Detecção de FIV e FeLV em Felídeos

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 UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA 
PROGRAMA DE PÓS GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS 
 
 
 
 
 
 
 
DETECÇÃO DE FIV E FeLV EM FELÍDEOS 
DOMÉSTICOS E SILVESTRES NATURALMENTE 
INFECTADOS E AVALIAÇÃO DA METODOLOGIA DE 
DIAGNÓSTICO 
 
 
 
 
 
 
Carla Patricia Amarante e Silva 
 
 
 
 
 
 
 
CUIABÁ-MT 
2016 
 
2 
 
 
UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA 
PROGRAMA DE PÓS GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS 
 
 
 
 
DETECÇÃO DE FIV E FeLV EM FELÍDEOS 
DOMÉSTICOS E SILVESTRES NATURALMENTE 
INFECTADOS E AVALIAÇÃO DA METODOLOGIA DE 
DIAGNÓSTICO 
 
 
 
Autora: Carla Patricia Amarante e Silva 
Orientador: Prof. Dr. Luciano Nakazato 
Co-orientadora: Profa. Dra. Valéria Dutra 
 
 
Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em 
Ciências Veterinárias, na área de concentração: Sanidade 
Animal, da Faculdade de Medicina Veterinária da Universidade 
Federal de Mato Grosso para obtenção do título de doutora em 
Ciências Veterinárias. 
 
 
 
 
Cuiabá-MT 
2016 
 
 
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CERTIFICADO CEUA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Dedico esta trajetória ao meu filho amado Gabriel com todo amor e 
carinho desse mundo!!!! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AGRADECIMENTOS 
A Deus por absolutamente tudo o que me foi proporcionado em toda a minha vida, 
A minha maravilhosa família que é a base da minha vida, especialmente ao meu pai 
Martinho, minha mãe Maria Rita, minha vozinha Alaide in memorian, 
Ao meu filho amado Gabriel pela paciência e compreensão, e é por ele toda minha 
dedicação, 
As minhas irmãs Elba, Camila e Carol, meus sobrinhos amados Victor, Rafael, Ana 
Sofia, Pietra e Lucas pelo apoio dado, a amiga Karen, meus cunhados Rafael, 
Roberto, pelo incentivo, 
Ao meu orientador Luciano Nakazato e minha coorientadora Valéria Dutra pela 
oportunidade dada na Pós-graduação, pelo apoio e auxílio em tudo, 
A profa. Valéria Régia Franco Sousa pelo apoio, e ao prof. Richard de Campos 
Pacheco pelo incentivo “sob pressão”, 
Aos meus queridos amigos de longa data Luciane, Suize, Niciane, Leo, Isabela 
Thommen, Selma Onuma, Suelen, pelos momentos de incentivo e apoio, 
Aos amigos recentes e especiais Marcelo, Janaina, Josiane pelos ótimos momentos 
compartilhados de companheirismo, estresse, gargalhadas, trabalho e amizade 
verdadeira, 
A Arleana e Daphine pelos ensinamentos e colaboração, 
A d. Edineia pelos momentos de alegria proporcionados, 
A Domingas pelo incentivo e força, 
A todos do laboratório de Microbiologia e Biologia Molecular pelo convívio e 
aprendizado sem exceção, em especial a Fernanda Harumi por tudo o que fez e 
Isabela Godoy pela ajuda proporcionada, 
A Luiz Felipe por ceder Stich, e a todos os outros proprietários que gentilmente 
colaboraram com a pesquisa, 
A todos os professores, funcionários e colegas do HOVET, 
Ao CCZ de Cuiabá pelos dados fornecidos, e a VISA Cuiabá pelo apoio, 
A profa. Isabel Gimenez, Fran pelo apoio e incentivo, 
A todos sem exceção, que de uma forma ou de outra contribuíram para realização 
deste trabalho, o meu muito obrigada !!!!!!! 
E em especial aos animais que são minha fonte de inspiração! !!! 
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“Gosto daquilo que me desafia. O fácil nunca me interessou. Já o 
obviamente impossível sempre me atraiu – e muito”. 
Clarice Lispector 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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RESUMO 
 
SILVA, C.P.A. DETECÇÃO DE FIV E FeLV EM FELÍDEOS DOMÉSTICOS E 
SILVESTRES NATURALMENTE INFECTADOS E AVALIAÇÃO DA 
METODOLOGIA DE DIAGNÓSTICO. 2016. 67f. Tese (Doutorado em Ciências 
Veterinárias), Pós-graduação em Ciências Veterinárias, Faculdade de Medicina 
Veterinária, Universidade Federal de Mato Grosso, Cuiabá, Brasil. 
As retroviroses são importantes doenças virais que afetam os felídeos domésticos e 
não domésticos, dentre elas estão o vírus da imunodeficiência felina (FIV) e o vírus 
da leucemia felina (FeLV). Os objetivos deste estudo foram investigar a ocorrência 
de FIV e FeLV em gatos domésticos na Baixada Cuiabana e onças pintadas de vida 
livre do Pantanal Mato-Grossense, avaliar as técnicas de diagnósticos (sorologia e 
PCR) e identificar os possíveis fatores de risco associados à infecção em felídeos 
naturalmente infectados. Foram analisadas 164 amostras de gatos (Felis catus) e 
21 amostras de onças pintadas (Panthera onca) comparando as técnicas de 
sorologia e PCR para detecção de DNA proviral. A ocorrência para FIV em gatos foi 
de 11,58% (19/164) na sorologia, na PCR foi de 9,75% (16/164) e para FeLV na 
sorologia os resultados foram 3,65% (6/164) na sorologia e 12,19% (20/164) na 
PCR. A análise estatística mostrou associação significativa de gênero (p = 0,02) 
oddis ratio 0,30 (I.C. 95%: 0,082- 0,967) com a positividade na sorologia para FIV e 
na PCR (p = 0,03) oddis ratio 0,29 (I.C. 95%: 0,065- 1,024) em gatos domésticos e 
associação significativa com a positividade na PCR para FeLV e convívio com outros 
animais (p = 0,01) oddis ratio 0,12 (I.C. 95%: 0,002-0,806). Em relação às onças 
pintadas, verificou-se que 01(4,76%) animal foi positivo na PCR de sangue para 
FeLV. A detecção do FeLV na população felídea selvagem, especificamente em 
onça pintada de vida livre no Pantanal Mato-Grossense não foi descrita até o 
momento. Este estudo relata pela primeira vez a ocorrência de FeLV pelo 
diagnóstico molecular em onça pintada de vida livre capturada no Pantanal Mato-
Grossense, Brasil. A PCR mostrou ser um teste que poderá ser empregada como 
ferramenta útil no diagnóstico tanto para FIV quanto para FeLV em felídeos. 
Palavras-chave: Vírus da Imunodeficiência Felina, Vírus da Leucemia Felina, gatos, 
onças pintadas, PCR. 
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ABSTRACT 
SILVA, C.P.A. FIV AND FELV DETECTION IN DOMESTIC AND WILD FELIDAE 
NATURALLY INFECTED AND EVALUATION OF DIAGNOSTIC METHODOLOGY. 
2016. 67f. Thesis (Doctorate in Veterinary Science), Veterinary Science 
Postgraduate, Faculty of Veterinary Medicine, Federal University of Mato Grosso, 
Cuiabá, Brazil. 
 
The retroviruses are important viral diseases that affect domestic and non-domestic 
felines, among them are the feline immunodeficiency virus (FIV) and feline leukemia 
virus (FeLV). The aims of this study were to investigate the occurrence of FIV and 
FeLV in domestic cats (Felis catus) in the Baixada Cuiabana and free-ranging 
jaguars (Panthera onca) in the Pantanal region of Mato Grosso, evaluate the 
diagnostic techniques (sorology and PCR) and involve the possible risk factors 
associated with infection in naturally infected felines. 164 samples of cats were 
analyzed in 21 samples of jaguars comparing the serologic techniques, PCR proviral 
DNA detection. The occurrence for FIV in cats was 11,58% (19/164) in serology and 
PCR 9,75% (16/164) and the FeLV serology results were 3,65% (6/164) and 12,19% 
(20/164) for PCR. Statistical analysis showed a significant association of gender (p = 
0,02) oddis ratio 0,30 (I.C. 95%: 0,082- 0,967) with the positive serology for FIV in 
domestic cats and PCR (p = 0,03) oddis ratio 0,29 (I.C. 95%: 0,065- 1,024), and 
significantly associated with positivity in PCR for FeLV and socializing with other 
animals (p = 0,01) oddis ratio 0,12 (I.C. 95%: 0,002-0,806). The free-ranging jaguars 
were positive 01 (4,76%) in the PCR of blood to FeLV. The detection of FeLV in the 
wild Felidae population, specifically in a free-ranging jaguar in the Pantanal, has not 
been previously reported. This study showed for the first time a molecular diagnosis 
of the occurrence of FeLV in a free-rangingjaguar in the Pantanal wetland of Brazil. 
The PCR proved to be a test that can be used as a useful tool in the diagnosis for 
both FIV and for FeLV in felidae. 
 
 
Keywords: Feline Immunodeficiency Virus, Feline Leukemia Virus, cats, jaguars, 
PCR. 
 
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LISTA DE TABELAS 
 
Tabela 1 - Resultados para FIV e FeLV comparando as técnicas de 
diagnóstico realizadas nas amostras biológicas em gatos domésticos na 
Baixada Cuiabana entre 2012 e 2014 .........................................................60 
 
 
Tabela 2 - Comparação de sorologia e PCR para diagnóstico do FIV em 
gatos domésticos na Baixada Cuiabana entre 2012 e 2014 .......................61 
 
 
Tabela 3 - Comparação de sorologia e PCR para diagnóstico do FeLV em 
gatos domésticos na Baixada Cuiabana entre 2012 e 2014 .......................62 
 
 
Tabela 4 - Resultados dos fatores de risco associados ao Vírus da 
Imunodeficiência Felina e ao Vírus da Leucemia felina em gatos domésticos 
na Baixada Cuiabana entre 2012 e 2014 ....................................................63 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1- Amostras biológicas para realização dos testes no diagnóstico de 
FIV e FeLV em felinos domésticos ..............................................................64 
 
 
 
Figura 2 - Teste imunocromatográfico realizado em felino doméstico com 
resultados positivos para FIV e FeLV ..........................................................64 
 
 
 
Figura 3 – Eletroforese em gel de agarose dos resultados obtidos na PCR 
realizada para FIV com amostras positivas de felinos domésticos.............65 
 
 
 
Figura 4 – Eletroforese em gel de agarose dos resultados obtidos na PCR 
realizada para FeLV com amostras positivas de felinos domésticos .........65 
 
 
 
 
 
 
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ABREVIATURAS E SIGLAS 
AIDS - Síndrome da Imunodeficiência Adquirida 
AZT - azidotimidina 
CA - capsídeo 
CCZ - Centro de Controle de Zoonoses 
CEUA - Comissão de Ética em Uso Animal 
CRA - Complexo Relacionado a Imunodeficiência Adquirida felina 
DNA - ácido desoxiribonucleico 
DNTP - desoxirribonucleotídeos fosfatados 
dPCR- Reação em Cadeia pela Polimerase digital 
EDTA - ácido etilenodiamino tetra-acético 
EnFeLV- Vírus da Leucemia Felina endógena 
EUA - Estados Unidos da América 
FAIDS - Síndrome da Imunodeficiência Adquirida Felina 
FeLV - Vírus da Leucemia Felina 
FIV - Vírus da Imunodeficiência Felina 
HCl - ácido clorídrico 
HIV - Vírus da Imunodeficiência Humana 
HIV-1- Vírus da Imunodeficiência Humana tipo 1 
HOVET- Hospital Veterinário 
IC- Intervalo de confiança 
IFA- Imunofluorescência Direta 
IFI – Imunofluorescência Indireta 
IN - integrase 
K - teste de kappa 
KCl - cloreto de potássio 
Kg- quilograma 
MA - matriz 
MgCl2 -cloreto de magnésio 
ml - mililitro 
mM - milimolar 
MuLV - Vírus da Leucemia de Murinos 
NC - nucleocapsídeo 
nm - nanômetro 
NK - natural killer 
OR - odds ratio 
p - valor de p 
pb - pares de base 
PCR - Reação em Cadeia pela Polimerase 
pH - potencial de hidrogênio 
pmol - picomol 
PR- protease 
qPCR - Reação em Cadeia pela Polimerase em tempo real 
RNA - ácido ribonucleico 
RT - transcriptase reversa 
RT PCR - Reação em Cadeia pela Polimerase pela transcriptase reversa 
SU - superfície 
TM - transmembrana 
U - unidade 
14 
 
 
UFMT- Universidade Federal de Mato Grosso 
VPN - Valor Preditivo Negativo 
VPP - Valor Preditivo Positivo 
WB - Western Blot 
% - porcentagem 
< - menor 
≤ - menor ou igual a 
® - marca registrada 
°C - graus Celsius 
µl - microlitro 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 SUMÁRIO 
1 Introdução ...............................................................................................17 
2 Revisão Bibliográfica ...............................................................................20 
2.1 Imunodeficiência Felina ........................................................................20 
2.1.1 Etiologia .............................................................................................20 
2.1.2 Estrutura Genômica ..........................................................................20 
2.1.3 Epidemiologia ....................................................................................21 
2.1.4 Transmissão ......................................................................................21 
2.1.5 Patogenia ..........................................................................................22 
2.1.6 Sinais Clínicos ...................................................................................23 
2.2 Leucemia Felina ...................................................................................24 
2.2.1 Etiologia .............................................................................................24 
2.2.2 Estrutura Genômica ..........................................................................24 
2.2.3 Epidemiologia ....................................................................................25 
2.2.4 Transmissão ......................................................................................26 
2.2.5 Patogenia ..........................................................................................26 
2.2.6 Sinais Clínicos ...................................................................................27 
2.2.7 Co-infecções ......................................................................................28 
2.3 Diagnóstico das Retroviroses ...............................................................28 
2.3.1 Diagnóstico Sorológico ......................................................................28 
2.3.2 Diagnóstico Direto ..............................................................................30 
2.3.2.1 Isolamento Viral ..............................................................................30 
2.3.2.2 Diagnóstico Molecular .....................................................................30 
2.4 Tratamento ............................................................................................32 
2.5 Medidas de Prevenção e Controle ........................................................33 
2.6 Retroviroses e Saúde Pública ...............................................................34 
3 Objetivos ..................................................................................................35 
3.1Objetivos Específicos .............................................................................35 
4 Referências ..............................................................................................36 
5 Artigo aceito à Brazilian Journal of Infectious Diseases (BJID) 
 “Molecular detection of feline leukemia virus in free-ranging jaguars 
 (Panthera onca) in the Pantanal region of Mato Grosso, Brazil” ..............46 
 
16 
 
 
6 Artigo submetido à Revista Semina: Ciências Agrárias “Detecção 
de FIV e FeLV em felinos domésticos naturalmente infectados na 
Baixada Cuiabana e avaliação da metodologia 
 de diagnóstico”...........................................................................................48 
7 Tabelas ....................................................................................................60 
8 Figuras .....................................................................................................64 
9 Anexo........................................................................................................66 
9.1 Questionário ..........................................................................................66 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17 
 
