CITOPATOLOGIAE UROANÁLISE

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AMIR HORIQUINI BARBOSA
ELDER FERRI LOURENZI
JULIANA FERREIRA BARBOSA
MARIA CAROLINA STIPP GONÇALVES
CITOPATOLOGIA 
E UROANÁLISE
ORGANIZADOR
FABIANE HORBACH RUBIN
Coordenador(a) de Conteúdo 
Sidney Edson Mella Junior
Projeto Gráfico e Capa
Arthur Cantareli Silva
Editoração
Ellen Jeane da Silva
Design Educacional
Vanessa Graciele Tiburcio
Curadoria
Guilherme Gomes Leal Clauman
Revisão Textual
Salen Nascimento Silva
Ilustração
Eduardo Aparecido Alves
Fotos
Shutterstock & Envato
Impresso por: 
Bibliotecária: Leila Regina do Nascimento - CRB- 9/1722.
Ficha catalográfica elaborada de acordo com os dados fornecidos pelo(a) autor(a).
Núcleo de Educação a Distância. BARBOSA, Amir Horiquini; LOURENZI, 
Elder Ferri; BARBOSA, Juliana Ferreira; GONÇALVES, Maria Carolina Stipp. 
Citopatologia e Uroanálise / Amir Horiquini Barbosa, Elder Ferri 
Lourenzi, Juliana Ferreira Barbosa, Maria Carolina Stipp Gonçalves; 
organizador: Fabiane Horbach Rubin. - Indaial, SC: Arqué, 2023. 
Reimpresso em 2024.
324 p.
ISBN gráfica: 978-65-6137-390-6
ISBN digital: 978-65-6137-391-3
“Graduação - EaD”. 
1. Citopatologia 2. Uroanálise 3. EaD. I. Título. 
CDD - 616.075 
EXPEDIENTE
Universidade Cesumar - UniCesumar. U58
FICHA CATALOGRÁFICA
RECURSOS DE IMERSÃO
Utilizado para temas, assuntos 
ou conceitos avançados, levando 
ao aprofundamento do que está 
sendo trabalhado naquele mo-
mento do texto. 
APROFUNDANDO
Professores especialistas e 
convidados, ampliando as 
discussões sobre os temas 
por meio de fantásticos 
podcasts.
PLAY NO CONHECIMENTO
Utilizado para agregar um 
conteúdo externo. Utilizando 
o QR-code você poderá 
acessar links de vídeos, 
artigos, sites, etc. Acres-
centando muito aprendizado 
em toda a sua trajetória.
EU INDICO
Este item corresponde a uma 
proposta de reflexão que pode 
ser apresentada por meio de uma 
frase, um trecho breve ou uma 
pergunta. 
PENSANDO JUNTOS
Utilizado para desmistificar pontos 
que possam gerar confusão 
sobre o tema. Após o texto trazer 
a explicação, essa interlocução 
pode trazer pontos adicionais que 
contribuam para que o estudante 
não fique com dúvidas sobre o 
tema. 
ZOOM NO CONHECIMENTO
Uma dose extra de conheci-
mento é sempre bem-vinda. 
Aqui você terá indicações de 
filmes que se conectam com 
o tema do conteúdo.
INDICAÇÃO DE FILME
Uma dose extra de conheci-
mento é sempre bem-vinda. 
Aqui você terá indicações de 
livros que agregarão muito 
na sua vida profissional.
INDICAÇÃO DE LIVRO
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115
191
261
U N I D A D E 3
LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO E FLUIDO SINOVIAL 116
SÊMEN E LÍQUIDO AMNIÓTICO 150
U N I D A D E 4
TÉCNICAS E MATERIAIS DE COLETA, CONSERVAÇÃO E COLORAÇÃO 
DE AMOSTRAS CITOLÓGICAS 192
CITOLOGIA DO TRATO GENITAL FEMININO I 228
U N I D A D E 5
CITOLOGIA DO TRATO GENITAL FEMININO II 262
GESTÃO DA QUALIDADE EM LABORATÓRIO DE CITOLOGIA CLÍNICA 302
5U N I D A D E 1
PROCEDIMENTOS PRÉ-ANALÍTICOS E ANÁLISE FÍSICO-QUÍMICA DA URINA 6
63U N I D A D E 2
ANÁLISE SEDIMENTOSCÓPICA DA URINA 64
INTRODUÇÃO AOS FLUIDOS CORPORAIS 94
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CAMINHOS DE APRENDIZAGEM
MINHAS METAS
PROCEDIMENTOS PRÉ-ANALÍTICOS 
E ANÁLISE FÍSICO-QUÍMICA
DA URINA
FABIANE HORBACH RUBIN
Compreender os processos envolvidos na fisiologia renal para formação da 
urina e composição da urina.
Realizar boas práticas laboratoriais para parâmetros pré-analíticos, como 
coleta e transporte de amostra de urina para diferentes análises.
Interpretar as análises físicas e químicas da urina.
T E M A D E A P R E N D I Z A G E M 1
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INICIE SUA JORNADA
Embora a tecnologia venha aprimorando e contribuindo para a realização e 
análise de exames, imagine um dia em que os aparelhos não funcionam ou até 
mesmo o responsável pela triagem não compareceu. Você sabe como analisar? 
Quais seriam as prováveis interferências que poderiam trazer um resultado não 
fidedigno da amostra?
Ter conhecimento é vital, pois em ocasiões como essa, o profissional que 
souber as informações se destacará, poderá contribuir para um melhor funcio-
namento da rotina laboratorial, mostrando proatividade, além de ter novas opor-
tunidades diante de sua atuação profissional.
Parece simples, mas a prática requer conhecimento e organização. Ao se de-
parar com uma amostra, como no caso em questão é de urina, se você tem co-
nhecimento, saberá como analisá-la, quais são os aspectos normais e anormais, 
quais são os passos para uma melhor análise, como armazená-la, dentre outras 
características muito importantes. Ou seja, tendo a oportunidade de adquirir 
mais conhecimento, por menor que seja, aproveite e se dedique, pois em algum 
momento lhe será muito útil.
A formação da urina é um processo complexo, que envolve 
aspectos importantes da fisiologia renal. Para compreendê-la, 
vamos recordar a anatomia dos rins com o vídeo ao lado.
PLAY NO CONHECIMENTO
VAMOS RECORDAR?
Como ocorre a formação da urina e quais os aspectos 
pré-analíticos para a sua análise? 
Ouça no seu Ambiente Virtual de Aprendizagem!
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
DESENVOLVA SEU POTENCIAL
FORMAÇÃO DA URINA E PROCEDIMENTOS PRÉ-ANALÍTICOS
Os rins somam uma série de importantes constituintes e funções fisiológicas 
(EATON; POOLER, 2015). Entre elas, podemos destacar a formação da urina, a 
qual poderá ser analisada laboratorialmente de forma eficaz, respeitando algumas 
etapas, como, em destaque, a fase pré-analítica.
No entanto, a fase pré-analítica não compreende somente a coleta da amos-
tra biológica, mas também as etapas de seu transporte e armazenamento. Embora 
sejam aspectos básicos, esses processos são essenciais, uma vez que grande parte 
dos erros em laboratórios clínicos ocorrem na fase pré-analítica. Para amostras 
urinárias, isso não é diferente. Assim, caso as etapas que correspondem a essa fase 
sejam realizadas de forma incorreta, a análise torna-se comprometida (XAVIER; 
DORA; BARROS, 2016).
FISIOLOGIA RENAL
Os rins são essenciais e indispensáveis para a sobrevivência do ser humano. Es-
ses órgãos somam diferentes funções, que ajudam a manter a homeostasia no 
organismo como um todo. Entre as suas principais funções, encontram-se: a 
gliconeogênese, produção de vitamina D, manutenção do equilíbrio ácido-básico, 
controle da resistência vascular, produção de eritropoetina para controle na pro-
dução de eritrócitos, regulação da osmolaridade plasmática, controle do volume 
do líquido extracelular, manutenção do equilíbrio hídrico e eletrolítico e, de modo 
especial, o processo de excreção de substâncias que não são úteis para o organis-
mo. De maneira geral, essas substâncias em concentrações elevadas podem ser 
extremamente prejudiciais, levando à desregulação de condições fisiológicas de 
outros sistemas do corpo. Consequentemente, os rins atuam em conjunto, por 
exemplo, com outros órgãos, como fígado e coração (EATON; POOLER, 2015).
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Formação da Urina
Compreender a essência do funcionamento renal e, consequentemente, da forma-
ção da urina é simples, porque os rins recebem o líquido que chega pela corrente 
sanguínea, alteram a sua composição, adicionando ou excluindo constituintes, 
e formam a urina, que contém o equilíbrio de cada substância. Esse processo é 
realizado nos néfrons renais (Figura 1), responsáveis pela filtração do sangue, os 
quais precisam estar em perfeito estado de funcionamento (EATON; POOLER, 
2015).
Glomérulo Túbulo
contorcido
distal
Túbulo
contorcido
proximal
Ducto coletor
Alça de Henle
Figura 1 - Néfron renal / Fonte: os autores.
Descrição da Imagem: trata-se de uma ilustração colorida.Ao lado esquerdo, temos uma imagem de um rim na 
cor vermelha em um corte longitudinal; ao centro, em tom vermelho vivo, encontra-se uma artéria e logo abaixo 
dela, em azul, uma veia. Abaixo, em tons claros, está o ureter. No lado direito, a imagem apresenta um néfron, 
que se inicia com uma estrutura arredondada, pequena, em cor clara, ao redor de outra estrutura vermelha no 
centro, da qual saem canais com curso em curvas, em tons claros e finaliza com um canal vertical com ramificações.
Cada néfron é formado por um glomérulo e túbulos renais, que se encontram 
no ducto coletor. O glomérulo é formado por vasos sanguíneos e “coberto” pela 
cápsula de Bowman (corpúsculo renal). 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
O sangue penetra pela cápsula de Bowman através das arteríolas aferentes para 
os capilares do glomérulo, e a arteríola eferente drena o sangue. Dentro da cáp-
sula, há um espaço vazio, onde o líquido flui dos capilares glomerulares antes de 
penetrar na primeira porção do túbulo. Essa estrutura (Figura 2) forma uma bar-
reira essencial para a filtração, similar a uma “peneira”, permitindo a transferência 
de grandes volumes e impedindo a passagem de grandes proteínas plasmáticas, 
como a albumina (EATON; POOLER, 2015).
A filtração glomerular é a etapa inicial para a formação da urina. O conteúdo 
filtrado é muito semelhante ao plasma sanguíneo, contendo substâncias livre-
mente filtradas, como íons inorgânicos (sódio, potássio, cloreto, bicarbonato), 
solutos orgânicos sem carga elétrica (glicose e ureia), hormônios peptídicos (insu-
lina, hormônio antidiurético) e aminoácidos de baixo peso molecular (EATON; 
POOLER, 2015).
Arteríola aferente
Arteríola eferente
Glomérulo renal
Túbulo Proximal
Cápsula de Bowman
Figura 2 - Glomérulo renal / Fonte: os autores.
