Avaliação da Resposta Imunogênica

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE 
CENTRO DE BIOCIÊNCIAS 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOLOGIA PARASITÁRIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
JOSÉ LUCAS ANDRADE 
 
 
 
 
 
AVALIAÇÃO DA RESPOSTA IMUNOGÊNICA DE EXTRATOS PROTEICOS DE 
Plasmodium berghei ANKA E SEU POTENCIAL EFEITO PROTETOR NA 
INFECÇÃO EXPERIMENTAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
NATAL/RN 
2023 
 
 
 
JOSÉ LUCAS ANDRADE 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AVALIAÇÃO DA RESPOSTA IMUNOGÊNICA DE EXTRATOS PROTEICOS DE 
Plasmodium berghei ANKA E SEU POTENCIAL EFEITO PROTETOR NA 
INFECÇÃO EXPERIMENTAL 
 
 
 
 
 
Dissertação de Mestrado apresentada ao programa de 
Pós-Graduação em Biologia Parasitária, como requisito 
parcial para obtenção do título de Mestre em Biologia 
Parasitária. 
 
 
Orientador: Prof. Dr. Valter Ferreira de Andrade Neto 
Coorientador: Prof. Dr. Marcelo Sousa Silva 
 
 
 
 
 
 
 
 
NATAL/RN 
2023 
Andrade, José Lucas.
 Avaliação da resposta imunogênica de extratos proteicos de
Plasmodium berghei ANKA e seu potencial efeito protetor na
infecção experimental / Jose Lucas Andrade. - 2023.
 89 f.: il.
 Dissertação (mestrado) - Universidade Federal do Rio Grande
do Norte, Centro de Biociências, Programa de Pós-graduação em
Biologia Parasitária. Natal, RN, 2023.
 Orientação: Prof. Dr. Valter Ferreira de Andrade Neto.
 Coorientação: Prof. Dr. Marcelo Sousa Silva.
 1. Plasmodium berghei - Dissertação. 2. Malária experimental
- Dissertação. 3. Extratos proteicos - Dissertação. 4.
Imunogenicidade - Dissertação. I. Andrade Neto, Valter Ferreira
de. II. Silva, Marcelo Sousa. III. Título.
RN/UF/BSCB CDU 616.936
Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN
Sistema de Bibliotecas - SISBI
Catalogação de Publicação na Fonte. UFRN - Biblioteca Setorial Prof. Leopoldo Nelson - ­Centro de Biociências - CB
Elaborado por KATIA REJANE DA SILVA - CRB-15/351
 
 
 
AVALIAÇÃO DA RESPOSTA IMUNOGÊNICA DE EXTRATOS PROTEICOS DE 
Plasmodium berghei ANKA E SEU POTENCIAL EFEITO PROTETOR NA 
INFECÇÃO EXPERIMENTAL 
 
 
 
 
Dissertação de Mestrado apresentada ao programa de Pós-Graduação em Biologia Parasitária, 
como requisito parcial para obtenção do título de Mestre em Biologia Parasitária. 
 
 
 
Natal/RN, 31 de agosto de 2023 
 
 
 
BANCA EXAMINADORA 
 
 
_____________________________________________________________ 
Prof. Dr. Valter Ferreira de Andrade Neto – Presidente da Banca 
Departamento de Microbiologia e Parasitologia – UFRN 
 
 
 
 
_____________________________________________________________ 
Profa. Dra. Isabela Penna Ceravolo – Examinador Externo 
Instituto René Rachou – FIOCRUZ-MG 
 
 
 
 
_____________________________________________________________ 
Prof. Dr. André Talvani Pedrosa da Silva – Examinador Externo 
Departamento de Ciencias Biológicas – UFOP
 
 
DEDICATÓRIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 À Maria da Conceição Andrade (In 
memoriam), minha mãe, que é minha luz, força 
e inspiração na vida. 
 À Francisca das Chagas Andrade Pereira 
(In memoriam), minha tia, que partiu 
repentinamente neste ano em curso. Ela que 
sempre foi minha fiel intercessora na terra e 
hoje intercede por mim no celeste lar. 
 Ao meu orientador, Valter Ferreira de 
Andrade Neto, pelos seus ensinamentos, 
dedicação e comprometimento com este 
trabalho. 
 
 
 
AGRADECIMENTOS 
 
 Primeiramente, a Deus, autor e consumador da minha vida (Hb 12, 2), que me sustentou 
nos momentos difíceis, me ajudando a superar as dificuldades próprias deste processo. 
 Ao meu orientador, Prof. Dr. Valter Ferreira de Andrade Neto, pelo aceite na 
orientação, acolhimento e ensinamentos inerentes ao campo da malariologia. Sou grato pela 
confiança, esforço, paciência e, sobretudo, pela parceria com seus alunos. Agradeço por 
compreender nossas dificuldades e estar sempre pronto a nos ajudar com humildade, presteza e 
sabedoria. 
 Ao meu coorientador, Prof. Dr. Marcelo Sousa Silva, pelo entusiasmo e orientações 
que contribuíram com a escrita e o desenvolvimento deste estudo. Agradeço pelas contribuições 
com materiais e reagentes, como também por abrir as portas do seu laboratório pra mim. 
 Aos meus amigos pesquisadores do LABMAT: Dra. Ramayana Morais de Medeiros 
Brito, MSc. Maria Fernanda Bezerra de Souza, MSc. Brena Karisa Campos de Melo, 
MSc. Rízia Maria da Silva, Kezia Maria da Silva Barros por todas as contribuições 
científicas, orientações e convívio excelente ao longo deste trabalho. Aos alunos de iniciação 
científica Ana Beatriz Nunes de Melo e Darly da Silva Ferreira por nossos momentos de 
descontração e aprendizado, bem como pelo andamento da rotina das demais pesquisas do 
laboratório. De modo muito especial, agradeço a aluna de iniciação científica Jecymara Rêgo 
da Silva Tinoco Pereira, por toda a colaboração com este trabalho e por tudo o que tem feito 
por mim. Sou muito grato pelo seu esforço e dedicação que foram fundamentais na realização 
e finalização do presente estudo. 
 À MSc. Aline Maria Vasconcelos Queiroz e a Dra. Glória Regina de Góis Monteiro, 
pelas contribuições e orientações no ensaio imunoenzimático e nos procedimentos 
metodológicos às imunizações, sou extremamente grato pela contribuições de vocês nas 
padronizações das técnicas. 
 Aos meus professores da Pós-graduação em Biologia Parasitária, pelos conhecimentos 
repassados e experiências inerentes à Parasitologia, bem como por tornar o processo de 
construção do conhecimento de forma leve, harmônica e motivadora. 
 Aos meus colegas de turma da Pós-graduação: Lea Isis, Larissa Henrique, Fábio 
Sales, Carlos Vilela, Lucas Abrantes, Joanny Coutinho e Paulo Ferreira por tornarem esse 
processo leve e divertido, obrigado pelas nossas confraternizações, pelas palavras de conforto 
e de sabedoria nos momentos difíceis que passamos nestes dois anos de pós-graduação. 
 
 
 
 
RESUMO 
 
 
A malária é uma doença parasitária de ampla distribuição entre os continentes e é uma 
importante pauta na saúde pública em todo mundo, tendo em vista as altas taxas anuais de 
morbidade e mortalidade. As respostas imunes contra o plasmódio são complexas e lentas, 
decorrentes dos mecanismos que o protozoário possui para sua evasão dos processos 
imunológicos do hospedeiro à infecção. Inúmeros esforços têm sido empregados para a 
compreensão da capacidade das proteínas do plasmódio em modular uma resposta imune 
protetora no hospedeiro a fim de diminuir a replicação do protozoário na fase sanguínea e 
minimizar as complicações da malária grave. Neste contexto, este estudo teve como objetivo 
analisar a capacidade de extratos proteicos obtidos da fase eritrocítica de Plasmodium berghei 
ANKA em estimular uma resposta imunológica efetora no modelo murino e suprimir a 
parasitemia após desafio com 1x105 hemácias parasitadas, utilizando a rota intraperitoneal. 
Foram realizados três ciclos de imunizações utilizando o extrato bruto de P. berghei ANKA, 
associado a dois adjuvantes diferentes: o Hidróxido de Alumínio (HA) e o Adjuvante de Freund 
(AF). Ademais, este esquema de imunização foi avaliado também em camundongos infectados 
e posteriormente tratados e curados, assim como em animais sem imunidade prévia contra 
malária. Cada imunização foi realizada em um intervalo de 15 dias, em camundongos fêmeas, 
espécie Mus musculus, linhagem BALB/C, com idade de 6 a 8 semanas. Após 30 dias da última 
imunização, os animais foram desafiados com o inóculo infectante e avaliados quanto à resposta 
imune humoral e a supressão da parasitemia. Observou-se uma resposta imune humoral 
significativa em comparação ao grupo controle já na primeira imunização, com um aumento na 
produção de anticorpos citofílicos, IgG2a e IgG2b, para os animais já expostos a malária 
previamente. Além disto, nestes mesmos grupos, houve uma supressão da parasitemia quando 
comparados aogrupo dos animais não infectados/não tratados. O grupo experimental composto 
por animais expostos previamente à infecção e imunizados com extrato proteico/HA apresentou 
supressão total da parasitemia no 13º dia. Resultado similar foi observado no grupo imunizado 
com o extrato proteico/AF, apresentando uma redução significativa da carga parasitária, tanto 
em comparação ao grupo controle, quanto em comparação ao grupo não imunizado, mas 
submetido à sucessivas infecções. Os resultados obtidos neste estudo mostram que os animais 
imunizados com os adjuvantes utilizados, na condição de exposição prévia ao parasito, 
apresentam altos níveis de anticorpos específicos e, possivelmente, são menos propensos ao 
desenvolvimento de complicações da malária grave, quando comparado com o grupo não 
imunizado e com os animais submetidos a quadros de reinfecção, sem imunizações. 
 