 
1 INTRODUÇÃO 
O vírus da Imunodeficiência Felina (FIV) e o vírus da Leucemia Felina (FeLV) 
são as duas mais importantes retroviroses que afetam felinos domésticose não 
domésticos (SOBRINHO et al., 2011). 
A família Retroviridae possui este nome devido à enzima transcriptase 
reversa a qual sintetiza o RNA viral em DNA proviral que migra para o núcleo da 
célula integrando-se no genoma do hospedeiro e tornando-os persistentemente 
infectados (RAVAZZOLO e COSTA 2007; LEITE et al., 2013). 
O FIV teve sua primeira descrição em 1986, cinco anos após a descoberta da 
Síndrome da Imunodeficiência Adquirida Humana (AIDS), com o relato de caso na 
Califórnia, EUA (AZEVEDO, 2008; SANGEROTI et al., 2008). O vírus da FIV 
pertence a família Retroviridae, um Lentivírus, pertencente a mesma subfamília do 
Vírus da Imunodeficiência Humana (HIV) e com similaridade em relação às 
sequências gênicas e ao ciclo replicativo (SANGEROTI et al., 2008; AZEVEDO, 
2008). É considerado um dos modelos mais promissores para o estudo do HIV, com 
relação a sua patogenicidade, desenvolvimento e aperfeiçoamento de terapias anti-
virais, desenvolvimento e teste de vacinas (RIVETTI JUNIOR, 2006). 
O FeLV é um Gammaretrovirus que foi isolado em 1964 na Escócia e está 
associado à leucemia, linfossarcomas, síndromes mieloproliferativas e 
imunossupressão (D’ONIONS, 1987; TEIXEIRA et al., 2007). Embora maior atenção 
seja dada diretamente às doenças neoplásicas, a maioria dos gatos morrem pelas 
consequências de doenças não neoplásicas como a imunossupressão e anemia 
(D’ONIONS, 1987; AZEVEDO, 2008). O FeLV é considerado mais patogênico do 
que FIV (HARTMANN, 2012). 
A transmissão ocorre principalmente pela saliva através de mordidas e 
arranhões de gatos infectados tanto por FIV quanto por FeLV. A transmissão intra-
uterina, perinatal, pelo leite ou pelo sêmen também pode ocorrer. Estudos relatam 
também os vírus nas secreções respiratórias, lacrimais, leite, urina e fezes, além da 
transmissão venérea e durante a gestação (D ’ONIONS, 1987; ARJONA et al., 2000; 
TEIXEIRA et al., 2007; AZEVEDO, 2008). Desordens hematológicas e deficiência 
imunológica torna o animal susceptível a infecções secundárias (RIVETTI JUNIOR, 
2006; TEIXEIRA et al., 2007; WHITE et al., 2011). 
 FIV e FeLV estão distribuídos amplamente entre os gatos. As prevalências 
variam geograficamente, e com associação de fatores de risco como idade, sexo, 
18 
 
 
densidade populacional e estado de saúde (BANDE et al., 2012). As prevalências de 
FIV e FeLV no mundo variam de 1% a 44% e de 1% a 38%, respectivamente. No 
Brasil variam de 2% a 37% e de 8% a 63% para FIV e FeLV, respectivamente, 
prevalências estas realizadas por meio de pesquisas sorológicas e pela PCR em 
gatos domésticos domiciliados e de rua (MENDES-DE-ALMEIDA et al., 2004; 
TEIXEIRA et al., 2007). 
FIV e FeLV já foram descritos em espécies como leões (Panthera leo), pumas 
(Puma concolor), tigres (Panthera tigris), leopardos (Panthera pardus), onças 
(Panthera onca), guepardos (Acinonix jubatus) e linces (Linx rufus) (SCHMITT et al., 
2003; RIVETTI JUNIOR, 2006), mas não foram observados alterações imunológicas 
ou sinal clínico (RIVETTI JUNIOR et al., 2008). O recente aumento de doenças que 
afetam animais selvagens está associado a mudanças ecológicas no habitat natural, 
ao hospedeiro, ou ao patógeno (MORA et al., 2015). 
Os testes diagnósticos para FIV e FeLV baseiam-se na sorologia ou na 
detecção do agente. O método de diagnóstico sorológico usado para FIV é através 
da detecção de anticorpos no sangue, podendo ser utilizados os teste de ELISA, 
“Western Blot” e a Imunofluorescência Indireta, e no diagnóstico de FeLV tem-se o 
teste de ELISA como o de eleição, ocorrendo a confirmação por IFD 
(Imunofluorescência Direta), o qual visa a detecção de antígenos p27 intracelular. 
(MORTOLA et al., 2004). Têm-se ainda os testes imunocromatográficos que são 
bastante utilizados, são testes qualitativos, oferecendo vantagens como rapidez, 
economia, facilidade na interpretação no resultado diagnóstico e apresenta 
sensibilidade e especificidade similares ao ELISA (HARTMANN et al., 2007). Os 
métodos sorológicos podem apresentar resultados falsos-negativos, no caso de 
realização do teste antes da soroconversão (AZEVEDO, 2008) e falsos-positivos em 
gatos filhotes com menos de seis meses, por terem adquirido anticorpos anti-FIV 
pelo colostro das suas mães infectadas ou vacinadas (MORTOLA et al., 2004; 
HORZINEK et al., 2008). 
 Entre os métodos moleculares está a Reação em Cadeia pela Polimerase 
(PCR), que é uma técnica que está sendo empregada com sucesso para FIV e 
FeLV, pois detecta o DNA proviral em linfócitos ou RNA no plasma (RIVETTI 
JUNIOR, 2006; TEIXEIRA et al., 2007; BEATTY et al., 2011; WHITE et al., 2011). 
Este teste demonstrou-se sensível, específico, rápido, conveniente e a sua 
aplicabilidade no diagnóstico clínico promissora, uma vez que a evidência direta da 
19 
 
 
presença de vírus se torna mais eficiente do que a informação indireta fornecida pela 
detecção sorológica (ARJONA et al., 2007). 
A PCR em tempo real (qPCR) é um teste capaz de detectar um elevado 
número de gatos com uma baixa carga proviral que se apresentaram negativos a 
outros testes de diagnóstico (ARJONA et al., 2007). A qPCR é um método muito 
sensível e específico para a quantificação de cópias de DNA, e, por conseguinte, 
utilizado para uma variedade de aplicações clínicas para a detecção e quantificação 
de vírus (PAVSIC et al., 2016). 
A PCR digital (dPCR) é uma nova tecnologia cada vez mais popular de PCR 
que já foi usada com sucesso para a quantificação sensível e reprodutível de vários 
vírus diferentes. Uma vez que permite a quantificação precisa e concreta de cópias 
de ácidos nucleicos sem a necessidade de quaisquer curvas de calibração e com 
maior resistência à inibição, a dPCR pode ser mais adequado para a quantificação 
das cargas virais. No entanto, dPCR ainda é susceptível a erros causados na 
amostragem e extração do DNA (HUGGETT et al., 2015). 
Em relação aos diagnósticos atuais existe uma necessidade de métodos 
altamente sensíveis, de detecção rápida e específica de DNA. Embora já exista a 
amplificação de DNA convencional utilizando a PCR para diagnóstico, esta técnica 
não é amplamente praticada nos laboratórios, porque requer pessoal qualificado e 
equipamentos caros (ARJONA et al., 2007). 
Tendo em vista a importância dessas duas retroviroses na família Felidae os 
objetivos deste trabalho foram avaliar a ocorrência de FIV e FeLV nos felinos 
domésticos naturalmente infectados na Baixada Cuiabana e nas onças de vida livre 
do Pantanal Mato-Grossense, avaliar as técnicas de diagnósticos utilizadas na 
detecção desses agentes virais e avaliar os possíveis fatores de risco associados às 
retroviroses supracitadas. 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
 
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 
 
2.1 Imunodeficiência Felina 
2.1.1 ETIOLOGIA 
O FIV é um vírus RNA, da família Retroviridae, pertencente ao gênero 
Lentivirus, descrito pela primeira vez em 1986, na cidade de Petaluma, EUA 
(PEDERSEN et al., 1987). O estudo para o FIV tem sido relevante, devido a 
similaridade com o HIV-1 (AZEVEDO, 2008; SANGEROTI et al., 2008), tornando o 
felino um modelo animal para o HIV. 
A presença do vírus está associada com quadro de imunodeficiência, e as 
características estruturais e detecção da atividade de transcriptase reversa 
caracterizaram como retrovírus (RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
 
2.1.2 ESTRUTURA GENÔMICA 
O genoma do FIV possui duas moléculas lineares de RNA fita simples com 
polaridade positiva, não complementar, unidas por pontes de hidrogênio formado por 
um dímero. O virion é esferóide, envelopado, possui 100-125 nm de diâmetro, com 
9.474 nucleotídeos (PEDERSEN et al., 1987). 
Os retrovírus apresentam em sua estrutura três genes principais: gag, pol e 
env. O gene do antígeno específico de grupo (group antigen – gag) codifica as 
enzimas da matriz (MA), nucleocapsídeo (NC) e capsídeo (CA). O gene pol 
(associado à polimerase) codifica asenzimas transcriptase reversa (RT), integrase 
(IN), protease (PR). O gene env (associado ao envelope) codifica as proteínas do 
envelope à transmembrana (TM), e de superfície (SU) (RAVAZZOLO e COSTA 
2007). 
Os isolados do FIV são agrupados em cinco genótipos (A, B, C, D e E) e mais 
recentemente o F (DUARTE e TAVARES, 2006), com base em similaridade genética 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007). Esta classificação se baseia na comparação da 
sequência de 684 nucleotídeos na região entre V3 e V5 do gene env, com cerca de 
30% de diversidade entre cada subtipo (DUNHAM et al., 2002). A região V3 e V5 
contêm determinantes importantes para tropismo celular, citopatogenicidade, 
infectividade e domínios imunorreativos (HOHDATSU et al., 1992). 
 Os subtipos A e C são encontrados com mais frequência na América do 
Norte, embora atualmente A e B são os mais detectados mundialmente (80%) 
21 
 
 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007). Na Austrália foi descrito o subtipo A, na África do Sul 
o subtipo B e E (HARTMANN, 2004). O subtipo C tem sido encontrado no Canadá e 
na Europa (TEIXEIRA et al., 2011). O subtipo D foi descrito no Japão (KAKINUMA et 
al., 1995). Na Argentina foi identificado o subtipo E (HORZINEK et al., 2008). Em 
Portugal isolou-se os subtipos A, B, E e F (DUARTE et al., 2002; LEAL, 2015). 
No Brasil foi identificado o subtipo B (CAXITO et al., 2003; LARA et al., 2007; 
TEIXEIRA et al., 2012; MARÇOLA et al., 2013). 
 
2.1.3 EPIDEMIOLOGIA 
Estudos sorológicos e isolamento do vírus detectaram a presença do FIV 
mundialmente, sendo um vírus espécie-específico e endêmico nos gatos domésticos 
(HORZINEK et al., 2008). Nos felinos silvestres, em pelo menos 27 espécies das 37 
estudadas foi detectado FIV (HARTMANN, 2004; FILONI et al., 2008). Já foram 
encontrados em leões (Panthera leo), pumas (Puma concolor), tigres (Panthera 
tigris), leopardos (Panthera pardus), onças (Panthera onca), guepardos (Acinonix 
jubatus) e linces (Linx rufus), mas não foi observado alterações imunológicas ou 
sinais clínicos (RIVETTI JUNIOR et al., 2008). 
 A prevalência e incidência variam conforme localização geográfica e está 
relacionada ao estilo de vida, idade, estado de saúde, gênero dos felinos 
(ALVES et al., 2013). As taxas mais altas de infecção são encontradas em gatos 
adultos machos de vida livre com acesso à rua (LEVY et al., 2008). Os machos se 
infectam com o dobro da frequência que as fêmeas, devido seu comportamento 
social e agressivo distinto (RAVAZZOLO e COSTA 2007). As prevalências de FIV no 
mundo variam de 1% a 44% (TEIXEIRA et al., 2007). 
No Brasil, a sorologia detectou ocorrência de FIV com frequência variando 
entre 2,66% em Minas Gerias (CAXITO et al., 2003), em São Paulo variou de 11,7% 
e 14,7% (RECHE Jr. et al., 1997), 5,63% em Araçatuba (SOBRINHO et al., 2011), 
37,5 % no Rio Grande do Sul (TEIXEIRA et al., 2007) e 12,35% em Cuiabá (POFFO, 
2012). 
 
2.1.4 TRANSMISSÃO 
A principal forma de transmissão parece ser pelo contato direto através da 
saliva, muitas vezes pelas mordidas durante as brigas entre os animais. O 
comportamento de brigas por demarcação de território, por disputa de alimentos e 
22 
 
 
durante a reprodução é característico dos machos (SOBRINHO et al., 2011; CHANG 
FUNG MARTEL et al., 2013). 
O vírus encontra-se presente no sangue, soro, plasma, líquido 
cefalorraquidiano (NORRIS et al., 2007). Ele pode ser transmitido pelo sêmen 
durante a cópula e pelo leite de fêmeas infectadas (infecção via oral) (RAVAZZOLO 
e COSTA 2007), porém nem todos os filhotes da ninhada podem ser infectados pelo 
vírus, mas todos podem ingerir os anticorpos anti-FIV através do colostro 
(HARTMANN, 2006). A transmissão também pode ocorrer por via transplacentária, 
pela exposição da mucosa, transfusão de sangue (ALVES et al., 2011; LEITE et al., 
2013), por agulhas e outros instrumentos contaminados (via iatrogênica) 
(HARTMANN, 2004). 
 
2.1.5 PATOGENIA 
A infecção natural ou experimental é caracterizada por duas viremias que 
ocorrem no início e no final da infecção, e um longo período de baixa replicação 
viral, durante o qual se desenvolvem as alterações no sistema imune. A disfunção 
progressiva imune assemelha-se com a infecção pelo HIV (HARTMANN, 2004). 
A imunossupressão observada nos animais infectados pelo FIV é resultado da 
depleção dos linfócitos T auxiliares (CD4+), que leva a inversão da relação 
CD4+/CD8+. A disseminação do vírus no organismo do hospedeiro ocorre 
principalmente pelos linfócitos infectados, monócitos e macrófagos. Estes últimos 
estariam relacionados com a persistência do vírus nos estágios finais da doença 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
A resposta imune normalmente não elimina o vírus e a fase aguda é seguida 
de uma etapa assintomática, que persiste por anos, e observa-se infecção crônica 
de longa duração (HARTMANN, 2004). A maioria dos animais infectados morre em 
função dos efeitos virais ou pelas infecções secundárias da imunossupressão 
(PEDERSEN et al.,1987; RAVAZZOLO e COSTA 2007; ALVES, 2010; LEITE et al., 
2013). O comprometimento do sistema imunológico resulta no desenvolvimento de 
infecções oportunistas que caracterizam os estágios finais da doença (RAVAZZOLO 
e COSTA 2007). 
O vírus pode ser detectado em órgãos linfoides, nos pulmões, fígado, rins e 
no plexo coroide (RAVAZZOLO e COSTA 2007). A presença de anticorpos contra o 
23 
 
 
FIV pode ser evidenciada por testes sorológicos em duas a quatro semanas após a 
infecção (RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
 
2.1.6 SINAIS CLÍNICOS 
O FIV não causa a doença por si só, no entanto, as infecções secundárias 
oportunistas causam os sinais clínicos com papel fundamental na progressão da 
infecção (HARTMANN, 2004). A evolução da doença depende da idade, estado de 
saúde e imunológico, dose e rota da inoculação e a cepa do vírus (LEVY et al., 
2008). 
Gatos infectados podem viver muitos anos antes de apresentarem os sinais 
clínicos relacionados à infecção. Assim, o tempo de sobrevida global não é 
necessariamente mais curto do que em gatos não infectados, e qualidade de vida é 
geralmente elevada ao longo de muitos anos ou ao longo da vida (HARTMANN, 
2012). 
Cinco estágios da doença foram descritos, baseado nos critérios clínicos e no 
sistema de classificação usado inicialmente na infecção pelo HIV-1 (RAVAZZOLO e 
COSTA 2007; ARJONA et al., 2007). 
O primeiro estágio é a forma aguda que pode durar de 4 a 5 semanas com 
nenhuma ou manifestações clínicas inespecíficas como febre, linfoadenopatia, 
diarreia, infecções respiratórias (RAVAZZOLO e COSTA 2007), pode ocorrer ainda 
perda de peso, letargia, gengivite, estomatite, conjuntivite, uveíte, icterícia, 
linfopenia, neutropenia (HARTMANN, 2004; HARTMANN, 2011). A mortalidade 
durante este estágio é baixa e de difícil diagnóstico (HARTMANN, 2004). 
O segundo estágio é considerado portador assintomático, pode durar anos 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007), com diminuição dos linfócitos totais e células CD4+, 
redução da relação CD4/CD8 e aumento das células B (HARTMANN, 2004; ALVES, 
2010; LEITE et al., 2013). 
O terceiro estágio é de linfoadenopatia generalizada, com aumento dos 
linfonodos e com sinais inespecíficos como febre, anorexia, perda de peso e 
alterações comportamentais, podendo esta forma durar anos (RAVAZZOLO e 
COSTA 2007; ARJONA et al., 2007). 
O quarto estágio é complexo e relacionado a Síndrome da Imunodeficiência 
Adquirida (CRA) com linfoadenopatia, infecções crônicas secundárias na cavidade 
24 
 
 
oral e trato respiratório, com duração que pode variar de meses a anos 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007; ARJONA et al., 2007). 
O quinto estágio é a FAIDS (AIDS felina) que pode durar meses, apresenta 
infecções crônicas oportunistas e secundárias severas, tumores e emaciação 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007), anormalidades neurológicas (HARTMANN, 2004; 
ALVES, 2010; LEITE et al., 2013). Ocorre um aumento da carga viral e diminuiçãodos níveis de anticorpos, sendo que os efeitos diretos decorrentes do vírus e dos 
efeitos imunosupressivos aumentam a susceptibilidade às infecções secundárias 
(HARTMANN, 2004). 
 