Descrição da Imagem: ilustração colorida de um glomérulo renal em corte longitudinal. À esquerda, há duas ar-
teríolas em vermelho, uma voltada para cima e outra, para baixo. No centro, há uma imagem esférica de tamanho 
médio; no interior, há um emaranhado de vasos em vermelho e ao redor, um envolto em tons de lilás. À direita, 
temos uma estrutura retangular com as pontas curvadas em tons de lilás.
O conteúdo filtrado é medido pela taxa de filtração glomerular (TFG), que é 
igual a 180 L/dia em um homem adulto, jovem e saudável. Consequentemente, 
o sangue total chega a ser filtrado cerca de 60 vezes ao dia, permitindo a excreção 
1
1
de substâncias biotransformadas e a manutenção da homeostasia do organismo. 
Como exemplo, podemos imaginar que, caso todo o conteúdo filtrado fosse ex-
cretado de forma íntegra, urinaríamos várias vezes ao dia e ficaríamos desidrata-
dos em questão de poucas horas. Por isso, o conteúdo filtrado será encaminhado 
aos túbulos renais, onde ocorrem processos de reabsorção e secreção tubulares, 
ou seja, o líquido recebido é modificado de modo específico em cada segmento, 
a fim de enviar o líquido para outro segmento.
A reabsorção é caracterizada pela remoção de substâncias do túbulo renal 
para o sangue circulante; enquanto a secreção se caracteriza pelo acrésci-
mo de substâncias do sangue circulante para o lúmen do túbulo renal 
(EATON; POOLER, 2015).
ZOOM NO CONHECIMENTO
Os túbulos renais são formados logo após o glomérulo e são uma extensão da 
cápsula de Bowman, dividindo-se basicamente em túbulo contorcido proximal, 
alça de Henle, túbulo contorcido distal e ducto coletor. Essas estruturas são cons-
tituídas por células epiteliais conectadas por junções firmes, responsáveis por 
manter as células unidas (EATON; POOLER, 2015).
O túbulo proximal é o primeiro, localizado logo após a cápsula de Bowman. 
Dessa forma, ele drena o conteúdo filtrado por esse compartimento para a se-
quência de túbulos. Ele é responsável pelo primeiro processo de reabsorção tubu-
lar, no qual são absorvidos novamente para o organismo cerca de dois terços da 
água filtrada, do sódio e do cloreto. Além disso, todas as moléculas orgânicas úteis, 
como glicose e aminoácidos, precisam ser reabsorvidas para serem conservadas 
no organismo. Compostos – como potássio, fosfato, cálcio e bicarbonato – são 
reabsorvidos parcialmente. Apesar de ser essencial para reabsorção, esse com-
partimento é responsável pela secreção de algumas substâncias, como produtos 
biotransformados (creatinina, ácido úrico) e fármacos (penicilina) (EATON; 
POOLER, 2015).
Logo após, encontramos a alça de Henle, que é um segmento dividido em 
ramo ascendente e descendente. De modo geral, é responsável por 20% da reab-
sorção do sódio e cloreto e 10% da água filtrada, líquido que se torna diluído em 
relação ao plasma normal, devido à concentração de sal absorvida ser superior 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
à concentração de água. O túbulo distal reabsorve cerca de 10% de sal e água, já 
o ducto coletor mantém o processo de reabsorver sal e água, excretando, ainda, 
ácidos e bases, e regulando a excreção de ureia (EATON; POOLER, 2015).
Arteríola
aferente
Arteríola
eferente
Cápsula
de Bowman
Túbulo
peritubular
Capilar peritubular
Túbulo
contorcido
distal
Duto
coletor
Veia
renal
Filtração
Reabsorção
Secreção
Excreção
Alça de
Henle
Urina
R
R
R
S
S
S
F
F
R
R R
S
E
E
Figura 3 - Filtração, reabsorção e secreção renal / Fonte: Alves ([2023], on-line).
Descrição da Imagem: ilustração dos processos renais de filtração (indicado na seta em vermelho), reabsorção 
(indicado na seta em verde), secreção (indicado na seta em lilás) e excreção (indicado na seta azul claro). No canto 
superior esquerdo, em tons de lilás claro, há uma imagem esférica em tamanho médio, da qual saem duas linhas 
grossas para a esquerda, uma para cima e outra para baixo; e para a direita dá continuidade através de um canal 
mais grosso, o qual depois vai afinando e alterando sua configuração em estreito e largo. Este canal, juntamente 
com a linha de cima segue um percurso para a direita, fazendo uma curva para a direita e voltando-se para baixo, 
faz outra curva em formato de “U”, sobe novamente, curva-se para a direita e finaliza na esquerda.
Para visualizar melhor esses processos renais, assista ao 
vídeo, a seguir, sobre o processo de filtração, reabsorção, 
secreção e excreção renal
EU INDICO
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1
Portanto, percebe-se que é indispensável que determinadas substâncias sejam 
excretadas pelos rins. Esse processo é controlado por diferentes mecanismos, 
os quais, geralmente, têm funções muito similares. Assim, quando há uma falha 
nos controles de um mecanismo, ela pode ser compensada por outro. Caso isso 
não seja possível, o organismo é capaz de se adaptar a determinadas condições 
crônicas, modulando sua eficiência com o passar do tempo.
Por fim, para cada substância do plasma, existe uma combinação particular 
de filtração, reabsorção e secreção, e a combinação desses fatores resulta no que 
será excretado e quanto. Os rins buscam regular as concentrações ideais de cada 
substância, de modo que, se algo está acima do normal, será excretado em maior 
quantidade ou vice-versa.
Composição da Urina
Como podemos perceber, a urina humana é constituída principalmente por água, 
que corresponde entre 90% e 96% do volume total. A água é secretada através 
dos rins, coletada na bexiga e excretada na uretra. Além do componente líqui-
do, a urina pode conter solutos, como sódio, potássio, cálcio, magnésio, cloreto, 
creatinina, ureia, vitaminas, hormônios, ácido úrico, dentre outros compostos 
orgânicos e inorgânicos (ROSE et al., 2015).
Os compostos sólidos totais na urina chegam a pesar cerca de 59g/cap/dia. 
A matéria orgânica corresponde de 65% a 85% dos constituintes sólidos secos 
da urina. A ureia é mais predominante, variando de acordo com a ingestão de 
proteínas, mas constituindo cerca de 50% dos sólidos orgânicos totais. Íons como 
Na+, K+ e Ca2+ também variam de acordo com a dieta. Outros íons menos fre-
quentes são amônio, sulfatos de ácidos aminados e fosfatos, que podem mudar 
de acordo com o nívelhormonal da paratireoide. 
Portanto, a composição de soluto é modificada conforme as 
condições ambientais
Como uma variação na alimentação, através da ingestão de proteínas, sal, cálcio, 
ou ainda, por modulação na secreção hormonal (Figura 4) (ROSE et al., 2015).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
A dieta interfere na excreção renal de sólidos
Dieta rica em proteína Dieta vegetariana
Excreção renal de
solutos (ureia,
fosfato, K+, dentre
outros).
Excreção renal de
solutos (ureia,
fosfato, K+, dentre
outros).
Figura 4 - Diferença na composição de sólidos na urina de acordo com a dieta / Fonte: os autores.
Descrição da Imagem: a figura ilustra uma comparação. À esquerda e acima, há uma imagem de alimentos 
ricos em proteína, com uma seta vermelha à direita, sinalizando para baixo um corte longitudinal de um rim, 
centralizado abaixo. Ainda na esquerda, porém abaixo, há uma seta fina em vermelho voltada para cima com 
escritas ao lado direito. À direita da imagem, traz-se uma imagem de frutas e verduras, com uma seta vermelha à 
esquerda, sinalizando para baixo (rim). Abaixo dessa imagem, há uma seta fina em vermelho voltada para baixo 
com escritas ao lado direito.
A produção total de urina varia de acordo com a ingestão de líquidos, tamanho 
do corpo, prática de exercícios físicos excessivos (suor) e de acordo com a raça 
(ROSE et al., 2015). A seguir, veja a relação entre esses fatores e a produção de 
urina por dia.
INGESTÃO DE LÍQUIDOS
O volume de água ingerido é, geralmente, igual ao volume de urina produzida.
TAMANHO DO CORPO
Crianças produzem uma quantidade inferior de urina (50% a menos) do que adul-
tos. Quanto maior o tamanho do corpo, maior a produção de urina.
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EXERCÍCIOS FÍSICOS EXCESSIVOS
A prática excessiva leva ao suor, que, por sua vez, afeta sua hidratação corpórea.
RAÇA
Mulheres negras têm volume urinário inferior (0,24L/dia) do que mulheres bran-
cas.
FASE PRÉ-ANALÍTICA
A fase pré-analítica compreende fatores que antecedem a análise laboratorial, 
voltados ao preparo do paciente, à identificação, à coleta, à manipulação, ao ar-
mazenamento e ao transporte de uma amostra biológica. Consequentemente, é 
uma fase repleta de possibilidades para os grandes erros em laboratórios clínicos, 
que, muitas vezes, não são controlados e/ou detectados. Uma vez que os erros 
ocorrem e não são identificados, isso pode levar a resultados incorretos, que não 
condizem com a realidade do paciente (XAVIER; DORA; BARROS, 2016).
No entanto, o laboratório pode e deve buscar minimizar esses erros, pelo 
treinamento adequado dos profissionais responsáveis pelas tarefas. Quando exis-
te uma gestão da qualidade da fase pré-analítica, os erros podem ser facilmen-
te identificados e corrigidos, antes que prejudiquem a qualidade dos serviços 
prestados pelo laboratório, evitando, assim, outros problemas. Por esse motivo, 
uma padronização dos processos deve ser adotada, aumentando a segurança e 
confiança do paciente.
Considerando os parâmetros pré-analíticos para amostras de urina, eles po-
dem fugir do controle do laboratório, uma vez que o paciente realiza a sua própria 
coleta. Contudo, uma orientação adequada possibilita que o paciente seja instruí-
do da maneira correta para fazer a coleta do material, minimizando os principais 
erros pré-analíticos nessa área. A identificação do paciente é de responsabilidade 
do laboratório, que deve confirmar o nome completo e dados pessoais do paciente 
respectivo à amostra recebida.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
Outro fator a ser analisado na entrega da amostra é se ela se encontra “apta” 
para análise, pois, em alguns casos, indica-se uma nova coleta. Esses casos 
incluem amostras em recipientes inadequados (vidros de conserva, potes de 
plásticos, entre outros); amostras com resquícios de fezes; amostras com tempo 
de coleta superior ao tempo de transporte permitido para a análise; amostras 
malconservadas. A seguir, poderemos entender mais sobre os processos de 
coleta e transporte da amostra de urina e sua importância da fase pré-analítica.
