:1), já que grande parte dos 
invertebrados, com exceção das minhocas, têm uma relação inversa desses minerais. 
As presas podem ser “alimentadas” com vitaminas e minerais nas 24 horas anteriores 
a serem ofertadas para os anfíbios (mais do que 24 horas pode resultar na morte da 
presa). Outra maneira de aumentar o valor nutricional dos invertebrados é “pulverizar” 
eles com o suplemento imediatamente antes da oferta. 
Ao alimentar anfíbios com peixes congelados é necessário suplementar a dieta com 
tiamina, já que estes animais produzem tiaminases naturais. 
109
UNIDADE VIMEDICINA DE 
ANFÍBIOS
CAPÍTULO 1
Medicina preventiva
Quarentena
Todos os novos animais devem ser colocados em um período de quarentena antes 
de serem adicionados a uma coleção preexistente, visto que o transporte para um 
novo ambiente é sempre considerado um evento estressante, podendo desencadear 
doenças antes assintomáticas. Durante esse período, podem ser utilizadas técnicas 
de enriquecimento ambiental, com acessórios de fácil desinfecção. Também deve 
ser evitada a superlotação dos viveiros. A cobertura parcial do recinto pode ajudar 
a evitar estímulos visuais e reduzir o estresse nesses animais. Fômites não devem 
ser compartilhados entre diferentes viveiros, principalmente durante o período de 
quarentena.
A quarentena deve durar de 30 a 60 dias para animais oriundos de outros cativeiros, 
mas deve ser prorrogada para 90 dias se os espécimes forem capturados diretamente 
da natureza. Informações mínimas são necessárias para realizar uma avaliação inicial 
dos animais em quarentena, incluindo exames físico e parasitológico de fezes (EPF) e, 
se possível, exames de sangue e de imagem. Os EPFs podem ser realizados de forma 
individual ou como um pool dos viveiros. Alguns parasitos possuem ciclos complexos, 
necessitando de amostras seriadas para confirmar sua presença. Para isso, um protocolo 
padrão pode incluir três exames coproparasitários realizados com uma semana de 
intervalo entre eles. 
Higienização
Fômites e viveiros previamente utilizados por animais enfermos por patógenos 
infecciosos devem ser desinfetados para evitar a propagação de doenças. É necessário 
110
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
remover totalmente o substrato e os detritos orgânicos previamente à aplicação dos 
produtos, já que muitos têm seu potencial reduzido na presença de proteínas e outros 
materiais orgânicos. Água quente e detergentes podem ser usados para ajudar na 
decomposição de orgânicos durante o processo de limpeza.
Inúmeras classes de desinfetantes estão disponíveis comercialmente, cada uma com 
eficácia variável contra certos organismos. Amônia e alvejantes com cloro são bons 
sanitizantes em geral. Para a maioria dos agentes, um tempo mínimo de contato de 
10 minutos é recomendado, entretanto, para organismos mais exigentes, pode ser 
necessário período maior. 
Objetos porosos devem ser descartados em vez de reutilizados, não somente pelo risco 
de albergarem patógenos, mas também pela dificuldade em remover completamente os 
produtos químicos utilizados na limpeza. Iodopovidona, clorexidina, álcool isopropílico 
e compostos de amônio quaternário são conhecidos por, em altas concentrações, 
causarem lesões de pele e serem tóxicos para anfíbios, portanto, devem ser utilizados 
com cautela nessas situações.
Exames complementares
Coleta de sangue
Animais terrestres e aquáticos possuem uma quantidade de fluidos diferente no corpo, 
entretanto, é seguro dizer que o volume aproximado de sangue que pode ser coletado 
com segurança de um anfíbio sadio é de 1% do seu peso corporal (300 µl para cada 30 g 
de peso corporal). Em animais doentes, essa quantidade deve ser reduzida pela metade.
Entre os sítios de coleta conhecidos em anuros, destacam-se as veias abdominal, safena/
femoral (Figura 26) e o plexo venoso lingual. Caudatos podem ser coletados por meio 
da veia caudal ventral. Em cecílias, a cardiocentese é um dos poucos locais viáveis, 
sendo também uma possibilidade para os outros animais da classe, embora possa ser 
um risco ao tecido cardíaco do animal, podendo levar à assistolia e morte. Ferramentas 
como o Doppler podem facilitar a localização do coração quando o ápice não pode ser 
visualizado. É importante ter em mente, no momento da coleta e durante a interpretação 
do exame, que anfíbios possuem grandes vasos linfáticos muito próximos a vasos 
sanguíneos, o que pode levar a uma contaminação por linfa e consequente diluição da 
amostra.
111
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Figura 26. Coleta de sangue de Leptodactylus latrans realizada pela veia safena.
Fonte: elaborado pelo autor.
Hematologia e bioquímica
O sangue coletado para realização de hemograma em anfíbios deve ser armazenado 
em meio contendo heparina de lítio, sempre respeitando a capacidade do tubo. O 
anticoagulante EDTA, frequentemente utilizado para mamíferos e aves, não deve 
ser empregado neste caso por poder levar à lise celular. Os microtubos são bastante 
utilizados por possuírem quantidade de anticoagulante adequada para volumes 
sanguíneos reduzidos. Uma pequena quantidade de sangue, mesmo que insuficiente 
para um hemograma completo (eritrograma, leucograma e contagem de trombócitos), 
pode fornecer informações úteis, como a morfologia celular, presença de hemoparasitos, 
hematócrito e proteínas plasmáticas totais. 
Resultados de exames hematológicos e bioquímicos de anfíbios podem ser difíceis 
de interpretar. Diversos fatores intrínsecos e extrínsecos podem resultar em um alto 
grau de variabilidade entre amostras, como estágio biológico, idade, estação do ano, 
temperatura ambiental, dieta, entre outros. Entretanto, mesmo na ausência de valores 
de referência preestabelecidos, podemos muitas vezes comparar resultados de animais 
enfermos com os de outros indivíduos da mesma espécie, sadios e sob circunstâncias 
semelhantes. Por esse motivo também a morfologia celular (Figura 27) se torna um dos 
aspectos mais importantes do hemograma de um anfíbio. Diversas colorações podem 
ser utilizadas para a leitura da lâmina, como Wright, Giemsa e Panótico Rápido.
112
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
Figura 27. Leucócitos e trombócito encontrados em Leptodactylus latrans, com um fundo composto por 
eritrócitos. A – Trombócito (seta) e linfócito (cabeça de seta); B – Monócito; C – Neutrófilo; D – Eosinófilo; E – 
Basófilo.
Fonte: elaborado pelo autor.
Os eritrócitos de anfíbios são grandes, ovalados e nucleados, embora algumas espécies 
possuam eritroplastídeos (eritrócitos anucleados) em grande quantidade (como 
salamandras do gênero Batrachoseps). O núcleo dessas células é central e também 
ovalado, dotado de uma densa cromatina. Diversas inclusões podem ser observadas 
nessas células (Figura 28), como as causadas por vírus (como o Vírus Eritrocitário de 
Anfíbios), bactérias (como Aegyptianella spp.) e parasitos (por exemplo, hemogregarinas 
e Lankesterella spp.), detectadas frequentemente em animais clinicamente saudáveis. 
Outros parasitos são comuns de serem observados livre no plasma de anfíbios, como 
Trypanosoma spp. e diversas espécies de microfilárias. O hematócrito é altamente 
variável, costumando se localizar entre 20% e 40% em animais saudáveis. 
113
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Figura 28. Alguns hemoparasitos encontrados em Leptodactylus latrans. A – Trypanosoma spp.; B – Dactylosoma 
spp.; C – Microfilária de espécie desconhecida. 
Fonte: elaborado pelo autor.
Os trombócitos de anfíbios também são nucleados e com formato variável. Em geral, 
parecem semelhantes a pequenos linfócitos, sendo diferenciados pela cromatina nuclear 
mais densa e citoplasma, em geral, mais claro, bem como uma menor relaçãonúcleo/
citoplasma. Quando ativados, podem apresentar grande quantidade de vacúolos no seu 
citoplasma. 
Granulócitos incluem neutrófilos ou heterófilos, basófilos e eosinófilos. A função dessas 
células nestes animais não está plenamente estabelecida, logo, deve-se tomar cautela ao 
interpretar resultados como de outras espécies. Os principais granulócitos geralmente 
são heterófilos ou neutrófilos, o que depende da espécie de anfíbio trabalhada. Podem 
possuir o citoplasma levemente granular, assim como um núcleo segmentado, bilobado 
ou arredondado e aparentam possuir elevada atividade fagocítica contra bactérias. 
Eosinófilos são células grandes, com citoplasma preenchido por grânulos eosinofílicos e 
um núcleo paracentral. Em anfíbios, assim como em outros vertebrados, aparentemente 
desempenham função contra parasitos. Os basófilos são células menores, com um 
citoplasma repleto de grânulos basofílicos que frequentemente ocultam o núcleo. 
Essas células podem ter um papel semelhante a eosinófilos, tendendo a degranular 
rapidamente, servindo para recrutar estes eosinófilos para infecções parasitárias. 
Linfócitos aparentam atuar no sistema imunológico assim como em mamíferos. Os 
linfócitos grandes podem ser facilmente distinguidos dos monócitos avaliando sua maior 
114
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
relação núcleo/citoplasma. Monócitos são células com elevada atividade fagocítica e 
possuem maior quantidade de citoplasma, eventualmente vacuolizado.
Contagens elevadas de leucócitos, principalmente neutrófilos/heterófilos, podem ter 
diversas causas, como estresse e processos inflamatórios. A manipulação crônica de 
um anfíbio pode causar um aumento na quantidade de monócitos devido a danos 
ocasionados na pele. Estresse e glicocorticoides podem resultar em linfopenia e 
neutrofilia.
Assim como em análises hematológicas, grandes variabilidades podem ocorrer na 
bioquímica plasmática de anfíbios de acordo com as condições no momento da coleta. 
A glicemia é importante para avaliar o metabolismo dos carboidratos, entretanto, pode 
aumentar em até 25% por causa do estresse do manuseio. Diversas doenças podem 
levar a lesões hepáticas, entretanto, vários autores não consideram confiáveis os valores 
enzimáticos obtidos em testes bioquímicos, visto que a maioria dos distúrbios hepáticos 
diagnosticados na necrópsia sugere que uma biópsia hepática é mais valiosa para avaliar 
a função deste órgão. As enzimas utilizadas geralmente para avaliar essa função em 
outras espécies, como gama glutamiltranspeptidase (GGT), aspartato aminotransferase 
(AST) e alanina aminotransferase (ALT) não parecem ser suficientemente específicas 
para os hepatócitos em anfíbios. Os parâmetros renais usualmente utilizados também 
não parecem ser tão significativos nos anfíbios para avaliar a doença renal, entretanto, 
a aferição da ureia em animais ureotélicos pode ser útil. A enzima creatina quinase (CK) 
pode ser utilizada para aferir danos musculares com certa segurança.
A interpretação dos resultados hematológicos é muito importante e desafiante 
na clínica de anfíbios. Que tal aprender um pouco mais? Leia o artigo Amphibian 
Hematology, de Allender e Fry (2008), disponível em: https://pubmed.ncbi.nlm.
nih.gov/18675729/.
Efusões cavitárias e citológicas
O líquido celomático em anfíbios pode estar aumentado como resultando de doenças 
cardiovasculares, hepáticas ou renais, portanto, é importante submeter esse conteúdo 
à análise. Amostras podem ser coletadas ao colocar o animal em decúbito dorsal, 
higienizando a área e inserindo uma agulha 25G ou 26G perpendicular à linha 
média, evitando a veia abdominal. Essas amostras devem ser armazenadas em tubos 
com heparina lítica (para a análise citológica) e sem anticoagulante (para a análise 
bioquímica). A coloração de efusões coletadas da cavidade celomática de anfíbios pode 
variar, podendo chegar a tonalidades azul-esverdeadas. 