2.2 Leucemia Felina 
2.2.1 ETIOLOGIA 
O FeLV foi descrito pela primeira vez em 1964 na Escócia por William Jarret 
em linfomas de gatos, que descreveu o agente infeccioso similar ao Vírus da 
Leucemia de Murinos (MuLV), e que posteriormente confirmou-se como um 
retrovírus (HARTMANN, 2006; RAVAZZOLO e COSTA 2007; AQUINO, 2012; LEITE 
et al., 2013). É considerado como uma das viroses mais importantes na medicina 
felina e exerce papel fundamental como modelo de pesquisas genéticas sobre 
câncer e retroviroses (HARTMANN, 2006). 
O FeLV pertence ao gênero Gammaretrovirus, se enquadra na categoria dos 
vírus autônomos para replicação, enquanto os outros vírus do gênero são defectivos 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
 
2.2.2 ESTRUTURA GENÔMICA 
O seu genoma apresenta duas moléculas simples de RNA, sentido positivo e 
apresenta 03 genes principais (gag, pol, env). Mede cerca de 110 nm de diâmetro, 
encapsulado, core icosaédrico e com 8.448 nucleotídeos (D’ONIONS, 1987). 
O gato doméstico possui tanto os retrovírus exógenos (FeLV, FIV) quanto 
endógenos (RD 114, enFeLV). Os vírus exógenos são transmitidos horizontalmente 
e os endógenos estão presentes no genoma e são herdados geneticamente. Estes 
últimos são sequências defeituosas incapazes de codificar partículas virais, não 
causam doença, mas acredita-se que quando combinado com FeLV exógeno geram 
cepas mais patogênicas (HARTMANN, 2006; AQUINO, 2012). O local que se 
25 
 
 
observa uma quantidade maior das combinações entre as sequências endógenas e 
exógenas é a região central do gene env, na porção SU, em posições determinadas 
(A, B, C, D, F e G), onde o local mais variável é o D, responsável pela neutralização 
viral do FeLV exógeno, característica importante para latência viral e surgimento de 
tumores (SHEETS et al., 1993). 
O FeLV possui quatro subgrupos (A, B, C e T), determinados pela 
variabilidade das sequências de aminoácidos das glicoproteínas do envelope 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
O FeLV A é facilmente transmitido entre os gatos, sendo considerado o mais 
comum e menos patogênico. Pode recombinar com sequências do enFeLV ou sofrer 
mutações, originando subtipos B e C respectivamente. A replicação dos subtipos B e 
C só é possível na presença do subtipo A. Os isolados dos animais naturalmente 
infectados possuem o FeLV A sozinho, ou em combinação com FeLV B, FeLV C ou 
ambos (HARTMANN, 2006). 
O FeLV B está associado a neoplasias, sendo isolado com maior frequência 
que o subtipo C, sendo este último um subtipo raro observado em animais com 
anemia não regenerativa. O subtipo T está associado à imunossupressão severa 
(HARTMANN, 2006). 
 
2.2.3 EPIDEMIOLOGIA 
Este patógeno tem distribuição mundial e enzoótica em gatos domésticos 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007; LEITE et al., 2013), mas com relatos em felinos 
selvagens de cativeiro (RIVETTI JUNIOR, 2006; RAVAZZOLO e COSTA 2007) 
como no zoológico da Universidade Federal de Mato Grosso (UFMT) em jaguatiricas 
(Felis pardalis), gato-palheiro (Felis colocolo), gato-marajá (Felis wedii), onça-parda 
(Felis concolor), onça-pintada (Panthera onca) (SCHMITT et al., 2003), e os de vida 
livre como em lince ibérico (Linx pardinus) em Portugal (MELI et al., 2010), 
jaguatirica (Felis pardalis) e gato do mato (Leopardus tigrinus) no Brasil 
(GUIMARÃES et al., 2009), puma (Puma concolor coryi) na Flórida (BROWN et al., 
2008) e leopardos (Leopardus guigna) no Chile (MORA et al., 2015). 
A prevalência varia de acordo com o gênero, distribuição geográfica, acesso à 
rua, estado de saúde, e densidade elevada de felinos (gatis e abrigos) 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007; LEVY et al., 2008). É considerada baixa (˂ 2%) em 
gatos assintomáticos e alta (30%) em gatos doentes e constantemente expostos ao 
26 
 
 
vírus (HARTMANN 2006; RAVAZZOLO e COSTA 2007). Na Costa Rica a 
prevalência encontrada foi de 16,7% (BLANCO et al., 2009), 30,4% na Espanha 
(ARJONA et al., 2000), 7,1% em Portugal (DUARTE et al., 2010). 
No Brasil, tem-se 47% de prevalência em Minas Gerais (COELHO et al., 
2008), 38,3% no Rio Grande do Sul (MEINERZ et al., 2010), 12% em São Paulo 
(JUNQUEIRA-JORGE, 2005). Em Cuiabá/MT, Poffo (2012) relata ocorrência de 
4,49%. 
 
2.2.4 TRANSMISSÃO 
Ocorre principalmente por contato direto através da saliva onde a 
concentração do vírus é maior (RAVAZZOLO e COSTA 2007; AQUINO, 2012; LEITE 
et al., 2013). O vírus é encontrado no soro, plasma, secreções nasais, leite e em 
menores quantidades nas lágrimas, urina e fezes de gatos infectados (HORZINEK et 
al., 2007). 
A utilização de seringas e equipamentos contaminados com sangue também 
já foi descrito (RAVAZZOLO e COSTA 2007). A transmissão entre gatos que 
compartilham vasilhames, alimentos ou água também foi relatada (HARTMANN, 
2011; AQUINO, 2012; LEITE et al., 2013). 
As fêmeas infectadas podem transmitir o vírus verticalmente para os seus 
filhotes através da placenta, in utero, resultando em reabsorção fetal, aborto ou 
morte neonatal, e os filhotes que sobrevivem ao período neonatal tornam-se 
persistentemente virêmicos (HARTMANN, 2004). 
 
2.2.5 PATOGENIA 
As consequências da infecção dependem da condição imune, da idade do 
animal, patogenicidade do vírus, frequência de exposição e concentração viral 
(HARTMANN, 2006). A incidência em gatos jovens é maior do que nos adultos, 
justamente pela resistência relacionada à idade, que até 12 semanas são altamente 
suscetíveis e acima de 16 semanas são mais difíceis de infectarem naturalmente 
(HARTMANN, 2006; AQUINO, 2012). 
Como os outros retrovírus, a infecção por FeLV é essencialmente persistente 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007), com diferentes fases (HARTMANN, 2012). 
Os estágios da infecção para FeLV são definidos como infecção abortiva, 
infecção regressiva, infecção progressiva e focal ou atípica. A infecção abortiva é 
27 
 
 
caracterizada pela resposta imune efetiva dos gatos imunocompetentes que 
eliminam o vírus no início, não detecta DNA proviral e nem antígeno viral 
(HARTMANN, 2012). 
O estágio da infecção regressiva ocorre quando há uma resposta imune 
efetiva, e durante esta fase, os gatos possuem resultados positivos em testes que 
detectam antígeno livre no plasma, no entanto, esta viremia é encerrada dentro de 
algumas semanas ou meses. A viremia transitória pode durar de 3 a 4 semanas e o 
animal é capaz de eliminar completamente o vírus (HARTMANN, 2012). 
 A infecção progressiva desenvolve após o vírus disseminar para os tecidos 
alvos como timo, baço, linfonodos, medula óssea e glândulas salivares, onde se 
replica. Pode causar tumores, supressão da medula óssea e imunossupressão, bem 
como doenças neurológicas (HARTMANN, 2012) e desenvolver doenças 
degenerativas e tumores linfoides e hematopoiéticos, que predispõe ao óbito em 
dois a cinco anos após a infecção (JARRETT, 1999). Durante esta fase, os gatos 
têm resultados positivos em testes que detectam antígeno livre no plasma e DNA 
proviral no sangue. Neste estágio os animais permanecem persistentemente 
infectados e eliminam o vírus, principalmente pela saliva, sendo associada com alta 
carga viral (HARTMANN, 2012). No entanto, com o cuidado adequado, muitos gatos 
infectados com FeLV podem viver vários anos com uma boa qualidade de vida 
(HARTMANN, 2012). 
A forma atípica ou focal é de infecção viral local sem viremia, sem 
manifestação, sem transmissão, mas a replicação ocorre em local atípico como olho, 
epitélio de glândulas salivares, glândula mamária ou bexiga, onde os resultados nos 
testes podem ser discordantes, alternado entre positivo e negativo (HARTMANN, 
2004). 
 
2.2.6 SINAIS CLÍNICOS 
Os sinais clínicos mais comuns são os observados em caso de 
imunodeficiência e deve-se a infecções oportunistas e repetidascomo estomatite, 
gengivite crônica, lesões de pele, abscessos subcutâneos, doenças respiratórias 
crônicas e peritonite infecciosa felina, e toxoplasmose (RAVAZZOLO e COSTA 
2007). 
28 
 
 
Além da imunodeficiência outras manifestações estão associadas, tais como 
neoplásicas (linfomas, leucemia e fibrossarcoma) e disfunções hematológicas não 
neoplásicas (anemia e trombocitopenia) (HARTMANN, 2011). Outras síndromes 
associadas ao FeLV são enterite, síndrome da imunodeficiência adquirida, síndrome 
do enfraquecimento de filhotes, neuropatias, hepatopatias (HARTMANN, 2006) e 
desordens reprodutivas (HARTMANN, 2006; RAVAZZOLO e COSTA 2007; LEITE et 
al., 2013). 
 
2.2.7 CO-INFECÇÕES 
A sintomatologia do FeLV está nos seus efeitos diretos e também no tipo de 
agente oportunista presente. As mais comuns são o FIV, Hemoplasma, Coccidiose, 
Herpesvirus Felino, Calicivirus Felino, Toxoplasmose, Cryptococcose, Peritonite 
Infecciosa Felina, Dermatofitose, Doença periodontal, Insuficiência renal, alterações 
neurológicas e alterações oculares (HORNIZEK et al., 2007; HARTMANN, 2011; 
AQUINO, 2012). 
A infecção pelo FeLV potencializa o FIV, agrava os sinais clínicos e patogenia 
da doença, devido a interação de ambas retroviroses na imunidade do hospedeiro 
(PEDERSEN et al., 1987; HARTMANN, 2011; AQUINO, 2012). 
 
2.3 Diagnóstico das Retroviroses 
2.3.1 DIAGNÓSTICO SOROLÓGICO 
Os testes sorológicos são os mais utilizados para diagnóstico das retroviroses 
felinas (HARTMANN, 2004). O teste utilizado pela prática clínica é o ensaio 
imunoenzimático (ELISA), que detecta animais positivos a partir da quarta semana 
de infecção, sendo considerado como teste de triagem (LEVY et al., 2008; 
FIGUEIREDO et al., 2011). Para FeLV, detecta-se a proteína do capsídeo p27, no 
soro ou plasma caracterizando como um bom marcador para detecção da infecção 
(FIGUEIREDO et al., 2011). Para FIV, o ELISA detecta anticorpos contra a proteína 
p24 ou a proteína gp41, sendo está última o antígeno de escolha (HARTMANN, 
1998). 
O teste de Imunofluorescência Indireta (IFI) é usado para FIV e 
Imunofluorescência Direta (IFA) para FeLV, sendo que a técnica baseia-se em 
29 
 
 
esfregaços sanguíneos, utilizando anticorpos e antígenos específicos 
respectivamente (RAVAZZOLO e COSTA 2007; FIGUEIREDO et al., 2011). 
Os testes imunocromatográficos disponíveis são utilizados para detecção 
qualitativa e simultânea dos anticorpos do vírus da imunodeficiência felina e 
antígenos virais da leucemia felina (RAVAZZOLO e COSTA 2007). Este tipo de teste 
é considerado uma ferramenta útil no diagnóstico por ser rápido, ser de fácil 
utilização sem necessidade de máquinas especializadas ou técnicos capacitados 
(KIM et al., 2014), além de ser econômico, fácil interpretação (HARTMANN et al., 
2007). Apresentam alta sensibilidade e especificidade em gatos não vacinados 
contra FIV (LEVY et al., 2004; HARTMANN et al., 2007), e valores de 90% e 98% de 
sensibilidade e especificidade respectivamente semelhante ao ELISA para FeLV 
(HARTMANN, 2012; KIM et al., 2014). É bastante utilizado na prática clínica 
(HARTMANN et al., 2007). 
Para o diagnóstico do FIV tem-se ainda “Western Blot” (WB), utilizado na 
confirmação de casos indeterminados nos testes de triagem (WHITE et al., 2011). O 
WB é usado como um teste de confirmação para o FIV, devido à sua maior 
sensibilidade e especificidade quando comparado com os métodos de ELISA e PCR 
(MORTOLA et al., 2004). Tem como desvantagem ter pessoas capacitadas para sua 
realização (WHITE et al., 2011). 
Os métodos sorológicos podem apresentar algumas desvantagens como 
resultados discordantes decorrentes da evolução da infecção ou de reações 
cruzadas. Podem não apresentar um diagnóstico preciso, uma vez que em 
determinadas situações podem surgir falsos-negativos, no caso de realização do 
teste antes da soroconversão (AZEVEDO, 2008), isto é, não detectam animais 
positivos no início da infecção e falsos positivos em gatos filhotes com menos de 
seis meses, por terem adquirido anticorpos anti-FIV pelo colostro das suas mães 
infectadas ou vacinadas, neste último caso para FIV (MORTOLA et al., 2004; 
HORZINEK et al., 2008). 
Os testes sorológicos podem apresentar reações cruzadas, em gatos 
vacinados contra outras doenças virais (HARTMANN et al., 2001). Outra 
desvantagem destes métodos é a impossibilidade de distinção entre anticorpos 
induzidos pela infeção natural e anticorpos resultantes da vacinação ou adquiridos 
pelo colostro materno (LEVY et al., 2008). 
 
30 
 
 
2.3.2 DIAGNÓSTICO DIRETO 
2.3.2.1 Isolamento Viral 
O isolamento do vírus não é muito utilizado como diagnóstico (RAVAZZOLO e 
COSTA 2007), devido sua complexidade e custo, porém, foi o teste originalmente 
desenvolvido para identificação de animais infectados (FIGUEIREDO et al., 2011), 
sendo considerado padrão ouro nos testes não sorológicos. A cultura do vírus é 
realizada apenas em laboratórios de referência, mas não é aplicado na prática 
clínica (LEVY et al., 2008; AQUINO, 2012). No isolamento são possíveis resultados 
falsos negativos, caso o material seja coletado na fase de portador assintomático, 
onde a carga viral é menor (RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
 
2.3.2.2 Diagnóstico Molecular 
A Reação em Cadeia pela Polimerase (PCR) e RT-PCR são técnicas 
moleculares que permitem a amplificação de fragmentos a partir de DNA ou RNA 
viral presentes em quantidades pequenas da amostra (RAVAZZOLO e COSTA 
2007). 
As amostras biológicas mais utilizadas na detecção molecular para FIV e 
FeLV são o sangue e a saliva. A saliva é um método de amostragem não invasiva 
pode ser utilizada em levantamentos epidemiológicos em larga escala, é mais barata 
para se obter do que o sangue e menos exigente tecnicamente (GOMES-KELLER et 
al., 2006; CHANG FUNG MARTEL et al., 2013). Os resultados diagnósticos usando 
a saliva irão facilitar a determinação rápida e precisa do status da infecção, com a 
facilidade da coleta sem contenção química desse material principalmente em locais 
com um número grande de animais (WESTMAN et al., 2016). 
A PCR detecta o DNA proviral, indicativo de que o vírus entrou na célula e 
integrou o genoma do hospedeiro (HOHDATSU et al., 1992). O DNA proviral e RNA 
viral no plasma dos animais pode ser detectado uma semana após a exposição ao 
FeLV, mesmo quando não há antígenos circulantes ( LEVY et al., 2008). O DNA 
proviral pode ser detectado no sangue dos gatos com infecção regressiva que são 
negativos na sorologia (HARTMANN et al., 2012) e os que ultrapassaram a fase de 
antigenemia permanecem positivos no provírus, porém são negativos nos testes 
sorológicos (GOMES-KELLER et al., 2006; LEVY et al., 2008). 
Os testes baseados em PCR apresentam várias vantagens, uma vez que 
permitem a identificação da fase latente. A PCR mostrou ser mais sensível que o 
31 
 