Coleta de Urina Tipo 1 Para Parcial de Urina
A coleta de amostra urinária para realização da análise é relativamente simples, 
mas precisa ser seguida à risca, caso contrário, podem ocorrer contaminações 
importantes, que exigem a necessidade de uma nova coleta. De modo geral, ela 
é realizada pelo próprio paciente, por esse motivo
é necessário fazer uma correta orientação sobre as etapas, a fim de 
facilitar as fases analíticas (RAVEL, 1997).
As recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina La-
boratorial (SBPC/ML) indicam que a primeira amostra da manhã é ideal para o 
exame de urina de rotina, porque ela se encontra mais concentrada, permitindo 
que os elementos e substâncias químicas presentes sejam adequadamente ana-
lisados. Caso isso não seja possível, alguns laboratórios indicam um intervalo 
de duas a quatro horas entre as micções para que, então, a coleta seja realizada 
(SBPC/ML, 2017).
A urina é coletada em um frasco de material limpo, seco e à prova de 
vazamento. 
Os frascos não devem ser reutilizados, uma vez que a reutilização pode resultar 
em contaminação da amostra de urina. De modo geral, os laboratórios fornecem 
o frasco coletor ao paciente e solicitam que a amostra seja coletada em casa, a fim 
de que a primeira urina da manhã seja obtida (RAVEL, 1997).
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O paciente não precisa de nenhum preparo especial para realizar o exame, 
mas é importante informar que o uso de medicamentos ou os hábitos alimentares 
podem promover alterações significativas na amostra urinária (RAVEL, 1997). 
Além disso, o exame só será confiável se a amostra de urina for confiável.
As regras para coleta adequada do material podem ser observadas nas figu-
ras a seguir. São as mesmas regras para os exames parcial de urina ou cultura de 
urina (urocultura).
Lave as mãos
Lave com 
água e sabão. 
Enxague 
com água em 
abundância.
Comece a 
urinar no vaso 
sanitário.
Exponha 
a glande 
(cabeça) e 
mantenha 
o prepúcio 
(pele) retraído.
Enxugue com 
o papel toalha.
Sem inter-
romper a mic-
cção, coloque 
o copo 
descartável 
na frente do 
jato urinário e 
colete aprox-
imadamente 
2 dedos de 
urina.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
Despreze o 
restante da 
urina no vaso 
sanitário.
Lave as mãos.
Lave a região 
vaginal com 
água e sabão. 
Enxágue em 
abundância.
Feche o 
frasco. Leve 
ao laboratório 
imediata-
mente.
Afaste os 
grandes 
lábios.
Enxugue de 
frente para 
trás com 
papel toalha.
Comece a 
urinar no vaso 
sanitário.
Sem inter-
romper a mic-
cção, coloque 
o copo 
descartável 
na frente do 
jato urinário e 
colete aprox-
imadamente 
2 dedos de 
urina.
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Despreze o 
restante da 
urina no vaso 
sanitário.
Feche o 
frasco. Leve 
ao laboratório 
imediata-
mente.
Fonte: https://www.bioanalise.com.br/blog/orientacoes-sobre-sumario-de-urina-e-cultura-de-urina/. Aces-
so em: 12 abr. 2023.
COLETA DE AMOSTRA EM BEBÊS
A coleta em crianças pequenas é realizada com o auxílio de um saco 
coletor infantil estéril (Figura 5) e é realizada no laboratório. 
Assim como no adulto, é importante realizar uma higiene prévia no órgão genital 
do bebê com o auxílio de água e sabão, ou, então, com lenço umedecido, sempre 
de cima para baixo. Caso o bebê não urine por um período de 30 minutos a uma 
hora, o saco coletor precisa ser trocado e inserido novamente (FLEMING, 2015).
Para colocar o saco coletor da maneira adequada, deve-se retirar o papel que 
recobre a parte adesiva do saco coletor e dobrar o adesivo ao meio, deixando a 
parte adesiva do saco coletor para fora, a qual será “fixada” na região do interglú-
teo. Entretanto, o saco coletor deve ficar para baixo e há algumas variações para 
meninas e meninos (FLEMING, 2015).
Para posicionar adequadamente o saco coletor:
• Em meninos, é necessário colocar o órgão genital dentro da abertura do saco 
coletor, o qual é fixado na pele pela parte superior, a fim de evitarvazamentos.
• Em meninas, é necessário abrir os grandes lábios da vagina, fixando a parte 
superior do adesivo. Isso é necessário para que a uretra fique dentro do círculo, a 
fim de evitar vazamentos.
UNICESUMAR
1
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
Em seguida, assim que a criança urinar, o saco coletor é retirado e o conteúdo 
é transferido para um pote coletor padrão. Caso o volume urinário seja muito 
baixo, pode ser necessário solicitar uma nova coleta de amostra.
Parte
superior
Parte
inferior
Proteção da
parte adesiva
A B
Figura 5 - Saco coletor de urina infantil / Fonte: Laboratório Fleming ([2023], p. 8).
Descrição da Imagem: na figura, podem ser observadas três fotografias. Nas duas fotografias da esquerda, mar-
cadas com a letra “A”, tomadas em um ambiente claro por um observador humano, podem ser observados sacos 
pequenos, transparentes, com escritas, formando um saco coletor com abertura oval acima, em tons de amarelo 
e branco. Na fotografia da direita, marcada com a letra “B”, tomada em um ambiente claro por um observador 
humano, pode ser observado o saco pequeno transparente dobrado ao meio.
Coleta de Urina em Tempo Marcado (14 horas)
A coleta de urina em tempo marcado é simples e muito utilizada para deter-
minação de algumas substâncias, cuja excreção pode variar no decorrer de 24 
horas. Assim, não podemos coletar uma amostra pontual, sem saber exatamente 
se a substância está presente naquele momento ou será excretada em maiores 
concentrações posteriormente. Dessa forma, precisamos quantificar a excreção 
urinária no período de 24 horas, para que os efeitos envolvidos na variação da 
excreção, durante diferentes condições ou períodos do dia, não sejam prejudiciais 
para o exame (REIS, 2020; PINHEIRO, 2022).
Para realizar a coleta, o paciente deve escolher o horário mais confortável para 
a sua realização. De modo geral, indica-se que a primeira urina seja desprezada, 
devendo-se anotar o horário em que isso ocorreu. 
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Por exemplo, se o paciente acordar às 8h, ele pode esvaziar a bexiga completa-
mente no vaso sanitário. Isso é necessário porque a urina armazenada na bexiga 
foi produzida no período da noite, ou seja, se coletássemos essa urina, estaríamos 
considerando um período maior do que 24 horas. Ao coletar somente após a 
primeira micção e o horário marcado, teremos certeza de que a próxima urina 
foi produzida no período adequado (REIS, 2020; PINHEIRO, 2022).
Em seguida, toda nova micção durante as próximas 24 horas devem ser arma-
zenadas no frasco coletor fornecido pelo laboratório, independentemente se for 
um volume grande, ou uma simples gota de urina (Figura 6). Caso seja necessário, 
mais um frasco deve ser solicitado ao laboratório, mas é importante enfatizar que 
todo conteúdo de 24 horas deve ser coletado. No dia seguinte, a coleta deve ser 
finalizada no mesmo horário em que iniciou.
Figura 6 - Frasco coletor de urina de 24 horas
Descrição da Imagem: a figura ilustra um frasco coletor de urina de tamanho médio, de cor marrom e tampa 
amarela, com uma linha em azul em sua lateral direita.
Uma tolerância de dez minutos é permitida para mais e para menos (7h50min 
ou 8h10min, por exemplo), mas, se o paciente tiver vontade de urinar mais cedo 
do que o horário final, ele deve tentar ingerir líquidos para conseguir urinar nova-
mente no horário final (REIS, 2020; PINHEIRO, 2022).
Alguns pontos devem ser enfatizados ao paciente, como a importância de cole-
tar toda urina dentro desse período. Se o paciente urinar diretamente no vaso 
sanitário, no chuveiro, ou outro local, um novo ciclo deve ser iniciado. Além 
disso, o paciente só deve utilizar o frasco fornecido pelo laboratório, para evitar 
contaminações. Esses fatores são indispensáveis, pois, caso haja falha na coleta, 
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o exame não será confiável e o laboratório não terá ciência disso, fazendo com 
que o desfecho clínico para o paciente seja incerto, já que o médico pode tomar 
decisões incorretas de acordo com o resultado de uma amostra incompleta.
TRANSPORTE, ARMAZENAMENTO 
E IDENTIFICAÇÃO DE AMOSTRA DE URINA
As amostras de urina, sejam para parcial de urina, urocultura, ou urina de 24 
horas, devem ser coletadas no recipiente fornecido pelo laboratório. Se o paciente 
não realizar a coleta no laboratório, a amostra deve ser encaminhada para análise 
em um período de uma a duas horas. É muito importante que a amostra seja man-
tida refrigerada nesse período. A amostra de urina de 24 horas pode permanecer 
fechada por até 48 horas em temperatura ambiente, contudo, o mais indicado é 
que seja refrigerada e entregue rapidamente ao laboratório (STRASINGER; DI 
LORENZO, 2009).
Ao receber amostras de urina, devemos verificar os dados do paciente, como 
nome completo, data da entrega e horário da coleta do material. Outro fator pré-
-analítico importante, é verificar se não há contaminação com fezes, menstruação 
ou coleta em outros recipientes, pois isso pode prejudicar as análises posteriores 
(STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
ANÁLISE FÍSICA E QUÍMICA DA URINA
A análise de urina, também denominada como urinálise, é considerada um 
parâmetro de baixo custo, não invasivo e relativamente simples, permitindo a 
obtenção de informações do sistema genito-urinário e demais sistemas do orga-
nismo. Isso é possível devido às diversas funções dos rins em secretar substâncias 
e manter a homeostasia intrínseca. Dessa forma, quaisquer alterações podem 
ser detectadas por meio de uma análise simples da urina. Essa análise se inicia 
após a coleta da amostra, que chega ao laboratório para a etapa analítica, ou seja, 
a etapa em que ocorrem as avaliações da urina como um todo (ALVES, 2011; 
DALMOLIN, 2011; NETO, 2017).
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A fase analítica compreende todo o processo de avaliação física e química 
da amostra, assim como a identificação de componentes microscópicos. Essas 
análises são de modo geral subjetivas, uma vez que o profissional responsável 
irá identificar visualmente aspectos físicos, como cor, turbidez, densidade e volu-
me; ou ainda químicos, como bilirrubinas, urobilinogênio, hemácias, leucócitos, 
proteínas, glicose, e corpos cetônicos, através das tiras reagentes (ALVES, 2011; 
XAVIER; DORA; BARROS, 2016).
É importante que a análise seja cautelosa, uma vez que se passar despercebida, 
pode prejudicar o diagnóstico do paciente.
A análise de urina é realizada somente após a cultura da uri-
na, a fim de evitar contaminações durante a manipulação 
da amostra. Uma sugestão de leitura sobre o tema está dis-
ponível no QR ao lado.