115
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Outros líquidos, como linfático e articular também podem ser coletados e analisados. 
O líquido linfático é semelhante bioquimicamente ao plasma sanguíneo. Os corações 
linfáticos podem se tornar proeminentes com hidroceloma. Para coleta de fluidos das 
articulações, a região deve ser preparada assepticamente e uma agulha calibre de 25 a 
27G acoplada a uma seringa de 1 a 3ml pode ser utilizada.
Toda anormalidade observada na pele de anfíbios deve ser investigada. Exames 
citológicos podem ser realizados em diversos tipos de lesões, por imprint (toque suave 
com a lâmina diretamente sobre a lesão), coleta com swab e por Punção Aspirativa 
por Agulha Fina (PAAF). Quando coletado por PAAF, é importante que a amostra seja 
colhida por movimentos em “leque”, buscando um conteúdo representativo da lesão. 
No entanto, se não fornecerem dados úteis, é indicada a coleta de material para exame 
histopatológico.
Lavados podem ser ferramentas de diagnóstico muito valiosas. Lavados traqueais 
são indicados em casos de pneumonia e podem ser obtidos no animal anestesiado 
infundindo um pequeno volume de solução salina estéril a 0,9% com um cateter na 
traqueia e recolhendo o líquido por aspiração. Deve-se tomar cuidado extra em nestes 
animais para não perfurar os pulmões. Da mesma forma, amostras de conteúdo 
estomacal obtidas por lavagem gástrica podem oferecer dicas em determinadas causas 
de distúrbios gastrointestinais. Lavados cloacais podem ser feitos para coletar amostras 
fecais de forma invasiva ao administrar uma pequena quantidade de solução salina 
estéril a 0,9% (0,5 a 1,0ml para cada 100g).
Exame direto de pele
Assim como para peixes, amostras do muco cutâneo de anfíbios podem fornecer dados 
úteis quanto à presença de fungos ou ectoparasitos. Este conteúdo pode ser “raspado” 
de forma gentil e transferido a uma lâmina para avaliação em aumentos de 100x e 400x. 
Coproparasitológicos
Exames parasitológicos de fezes devem ser realizados rotineiramente, mantendo uma 
frequência anual ou bianual. Diversos métodos podem ser empregados, mas devido à 
pequena quantidade, devem ser priorizados o exame direto (por meio da dissolução 
de uma pequena porção de fezes em solução salina diretamente na lâmina) e técnicas 
de flutuação, como Faust (solução de Sulfato de Zinco 33%) ou Willis-Mollay (solução 
supersaturada de NaCl). Nos casos em que a coleta das amostras é difícil, pode ser 
realizada uma lavagem cloacal. 
116
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
A microflora parasitológica normal de anfíbios inclui diversos agentes, e a distinção 
entre organismos normais e patogênicos pode ser difícil. O tratamento deve sempre 
ser considerado quando forem observados sinais clínicos e fezes de aparência anormal 
associados com uma alta carga parasitária. Sempre que leucócitos ou eritrócitos forem 
vistos nas fezes deve haver preocupação quanto aos danos nas mucosas. 
Cryptosporidium spp. não é comumente encontrado em anfíbios, mas deve ser 
pesquisado durante a quarentena devido ao potencial risco zoonótico (para a sua 
detecção, pode ser usada a coloração de Ziehl Neelsen, entretanto, possui baixa 
sensibilidade). 
Microbiologia
Para coleta de materiais a campo, ou que demorarão mais de 24 horas para a semeadura, 
swabs como meio de transporte podem ser úteis. Para garantir o crescimento de 
microrganismos de anfíbios, a incubação deve ocorrer a 37°C, apesar de se originarem 
de um animal ectotérmico, já que bactérias patogênicas costumam crescer mais rápido 
em altas temperaturas. 
As amostras para cultura podem ser coletadas de qualquer lesão cutânea (principalmente 
as de natureza crônica) ou de líquido, bem como do sangue. Culturas realizadas de 
material de lesões cutâneas podem levar ao isolamento de organismos contaminantes, 
o que pode ser de difícil interpretação. Uma segunda cultura, de pele normal, pode 
ser realizada para comparação, embora não seja algo muito prático. A cultura de 
fezes geralmente não traz muitos resultados, já que Salmonella sp., Aeromonas sp. e 
outrasbactérias podem ser consideradas patógenos oportunistas. No caso de infecções 
bacterianas massivas em uma coleção de animais, pode ser considerado cultivar o solo, 
a comida e a água para identificar o agente causal. 
Diagnóstico por imagem
Radiografia
Várias condições podem ser facilmente identificadas usando a radiografia, como 
fraturas e doenças ósseas, respiratórias e gastrointestinais. Com o auxílio da radiografia 
odontológica é possível produzir imagens mais detalhadas e com maior qualidade de 
pequenos animais do que com a radiografia padrão. A radiografia digital também é 
capaz de produzir imagens de alta qualidade. 
117
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Os animais podem ser colocados diretamente nas placas, dentro de sacos plásticos ou 
em caixas plásticas. Como regra para qualquer exame radiológico, sempre devem ser 
tomadas, no mínimo, duas posições. Em caso de suspeitas de obstrução gastrointestinal, 
podem ser obtidas imagens contrastadas, utilizando compostos iodados ou bário, 
administrados por via oral ou cloacal. Técnicas avançadas de imagem, incluindo 
tomografia computadorizada e ressonância magnética podem ser usadas, mas existem 
poucas referências de imagens para comparações e avaliações.
Ultrassonografia
A ultrassonografia pode ser uma ótima ferramenta para avaliar órgãos, massas 
anormais e acúmulo de líquidos. O maior benefício desse procedimento é poder ser 
feito sem anestesia. A maioria dos pacientes pode ser colocado em um meio com água 
para facilitar as imagens.
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CAPÍTULO 2
Clínica de anfíbios
Contenção
Contenção física
A fragilidade, umidade e permeabilidade da pele são fatores que devem ser 
considerados, portanto, deve-se evitar a manipulação excessiva com mãos sem 
luvas, secas ou sujas. Ao manusear esses animais, podem ser utilizadas luvas sem 
pó, úmidas, a fim de minimizar as chances de lesionar a pele deles. As luvas devem 
ser trocadas com frequência por ocasião do manuseio de diferentes animais para 
diminuir as chances de transmissão de doenças e toxinas. Não é indicado o uso do 
látex, porque pode ser tóxico a anfíbios – principalmente girinos –, recomenda-se 
a troca por luvas de vinil. Se essas barreiras não forem utilizadas, as mãos devem 
ser abundantemente lavadas com água declorada. Fumantes devem ainda tomar 
cuidados extra, visto que o resíduo de nicotina nas mãos pode ser fatal ao animal. 
Após a manipulação desses indivíduos, é indicado lavar as mãos novamente, visto 
que muitas espécies produzem toxinas que podem irritar a pele e a mucosa humanas.
Os animais devem ser colocados em recipientes transparentes (como caixas e sacos 
plásticos) para um exame visual minucioso antes de serem realmente tocados. A 
manipulação excessiva sempre deve ser realizada com cuidado, principalmente com 
animais debilitados, a fim de evitar a fadiga e o colapso. Alguns animais ainda são 
capazes de realizar tanatose, um comportamento de defesa no qual é simulada a 
morte, necessitando a diferenciação de exaustão. Para isso, é necessário deixar o 
animal em repouso no viveiro e observar. Larvas de anfíbios devem ser evitadas de 
manusear o máximo possível.
Anuros maiores devem ser contidos segurando firmemente o animal em torno da 
região inguinal (Figura 29). Os animais menores podem ser colocados na palma da 
mão ou serem levemente pressionados pelos dedos médio ou indicador e polegar. 
Ao manusear um animal dessa maneira, é importante ter cuidado para não causar 
traumas. É comum que alguns anfíbios fiquem bastante agitados ou exibam 
comportamentos defensivos, como tanatose, inflar o corpo, vocalizar, morder ou 
urinar.
119
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Figura 29. Contenção física de Lithobates sphenocephalus.
Fonte: https://www.herpmapper.org/record/218298.
Caudatos devem ser manuseados inicialmente pelo peitoral, para depois os membros 
posteriores. É necessário cuidado para não segurar esses animais pela cauda pois 
algumas espécies podem realizar autotomia caudal. Cecílias são bastante difíceis de 
conter manualmente, podendo ser utilizados tubos transparentes (os mesmos para a 
contenção de serpentes) ou sacos plásticos.
Contenção química e anestesia
Antes de imobilizar quimicamente um anfíbio, é recomendado que o animal esteja em 
jejum para evitar pneumonia por aspiração. Entretanto, essa não é uma complicação 
comum devido ao fechamento da laringe em animais anestesiados. Em anfíbios 
menores de 20g, pode ser realizado jejum de apenas 4h; os de porte médio podem 
ser anestesiados com jejum de 48h; e animais maiores podem necessitar de períodos 
maiores, de até 7 dias. Quando o ambiente do viveiro se encontrar em temperaturas 
consideravelmente baixas, pode ser necessário um período maior.
O anestésico mais utilizado para esses animais é a tricaína metanosulfato (MS-222), um 
pó que deve ser misturado à água declorada e administrado em banhos. Esse composto 
é bastante ácido e deve ser tamponado com um volume igual de bicarbonato de sódio 
para estabilizar o pH (entre 7 e 7,4). A administração de MS-222 em seu pH original 
leva a uma indução mais rápida, mas pode ser altamente irritante ao anfíbio, causando 
excitabilidade, taquicardia, eritema e hiperglicemia. Oxigênio pode ser aerado para 
dentro da solução anestésica para ajudar na oxigenação do animal. A indução pode ser 
realizada de forma segura com 100 a 200mg/L, mas pode levar mais de 25 minutos para 
120
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
atingir a fase estacionária. Doses mais altas (1-5 g/L) podem induzir mais rapidamente, 
mas podem prolongar a recuperação e se tornarem potencialmente letais. As mortes 
anestésicas não são comuns com o MS-222, mas são possíveis. Sob efeito deste fármaco 
a ventilação pulmonar é diminuída ou ausente, entretanto, as narinas e boca devem ser 
mantidas fora da água para evitar afogamento. Os primeiros efeitos observados no animal 
incluem eritema no ventre e excitação. Após a entrada em um plano anestésico leve, 
são perdidos os reflexos corneal e de estação, seguidos de respiração gular. Devem ser 
mantidos constantes os batimentos cardíacos e, apesar de haver troca gasosa pela pele, 
pode ser necessária intubação e respiração forçada. Após aprofundado, o animal deve 
ser mantido em uma esponja ou gaze úmida. A anestesia pode ser mantida aspergindo 
o anestésico sob o animal, cuidando para evitar um prolongamento desnecessário para 
diminuir os riscos de morte.
O uso de anestésicos inalados pode induzir à hipotermia e desidratação. A indução com 
o isoflurano pode ser feita com uma concentração de 5% em uma máscara diretamente 
no animal ou em uma câmara. Também pode ser feita uma solução de uso tópico com 
3,5ml de gel lubrificante estéril, com 1,5ml de água e 3ml de isoflurano ou sevoflurano. 
É comum haver uma fase de excitação durante o período de indução, que, assim como 
a recuperação, podem demorar de 10 a 30 minutos. A exposição direta aos agentes 
parece ter mais sucesso em sapos do que rãs. 
Já foi relatado o uso de cetamina (75 a 100mg/kg), mas parece não agir da mesma 
forma em diferentes espécies. A administração de doses complementares deve ser feita 
com cuidado, avaliando, no mínimo, por 30 minutos a ação da dose inicial. Pode ser 
feito também cetamina (50mg/kg) associado com medetomidina (0,15-0,2mg/kg) por 
via IM. Óleo de cravo (eugenol) e propofol também têm sido usados na anestesia de 
alguns anfíbios.