 
Palavras-chave: Plasmodium berghei; malária experimental; extratos proteicos; 
imunogenicidade. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
 
 
Malaria is a parasitic disease widely distributed across continents and is an important issue in 
public health worldwide, given the high annual rates of morbidity and mortality. Immune 
responses against Plasmodium are complex and slow, resulting from the mechanisms that the 
protozoan has to evade the host's immune processes against infection. Numerous efforts have 
been made to understand the ability of Plasmodium proteins to modulate a protective immune 
response in the host in order to reduce protozoan replication in the blood stage and minimize 
the complications of severe malaria. In this context, this study aimed to analyze the ability of 
protein extracts obtained from the erythrocytic phase of Plasmodium berghei ANKA to 
stimulate an effector immune response in the murine model and suppress parasitemia after 
challenge with 1x105 parasitized red blood cells, using the intraperitoneal route. Three cycles 
of immunizations were carried out using the crude extract of P. berghei ANKA, associated with 
two different adjuvants: Aluminum Hydroxide (HA) and Freund's Adjuvant (FA). Furthermore, 
this immunization scheme was also evaluated in infected mice that were subsequently treated 
and cured, as well as in animals without prior immunity against malaria. Each immunization 
was carried out at an interval of 15 days, in female mice, Mus musculus species, BALB/C 
lineage, aged 6 to 8 weeks. Thirty days after the last immunization, the animals were challenged 
with the infective inoculum and evaluated for humoral immune response and suppression of 
parasitemia. A significant humoral immune response was observed compared to the control 
group in the first immunization, with an increase in the production of cytophilic antibodies, 
IgG2a and IgG2b, for animals previously exposed to malaria. Furthermore, in these same 
groups, there was a suppression of parasitemia when compared to the group of 
uninfected/untreated animals. The experimental group composed of animals previously 
exposed to infection and immunized with protein extract/HA showed complete suppression of 
parasitemia on the 13th day. A similar result was observed in the group immunized with the 
protein extract/FA, showing a significant reduction in the parasite load, both in comparison to 
the control group and in comparison to the non-immunized group, but subjected to successive 
infections. The results obtained in this study show that animals immunized with the adjuvants 
used, in the condition of previous exposure to the parasite, present high levels of specific 
antibodies and, possibly, are less prone to the development of complications of severe malaria, 
when compared to the non-parasite group. immunized and with animals subjected to reinfection 
without immunization. 
 
Keywords: Plasmodium berghei; experimental malaria; protein extracts; immunogenicity. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE ABREVIATURAS 
 
 
ADCC – Citotoxicidade celular dependente de anticorpos 
ADCI – Inibição celular dependente de anticorpos 
Bcl-6 – Proteína B-cell lymphoma 6 
BCR – Receptor de células B 
C1q – Proteína do componente C1 do sistema complemento 
CD25 – Marcador natural expresso nas células T regulatórias 
CD40-L – Ligante do receptor CD40 
CD81 – Grupo de diferenciação 81 
CDPK4 – Quinase dependente de cálcio 
cGMP – Guanosina monofosfato cíclico 
CSP – Proteína circunsporozoíta 
CXCR3 – Receptor 3 de quimiocina CXC 
CXCR5 – Receptor 5 de quimiocina CXC 
DAMPs – Padrões moleculares associados a danos 
EBPb – Extrato Bruto de Plasmodium berghei 
ELISA – Ensaio de imunoabsorção enzimática 
Foxp3 – Fator de transcrição forkhead box P3 
GM-CSF – Fator estimulador das colônias de granulócitos e macrófagos 
ICOS – Molécula coestimuladora induzível de linfócitos T 
IFN-γ – Interferon gama 
IgG – Imunoglobulina G 
IL – Interleucina 
NETs – Armadilhas extracelulares dos neutrófilos 
NK – Células matadoras naturais 
NLRs – Receptores do tipo NOD 
NO – Óxido nítrico 
NOD – Domínio de oligomerização de nucleotídeos 
PAMPs – Padrões moleculares associados a patógenos 
PBS – Tampão fosfato salino 
PD-1 – Proteína de morte programada 1 
PfEMP1 – Proteína 1 de P. falciparum identificada na membrana eritrocitária 
PKG – Proteína quinase dependente de cGMP 
 
 
 
PRRs – Receptores de reconhecimento padrão 
PvDBP – Proteína de ligação Duffy de Plasmodium vivax 
RORγt – Receptor gama órfão relacionado à RAR 
ROS – Espécies reativas de oxigênio 
SDS-PAGE – Gel de poliacrilamida-dodecil sulfato de sódio 
SR-BI – Receptor scavenger classe B tipo I 
T-bet – Fator Transicional T-box/TBX21 
TCR – Receptores de células T 
TGF-β – Fator de transformação do crescimento beta 
Th1 – Linfócitos T CD4+ helper 1 
Th17 – Linfócitos T CD4+ helper 17 
Th2 – Linfócitos T CD4+ helper 2 
TLRs – Receptores do tipo Toll-like 
TNF – Fator de necrose tumoral 
TRAP – Proteína anônima relacionada à trombospondina de plasmódio 
VSA – Antígenos variantes de superfície de hemácias infectadas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1. Distribuição espacial da porcentagem de Plasmodium falciparum para todas as faixas 
etárias acima de 5 anos no período entre 2005 e 2017........................................................... 16 
Figura 2. Ciclo biológico do plasmódio nos hospedeiros vertebrado e invertebrado. ............. 23 
Figura 3. Imunização dos animais pela via de administração subcutânea, na área dorsolateral do 
pescoço do animal ................................................................................................................ 43 
Figura 4. Perfil eletroforético do Extrato Bruto de Plasmodium berghei em SDS-PAGE ...... 46 
Figura 5. Níveis de anticorpos IgG total ............................................................................... 48 
Figura 6. Níveis de anticorpos IgG1 ..................................................................................... 49 
Figura 7. Níveis de anticorpos IgG3 ..................................................................................... 50 
Figura 8. Níveis de anticorpos IgG2a ................................................................................... 51 
Figura 9. Níveis de anticorpos IgG2b ................................................................................... 52 
Figura 10. Curva de parasitemia dos grupos após o desafio experimental ............................. 54 
 
 
LISTA DE QUADRO 
 
Tabela 1. Esquematização dos grupos experimentais ............................................................ 38 
Tabela 2. Esquematização do grupo experimental Infectado/Tratado .................................... 38 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
1. INTRODUÇÃO ..............................................................................................................13 
2. REFERENCIAL TEÓRICO ......................................................................................... 15 
2.1. PANORAMA EPIDEMIOLÓGICO DA MALÁRIA .................................................... 15 
2.2. CICLO BIOLÓGICO DO PLASMÓDIO E RELAÇÕES PARASITO-HOSPEDEIRO. 20 
2.3. IMUNIDADE CELULAR NA MALÁRIA ................................................................... 25 
2.4. IMUNIDADE HUMORAL NA MALÁRIA.................................................................. 29 
3. JUSTIFICATIVA........................................................................................................... 34 
4. OBJETIVOS .................................................................................................................. 36 
4.1. OBJETIVO GERAL ..................................................................................................... 36 
4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ........................................................................................ 36 
5. MATERIAIS E MÉTODOS .......................................................................................... 37 
5.1. ANIMAIS ..................................................................................................................... 37 
5.2. GRUPOS EXPERIMENTAIS ....................................................................................... 37 
5.3. INFECÇÃO EXPERIMENTAL .................................................................................... 38 
5.4. PRODUÇÃO DO EXTRATO BRUTO DE P. berghei ANKA ...................................... 39 
5.5. DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE PROTEÍNAS DO EBPb – DOSAGEM 
POR BRADFORD ............................................................................................................... 40 
5.6. CARACTERIZAÇÃO DO PERFIL ELETROFORÉTICO DO EXTRATO BRUTO DE P. 
berghei ANKA .................................................................................................................... 41 
5.7. MANEJO EXPERIMENTAL DOS GRUPOS COM IMUNIDADE PRÉVIA E 
EXPOSIÇÃO À MALÁRIA ................................................................................................ 41 
5.8. FORMULAÇÃO DOS IMUNIZANTES E CICLOS DE IMUNIZAÇÕES COM EBPb...42 
5.9. DESAFIO EXPERIMENTAL ....................................................................................... 43 
5.10. DETERMINAÇÃO DE ANTICORPOS IGG ANTI-P. BERGHEI POR ELISA .......... 43 
5.11. DETERMINAÇÃO DA CARGA PARASITÁRIA NOS ANIMAIS APÓS O DESAFIO 
EXPERIMENTAL ............................................................................................................... 44 
5.12. ANÁLISE ESTATÍSTICA ........................................................................................ 45 
6. RESULTADOS............................................................................................................... 46 
6.1. CARACTERIZAÇÃO DO PERFIL ELETROFORÉTICO DO EXTRATO BRUTO DE P. 
berghei POR MEIO DE SDS-PAGE. ................................................................................... 46 
6.2. DETERMINAÇÃO DOS NÍVEIS SÉRICOS DE ANTICORPOS NOS ANIMAIS 
IMUNIZADOS COM O EXTRATO BRUTO DE P. berghei ANKA .................................. 47 
 
 
 
6.2. DETERMINAÇÃO DA CARGA PARASITÁRIA NOS ANIMAIS APÓS O DESAFIO 
EXPERIMENTAL ............................................................................................................... 53 
7. DISCUSSÃO .................................................................................................................. 56 
8. RESUMO DOS RESULTADOS .................................................................................... 65 
9. CONCLUSÕES .............................................................................................................. 66 
10. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ........................................................................ 67 
 
 
13 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Segundo a Organização Mundial da Saúde (OMS), em 2021 foram registrados no 
mundo aproximadamente 247 milhões de casos de malária e 619.000 mortes (WHO, 2022). A 
malária é ocasionada por espécies de protozoário do gênero Plasmodium, um parasito 
intracelular transmitido pela picada das fêmeas de mosquitos anofelinos (SICILIANO & 
ALANO, 2015). Desse modo, a malária humana é considerada como um grave problema de 
saúde pública em países emergentes e a patogenicidade das variantes genéticas deste 
protozoário impactam na suscetibilidade do hospedeiro, como também na evolução e 
prognóstico da doença (MILNER-JR, 2018; TALAPKO, et al., 2019; BACHMANN, et al., 
2019). 
É sabido que a imunidade para as infecções por Plasmodium interrompem a ativação e 
diferenciação das células B, sendo uma das grandes interferências na imunidade do hospedeiro, 
impedindo a proteção imunomediada por anticorpos contra a malária (PEREZ-MAZLIAH, et 
al., 2020). Em áreas holoendêmicas a imunidade humoral contra o agente etiológico da malária 
humana pode ser adquirida após sucessivas infecções. Contudo, esta resposta imune não 
permanece por longos períodos de tempo, além de haver a possibilidade de não ser induzida 
adequadamente (ADEMOLUE & AWANDARE, 2018). Além disto, numerosos estudos têm 
sido realizados objetivando a formulação de imunobiológicos eficazes no combate à doença 
(CONWAY, 2015). 
Os numerosos antígenos específicos que propiciam uma imunidade protetora induzida 
a partir de parasitos inteiros ainda não são completamente elucidados, porém, são suficientes 
para desencadear uma resposta imune protetora mais eficiente e durável, quando comparada 
com a que é originada naturalmente após a infecção (PALACPAC & HORII, 2020; COBAN, 
et al., 2010). Associado a isto, os estudos com imunobiológicos de antígenos oriundos do ciclo 
eritrocitário têm apresentados resultados promissores na aquisição de anticorpos que protegem 
o hospedeiro contra as formas clínicas da doença, atuando sinergicamente com células efetoras 
da imunidade inata e adaptativa, inibindo a replicação do parasito e prevenindo a 
hiperparasitemia (BEESON, et al., 2016; GOOD & STANISIC, 2020). 
Ademais, assim como na malária humana, as espécies que infectam roedores, usados 
em estudos experimentais, variam quanto a sua imunopatogênese, dependendo do modelo e da 
cepa de plasmódio utilizada. Esta variação na virulência é expressada, provavelmente, devido 
a composição clonal do agente etiológico da malária, base genética do camundongo, como 
14 
 