EU INDICO
CARACTERÍSTICAS FÍSICAS DA URINA
A avaliação das características físicas da urina corresponde a aspectos básicos e, 
que, normalmente, são avaliados de modo subjetivo, como cor, aspecto/turbidez, 
densidade e volume. Assim, precisamos olhar cada amostra e identificar se há ou 
não alteração nesses parâmetros, não necessitando de qualquer outra análise mais 
aprofundada. Uma exceção tem sido a avaliação da densidade, que pode ser feita 
através da análise da tira reativa, em conjunto com os demais testes bioquímicos. 
A seguir, veremos um pouco mais sobre a importância da análise física da urina.
Cor
Uma amostra de urina pode chegar ao laboratório com cores distintas do amarelo, 
como verde, azul, marrom, vermelha, rosa ou laranja. Cada uma dessas colorações 
é determinada por pigmentos endógenos ou exógenos, que modificam a colora-
ção da urina. A alteração da cor urinária pode indicar modulações fisiológicas, 
que resultam na liberação de pigmentos endógenos, ou somente o resultado de 
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pigmentos exógenos, oriundos da dieta alimentar. Apesar de ser um indicativo 
de que determinada condição esteja acometendo o paciente, a coloração da urina 
deve ser avaliada em associação aos demais dados da urinálise e ao quadro clínico 
do paciente, a fim de identificar possíveis quadros fisiológicos ou patológicos 
(DALMOLIN, 2011; RAMIREZ, 2021).
A coloração consideradanormal da urina varia de transparente a amarela. Al-
gumas condições podem aumentar a concentração urinária, resultando em uma 
coloração amarela mais escura, enquanto urinas mais diluídas apresentam colo-
rações amareladas mais claras (NETO, 2017; RAVEL, 1997; RAMIREZ, 2021). O 
carrossel a seguir demonstra as diferentes colorações de uma amostra de urina.
Urina 
Amarelo 
Claro
Urina 
Laranja
Urina 
Verde
Urina 
Amarelo 
Escuro
Urina 
Roxa
Urina 
Vermelha
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Urina 
Azul
Urina Preta
Urina amarelo escuro, amarelo claro e transparente
A urina considerada normal, ou seja, aquela com a quantidade adequada de água 
e substâncias sólidas, deve estar entre os tons de amarelo-claro e transparente. 
Essa coloração se deve à excreção do urocromo, que, quanto mais diluído, menor 
o seu grau de coloração. Pacientes que consomem uma quantidade grande de 
água diariamente costumam produzir uma quantidade maior de urina. Além 
disso, essa urina estará com uma quantidade de água superior à quantidade de 
solutos, podendo chegar a ser transparente, dependendo do grau de hidratação 
do paciente. Quando a urina está com o tom amarelo-escuro, provavelmente está 
mais concentrada, indicando que o paciente consome uma quantidade menor 
de água do que o normal, podendo ficar desidratado. No entanto, a coloração 
escura ainda é um parâmetro dentro da normalidade, uma vez que o consumo 
de água varia de uma pessoa para outra (NETO, 2017; RABINOVITCH et al., 
2009; RAVEL, 1997; RAMIREZ, 2021).
Urina laranja, âmbar e mel
A coloração alaranjada ou até mesmo âmbar/mel da urina pode indicar a ex-
creção de pigmentos exógenos, adquiridos através da dieta. Contudo, de modo 
geral, é indicativa de desidratação do paciente. Quanto menor o consumo de 
água, mais concentrada será a urina, permitindo que pigmentos como bilirru-
binas se tornem mais presentes e modifiquem a coloração da urina. Além disso, 
essa coloração pode indicar problemas hepáticos ou na vesícula biliar, através do 
aumento de bilirrubinas no sangue do paciente, que, consequentemente, serão 
mais excretadas na urina (NETO, 2017; RABINOVITCH et al., 2009; RAVEL, 
1997; RAMIREZ, 2021).
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Urina verde/azul
A urina de coloração esverdeada ou azulada indica o consumo de pigmentos 
exógenos, que podem chegar ao organismo pelo uso de medicações ou pela dieta. 
Os medicamentos que mais causam alteração da cor da urina para o verde são a 
amitriptilina, propofol, nitazoxanida, Sepurin® (metenamina e metiltionínio) e 
indometacina, enquanto para a coloração azulada são triantereno, amitriptilina, 
indometacina e sildenafil. Quanto à dieta, o consumo de aspargos pode resultar 
na alteração de cor para o verde, assim como de alimentos ricos em corantes 
verdes/azulados (NETO, 2011; RABINOVITCH et al., 2009; RAVEL, 1997; RA-
MIREZ, 2021). Apesar disso, pode ser indicativo de quadros de infecção urinária, 
pois uma bactéria denominada como Pseudomonas aeruginosa é muito conhe-
cida pela liberação de pigmentos esverdeados ou azulados, que podem sair na 
urina (RABINOVITCH et al., 2009; RAVEL, 1997).
Urina rosa, vermelha, marrom ou preta
A coloração avermelhada ou rosada da urina é um forte indicativo de hemácias 
ou hemoglobina na amostra, condição conhecida como hematúria ou hemoglo-
binúria. A urina vermelha e com aspecto turvo indica a presença de hemácias 
(hematúria) íntegras na urina, dando o aspecto turvo devido à membrana celular, 
enquanto a urina vermelha límpida indica a presença de hemoglobina ou mio-
globina. Isso acontece em quadros em que ocorre sangramento nas vias uriná-
rias, como em doenças renais e na próstata, ou processos infecciosos e tumores. 
Contudo, a coloração também pode ser influenciada pela dieta, pelo consumo de 
beterraba e amoras, ou pelo uso de medicamentos, como a rifampicina e vitamina 
B (LOPES et al., 2018; MAYO, [2023]; NETO, 2011; RABINOVITCH et al., 2009; 
RAVEL, 1997; RAMIREZ, 2021).
Já a coloração mais escura ou, até mesmo, preta indica a presença de hemo-
globina, mioglobina ou, ainda, de bilirrubina na amostra, conhecidas, respectiva-
mente, como hemoglobinúria, mioglobinúria e bilirrubinúria. A hemoglobina se 
torna marrom em condições de baixo pH, similar ao que ocorre com o sangue no 
fim da menstruação. Essas condições são normalmente relacionadas a problemas 
hepáticos ou casos de desidratação severa. 
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Outro caso possível é a presença de melanina na amostra, que também pode 
deixar a urina escura (LOPES et al., 2018; MAYO, [2023]; NETO, 2011; RABI-
NOVITCH et al., 2009; RAVEL, 1997; RAMIREZ, 2021).
O uso de alguns medicamentos pode resultar na coloração preta ou marrom 
da urina, como metildopa, metronidazol, levodopa e cloroquina.
Urina roxa: Apesar de ser pouco comum, pode ocorrer em 
pacientes com infecções do trato urinário, principalmente 
de pacientes que usam cateter vesical em hospitais. As bac-
térias que são envolvidas nesse processo são Providencia 
stuartii, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, 
Escherichia coli ou Enterococcus, pois metabolizam o trip-
tofano, resultando em pigmentos vermelhos e azuis, que, 
ao se misturarem, podem ficar roxos. Isso está associado 
à modificação do pH da urina e à insuficiência renal. Para 
saber mais sobre o assunto, sugerimos que escaneie o QR 
code ao lado.
EU INDICO
VOLUME
A avaliação do volume tem deixado de ser relevante na urinálise, uma vez que 
usamos um valor padronizado para análise de 10 mL e não conseguimos pre-
dizer, com uma única amostra, se o volume excretado resulta de um aumento 
do volume urinário. Contudo, a alteração no volume urinário pode ser descrita 
pelo paciente durante a anamnese e traz indícios essenciais para complementar 
a urinálise do paciente.
De modo geral, o volume da urina indica a quantidade de água excretada 
pelos rins e determina o estado de hidratação do corpo, assim como a ingestão 
de fluidos, perda de fluidos por fontes não renais, variação na secreção do hor-
mônio antidiurético ou, ainda, a necessidade de excretar grandes quantidade de 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
solutos, como glicose e sais. Essa avaliação é mais bem observada na urina de 24 
horas, em que o volume pode ser entre 800 e 1.500 mL/dia (STRASINGER; DI 
LORENZO, 2009; XAVIER; DORA; BARROS, 2016).
O Quadro 1 indica a denominação para as variações no volume urinário, bem 
como as principais causas envolvidas.
DENOMINAÇÃO
ALTERAÇÃO DO VOLUME 
URINÁRIO
CAUSAS
Oligúria Redução do volume urinário
Desidratação pela perda 
de água, seja por vômitos, 
diarreia, transpiração, 
queimaduras grandes.
Anúria Cessação do fluxo urinário
Resultado da oligúria, ou 
lesão renal grave, assim 
como redução do fluxo san-
guíneo para os rins.
Nictúria
Aumento na excreção 
noturna da urina
Volume diurno é duas a três 
vezes maior que noturno.
Poliúria
Aumento do volume 
urinário diário
Diabetes melito, uso de 
diurético, cafeína ou álcool.
Quadro 1 - Variações no volume urinário / Fonte: os autores.
DENSIDADE
A densidade da urina permite verificar qual a concentração da urina, ou seja, 
reflete se o rim é capaz de concentrar ou de diluir a urina, não sendo influenciada 
pelo tempo de armazenamento da amostra. Ela é definida como a relação entre a 
massa de um volume líquido e a massa de um mesmo volume de água destilada, 
sendo muito utilizada na prática clínica (STRASINGER; DI LORENZO, 2009). 
Existem dois métodos para avaliação desse parâmetro: a refratometria e a medida 
em tira reagente. Como a tira reagente é amplamente utilizada em laboratórios 
clínicos, dificilmente utilizamos a metodologia de refratometria (também co-
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nhecida como urodensímetro), pois, embora seja de uso simples, dificultaria a 
rotina do laboratório clínico.
A Figura 7 ilustra o refratômetro. Para utilizá-lo, deve-se levantar a tampa de 
acrílico, pingar uma gota da urina no visor, fechar a tampa de acrílico e apontar 
o refratômetro para uma luz. Em seguida, irá aparecer uma divisãoescuro/claro, 
com a medida da densidade da urina.
Figura 7 - Refratômetro / Fonte: os autores.
Descrição da Imagem: a figura ilustra um instrumento preto arredondado, longo e com uma das extremidades 
quadrada e pontiaguda, apresentando um vidro em azul e uma tampa transparente.
Para a avaliação através da tira reagente, basta verificar o tom de cor da almofada 
respectiva, a densidade e indicar a densidade da urina do paciente. O princípio 
do teste é relativo à concentração iônica e se baseia na alteração aparente do pKa, 
cuja coloração pode variar entre o verde azulado-escuro e o verde amarelado. É 
preciso ter cautela durante a avaliação, pois, caso a glicose e proteína do paciente 
estejam alterados, pode ocorrer uma variação na cor da densidade, conduzindo 
à interpretação errônea de que o paciente está com a densidade aumentada. Ela 
deve estar entre 1005 e 1035, ou seja:
quanto menor a densidade, mais diluída será a urina e, quanto maior a 
densidade, mais concentrada.