Monitoramento
A frequência cardíaca de anfíbios pode ser facilmente monitorada utilizando Doppler 
ou visualizando o batimento apical. Por outro lado, a frequência respiratória pode ser 
difícil de monitorar. A suplementação com oxigênio é importante, pois o acúmulo de 
CO2 e falta de O2 são comuns durante a anestesia. Se houver bradicardia, atropina 
(IM ou IV) pode ser usada para aumentar a frequência cardíaca. Epinefrina pode ser 
administrado por via intratraqueal, intracardíaca ou intravenosa para iniciar a função 
cardíaca.
Ao monitorar a profundidade da anestesia em anfíbios, é importanteseguir protocolos, 
sempre registrando todas as informações. Geralmente, os reflexos utilizados são 
121
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
o postural, palpebral e resposta às dores superficial e profunda. Dada a diversidade 
de espécies de anfíbios, é importante aferir esses reflexos antes de iniciar o evento 
anestésico para fornecer um parâmetro de avaliação para esse animal. Estes reflexos 
são avaliados em uma escala de 0 a 2, sendo 0 a resposta total e 2 a perda total. Ao 
atingir o grau 2, a anestesia cirúrgica é alcançada.
A recuperação de anfíbios anestesiados via fármacos diluídos em água (como MS-
222) pode ser realizada colocando o animal em água declorada livre de anestésicos ou 
enxaguando-o com essa água. Este animal deve ser acompanhado durante a recuperação 
para evitar afogamentos acidentais. Podemos considerar o paciente recuperado quando 
todos os reflexos estão presentes e as frequências cardíaca e respiratória são similares 
ao exame clínico pré-anestésico.
Exame clínico
Anfíbios adultos devem ser transportados ao consultório em caixas ventiladas e 
impermeáveis, com um local úmido para descanso (vegetação ou uma esponja). Girinos 
somente devem ser transportados submersos em água limpa. O exame clínico deve 
iniciar com a avaliação do animal à distância, dentro do próprio recinto. Dessa forma, 
podem ser avaliados previamente a postura corporal, comportamento, lesões corporais 
externas e frequência respiratória. Determinados achados, quando graves, podem 
contraindicar uma manipulação do animal.
Antes de manusear um anfíbio, é importante considerar o papel da manipulação na 
produção de lactato, que pode levar muito tempo para que seja removido do corpo. Em 
casos graves, um anfíbio com níveis excessivos de lactato pode entrar em colapso ou 
desenvolver miopatias. Para evitar isso, é importante restringir os tempos de manuseio, 
o que pode ser feito ao estar preparado para todos os procedimentos e ter uma equipe 
treinada antes de pegar o animal.
O peso dos anfíbios deve ser registrado no momento do exame, podendo variar devido à 
hidratação e preenchimento da bexiga urinária, mas estabelecer padrões é importante. 
A condição corporal também deve ser observada, avaliando a simetria, musculatura 
e postura do animal. A dor nestes animais pode ser reconhecida por sinais como 
imobilidade, letargia, olhos fechados, vocalização, mudança de cor, mover os pés de 
forma agitada na área afetada (“coçando”), agressividade, claudicação, respiração 
ofegante e outros comportamentos anormais.
Algumas particularidades de anfíbios devem ser levadas em consideração para que 
determinados achados não sejam classificados como patológicos. A pele de anfíbios pode 
122
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
se tornar hiperêmica (diferenciar da Síndrome da Perna Vermelha) com o manuseio. 
Desidratação também pode ocorrer durante um exame prolongado, sendo necessário 
manter o paciente úmido durante a avaliação.
A pele é o ponto principal da avaliação clínica de um anfíbio. É importante avaliar com 
totalidade a pele para a presença de quaisquer lesões, como úlceras e lacerações. É 
como a ascensão de infecções oportunistas nesses casos.
Anfíbios possuem um controle voluntário da íris, portanto, exames de reflexo pupilar 
não são possíveis. Devido a isso, a pupila destes animais não costuma estar totalmente 
dilatada (mesmo durante ação de drogas midriáticas), prejudicando exames de fundo de 
olho. Oftalmoscópios, entretanto, são úteis para avaliar a córnea, íris, câmara anterior 
e câmara posterior do olho. 
Diversos materiais podem servir como abridores de boca para um exame oral completo. 
A manipulação excessiva das mandíbulas de um anfíbio pode levar a fraturas, portanto, 
deve-se ter cuidado. A cavidade oral destes animais deve estar úmida e livre de muco 
espesso e amarelado, o que pode sugerir desidratação, bem como ausente de lesões 
como abscessos.
A palpação celomática pode fornecer informações significativas em relação à condição 
animal. Alguns animais podem inflar o corpo quando estiverem no modo defensivo, o 
que pode tornar a palpação algo complicado. Em animais com más condições corporais, 
o clínico deve examinar o ambiente, bem como a ingestão calórica do animal e buscar 
diagnósticos para infecções e doenças parasitárias. Ossos longos devem ser palpados 
para recolher indícios de doença óssea metabólica.
A determinação de gênero pode ser desafiadora, mas pode ser feita em algumas espécies 
no momento do exame físico. Dimorfismo sexual pode ocorrer, mas não está presente 
na maioria das espécies encontradas em cativeiro. Machos de salamandras costumam 
ter a base da cauda mais grossa. A transiluminação do abdômen pode revelar a presença 
de ovos. 
Sinais vitais como frequência e ritmo cardíacos podem ser avaliados utilizando um 
Doppler. A hipotensão pode ser reconhecida pela palidez das mucosas, colapso dos vasos 
intraorais e falta de definição da veia ventral abdominal. A auscultação dos pulmões 
pode ser possível com animais maiores. Exames neurológicos também devem ser 
realizados, embora costumem estar restritos à avaliação do reflexo postural, palpebral, 
resposta à dor superficial (por exemplo beliscando a pele sobre o dorso do pé) e à dor 
profunda (aplicando pressão em um dos dígitos).
123
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Doenças
Infecciosas
Algumas doenças infecciosas, devido a sua elevada mortalidade, perdas econômicas 
ou potencial zoonótico devem ser comunicadas a órgãos oficiais para que se tenha um 
maior conhecimento da sua epidemiologia, bem como a elaboração de normas para 
seu controle. Dessa forma, a Organização Mundial de Saúde Animal (OIE) lista alguns 
patógenos que devem ser notificados obrigatoriamente quando detectados. No Brasil, 
essa notificação pode ser feita diretamente para o Serviço Veterinário Oficial (SVO).
Bacterianas
Em geral, doenças bacterianas são mais comuns em animais mantidos em cativeiro, 
usualmente causadas por organismos Gram-negativos, podendo ser focais ou 
sistêmicas. Em anfíbios costumam estar correlacionadas por fatores ambientais, como 
temperatura inadequada, baixa qualidade da água, superlotação, transporte e outros 
fatores estressantes.
Síndrome da Perna Vermelha (Red Leg)
Red Leg é considerada uma síndrome por causar diversos sinais clínicos e estar 
associada com diferentes agentes bacterianos, como Aeromonas spp., Citrobacter sp., 
Flavobacterium sp., Klebsiella sp., Proteus sp. e Pseudomonas sp. Essa condição pode 
cursar com hiperemia de coxas (Figura 30) – que dá o nome à síndrome -, abdômen 
e dígitos, bem como edema de subcutâneo, úlceras cutâneas, petéquias, equimoses, 
hifema/hipópio, podendo evoluir para septicemia e morte. O diagnóstico pode ser feito 
por meio de cultura bacteriana positiva para alguns dos agentes conhecidos associada 
aos sinais clínicos, sempre cuidando com a possibilidade de contaminantes. O 
diagnóstico diferencial deve considerar as doenças causadas pelo Iridovírus, Ranavírus, 
Basidiobolus ranarum, Batrachochytrium dendrobatidis bem como outras bactérias. 
O tratamento inclui fluidoterapia, administração de antibióticos com base na cultura e 
sensibilidade e melhorar as condições do recinto.
124
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
Figura 30. Hiperemia de coxas em Síndrome da Perna Vermelha.
Fonte: Mayer (2005).
Clamidiose
É causada pela Chlamydophila psittaci, uma bactéria com potencial zoonótico 
desconhecido. Causa sinais clínicos semelhantes à da Síndrome da Perna Vermelha. O 
diagnóstico pode ser feito pela presença de corpúsculos de inclusão intracitoplasmáticos 
no corte histológico, cultura ou PCR. Deve ser diferenciada de outras doenças sistêmicas 
bacterianas, virais e fúngicas. O tratamento pode ser realizado com doxiciclina e 
oxitetraciclina.
Micobacteriose
Diversas bactérias do gênero Mycobacterium podem causar doença em anfíbios, 
possuindo um elevado poder zoonótico e infeccioso. Manifestam-se na forma de 
lesões cutâneas não cicatrizantes,granulomatosas e eventualmente purulentas, bem 
como perda de peso ou granulomas nas vísceras e tecido subcutâneo. O diagnóstico 
pode ser realizado pela coloração de Ziehl-Neelsen da citologia das lesões, histologia 
e eventualmente cultura. Deve ser diferenciado de neoplasias. O quadro da doença 
sistêmica é de difícil reversão. A doença focal pode ser curada com a completa remoção 
cirúrgica da área infectada se não houver disseminação para outros tecidos..
Síndrome do Edema
Essa síndrome pode ser ocasionada por uma septicemia bacteriana (especialmente por 
Flavobacterium sp.), insuficiências cardíaca, hepática ou renal, determinadas toxinas 
ou uma baixa qualidade da água. Sinais clínicos incluem hidroceloma (acúmulo de 
125
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
líquidos na cavidade celomática), edema generalizado ou localizado. O diagnóstico 
costuma ser realizado por meio da detecção de excesso de líquido no subcutâneo ou 
celoma. Como tratamento podem ser realizado a administração de diuréticos, como 
furosemida, bem como solução hipertônica para anfíbios e correção da causa.
Fúngicas
Os substratos utilizados como solo em viveiros podem albergar diferentes espécies 
fúngicas, que não costumam representar um risco para o animal saudável. No entanto, 
em um indivíduo imunocomprometido, estes organismos podem se tornar patógenos 
oportunistas. Deve-se suspeitar de uma etiologia fúngica em anfíbios com dermatite 
ulcerativa. Infecções sistêmicas são raras, mas devem ser consideradas quando houver 
doenças não responsivas ao tratamento com antibióticos.
Basidiobolomicose
É causada pelo Basidiobolus ranarum, fungo zigomiceto encontrado no solo e trato 
gastrointestinal dos anfíbios assintomáticos. Sinais clínicos são variáveis, mas podem 
ser sutis como na palidez da pele, podendo ser similar à Sindrome da Perna Vermelha e 
levando a morte. O diagnóstico pode ser realizado por meio do exame direto das lesões 
ou histologia. Deve ser diferenciado da Síndrome da Perna Vermelha, outras dermatites 
micóticas e clamidiose. Banhos de cloreto de benzalcônio se mostraram efetivos em 
algumas espécies, como Hymenochirus curtipes (GROF et al., 1991).
Mucormicose
Doença ocasionada pelo fungo zigomiceto do solo Mucor amphibiorum, o qual 
geralmente não é considerado patogênico, mas pode causar uma doença incomum de 
evolução rápida. Os animais geralmente apresentam nódulos vermelhos multifocais 
na pele que podem ser ulcerados, com material branco e difuso principalmente no 
abdômen, letargia, incoordenação, emagrecimento e morte. O diagnóstico pode ser 
realizado por meio de histopatologia e cultura. Deve ser diferenciado de dermatite 
bacteriana ulcerativa e Síndrome da Perna Vermelha. Não há muitas descrições de 
tentativas de tratamento, mas pode ser tentado anfotericina, devendo ser investidos 
esforços na sua prevenção. 
Saprolegníase
Condição causada por um oomiceto patógeno oportunista do gênero Saprolegnia 
presente na água, o qual pode afetar inclusive ovos de anfíbios. Animais afetados 
126
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
apresentam geralmente lesões ulceradas com a presença de material esbranquiçado, 
semelhante a algodão, raramente causando infecções sistêmicas. O diagnóstico pode 
ser feito por meio do exame direto das lesões. A terapêutica geralmente envolve cloreto 
de benzalcônio ou cloreto de sódio, tratando lesões de pele e corrigindo as perdas 
osmóticas com fluidoterapia. 