 
ELISA numa fase inicial, uma vez que os animais revelaram-se positivos ao PCR, 
uma a duas semanas antes da detecção do antígeno (ARJONA et al., 2007; 
AZEVEDO, 2008). Este teste demonstrou-se sensível, específico, rápido, 
conveniente e a sua aplicabilidade no diagnóstico clínico promissora, uma vez que a 
evidência direta da presença de vírus se torna mais eficiente do que a informação 
indireta fornecida pela detecção sorológica (ARJONA et al., 2007). 
Para detecção de RNA viral utiliza-se a transcrição reversa seguida da reação 
em cadeia pela polimerase (RT-PCR). Essa técnica proporcionou um grande avanço 
no estudo e diagnóstico dos vírus RNA, porém a RT-PCR é menos usada do que a 
PCR para detecção de DNA proviral (RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
A nested PCR é realizada em duas etapas, isto é, na primeira etapa um 
produto amplificado pelo método tradicional, e na segunda etapa utilizando o produto 
da primeira etapa é submetido a uma segunda amplificação. Tem como vantagem 
em relação à PCR tradicional ter maior sensibilidade e especificidade(HOHDATSU 
et al., 1992; RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
A PCR em tempo real tem sido utilizada para avaliação da carga viral e 
avaliação da cinética da infecção após inoculação experimental, podendo ser 
utilizada como marcador da progressão clínica (GOTO et al., 2002). Pode apresentar 
uma sensibilidade de 92% e uma especificidade de 99%, capaz de detectar um 
elevado número de gatos com uma baixa carga proviral que se apresentaram 
negativos a outros testes de diagnóstico (ARJONA et al., 2007). No que diz respeito 
à Reação em Cadeia da Polimerase em tempo real esta tem sido mais vantajosa 
que a PCR convencional, pois permite uma quantificação absoluta do DNA, através 
da curva padrão de sequência alvo já conhecida (SWEENEY et al., 2007). Dos 
testes disponíveis para o diagnóstico, um resultado negativo na PCR em tempo real 
é o resultado mais confiável para diagnosticar um animal como sendo negativo 
(AZEVEDO, 2008). 
 A PCR digital (dPCR) é um método emergente para um número crescente de 
aplicações (GERDES et al., 2016). Nos últimos anos, o interesse no 
desenvolvimento de dPCR como técnica de amplificação de ácidos nucleicos para 
diagnóstico clínico direto virais tem crescido. As principais vantagens da dPCR sobre 
qPCR incluem: a quantificação de concentrações de ácidos nucleicos sem uma 
curva de calibração, a sensibilidade relativa, precisão quantitativa superior, uma 
32 
 
 
maior resistência a inibidores, e aumento da precisão para a variabilidade da 
sequência alvo (ZHANG et al., 2016). 
As principais desvantagens dos métodos diagnósticos moleculares é a 
necessidade de ser realizado em laboratórios bem equipados e por equipe bem 
treinada, para evitar resultados falsos positivos como contaminação de material, ou 
falsos negativos por erros de manipulação (LEVY et al., 2008; AQUINO, 2012). 
 Alternativamente para FIV, a PCR tem como desvantagem, dependendo da 
região de desenho dos oligonucleotídeos, a não detecção de todos os tipos e 
subtipos de FIV, podendo apresentar resultados falsos negativos (GREENE et al., 
1993; MORTOLA et al., 2004). 
Resultados falsos negativos para FeLV também podem ocorrer, pois o vírus é 
sensível a mutações (HARTMANN, 2012) e mínimas variações na cadeia genômica 
podem inibir a ligação aos primers originando resultados falso negativos (LLORET, 
2008). 
 
2.4 Tratamento 
Não existe a cura total para as retroviroses. A erradicação da infecção por 
retrovírus em qualquer fase é muito difícil (KAHN, 2007). 
Gatos infectados por FIV e FeLV podem viver por muitos anos, e, portanto, 
uma decisão sobre tratamento ou eutanásia nunca deve ser baseada unicamente na 
presença da infecção por retrovírus. A maioria dos gatos infectados com retrovírus 
são tratados com terapêutica sintomática (HARTMANN, 2015). 
O tratamento de suporte serve para melhorar a qualidade de vida dos animais 
e controlar as infecções secundárias e oportunistas, utilizando antibióticos, anti-
inflamatórios, fluidoterapia e suporte nutricional (RAVAZZOLO e COSTA 2007; 
LEITE et al., 2013). 
O tratamento específico baseia-se na administração de fármacos retrovirais 
que agem diretamente sobre o vírus e de imunomoduladores que servem para 
estimular a resposta imune protetora, para melhorar a qualidade de vida e aumentar 
a sobrevida dos animais tratados (HARTMANN, 2004). 
Existem 3 classes de inibidores da transcriptase reversa: análogos da 
transcriptase reversa de nucleosídeos (mais amplamente utilizado), inibidores de 
análogos de nucleosídeos, inibidores da transcriptase reversa de não nucleosídeo 
33 
 
 
(altamente seletivo no tratamento do HIV, não usado na Medicina Veterinária) 
(HARTMANN, 2015). 
A quimioterapia antiviral é indicada apenas em casos excepcionais de 
infecção por retrovírus, devido à falta de eficácia comprovada e toxicidade de muitos 
medicamentos antivirais. Compostos antivirais interferem com o ciclo de replicação 
viral e podem ser agrupados em diferentes classes dependendo da atividade 
exercida (HARTMANN, 2015). 
O Retrovir® azidotimidina (AZT) é o antiviral que inibe a transcriptase reversa 
(HORZINEK et al., 2008), usado no tratamento do HIV. Também é usado em 
pesquisas de felinos com sinais clínicos de FIV (RAVAZZOLO e COSTA 2007), e 
estudos demonstraram que atuam na formação eficaz contra a replicação do FeLV 
in vivo e in vitro, melhoram a resposta imune e a condição clínica do animal (LEITE 
et al., 2013). A terapia combinada de AZT com lamivudina é mais indicada no 
tratamento da infecção por FIV (HARTMANN, 2015). 
Os interferons são moléculas de polipeptídio com uma variedade de funções 
biológicas (HARTMANN, 2015). Os interferons protegem as células da replicação 
viral e restauram a função imunológica comprometida, controlando a carga viral 
(HARTMANN, 2004). Relatos de sucesso no tratamento de felinos com FIV e FeLV 
com interferon recombinante aumentou duas vezes mais as chances de sobrevida 
dos animais. Todavia, são necessários mais estudos para comprovação da ef icácia 
dessas drogas (RAVAZZOLO e COSTA 2007; LEITE et al., 2013). 
São relatados ainda Immunoregulin®, que estimulam o sistema imune, ativa 
os macrófagos e estimula a produção de linfocinas e a resposta imune celular, que 
aumenta as atividades das células natural killer (NK) (RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
 
2.5 Medidas de Prevenção e Controle 
A realização de testes de diagnóstico deve ser feito em todos os gatos com 
idade acima dos 6 meses, como prevenção (HARTMANN, 2004). 
 Algumas medidas de prevenção e controle devem ser seguidas, como: 
 Manter os animais domiciliados, dentro de suas residências, para evitar 
exposição a agentes oportunistas e imunossupressores (HORZINEK et 
al., 2008). 
 Separar animais infectados dos não infectados (HORZINEK et al., 
2008). 
34 
 
 
 Evitar o compartilhamento de bebedouros, comedouros entre animais 
infectados e não infectados (LEITE et al., 2013). 
 Manter os procedimentos de limpeza de rotina para prevenção, 
transmissão e exposição do vírus (HARTMANN, 2004). 
 Fazer “check-ups” regularmente, para detecção de possíveis 
alterações do estado de saúde do animal (LEVY et al., 2008). 
 Recomenda-se a castração dos animais para reduzir brigas, lutas, e 
estresse (HORZINEK et al., 2008; LEITE et al., 2013). 
Todos os animais devem ser testados antes da vacinação (HARTMANN, 
2004). A vacina para FeLV foi a primeira a ser desenvolvida e utilizada na prevenção 
de retrovírus em mamíferos (RAVAZZOLO e COSTA 2007). Deve-se realizar a 
vacinação de rotina para FeLV (HORZINEK et al., 2007), mesmo devido a natureza 
da interação retrovírus-hospedeiro, fraca imunogenicidade dos antígenos virais, 
grande diversidade de subtipos (HARTMANN, 2006). É indicado em filhotes a 
primeira dose a partir da oitava semana de vida e a segunda após 4 semanas. O 
reforço deve ser feito anualmente (LEVY et al., 2008). 
As vacinas não interferem nos testes diagnósticos (HARTMANN, 2006) e não 
são obrigatórias (LEVY et al., 2008), mas animais que tem livre acesso a rua e vivem 
em abrigos devem ser vacinados (FIGUEIREDO et al., 2011). Recentemente, a 
prevalência de FeLV têm diminuído, principalmente pela realização de testes de 
diagnóstico e o uso de vacinas (HARTMANN, 2012). 
Diversas vacinas experimentais têm sido desenvolvidas, mas a diversidade 
genética e antigênica do FIV tem dificultado a sua utilização. Apenas nos Estados 
Unidos a vacina é licenciada e comercializada, no entanto não se tem ainda a 
comprovação da sua eficácia na transmissão natural do FIV na população felina 
(RAVAZZOLO e COSTA 2007). 
 
2.6 Retroviroses e Saúde Pública 
 FIV e FeLV são agentes imunossupressores que podem tornar os felinos 
acometidos mais susceptíveis a outras infecções como a Micoplasmose, 
Toxoplasmose, Cryptococcose, sendo um risco em potencial para a disseminação 
de doenças para outras espécies de animais e até mesmo o homem (ALVES et al.,2011; AQUINO, 2012). 
 
35 
 
 
3 OBJETIVOS 
 
Avaliar a ocorrência de FIV e FeLV nos felinos domésticos naturalmente 
infectados na Baixada Cuiabana e em onças de vida livre do Pantanal Mato-
Grossense e avaliar as técnicas de diagnóstico para detecção do FIV e FeLV. 
 
 
 
3.1 Objetivos Específicos 
 
 Investigar a ocorrência de FIV e FeLV nos gatos naturalmente infectados na 
Baixada Cuiabana 
 
 Investigar a ocorrência de FIV e FeLV nas onças pintadas de vida livre do 
Pantanal Mato-Grossense 
 
 Avaliar os possíveis fatores de risco associados com a positividade de FIV e 
FeLV 
 
 Avaliar as técnicas de diagnóstico (sorologia e PCR) para detecção de FIV e 
FeLV nas amostras biológicas utilizadas (soro, sangue, suabe oral) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
36 
 
 
4 REFERÊNCIAS 
ALVES F. Padronização de um Elisa indireto para o diagnóstico da 
imunodeficiência felina a vírus. Dissertação de Mestrado em Ciências 
Veterinárias. Universidade Federal de Minas Gerais. 2010. 32 p. 
 
ALVES F.; REIS J. K. P.; VIEIRA F. O.; DEL PUERTO H. L.; BRAZ G. F.; RAJÃO D. 
S.; MARTINS A. S.; MAZUR C.; LEITE R. C. Retroviroses em felinos domésticos: 
um problema de Saúde Pública. Periódico Científico do Núcleo de Biociências 
Centro Universitário Metodista Izabela Hendrix. 2011. v. 01, n.02. 1-16 p. 
 
ALVES F. , MAZUR C. , RAJÃO D.S. , DEL PUERTO H.L. , BRAZ G.F. , VIEIRA 
F.O. , LEIT E R.C., MARTINS A.S. , REIS J.K.P. Indirect Western blot in the 
diagnosis of feline immunodeficiency vírus. Revista da FZVA Uruguaiana. 2013. 
 V.19, n.1, 55-60 p. 
 
AQUINO L. C. Ocorrência do vírus da leucemia felina no Distrito Federal e suas 
alterações laboratoriais. Dissertação de Mestrado em Saúde Animal. Universidade 
de Brasília. 2012. 72 p. 
 
ARJONA, A.; ESCOLAR, E.; SOTO, I. Seropidemiological survey of infection by 
leukemia virus and immunodeficiency virus in Madrid and correlation with 
some clinical aspects. Journal of Clinical Microbiology. 2000. 38. (1): 3448- 3449 p. 
 
ARJONA, A., BARQUERO,N., DOMENECH, A., TEJERIJO, G., COLLADO, V.M., 
TOURAL,C., MARTÍN, D., GOMEZ-LUCIA, E. Evaluation of a novel nested PCR 
for the routine diagnosis of feline leukemia virus (FeLV) and feline 
immunodeficiency virus (FIV). Journal of Feline Medicine and Surgery. 2007. 9: 14-
22 p. 
 
AZEVEDO, V.L.M. Lesões de reabsorção odontoclástica felina e a sua 
associação a gatos positivos ao vírus da Leucemia (FeLV) e da 
Imunodeficiência (FIV) felinas. Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária, 
Lisboa- Portugal. 2008. 143 p. 
 
37 
 
 
BANDE, F.; ARSHAD, S.S.; HASSAN, L.; ZAKARIA, Z.; SAPIAN, N.A.; RAHMAN, 
N.A.; ALZAWY,A. Prevalence and risk factors of feline leukaemia vírus and 
feline immunodeficiency vírus in peninsular Malaysia. BMC Veterinary Research. 
2012. 8:33. 33 p. 
 
BEATTY, J.A.; TASKER, S.; JARRET, O.; LAM,A.; GIBSON, S.; NOE-NORDBERG, 
A.; PHILLIPS, A.; FAWCETT,A.; BARRS, V.R. Markers of feline leukaemia virus 
infection or exposure in cats from a region of low seroprevalence. Journal of 
Feline Medicine and Surgery. 2011. 13: 927- 933 p. 
 
BLANCO K. PRENDAS J., CORTES R., JIMENEZ C., DOLZ G. Seroprevalence of 
viral infectious in domestic cats in Costa Rica. Journal of Veterinary Medicine 
Science. 2009. 71:661- 663 p. 
 
BROWN M., CUNNINGHAM M.W., ROCA A.L., TROYER J.L., JOHNSON W.E., 
O’BRIEN S.J. Genetic Charaterization of Feline Leukemia Virus from Florida 
panthers. Emerging Infectious Diseases. 2008. 14(2): 252-259 p. 
 
CAXITO F.A., MAGALHÃES COELHO F., PINTO F.F., PINHO T.M.G., RESENDE M. 
Study of feline immunodeficiency vírus (FIV) in Minas Gerais by a nested-PCR-
RFLP analysis of the gag gene. Virus Rewiew & Research. 2003. 209 p. 
 
CHANG FUNG MARTEL J., GUMMOW B., BURGUESS G.,FENTON E., SQUIRES 
R. A door-to-door prevalence study of feline immunodeficiency virus in an 
Australian suburb. Journal of Feline Medicine and Surgery. 2013.0(0):1- 9 p. 
 
COELHO F M., BOMFIM M. R. Q., CAXITO F. A., RIBEIRO N. A., LUPPI M. M., 
COSTA E. A., OLIVEIRA M.E., FONSECA F.G., RESENDE M. Naturally occurring 
feline leukemia virus subgroup A and B infections in urban domestic cats. 
Journal of General Virology. 2008. 89: 2799- 2805 p. 
 
D’ONIONS. Epidemiology of Feline Leukaemia Virus Infections. Bailliére’s 
Clinical Haematology. 1987.1(1). 
 
38 
 
 
DUARTE A., MARQUES M.I., TAVARES L. FEVEREIRO M. Phylogenetic Analysis 
of five Portuguese Strains of FIV. Virology. 2002.147: 1061-1070 p. 
 
DUARTE A., TAVARES L. Phylogenetic analysis of Portuguese Feline 
ImmunodeficiencyVirus sequences reveals high genetic diversity. Veterinary 
Microbiology. 2006.114: 25- 33 p. 
 
DUARTE A., CASTRO I., PEREIRA DA FONSECA I. M., ALMEIDA V., MADEIRA DE 
CARVALHO L. M., MEIRELES J., FAZENDEIRO M. I., TAVARES L., VAZ Y. Survey 
of infectious and parasitic diseases in stray cats at the Lisbon Metropolitan 
Area, Portugal. Journal of Feline Medicine and Surgery. 2010.12: 441- 446 p. 
 
DUNHAM S.P., FLYNN J.N., RIGBY M.A. Protection against feline 
immunodeficiency virus using replication defective proviral DNA vaccines with 
feline interleukin-12 and -18. Vaccine. 2002. 20: 1483-1496 p. 
 
FIGUEIREDO A. S., ARAÚJO JUNIOR J. P. Vírus da Leucemia Felina: análise da 
classificação da infecção, das técnicas de diagnóstico e da eficácia da 
vacinação com o emprego de técnicas sensíveis de detecção viral . Ciência 
Rural. 2011. 41: 1952-1959 p. 
 
FILONI C., CATÃO-DIAS J.L., LUTZ H., HOFMANN-LEHMANN R. Retrovirus 
infections and Brazilian wild felids. Brazilian Journal of Veterinary Pathology. 
2008. 1(2): 88- 96 p. 
 