Portanto, ela varia de acordo com a hidratação do paciente e o consumo de lí-
quidos (BIOTÉCNICA, 2019).
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Assim como a avaliação dos parâmetros que correspondem à urinálise, a 
densidade precisa ser considerada em conjunto com as demais análises e com 
a clínica do paciente, porque uma diminuição na densidade pode indicar tanto 
poliúria (aumento do volume urinário) e polidipsia (aumento na ingestão de lí-
quidos) quanto falência renal primária, já que uma lesão nos túbulos renais pode 
conduzir para uma dificuldade renal em concentrar a urina. Portanto, ao avaliar 
o grau de hidratação do paciente, é possível verificar se a urina concentrada é 
resultado de um paciente desidratado, eliminando falha renal como causa da 
desidratação (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009).
A relação entre volume e densidade é inversa: quanto menor a quantidade 
de água na urina, maior a densidade.
PENSANDO JUNTOS
Aspecto
O aspecto da urina pode ser associado à avaliação da cor, uma vez que é um 
parâmetro subjetivo, avaliado a olho nu. Sua avaliação deve ser realizada rapi-
damente, logo após a coleta de preferência, pois o armazenamento pode facilitar 
a precipitação de cristais, principalmente se não for feito do modo correto ou 
com tempo superior a duas horas (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Como o paciente realiza a coleta à domicílio na maioria das vezes, é possível 
implementar a análise do aspecto logo que a urina chegar ao laboratório, para 
evitar que esse parâmetro se altere devido ao prazo para análise.
Com a avaliação do aspecto, deve-se verificar a turbidez da urina, que pode ser 
influenciada pela concentração da urina. Quanto mais concentrada uma urina, 
mais turva ela será e, quanto menos concentrada, mais límpida. A sua descrição 
segue exatamente esse princípio, sendo que a urina pode apresentar aspecto turvo, 
levemente turvo ou límpido (Figura 8) (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 
2009; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
A presença de fatores celulares, como leucócitos, hemácias, cristais, cilin-
dros, bactérias ou, ainda, muco, leveduras, material fecal e lipídeos, pode deixar 
a amostra mais turva. 
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Contudo, só é possível identificar a causa de uma variação do aspecto na 
avaliação do sedimento urinário (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Figura 8 - Aspectos da amostra de urina / Fonte: Tavares (2017, p. 17).
Descrição da Imagem: a figura ilustra três tubos de urina. A imagem foi tomada em ambiente laboratorial, por um 
observador humano, em um suporte branco, com fundo azul escuro. O primeiro tubo, da esquerda para a direita, 
mostra a imagem de uma urina com aspecto límpido; o do meio, levemente turvo e o último, turvo.
A amostra de urina pode aparecer com espuma, que, nor-
malmente, está relacionada com a quantidade de proteína. 
Para entender mais sobre o assunto, sugerimos como leitura 
o seguinte texto da Associação Nacional de Atenção ao Dia-
betes, através do QR code ao lado.
EU INDICO
ODOR
O odor da urina não é usualmente utilizado como parâmetro avaliativo em la-
boratórios clínicos, mas é perceptível e pode indicar alguns fatores anormais da 
amostra. Contudo, assim como os demais parâmetros, precisa ser avaliado em 
conjunto com outros dados (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; STRA-
SINGER; DI LORENZO, 2009).
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A urina recém-coletada possui aroma sui generis (único do seu gênero), mas 
não é desagradável. No entanto, o odor pode mudar de acordo com a alimenta-
ção do paciente, como a ingestão de alho e aspargos, ou ainda pela presença de 
infecções ou outras doenças. O odor fétido pode indicar a presença de infecções, 
enquanto o odor frutal pode indicar paciente diabético, com aumento de cor-
pos cetônicos (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; DI 
LORENZO, 2009).
AVALIAÇÃO QUÍMICA DA URINA
A avaliação química, também denominada como bioquímica da urina, é reali-
zada através das tiras reagentes. Esse método é qualitativo ou semiquantitativo e 
permite monitorar aspectos bioquímicos da urina, como a presença de hemácias, 
leucócitos, nitrito, urobilinogênio, bilirrubinas, proteínas, além de avaliar o pH 
e a densidade urinária (discutida na avaliação física da urina) (GRAFF, 1983; 
RABINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
No entanto, antes de desvendar o significado de cada parâmetro, é preciso 
entender como obtemos esses resultados – processo que pode ser observado na 
Figura 9. Sua metodologia é simples e rápida. Inicialmente, homogeneizamos a 
amostra de urina, retiramos as tiras reativas do tubo e o fechamos imediatamente. 
Só então, as tiras são imersas na urina por cerca de dois segundos. É importante 
lembrar que todas as almofadas devem entrar em contato com a urina. O excesso 
de urina deve ser retirado, acomodando a tira sob um papel toalha, para evitar 
que ocorra mistura de reagentes químicos das áreas da reação. Posteriormente, 
a leitura do resultado pode ser manual ou automatizada (BIOTÉCNICA, 2019).
A leitura manual é acompanhada com a escala de cores das almofadas cor-
respondentes no rótulo da embalagem nos tempos especificados pelo fabricante, 
indicando a presença ou a ausência de cada um dos parâmetros avaliados e ainda 
a quantidade dos parâmetros. É importante enfatizar que não podemos tocar nas 
tiras reativas para evitar contaminações e erros de leituras (BIOTÉCNICA, 2019).
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A tira reativa é inserida
na urina homogeneizada
O excesso de urina é
retirado com auxílio
de papel absorvente
Em seguida, a coloração
é comparada com o rótulo
da embalagem
Figura 9 - Técnica manual para leitura da tira reagente / Fonte: os autores.
Descrição da Imagem: na figura, podem ser observadas quatro ilustrações. Na imagem da esquerda, marcada 
pelo número “1”, traz-se um frasco redondo, inclinado para à direita e transparente, de tamanho médio, com tampa 
em vermelho e uma fita com quadradinhos coloridos no seu interior. A imagem ao centro, marcada pelo número 
“2”, mostra um rolo de papel branco de tamanho médio retangular, com o papel voltado para baixo e sobre ele 
uma imagem de uma fita retangular com presença de quadrados pequenos coloridos. À esquerda, as últimas 
duas figuras, marcadas pelo número “3”, são de uma fita retangular estreita, com quadrados pequenos coloridos 
um abaixo do outro e ao lado um recipiente médio, com tampa todo em cor preta e com uma faixa retangular 
arredondada branca com quadrados coloridos pequenos um abaixo do outro.
Figura 10 - Leitor automático de tira reagente / Fonte: Grupo Kovalent ([2023], on-line).
Descrição da Imagem: a figura ilustra um equipamento laboratorial. A foto tomada em ambiente claro, por ob-
servador humano, mostra um equipamento retangular médio achatado, em tons de branco, azul e preto. No canto 
inferior esquerdo, há uma abertura em preto; atrás, toda a estrutura em branco; e no lado direito, uma faixaazul, 
com um visor branco com quadrados pequenos coloridos na extremidade abaixo.
Para desvendar cada uma das leituras realizadas pela tira reagente, a seguir, serão apresentadas informações 
muito importantes sobre cada parâmetro avaliado na análise química da urina.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
PH URINÁRIO
O pH urinário não é proporcional ao pH sanguíneo (7,35 a 7,45), sendo relativa-
mente ácido no período da manhã, estando entre 5,0 e 6,0. No decorrer do dia, 
esse pH pode variar entre 4,5 e 8,5, podendo ser diretamente influenciado por 
equilíbrio ácido-básico do sangue, função renal, dieta ou uso de medicamentos, 
presença de infecção bacteriana ou, ainda, pelo tempo de coleta e armazena-
mento da urina (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; DI 
LORENZO, 2009).
Todavia, o ponto mais importante para o pH urinário se deve ao fato dos rins, 
em conjunto com os pulmões, serem responsáveis pela manutenção do equilí-
brio ácido-básico do sangue, pois promovem a excreção de substâncias ácidas e 
básicas. A excreção de hidrogênio, por exemplo, ocorre na forma de íons amônio, 
fosfato de hidrogênio e ácidos orgânicos fracos; já o bicarbonato pode ser reab-
sorvido nos túbulos renais. Apesar de ser uma avaliação importante, para deter-
minar a existência de distúrbios eletrolíticos sistêmicos de origem metabólica 
ou respiratória, ou, ainda, para o tratamento de problemas urinários que exija o 
controle do pH urinário, não existem valores de referência ou normais para o pH 
urinário, pois ele deve ser avaliado com os dados clínicos do paciente. Contudo, 
com as mudanças no pH urinário, a urina pode ser ácida ou alcalina (GRAFF, 
1983; RABINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
O Quadro 2 exemplifica os principais responsáveis pelas alterações de pH 
para urina alcalina e ácida.
URINA ALCALINA URINA ÁCIDA
Dieta pobre em proteínas Dieta rica em proteínas
Dieta rica em laticínios Dieta pobre em laticínios
Dieta com frutas cítricas (formação de 
bicarbonato de sódio)
Diarreia
Citrato de potássio Uso de diuréticos
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URINA ALCALINA URINA ÁCIDA
Infecções bacterianas por bactérias 
produtoras de urease(conversão de 
ureia em amônia)
Patologia nos túbulos renais
Uso de medicamentos (por exemplo, 
acetazolamida)
Hipocalemia, pois há maior reabsorção 
de k+, acompanhada da excreção de 
íons H+.
Alcalose respiratória ou metabólica, 
devido à menor excreção de íons H+
Vômito, que induz perda de HCl e K+, 
promovendo reabsorção de Na+ e 
bicarbonato da urina.
Decomposição da amônia em ureia, 
devido à retenção da urina
Atraso no processamento
Conservação inadequada da amostra
Administração de substâncias básicas
Quadro 2 - Urina alcalina e urina ácida / Fonte: os autores.
Para avaliação do pH, podemos utilizar as tiras reagentes de urinálise, tiras de 
pH ou pHmetros. A almofada correspondente ao pH na tira reagente é composta 
por um sistema de medição do pH que usa indicador duplo com vermelho de 
metila e azul de bromotimol. O vermelho de metila é ativo na faixa de 4,4 a 6,2 
de pH, mudando do vermelho para o amarelo, enquanto o azul de bromotimol 
é alterado do amarelo para o azul na faixa de 6,0 a 8,6. As faixas de 5,0 a 9,0 na 
tira reativa podem ser visualizadas nas cores desde laranja (pH 5,0), passando 
pelo amarelo e verde, até o azul-escuro final (pH 9,0). De modo geral, as tiras são 
confiáveis, não interagindo com outras substâncias, mas, por serem avaliadas 
subjetivamente pelo profissional responsável dentro de um espectro de cores, 
pode haver pequenos erros na interpretação da cor apresentada. Dessa forma, o 
uso de pHmetros apresenta uma sensibilidade superior, uma vez que liberam de 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
modo preciso o pH da urina. No entanto, as tiras reagentes facilitam o dia a dia 
do laboratório, sendo mais utilizadas (BIOTÉCNICA, 2019).