Cromoblastomicose
Enfermidade causada por fungos pigmentados dos gêneros Cladosporium sp., 
Phialophora sp., Exophiala sp. e Fonsecaea sp. São saprófitas presentes no solo e 
vegetação em decomposição, mas podem se tornar patógenos oportunistas. Causam 
uma dermatite nodular de crescimento lento, podendo gerar lesões escuras ulceradas. 
O diagnóstico pode ser realizado por exame histopatológico e cultura. Quanto ao 
tratamento, não há descrições bem-sucedidas, entretanto, considerar anfotericina B.
Quitridiomicose
Uma das doenças mais importantes a respeito da medicina de anfíbios devido ao 
seu impacto nas populações de anfíbios, e, portanto, de notificação obrigatória à 
OIE. É causada pelo fungo Batrachochytrium dendrobatidis e Batrachochytrium 
salamandrivorans, presente no solo e água. Os sinais clínicos são inespecíficos, 
envolvendo ecdise em excesso, eritema da pele no abdome e pernas, perda de 
musculatura e morte. O diagnóstico pode ser realizado por meio do exame histológico 
e PCR. O tratamento envolve banhos de itraconazol, sulfa-trimetoprima, tratamento 
de lesões cutâneas secundárias e a correção de perdas osmóticas com fluidoterapia. 
Algumas espécies se mostram mais susceptíveis à doença do que outras. Girinos são 
naturalmente mais resistentes, provavelmente devido à menor quantidade de quitina 
no tegumento.
Virais
O diagnóstico de doenças virais em anfíbios não é uma tarefa fácil. Acredita-se que as 
baixas prevalências relatadas possam ser uma subestimação devido à dificuldade em 
caracterizar estes organismos. O diagnóstico costuma ser feito em situações em que 
há um acometimento de uma maior quantidade de animais e o tratamento deve ser 
sintomático.
O Vírus do Edema de Girinos (Tadpode Edema Virus) é causado pelo Ranavirus 
tipo 3, que resulta em edema e hemorragia cutânea, subcutânea e visceral. Inclusões 
intranucleares basofílicas podem estar presentes. O Ranavírus tipo 1 causa hemorragias 
127
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
multifocais e inclusões intranucleares basofílicas. Infecções causadas por qualquer dos 
tipos de Ranavirus devem ser notificadas à OIE. 
O Iridovírus de Bohle (Bohle Iridovirus) é um vírus capaz de ser transmitido a peixes e 
causa septicemia hemorrágica em anfíbios, resultando em necrose multifocal do fígado, 
baço, estômago e pulmões. Hemorragias, úlceras, e gastroenterite podem ocorrer, bem 
como paralisia secundária à degeneração neuronal, podendo levar à morte. 
O Vírus Eritrocítico de Anfíbios (Frog Erythrocitic Virus) causa inclusões visíveis em 
eritrócitos, entretanto, está associado a poucos sinais clínicos, geralmente sem causar 
anemia. Inclusões podem ser observadas em eritrócitos (Figura 31) na circulação 
periférica.
Figura 31. Inclusão do Vírus Eritrocítico de Anfíbios em eritrócito de Leptodactylus latrans, causando o 
deslocamento nuclear para a periferia da célula. 
Fonte: elaborado pelo autor.
A Doença de Lucke (Lucke’s disease) é causada por um Herpesvirus que pode gerar 
um adenocarcinoma renal dependente de temperatura, já que animais hipotérmicos 
são mais propensos a contrair a doença. O vírus é extremamente letal em girinos, 
enquanto a maioria dos animais adultos parece não apresentar sinais clínicos. Um vírus 
semelhante a um Herpesvirus também já foi relatado causando pequenas vesículas 
cutâneas no dorso e hiperplasia epidérmica de alguns anfíbios. 
Um outro vírus, semelhante aos Poxvirus, foi encontrado em rãs na Europa. Estes 
animais apresentavam sinais clínicos similares à da Síndrome da Perna Vermelha e 
gastroenterite hemorrágica (CUNNINGHAM et al., 1996). 
Também acredita-se que um iridovírus pode ser o causador de linfossarcoma em alguns 
anfíbios, como Xenopus laevis (HIPOLITO et al., 2003).
128
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
Parasitárias
Protozoários e helmintos podem ser comensais e parasitários, dependendo da espécie 
do agente e condições do ambiente e hospedeiro. O monitoramento com exames 
parasitológicos de fezes é uma boa maneira de conhecer a fauna parasitária de anfíbios. 
Conhecer o ciclo de vida dos parasitos pode ajudar a avaliar a doença clínica, bem como 
ajudar a estabelecer planos de tratamento eficazes. A melhor época para tratar anfíbios 
contra parasitos é durante a quarentena, antes de serem introduzidos em uma coleção. 
A remoção de vetores, plantas vivas, determinados substratos e acessórios porosos é 
essencial para este controle.
Protozoários
Ciliados
Protozoários ciliados podem ser localizados no trato gastrointestinal (Nyctotheroides 
spp.), pele, brânquiase vesícula urinária (Trichodina spp.). Animais afetados geralmente 
são assintomáticos, entretanto, podem estimular uma produção excessiva de muco. 
O tratamento geralmente não é necessário, mas pode ser utilizado metronidazol ou 
paromomicina quando parasitarem o trato gastrintestinal e banhos com Cloreto de 
Sódio e água destilada quando afetarem a pele. 
Flagelados
Flagelados podem ser encontrados na pele/brânquias (dinoflagelados), no trato 
gastrointestinal (Giardia sp. e Trichomonas sp.) e sangue (Trypanosoma spp.). Animais 
afetados geralmente são assintomático, mas podem ocorrer sinais clínicos relacionados 
ao órgão afetado, como dermatite, podendo levar a um desequilíbrio osmorregulatório 
e anemia. 
O tratamento de espécies que afetam a pele incluem banhos com água destilada ou 
Cloreto de Sódio e quando no trato gastrointestinal, metronidazol. Tripanossomas 
não aparentam possuir um tratamento efetivo, entretanto, pode ser tentado com a 
administração de quinolonas. 
Apicomplexas
Protozoários apicomplexas podem ser encontrados no sangue (por exemplo 
hemogregarinas) e tecidos (como Cystoisospora spp. e Eimeria spp.). Animais afetados 
geralmente são assintomáticos, podendo eventualmente cursar com perda de peso e 
129
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
diarreia nas formas teciduais. Coccídios encontrados nas fezes podem ser destinados 
à esporulação em bicromato de potássio para a identificação da espécie. O tratamento 
não é necessário se não houver sinais clínicos, mas para coccídios pode ser feito sulfa-
trimetoprim (não costuma ocorrer a cura parasitológica).
Outros
Amebas (como Entamoeba ranarum) não costumam ser patogênicas, mas podem 
eventualmente cursar com anorexia, perda de peso, diarreia, hemorragia, desidratação, 
anasarca e ascite. São localizadas principalmente no trato gastrointestinal, fígado e rim. 
O diagnóstico pode ser feito durante EPFs (associar com a presença de sinais clínicos 
ou eritrócitos/leucócitos) ou na histopatologia. 
Opalinídeos, como os Opalina sp. e Zelleria sp., se localizam no trato gastrointestinal e 
geralmente não necessitam de tratamento. 
Nematódeos
Nematódeos podem se localizar em pulmões (Rhabdias sp.), trato gastrointestinal 
(Strongyloides spp.) e pele (Pseudocapillaroides spp.), bem como migrando entre 
os tecidos, celoma e sangue (como Foleyella sp. e outras filárias). Os sinais clínicos 
dependem do sistema afetado, incluindo aumento do esforço respiratório, lesões 
cutâneas ulcerativas, prolapso intestinal, perda de peso, diarreia e anemia. O tratamento 
é indicado quando os sinais clínicos coincidem com uma carga elevada de determinado 
parasito no organismo, com fármacos como fenbendazol, ivermectina e levamisol.
Platelmintos
Cestódeos
Os cestódeos podem ser encontrados no músculo, pele, tecido conjuntivo, vísceras, 
livres no celoma e no intestino, podendo levar a obstrução intestinal (por exemplo, 
Nematotaenia sp.). O tratamento inclui banhos de praziquantel.
Trematódeos
Trematódeos digenéticos podem ser encontrados em tecido subcutâneo, pele, coração, 
rim, fígado, intestino e pulmões. É incomum a observação de sinais clínicos relacionados 
a eles, mas Gorgodera sp. e Gorgoderina sp. podem levar a danos renais se manifestados 
130
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
intensamente. Halipegus spp. também podem ser encontrados na cavidade bucal de 
animais que se alimentam de libélulas.
Monogenéticos
Entre os vermes achatados podemos encontrar os da classe Monogenea, dotados de 
ganchos ou ventosas, como Gyrodactylus sp. Podem ser localizados na pele, brânquias, 
trato urinário e trato gastrointestinal, podendo levar a irritação, aumento da produção 
de muco e aumento da frequência respiratória. Poucos organismos em um indivíduo 
saudável não são geralmente considerados um problema. 
Acantocéfalos
O filo Acanthocephala inclui alguns parasitos do trato gastrointestinal, que podem levar 
à perda de peso, letargia, lesões por migração, celomite, hidroceloma e sepse. 
Outros
Também podemos encontrar diversas espécies de ectoparasitos, incluindo larvas 
de mosca, sanguessugas, carrapatos, ácaros trombidiformes (Figura 32), pequenos 
crustáceos e piolhos. Estes parasitos costumam ser relativamente grandes e facilmente 
identificáveis. Estratégias de tratamento incluem remoção manual de grandes 
organismos, banhos hipertônicos (em água salgada), anti-helmínticos e diflubenzuron 
para crustáceos. Além de tratar os anfíbios, o viveiro também deve ser desinfetado para 
evitar reinfecções.
Figura 32. A - Aparência macroscópica dos membros inferiores de Leptodactylus latrans infestados por ácaros 
trombidiformes do gênero Hannemania. B – Visualização da larva em aumento de 100x. 
Fonte: elaborado pelo autor.
131
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Pentastomídeos, parasitos semelhantes a crustáceos, são comuns em répteis e podem 
ocorrer em anfíbios. 
As doenças que afetam a pele de anfíbios claramente afetam muito a vida 
desses animais. Mais informações podem ser encontradas no artigo An overview 
of amphibian skin disease de Pessier (2002), disponível em: https://www.
sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S1055937X0280007X.
Não infecciosas
Nutricionais
Doença óssea metabólica
Assim como em répteis, pode ocorrer em anfíbios devido a um desequilíbrio de cálcio 
e fósforo, assim como deficiência de vitamina D3 (responsável pela absorção do cálcio 
no intestino) e outros fatores. O papel da radiação UVB e a vitamina D3 não estão bem 
documentadas em anfíbios, mas possivelmente está associado em algumas espécies. 
Animais afetados apresentam deformidades esqueléticas, posturas anormais, fraturas, 
tetania, inchaço, hidropisia, edema subcutâneo, prolapso gastrointestinal. Os níveis 
plasmáticos de cálcio geralmente não são confiáveis apara a realização do diagnóstico, 
pois a tendência do corpo é manter quantidades adequadas no plasma às custas de 
remover dos ossos. As radiografias são úteis para o diagnóstico, já que animais 
afetados terão a região cortical óssea com densidade reduzida. O tratamento envolve a 
suplementação de cálcio, correção de dieta e luz UVB. Pode ser útil a suplementação de 
vitamina D3, entretanto, o excesso dessa vitamina pode causar mineralização de órgãos, 
o que pode ser um risco devido ao conhecimento sobre o metabolismo da vitamina D3 
em anfíbios ser limitado.