GERDES L., IWOBI A., BUSCH U., PECORARO S. Optimization of digital droplet 
polymerase chain reaction for quantification of genetically modified organisms. 
Biomolecular Detection and Quantification. 2016. 7: 9 -20 p. 
 
GOTO I., NISHIMURA I., BABA K., MIZUNO T., ENDO I., MASUDA K., OHNO K., 
TSUJIMOTO H. Association of plasma viral RNA load with prognosis cats 
naturally infected with feline immunodeficiency virus. Journal of Virology. 2002. 
76 (19): 10079-10083 p. 
 
39 
 
 
GREENE W. K., MEERS J., DEL FIERRO G. Extensive sequence variation of 
feline immunodeficiency virus env genes in isolates from naturally infected 
cats. Archives of Virology 1993. 133: 51- 62 p. 
 
GUIMARÃES A.M.S., BRANDÃO P.E., MORAES W., CUBAS Z.S., SANTOS L.C., 
VILARREAL L.Y.B., ROBES R.R., COELHO F. M., RESENDE M., SANTOS R. C.F., 
OLIVEIRA R.C., YAMAGUTI M., MARQUES L.M., NETO R.L., BUZINHANI M., 
MARQUES R., MESSICK J.B., BIONDO A.W., TIMENETSKY J. Survey of Feline 
Leukemia vírus and Feline coronaviruses in captive neotropical wild felids from 
Southern Brazil. Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 2009. 40(2): 360- 364 p. 
 
HARTMANN K. Feline Immunodeficiency Virus Infection: an Overview. The 
Veterinary Journal. 1998. 155: 123-137 p. 
 
HARTMANN K., WERNER R. M., EGBERING H., JARRET O. Comparison of six 
in-house tests for the rapid diagnosis of feline immunodeficiency and feline 
leukemia virus infectious. Veterinary Record. 2001. 149 (11): 317- 320 p. 
 
HARTMANN K. Feline Leukemia Virus Infection. Veterinary Interferon Handbook, 
1ª edição, Virbac S.A. 2004. 35- 68 p. 
 
HARTMANN K. Feline Leukemia virus infectious. In: Greene C. E. Infectious 
disease of the dog and cat. Capítulo:11. 3ª edição. Sounders Elsevier. 2006. 108-
136 p. 
 
HARTMANN K., GRIESSMAYR P., SCHULTZ B., GREENE C. E., VIDYASHANKAR 
A. N., JARRET O., EGBERINK H. F. Quality of different in clinic test systems for 
feline immunodeficiency virus and feline leukemia virus infection. Journal of 
Feline Medicine and Surgery. 2007. 9:439-445 p. 
 
HARTMANN K. Clinical aspects of Feline Immunodeficiency and Feline 
Leukemia virus infection. Veterinary Immunology and Immunopathology. 2011.143. 
190- 201 p. 
 
40 
 
 
HARTMANN K. Clinical Aspects of Feline Retroviruses: AReview. Viruses. 2012. 
4: 2684- 2710 p. 
 
HARTMANN K. Efficacy of antiviral chemotherapy for retrovirus – infected cats: 
What does the current literature tell us? Journal of Feline Medicine and Surgery. 
2015. 17: 925- 939 p. 
 
HOHDATSU T., YAMADA M., OKADA M., FUKASAWA M., WATANABE K., 
OGASAWARA T., TAKAGI M., AIZAWA C., HAYAMI M., KOYAMA H. Detection of 
feline immunodeficiency proviral DNA in peripheral blood lymphocytes by the 
polymerase chain reaction. Veterinary Microbiology. 1992. 30: 113-123 p. 
 
HORZINEK M., ADDIE D., BÉLAK S., HOSIE MJ. Guidelines on Feline Infections 
Disease – Feline Leukaemia Virus. ABCD European Advisory Board on Cats 
Diseases: 2007. 1-26 p. 
 
HORZINEK M., ADDIE D., BELAK S. HOSIE M.J. Guidelines on Feline Infections 
Disease – Feline immunodeficiency Virus. ABCD European Advisory Board on 
Cats Diseases. 2008. 1- 25p. 
 
HUGGETT J.F., COWEN S., FOY C.A. Considerations for digital PCR as an 
accuratemolecular diagnostic tool. Clinical Chemistry 61: 2015. 79- 88p. 
 
KAHN, C.M. Manual Merk de Veterinaria. Volume 1. 6ª Edição. Oceano/ Centrum 
Merial. 2007. 620-624, 651-652,1337-1338 p. 
 
JARRETT O. Strategies of retrovirus survival in the cat. Veterinary Microbiology. 
1999. 69: 99-107 p. 
 
JUNQUEIRA-JORGE J. Estudo dos fatores de risco da Leucemia Viral Felina no 
município de São Paulo. Dissertação de Mestrado - Universidade de São Paulo. 
2005. 43 p. 
 
41 
 
 
KAKINUMA S., MOTOKAWA W., HOHDATSU T., YAMAMOTO J.K., KOYAMA H., 
HASHIMOTO H. Nucleotide sequence of feline immunodeficiency virus: 
classification of japanase isolates into two subtypes which are distinct from 
non-japanase subtypes. Journal of Virology. 1995. 69 (6): 3639-3646 p. 
 
LARA V.M., TANIWAKI S., ARAÚJO JR. J.P. Caracterização filogenética de 
amostras do vírus da imunodeficiência felina (FIV) do Estado de São Paulo. 
Pesquisa Veterinária Brasileira. 2007. 27(11). 467- 470 p. 
 
LEAL I.P.M. Subtipificação molecular do vírus da imunodeficiência felina em 
Portugal Continental e Açores. Dissertação de Mestrado. Faculdade de Medicina 
Veterinária Universidade de Lisboa. 2015. 88 p. 
 
LEITE R. C., REIS J. K. P., OLIVEIRA A. P., NASCIMENTO P. M. P., OLIVEIRA F. 
G., NAVES J. H. F. F., RODRIGUES A. P. S., GASPARINI M. R., ALVES F., 
OLIVEIRA C. H. S., RAJÃO D. S., GALINARI G. C.F. Retroviroses dos animais 
domésticos. Veterinária e Zootecnia. 2013. 20: 73- 92 p. 
 
LEVY J., CRAWFORD C., HARTMANN K., HOFMANN-LEHMANN R., LITTLE S., 
SUNDAHL E., THAYER V. American Association of Feline Practitioners' feline 
retrovirus management guidelines. Journal of Feline Medicine and Surgery. 
2008.10: 300- 316 p. 
 
LLORET, A. Molecular Techniques for diagnosis of Feline Viral Diseases In: 
Proceedings of the Southern European Veterinary Conference & Congresso 
Nacional AVEPA. Barcelona, Espanha. 2008. 10 p. 
 
MARÇOLA T. G., GOMES C. P. C., SILVA P. A., FERNANDES G. R., PALUDO G. 
R., PEREIRA R. W. Identification of a novel subtype of feline immunodeficiency 
vírus in a population of naturally infected felines in the Brazilian Federal 
District. Virus Genes. 2013. 46: 546- 550 p. 
 
MEINERZ A. R. M., ANTUNES T. A., SOUZA L. L., NASCENTE P. S., FARIA R. O., 
CLEFF M. B., GOMES F. R., NOBRE M. O., REISCHAK D., SCHUCH L. F. D., 
42 
 
 
MEIRELES M. C. A. Frequência do vírus da Leucemia felina (VLFe) em felinos 
domésticos (Felis catus) semidomiciliados nos municípios de Pelotas e Rio 
Grande. Ciência Animal Brasileira. 2010.11: 90- 93 p. 
 
MELI M.L., CATTORI V., MARTÍNEZ F., LÓPEZ G., VARGAS A., PALOMARES F., 
LÓPES-BAO J.V., HOFFMANN-LEHMANN R., LUTZ H. Feline leukemia virus 
infection: A threat for the survival of the critically endangered Iberian lynx 
(Lynx pardinus). Veterinary Immunology and Immunopathology. 2010. 134: 61-67 p. 
 
MENDES-DE-ALMEIDA F., FARIA M.C.F., BRANCO A.S., SERRÃO M.L., SOUZA 
A.M., ALMOSNY N., CHAME M., LABARTHE N. Sanitary conditions of a colony of 
urban feral cats (felis catus linnaeus, 1758) in a zoological garden of Rio de 
Janeiro, Brazil. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo. 2004. 
46(5):269-274p. 
 
MORA M., NAPOLITANO C., ORTEGA R., POULIN E., PIZARRO-LUCERO J. 
Feline immunodeficiency vírus and feline leucemia vírus infection in free-
ranging guignas (Leopardus guigna) and sympatric domestic cats in human 
perturbed landscapes on Chiloé Island, Chile. Journal of Wildlife Diseases. 2015. 
51(1): 199- 208 p. 
 
MORTOLA E., OLIVA G., RISSO M., PECORARO M., VENTURINI M.C. Feline 
immunodeficiency virus infection: a comparative study of different diagnostic 
techniques. Arquivo Brasileiro Medicina Veterinária e Zootecnia. 2004. 56: 3-18 p. 
 
NORRIS, J.M., BELL, E.T., HALES, L. Prevalence of feline immunodeficiency 
virus infection in domesticated and feral cats in eastern Australia In: Journal of 
Feline Medicine and Surgery. 2007. 9: 300- 308 p. 
 
PAVSIC J., ŽEL J., MILAVEC M. Digital PCR for direct quantification of viruses 
without DNA extraction. Anal Bioanal Chemistry. 2016. 408: 67-75 p. 
 
43 
 
 
PEDERSEN N.C., HO E.W., BROWN M.L., YAMAMOTO J.K. Isolation of a T-
lymphotropic virus from domestic cats with an immunodeficiency-like 
syndrome. Science. 1987. 235: 790-793 p. 
 
POFFO D. Infecção pelo vírus da Imunodeficiência Viral Felina e Leucemia Viral 
em Felídeos domésticos e silvestres atendidos no Hospital Veterinário da 
UFMT- Cuiabá- Brasil. Monografia referente ao curso de Especialização em Clínica 
Médica, Cirúrgica e Apoio diagnóstico em Medicina Veterinária de pequenos animais 
– UFMT. Cuiabá, MT. 2012. 45 p. 
 
RAVAZZOLO A. P., COSTA U.M. Retroviroses, In: Flores E. F. (Ed) Virologia 
Veterinária Ed. da UFSM, Santa Maria. 2007. 811- 836 p. 
 
RECHE JR., A., HAGIWARA M. K., LUCAS S. R. C. Clinical study of acquired 
immunodeficiency syndrome in domestic cats in São Paulo. Brazilian Journal 
Veterinary Research Animal Science. 1997. 34: 152-155 p. 
 
RIVETTI JUNIOR, A.V. Retroviroses, Toxoplasma gondii e Mycoplasma 
haemofelis em gatos errantes e felinos selvagens do zoológico de Belo 
Horizonte-MG. Dissertação de Mestrado, Escola de Veterinária-UFMG. 2006. 38 p. 
 
RIVETTI JR. A.V., CAXITO F.A., RESENDE M., LOBATO Z.I.P. Avaliação 
sorológica para Toxoplasma gondii pela imunofluorescência indireta e 
detecção do vírus da imunodeficiência felina pela nested PCR em felinos 
selvagens. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 2008. 60(5): 
1281-1283 p. 
 
SANGEROTI D., MEDEIROS, F. A AIDS felina. Revista Científica Eletrônica de 
Medicina Veterinária. Ano VI. 2008. 10: 1 - 4 p. 
 
SCHMITT A.C., REISCHAK D., CAVLAC C.L. MONFORTE C.H.L., COUTO F.T., 
ALMEIDA A.B.P.F., SANTOS D.G.G., SOUZA L., VECCHI K. Infecção pelo virus 
da leucemia felina e da peritonite infecciosa felina em felídeo selvagem de vida 
44 
 
 
livre e de cativeiro da região do Pantanal Mato-Grossense. Acta Scientiae 
Veterinariae. 2003. 31(3): 185-188 p. 
 
SHEETS R.L., PANDEY R., JEN W. C., ROY-BURMAN P. Recombinant feline 
leukemia virus genes detected in naturally occurring feline lymphosarcomas. 
Journal Virology.1993. 67(6): 3118-3125 p. 
 
SOBRINHO L.S.V., VIDES J.P., BRAGA E. T., GOMES A.A.D., ROSSI C.N., 
MARCONDES M. Sorofrequência de infecção pelo vírus da imunodeficiência 
felina e vírus da leucemia felina em gatos do município de Araçatuba, São 
Paulo. Brazilian Journal Veterinary Research Animal Science. 2011. 48: 378-383 p. 
 
SWEENEY F. P., COURTENAY O., HIBBERD V., HEWINSON R. G., REILLY L. A., 
GAZE W. H., WELLINGTON E. M. H. Environmental Monitoring of 
Mycobacterium bovis in Badger Feces and Badger Sett Soil by Real-Time PCR, 
as Confirmed by Immunofluorescence, Immunocapture, and Cultivation. 
Applied and Environmental Microbiology. 2007. 73(22): 7471-7473 p. 
 
TEIXEIRA B.M., RAJÃO D.S., HADDAD J.P.A., LEITE R.C., REIS J.K.P. Ocorrência 
do vírus da imunodeficiênciafelina e do vírus da leucemia felina em gatos 
domésticos mantidos em abrigos no município de Belo Horizonte. Arquivo 
Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 2007. 59(4): 939-942 p. 
 
TEIXEIRA B.M., LOGAN N., SAMMAN A., MIYASHIRO S.I., BRANDÃO P.E., 
WILLETT B.J., HOSIE M.J., HAGIWARA M.K. Isolation and partial 
characterization of Brazilian samples of feline immunodeficiency vírus. Virus 
Research. 2011. 160: 59- 65 p. 
 
TEIXEIRA B.M., HAGIWARA M. K., CRUZ J.C. M., HOSIE M. J. Feline 
Immunodeficiency Virus in South America. Viruses. 2012. 4: 383- 396 p. 
 
WESTMAN M. E., MALIK R., HALL E., NORRIS J.M. Diagnosing feline 
immunodeficiency virus (FIV) infection in FIV-vaccinated and FIV-unvaccinated 
45 
 
 
cats using saliva. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious diseases. 
2016. 46: 66-72 p. 
 
WHITE,J.; STICKNEY,A.; NORRIS, J.M. Feline Immunodeficiency Virus: Disease 
Asociation versus causation in domestic and nondomestic felids. Veterinary 
Clinical Small. 2011. 4: 11197- 1208 p. 
 