Urina de recém-nascido não chega ao pH 9,0 nem mesmo em condições 
patológicas. Caso isso ocorra, provavelmente, está ligado à conservação 
incorreta da amostra.
PENSANDO JUNTOS
Figura 11 - Indicador de PH / Fonte: I Stock (2018, on-line).
Descrição da Imagem: na figura, são observadas quatro fotografias. Na imagem à direita, tomada em fundo 
branco, em ambiente claro, por observador humano, pode ser observada uma fita retangular fina, com dois qua-
drados coloridos na extremidade superior. Na imagem ao centro e acima, tomada em fundo branco, em ambiente 
claro, pode ser observado um quadrado médio, com quatorze quadrados pequenos, sendo sete um ao lado do 
outro e os outros sete abaixo e um ao lado do outro, em tons de laranja, amarelo e verde, com números. Na 
parte inferior da imagem dos quadrados, eles se repetem, porém em tons de amarelo, verde e azul. Na imagem 
ao centro e abaixo, pode ser observado um frasco pequeno transparente, ovulado, com a ponta mais fina e com 
tampa amarela. E à direita, podem ser observadas quatro tiras retangulares brancas, estreitas e com uma faixa 
em azul na parte inferior.
GLICOSE
A glicose é filtrada pelo glomérulo e, então, reabsorvida no túbulo contorcido 
proximal, não estando presente na composição da urina. Dessa forma, a presen-
ça de glicose na urina, também conhecida como glicosúria, não é considerada 
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normal. Quando presente na amostra urinária, a glicose passa pelo processo de 
oxidação pela glicose oxidase, originando ácido glucônico e peróxido de hidro-
gênio, o qual reage com o iodeto de potássio na presença da peroxidase. Quanto 
mais cromógeno oxidado, maior a variação da coloração, abrangendo de verde a 
marrom (Figura 12) (BIOTÉCNICA, 2019).
Caso apareça, duas condições precisam ser investigadas: lesão nos túbulos 
renais e hiperglicemia. A hiperglicemia é a principal condição associada à pre-
sença de glicose na urina, a qual ocorre devido ao excesso de glicose que deveria 
ser reabsorvida pelos túbulos proximais, que, por estarem sobrecarregados, não 
conseguem exercer a sua função, ou seja, a glicose é secretada na urina. Quando 
a glicosúria está presente na ausência de hiperglicemia, devemos suspeitar de 
lesões tubulares, pois os túbulos renais não estão exercendo sua função normal 
de reabsorver a glicose do filtrado glomerular e podem aumentar a excreção de 
glicose (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; DI LOREN-
ZO, 2009).
Essa análise, assim como as demais, precisa ser feita com rapidez, pois, caso o 
paciente esteja com infecção urinária, as bactérias presentes na amostra de urina 
podem consumir a glicose, resultando em um falso-negativo (GRAFF, 1983; RA-
BINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Figura 12 - Indicador de glicose / Fonte: Clube do Diabetes ([2023], on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por observador humano, com fundo preto, pode ser observado um 
frasco médio, arredondado, com fundo branco, com quadrados pequenos coloridos em toda a sua extensão. À 
esquerda, é possível observar uma fita branca retangular estreita com um quadrado pequeno em azul na sua 
ponta, em cima do frasco.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
CORPOS CETÔNICOS
A presença de corpos cetônicos na urina, conhecida como cetonúria, não é uma 
condição fisiológica. Ela ocorre somente em casos de aumento de corpos cetô-
nicos no sangue, que é resultado de um desequilíbrio no metabolismo de ácidos 
graxos e carboidratos. Isso pode ocorrer durante dietas rigorosas, com baixo ou 
nenhum consumo de carboidratos, ou em jejuns prolongados; durante quadros 
de cetoacidose diabética, em que os pacientes diabéticos apresentam aumento de 
corpos cetônicos; ou, ainda, em casos de febre, doenças agudas, hipertireoidismo, 
gravidez e aleitamento, pois essas condições estão associadas ao aumento de cor-
pos cetônicos no sangue, que resultam na sua excreção na urina (GRAFF, 1983; 
RABINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Para sua detecção na tira reativa, utiliza-se o nitroprussiato de sódio e ácido 
acetoacético, que reagem com a acetona,variando de rosa-claro a roxo. O resul-
tado é expresso em cruzes, indicando quantos corpos cetônicos estão presentes 
na amostra, podendo ser negativo ou positivos (+, ++, +++ e ++++) (BIOTÉC-
NICA, 2019).
Proteínas
As proteínas não são secretadas na urina, uma vez que não são filtradas pelo 
glomérulo. Caso ela esteja presente, pode ser decorrente de problemas renais ou, 
ainda, de quadros independentes da função renal. Ao considerarmos mecanismos 
independentes dos rins, identificamos que quadros de desidratação, febre, convul-
sões, exercício muscular intenso, frio ou calor intenso podem resultar no aumento 
de proteínas no sangue e no aumento de pequenas proteínas que serão filtradas 
pelos rins. Esse aumento ainda pode ser um resultado de processos inflamatórios 
e infecciosos do trato urinário inferior, que resultam na liberação de proteínas na 
urina. Quando pensamos em um quadro decorrente de problemas renais, nor-
malmente, está ligada a processos inflamatórios ou infecciosos nos glomérulos 
e/ou túbulos renais, resultando em falhas nos mecanismos de transporte tubular. 
Pequenos traços de proteínas podem ser considerados normais.
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Mas esse resultado precisa ser associado à densidade urinária, já que está 
relacionado com a concentração da urina (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et 
al., 2009; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
A determinação desse parâmetro urinário se dá através da avaliação da tira 
reagente, que detecta a albumina, liberando resultados semiquantitativos. A rea-
ção para detecção de proteínas se baseia na mudança de cor do indicador azul 
de tetrabromofenol que reage com as proteínas, variando do amarelo ao verde 
(BIOTÉCNICA, 2019).
Urobilinogênio/Bilirrubina
O urobilinogênio é um produto da degradação da bilirrubina pelas bactérias 
intestinais. A bilirrubina, por sua vez, é formada graças à degradação da hemo-
globina. Uma vez formado no intestino, o urobilinogênio chega ao sangue, sendo 
que uma pequena quantidade pode ser excretada na urina. Contudo, qualquer 
aumento da bilirrubina plasmática leva ao aumento de urobilinogênio urinário, 
podendo ser detectado antes que ocorra icterícia, por exemplo. De modo geral, a 
bilirrubina direta, ou não conjugada, não é excretada nos rins, já que está ligada à 
albumina. No entanto, caso haja uma lesão glomerular, ela pode aparecer na uri-
na. Portanto, o aumento de urobilinogênio está ligado diretamente a problemas 
hepáticos ou hemolíticos, assim como em quadros de obstrução das vias biliares, 
como nas colestases (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; 
DI LORENZO, 2009).
O teste para detecção de bilirrubina se baseia na ligação da bilirrubina com a 
diacloroanilna diazotizada em meio ácido, que resulta na variação de cor, direta-
-mente proporcional à concentração na urina. Já para detectar o urobilinogênio, 
utiliza-se a reação modificada de Erlich entre os compostos p-dietilaminoben-
zaldeído e ácido urobilinogênico, que, em meio fortemente ácido, resulta na co-
loração rosa (BIOTÉCNICA, 2019).
Hemoglobina e Mioglobina
A presença de sangue na urina (hematúria) indica lesão renal ou lesão do trato 
genitourinário, como ocorre em processos inflamatórios, infecciosos e neoplasias. 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
Para detectar o sangue, as tiras reagentes utilizam a porção heme, presente na he-
moglobina e na mioglobina, ou seja, a identificação de hemoglobina e mioglobina 
ocorre em conjunto nas tiras reativas, mas corresponde a quadros patológicos 
diferentes. Sua distinção deve ser observada com cautela e avaliada com outros 
dados clínicos e biológicos do paciente (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 
2009; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
O aumento de hemoglobina (hemoglobinúria) está associado à presença de 
hemácias íntegras que são lisadas no meio urinário diluído, ou quando há elevado 
nível de hemoglobina no sangue, devido a quadros de hemólise na circulação 
sanguínea. Já o aumento de mioglobina (mioglobinúria) ocorre em quadros de 
rabdomiólise, sendo resultado de injúria isquêmica, traumática, tóxica ou ainda 
necrose tecidual (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; STRASINGER; 
DI LORENZO, 2009).
O princípio do teste tem como base a atividade da pseudoperoxidase da he-
moglobina, responsável por catalisar a reação de di-hidroperóxido de isopropil-
benzeno e 3-3’,5,5’-tetrametilbenzidina, resultando em um espectro de cor que vai 
do amarelo ao azul. Caso apareçam pontos verdes-azulados ou manchas, tem-se 
forte indicativo de eritrócitos íntegros (BIOTÉCNICA, 2019).
“A rabdomiólise (RM) é uma síndrome caracterizada por uma 
destruição das fibras musculares esqueléticas e que resulta 
na liberação dos constituintes intracelulares das fibras para 
a circulação sanguínea”.
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NITRITOS
A identificação de nitritos é um parâmetro muito importante e permite identi-
ficar a presença de infecções bacterianas. Caso haja presença de bactérias 
Gram-negativas, de modo geral, há a conversão do nitrato urinário em nitrito, 
identificado na fita reativa com coloração rosa. É importante esclarecer que re-
sultados negativos de nitrito não indicam ausência de infecção, pois as bactérias 
podem não ter tempo suficiente para realizar a conversão, podem não converter 
nitrato em nitrito ou, ainda, produzir quantidades insuficientes para serem iden-
tificadas no teste. Assim, a urocultura é a única capaz de confirmar a presença 
ou ausência de infecção bacteriana urinária, mas o teste de nitrito positivo é 
um forte indicador dessa condição (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
A reação para detecção do nitrito é feita pelo uso de ácido p-arsanílico em meio 
acidificado, que reage com o nitrito e forma um composto diazônico, o qual se 
liga com o 1-naftil-etilenodiamino para produzir a coloração rosa que indica um 
teste positivo (BIOTÉCNICA, 2019).
LEUCÓCITOS
Os leucócitos, quando presentes nas amostras de urina, estão diretamente 
relacionados com processos inflamatórios ou infecciosos que promovem um 
aumento das células de defesa no corpo para tentar combater a infecção ou, ain-
da, a injúria estabelecida, que pode estar localizada tanto no trato urinário baixo 
quanto no trato urinário alto (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; STRASING-
ER; DI LORENZO, 2009).
A identificação de leucócitos na urina identifica a esterase dos granulócitos. A 
esterase reage com o éster de ácido amino pirazol, liberando hidroxipirazol. Por 
sua vez, o pirazol irá reagir com o sal diazônico, resultando em um espectro de 
cor violeta, que é proporcional à quantidade de leucócitos presentes na amostra 
de urina (BIOTÉCNICA, 2019).