Hipervitaminose D3
Ocorre devido a alimentação inadequada, sais de cálcio se depositam nos órgãos, 
causando mineralização multifocal de tecidos moles. Sinais clínicos envolvem anasarca, 
anorexia, fraqueza muscular. O diagnóstico geralmente ocorre post-mortem e não há 
tratamento efetivo disponível. 
Hipervitaminose A
Pode ocorrer em algumas situações, como o oferecimento exclusivo de roedores como 
presa. Essas situações podem causar um excesso de vitamina A, a qual interfere na 
absorção e utilização de vitamina D3. Sinais clínicos são semelhantes à doença óssea 
132
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
metabólica. O diagnóstico é feito por meio da correlação entre os achados radiográficos 
e a dieta. Para o tratamento, sugere-se a correção da alimentação.
Hipovitaminose A
Outra condição decorrente de alimentação inadequada. Animais afetados podem 
apresentar xeroftalmia, lesões na córnea, ceratomalácia, incapacidade de usar a língua 
para a captura de presas, metaplasia escamosa queratinizante e hiperqueratose. 
O diagnóstico geralmente é feito pela correlação de sinais clínicos ou com exames 
histopatológicos. A suplementação com vitamina A pode ser realizada para a correção.
Lipidose corneal
Pode ocorrer devido a uma alimentação com presas com altos níveis de colesterol 
na dieta (invertebrados oferecidos como presa devem consumir apenas vegetais 
nas 48 horas anteriores). Pererecas e fêmeas de uma forma geral parecem ser mais 
afetadas. Animais afetados podem apresentar depósitos brancos no estroma da córnea. 
O diagnóstico pode ser feito por meio do exame visual dos olhos, mostrando lesões 
brancase opacas na córnea associado a um alto teor de colesterol sérico. O tratamento 
geralmente é cirúrgico (alguns animais podem ter dificuldade para se alimentar após 
enucleação).
Deficiência de Tiamina
Pode ocorrer devido a uma dieta composta por peixes que passaram por processo de 
congelamento e descongelamento, já que estes animais possuem tiaminases naturais 
que não são destruídas durante o processo, decompondo a tiamina. Devido a isso, são 
observadas neuropatia e cegueira. O diagnóstico geralmente é terapêutico por meio da 
suplementação de tiamina.
Deficiência de Iodo
Pode ocorrer devido a dietas deficientes em iodo ou consumo excessivo de goitrogênicos 
(por exemplo, couve e espinafre), que dificultam a sua absorção. Girinos afetados podem 
não completar a metamorfose. O tratamento pode ser realizado com a suplementação 
de iodo e tiroxina.
Esteatite
Ocorre devido à ingestão de peixe ou outras presas, armazenados de forma inadequada. 
Os animais atingidos podem apresentar dor abdominal. Recomenda-se a remoção 
133
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
da gordura afetada. A administração de vitamina E e selênio pode ser útil por serem 
antioxidantes.
Outras doenças
Síndrome da má-adaptação
É caracterizada pela falha em prosperar a um novo cativeiro, geralmente devido ao 
manejo e habitat inadequados, incluindo baixas temperatura e umidade ambientais, 
bem como uma má qualidade nutricional. Animais afetados geralmente apresentam 
perda de peso e massa muscular, bem como anorexia e letargia. O diagnóstico é 
complicado, envolvendo a exclusão de outros processos patológicos em um animal 
recentemente inserido em um novo viveiro. Deve ser fornecida terapia de suporte 
até que o animal possa ser climatizado e corrigir o manejo, bem como rastrear outras 
doenças que possam estar ocorrendo.
Cálculos urinários
Quando originários nos rins são geralmente causados por oxalato, o qual é disponível 
em itens alimentares, como plantas que as presas podem se alimentar. Quando criados 
na bexiga tendem a ocorrer em anuros uricotélicos desidratados. O anfíbio afetado 
pode apresentar letargia, perda de peso, hidroceloma e edema. Cálculos localizados 
na bexiga podem ser palpados eventualmente, mas também podem ser necessárias 
radiografias. O tratamento geralmente requer cistotomia, remoção de plantas com 
oxalato do terrário e terapia de suporte.
Impactação
Problema comum em sapos maiores pelo consumo de presas muito grandes, ingestão 
de corpos estranhos, bezoares (acúmulo de material não digerido, principalmente no 
estômago). Em animais afetados pode ocorrer diminuição da capacidade respiratória, 
com consequente hipóxia e hipercarbia, letargia e inchaço abdominal. A palpação, 
assim como exames de imagem – radiografia ou ultrassom, por exemplo –, podem ser 
úteis para o diagnóstico. A remoção do material do estômago pode ser relativamente 
simples e realizada manualmente ou por lavagens, pois é um grande órgão e anuros têm 
um esôfago curto. Para impactações intestinais com evidência de peristaltismo normal, 
pode ser tentado óleo mineral ou laxante, mas, se o animal não estiver defecando, a 
intervenção cirúrgica se faz necessária.
134
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
Prolapso
O conhecimento da anatomia normal é necessário para diferenciar os tecidos quando 
houver um prolapso. O prolapso gástrico pode ocorrer de forma transitória em um 
animal saudável, já que não é incomum que os anuros evertam seus estômagos para 
expulsar itens nocivos de presas, embora também possa ocorrer secundário ao aumento 
da pressão intra-abdominal. Por outro lado, o prolapso cloacal pode ser causado por 
hipocalcemia (devido à diminuição do peristaltismo), impactação intestinal, parasitos, 
toxinas, dietas volumosas inadequadas ou corpos estranhos. Nele, podemos observar a 
exposição do tecido do reto, oviduto ou bexiga urinária. 
O tratamento depende do quanto o tecido estiver preservado, podendo ser realizada 
a reversão manualmente ou, se houver maiores comprometimentos, amputação 
cirúrgica de parte do tecido. O tratamento de um prolapso de vesícula urinária requer 
desinfecção com clorexidina a 0,5% e a sutura da bexiga à parede celomática. O prolapso 
retal ou de oviduto requer limpeza e redução do tecido inchado. Isso pode ser realizado 
fazendo pressão com um instrumento não traumático sob uma gaze com uma solução 
hipertônica (como açúcar ou mel) e, se necessário, sutura bolsa de tabaco ao redor da 
abertura.
Intoxicações
Podem ocorrer intoxicações devido a diversos agentes que podem ser tóxicos a 
anfíbios, como colas de PVC, nicotina, pesticidas, desinfetantes e anti-helmínticos. 
Os sinais clínicos dependem do tóxico, mas geralmente apresentam irritação na pele, 
hiperexcitabilidade, neuropatias, entre outros. O mais desafiador é a realização do 
diagnóstico, que necessita de uma detalhada anamnese. É possível realizar testes em 
urina, fezes, soro e sangue, bem como enviar cérebro, fígado, rim, conteúdo do trato 
digestivo, urina e pele para histopatologia. O animal deve ser removido do ambiente 
contendo o tóxico e enxaguado com água declorada. A frequência cardíaca deve ser 
avaliada constantemente e a utilização de atropina pode ser feita se necessária.
Traumas
Lesões e fraturas podem ocorrer devido à manipulação humana ou por manter os 
animais em ambientes inadequados. Traumas causados por presas vivas, como grilos, 
são comuns quando os anfíbios não se alimentam de todos os animais e estes não são 
removidos do viveiro. Podem ocorrer também queimaduras térmicas devido ao contato 
intenso com aquecedores. O diagnóstico exige um histórico detalhado, bem como 
135
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
exame físico, radiografias, ultrassom. O tratamento deve ser sintomático, lembrando 
que anfíbios demoram algum tempo para a cicatrização.
Neoplasias
A metade dos tumores relatados em anfíbios é de origem tegumentar. Papilomas 
epidérmicos, também chamados de papilomas escamosos, verrugas infecciosas ou 
epiteliomas, são os mais descritos em caudatos. Papilomas são hipopigmentados e 
bem demarcados. Lesões solitárias costumam ser pouco preocupantes. Carcinomas 
de células escamosas também foram relatados em anfíbios e são caracterizados como 
regiões hipopigmentadas e elevadas ou pedunculares. Melanoma, melanocitoma e 
melanossarcoma são descritos em várias espécies de anfíbios, variando muito em 
comportamento e morfologia, manifestando-se como nódulos únicos e múltiplos, pouco 
ou muito pigmentados, não palpáveis e invasivos a massas nodulares. O mixoma é uma 
neoplasia proliferativa comum em pererecas, e a recorrência é frequente após a excisão, 
mas possui crescimento lento. Os linfomas de células T e leucemias já foram relatados em 
Xenopus laevis (PASQUIER; ROBERT, 1992). O herpesvírus tipo 1 de rãs é conhecido 
por causar o adenocarcinoma renal de Lucke em Lithobates pipiens mantidos em 
cativeiro sob temperaturas baixas. Outros tumores foram relatados esporadicamente. 
Em geral, os tratamentos publicados parecem depender exclusivamente de cirurgia.
Outros
Outras doenças como a gota articular e visceral podem ocorrer, mas a etiologia é 
desconhecida. Envenenamento por sal é comum em locais que sal é utilizado para 
derretimento de neve, afetando indivíduos que tentam realizar a travessia de rodovias. 
Os animais podem apresentar descoloração da pele, avermelhamento e desorientação. 
O tratamento envolve a limpeza dos animais, mas casos extremos podem levar à morte.
Terapêutica
Sempre deve ser fornecido a um anfíbio uma temperatura ambiental ideal durante o 
período do tratamento. Estes animais podem ser mantidos em ambientes aquecidos 
(20-23°C para animais de ambientes mais frios e 28-32°C para animais de regiões 
tropicais), a fim de estimular seu metabolismo e acelerar o processo de cicatrização. É 
importante também minimizar o estresse, pois isso pode levar à imunossupressão do 
indivíduo. 
Estudos de biodisponibilidade e farmacocinética em anfíbios ainda são poucos.Embora 
estes animais tenham baixas taxas metabólicas e se esperariam doses menores em 
136
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
comparação a outros vertebrados, a alta rotatividade de fluidos afeta a distribuição 
de medicamentos, podendo ser necessário aumentar a dose do fármaco. A rota pela 
qual um medicamento é administrado também é importante. Por exemplo, a utilização 
da absorção cutânea por meio de banhos é eficaz, mas não tanto quanto a inoculação 
parenteral, que exige maiores manipulações. O clínico deve fazer escolhas com base no 
paciente, no diagnóstico e na capacidade de executar um tratamento.
O tratamento por via oral (VO) é mais eficiente e menos estressante quando administrado 
com um item alimentar e engolido voluntariamente. Medicações podem também ser 
injetadas em invertebrados ofertados como presa, mas podem ser rejeitados pelo 
anfíbio se não se manterem ativos. Se necessária, também pode ser feita sondagem 
para a administração forçada de medicamentos. O trato gastrointestinal, na maioria 
dos anuros, é incapaz de reabsorver grandes quantidades de água, portanto, os fluidos 
administrados por VO provavelmente não são tão eficazes quanto os administrados por 
via intracelomática ou intradérmica.
O tratamento tópico é um método muito eficaz e não invasivo em anfíbios. A 
permeabilidade cutânea elevada destes animais permite uma boa absorção por meio 
de banhos ou aplicação direta. É importante salientar que algumas drogas possuem 
coadjuvantes irritantes e seu pH deve ser avaliado, inclusive ao serem diluídas em 
solução salina 0,5% ou solução fisiológica para anfíbios. Ao tratar um anfíbio mediante 
banhos, deve-se imergir o ventre, cuidando para não afogar o animal. A adição de 
drogas direto na água do viveiro deve ser feita com cuidado para não perturbar o filtro 
biológico bacteriano. 