 ZHANG K., LIN G., LI J. Quantitative nucleic acid amplification by digital PCR 
for clinical viral diagnostics. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine. 2016. 
320 – 326 p. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Zhang%20K%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=26845722
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Lin%20G%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=26845722
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Li%20J%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=26845722
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26845722
46 
 
 
5 ARTIGO ACEITO À BRAZILIAN JOURNAL OF INFECTIOUS DISEASES (BJID) 
 
 
 
Letter to the editor 
Molecular detection of feline leukemia virus in free-ranging jaguars (Panthera onca) 
in the Pantanal region of Mato Grosso, Brazil 
Carla Patricia Amarante e Silva, Selma Samiko Miyazaki Onuma, Daniel Moura de 
Aguiar, Valéria Dutra, Luciano Nakazato* 
Universidade Federal de Mato Grosso – UFMT 
* Corresponding author: lucnak@ufmt.br, Universidade Federal de Mato Grosso (UFMT), 
Av. Fernando Corrêa da Costa, 2367, Coxipó, 78060-900 Cuiabá, MT, Brazil 
 
O recente aumento de doenças que afetam animais selvagens está associado a 
mudanças ecológicas no habitat natural do hospedeiro ou patógeno
1
. Fatores antropogênicos 
que influenciam a ocorrência ou emergência de doenças incluem a fragmentação e a 
conversão de habitats naturais, presença humana próximo as áreas naturais possibilitando 
aumento do contato entre animais domésticos e selvagens
2-3
. Dentre os possíveis patógenos 
para os carnívoros, os vírus são mais significativos devido a sua letalidade
3-4
. Os vírus da 
Imunodeficiência Felina (FIV) e da Leucemia Felina (FeLV) são retroviroses importantes que 
afetam felinos domésticos e não domésticos
5
. A invasão humana em ambientes naturais e o 
subsequente contato e exposição de animais selvagens com domésticos pode ser uma ameaça 
crescente
1.
 Considerando que a família Felidae encontra-se ameaçada, que os habitats estão 
progressivamente reduzidos pela invasão humana através do desmatamento, contato desses 
animais com animais domésticos, torna-se necessário conhecer sobre sua saúde para tornar-se 
aplicável sua conservação. O objetivo deste trabalho foi avaliar a ocorrência dos vírus da 
leucemia e da imunodeficiência felina em onças de vida livre no Pantanal Mato-Grossense, 
Brasil. 
Foram capturadas 21 onças pintadas (Panthera onca) no período de 2010 à 2014, 
sendo 11 machos e 10 fêmeas. Os machos apresentavam idade entre 4 a 8 anos e as fêmeas 
47 
 
 
entre 4 a 9 anos. O local de captura foi a Estação Ecológica Taiamã (ECT) no Pantanal Mato-
Grossense (16 ° 50 '34.31 "S, 57 ° 35 '03,70" W), localizado no município de Cáceres, MT. 
As capturas foram autorizadas pelo Sistema Nacional de Pesquisa da Biodiversidade SISBIO, 
sob os números de licenciamento 30.896-1 e 18699-1. Amostras de sangue foram coletadas 
pela punção venosa femoral e amostras de suabe oral foram coletados com esfregaço do suabe 
contra a mucosa oral interna da bochecha de cada animal e depois encaminhadas para os 
laboratórios correspondentes para análises. Os soros (10ul) foram testados em Imunoensaio 
cromatográfico para detecção simultânea dos anticorpos IgG anti-FIV e do antígeno da FeLV 
pelo kit Test Bioeasy
®
 , de acordo com o protocolo do fabricante. DNA do sangue e da saliva 
dos animais foram submetidos a PCR para diagnóstico molecular de FIV e FeLV. A amostra 
positiva foi submetida ao sequenciamento, analisada através do programa BLAST e matriz de 
identidade com outros sequências de FeLV depositadas no GenBank. 
Na detecção para FeLV foi observado 01 (4,76%) animal positivo na PCR de sangue, 
sendo uma onça pintada de 08 anos. Não foi observado animais positivos na detecção de 
saliva e pela sorologia. Nos testes para FIV não foram observados nenhum resultado positivo 
tanto na sorologia quanto nas PCRs de sangue e suabe oral. O sequenciamento realizado foi 
98% de identidade para FeLV com um e value de 3e
-107
 para a região LTR, com o número de 
acesso ( KU288756) depositados no GenBank. A matriz de identidade mostrou 97,76% de 
identidade com amostra de gene FeLV M12500 subgrupo B. A detecção do FeLV na 
população felídea selvagem, especificamente em onça pintada de vida livre no Pantanal Mato-
Grossense não foi descrita até o momento. Este estudo mostrou pela primeira vez a ocorrência 
de FeLV pelo diagnóstico molecular em onça pintada de vida livre capturada no Pantanal 
Mato-Grossense, Brasil. A ocorrência deste vírus tem sido relatado em outros felídeos 
selvagem, porém a ocorrência de enfermidade associada a infecção necessita ser investigada. 
A exposição desta espécie a essa infecção, sugere que se continue o monitoramento e que 
novas medidas sejam implantadas como a necessidade de estudos voltados aos gatos 
domésticos como fonte de infecção para FeLV e para evitar que essa infecção se torne uma 
ameaça à esta espécie. 
Referências 
1. Mora M, Napolitano C, Ortega R, et al. Feline immunodeficiency vírus and feline 
leucemiavírus infection in free-ranging guignas (Leopardus guigna) and sympatric 
domestic cats in human perturbed landscapes on Chiloé Island, Chile. Journal of 
Wildlife Diseases. 2015:51(1) 199-208. 
2. Schmitt AC, Reischak D, Cavlac CL, et al. Infecção pelo virus da leucemia felina e 
da peritonite infecciosa felina em felídeo selvagem de vida livre e de cativeiro da 
região do Pantanal Mato-Grossense. Acta Scientiae Veterinariae. 2003: 31(3) 185-188. 
3. Furtado MM, Filho JDR, Scheffer KC, et al. Serosurvey for selected viral infections 
in free-ranging jaguars (Panthera onca) and domestic carnivores in Brazilian Cerrado, 
Pantanal, and Amazon. Journal of Wildlife Diseases. 2013. 49 (3): 510-521. 
4. Murray DL, Kapke CA, Evermann JF, et al. Infectious disease and the conservation 
of free-ranging large carnivores. Animal Conservation. 1999. 2:241- 254. 
5. Sobrinho LSV, Vides JP, Braga ET, et al. Sorofrequência de infecção pelo vírus da 
imunodeficiência felina e vírus da leucemia felina em gatos do município de 
Araçatuba, São Paulo. Brazilian Journal Veterinary Research. Animal Science. 2011. 
48: 378-383. 
 
48 
 
 
6 ARTIGO SUBMETIDO À REVISTA SEMINA: CIÊNCIAS AGRÁRIAS 1 
 2 
Detecção de FIV e FeLV em felinos domésticos naturalmente infectados na 3 
Baixada Cuiabana e avaliação da metodologia de diagnóstico 4 
Detection of FIV and FeLV in domestic cats naturally infected in the 5 
Baixada Cuiabana and evaluation of diagnostic methodology 6 
Carla Patricia Amarante e Silva1, Fernanda Harumi Maruyama1, Mahyumi Fujimori2, Isís A. Braga3, 7 
Valéria Régia Franco Sousa2, Arleana do Bom Parto F. Almeida2, Dirceu Guilherme de Souza 8 
Ramos4, Valéria Dutra1 e Luciano Nakazato1* 9 
1 
Laboratório de Microbiologia Veterinária e Biologia Molecular Veterinária,Universidade Federal de Mato Grosso (UFMT), Av. 10 
Fernando Corrêa 2673, Coxipó, Cuiabá, MT 78060-900, Brazil. *Corresponding author: lucnak@ufmt.br 11 
2 
Departamento de Clínica Médica Veterinária, (UFMT), Av. Fernando Corrêa da Costa 2673, Coxipó, Cuiabá, MT. 12 
3 
Laboratório de Virologia Veterinária (UFMT), Av. Fernando Corrêa da Costa 2673, Coxipó, Cuiabá, MT. 13 
4 
Laboratório de Parasitologia Veterinária, (UFMT), Av. Fernando Corrêa da Costa 2673, Coxipó, Cuiabá, MT. 14 
 15 
RESUMO 16 
A imunodeficiência felina (FIV) e a leucemia felina (FeLV) são duas importantes retroviroses que 17 
afetam felídeos mundialmente. Este estudo teve como objetivo avaliar os testes diagnósticos em 18 
diferentes amostras e investigar a ocorrência de FIV e FeLV na Baixada Cuiabana. Foram analisados 19 
164 gatos e compararam-se as técnicas de sorologia e PCR em diferentes amostras (sangue e saliva) 20 
para detecção de DNA proviral. Considerando a PCR e a sorologia nas amostras diferentes biológicas 21 
(soro, sangue e saliva), observou-se em pelo menos um teste 21 (12,80%) animais positivos para FIV e 22 
22 (13,41%) para FeLV. Somente três animais (1,82%) foram positivos tanto para FIV quanto para 23 
FeLV. A ocorrência para FIV foi de 11,58% (19/164) na sorologia, na PCR sangue 8,53% (14/164), e 24 
na PCR de suabe oral 6,70% (11/164). FeLV apresentou diagnóstico positivo em 3,65% (6/164), 25 
7,31% (12/164) e 7,92% (13/164) das amostras na sorologia, na PCR de sangue e na PCR de suabe 26 
oral, respectivamente. Os resultados da PCR em relação as diferentes amostras apresentou variação 27 
sendo o FIV mais detectado em amostras de sangue (8,53%) e FeLV mais na saliva (7,92%). O perfil 28 
epidemiológico da infecção mostrou que as duas retroviroses FIV e FeLV infectam em iguais 29 
condições os animais em relação à raça, idade, esterilização e acesso à rua, havendo, contudo, uma 30 
associação significativa entre positividade para FIV na sorologia e PCR com gênero, e entre 31 
positividade para FeLV na PCR e convívio com outros animais. Os resultados sugerem que os testes 32 
diagnósticos para FIV e FeLV devem ser realizados de preferência em associação entre eles, e a PCR 33 
de suabe oral, neste caso pode ser considerada uma importante ferramenta no diagnóstico. 34 
 Palavras chaves: Vírus da Imunodeficiência felina, Vírus da Leucemia felina, retroviroses, 35 
diagnóstico, felídeos, fatores de risco. 36 
 37 
mailto:lucnak@ufmt.br
49 
 
 
ABSTRACT 1 
The feline immunodeficiency virus (FIV) and feline leukemia (FeLV) are two important retroviruses 2 
affecting felids worldwide. This study aimed to evaluate the diagnostic tests on different samples and 3 
investigate the occurrence of FIV and FeLV in the Baixada Cuiabana. The serology and PCR 4 
techniques were analyzed and compared 164 cats in different samples (blood and saliva) for proviral 5 
DNA detection. Whereas PCR and serology in different biological samples (serum, blood and saliva), 6 
there was a test of at least 21 (12,80%) animals positive for FIV and 22 (13,41%) for FeLV. Only 7 
three animals (1,82%) were positive for both FIV and FeLV. The occurrence for FIV was 11,58% 8 
(19/164) in serology, PCR Blood 8,53% (14/164), and in PCR oral swab 6,70% (11/164). FeLV 9 
positive diagnosis presented in 3,65% (6/164), 7,31% (12/164) and 7,92% (13/164) of samples in 10 
serology, PCR in blood and oral swab PCR, respectively. The PCR results regarding the different 11 
samples showed more variation and FIV detected in blood samples (8,53%) and FeLV more saliva 12 
(7,92%). The epidemiological profile of infection showed that the two retroviruses FIV and FeLV 13 
infected in equal conditions the animals in relation to race, age, sterilization and access to the street, 14 
there is, however, a significant association between positive for FIV in serology and PCR with gender, 15 
and between positive for FeLV PCR and socializing with other animals. The results suggest that a 16 
diagnostic test for FIV and FeLV should be carried out preferably in combination between them, and 17 
PCR oral swab, this case can be considered an important tool in diagnosis. 18 
Key words: Feline immunodeficiency virus, feline leukemia virus, retroviruses, diagnosis, felidae, 19 
risk factors. 20 
 21 
 INTRODUÇÃO 22 
As doenças dos gatos são inúmeras e a interação entre elas pode ou não potencializar uma 23 
determinada enfermidade. Os vírus da Imunodeficiência Felina (FIV) e da Leucemia Viral Felina 24 
(FeLV) são retroviroses importantes que afetam felinos domésticos e não domésticos (SOBRINHO et 25 
al., 2011). 26 
 O vírus da FIV é um Lentivirus pertencente à família Retroviridae, e a mesma subfamília do 27 
Vírus da Imunodeficiência Humana (HIV) (AZEVEDO, 2008). Desordens hematológicas e deficiência 28 
imunológica torna o animal susceptível a infecções secundárias (RIVETTI JUNIOR 2006, TEIXEIRA 29 
et al., 2007; WHITE et al., 2011). O FeLV é um Gammaretrovirus, e está associado a leucemia, 30 
linfossarcomas, síndromes mieloproliferativas e imunossupressão (RIVETTI JUNIOR 2006; 31 
TEIXEIRA et al., 2007). 32 
A FIV e FeLV estão distribuídas amplamente entre os gatos. As prevalências de FIV e FeLV 33 
no mundo variam de 1% a 44% e de 1% a 38%, respectivamente (TEIXEIRA et al., 2007), e com 34 
associação da infecção com a idade, sexo, densidade populacional e estado de saúde (CRAWFORD & 35 
LEVY 2007; BANDE et al., 2012). 36 
50 
 
 
O diagnóstico das retroviroses baseia-se na combinação de resultados da clínica e os testes 1 
diagnósticos laboratoriais, no entanto, o uso e sua interpretação tem sido controverso (MORTOLA et 2 
al., 2004). O método de diagnóstico sorológico usado para FIV é através da detecção de anticorpos no 3 
sangue, podendo ser utilizados os teste de ELISA, “Western Blot” e a Imunofluorescência Indireta, e 4 
no diagnóstico para FeLV tem-se o teste de ELISA, IFA (Imunofluorescência Direta). (MORTOLA et 5 
al., 2004). Tem-se ainda os testes imunocromatográficos que possuem rápida execução, são 6 
econômicos e de fácil interpretação, detectam anticorpos que reconhecem as proteínas virais (p24 do 7 
capsídeo ou gp41 do envelope) apesentando alta sensibilidade e especificidade em gatos não 8 
vacinados para FIV (HARTMANN et al., 2007) e para FeLV detecta antígenos p27 intracelular, com 9 
sensibilidade de 90% e especificidade de 98% semelhante ao ELISA (HARTMANN 2012; KIM et al., 10 
2014). A PCR é uma técnica que está sendo empregada com sucesso para FIV e FeLV, pois detecta o 11 
DNA proviral em linfócitos (RIVETTI JUNIOR, 2006; TEIXEIRA et al., 2007; BEATTY et al., 2011; 12 
WHITE et al., 2011). A PCR mostrou ser mais sensível para ambas infecções que o ELISA numa fase 13 
inicial, uma vez que os animais revelaram-se positivos ao PCR, uma a duas semanas antes da detecção 14 
do antígeno (ARJONA et al., 2007; AZEVEDO, 2008). Este teste demonstrou-se sensível, específico, 15 
rápido, conveniente e a sua aplicabilidade no diagnóstico clínico promissora, uma vez que a evidência 16 
direta da presença de vírus se torna mais eficiente do que a informação indireta fornecida pela 17 
detecção sorológica (ARJONA et al., 2007). 18 
Os objetivos deste trabalho foram detectar a ocorrência de FIV e FeLV em felinos domésticos 19 
na Baixada Cuiabana, identificar os possíveis fatores de risco associados a essas infecções e avaliar os 20 
testes diagnósticos (Imunocromatográfico e PCR) e as amostras de sangue e suabe oral (saliva) na 21 
PCR. 22 
 23 
MATERIAL E MÉTODOS 24 
 Delineamento 25 
 Foram coletadas amostras dos animais do Hospital Veterinário da Universidade Federal de 26 
Mato Grosso (HOVET e Campus da UFMT), Centro de Controle de Zoonoses de Cuiabá e Várzea 27 
Grande (CCZ). Para o cálculo amostral foi utilizado prevalência de 12% (BANDE et al., 2012), 28 
intervalo de Confiança (IC) de 95% e erro aceitável de 5%. Foram coletados 164 felinosdomésticos, 29 
no período de setembro de 2012 a março de 2014, apresentando idade estimada pelo peso, adulto (1,5- 30 
3 kg) e jovem (≤1,4 kg) (SHARIF et al., 2007). Dados como idade, gênero, raça, acesso a rua, 31 
convívio com outros animais e esterilização foram obtidos do prontuário de cada animal para estudos 32 
de fatores de risco envolvidos na epidemiologia das doenças. 33 
 O trabalho foi delineado de acordo com os Princípios Éticos na Experimentação Animal 34 
(COBEA) e aprovado pelo Comitê de Ética no Uso de Animais (CEUA), da Universidade Federal de 35 
Mato Grosso- UFMT, conforme protocolo nº 23108.010014/13-0. 36 
 37 
51 
 