também, dos mecanismos de interação entre os clones do plasmódio e o hospedeiro (NIZ, et 
al., 2016; AKKAYA, et al., 2019). 
Um modelo bastante aceito para estudos pré-clínicos na busca de novos antimaláricos e 
protótipos vacinais é o modelo murino infectado com Plasmodium berghei, este modelo abriu 
novas perspectivas e novos insights sobre a infecção da malária em mamíferos (TEIXEIRA & 
GOMES, 2013). Contribuindo para o entendimento da biologia e aspectos da interação parasito-
hospedeiro na infecção com plasmódio (MITRAN & YANOW, 2020). Constituindo uma 
importante ferramenta para avaliar os diferentes níveis de proteção antiparasitária – homóloga 
e heteróloga entre as espécies –, imunogenicidade de extratos antigênicos, bem como a 
imunidade humoral e celular induzida por imunobiológicos na fase pré-clínica (ITSARA, et al., 
2018; PENHA-GONÇALVES, 2019; SMITH, et al., 2020). 
 
15 
 
2. REFERENCIAL TEÓRICO 
 
2.1. PANORAMA EPIDEMIOLÓGICO DA MALÁRIA 
 
 A malária é uma doença de incidência tropical e subtropical existente há milhares de 
anos e com alta taxa de mortalidade global (KAMAU, et al., 2020; LIU, et al., 2021). Em 2021, 
houve cerca de 247 milhões de casos de malária em todo globo terrestre, apresentando uma 
mortalidade por cerca de 619.000 casos, um aumento significativo quando comparado com anos 
anteriores (WHO, 2022). Em 2019 a doença acometeu aproximadamente 229 milhões pessoas 
nas regiões endêmicas do planeta e foi responsávelpor 409.000 mortes (WHO, 2020). O 
aumento expressivo desses números se dá, principalmente, devido a suspensão de serviços 
básicos em saúde, como consequência da pandemia da COVID-19 (HEUSCHEN, et al., 2023; 
GAO, et al.¸2023). A região da África Subsaariana possui um alto número de casos e de óbitos 
por malária, sendo sozinha responsável por metade do número de mortes (GETHING, et al., 
2016; SARFO, et al., 2023). 
O período de incubação da doença depende da espécie de plasmódio envolvida e do 
estado imunológico do hospedeiro, normalmente variando entre 9 a 30 dias (BARTOLONI & 
ZAMMARCHI, 2012). As características sintomatológicas são influenciadas pela espécie 
envolvida na infecção (TALAPKO, et al., 2019). Em síntese, os sinais clínicos referem-se à 
produção de citocinas pró-inflamatórias e pirogênicas relacionadas ao ciclo eritrocítico, tendo 
em vista que as formas exo-eritrocíticas não desencadeiam sintomas, mas são importantes para 
uma resposta imunológica inicial (DUNST, KAMENA, MATUSCHEWSKI, 2017; OYEGUE-
LIABAGUI, et al., 2023). Assim, os sintomas relacionados à doença, independente da espécie 
envolvida, abrangem febre, calafrios, diarreia, cefaleia, dores musculares e articulares, como 
também, pode evoluir para esplenomegalia, trombocitopenia, insuficiência renal e pulmonar 
(ALBRECHT-SCHGOER, et al., 2022; SONG, et al., 2022) 
 O correto diagnóstico do agente etiológico envolvido na doença é extremamente 
importante para o adequado tratamento e é o principal mecanismo de controle da morbidade e 
mortalidade da doença (PERERA, et al., 2022). Nesta instância, aproximadamente duzentas 
espécies do plasmódio infectam vertebrados como mamíferos, aves e répteis. Contudo, apenas 
cinco são especificadamente responsáveis por causarem a doença no homem: Plasmodium 
vivax, P. falciparum, P. malariae, P. ovale e P. knowlesi (SATO, 2021; FIKADU & 
ASHENAFI, 2023). Não descartando outras espécies de malária de primatas não humanos, 
como por exemplo, Plasmodium cynomolgi no Sudeste Asiático, P. brasilianum e P. simium na 
16 
 
América do Sul. Estas espécies podem ser transmitidas aos seres humanos por mosquitos 
vetores, aumentando ainda mais o potencial de zoonoses contínuas (LALREMRUATA, et al., 
2015; BRASIL, et al., 2017; KOJOM-FOKO, et al., 2023). 
P. falciparum está normalmente relacionado a quadros de malária grave, 
principalmente, no continente africano, tendo em vista que esta espécie é responsável por 
aproximadamente 99,7% dos casos de malária nesta região (WHO, 2020; NTABI, et al., 2022), 
apresentando não só um maior número de incidência, como também de mortalidade, conforme 
a figura 1 (WEISS, et al., 2019). 
 
 
Figura 1. Distribuição espacial da porcentagem de P. falciparum para todas as faixas etárias acima 
de 5 anos no período entre 2005 e 2017. A escala de cores é utilizada a fim de indicar áreas de maior 
endemicidade da malária por P. falciparum. As regiões menos endêmicas estão em uma escala linear 
entre 0 e 10, com variações da cor cinza, ao passo em que as regiões com maior incidência da doença 
por essa espécie está entre 10 e 1.000, apresentando cores mais intensas, entre amarelo e roxo. Figura 
adaptada de WEISS, et al., 2019. 
 
 No Brasil a distribuição geográfica da malária, independente da espécie, concentra-se, 
principalmente, na região norte do país, sendo a região amazônica responsável por 99% dos 
casos positivos (GARCIA, et al., 2022). Desses, 25,5% de todos os diagnósticos de malária 
registrados no Brasil no período entre 1990 e 2017 foram oriundos da infecção por P. 
17 
 
falciparum (BEZERRA, et al., 2020). Por conseguinte, o aumento da taxa de malária por esta 
espécie na região extra-amazônica é preocupante, tendo em vista o risco de reintrodução do P. 
falciparum em áreas não endêmicas e livres da doença (AHMED, et al., 2020; GARCIA, et al., 
2022). 
 Quando o merozoíto da espécie P. falciparum invade a hemácia, realiza uma alteração 
estrutural na membrana celular por proteínas de adesão, geneticamente variáveis, que se ligam 
as hemácias infectadas e são sequestrados no endotélio vascular (BUSH, et al., 2021). Realiza 
também o fenômeno de roseteamento eritrocitário, no qual as hemácias infectadas e não 
infectadas se aderem ocluindo as microvasculaturas, minimizando a perfusão tissular. Esse 
processo gera danos em órgãos, problemas de coagulação, encefalopatia, insuficiência 
respiratória e renal, sendo um dos mais salientes processos fisiopatogênicos na malária 
(REULING, et al., 2018; SONG, et al., 2022). 
Plasmodium vivax é o agente etiológico da malária que possui maior distribuição fora 
do continente africano, aproximadamente 2,5 bilhões de pessoas no mundo são consideradas 
propensas à infecção por P. vivax, o que corresponde a mais de um terço de toda população do 
globo terrestre (HOWES, et al., 2016; MARKUS, 2022). Apesar da malária ser uma doença 
tropical, infecções por esta espécie também ocorrem em climas frios, como nos trópicos e 
subtrópicos, possuindo uma vasta distribuição geográfica, além de ser dominante no sudeste 
asiático (WISCOVITCH-RUSSO, et al., 2019; DORP, et al., 2020). 
Os merozoítos de P. vivax invadem preferencialmente reticulócitos e a infecção por esta 
espécie resulta em baixa biomassa de parasitos, quando comparada com a malária causada por 
P. falciparum. (CHAN, et al., 2020). Não obstante, a obtenção da imunidade decorrente da 
infecção por P. vivax acontece de forma mais rápida, em comparação à infecção por P. 
falciparum (KEPPLE, et al., 2021). Assim, em regiões endêmicas, a infecção por P. vivax tende 
a ocorrer em pacientes de todas as faixas etárias, na qual a exposição contínua ao longo do 
tempo resulta em uma imunidade clínica (BATTLE & BAIRD, 2021). Como consequência, 
uma parcela deste grupo populacional pode ser assintomática em infecções posteriores 
(HOWES, et al., 2016). 
 A imunidade clínica à malária se desenvolve após a exposição aos diversos genótipos 
do plasmódio e está fortemente associada ao grau de endemicidade da região (GUPTA, et al., 
1999; GATTON & CHENG, 2004). Em regiões holoendêmicas, a exposição ao parasito é alta 
o suficiente para que a imunidade clínica se desenvolva rapidamente e a maioria dos adultos e 
crianças mais velhas tornem-se clinicamente imunes. Já nas regiões hipoendêmicas, a maioria 
das pessoas não é reinfectada com frequência suficiente para desenvolver imunidade clínica 
18 
 