Entre vias parentéricas para a administração de medicamentos em anfíbios, podemos 
citar o acesso subcutâneo (SC), intramuscular (IM), intravenosa (IV), intraóssea (IO), 
intracelomática (ICe) e por meio do saco linfático dorsal. Entre elas, o acesso IM é 
um dos mais utilizados, o qual pode ser feito nos membros torácicos, a fim de evitar 
o sistema porta-renal. Injeções intravenosas podem ser difíceis de administrar em 
anfíbios e geralmente não são práticas, exceto na administração de medicamentos para 
eutanásia, que costumam ser realizados por via IC. Injeções ICe devem ser realizadas 
com o animal em decúbito dorsal, aplicadas no quadrante caudal. Medicações 
administradas por meio do saco linfático são rapidamente absorvidas. 
A nebulização, embora com potencial promissor, não é feita rotineiramente para tratar 
anfíbios. É possível que animais com pneumonia possam se beneficiar deste método. 
Deve ser levado em consideração que já foram relatadas mortes em animais nebulizados 
com levamisol, no entanto, não se sabe se foi a dose ou o próprio procedimento o 
responsável.
137
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Curativos com bandagens podem ser difíceis de executar nestes animais, entretanto, 
curativos líquidos temporários podem ser úteis para fornecer uma barreira contra 
perdas osmóticas e uma cobertura para lesões traumáticas. Existem alguns produtos 
no mercado internacional que podem ser utilizados, assim como produtos à base de 
cianoacrilato.
Antibióticos
A maioria das doses de antibióticos (Tabela 6) para anfíbios são extrapoladas das utilizadas 
para répteis devido à falta de estudos a respeito da farmacodinâmica nestes animais. 
Tetraciclinas, por exemplo, podem ser utilizadas por VO, visto que aparentemente 
não são eficazes quando utilizadas na forma de banhos e quando aplicadas via ICe 
podem causar inflamação local. Enrofloxacina pode causar descoloração, irritação e 
descamação da pele quando administrada de forma parenteral.
Tabela 6. Doses dos principais antibióticos utilizados na medicina de anfíbios.
Fármaco Dose Via Frequência
Ácido Nalidíxico 10µg/ml Banhos Cada 24h
Amicacina 5mg/kg IM, SC, ICe Cada 24 ou 48h
Ceftazidima 30mg/kg IM Cada 72h
Cloranfenicol 50mg/kg IM, SC, ICe, tópico Cada 8 ou 24h
10µg/ml Banhos Cada 24h
Ciprofloxacino 10mg/kg VO Cada 24h
6,7mg/L Banhos De 6 a 8h, a cada 24h, por 7 dias
Doxiciclina 5-10mg/kg VO Cada 12 ou 24h
Enrofloxacino 5-10mg/kg IM, SC, VO, tópico Cada 24h por 7 a 10 dias
Gentamicina 2 a 4mg/kg IM Cada 72h por 4 vezes
1mg/L Banhos Por 8h
2mg/mL Tópico – 
Metronidazol 50-60mg/kg VO, tópico Cada 24h por 3 dias
NItrofurazona 10-20mg/L Banhos Cada 24h
Oxitetraciclina 50-100mg/kg IM, VO Cada 48h
100mg/L Banhos Por 1h, a cada 24h
Piperaciclina 100mg/kg IM Cada 24h
Tetraciclina 50mg/kg VO Cada 12h
Trimetroprima/Sulfadiazina 15 a 20mg/kg IM cada 48h
Fonte: Mitchell e Tully, 2008; Paula e Toledo, 2014.
138
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
Antifúngicos
Banhos de imersão com sais, como cloridrato de benzalcônio e corantes, como verde 
malaquita, são úteis no tratamento de infecções fúngicas tópicas (Tabela 7). É possível 
que cecílias sejam sensíveis ao azul de metileno. Cremes de miconazol ou cetoconazol 
podem ser aplicados em lesões focais. Uma terapia antifúngica sistêmica de longo prazo 
com anfotericina B pode ser útil na mucormicose, já que esse fármaco demonstra uma 
boa atividade in vitro contra espécies do gênero Mucor.
Tabela 7. Doses dos principais antifúngicos utilizados na medicina de anfíbios.
Fármaco Dose Via Frequência
Anfotericina B 1mg/kg ICe Cada 24h, por 14 a 28 dias
Cloridrato de Benzalcônio 2mg/L Banhos Por 30min, a cada 24h, por 3 dias e repetir após 5 dias
Fluconazol 60mg/kg VO Cada 24h
Itraconazol 2-10mg/kg VO Cada 24h, por 14 a 28 dias
10mg/kg VO Cada 24h
0,01% Banhos Por 5 min, a cada 24h, por 11 dias
Cetoconazol 10 a 20mg/kg VO Cada 24h, por 14 a 28 dias
Verde Malaquita 0,2mg/L Banhos Por 1h, a cada 24h
Miconazol 5mg/kg ICe Cada 24h por 14 a 28 dias
Nistatina 1% Tópico –
Fonte: Mitchell e Tully, 2008; Paula e Toledo, 2014.
Antiparasitários
O ponto chave do tratamento antiparasitário (Tabela 8) em anfíbios é não objetivar 
a eliminação dos parasitos, mas sim a redução da carga parasitária, quando elevada. 
É importante ter isso em mente, visto que diversas espécies de parasitos compõem a 
fauna do trato gastrointestinal de animais sadios. O metronidazol é um medicamento 
eficaz para a maioria das infecções por protozoários. Medicações com sulfa podem ser 
eficazes contra coccídios. Levamisol tem sido usado topicamente em vários animais, 
no entanto existem relatos de paralisia flácida por esses fármacos em cecílias e Pipa 
pipa. Se utilizado, os animais devem ser lavados com água declorada 1h após o contato. 
Praziquantel pode causar reações no local de aplicação em alguns animais. Ivermectina 
pode ser usada para eliminar nematódeos e ectoparasitos, porém, algumas formulações 
possuem propilenoglicol, que pode irritar a pele de anfíbios. Fenbendazol é muito eficaz 
139
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
contra nematódeos. Sempre, ao administrar um antiparasitário, é importante não 
deixar de limpar o recinto do animal, removendo e substituindo o substrato e quaisquer 
itens porosos.
Tabela 8. Doses dos principais antiparasitários utilizados na medicina de anfíbios.
Fármaco Dose Via Frequência
Cloreto de Sódio 6g/L Banhos Por 5 a 10min
Febendazol 100mg/kg VO 2 doses com intervalo de 14 dias
50mg/kg VO Cada 24h, por 3 a 5 dias, e repetir em 2 a 3 semanas
Ivermectina 10mg/L Banhos Por 60 min, durante 7 dias
0,2-2mg/kg Tópico –
0,2 a 0,4mg/kg IM, VO 2 doses com intervalo de 14 dias
Levamisol 10mg/kg IM, ICe ou tópico 2 doses com intervalo de 14 dias
100-300mg/L Banhos 3 doses com intervalo de 14 dias
Metronidazol 10mg/kg VO Cada 24h, por 5 a 10 dias
100 a 150mg/kg VO 1 dose, a cada 14 dias
50mg/kg VO Cada 24h, por 3 dias
Oxitetraciclina 25mg/kg SC, IM Cada 24h
50mg/kg VO Cada 24h
1g/kg VO Cada 24h, por 7 dias
Permanganato de Potássio 7mg/L Banhos Por 5 min, cada 24h
Piperazina 50mg/kg VO 1 dose e repetir em 14 dias
Praziquantel 8-24mg/kgVO, SC, ICe 1 dose e repetir entre 7 a 21 dias
10mg/L Banhos Por 3h e repetir em 7 a 21 dias
Sulfadiazina 132mg/kg Cada 24h
Sulfametazina 1g/L Banhos – 
Tetraciclina 50mg/kg VO Cada 12h
Tiabendazol 50-100mg/kg VO 1 dose e repetir em 14 dias
100mg/L Banhos 1 vez e repetir em 14 dias
Tripetoprima/Sulfametoxazol 15mg/kg VO Cada 24h, por 21 dias
Fonte: Mitchell e Tully, 2008; Paula e Toledo, 2014.
Outros fármacos
Relatos de uso de antivirais para tratar anfíbios são raros, devido ao subdiagnóstico 
e pouco acesso às medicações na medicina veterinária. Opioides, agonistas alfa-2-
adrenérgicos e anti-inflamatórios não esteroidais (AINEs) podem ser usados para 
aliviar a dor em anfíbios (Tabela 9).
140
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
Tabela 9. Doses de fármacos utilizados na medicina de anfíbios.
Fármaco Dose Via Frequência
Alopurinol 10mg/kg VO Cada 24h
Atropina 0,03mg/kg IM –
0,1mg/kg IM, SC –
Butorfanol 0,05-1mg/kg IM, SC, VO Cada 12h
Cetoprofeno 2mg/kg IM, SC Cada 24h por 5 dias
Doxapram 5mg/kg IM, IV –
Epinefrina 1:1000 0,2 a 0,5ml IM, IV, ICe –
Fentanil 0,5µg/g IM –
Flunixina 1mg/kg IM, SC Cada 24h
Furosemina 5mg/kg IM – 
Fosfato Sódico de Dexametasona 0,1 a 0,5mg/kg Tópico Cada 24h, por 3 a 5 dias
0,1-0,5mg/kg IM, ICe Cada 24h, por 3 a 5 dias
Glubionato de Cálcio 1ml/kg VO Cada 24h, por 30 dias
Gluconato de Cálcio 2,3% Banhos Por 1 a 2h, a cada 24h
Gluconato de Cálcio 10% 100mg/kg IM, IV, SC, ICe Cada 4 ou 6h, por 24h
Meperidina 200µg/g IM Cada 16h
Morfina 20-160mg/kg IM, SC, tópico –
Selênio 0,1mg/kg IM –
Vitamina B1 (tiamina) 25-100mg/kg IM, ICe, VO –
Vitamina B (complexo) 0,26ml/L Banhos –
0,1 ml/300g VO cada 24h, por 7 dias
Vitamina D3 2 a 3IU/ml Banhos –
1000IU/kg – –
100-400UI/kg VO –
Vitamina E 100-400 IU/kg VO –
1mg/kg VO, IM Cada 7 dias
Fonte: Mitchell e Tully, 2008; Paula e Toledo, 2014.
Fluidoterapia
Manter a integridade da pele de anfíbios é de extrema importância, dada a sua 
participação na respiração e transporte de íons. Dessa forma, a desidratação nesses 
animais deve ser evitada a qualquer custo. Animais desidratados podem apresentar 
enoftalmia (afundamento do globo ocular), aumento de muco com coloração amarelada 
na cavidade oral e pele enrugada, descorada ou pegajosa. Perda de peso e falta de micção 
durante o manuseio também podem indicar uma possível desidratação. Quando a pele, 
141
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
rins ou brânquias são danificadas podem ocorrer desequilíbrios fatais de eletrólitos. 
Fluidoterapia é essencial quando há lesões cutâneas ou uma suspeita de doença renal, 
tomando as devidas precauções com a sobrecarga de fluidos. 
Os anfíbios aquáticos dependem de seus rins para excreção de água e retenção de 
solutos. Caso esses órgãos falhem, o animal pode ter dificuldade em manter o balanço 
de íons, solutos ou líquidos. Nesses casos, a fluidoretapia pode ser um desafio. A terapia 
de reposição pode causar sobrecarga de volume circulante, superando a capacidade 
do coração e podendo resultar em morte. A chave é manter o balanço eletrolítico. A 
osmolaridade plasmática deve ser maior que 200mOsm/L. 
A água doce é um meio hipotônico, enquanto os fluídos para mamíferos são hipertônicos 
para estes animais. É possível produzir uma solução fisiológica (isotônica) para 
anfíbios (1L de água destilada para 6,6g NaCl, 0,15g KCl, 0,15g CaCl2 e 0,2g NaHCO3) 
diretamente na clínica. Quando houver uma sobrecarga de fluído, como no edema ou 
ascite, é possível administrar uma solução hipertônica para anfíbios (1L de água destilada 
para 7,3g NaCl, 0,17g KCl, 0,17g CaCl2 e 0,22g NaHCO3) (MITCHELL; TULLY, 2008).