ÁCIDO ASCÓRBICO
A detecção do ácido ascórbico permite a identificação de falhas no teste da tira 
reagente, uma vez que interfere na detecção de hemoglobina, glicose, nitritos, 
bilirrubina e cetonas. Esse teste não está presente em todas as tiras reagentes, 
mas pode ser encontrado como controle em algumas marcas (BIOTÉCNICA, 
2019).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
Resultados na Tira Reativa
A leitura de uma variação de cores pode ser complexa. Como podemos perceber, 
a leitura da tira reagente leva a todos os resultados esperados pela análise quí-
mica da urina. Por esse motivo, não poderíamos deixar de ilustrar, em detalhes, 
o espectro de cores das almofadas, indicando a cor respectiva a determinado 
resultado. Na Figura 13, podemos observar as alterações de cores que ocorrem 
para leucócitos (LEU), nitrito (NIT), urobilinogênio (URO), proteína (PRO), pH, 
sangue (BLO), densidade (SG), cetonas (KET), bilirrubinas (BIL) e glicose (GLU) 
(BIOTÉCNICA, 2019). Apesar disso, ressalta-se que cada leitura é realizada de 
acordo com o kit utilizado e que pequenas alterações no espectro de cores podem 
ser encontradas.
Figura 13 - Escala de cores para leitura da tira reagente / Fonte: I.pinimg.com ([2023], on-line).
URINA DE 24 HORAS 
O exame de urina de 24 horas possibilita quantificarsubstâncias específicas ex-
cretadas na urina e que podem predizer o funcionamento dos rins. Essa avaliação 
precisa ser realizada dentro do período de 24 horas, pois a excreção de uma subs-
tância pode variar ao longo dia, o que dificulta a padronização do teste com uma 
Descrição da Imagem: a figura 
ilustra um exemplo de teste de 
urina em fita reagente. Tomada 
em ambiente claro, com fundo 
branco, a imagem é represen-
tada por quadrados pequenos 
coloridos de cima a baixo, em 
tons que vão de branco, lilás, 
roxo, azul claro, rosa, verde, la-
ranja e marrom. À esquerda da 
imagem, são observadas siglas 
uma embaixo da outra durante 
toda a extensão da imagem. Ao 
lado, observa-se um retângulo 
vertical com linhas pretas, en-
globando alguns dos quadrados 
pequenos coloridos.
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amostra coletada em um horário fixo. Ao coletar toda a urina dentro do período 
de 24 horas, essa variação é minimizada e a análise se torna mais confiável. No 
entanto, utilizamos somente uma pequena alíquota para realizar as análises, não 
sendo necessário utilizar todo volume coletado. Além disso, é importante lem-
brarmos que cada substância detém de uma ou mais metodologias específicas 
para sua determinação e que cada laboratório irá determinar o que melhor se 
adequa a sua realidade.
CLEARANCE DE CREATININA
A creatinina não possui função biológica, sendo excretada pelos rins; é o pro-
duto da degradação da creatina muscular, utilizada como reserva energética dos 
músculos. Dessa forma, é correto afirmar que a produção de creatinina varia de 
acordo com a massa muscular do paciente (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
Atualmente, ela é um importante marcador da função renal, uma vez que é 
produzida de modo constante e sofre uma pequena influência da dieta do pacien-
te, mantendo os níveis plasmáticos e urinários praticamente inalterados. Quando 
ocorre um aumento da creatinina no plasma do paciente, há um forte indício 
de problemas na excreção renal. No entanto, pode decorrer também de quadros 
de necrose muscular, atrofias e distrofias musculares, hipertrofia da próstata ou, 
ainda, obstrução dos ureteres e da uretra (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
Sua determinação pode ser feita por metodologias de cinética enzimática 
ou com o uso de ligantes, como no método do picrato alcalino de Jaffé. Para a 
realização do teste, uma pequena alíquota da urina do paciente deve ser diluída 
em 1:5 ou 1:25, dependendo do teste realizado. O método de Jaffé tem como base 
a reação da creatinina presente na amostra com o picrato alcalino e acidificante, 
sendo que a reação é monitorada a 510 nm em espectrofotômetro, podendo ser 
realizada uma leitura pontual (método de ponto final) ou, ainda, uma leitura 
seriada (método cinética), de acordo com as preferências do laboratório (GOLD 
ANALISA, 2018a). Já o método cinético, proposto pela bula da Labtest, promove 
uma série de conversões enzimáticas a partir da creatinina até formar quinonei-
mina, detectada a 526 nm (LABTEST, 2012).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
São valores de referência para urina de 24 horas:
• Crianças: 8 a 22 mg/kg de peso corporal/24 horas.
• Homens: 21 a 26 mg/kg de peso corporal/24 horas.
• Mulheres: 16 a 22 mg/kg de peso corporal/24 horas.
Para avaliar, de modo preciso, esse parâmetro na urina, é realizado o clearan-
ce de creatinina, ou depuração da creatinina, no qual são necessárias dosagens 
plasmáticas e urinárias. Por meio dessa medida, é possível avaliar a depuração de 
creatinina endógena (DCE), cuja fórmula é apresentada a seguir, determinando 
a quantidade de sangue que os rins conseguem filtrar por minuto. É importante 
ressaltar que, para que o exame seja exato, deve-se levar em conta outros fatores, 
como o volume da urina, o tempo de coleta e a superfície corporal do paciente 
(DUSSE et al., 2016).
Para entender um pouco mais sobre os biomarcadores da 
função renal, leia o artigo na integra.
EU INDICO
A depuração de creatinina endógena pode ser feita por meio da seguinte 
fórmula:
Em que: U corresponde à creatinina na urina (mg/dl); V, ao volume urinário 
(mL/ min); P, à creatinina no plasma ou soro (mg/dl); A, à superfície corporal 
em m²; e 1,73, à superfície corporal padrão.
Como exemplo, podemos citar um paciente do sexo masculino, de 50 anos de 
idade, que obteve os seguintes resultados de creatinina:
• Creatinina na urina: 50 mg/dL.
• Creatinina no soro: 1,2 mg/dL. 
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• Volume da urina de 24 horas: 2.000 mL em 24 horas, ou seja 1,39 mL/min.
• Superfície corporal do paciente: 1,80.
Com esses dados, podemos calcular a depuração de creatinina endógena, 
utilizando a fórmula descrita:
Como resultado da DCE, temos 120,235 mL/min/1,73 m².
São valores de referência para o resultado:
• Crianças: 40 a 140 mL/min/1,73 m².
• Mulheres adultas: 88 a 128 mL/min/1,73 m².
• Homens adultos: 97 a 137 mL/min/1,73 m².
PROTEINÚRIA
A avaliação da proteína urinária permite identificar com exatidão a quantidade 
de proteína excretada. É importante lembrar que em situações fisiológicas essa 
excreção não ocorre. Além disso, é possível avaliar a presença de proteínas espe-
cíficas, como a albumina, por exemplo, que quando presente é denominada como 
albuminúria (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
Para determinação dos níveis de proteínas em uma amostra urinária, podem 
ser utilizadas diferentes metodologias, como os métodos colorimétricos, os mé-
todos de ligação a correntes como Bradford, vermelho de pirogalol, Ponceau S e 
CBB, ou, ainda, o método de biureto, que determina a concentração de proteínas 
precipitadas após um tratamento da amostra de urina com ácido (ALVES et al., 
2017). O valor de referência é de até 150 mg/24 horas.
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SÓDIO URINÁRIO
O sódio é essencial na manutenção da osmolaridade e do volume plasmático, 
sendo o principal íon extracelular. A sua concentração plasmática é regulada pelo 
sistema renina-angiotensina-aldosterona renal. A dosagem de sódio na urina 
é uma forma indireta de identificar a quantidade de sal ingerida pelo paciente 
durante a alimentação. Caso o paciente ingira uma quantidade muito elevada 
de sódio, este é normalmente excretado nos rins. Todavia, a quantidade de sódio 
excretada depende de quanto sódio e água foi reabsorvido nos túbulos renais. Se 
pouco sódio for reabsorvido, a produção de urina é maior e, se muito sódio for 
reabsorvido, urina-se menos (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
Contudo, a manutenção entre o equilíbrio sódio e água pode estar preju-
dicada na doença renal crônica, sendo o primeiro problema importante a ser 
reportado durante o agravamento da lesão renal. Em um quadro de doença renal 
crônica, o nível de sódio acaba se alterando no organismo, levando ao aumento 
ou à diminuição desse íon no plasma (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
Para determinar a concentração de sódio na urina, utiliza-se um eletrodo 
seletivo para o íon de sódio, por meio do método potenciométrico. No entanto, 
para obter uma informação completa a respeito da excreção urinária desse 
íon, utiliza-se a fórmula de FENA, na qual se considera a concentração de 
sódio na urina (UNa), o sódio sérico (PNa), a creatinina urinária (Ucr) e a creati-
nina sérica (Pcr) (HENRY, 2008).
Em condições normais, o resultado fica entre 0,5% e 1%. Valores superiores 
a 1% indicam lesão tubular aguda, não ocorrendo a reabsorção máxima de 
sódio; já valores abaixo de 1% podem estar ligados ao aumento de aldoster-
ona, provocado principalmente em casos de desidratação. Ainda é possível 
encontrar valores abaixo de 0,1%, que indicam que ocorre uma produção 
máxima de aldosterona (HENRY, 2008).
O valor de referência considerado está entre 135 e 145 mEq/L.
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CÁLCIO URINÁRIO
O cálcio é o íon mais abundante no organismo, estando presente, principalmente, 
nos ossos, que também são o principal depósito de cálcio. Pode ser encontrado, 
ainda, nos tecidos moles e nos líquidos extra e intracelulares. Esse cátion pos-
sui funções essenciaisna contração muscular e na coagulação sanguínea, por 
exemplo. Seu metabolismo é complexo e envolve a absorção intestinal (quanto 
de cálcio é absorvido), a deposição nos ossos e a excreção renal. É regulado por 
calcitonina, vitamina D e hormônios tireoidianos e sexuais e, de modo mais es-
pecífico, pelo paratormônio (PTH) (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
O aumento do cálcio urinário (hipercalciúria) está diretamente relaciona-
do com a formação de cálculo renal, que pode ser originado pela deposição de 
nutrientes como cálcio, oxalato, sódio, potássio, proteínas, purinas, vitamina C e 
baixa ingestão de líquidos (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
A dosagem na urina de 24 horas ocorre com uso de uma alíquota de 20 
mL de urina, à qual são adicionados 20 mL de HCl 6 mol/L. Em seguida, a 
amostra é homogeneizada. Para a realização do teste, deve-se esperar cerca 
de 60 minutos, sendo uma pequena alíquota retirada do ensaio colorimétrico 
de ponto final. De acordo com o teste disponível, o ensaio pode ter, como 
princípio, a reação do cálcio com púrpura de ftaleína em meio alcalino, o qual 
é mensurado a 570 nm em espectrofotômetro (LABTEST, 2014), bem como a 
reação do cálcio com arsenazo III, que é mensurado a 660 nm em espectro-
fotômetro (GOLD ANALISA, 2018b).
O valor de referência do cálcio na urina está entre 150 e 300 mg/dL.