(GUPTA, et al., 1999). E, mesmo após o desenvolvimento da imunidade clínica, a mesma pode 
ser perdida entre três a cinco anos sem reexposição (SCHOFIELD & MUELLER, 2006; FILIPE 
et al., 2007; DOOLAN; DOBANO; BAIRD, 2009). Quando os indivíduos desenvolvem 
imunidade clínica pela primeira vez, eles são imunes apenas aos sintomas graves. Se a 
reexposição continuar, essa imunidade clínica pode resultar em doença assintomática ou quase 
assintomática (KURTIS, et al., 2001). 
Plasmodium malariae tem seu ciclo de vida no mosquito e no hospedeiro primata 
(COATNEY, 1971). Esta espécie está distribuída na região da África Subsariana, como 
também, em grande parte das ilhas ocidentais do Oceano Pacífico, na Indonésia e no Sudeste 
Asiático (FUEHRERM, CAMPINO, SUTHERLAND, 2022). Há relatos da presença de 
infecções por P. malariae em regiões da Bacia Amazônica situada na América Latina 
(CAVASINI, et al., 2000; RECHT, et al., 2017). Além disto, P. malariae e P. falciparum 
compartilham da mesma distribuição geográfica em regiões da África, apresentando quadros 
de coinfecção entre as duas espécies (BOUDIN, et al., 1991; ALEGANA, et al., 2021; 
ABDULRAHEEM, et al., 2022). Na maioria dos casos, a identificação da infecção por P. 
malariae é extremamente difícil, tendo em vista a sua baixa parasitemia, sendo necessárias 
técnicas de biologia molecular como estratégia para o correto diagnóstico (COLLINS & 
JEFFERY, 2007; SINGH, et al., 2022). 
Nesta perspectiva, a dificuldade do diagnósticopreciso ocorre devido a menor 
quantidade de merozoítos produzidos a cada esquizogonia em seu ciclo eritrocitário. Associado 
a isto, P. malariae possui preferência em invadir hemácias mais velhas, limitando ainda mais a 
densidade parasitária da espécie no curso da infecção (LESKI, et al., 2020; DAILY, et al., 
2022). Estas características favorecem o desenvolvimento de uma resposta imunológica mais 
robusta, tendo em vista a limitação da variação antigênica clonal do parasito, devido à baixa 
replicação do mesmo em seu ciclo intraeritrocitário, diferentemente do que acontece com P. 
falciparum (COLLINS & JEFFERY, 2007; ORIERO, et al., 2020). Além disto, na fase exo-
eritrocítica, alguns esquizontes não amadurecem de forma síncrona, liberando merozoítos ao 
longo do tempo, o que pode favorecer a recrudescência da infecção após o tratamento com 
antimalárico (RUTLEDGE, et al., 2017; GRANDE, et al., 2019). 
A malária por P. ovale é endêmica na zona tropical da África Ocidental, não sendo 
comum nas demais regiões. Em outras localidades do globo esta espécie possui uma frequência 
que não chega a 1% dos diagnósticos, mesmo que tenha sido identificado na Indonésia, Filipinas 
e Papua-Nova Guiné (MUELLER, et al., 2007; FUEHRER, et al., 2022; LEONARD, et al., 
2022). Ademais, desde 2010, Plasmodium ovale foi separado em duas subespécies 
19 
 
geneticamente distintas: P. ovale wallikeri e P. ovale curtisi (OGUIKE, et al., 2011). Esta 
distinção foi realizada com base na biologia molecular do parasito, tendo em vista que elas são 
semelhantes quanto as características morfológicas e de infecção (MILLER, et al., 2015; 
MAHITTIKORN, et al., 2021). 
O ciclo de vida de ambas as subespécies inclui a formação de hipnozoítos hepáticos que 
podem ser reativados em mais de um ano após a infecção inicial (RUTLEDGE, et al., 2017; 
MERRICK, 2020). Contudo, os antimaláricos de rotina usados contra estas espécies conseguem 
evitar a recidiva da doença (GROGER, et al., 2019). É importante ressaltar que ambas as 
espécies de P. ovale infectam reticulócitos, característica que resulta em baixos níveis de 
parasitemia (MAHITTIKORN, et al., 2021). Além do mais, a fisiopatologia da malária por esta 
espécie é mais branda desde que não haja coinfecção com outros patógenos, incluindo P. 
falciparum (HAWADAK, et al., 2021). 
Plasmodium knowlesi é o agente etiológico de malária em primatas não humanos que 
acidentalmente pode infectar o homem, sendo considerada como uma zoonose 
(NASERRUDIN, et al., 2022). Esta espécie está distribuída no continente asiático, 
principalmente em regiões de florestas, tendo em vista a distribuição natural dos hospedeiros 
primatas e vetores (LEE, et al., 2022). Devido ao crescente número de infecções por P. 
knowlesi, a OMS (Organização Mundial da Saúde) acrescentou esta espécie no relatório 
mundial sobre a malária no ano de 2020 (WHO, 2020). 
Dessa forma, a dinâmica epidemiológica da malária por P. knowlesi mostra ser 
dependente de fatores ambientais, comportamentais e genéticos, favorecendo a sua 
disseminação na população humana e apresentando uma doença com uma fisiopatologia 
diferente dos seus hospedeiros naturais (SINGH, et al., 2013; AMIR, et al., 2018; LEE, et al., 
2022). Esta espécie infecta hemácias e apresenta um ciclo de vida assexuado mais curto em 
comparação com as demais espécies, proporcionando uma maior parasitemia que é um fator de 
risco para malária grave, principalmente na ausência de um tratamento imediato e adequado 
(RAJAHRAM, et al., 2019; NASERRUDIN, et al., 2022). 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
2.2. CICLO BIOLÓGICO DO PLASMÓDIO E RELAÇÕES PARASITO-
HOSPEDEIRO. 
 
A malária é uma doença infecciosa e parasitária provocada por protozoários unicelulares e 
intracelulares obrigatórios, pertencentes ao gênero Plasmodium, que, por sua vez, fazem parte do 
Supergrupo SAR (Stramenopiles, Alveolata e Rhizaria), Clado Alveolata, Filo Apicomplexa, Ordem 
Haemosporida e Família Haemosporidae (ADL, et al., 2012; ANTINORI, et al., 2012; SATO, 2021). O 
ciclo de vida do plasmódio é heteroxênico, tendo em vista que para completar todo o seu ciclo, ele 
necessita de organismos diferentes (SWAPNA & PARKINSON, 2017). Ademais, o próprio ciclo 
biológico do protozoário é complexo, ocorrendo de duas formas: sexuada no hospedeiro invertebrado, 
ou seja, nos insetos vetores, e assexuada no hospedeiro vertebrado (SICILIANO & ALANO, 2015). 
Dessa forma, a malária humana natural ou vetorial é adquirida quando os mosquitos fêmeas do 
gênero Nyssorhynchus (FOSTER, et al., 2017), subgênero Anopheles, realizam o seu repasto sanguíneo 
e inoculam os esporozoítos – forma parasitária do plasmódio – na derme do ser humano (ABBAS, et al., 
2019; ALVAREZ, et al., 2022). Posteriormente, a glândula salivar do mosquito libera substâncias 
anticoagulantes, vasodilatadoras, imunomoduladoras e anti-hemostáticas, auxiliando a regurgitação do 
sangue pelo vetor, como também, favorecendo a introdução e migração dos esporozoítos para a 
circulação sanguínea (FONTAINE, et al., 2011; WAISBERG, et al., 2014). Após, aproximadamente, 
30 minutos, os esporozoítos infectam os hepatócitos, ocorrendo a primeira fase assexuada do 
desenvolvimento do plasmódio (SICILIANO & ALANO, 2015). 
A infecção dos esporozoítos nos hepatócitos requer duas vias de sinalizações ativadas por 
complexos proteicos do próprio parasito. A primeira delas é a guanosina monofosfato cíclico (Cyclic 
Guanosine Monophosphate – cGMP), mediada pela proteína quinase dependente de cGMP (Protein 
Kinase-G – PKG) e o cátion bivalente do cálcio (Ca2+), mediada pela quinase dependente de cálcio 
(Calcium-Dependent Protein Kinase 4 – CDPK4). Estes mecanismos de transdução de sinais são 
extremamente importantes para a motilidade dos esporozoítos nos hepatócitos (GOVINDASAMY, et 
al., 2016; BALESTRA, et al., 2021; SHARMA, et al., 2021). 
Como também, a proteína circunsporozoíta (Circumsporozoite Protein – CSP) apresenta uma 
importância fundamental neste processo, pois a região II deste peptídeo é reconhecida pelos 
proteoglicanos que possuem receptores heparan-sulfato na membrana dos hepatócitos, internalizando os 
esporozoítos nestas células (LOUBENS, et al., 2021). Outra proteína importante neste processo é a 
proteína anônima relacionada à trombospondina de plasmódio (Thrombospondin Related Anonymous 
Protein – TRAP) que assume um papel relevante na invasão dos esporozoítos no fígado, auxiliando a 
21 
 
sua motilidade, fazendo uma ligação entre o complexo proteico extracelular dos hepatócitos ao 
citoesqueleto de actinomiosina do parasito (KAUSHANSKY & KAPPE, 2016). 
Os esporozoítos chegam ao fígado, aproximadamente entre 30 a 60 minutos após inoculação na 
derme, através dos sinusóides e vão em direção ao parênquima hepático e, posteriormente, infectam os 
hepatócitos. Para isto, os esporozoítos se ligam nos receptores de membrana dos hepatócitos, tais como: 
receptor scavenger classe B tipo I (SR-BI), proteína tetraspanina CD81, proteína claudina-1 e ocludina 
(YALAOUI, et al., 2008; KAUSHANSKY & KAPPE, 2016). A ligação com estes receptores, 
juntamente com a composição proteica e organelas específicas do parasito, facilitam o processo de 
invasão dos hepatócitos. A partir de então, cada esporozoíto irá invadir apenas um hepatócito, se 
alojando no interior do vacúolo parasitóforo, protegendo-se de mecanismos imunológicos, por meio da 
evasão da resposte imune do hospedeiro infectado (VAUGHAN & KAPPE, 2017; LANGLOIS, et al., 
2018). 
O processo de infecção dos hepatócitos é altamente especializado, seletivo e específico, sendo 
extremamente importante para o crescimento e replicação intracelular do parasito (LANGLOIS, et al., 
2018). No interior dos hepatócitos, os esporozoítos se multiplicam assexuadamente, por esquizogonia, 
transformando-se em esquizontes hepáticos multinucleados e posteriormente em milhares de merozoítos 
que migram para os sinusóideshepáticos através de vesículas denominadas merossomos, depositando 
todo o conteúdo de merozoítos na corrente sanguínea (ROTH, et al., 2018; VENUGOPAL, et al., 2020). 
A infecção nos hepatócitos requer interações moleculares entre o parasito e a célula alvo, como, por 
exemplo, o consumo de cálcio intracelular que impede a produção de fosfatidilserina na superfície dos 
hepatócitos, objetivando evitar a apoptose pelas células de Kupffer e outras células do sistema 
fagocitário que circulam nos sinusóides hepáticos (ZHENG, et al., 2014; DAVIES, et al., 2018) 
Nas infecções por P. vivax ou por P. ovale, nos hepatócitos, alguns esporozoítos poderão formar 
os hipnozoítos, que são as formas latentes do parasito. Estas formas parasitárias podem dar origem a 
recaídas da doença meses depois, sem que haja a infecção pelo protozoário através do repasto sanguíneo 
(MARKUS, 2015; MERRICK, 2021). Sendo responsáveis por uma recidiva tardia da malária 
normalmente em um período de 45 a 90 dias para a maioria das linhagens de P. vixax. No entanto, este 
intervalo de tempo pode se estender por até seis meses ou mais, dependendo dos fatores imunológicos 
que envolvem o hospedeiro (COWELL, et al., 2018; MINASSIAN, et al., 2021). 
Os fatores que desencadeiam a reativação dos hipnozoítos e, consequentemente, a continuação 
do ciclo e recidiva da doença ainda não estão totalmente elucidados (DEMBÉLÉ, et al, 2014). Contudo, 
os dados recentes apontam que a ativação de hipnozoítos pode ocorrer por diversos fatores, tais como 
repastos sanguíneos de mosquitos, infecções por outras espécies do plasmódio – tanto por causa de 
proteínas específicas presentes na glândula salivar do vetor, como também, por causa da febre malárica 
22 
 