Terapia de emergência
A fluidoterapia é essencial para um animal desidratado, podendo ser administrada em 
banhos com solução fisiológica para anfíbios, garantindo que a cabeça fique acima da 
linha de água para evitar afogamentos. O oxigênio suplementar também pode ser usado 
e administrado diretamente ou nebulizado, tomando o cuidado para não secar o animal. 
É importante manter o indivíduo em uma boa faixa de temperatura, a fim de elevar 
sua taxa metabólica e a consequente distribuição dos fármacos. Antibioticoterapia de 
amplo espectro prévia ao antibiograma deve ser focada no tratamento de organismos 
anaeróbicos. Em geral, os objetivos da terapia de emergência incluem isolar o animal, 
garantir uma faixa de temperatura adequada, fornecer oxigênio, corrigir déficits de 
líquidos e iniciar o tratamento apropriado.
Cirurgia
Os animais devem ser submetidos ao jejum de sólidos antes de procedimentos 
cirurgicos. Para pequenos anfíbios, um jejum de 4 horas é suficiente, enquanto que 
para anfíbios maiores (maiores que 20 g), jejum de 24 a 48 horas é mais apropriado. 
Analgesia deve ser obrigatoriamente administrada e antibioticoterapia profilática deve 
ser considerada. O paciente pode ser banhado em solução fisiológica de anfíbios por 
60 minutos antes da cirurgia para garantir sua hidratação. É bastante difícil manter 
142
UNIDADE VI │ MEDICINA DE ANFÍBIOS
um animal úmido em um campo estéril. O paciente pode ser umedecido regularmente 
com água destilada ou declorada durante o procedimento. Uma solução de 0,5% a 1% 
de clorexidina pode ser usada para desinfetar suavemente o campo cirúrgico, evitando 
esfregar o animal. 
Instrumentais utilizados para procedimentos oftálmicos são preferíveis para cirurgias 
em anfíbios devido a sua delicadeza e por permitir ao cirurgião a manipulação de tecidos 
menores. Anfíbios toleram relativamente bem a perda de sangue e tendem a ter menos 
complicações pós-cirúrgicas do que vertebrados maiores. Após os procedimentos 
necessários, animais de vida livre devem retornar o mais rápido possível para seu 
ambiente natural, a partir de 2 dias, devido à possibilidade de não se adaptarem ao 
cativeiro.
Antes de realizar uma amputação, deve ser considerado o comportamento natural 
de uma espécie. A amputação dos membros posteriores pode ser feita com sucesso e 
geralmente resulta no retorno a todas as funções, exceto a reprodutiva. Para isso, todo 
o fêmur deve ser removido. A amputação de um membro anterior também pode ser 
feita, mas alguns animais precisam de ambos os membros anteriores para postura, 
deambulação e manipulação de comida. Tritões podem regenerar membros ausentes. 
Amputações da cauda também podem ser feito em caudatos e algumas espécies 
realmente realizam autonomia. Fraturas podem ser imobilizadas com talas, fixadores 
externos ou pinos intramedulares.
Ao realizar uma celiotomia, deve-se tomar cuidado para evitar a punção dos pulmões e 
trato gastrointestinal. Dependendo do sexo e estação, a presença de grande quantidade 
de gordura e ovários pode dificultar a visualização de outros órgãos. Uma incisão 
paramediana deve ser feita para evitar a veia abdominal. O fechamento de duas camadas 
como sugerido na medicina de pequenos animais, pode ser o ideal, mas muitas vezes 
não é possível. A laparoscopia é uma ferramenta minimamente invasiva usada para 
avaliação reprodutiva e para biópsias de órgãos internos. Uma cistotomia pode ser 
realizada para remover cálculos císticos. Ovariectomia pode ser realizada se for tomado 
cuidado para observar a vascularização. 
A enucleação é considerada um último recurso e é usada principalmente como uma 
ferramenta de controle da dor. Existe uma membrana entre a cavidade ocular e bucal, 
que não deve ser danificada. Embora tolerem uma maior perda de sangue, a hemostasia 
deve ser o foco principal, pois podem ocorrer hemorragias extensas, especialmente em 
anfíbios pequenos.
É importante lembrar que são animais bastante escorregadios e difíceis de controlar. 
A pele pode ser suturada com fios 4.0 a 6.0. As suturas absorvíveis têm sua absorção 
acelerada em ambientes úmidos, portanto, podem ser usados monofilamentos não 
absorvíveis. Suturas interrompidas devem ser usadas para evitar o risco de deiscência. 
143
MEDICINA DE ANFÍBIOS │ UNIDADE VI
Os adesivos de cianoacrilato podem ser usados sobre incisões suturadaspara garantir 
uma barreira à prova de água e evitar a colonização bacteriana.
Eutanásia
É importante considerar o destino do corpo do animal após a eutanásia ao escolher por 
uma via de acesso, visto que a administração de medicações ICe pode gerar artefatos 
histológicos. Alguns métodos, anteriormente difundidos, já não são mais aceitos como 
métodos humanos de eutanásia em anfíbios, como a hipotermia e intoxicação por 
CO2, já que estes animais apresentam uma baixa frequência respiratória e toleram por 
bastante tempo baixas temperaturas, prolongando o procedimento e sofrimento. 
A eutanásia de animais ectotérmicos é particularmente difícil. A imersão de anfíbios 
em MS-222 em doses acima de 200mg/kg IC ou em banhos acima de 250mg/L age 
rapidamente, mas não deve ser utilizado quando estes animais foram destinados 
para alimentação. Pode ser usado Hidrocloreto de Benzocaína em doses acima de 
250mg/L se for uma eutanásia em massa. A eutanásia de anfíbios com overdose de 
barbitúricos é particularmente difícil. Devido à natureza errática de barbitúricos em 
anfíbios, é preferível aprofundar com anestésicos voláteis e então promover a overdose 
por via intracardíaca ou intracelomática. O fenobarbital pode ser usado em 100mg/
kg ICe, causando morte em 30 minutos, sendo mais rápido quando administrado IC. 
Pentobarbital de sódio pode ser utilizado em doses de 100mg/kg. Ao final de qualquer 
método pode ser feita uma punção por meio do forame magno para assegurar a morte 
do animal.
144
Referências
ALDRIN, M. et al. A stochastic model for the assessment of the transmission pathways 
of heart and skeleton muscle inflammation pancreas disease and infectious salmon 
anaemia in marine fish farms in Norway. Prev. Vet. Med., 93, 51-61, 2010.
ALLENDER, M. C.; FRY, M. M. Amphibian hematology. Veterinary Clinics of North 
America: Exotic Animal Practice, 11(3), 463-480, 2008.
ALMOSNY, N. R. P. Patologia clínica em vertebrados ectotérmicos. In: CUBAS et al. 
Tratado de Animais Selvagens: medicina veterinária. São Paulo: Roca, 2 ed., 1597-
1623, 2014.
AMPHIBIAN CARE. Terrarium and Vivarium Maintenance. 2008. Disponível 
em: https://www.amphibiancare.com/frogs/articles/terrariummaintenance.html. 
Acesso em: 10 abr. 2020.
BOMBARDELLI, R. A.; MEURER, F.; SYPERRECK, M. A. Metabolismo Proteico em 
Peixes. Arquivos de Ciências Veterinárias e Zoologia da UNIPAR, 7(1). 2004.
BOOTLAND, L. M.; LEONG, J. C. Infectious hematopoietic necrosis virus. In: WOO 
P.T.K.; Bruno D. W. Fish Diseases and Disorders, Volume 3: Viral, Bacterial and 
Fungal Infections, CAB International, Oxon, UK, p. 57-121, 1999.
BOVO, G. et al . Viral encephalopathy and retinopathy outbreak in freshwater fish 
farmed in Italy. Dis. Aquat. Org., 96, 45-54, 2011.
CAMPBELL, T. Hematology of Fish. In: THRALL, M. A. et al. Veterinary hematology 
and clinical chemistry, p 298-312, 2012.
CATENAZZI, A., E.; LEHR AND R. VON MAY. The amphibians and reptiles of Manu 
National Park and its buffer zone, Amazon basin and eastern slopes of the Andes, Peru. 
Biota Neotropica, 13(4), 269-283. 2013.
CHEERAN, J. V. Textbook of wild and zoo animals: care and management. 
International Book Distributing Company, 2004, 247 p.
CHRISTIANSEN D.H. et al. A low-pathogenic variant of infectious salmon anemia 
virus (ISAV1 - HPR0) is highly prevalent and causes a nonclinical transient infection 
145
REFERÊNCIAS
in farmed Atlantic salmon (Salmo salar L.) in the Faroe Islands. J. Gen. Virol., 92, 
909-918, 2011.
CLAUSS, T. M.; DOVE, A. D.; ARNOLD, J. E. Hematologic disorders of fish. Veterinary 
clinics of North America: Exotic animal practice, 11(3), 445-462, 2008.
CONLON, J. M. et al. Freeze tolerance in the wood frog Rana sylvatica is associated 
with unusual structural features in insulin but not in glucagon. Journal of molecular 
endocrinology, 21(2), 153-160. 1998.
COOPER, M. Southern Leopard Frog (Lithobates sphenocephalus). 2018. 
HerpMapper. Disponível em: https://www.herpmapper.org/record/218298. Acesso 
em: 4 abr. 2020.
CUNNINGHAM, A. A. et al. Pathological and microbiological findings from incidents 
of unusual mortality of the common frog (Rana temporaria). Philosophical 
transactions of the Royal Society of London. Series B: Biological sciences, 
351(1347), 1539-1557, 1996.
ENDENEON. Pipa pipa. 2011. Disponível em: https://commons.wikimedia.org/wiki/
File:Pipa_pipa_whole_body.jpg. Acesso em: 2 abr. 2020.
FERNANDES, T. L. et al. Carrying progeny on the back: reproduction in the Brazilian 
aquatic frog Pipa carvalhoi. South American Journal of Herpetology, 6(3), 161-
176. 2011.
FOWLER, M. E.; CUBAS, Z. S. Biology, medicine, and surgery of South American 
wild animals. Iowa State University Press. 2001.
GAIGA, R. Siphonops annulatus. 2012. Flickr. Disponível em: https://www.flickr.
com/photos/renato_gaiga/6875900748. Acesso em: 4 abr. 2020.
GENTZ, E. J. Medicine and surgery of amphibians. Ilar Journal, 48(3), 255-259, 
2007.
GOTTER, A. L.; KAETZEL, M. A.; DEDMAN, J. R. Electrocytes of Electric Fish. In: 
SPERELAKIS, N. Cell Physiology Source Book, 4 ed. Academic Press, 855-869, 
2012.
GROFF, J. M. et al. An epizootic of cutaneous zygomycosis in cultured dwarf african 
clawed frogs (Hymenochirus curtipes) due to Basidiobolus ranarum. Medical 
Mycology, 29(4), 215-223, 1991.
146
REFERÊNCIAS
GRUBER, S. H.; KEYES, R. S. Keeping sharks for research. In: HAWKINS, A. D. 
Aquarium Systems. New York: Academic Press. p. 373-402, 1981.
HEDGES, S. B.; DUELLMAN, W. E.; HEINICKE, M. P. New World direct–developing 
frogs (Anura: Terrarana): Molecular phylogeny, classification, biogeography, and 
conservation. Zootaxa, 1737, 1-182, 2008. 
HICKMAN, C., ROBERTS, L. AND LARSON, A. Integrated Principles of Zoology, 
11 ed. Columbus, McGraw-Hill, 2000.
HIPOLITO, M. et al. Detecção ao microscópio eletrônico de transmissão de partículas 
virais semelhantes aos grupos herpes, toga e paramixovírus em rãs-touro (rana 
catesbeiana shaw, 1802) criadas comercialmente. Primeiras Observações no Brasil. 
Arq. Inst. Biol, 70, 107-111, 2003.
INSTITUTO CHICO MENDES DE CONSERVAÇÃO DA BIODIVERSIDADE (ICMBio). 