 
Coleta de amostras 1 
 Foram coletadas amostras de sangue e de suabe oral de todos os felinos. Uma alíquota de 2 ml 2 
de sangue de cada felino foi acondicionada em frasco com anticoagulante EDTA para testes 3 
moleculares e 2 ml sem anticoagulante para obtenção do soro sanguíneo para teste sorológico. Uma 4 
amostra de saliva obtida por esfregaço do suabe contra a mucosa oral interna da bochecha realizada 5 
em cada animal e armazenado em microtubos e congelados (-20 ° C) até o momento da utilização para 6 
testes moleculares. 7 
 8 
 Levantamento dos fatores de risco 9 
 Durante a coleta de sangue foi aplicado um questionário individual por animal com 10 
abordagens referentes a gênero, raça, idade, manejo (convívio com outros animais, acesso a rua e 11 
esterilização) de todos os felinos. 12 
 13 
 Diagnóstico Sorológico 14 
Os soros obtidos das amostras coletadas foram testados em Imunoensaio cromatográfico para 15 
detecção simultânea dos anticorpos IgG anti-FIV e do antígeno da FeLV (p27) em kits Test Bioeasy® 16 
(figura 2) , sendo realizado de acordo com o protocolo do fabricante, a partir de 10 ul de soro. O teste 17 
sorológico foi considerado como padrão ouro na comparação das técnicas. 18 
 19 
Diagnóstico Molecular 20 
 O DNA das amostras de sangue e de suabe oral foram obtidos através do protocolo 21 
previamente descrito por Watanabe et al. (2003), seguido pelo método de extração por 22 
fenol/clorofórmio e precipitação com etanol, como descrito por Sambrook & Russel (2001). O DNA 23 
obtido foi utilizado como molde para a amplificação de DNA proviral para FIV e FeLV. 24 
 Os testes de PCR para FIV foi de acordo com a técnica empregada por Lara et al. (2008), que 25 
amplifica a região P17- P24 do gene gag do FIV. As reações de amplificação foram realizadas em um 26 
volume de 25 μl (50 ng de DNA genômico, solução tampão PCR 1X (Tris - HCl 10 mM pH 8,3, KCl 27 
50 mM, MgCl2 1,5 mM), 0,2 mM de cada dNTP, 3 mM de MgCl2, 30 pmol de cada oligonucleotídeo 28 
iniciador e 2,5 U de Taq DNA polimerase. A PCR foi realizada em 30 ciclos com 20 segundos de 29 
desnaturação à 94 oC, 1 minuto de anelamento à 58 o C e 20 segundos de extensão à 72 o C, seguidos 30 
por um ciclo de extensão final por 5 minutos à 72o C em termociclador da marca PXE 0.2 Thermal 31 
Cycler®. Foi realizado o nested PCR, que emprega uma segunda etapa de amplificação com um par de 32 
oligonucleotídeos internos aos utilizados na primeira etapa (externos). Os oligonucleotídeos externos 33 
usados na reação foram: forward, 5’AATATGACTGTATCTACTGC3’, e reverse 34 
5’TTTTCTTCTAGAGTACTTTCTGG3’, e os oligonucleotídeos usados na segunda reação foram: 35 
forward 5’TATTCAAACAGTAAATGGAG3’, e reverse 5’CTGCTTGTTGTTCTTGAGTT 3’, resultando 36 
produtos de amplificação de 658 pb (pares de base) e 329 pb, respectivamente. 37 
52 
 
 
A PCR foi realizada para FeLV utilizando iniciadores para amplificação de um fragmento de 1 
240 pb de acordo com a técnica empregada por Sheets et al. (1993). As reações de amplificação foram 2 
realizadas em um volume de 25 μl (3 ng de DNA genômico, solução tampão para PCR 1X (Tris - HCl 3 
10 mM pH 8,3, KCl 50 mM, MgCl2 1,5 mM), 0,2 mM de cada dNTP, 3 mM de MgCl2, 20 pmol de 4 
oligonucleotídeo iniciador e 2,5 U de Taq DNA polimerase. A PCR foi realizada inicialmente com 5 
desnaturação a 96 o C por 4 minutos, seguido de 35 ciclos por 1 minuto a 94 o C de desnaturação, 65 o 6 
C por 1 minuto de anelamento, 72 o C por 1 minuto e 30 segundos de extensão, seguido de um ciclo 7 
de extensão final a 72 o C por 5 minutos e 30 segundos a 4 o C . Os oligonucleotídeos usados na reação 8 
foram: foward 5’TTTAAACTAACCAATCCCCACG3' e reverse 5'CCCCAAATGAAAGACCCC3'. O 9 
controle utilizado foi uma amostra positiva submetida ao sequenciamento depositada no GENBANK 10 
sobre o número (KJ910301.1). 11 
Os produtos da amplificação foram separados por eletroforese em gel de agarose 1,5%, por 1 12 
hora à 60 V, corados com Gel Red (Biotium®) e visualizados no ChemiDocTM XRS utilizando o 13 
software ImageLabTM® (figuras 3,4). 14 
Análise Estatística 15 
 O estudo realizado foi descritivo e para análise de associação dos fatores de risco associados à 16 
positividade para FIV e FeLV foi realizada uma análise univariada através da estimativa pontual e 17 
intervalar da odds ratio (OR). O teste Qui-quadrado e Exato de Fisher foi utilizado para análise de 18 
associação dos fatores de risco, quando necessário considerando-se estatisticamente significantes 19 
valores de p menores de 0,05. 20 
A análise estatística foi realizada através do Programa de Software R i386 3.1.0 para calcular 21 
o índice Kappa (k) com objetivo de avaliar as técnicas utilizadas no estudo e comparar as proporções 22 
de gatos positivos na sorologia e na PCR (sangue e suabe oral). A interpretação dos valores de Kappa 23 
considerou valores de k ≤ 0,2 concordância fraca, k = 0,21- 0,4 razoável, k = 0,41- 0,6 moderado, k = 24 
0,61- 0,8 substancial, k ≥ 0,81 quase perfeita, k = 1 perfeita, baseada em Dohoo et al. (2003). 25 
 26 
RESULTADOS 27 
Considerando a PCR e a sorologia nas diferentes amostras biológicas (soro, sangue e saliva) 28 
(figura 1), observou-se em pelo menos um teste 21 (12,80%) animais positivos para FIV e 22 29 
(13,41%) para FeLV. Somente três animais (1,82%) foram positivos tanto para FIV quanto para FeLV. 30 
A comparação das diferentes técnicas na detecção de FIV e FeLV estão descritos na tabela 1. 31 
Considerando o teste sorológico como padrão ouro observou-se para FIV uma sensibilidade de 32 
68,4% na comparação com PCR, e especificidade de 98,6% com valor preditivo positivo (VPP) de 33 
86,7%, valor preditivo negativo (VPN) de 96% e kappa 0,73 (tabela 2). A sensibilidade e 34 
especificidade para FeLV apresentou valor de 83,3% e 89,9% respectivamente, com VPP de 23,8%, 35 
VPN de 99,3% e kappa 0,33 (tabela 3). 36 
53 
 
 
 Na comparação dos resultados obtidos da PCR das diferentes amostras biológicas, 11 (6,70%) 1 
foram positivos na PCR de saliva e 14 (8,53%) na PCR de sangue para FIV. A PCR da saliva 2 
demostrou 13 (7,92%) animais positivos e a PCR de sangue 12 (7,31%) na detecção de FeLV. 3 
Em relação aos fatores de riscos, observou-se associação significativa entre positividade na 4 
sorologia (p = 0,02) oddis ratio 0,30 (I.C. 95%: 0,082- 0,967) e PCR (p = 0,03) oddis ratio 0,29 (I.C. 5 
95%: 0,065- 1,024) com infecção somente para FIV e animais machos. Observou-se também 6 
associação significativa entre positividade na PCR de FeLV e convívio com outros animais (p = 0,01) 7 
oddis ratio 0,12 (I.C. 95%: 0,002-0,806) conforme Tabela 4. Não foi observada associação entre a 8 
infecção por FIV ou FeLV e as variáveis como idade, raça, acesso a rua, esterilização tanto na 9 
sorologia quanto na PCR. 10 
 11 
DISCUSSÃO 12 
A ocorrência de FIV e FeLV, diagnosticada através do teste sorológico ou PCR, apresenta 13 
grande variação dependendo do teste diagnóstico e da região estudada (RECHE Jr. et al., 1997; 14 
CALDAS et al., 2000; TEIXEIRA et al., 2007; SOBRINHO et al., 2011; ALVES et al., 2011). Em 15 
estudo sorológico anterior realizado em Cuiabá em gatos atendidos no HOVET da UFMT relatou-se 16 
um valor semelhante de animais positivos para FIV (12,35%)(POFFO 2012), sendo similar ao nosso 17 
estudo (11,58%). Em relação à ocorrência de FeLV, entretanto, ocorre um maior percentual de animais 18 
positivos (12,19 %) neste estudo devido a técnica de PCR que detectou várias amostras que eram 19 
negativas na sorologia. 20 
A técnica de PCR tem demonstrado ser sensível e específica na detecção de animais infectados 21 
por FeLV, mas a sua utilização em FIV deve ser considerada com cautela (RAVAZZOLO & COSTA 22 
2007) devido a falha na detecção do vírus que possui variações genômicas. Estudos realizados na 23 
Suíça mostraram que cerca de 10% dos gatos com resultados negativos à detecção de antígenos 24 
solúveis tiveram resultados positivos à presença do DNA (HOFMANN-LEHMANN et al., 2001). A 25 
PCR mostrou ser mais sensível que o ELISA numa fase inicial, uma vez que os animais revelaram-se 26 
positivos ao PCR, uma a duas semanas antes da detecção do antígeno (ARJONA et al., 2007; 27 
AZEVEDO, 2008). Felinos que ultrapassaram a fase da antigenemia permanecem positivos no 28 
provírus, sendo negativo no teste sorológico, onde poderá existir uma diferença de valores entre os 29 
testes (GOMES-KELLER et al., 2006; LEVY et al., 2008). A PCR de DNA proviral no diagnóstico 30 
para FeLV pode ser útil num teste inconclusivo para antígeno p27 (HORZINECK et al., 2007; LEVY 31 
et al., 2008) sendo uma ferramenta útil e mais confiável quando comparada com testes sorológicos 32 
(ARJONA et al., 2007). 33 
A eficácia dos kits de diagnóstico rápido para FIV e FeLV de acordo com Hartmann et al., 34 
(2007) concluiu que o SNAP Combo Duo® da IDEXX seria o mais eficaz conforme suas 35 
especificidade, sensibilidade, validade e facilidade de interpretação e resultados, mesmo não sendo o 36 
teste utilizado no nosso estudo, de acordo com o fabricante a sensibilidade e especificidade do teste kit 37 
54 
 
 
Bioeasy® é de 96% e 98% para FIV e ambos 100% para FeLV quando comparado com “Western 1 
Blot” e ELISA respectivamente, justificando sua utilização na prática clínica. 2 
As amostras biológicas (sangue e saliva) analisadas para FIV e FeLV apresentaram diferentes 3 
níveis de detecção, sendo FIV mais detectado no sangue e FeLV mais detectado na saliva. Apesar dos 4 
resultados na PCR de suabe serem menores do que os encontrados no sangue um estudo recente para 5 
detecção de FIV em animais vacinados e não vacinados mostrou uma exatidão maior que 99% na 6 
utilização de saliva como amostra de diagnóstico (WESTMAN et al., 2016). De acordo com Gomes-7 
Keller et al., (2006) que realizaram um estudo com saliva comparando ELISA e RT-PCR relatam que 8 
a utilização da saliva constitui uma alternativa para diagnóstico de FeLV, e pode ser considerada uma 9 
ferramenta para identificação dos gatos infectados por esse retrovírus, por ela conter altos níveis de 10 
vírus. A saliva é um método de amostragem não invasiva para ser utilizada em levantamentos 11 
epidemiológicos em larga escala. É também mais barata para se obter do que o sangue e menos 12 
exigente tecnicamente (CHANG FUNG MARTEL et al., 2013), essas informações corroboram com o 13 
nosso estudo. 14 
 A sensibilidade, especificidade e concordância dos testes de PCR para FIV e FeLV em 15 
relação à sorologia apresentou diferença em relação a outros estudos. A sensibilidade da PCR de FIV 16 
foi menor ao descrito na literatura, porém a especificidade e o índice kappa foram similares (LIEM et 17 
al., 2013). A PCR de FIV tem como desvantagem, devido a variabilidade genética do vírus, falha em 18 
detectar todos os tipos e subtipos de FIV, podendo apresentar resultados falsos negativos (GREENE et 19 
al., 1993; MORTOLA et al., 2004), portanto, é possível que a baixa sensibilidade encontrada em nosso 20 
estudo seja decorrente desses diferentes subtipos. 21 
Em relação ao diagnóstico de FeLV, a sensibilidade da PCR foi boa, mas a especificidade e 22 
índice kappa apresentaram um valor baixo, devido a detecção de 16 animais com DNA proviral com 23 
sorologia negativa (tabela 2). O resultado do valor de Kappa baixo é justificável devido a capacidade 24 
de detecção do vírus em situações distintas (PCR e sorologia) (AQUINO, 2012). Os métodos 25 
sorológicos não apresentam um diagnóstico preciso devido a falsos-negativos (AZEVEDO, 2008) em 26 
casos de animais imunosuprimidos ou na fase regressiva ou latente da doença (HORZINEK et al., 27 
2007; HARTMANN, 2012). Dessa forma acredita-se que o número maior de positivos na PCR seja de 28 
animais que estejam nesse estágio de infecção. 29 
O presente estudo mostrou associação significativa entre a positividade nos testes e as 30 
variáveis gênero para FIV e convívio com outros animais para FeLV. As taxas mais altas de infecção 31 
de FIV são encontradas em gatos adultos machos de vida livre com acesso a rua (RIVETTI JUNIOR 32 
2006, TEIXEIRA et al., 2007; SOBRINHO et al., 2011; CHANG FUNG MARTEL et al., 2013). 33 
Diversos autores relataram que a transmissão por FeLV é facilitada pelo comportamento “sociável” 34 
entre os animais e alta densidade populacional (LEVY et al., 2008; COELHO et al., 2011; SPADA et 35 
al., 2016) 36 
55 
 
 
Poffo (2012) realizou um estudo com 89 amostras de gatos domésticos atendidos no HOVET 1 
da UFMT onde duas (4,49%) foram co-infecções (FIV e FeLV), valor semelhante ao encontrado no 2 
nosso estudo. Acredita-se que a co-infecção seja um fator importante para o desenvolvimento das 3 
infecções, e que seus sinais clínicos são potencializados pela interação de ambas as infecções na 4 
imunidade do animal (NEIL, 2008). 5 
 6 
 7 
 8 
CONCLUSÃO 9 
A ocorrência para FIV foi de 12,80% e para FeLV foi de 13,41% em gatos domésticos na 10 
Baixada Cuiabana. 11 
O perfil epidemiológico da infecção mostrou que as duas retroviroses FIV e FeLV infectam 12 
em iguais condições os animais em relação à raça, idade, esterilização e acesso a rua, havendo, 13 
contudo, uma associação significativa entre positividade do teste com gênero (macho) e convívio com 14 
outros animais para FIV e FeLV respectivamente. 15 
Os resultados sugerem que os testes diagnósticos para FIV e FeLV devem ser realizados de 16 
preferência em associação entre eles, e a PCR de suabe oral, neste caso pode ser considerada uma 17 
importante ferramenta no diagnóstico. 18 
 19 
 20 
 21 
COMITÊ DE ÉTICA E BIOSSEGURANÇA 22 
Protocolo de Pesquisa animal nº documento: 23108.010014/13-0. 23 
Certificado do CEUA/UFMT 24 
 25 
 26 
 27 
 28 
 29 
 30 
 31 
 32 
 33 
 34 
 35 
 36 
 37 
56 
 
 
REFERÊNCIAS 1 
ALVES F., RAJAO D.S., DEL PUERTO H.L., BRAZ G.F., LEITE R.C., MAZUR C., MARTINS 2 
A.S., REIS J.K.P. Occurrence of Feline ImmunodeficiencyVirus and Feline Leukemia Virus Infection 3 
in Cats. American Journal of Animal and Veterinary Sciences 6 (3): 125-129. 2011. 4 
 5 
AQUINO L. C. Ocorrência do vírus da leucemia felina no Distrito Federal e suas alterações 6 
laboratoriais. Dissertação de Mestrado em Saúde Animal, Brasília-DF/UNB. 1- 83. 2012. 7 
 8 
ARJONA A., BARQUERO N., DOMENECH A., TEJERIJO G., COLLADO V.M., TOURAL C., 9 
MARTÍN D., GOMEZ-LUCIA E. Evaluation of a novel nested PCR for the routine diagnosis of 10 
feline leukemia virus (FeLV) and feline immunodeficiency virus (FIV). Journal of Feline Medicine 11 
and Surgery. 9:14-22. 2007. 12 
 13 
AZEVEDO V.L.M. Lesões de reabsorção odontoclástica felina e a sua associação a gatos positivos ao 14 
vírus da Leucemia (FeLV) e da Imunodeficiência (FIV) felinas. Dissertação de Mestrado em 15 
Medicina Veterinária, Lisboa- Portugal. 1- 143. 2008. 16 
 17 
BANDE F., ARSHAD S.S., HASSAN L., ZAKARIA Z., SAPIAN N.A., RAHMAN N.A., ALZAWY 18 
A. Prevalence and risk factors of feline leukemia virus and feline immunodeficiency virus in 19 
peninsular Malaysia. BMC Veterinary Research. 8:1-6. 2012. 20 
 21 
BEATTY J. A., TASKER S., JARRET O., LAM A., GIBSON S., NOE-NORDBERG A., PHILLIPS 22 
A., FAWCETTA., BARRS V.R. Markers of feline leukemia virus infection or exposure in cats from a 23 
region of low seroprevalence. Journal of Feline Medicine and Surgery. 13: 927-933. 2011. 24 
 25 
CALDAS A.P.F., LEAL E.S., SILVA E.F.A., RAVAZZOLO A.P. Detecção do provirus da 26 
Imunodeficiência Felina em gatos domésticos pela técnica de Reação em Cadeia pela Polimerase. 27 
Pesquisa Veterinária Brasileira. 1: 20-25. 2000. 28 
 29 
CHANG FUNG MARTEL J., GUMMOW B., BURGUESS G., FENTON E., SQUIRES R. A door-to-30 
door prevalence study of feline immunodeficiency virus in an Australian suburb. Journal of Feline 31 
Medicine and Surgery. 0(0):1-9. 2013. 32 
 33 
 COELHO F.M., MAIA M.Q., LUPPI M. M., COSTA E.A, LUIZ A.P.M.F., RIBEIRO N.A., 34 
BOMFIM M.R.Q., FONSECA F.G., RESENDE M. Ocorrência do vírus da leucemia felina em Felis 35 
cattus em Belo Horizonte. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v.63, n.3, 778-36 
783. 2011. 37 
57 
 