–, infecções por bactérias patogênicas ou por protozoários que podem originar componentes específicos 
para uma reposta inflamatória, capazes de ativar os hipnozoítos e causar novas infecções no estágio 
sanguíneo (SHANKS & WHITE, 2013; CHAVES, et al., 2016; BERTSCH, et al., 2018). Apesar da 
literatura não relatar a associação de infecções virais com reativações destas formas latentes, existem 
casos de recaída de malária por P. vivax relacionada à coinfecção pelo vírus Sars-Cov-2, agente 
etiológico da COVID-19 (SHAHID, et al., 2021). 
O ciclo eritrocítico ocorre quando os merozoítos provenientes do fígado infectam as hemácias 
(Figura 2), este processo dura normalmente 6 ou 7 dias após saída do parasito dos sinusóides hepáticos. 
Para que isso ocorra é necessário o reconhecimento de receptores de membrana específicos para cada 
espécie do plasmódio, o que impacta em nível de parasitemia e patogenia nas infecções originárias das 
diversas espécies do parasito (LINDNER; MILLER; KAPPE, 2012; MILER-JR, 2018; MOEHRLE, 
2022). As glicoproteínas transmembrana, glicoforinas que são receptores de ligação às proteínas ligantes 
dos merozoítos para P. falciparum realizam a invasão nas hemácias de diferentes estágios de maturação, 
através do complexo multimérico P. falciparum Merozoite Surface Protein 1 (MSP1) (SALINAS & 
TOLIA, 2016; JASKIEWICZ, et al., 2019). 
A infecção por P. vivax envolve a interação entre a proteína Duffy – um receptor para 
quimiocinas, expressa na superfície das hemácias e seus precursores – que se ligará ao P. vivax Duffy 
binding protein (PvDBP), ligante presente nos merozoítos de P. vivax e que é primordial para a infecção 
dos reticulócitos, estágio anterior às hemácias maduras (LO, et al., 2019; GOLASSA, et al., 2021). Além 
disto, estudos têm revelado a existência da infecção por P. vivax em indivíduos que polimorficamente 
não apresentam o receptor Duffy na membrana das hemácias (GOLASSA, et al., 2020; POPOVICI, et 
al., 2020); sugerindo infecção Duffy independente (KEPPLE, et al., 2021). 
O amadurecimento do parasito, que também se dá por esquizogonia no ciclo intraeritrocitário, 
ocorre através de três estágios morfologicamente diferentes: trofozoíto jovem, maduro e esquizonte. O 
parasito inicia o processo de sucessivas divisões assexuadamente na fase de esquizonte (GARG, et al., 
2015). A partir de então, as hemácias se rompem liberando todo o conteúdo parasitário na forma de 
merozoítos que imediatamente irão infectar novas hemácias (Figura 2). Neste processo, são necessários 
de quatro a oito dias para que os sintomas apareçam (PAUL; EGAN; DURAISINGH, 2015; MOEHRLE, 
2022). 
 
 
 
 
 
23 
 
 
Figura 2. Ciclo biológico do plasmódio no hospedeiro vertebrado e invertebrado. O plasmódio possui 
um ciclo de vida complexo, no qual os esporozoítos são inoculados na derme do hospedeiro humano. Estes 
migram para corrente sanguínea e, em seguida, ao fígado, invadindo hepatócitos, iniciando seu ciclo 
exoeritrocítico, formando esquizontes multinucleados que irão se romper, liberando merozoítos que irão 
migrar para circulação sanguínea e invadir hemácias. Nestas células, os merozoítos sofrem 
amadurecimento, transformando-se em trofozoíto jovem, maduro e esquizonte. As hemácias se rompem 
liberando uma grande quantidade de merozoítos na circulação sanguínea. Uma pequena parcela dos 
merozoítos se diferenciam em gametócitos. Estes são ingeridos pelos mosquitos fêmeas do gênero 
Nyssorhynchus e enviados para o seu intestino médio, no intuito de se diferenciar em microgameta e 
macrogameta, zigoto, oocineto, oocisto e, por fim, esporozoíto. Este último é liberado em grande 
quantidade na hemocele do mosquito vetor que irá se deslocar para as glândulas salivares. Desta forma, os 
esporozoítos são regurgitados no repasto sanguíneo. Figura adaptada de MOEHRLE, J. J., 2022. 
 
Após consecutivos ciclos completos de invasão e liberação de merozoítos pelas hemácias 
infectadas, ocorre a diferenciação do parasito em gametócito, forma sexuada do plasmódio, que não 
sofre divisão celular e que é responsável pela manutenção do ciclo no mosquito vetor (GARG, et al., 
2015). Os gametócitos são submetidos a um processo de desenvolvimento em cinco estágios 
morfológicos e são liberados na circulação sanguínea entre três a cinco dias (Figura 2), dependendo da 
espécie (MESSINA, et al., 2018; MOEHRLE, 2022). Esses são observados nas primeiras esquizogonias 
para as espécies de P. vivax, P. malariae e P. ovale, diferentemente do P. falciparum que realiza a 
formação de gametócitos mais tardiamente (ODUMA & KOEPFLI, 2021). 
No curso da infecção por P. vivax, P. ovale e P. falciparum, o ciclo esquizogônico 
intraeritrocitário ocorre a cada 48 horas, diferentemente da infecção por P. malariae em que o 
rompimento das hemácias, no final do ciclo, acontece a cada 72 horas. Por estes motivos, ocorre o 
24 
 
paroxismo febril malárico de forma cíclica (KOTEPUI, et al., 2020; ODUMA & KOEPFLI, 2021). No 
interior das hemácias os trofozoítos e esquizontes usam a hemoglobina como fonte de nutrição para a 
obtenção de aminoácidos importantes para a síntese de proteínas necessárias ao desenvolvimento 
parasitário (MALUF, et al., 2020). Além disto, o protozoário interfere na permeabilidade da membrana 
eritrocitária, intensificando a entrada de isoleucinas, entre outros aminoácidos, e proteínas de baixo peso 
molecular como, por exemplo, metionina, biotina, folatos, purinas e pirimidinas que serão usados em 
seu metabolismo (COBBOLD; MARTIN; KIRK, 2011; THOMSON-LUQUE, et al., 2019). 
A aquisição dos nutrientes pelo parasito necessita de transportadores de membrana e do 
citóstoma, este último consiste na união entre o vacúolo parasitóforo e a membrana plasmática do 
parasito (GOLDBERG; ZIMMERBERG, 2020). Desta forma, o citóstoma fomenta a digestão da 
hemoglobina no vacúolo digestivo, promovendo a formação da hemozoína, um cristal composto de 
dímeros estabilizados por ferro-carboxilato, sendo constituída por ferriprotoporfirina IX e 
metamoglobina (HELLER & ROEPE, 2018). A hemozoína fica retida no citoplasma das hemácias, mas 
é liberada na circulação sanguínea com a ruptura provocada pelos merozoítos eposteriormente é captada 
pelo sistema fagocitário, por meio das células de Kupffer no fígado ou por macrófagos presentes no baço 
(GARG, et al., 2015; BUCSAN & WILLIAMSON, 2020). 
O repasto sanguíneo tem importância no ciclo biológico, tanto do ponto de vista da infecção no 
homem, quanto na manutenção do ciclo pelo inseto vetor (SICILIANO & ALANO, 2015). Os mosquitos 
fêmeas do gênero Nyssorhynchus ingerem as formas parasitárias circulantes no hospedeiro vertebrado, 
porém, somente os gametócitos conseguem dar continuidade ao ciclo que, a partir de agora, passa a ser 
sexuado ou esporogônico (BEIER, 1998). O gametócito ao chegar no intestino médio do mosquito 
encontra condições favoráveis ao processo de gametogênese, tais como diminuição da temperatura, 
inferior a 30 ºC, e aumento do pH devido à redução da pressão de dióxido de carbono (BROCHET; 
BALESTRA; BRUSINI, 2021). Estas mudanças no microambiente são importantes para a formação do 
macrogameta e para o processo de exflagelação que resulta em oito microgametas (TACHIBANA, et 
al., 2017; HITZ, et al., 2020). 
Após, aproximadamente, 30 minutos ocorre a fertilização entre os gametas, dando origem ao 
zigoto. Vinte e quatro horas após a fecundação, esta célula sofre meiose, transformando-se em oocinetos 
que quando maduros migram através das células epiteliais em direção a parede do intestino médio e se 
diferenciam em oocistos (BENNINK; KIESOW; PRADEL, 2016; KUMAR, 2017). Estes sofrem um 
processo de divisão esporogônica entre dez a quatorze dias e são liberados na hemocele do mosquito na 
forma de esporozoítos. Posteriormente, os esporozoítos migram até as glândulas salivares e, em seguida, 
para o ducto salivar. Assim, eles são introduzidos no hospedeiro vertebrado durante o repasto sanguíneo 
(ROMOLI & GENDRIN, 2018; CHUANG, et al., 2021). 
25 
 