Livro Vermelho da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. Brasília: ICMBio. 
2018, 4162 p.
JEPSON, L. Clínica de animais exóticos: referência rápida. Elsevier Health Sciences, 
p 777, 2011.
JOHANSEN, K.; LENFANT, C.; SCHMIDT-NIELSEN, K.; PETERSEN, J. A. Gas 
exchange and control of breathing in the electric eel, Electrophorus electricus. 
Zeitschrift für vergleichende Physiologie, 61(2), 137-163. 1968.
KLEMM, E. B.; REED, S. A.: POTTENGER, F. M.; PORTER, C.; SPEITEL, T. The Living 
Ocean: Biology and Technology of the Marine Environment. 3 ed. Honolulu. 
University of Hawai’i Curriculum Research & Development Group. 451, 1995.
LAWRENCE, T. Sea lamprey (Petromyzon marinus). 2011. Great Lakes Fishery 
Commission. Disponível em: https://www.flickr.com/photos/43788330@
N05/8740460349/. Acesso em: 21 abr. 2020.
LEWBART, G.A.; SPODNICK, G.; BARLOW, N.; LOVE, N.E.; GEOLY, F.; BAKAL, R.S. 
Surgical removal of an undifferentiated abdominal sarcoma from a koi carp (Cyprinus 
carpio). Veterinary Record, 143, 556-558. 1998.
LONGLEY, L. Saunders Solutions in Veterinary Practice: Small Animal Exotic 
Pet Medicine E-Book. Elsevier Health Sciences, 2010.
147
REFERÊNCIAS
MAILHO‐FONTANA, P. L. et al. Passive and active defense in toads: the parotoid 
macroglands in Rhinella marina and Rhaebo guttatus. Journal of Experimental 
Zoology Part A: Ecological Genetics and Physiology, 321(2), 65-77. 2014.
MARANHO, A.; BALDASSIN, P. Peixes Elasmobrânquios. In: CUBAS et al.,Tratado 
de Animais Selvagens Medicina Veterinária. 2ed. São Paulo: Roca, v. 1, p. 118-
131. 2014.
MARTINEZ, C. D. R.; AZEVEDO, F. D.; WINKALER, E. U. Toxicidade e efeitos da 
amônia em peixes neotropicais. Tópicos Especiais em Biologia Aquática e Aqüicultura. 
Jaboticabal-SP: Sociedade Brasileira de Aquicultura e Biologia Aquática, 6, 
81-95. 2006.
MAYER, J. Not your normal redleg. Lab Animal,34(4), 17-17. 2005.
MERCADER, N.; SERRAS, F. Elly Tanaka’s passion for exploring animal regeneration. 
International Journal of Developmental Biology, 62(6-7-8), 387-391. 2018.
MITCHELL, M.; TULLY, T. N. Manual of Exotic Pet Practice. Elsevier Health 
Sciences. (2008).
MYLNICZENKO, N. D. et al. Blood culture results from healthy captive and free-
ranging elasmobranchs. Journal of Aquatic Animal Health, 19 (3), 159-167. 2007.
NOVAES, R. L. M. Leptodactylus latrans (Steffen, 1815). 2011. Anfíbios e Répteis 
do Brasil. Disponível em: http://ardobrasil.blogspot.com/2011/05/leptodactylus-
latrans-steffen-1815.html. Acesso em: 4 abr. 2020.
OKUMURA, M. P. M.; PEREZ, A. C. A.; FILHO, A. E. Principais zoonoses parasitárias 
transmitidas por pescado – revisão. Revista de Educação Continuada do CRMV-
SP, 1,66-80. 1999.
PANOSSO, R. et al. Cianobactérias e Cianotoxinas em reservatórios do Estado do Rio 
Grande do Norte e o potencial controle das florações pela tilápia do nilo (Oreochromis 
niloticus). Oecol. Bras., 11 (3): 433-449, 2007.
PASQUIER, L. D.; ROBERT, J. In vitro growth of thymic tumor cell lines from Xenopus. 
Journal of Immunology Research, 2(4), 295-307. 1992.
PAULA C. D.; TOLEDO L. F. Anfíbios (rã, sapo e cobra-cega). In: Cubas et al. Tratado 
de Animais Selvagens Medicina Veterinária. 2 ed. São Paulo: Roca. v. 1, p. 132-
151. 2014.
148
REFERÊNCIAS
PESSIER, A. P. An overview of amphibian skin disease. Seminars in avian and 
exotic pet medicine. 11(3), 162-174. 2002.
PEYGHAN, R.; TAKAMY, G. A. Histopathological, serum enzyme, cholesterol and urea 
changes in experimental acute toxicity of ammonia in common carp Cyprinus carpio 
and use of natural zeolite for prevention. Aquaculture International, 10(4), 317-
325. 2002.
PIPREK, R. P.; KLOC, M.; KUBIAK, J. Z. Bidder’s organ–structure, development and 
function. International Journal of Developmental Biology, 58, 819-827. 2015.
RIBEIRO, O. Interação entre a temperatura e o sulfato de cobre na histologia da 
brânquia de tilápia, Oreochromis mossambicus. Internship report, Universidade 
de Trás-os-Montes e Alto Douro, 42. 2017.
SEBBEN, A. et al. Atlas de anatomia comparada de vertebrados: sistema 
urogenital. Brasília: Universidade de Brasília. 2019. 240 p.
SHUTRFLY. Parameter Neutral Aquarium Enrichment. 2019. My Aquarium Club. 
Disponível em: https://www.myaquariumclub.com/parameter-neutral-aquarium-
enrichment-19108.html. Acesso em: 10 de abr. 2020.
SMITH, P. Yellow-Legged Snouted Tree-Frog. 2011. Fauna Paraguay. Disponível 
em: http://www.faunaparaguay.com/scinaxfuscovaria.html. Acesso em: 26 abr. 2020.
SOMMERSET, I. et al. Vaccines for fish in aquaculture. Expert Review of Vaccines. 
4(1), 89-101. 2005.
STOCKER, L. Practical wildlife care. Blackwell Publishing. 2ed. 2005. 364 p.
STOSKOPF, M. K. Fish medicine. ART Sciences. 1993. 656 p.
STOSKOPF, M. K. Tropical fish medicine. Taking the history. Vet. Clin. North Am., 
Small Anim. Pract. 18(2), 283-291. 1988.
TIMM, C. D. Sapo cururu (Rhinella icterica), 22 de dezembro de 2013. Flickr. 
Disponível em: https://www.flickr.com/photos/cdtimm/11672360794. Acesso em: 4 
abr. 2020.
TOLEDO, R. C.; JARED, C. Cutaneous granular glands and amphibian venoms. 
Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Physiology, 111(1), 1-29. 
1995.
149
REFERÊNCIAS
TRILHAS e mergulho. Raia-prego, Arruba e Curação, setembro de 2007. Disponível 
em: http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/slides/006-Raia-Prego.
html. Acesso em: 2 abr. 2020.
TRILHAS e mergulho. Xerelete, Arruba e Curação, setembro de 2007. Disponível 
em: http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/slides/010-Xerelete.html. 
Acesso em: 2 abr. 2020.
WALDOCH, J. A.; BURKE, S. S.; RAMER, J. C.; GARNER, M. M. Melanoma in the 
skin of a nurse shark (Ginglymostoma cirratum). Journal of Zoo and Wildlife 
Medicine, 41(4), 729-731, 2010.
WHITTINGTON, R. J.; BECKER, J. A.; DENNIS, M. M. Iridovirus infections in finfish 
– critical review with emphasis on ranaviruses. Journal of fish diseases, 33(2), 95-
122. 2010.
WHITTINGTON, R. J.; KEARNS, C.; HYATT, A. D.; HENGSTBERGER, S. G.; RUTZOU, 
T. Spread of epizootic haematopoietic necrosis virus (EHNV) in redfin perch (Perca 
fluviatilis) in southern Australia. Aust. Vet. J, 73,112-114, 1996.
WILDGOOSE, W. H. Fish surgery: an overview. Fish veterinary jornal, 5, 22-36. 
2000.
YOSHIMIZU, M.; KASAI, H. Oncogenic viruses and Oncorhynchus masou virus. In: 
Woo, P. T. K.; Bruno, D. D. Fish Diseases and Disorders, 1 ed. UK: CAB International, 
p. 276-301, 2011.
Sites 
Figura 1. Disponível em: https://www.flickr.com/photos/43788330@
N05/8740460349/. Acesso em: 5 set. 2020.
Figura 2. Disponível em: http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/
slides/006-Raia-Prego.htm. Acesso em: 5 set. 2020.
Figura 3. Disponível em: http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/
slides/010-Xerelete.html. Acesso em: 5 set. 2020.
Figura 10. Disponível em: https://www.myaquariumclub.com/parameter-neutral-
aquarium-enrichment-19108.html. Acesso em: 5 set. 2020.
https://www.flickr.com/photos/43788330@N05/8740460349/
https://www.flickr.com/photos/43788330@N05/8740460349/
http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/slides/006-Raia-Prego.htm
http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/slides/006-Raia-Prego.htm
http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/slides/010-Xerelete.html
http://www.trilhasemergulho.com.br/mergulho/abc2/slides/010-Xerelete.html
https://www.myaquariumclub.com/parameter-neutral-aquarium-enrichment-19108.html
https://www.myaquariumclub.com/parameter-neutral-aquarium-enrichment-19108.html
150
REFERÊNCIAS
Figura 15a. Disponível em: https://www.flickr.com/photos/cdtimm/11672360794. 
Acesso em: 5 set. 2020.
Figura 15b. Disponível em: http://ardobrasil.blogspot.com/2011/05/leptodactylus-
latrans-steffen-1815.html. Acesso em: 5 set. 2020. 
Figura 15c. Disponível em: http://www.faunaparaguay.com/scinaxfuscovaria.html. 
Acesso em: 5 set. 2020.
Figura 17. Disponível em: https://www.flickr.com/photos/renato_gaiga/6875900748. 
Acesso em: 5 set. 2020.
Figura 25. Disponível em: https://www.amphibiancare.com/frogs/articles/
terrariummaintenance.html. Acesso em: 5 set. 2020.
Figura 29. Disponível em: https://www.herpmapper.org/record/218298. Acesso em: 
5 set. 2020.
http://ardobrasil.blogspot.com/2011/05/leptodactylus-latrans-steffen-1815.html
http://ardobrasil.blogspot.com/2011/05/leptodactylus-latrans-steffen-1815.html
http://www.faunaparaguay.com/scinaxfuscovaria.html
https://www.flickr.com/photos/renato_gaiga/6875900748
https://www.amphibiancare.com/frogs/articles/terrariummaintenance.html
https://www.amphibiancare.com/frogs/articles/terrariummaintenance.html
https://www.herpmapper.org/record/218298
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	Apresentação
	Organização do Caderno de Estudos e Pesquisa
	Introdução
	Unidade I
	Aspectos Gerais dos Peixes
	Capítulo 1
	Classificação
	Capítulo 2
	Anatomia e fisiologia
	Capítulo 3
	Conservação e zoonoses
	Unidade II
	Criação de Peixes em Cativeiro
	Capítulo 1
	Recintos
	Capítulo 2
	Qualidade da água
	Capítulo 3
	Nutrição
	Unidade III
	Medicina de Peixes
	Capítulo 1
	Medicina preventiva
	Capítulo 2
	Clínica de peixes
	Unidade IV
	Aspectos Gerais dos Anfíbios
	Capítulo 1
	Classificação 
	Capítulo 2
	Anatomia e fisiologia
	Capítulo 3
	Conservação e zoonoses
	Unidade V
	Criação de Anfíbios em Cativeiro
	Capítulo 1
	Recintos 
	Capítulo 2
	Qualidade da água
	Capítulo 3
	Nutrição
	Unidade VI
	Medicina de Anfíbios
	Capítulo 1
	Medicina preventiva
	Capítulo 2
	Clínica de anfíbios
	Referências