 
CRAWFORD C. P. & LEVY J. K. New challenges for the diagnosis of feline immunodeficiency 1 
virus infection. Veterinary Clinical Small Animal. 37: 335-350. 2007. 2 
 3 
DOHOO I., MARTIN W., STRYHN H. Veterinary Epidemiologic Research. ACV Inc. University of 4 
Prince Edward Island, 550 University Avenue, Chalottetown, Prince Edward Island, Canada. 727. 5 
2003. 6 
 7 
FIGUEIREDO A. S., ARAÚJO JUNIOR J. P. Vírus da Leucemia Felina: análise da classificação da 8 
infecção, das técnicas de diagnóstico e da eficácia da vacinação com o emprego de técnicas sensíveis 9 
de detecção viral. Ciência Rural. 41: 1952-1959. 2011. 10 
 11 
GOMES-KELLER M.A., GONCZI E., TANDON R., RIONDATO F., HOFMANN-LEHMANN R., 12 
MELI M.L., LUTZ H. Shedding of feline leukemia virus RNA in saliva is a consistent feature in 13 
viremic cats. Veterinary Microbiology. 112: 11-21. 2006. 14 
 15 
GREENE W. K., MEERS J., DEL FIERRO G. Extensive sequence variation of feline 16 
immunodeficiency virus env genes in isolates from naturally infected cats. Archives of Virology 133: 17 
51-62. 1993. 18 
 19 
HARTMANN K., GRIESSMAYR P., SCHULTZ B., GREENE C. E., VIDYASHANKAR A. N., 20 
JARRET O., EGBERINK H. F. Quality of different in clinic test systems for feline immunodeficiency 21 
virus and feline leukemia virus infection. Journal of Feline Medicine and Surgery. 9:439-445. 2007. 22 
 23 
HARTMANN K. Clinical Aspects of Feline Retroviruses: A Review. Viruses. 4:2684-2710. 2012. 24 
 25 
HOFMANN-LEHMANN R., HUDER J. B., GRUBER S., BORETTI F., SIGRIST B., LUTZ H. 26 
Feline leukemia provirus load during the course of experimental infection and in naturally infected 27 
cats. Journal of General Virology. 82: 1589-1596. 2001. 28 
 29 
HORZINEK M., ADDIE D., BÉLAK S., HOSIE MJ. Guidelines on Feline Infections Disease – Feline 30 
Leukaemia Virus. ABCD European Advisory Board on Cats Diseases: 3-26. 2007. 31 
 32 
KIM W.S., CHONG C.K., KIM H.Y., LEE G. C., JEONG W., AN D. J., JEONG H. Y., LEE J. I., 33 
LEE Y. K. Development and clinical evaluation of a rapid diagnostic kit for feline leukemia virus 34 
infection. Journal of Veterinary Science. 15 (1): 91-97. 2014. 35 
 36 
58 
 
 
LARA V.M., TANIWAKI S. A., JUNIOR J. P. A. Occurence of feline immunodeficiency virus 1 
infection in cats. Ciência Rural. 38: 2245-2249. 2008. 2 
 3 
LEVY J., CRAWFORD C., HARTMANN K. American Association of feline practitioners’ feline 4 
retrovirus management guidelines In: Journal of Feline Medicine and Surgery. 10: 300-316. 2008. 5 
 6 
LIEM B. P., DHAND N. K., PEPPER A. E., BARRS V.R., BEATTY J. A. Clinical findings and 7 
survival in cats naturally infected with feline immunodeficiency virus. Journal Veterinary 8 
International Medicine. 27: 798-805. 2013. 9 
 10 
MORTOLA E., OLIVA G., RISSO M., PECORARO M., VENTURINI M.C. Feline 11 
immunodeficiency virus infection: a comparative study of different diagnostic techniques. Arquivo 12 
Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 56: 13-18. 2004. 13 
 14 
NEIL J.C. Feline leukemia and sarcoma viroses. Encyclopedia of Virology. Elsevier. 185-190. 2008. 15 
 16 
POFFO D. Infecção pelo vírus da Imunodeficiência Viral Felina e Leucemia Viral em Felídeos 17 
domésticos e silvestres atendidos no Hospital Veterinário da UFMT- Cuiabá- Brasil. Monografia 18 
referente ao curso de Especialização em Clínica Médica, Cirúrgica e Apoio diagnóstico em Medicina 19 
Veterinária de pequenos animais – UFMT. Cuiabá, MT. 1- 45. 2012. 20 
 21 
RAVAZZOLO A. P., COSTA U.M. Retroviroses. In: Flores E. F. (Ed) Virologia Veterinária Ed. da 22 
UFSM, Santa Maria. 811-836. 2007. 23 
 24 
RECHE JR. A., HAGIWARA M. K., LUCAS S. R. C. Clinical study of acquired immunodeficiency 25 
syndrome in domestic cats in São Paulo. Brazilian Journal Veterinary Research Animal Science. 34: 26 
152-155. 1997. 27 
 28 
RIVETTI JUNIOR, A.V. Retroviroses, Toxoplasma gondii e Mycoplasma haemofelis em gatos 29 
errantes e felinos selvagens do zoológico de Belo Horizonte-MG. Dissertação de Mestrado, Escola 30 
de Veterinária-UFMG. 1-38. 2006. 31 
 32 
SAMBROOK J. & RUSSEL D.W. Molecular Cloning: a laboratory manual. Vol.1-3. Cold Spring 33 
Harbor laboratory Press, New York. 2001. 34 
 35 
59 
 
 
SHARIF M., NASROLAHEI M., ZIAPOUR SP., GHOLAMI S., ZIAEI H., DARYANI A., 1 
KHALILIAN A. Toxocara cati infections in stray cats in northern Iran. Journal Helminthol. 81(1): 63-2 
66. 2007. 3 
 4 
SHEETS R. L., PANDEY R., JEN W. C., ROY-BURMAN P. Recombinant feline leukemia virus 5 
genes detected in naturally occurring feline lymphosarcomas. Journal Virology. 67: 3118-3125. 1993. 6 
 7 
SPADA E., CANZI I., BAGGIANI L., PEREGO R., VITALE F., MIGLIAZZO A., PROVERBIO D. 8 
Prevalence of Leishmania infantum and co-infections in stray cats in northern Italy. Comparative 9 
Immunology, Microbiology and Infectious Diseases 45: 53–58. 2016. 10 
 11 
SOBRINHO L.S.V., VIDES J.P., BRAGA E. T., GOMES A.A.D., ROSSI C.N., MARCONDES M. 12 
Sorofrequência de infecção pelo vírus da imunodeficiência felina e vírus da leucemia felina em gatos 13 
do município de Araçatuba, São Paulo. Brazilian Journal Veterinary Research Animal Science. 48: 14 
378-383. 2011. 15 
 16 
TEIXEIRA B.M., RAJÃO D.S., HADDAD J.P.A., LEITE R.C., REIS J.K.P. Ocorrência do vírus da 17 
imunodeficiência felina e do vírus da leucemia felina em gatos domésticos mantidos em abrigos no 18 
município de Belo Horizonte. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 59: 939-942. 19 
2007. 20 
 21 
WATANABE M., HISASUE M., HASHIZAKI K., FURUICHI M., OGATA M., HISAMATSU S., 22 
OGI E., HASEGAWA M., TSUCHIYA R., YAMADA T. Molecular detection and characterization of 23 
Haemobartonella felis in domestic cats in Japan employing sequence-specific polymerase chain 24 
reaction (SS-PCR). Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 65:1111-1114. 2003. 25 
 26 
WESTMAN M. E., MALIK R., HALL E., NORRIS J.M. Diagnosing feline immunodeficiency virus 27 
(FIV) infection in FIV-vaccinated and FIV-unvaccinated cats using saliva. Comparative Immunology, 28 
Microbiology and Infectious diseases. 46: 66-72. 2016. 29 
 30 
WHITE J., STICKNEY A., NORRIS J.M. Feline Immunodeficiency Virus: Disease Asociation versus 31 
causation in domestic and nondomestic felids. Veterinary Clinical Small. 41. 1197-1208. 2011. 32 
 33 
 34 
 35 
 36 
 37 
60 
 
 
7 TABELAS 
 
Tabela 1 – Resultados para FIV e FeLV comparando as técnicas de diagnóstico realizadas nas amostras biológicas de gatos domésticos na Baixada 
Cuiabana entre 2012 e 2014. 
 
Animais Sorologia 
FIV (%) 
Sorologia 
FeLV(%) 
PCR sangue 
FIV (%) 
PCR sangue 
FeLV (%) 
PCR suabe 
FIV (%) 
PCR suabe 
FeLV (%) 
Positivos 19 (11,58) 06 (3,65) 14(8,54) 12 (7,31) 11(6,70) 13(7,92) 
Negativos 145 (88, 42) 158 (96, 35) 150 (91,46) 152(92,69) 153(93,30) 151(92,08) 
Total 164(100) 164 (100) 164 (100) 164 (100) 164 (100) 164 (100) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
61Tabela 2- Comparação de sorologia e PCR para diagnóstico do FIV em gatos domésticos na Baixada Cuiabana entre 2012 e 2014. 
 
 Sorologia Total Se (%) Es (%) A(%) K VPP(%) VPN(%) 
PCR Positivo Negativo 
Positivo 13 2 15 68,4 98,6 
 
 
Negativo 6 143 149 
 
95,1 0,73 86,7 96 
Total 19 145 164 
 
Se = sensibilidade, Es = especificidade, A = acurácia, K = coeficiente Kappa 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
62 
 
 
 
Tabela 3 - Comparação de sorologia e PCR para diagnóstico do FeLV em gatos domésticos na Baixada Cuiabana entre 2012 e 2014. 
 
 Sorologia Total Se (%) Es (%) A(%) K VPP(%) VPN(%) 
PCR Positivo Negativo 
Positivo 5 16 21 83,3 89,9 
 
 
Negativo 1 142 143 
 
89,6 0,33 23,8 99,3 
Total 6 158 164 
Se = sensibilidade, Es = especificidade, A = acurácia, K = coeficiente Kappa 
 
 
 
 
 
 
63 
 
 
Tabela 4 – Resultados dos fatores de risco associados ao Vírus da Imunodeficiência Felina e ao Vírus da Leucemia felina em gatos domésticos na 
Baixada Cuiabana entre 2012 e 2014. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
*Diferença estatisticamente significativa pelos testes qui-quadrado e exato de Fisher (p < 0,05). 
Variáveis Descrição N Positivos 
sorologia 
FIV 
Análise 
estatística 
FIV 
PCR 
FIV 
Análise 
estatística 
FIV 
Positivos 
sorologia 
FeLV 
Análise 
estatística 
FeLV 
PCR 
FeLV 
Análise 
estatística 
FeLV 
 
Gênero Macho 81 14 12 03 13 
 Fêmea 83 05 p = 0,02* 4 p = 0,03* 03 p = 1 7 p = 0,158 
 
Raça Sem raça 
definida 
157 18 15 06 19 
 Com raça 
definida 
07 01 p = 0,585 1 p = 0,519 0 p = 1 1 p = 1 
 
Idade Jovem 23 0 0 0 1 
 Adulto 141 19 p = 0,07 16 p = 0,131 06 p = 0,596 19 p = 0,313 
 
Acesso a rua Sim 133 18 14 05 19 
 Não 31 01 p = 0,129 2 p = 0,739 01 p = 1 1 p = 0,127 
 
Convívio 
com animais 
Sim 119 16 13 06 19 
 Não 45 03 p = 0,283 3 p = 0,56 0 p = 0,19 1 p = 0,01* 
 
Esterilizado Sim 24 02 2 01 3 
 Não 140 17 p = 0,742 14 p = 1 05 p = 1 17 p = 1 
64 
 
 
8 FIGURAS 
Figura 1- Amostras biológicas para realização dos testes no diagnóstico de FIV e FeLV em felinos 
domésticos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 (1) amostra de suabe oral, (2) amostra de soro, (3) amostra de sangue. 
 
 
 
Figura 2 - Teste imunocromatográfico realizado em felino doméstico com resultados positivos para 
FIV e FeLV 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Resultado positivo para FIV e FeLV 
 
Amostra 1 
1 3
 1 
2 
65 
 
 
Figura 3 – Eletroforese em gel de agarose dos resultados obtidos na PCR realizada para FIV com 
amostras positivas de felinos domésticos 
 
 
 
 
 
 
 
M (marcador molecular de 100 pb), CN (controle negativo), CP (controle positivo de 329 pb), 1 (amostra 
1positiva), 2 (amostra 2 positiva), 3 (amostra 3 positiva) 
 
 
Figura 4 – Eletroforese em gel de agarose dos resultados obtidos na PCR realizada para FeLV com 
amostras positivas de felinos domésticos 
 
 
 
 
 
 
 
 
M (marcador molecular de 100 pb), CN (controle negativo), CP (controle positivo 240 pb), 1 (amostra 
1positiva), 2 (amostra 2 negativa), 3 (amostra 3 negativa) 
 
 
 
 
M CN
N 
CP 1
M 
3
M 
 M 
2
M 
240 pb 
M CN
 
 M 
CP
 
 M 
1
 
 M 
2
 
 M 
3
 
 M 
329 pb 
100 pb 
100 pb 
66 
 
 
9 ANEXOS 
9.1 Questionário aplicado no estudo de FIV e FeLV 
 
UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO 
ESTUDO DE FIV E FELV EM FELIDEOS 
IDENTIFICAÇÃO DO PROPRIETÁRIO NPP:____________________ 
NOME:_________________________________PROFISSÃO:__________________________ 
ENDEREÇO:_________________________________________________________________ 
BAIRRO: ____________________________________ TEL: ________________________ 
 
PACIENTE 
NOME:____________________________ RAÇA:__________________________________ 
SEXO ( )M ( )F IDADE:____________ PESO: até 1kg ( ) 1,5kg ( ) 2kg ( ) acima 2kg ( ) 
LOCAL DE PERMANENCIA NA CASA ( )DENTRO ( ) QUINTAL ( )AMBOS 
ACESSO A RUA ( ) SIM ( )NÃO 
CONVIVE COM OUTROS ANIMAIS ( ) SIM ( )NÃO QUAIS:_______________ 
CASTRADO ( )SIM ( )NÃO 
VERMIFUGADO: ( ) SIM ( )NÃO 
VACINADO: ( )TRÍPLICE ( ) QUÀDRUPLA ( ) QUINTUPLA OUTRAS: ( ) SIM ( )NÃO 
USO DE ANTICONCEPCIONAL: ( )SIM ( )NÃO TEMPO:_____________________________ 
JÁ FEZ EXAME PARA FIV ou FELV? 
( ) SOROLOGICO: ( )SNAP ( )BIOEASY POSITIVO ( ) NEGATIVO( ) 
( ) PCR: POSITIVO ( ) NEGATIVO( ) 
SINAIS CLÍNICOS 
( )APATIA ( )CAQUEXIA ( )EMAGRECIMENTO PROGRESSIVO ( ) LINFADENOPATIA 
( ) ESPLENOMEGALIA ( )HEPATOMEGALIA ( )ESCORIAÇÕES ( )ECTOPARASITOS 
MUCOSA ORAL: ( ) NORMAL ( )ANEMICA ( ) ICTÉRICA ( )ULCERADA 
ALTERAÇÕES DERMATOLÓGICAS: ( )ALOPECIA ( )NÓDULOS CUTÂNEOS ( ) ÚLCERAS 
PRESENÇA DE TUMOR: ( )SIM ( )NÃO LOCAL DO CORPO:_____________________ 
ALTERAÇÕES OCULARES: ( ) CONJUNTIVITE ( )UVEÍTE ( )OUTROS:_______________ 
67 
 
 
ALTERAÇÕES NEUROLÓGICAS:_______________________________________________ 
ALTERAÇÕES DIGESTÓRIAS:__________________________________________________ 
ALTERAÇÕES HEMORRÁGICAS:______________________________________________