2.3. IMUNIDADE CELULAR NA MALÁRIA 
 
Os antígenos do plasmódio são detectados por células que fazem parte da imunidade inata – 
macrófagos, células dendríticas, neutrófilos, células natural killer – e adaptativa do hospedeiro – células 
T e B. Para as células da imunidade inata estes antígenos são reconhecidos por meio de receptores de 
reconhecimento padrão (Pattern Recognition Receptors - PRRs). Como por exemplo, os receptores do 
tipo Toll-like (Toll-like receptors - TLRs) e os receptores do tipo NOD (Nucleotide Oligomerization 
Domain), conhecidos como NLRs (NOD-like receptors) que reconhecem padrões moleculares 
associados à patógenos (Pathogen-associated Molecular Patterns – PAMPs) e a danos (Damage-
associated Molecular Patterns – DAMPs) (POHL & COCKBURN, 2022). 
Para as células da imunidade adaptativa os antígenos do plasmódio são reconhecidos pelos 
receptores de células B (B-cell Receptor – BCR) expressos em sua membrana plasmática, bem como 
pelos receptores TLRs, que proporcionam a proliferação e ativação destas células. Ademais, os antígenos 
do plasmódio também podem ser detectados pelos receptores de células T (T-cell Receptor – TCR) que 
reconhecem antígenos proteicos do parasito apresentados por meio de moléculas do complexo principal 
de histocompatibilidade classe I e II. Assim, por meio destas sinalizações moleculares, o sistema 
imunológico fomenta mecanismos de defesa imediata contra o parasito, ou seja, direcionando as 
respostas de células imunológicas contra o plasmódio, primeiramente por meio de células efetoras da 
imunidade inata e, posteriormente, adaptativa (KAMINSKI, et al., 2019; DOBBS, et al., 2020; OYONG, 
et al., 2022). 
As células NK (Natural Killer) são desenvolvidas na medula óssea e em alguns tecidos linfóides 
secundários. Elas são ativadas a partir da produção de IL-2, IL-12, IL-15 e IL-18 (COOPER; 
FEHNIGER; CALIGIURI, 2001; BURRACK, et al., 2018). Essas células são importantes produtoras 
de IFN-γ que é extremante necessário para a ativação de linfócito e macrófago, uma vez que a ativação 
desta última célula proporciona a fagocitose de merozoítos e hemácias infectadas pelas espécies do 
plasmódio (MOTA, et al., 1998; SU, et al., 2002). 
Estudos mostram a importância das células NK na diminuição da parasitemia no estágio 
sanguíneo em modelos murinos, bem como uma menor chance para o desenvolvimento da incidência e 
dos sintomas da malária cerebral em camundongos infectados com P. berghei, cepa ANKA 
(STEVENSON & RILEY, 2004; MITCHELL, et al., 2005). As células NK estão também relacionadas 
com o decaimento da parasitemia em pacientes adultos e pediátricos infectados com P. falciparum, 
influenciando na redução significativa dos sintomas da malária (DOUMBO, et al., 2014). 
Nessa instância, outro mecanismo relacionado à proteção que as células NK conferem contra a 
malária consiste na cinética da citotoxicidade celular dependente de anticorpos (Antibody-dependent 
26 
 
cellular cytotoxicity – ADCC) que atuam em hemácias infectadas com P. falciparum, por meio da 
mediação de anticorpos que se ligam aos receptores Fc-gama (FcγR) de ativação na superfície das células 
NK (DOUMBO, et al., 2014). Assim, estas células secretam grânulos citotóxicos que lisam os 
merozoítos e as hemácias infectadas pelo plasmódio que estão revestidas com anticorpos citofílicos 
(DICK & HART, 2022). Além disto, as células NK induzem a produção de IFN-γ, atuando na ativação 
de macrófago, induzindo o aumento da secreção de IL-12 e favorecendo um perfil de resposta 
imunológica celular do perfil Th1 (Linfócitos T CD4+ helper 1) (BURRACK, HART, HAMILTON, 
2019). A produção de IFN-γ e a atividade da ADCC realizam o controle da carga parasitária, bem como 
da resposta inflamatória. Tendo em vista que o equilíbrio entre a desgranulação de grânulos citotóxicos 
pelas células NK e a liberação de IFN-γ por elas, reduz a parasitemia e inflamação (MOEBIUS, et al., 
2020). 
O IFN-γ induz nos macrófagos a síntese de radicais livres como óxido nítrico (Nitric Oxide – 
NO), superóxidos e peroxinitrito que conjuntamente criam um ambiente microbicida para agir contra 
hemácias infectadas com plasmódios (FRITSCHE, et al., 2001; EGWU, et al., 2021). Assim, os 
macrófagos e monócitos são as principais células produtoras de IFN-γ em uma infecção pelo parasito, 
sendo de fundamental importância para a eliminação das formas parasitárias e, consequentemente, 
redução das complicações da doença (MANDALA, et al., 2016; KLINKHAMHOM, et al., 2020). 
Os monócitos presentes na circulação sanguínea são importantes para a lise de hemácias 
infectadas, além de funcionar como uma reserva para a substituição de macrófagos teciduais (DOBBS, 
et al., 2017; DOBBS, CRABTREE, DENT, 2021). Estes possuem um papel importante na produção de 
citocinas e moléculas microbicidas como o NO e o IFN-γ que são importantes para os estágios iniciais 
da infecção, principalmente para o acometimento de malária cerebral experimental (STEVENSON & 
RILEY, 2004; ENGWERDA, SS, BUNN, 2014). Além disto, os macrófagos realizam a função de 
células apresentadoras de antígenos, ao passo em que também podem fagocitar esporozoítos do parasito 
na região da derme do hospedeiro infectado (WINKEL, et al., 2020). No modelo murino, os monócitos 
circulantes podem ser recrutados para fagocitar hemácias parasitadas que são sequestradas para a 
superfície das vênulas pós-capilares (LAGASSÉ, et al., 2016). 
Os monócitos exercem um papel importante na inibição celular dependente de anticorpos 
(Antibody-Dependent Cellular Inhibition - ADCI). Os antígenos presentes na superfície dos merozoítos 
são liberados após a ruptura dos esquizontes e lise das hemácias. Em seguida, eles sofrem opsonização 
por anticorpos citofílicos que se ligarão aos receptores Fc-gama (FcγR) de ativação dos monócitos, 
ativando-os e induzindo a produção de mediadores solúveis que inibem o crescimento do protozoário 
em seu ciclo intraeritrocitário (BOUHAROUN-TAYOUN & DRUILHE, 2015; ORTEGA-PAJARES & 
27 
 
ROGERSON, 2018). Nesta perspectiva, estudos têm constatado a significativaredução da parasitemia 
associada a processos de ADCI (JAFARSHAD, et al., 2007; DECHAVANNE, et al., 2022). 
Os linfócitos Tγδ (γδ T cells – Células T gamma-delta) são expandidos expressivamente no curso 
da infecção pelo plasmódio, tanto no hospedeiro humano, como no modelo murino. Como resposta à 
infecção pelo protozoário, estas células produzem importantes citocinas pró-inflamatórias do perfil Th1, 
como fator de necrose tumoral (Tumor Necrosis Factor – TNF) e IFN-γ (PLAMPLONA & SILVA-
SANTOS, 2021). Estudos revelam que as células Tγδ controlam e inibem a replicação do parasito, uma 
vez que adquirem um potencial citolítico através da liberação de grânulos citotóxicos de granulisina, 
ricos em granzima B, adquirindo a capacidade de eliminar os parasitos presentes nas hemácias infectadas 
(HERNÁNDEZ-CASTAÑEDA, et al., 2020; LEFEBVRE & HARTY, 2021). 
Estudos mostram ainda que em exposições repetidas ao plasmódio, os linfócitos Tγδ podem 
intensificar a síntese de moléculas imunorregulatórias, minimizando a intensidade da secreção de 
citocinas pró-inflamatórias que, quando produzidas de forma exacerbada, podem contribuir para a 
patogenia da malária cerebral. Assim, o equilíbrio entre estes balanços é importante para a redução da 
gravidade da doença, principalmente no que diz respeito à malária cerebral, estando diretamente 
relacionado a atenuação dos sintomas da doença no ambiente endêmico (RIBOT, et al., 2019; 
PLAMPLONA & SILVA-SANTOS, 2021). Além disto, na infecção humana, as populações celulares 
dos linfócitos Tγδ passam por um processo de expansão policlonal, mediante a detecção de 
fosfoantígenos oriundos de P. falciparum e P. vivax, independentemente da apresentação clássica do 
antígeno, porém, é dependente da presença de monócitos, linfócitos T CD4+ ou citocinas exógenas 
(DANTZLER & JAGANNATHAN, 2018; FARRINGTON, et al., 2020; JUNQUEIRA, et al., 2021; 
KUMAR, et al., 2022). 
As células T CD4+ orquestram funções cruciais no desenvolvimento dos mecanismos 
imunológicos durante a infecção pelo plasmódio, tanto no modelo experimental, como na malária 
humana (KUMAR, et al., 2020). A ativação dos linfócitos T CD4+ mostrou estar beneficamente 
relacionada à imunidade protetora naturalmente adquirida, através da exposição antigênica ao parasito 
após imunização ou por estudos de malária humana controlada (MONCUNILL, et al., 2022). Estas 
células, quando ativadas por IL-12 e IFN-γ, se diferenciam em células Th1. Ao passo que as células Th2 
(Linfócitos TCD4+ helper 2) são oriundas da diferenciação dos linfócitos T CD4+ por meio da 
estimulação de IL-4 (EDWARDS, et al., 2018; KUMAR, et al., 2020). 
As células do perfil Th1 expressam IFN-γ que tem um papel crucial na ativação de macrófagos 
e auxiliam na troca de classe de anticorpos após a ativação de células B específicas do plasmódio 
(TORRES-RUESTRA, et al., 2020). Como também, expressam o fator transicional T-box/TBX21 (T-
bet) e o fator estimulador das colônias de granulócitos e macrófagos (GM-CSF) que são importantes 
28 
 
para o controle da parasitemia e da infecção no estágio sanguíneo e hepático (BERRETA; PICCIRILLO; 
STEVENSON, 2019). Além disto, as citocinas próprias deste perfil, quando superexpressadas, também 
assumem papéis patológicos no curso da infecção, provocando uma intensa resposta inflamatória 
tecidual, prejudicando a eliciação de uma resposta imune humoral mais robusta e contribuindo para o 
desenvolvimento da forma grave da doença (FRIMPONG, et al., 2020). 
As células TCD4+ podem se polarizar para um perfil Th2, por meio da produção de IL-4, que, 
por sua vez, podem modular a resposta de macrófagos no curso da infecção (WANG, et al., 2020). Além 
disto, a produção de IL-10, quando secretada de forma controlada pelas células Th2, tem fundamental 
importância em contrabalancear a resposta inflamatória quando as citocinas produzidas pelas células do 
perfil Th1 são secretadas de forma exacerbada (BAKIR; TOMIYAMA; ABO, 2011; PEREZ-
MAZLIAH & LANGHORNE, 2015). Nesta perspectiva, estudos revelam que a polarização para um 
perfil Th2, através do uso terapêutico da IL-4, em modelo murino para malária cerebral, reduz a produção 
de quimiocinas e citocinas pró-inflamatórias, minimizando as respostas inflamatórias locais e sistêmicas 
e, por conseguinte, diminuindo danos na barreira hematoencefálica de camundongos tratados, apesar de 
não apresentar atuação na redução da parasitemia (WU, et al., 2018; 2021). 
Na infecção pelo plasmódio, os linfócitos Th17 (Linfócitos T CD4+ helper 17) através da 
incidência de citocinas como IL-6, IL-23, bem como TGF-β (fator de transformação do crescimento 
beta) e o fator de transcrição RORγt, se diferenciam e produzem IL-17A e IL-17F (BUENO, et al., 2012; 
KESWANI, et al., 2016). Estas células possuem a capacidade de secretar IL-21, inferindo que os 
linfócitos Th17 podem exercer funções no centro germinativo, oferecendo um suporte adicional na 
estimulação da proliferação de linfócitos B e sua mudança de isótipo da cadeia pesada, como também, 
influencia na sua diferenciação em plasmócitos (ZOTOS, et al., 2010; GONZALEZ, et al., 2018). 
Na malária as células T auxiliares foliculares (follicular helper T – Tfh) se expandem durante o 
estágio eritrocitário e medeiam a resposta imune humoral, uma vez que contribuem para a formação do 
centro germinativo por meio da produção da citocina IL-21. Assim, através de fatores de transcrição e 
moléculas co-estimuladoras – tais como ICOS, CXCR5, Bcl-6, CD40-L e PD-1 – estas células se 
diferenciam e migram para o folículo linfóide e passam a interagir com as células B (CICALESE; 
SALEK-ARDAKANI; FOUSTERI, 2020). Logo, as células Tfh são importantes na maturação e 
diferenciação de células B, promovem a mudança de isótipo de imunoglobulinas específicas para o 
plasmódio e induzem a produção de anticorpos de alta afinidade por meio da hipermutação somática. 
Além de favorecer a intensa diferenciação de plasmócitos de vida longa e células B de memória. Estas 
células são altamente plásticas, favorecendo um ambiente propício aos diferentes perfis de respostas 
imunológicas celulares – Th1, Th2 ou Th17 – a partir do antígeno envolvido e de acordo com as 
29 
 
citocinas, específicas de cada perfil de reposta, secretadas por elas (FIGUEIREDO, et al., 2017; 
OYONG, et al., 2022). 
As células T reguladoras (Tregs) representam um subconjunto de células TCD4+ que expressam 
constitutivamente os fatores de transcrição Foxp3 e CD25, bem como podem ter expressão de 
marcadores de atividade reguladora (ROCAMORA-REVERTE, et al., 2021). Estas células podem ser 
naturais ou induzidas, esta última classificação ocorre por meio de células apresentadoras de antígenos, 
intervenções terapêuticas ou por meio de citocinas imunomodulatórias, tais como IL-10 e TGF-β que 
possuem uma importante função no controle da inflamação, porém, a elevada produção de citocinas 
regulatórias é prejudicial à depuração do parasito (KUMAR; NG & ENGWERDA, 2019). A acentuada 
síntese de IL-10 inibe a função fagocitária de células efetoras da imunidade inata, expressão de 
moléculas co-estimuladoras, produção de células T e citocinas pró-inflamatórias do perfil Th1 
(CHAUHAN, et al., 2022). 
As células TCD8+ são ativadas e co-estimuladas nos linfonodos e por meio da influência da IL-
2 estas células sofrem expansão clonal, se diferenciando em células efetoras (KAHAN, et al., 2022). Os 
linfócitos TCD8+ são recrutados na malária tanto no estágio sanguíneo, quanto hepático, contudo, é neste 
último estágio, contra as formas exo-eritrocitárias, que estas células exercem uma atividade 
especializada. Sua relevância consiste, principalmente, na produção de citocinas pró-inflamatórias como 
TNF-ɑ e IFN-γ (KELEMEN, et al., 2019). Os linfócitos TCD8+ desencadeiam mecanismos 
antiplasmodiais, através de grânulos de granzima B e perforinas, que ativam a via do NO, induzindo a 
sua produção, impedindo a progressãodo ciclo biológico do parasito no interior dos hepatócitos, 
eliciando uma resposta imunológica celular protetora (HUGGINS, et al., 2017; KAMINSKI, et al., 
2019). 
 
 
2.4. IMUNIDADE HUMORAL NA MALÁRIA 
 
Quando os esporozoítos entram no sangue periférico e migram para os sinusóides hepáticos 
estabelecendo seu ciclo exoeritrocítico, eles desencadeiam uma resposta imune humoral, mediante a 
variedade antigênica expressa neste estágio biológico do parasito (VENUGOPAL, et al., 2020; 
LOUBENS, et al., 2021). Assim, em uma infecção posterior, anticorpos específicos à proteína 
circunsporozoíta possivelmente agem contra os esporozoítos no local próximo ao inóculo parasitário, 
realizando a tríade clássica de neutralização, opsonização e ativação das vias do sistema complemento, 
diminuindo a carga parasitária de esporozoítos que chegam ao fígado (ROTH, et al., 2018; WAHL, 
2022; FABRA-GARCÍA, et al. 2022). 
30 
 
Após a liberação de merozoítos na circulação sanguínea, os anticorpos exercerão funções cruciais 
no controle da infecção no estágio eritrocitário, tendo como alvo tanto os merozoítos liberados por meio 
do rompimento das hemácias, quanto as hemácias infectadas pelas suas formas precursoras através de 
proteínas dos antígenos variantes de superfície de hemácias infectadas (Variant Surface Antigen – VSA). 
Estas proteínas são importantes alvos para uma reposta imune protetiva e deputação do parasito 
(GONZALES, et al., 2020; ROGERS; VIJAY; BUTLER, 2021). A proteína da membrana do eritrócito 
1 (Plasmodium falciparum Erythrocyte Membrane Protein 1 - PfEMP1) é o principal VSA, sendo alvo 
de anticorpos específicos que agem reduzindo o risco de citoadesão de hemácias infectadas no endotélio 
vascular ou entre hemácias infectadas no processo de roseteamento, diminuindo significativamente a 
ocorrência de obstrução de vasos sanguíneos, além de favorecer a depuração fagocitária (OLEINIKOV, 
et al., 2009; CLAESSENS, et al., 2012). Além disto, estudos têm corroborado a direta relação entre a 
produção de anticorpos específicos anti-VSA e a proteção contra as formas clínicas da malária (CHAN, 
et al., 2014; JENSEN, ADAMS, HVIID, 2019; KIMINGI, et al., 2022). 
A superfície do merozoíto apresenta um complexo antigênico que é potencial alvo para 
anticorpos específicos (BEESON, et al., 2016). A sua importância consiste na possibilidade de impedir 
a introdução dos merozoítos nas hemácias, mediar a ação do sistema complemento, impossibilitando a 
invasão dos merozoítos em novas hemácias, realizando a lise do parasito ou aglutinando os parasitos 
oriundos do rompimento de hemácias anteriormente infectadas, inibindo sua dispersão na corrente 
sanguínea (PERRAUT, et al., 2017; MBENGUE, et al., 2019; MICHELOW, et al., 2021). 
A opsonização dos merozoítos por anticorpos recrutam monócitos para realização da fagocitose, 
além de neutrófilos que atuam também neste processo fagocitário, na produção de espécies reativas do 
oxigênio (Reactive oxygen species – ROS) e liberação de armadilhas extracelulares dos neutrófilos 
(Neutrophil extracellular traps – NETs) (BABATUNDE & ADENUGA, 2022). 
Na malária humana, os anticorpos IgG1 e IgG3 e a sua interação com o receptor FcγR de células 
efetoras – como monócitos e células NK – resulta na produção de citocinas como TNF-ɑ e na secreção 
de fatores solúveis e citotóxicos que inibem o crescimento e desenvolvimento do parasito por meio da 
ADCI promovida pelos monócitos, como também por meio da ADCC, mediada pelas células NK, um 
dos principais mecanismos na proteção contra malária grave, onde esses anticorpos auxiliam na eficácia 
da imunidade celular, cooperando com células sanguíneas fagocitárias na eliminação do parasito 
(TIENDREBEOGO, et al., 2015; ORTEGA-PAJARES & ROGERSON, 2018; DICK & HART, 2022). 
Estudos constataram duas populações diferentes de células Tfh por meio da expressão de CXCR3 
no sangue periférico de crianças naturalmente infectadas por P. falciparum. Uma das subpopulações de 
células Tfh apresentou uma forte resposta de IFN-γ e de citocinas pró-inflamatórias do perfil Th1. 
Paralelo a isto, os pesquisadores perceberam que estes pacientes eram menos capazes de desenvolver 
31 
 
uma resposta robusta na ativação de células B, inferindo que a ativação e diferenciação de células B são 
prejudicadas devido à superexpressão das células Tfh, além de promoverem um maior desenvolvimento 
de plasmoblastos em detrimento de plasmócitos que secretam anticorpos de longa duração (OBENG-
ADJEI, et al., 2015). A magnitude da população de células Tfh específicas do antígeno apresentado 
induz a dinâmica de uma resposta imune humoral, onde há possibilidade de alguns antígenos não 
eliciarem uma proteção significativamente efetiva no curso da infecção, tendo em vista que esse processo 
depende de antígenos que possam ser imunodominantes para uma resposta humoral protetora 
(ROGERS; VIJAY; BUTLER, 2021). 
Após o processo de apresentação de antígeno, as células B migram para as áreas extrafoliculares 
dos órgãos linfoides secundários e interagem com as células Tfh. Assim, uma subpopulação de células 
B se transforam em plasmoblastos secretores de anticorpos de vida curta – que tem sua população 
diminuída após alguns dias da infecção –, essas imunoglobulinas desempenham um papel importante na 
resposta humoral precoce contra o protozoário (ALUGUPALLI, et al., 2004; KALKAL & DAS, 2023). 
Em pacientes naturalmente infectados por P. falciparum, a alta atividade na produção de plasmoblastos 
restringe as reações imunes humorais oriundas dos centros germinativos, dificultando a redução da 
parasitemia no estágio sanguíneo, por impedir uma maior formação de plasmócitos capazes de secretar 
anticorpos de maior afinidade (ALUGUPALLI, et al., 2004; VIJAY, et al., 2020). 
Um importante estudo mostrou que o imediato desenvolvimento de plasmoblastos de vida curta 
durante a infecção de malária experimental, por Plasmodium yoelii, cepa 17XNL, é dependente do 
consumo de L-glutamina, e que esse processo limita significativamente as reações importantes às 
respostas do centro germinativo para o desenvolvimento de células B de memória e de plasmócitos de 
vida longa, limitando uma resposta imune duradoura. Paralelo a isso, a deleção genética de 
plasmoblastos no curso da infecção experimental promoveu uma maior depuração do parasito, 
intensificando dez vezes mais a resposta de células B (VIJAY, et al., 2020). 
Evidentemente, as restrições nas reações imunes humorais oriundas dos centros germinativos, 
decorrentes da imunomodulação na malária, implicam na proliferação de plasmoblastos que secretam 
anticorpos específicos em uma fração muito pequena. Assim, a expansão dessa linhagem celular no 
curso da infecção pelo plasmódio não garante nenhuma resposta imune funcional que seja capaz de 
realizar a depuração do parasito e controlar a infecção, resultando em uma imunidade humoral de longa 
duração deficiente e reduzida (LY & HANSEN, 2019; RODDA & MARION, 2020; KALKAL & DAS, 
2023). 
Para invadir as hemácias, os merozoítos utilizam um complexo proteico que incluem diversas 
proteínas e interações com seus receptores na membrana das células. Assim, a superfície dos merozoítos 
possui uma vasta quantidades de antígenos que propiciam diferentes respostas imunes, conferindo 
32 
 
determinados níveis de proteção, diferente do que acontece com as formas de esporozoítos e de hemácias 
parasitadas, tendo em vista que nestas formas biológicas as únicas proteínas alvos de anticorpos 
específicos são a CSP e os VSA, respectivamente (CHAN, et al., 2012; BEESON, et al., 2016; 
GONZALES, et al., 2020; NGULUBE, 2023). 
Os anticorpos específicos produzidos contra os antígenos de superfície dos merozoítos tendem a 
proteger o hospedeiro contra as formas clínicas da malária, uma vez que minimizam a replicação do 
plasmódio no seu estágio eritrocitário, impedindo a ruptura de esquizontes no curso do seuciclo (CHIU, 
et al., 2015; JASCHKE, et al., 2017; MICHELOW, et al., 2021). Os anticorpos diminuem a parasitemia 
e previnem a invasão de merozoítos em novas hemácias, possivelmente por meio da inibição das 
interações entre os merozoítos e seus receptores presentes na superfície das hemácias ou por meio de 
alterações conformacionais nas proteínas responsáveis pela penetração nas hemácias (BEESON, et al., 
2016; EACRET, et al., 2021; NIARÉ, et al., 2023). 
Anticorpos específicos contra antígenos de superfície de merozoítos de P. falciparum possuem a 
capacidade de fixar proteínas do sistema complemento, como o complexo proteico C1q, ativando-o 
através da via clássica, impedindo a infecção de merozoítos nas hemácias, causando a lise do parasito e, 
por conseguinte, impedindo sua replicação parasitária (BOYLE, et al., 2015; KURTOVIC, et al., 2020; 
KIYUKA, MERI, KHATTAB, 2020). A produção destes anticorpos por pacientes naturalmente 
infectados em áreas endêmicas está relacionada com baixas parasitemias e menor risco de desenvolver 
a malária grave (O’FLAHERTY, et al., 2022). 
No curso da infecção por malária, a produção de anticorpos é realizada a partir de diferentes 
perfis para a malária humana e experimental. Dessa forma, quatro subclasses de anticorpos do isótipo G 
são produzidos no homem – IgG1, IgG2, IgG3 e IgG4 –, enquanto que o camundongo produz cinco 
subclasses – IgG1, IgG2a, IgG2b, IgG2c e IgG3 (KAWANO; NOMA; YATA, 1994; ADAME-
GALLEGOS, 2012). Entretanto, os animais da linhagem C57BL/6 possuem o gene que sintetiza IgG2a 
deletado, produzindo a subclasse IgG2c em sua substituição, enquanto que a linhagem endogâmica 
BALB/c possui o gente produtor de IgG2c deletado, sintetizando IgG2a (MARTIN, et al., 1997; 
MARTIN; BRADY; LEW, 1998). 
Alguns estudos trabalham na hipótese de que, em uma infecção humana, anticorpos não 
citofílicos, como IgG2 e IgG4, não contribuem para a depuração do parasito por não desencadearem 
ativação de células efetoras por meio da ligação eficiente dos receptores FcγRI e FcγRIII, assim como 
ocorre com os anticorpos citofílicos IgG1 e IgG3 (GARRAUD, et al., 2003; FALL, et al., 2020; 
KURTOVIC, et al., 2020). Desta forma, segundo estes estudos, eles são considerados como não 
protetores e sua incidência relaciona-se fortemente à evolução para malária grave, tendo em vista que 
eles irão competir pelos mesmos receptores dos anticorpos citofílicos, impedindo processos como 
33 
 
ADCC e ADCI. Sugerindo que, na malária humana, um equilíbrio entre a produção de anticorpos IgG1 
e IgG3, bem como IgG2 e IgG4 são cruciais para o estabelecimento de uma imunidade protetora contra 
a doença (LEORATTI, et al., 2008; OLESEN, et al., 2010; NOLAND, et al., 2015; DOBAÑO, et al., 
2019). 
No modelo murino, as subclasses de anticorpos IgG2a/IgG2c e IgG2b estão associadas à proteção 
contra a infecção pelo plasmódio, porque, diferente da malária humana, elas fazem parte do perfil de 
resposta Th1. As células T CD4+ murinas quando ativadas e diferenciadas em células Th1– por meio da 
estimulação de antígenos específicos – produzem citocinas próprias deste perfil celular e fornecem 
suporte a troca de classe de anticorpos após ativação de células B (MOSMANN, et al., 1986; 
MOSMANN & COFFMAN, 1989). 
Dessa forma, no modelo murino, as células Th1 intensificam a produção de anticorpos 
IgG2a/IgG2c e IgG2b. Ao passo em que o desequilíbrio entre Th1/Th2/Th17 favorece a troca de isótipo 
de anticorpo e uma maior produção de IgG1 e IgG3, os quais no modelo murino não são subclasses 
citofílicas (MOSMANN & COFFMAN, 1989; BRETSCHER, et al., 1992). Assim, a intensa produção 
de IFN-γ e as subclasses de IgG2 estão associadas as respostas das células Th1, estando presentes na 
fase aguda e conferindo proteção ao hospedeiro, por meio de uma dinâmica de modulação de resposta 
imune diferente do que acontece na malária humana, mas produzindo citocinas e anticorpos que agem 
da mesma forma contra o protozoário (NAZERI, et al., 2020). Logo, fica evidente a importância da 
modulação adequada da resposta imunológica que envolve o perfil Th1 no modelo murino, tendo em 
vista que a secreção de IFN-γ é fortemente relacionada à proteção contra malária cerebral experimental, 
semelhantemente com o que acontece com a malária humana, adquirindo um papel protetor, 
principalmente, na fase inicial da infecção (MITCHELL, et al., 2005; PRAKASH, et al., 2006; 
MCCALL, et al., 2010). 
É importante ressaltar o papel do IFN-γ juntamente com os anticorpos citofílicos, pois ele além 
de ativar macrófagos e células TCD8+, promove a troca de isótipo de anticorpos de células B, produzindo 
imunoglobulinas que irão realizar a opsonização de merozoítos, impedindo a invasão de novas hemácias 
e favorecendo a fagocitose dependente de anticorpo (KING & LAMB, 2015; DENG, et al., 2023). 
Paralelo a isto, estudos tem demonstrado uma forte ligação entre a produção de IFN-γ e as subclasses de 
anticorpos IgG2a/IgG2c e IgG2b no controle da malária experimental (MARTIN, et al., 1998; 
PETRUSHINA, et al., 2003; PETRITUS & BURNS, 2008; FIORINO, et al., 2017; NAZERI, et al., 
2020). 
34 
 
3. JUSTIFICATIVA 
 
A abordagem terapêutica utilizando imunobiológicos constitui ferramenta promissora 
para intervenções em doenças, como a malária, que representa um grande problema para saúde 
pública e elevado impacto econômico para os países endêmicos. Nesta perspectiva, pesquisas 
que visam contribuir para o controle da malária tornam-se necessárias e urgentes devido às 
despesas geradas pela doença em todo mundo (WAGNER, et al., 2020; RODRIGUES & 
PLOTKIN, 2020). 
O ciclo biológico do plasmódio é extremamente complexo, com vários estágios e 
expressões de milhares proteínas, apresentando uma grande diversidade antigênica, por esta 
razão, inúmeros esforços têm sido empregados na busca por imunobiológicos que visam 
estágios específicos do parasito. Estes estágios apresentam diferenças tanto do ponto de vista 
morfológico, como também antigênico para cada forma evolutiva do plasmódio (ITSARA, et 
al., 2018). 
Desde 1967, pesquisadores demostraram a possibilidade de induzir imunidade em 
modelo murino a partir de esporozoítos de Plasmodium berghei irradiados, porém, o estudo 
apresentou limitações no alcance de uma imunidade protetora contra o estabelecimento da 
infecção e atenuação das formas clínicas da malária em roedor (NUSSENZWEIG, et al., 1967). 
Contudo, este estudo forneceu as bases necessárias para pesquisas em humanos a partir de 
esporozoítos de P. falciparum atenuados, abrindo subsídios necessários para o entendimento da 
resposta imune, seleção de alvos antigênicos e utilização de antígenos isolados 
(HERRINGTON, et al., 1991; EGAN, et al., 1993; DOOLAN, et al., 2000). 
Além disso, existem poucos estudos na literatura visando imunobiológicos formulados 
a partir de extratos proteicos do plasmódio provenientes do estágio eritrocitário e que possam 
ser usados em combinação com antimaláricos usuais. Nesta perspectiva, buscamos avaliar o 
impacto de imunizações com extrato antigênico oriundos de Plasmodium berghei ANKA, em 
sua fase sanguínea, avaliando o seu potencial imunogênico e o efeito protetor da 
imunogenicidade frente a um desafio experimental homólogo. Considerando a possibilidade da 
produção de anticorpos, que possuem especificidades para antígenos do estágio eritrocítico, 
induzir proteção contra formas clínicas da doença e redução da parasitemia, visando, a médio e 
longo prazo, um produto biotecnológico. 
 A relevância deste trabalho consiste em avaliar a magnitude da resposta humoral das 
imunizações em camundongos previamente infectados e posteriormente tratados, na tentativa 
de analisar diferenças nas respostas imunológicas. Tem-se também como perspectiva futura 
35 
 
detectar melhores alvos da imunidade humoral, avaliando-se antígenos que podem fornecer um 
repertório importante na produção de anticorpos