ÁCIDO ÚRICO
O ácido úrico tem origem endógena e exógena. A origem endógena ocorre a 
partir da degradação de nucleotídeos, como a adenosina e a guanina; já a exógena 
pelo consumo alimentar, que corresponde a 75% do total de ácido úrico diário. 
A grande maioria, cerca de 3/4 do total de ácido úrico, é excretada pelos rins e o 
restante pelo trato gastrointestinal (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
Quando há um quadro de aumento de ácido úrico urinário, podemos sus-
peitar de doenças como gota, caracterizada por:
• aumento da síntese e da deposição de cristais de urato nas articu-
lações;
• aumento da destruição dos nucleotídeos, como ocorre nas leuce-
mias, na policitemia e no uso de quimioterápicos; 
• defeitos enzimáticos na via das purinas, podendo ser por deficiência 
enzimática ou pela hiperatividade da enzima; 
• distúrbios nos túbulos renais, pois, normalmente, ocorre devido ao 
aumento na produção, na excreção ou de ambos.
Esse aumento precisa ser identificado, a fim de evitar a formação de cálculos 
renais devido à deposição de cristais de urato. A hiperuricosúria pode estar as-
sociada, ainda, ao aumento do cálcio sérico, a distúrbios ósseos e à diminuição 
do ácido úrico plasmático (hipouremia) (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
O ácido úrico é determinado por meio da reação de Trinder, a qual tem es-
pecificidade da enzima uricase. A reação ocorre pela oxidação do ácido úrico 
pela uricase, formando alantoína e peróxido de hidrogênio, que, por sua vez, 
reagem com DHBS e 4-aminoantipirina. Para a urina, uma alíquota de 10 mL é 
separada, e o pH é ajustado para 7,0-9,0 com NaOH 5%. Em seguida, a urina 
é aquecida por 10 minutos a 56 °C, a fim de que os cristais de urato e ácido 
úrico sejam dissolvidos. Posteriormente, é necessário diluir a urina em 1:10 
(LABTEST, 2014b). É importante mencionar que cada laboratório terá a sua 
metodologia, sendo que, para muitos casos, essas dosagens são totalmente 
automatizadas. 
Os valores de referência para o ácido úrico na urina são de 250 a 750 mg/dL.
POTÁSSIO
O potássio é um íon encontrado, principalmente, no meio intracelular e tem 
como função o controle do metabolismo celular, participando, assim, dos meca-
nismos de excitação neuromuscular. 
Alterações nos níveis de potássio podem ser fatais, uma vez que são 
essenciais para a manutenção do funcionamento do coração. 
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O potássio pode ser utilizado na investigação de doenças nos túbulos renais, uma 
vez que, na insuficiência renal, ocorre uma diminuição da excreção de potássio. 
Além disso, alguns fármacos podem interferir na sua excreção, como os inibido-
res da enzima conversora de angiotensina, os anti-inflamatórios não esteroides, a 
ciclosporina, o cetoconazol, entre outros (GALANTE; ARAÚJO, 2012).
Sua determinação ocorre através de uma alíquota da urina e o uso de um 
eletrodo seletivo de íons (ESI), responsável por converter a atividade (ou 
concentração efetiva) do íon dissolvido na urina em um potencial elétrico, 
mensurado por um voltímetro (ASIRVATHAM; MOSES; BJORNSON, 2013).
O valor de referência do potássio na urina é de 22 a 125 mmol/L.
UROPORFIRINAS
A uroporfirina é uma porfirina solúvel em água e excretada na urina ou, em me-
nores concentrações, no sangue e nas fezes. Para essa análise, a amostra deve ser 
coletada em frasco âmbar com conservante (5g de bicarbonato por litro de urina), 
mantido sob refrigeração e protegido da luz no período da coleta. Sua detecção 
ocorre pelo método de cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC), através 
de uma alíquota de 4,0 mL de urina em tubo âmbar. É muito útil no diagnóstico 
de porfirias, uma condição que decorre de “deficiências enzimáticas na biossíntese 
do grupo heme da cadeia da hemoglobina” (DINARDO et al., 2010, p. 106). Além 
disso, é útil no diagnóstico da intoxicação por metais pesados, como chumbo, 
leucemias, linfomas e anemia hemolítica.
O valor de referência para uroporfirina é inferior a 35 µg/24 horas.
Conheça um pouco mais sobre porfirias com a leitura do
artigo “Porfirias: quadro clínico, diagnóstico e tratamento”.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 1
NOVOS DESAFIOS
Chegamos ao final deste conteúdo e esperamos que o tenha aproveitado ao má-
ximo, visando o que comentamos no início, pois saber o básico é essencial, por 
isso, faremos um breve resumo do que foi visto:
• O sistema urinário é formado pelos rins, ureter e bexiga. Os rins são 
órgãos vascularizados e que recebem inervação do sistema nervoso 
central. Já os ureteres, direcionam a urina até a bexiga, enquanto 
esta realiza o seu armazenamento, uma vez que será excretada pela 
uretra.
• Os rins são indispensáveis para a sobrevivência do ser humano. En-
tre as suas principais funções, estão: a gliconeogênese, a produção 
de vitamina D, a manutenção do equilíbrio ácido-básico, o controle 
da resistência vascular, a produção de eritropoetina para controle 
na produção de eritrócitos, a regulação da osmolalidade plasmáti-
ca, o controle do volume do líquido extracelular, a manutenção do 
equilíbrio hídrico e eletrolítico e, de modo especial, o processo de 
excreção de substâncias que não são úteis para o organismo.
• Os néfrons renais são formados por um glomérulo e túbulos renais, 
que se encontram no ducto coletor. O processo de filtração ocorre 
no glomérulo, por meio do qual os sólidos de baixo peso molecular e 
a água ultrapassam para os túbulos renais. Em seguida, uma série de 
processos de reabsorção e secreção é efetuada por túbulo contorcido 
proximal, alça de Henle, túbulo contorcido distal e ducto coletor.
Acesse seu ambiente virtual de aprendizagem 
e confira a aula referente a esse tema.
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• A urina é composta principalmente por água (90% a 96% do volume 
total) e pode conter solutos, como sódio, potássio, cálcio, magnésio, 
cloreto, creatinina, ureia, vitaminas, hormônios, ácido úrico, entre 
outros compostos orgânicos e inorgânicos.
• A coleta para parcial de urina e cultura de urina segue como cri-
térios: higienização da região genital; descarte do primeiro jato de 
urina; coleta do jato médio urinário até preencher o frasco; e des-
carte do restante no vaso sanitário.
• A urina de 24 horas segue parâmetros diferentes dos estabelecidos 
pelo parcial de urina. A primeira urina do dia é desprezada, sendo o 
horário anotado. Depois, o paciente coleta toda urina das próximas 
24 horas e a armazena no frasco fornecido pelo laboratório. No dia 
seguinte, a coleta é finalizada no mesmo horário em que iniciou, 
com uma tolerância de dez minutos, que é permitida para mais e 
para menos.
• O transporte da amostrade urina deve ser realizado em um perío-
do de uma a duas horas após a coleta e o seu armazenamento, em 
geladeira.
• A avaliação bioquímica ou química da urina é feita por meio de tiras 
reativas, que auxiliam na detecção de parâmetros importantes da 
urinálise, como nitritos, hemoglobina, leucócitos, urobilinogênio, 
bilirrubinas, proteínas, corpos cetônicos, glicose e pH.
• A avaliação da urina de 24 horas é muito importante, pois permite 
a análise completa de componentes urinários de um paciente, como 
creatinina, proteínas, sódio, potássio, ácido úrico e cálcio urinário. 
Além disso, o volume urinário só pode ser avaliado, de modo con-
creto, com uma coleta realizada em 24 horas, pois a coleta parcial 
de urina indica somente uma pequena parcela do volume urinário 
do paciente.
Lembrando que este é conhecimento base para atuar como analista laborato-
rial, para abrir seu próprio laboratório, para quem irá atuar na área hospitalar e 
diversos outros segmentos. Para que você se torne um profissional excepcional, 
confiável, é necessário entender como os processos ocorrem, quais são as variáveis 
que podem ocorrer até que a amostra chegue à bancada e o quanto isso poderá 
interferir na liberação do seu resultado. Diante disso, ressaltamos a importância 
de entender todo o processo para trazer confiança em seus resultados.
UNICESUMAR
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VAMOS PRATICAR
1. Para realizar a coleta, o paciente deve escolher o horário mais confortável para a sua 
realização. De modo geral, indica-se que a primeira urina seja desprezada, devendo-
-se anotar o horário em que isso ocorreu. Por exemplo, se o paciente acordar às 8 
horas, ele pode esvaziar a bexiga completamente no vaso sanitário. Isso é necessário 
porque a urina armazenada na bexiga foi produzida no período da noite, ou seja, se 
coletássemos essa urina, estaríamos considerando um período maior do que 24 horas. 
Ao coletar somente após a primeira micção e o horário marcado, teremos certeza de 
que a próxima urina foi produzida no período adequado (REIS, 2020; PINHEIRO, 2022).
Em seguida, toda nova micção durante as próximas 24 horas devem ser armazenadas 
no frasco coletor fornecido pelo laboratório, independente se for um volume grande, ou 
uma simples gota de urina. Caso seja necessário mais de um frasco, este deve ser solici-
tado ao laboratório, mas é importante enfatizar que todo conteúdo de 24 horas deve ser 
coletado. No dia seguinte, a coleta deve ser finalizada no mesmo horário em que iniciou. 
Uma tolerância de 10 minutos é permitida para mais e para menos (7h50min ou 8h10min, 
por exemplo), mas, se o paciente tiver vontade de urinar mais cedo do que o horário final, 
ele deve tentar ingerir líquidos para conseguir urinar novamente no horário final (REIS, 
2020; PINHEIRO, 2022).
Fonte: PINHEIRO, P. MD Saúde, 2022. Urina de 24 horas – como colher e para que serve. 
Disponível em: https://www.mdsaude.com/exames-complementares/urina-24-horas/. 
Acesso em: 8 fev. 2023.
REIS, M. Tua Saúde, 2020. Urina de 24 horas: para que serve, como fazer e resultados. 
Disponível em: https://www.tuasaude.com/exame-de-urina-de-24-horas/. Acesso em: 
8 fev. 2023.
A coleta de urina em tempo marcado é muito utilizada para determinação de algumas 
substâncias, cuja excreção pode variar no decorrer de 24 horas. Disserte sobre a meto-
dologia utilizada para essa coleta.
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VAMOS PRATICAR
2. A fase pré-analítica compreende fatores que antecedem a análise laboratorial, voltados 
ao preparo do paciente, à identificação, à coleta, à manipulação, ao armazenamento 
e ao transporte de uma amostra biológica. Consequentemente, é uma fase repleta de 
possibilidades para os grandes erros em laboratórios clínicos, que, muitas vezes, não 
são controlados e/ou detectados. Uma vez que os erros ocorrem e não são identifi-
cados, isso pode levar a resultados incorretos, que não condizem com a realidade do 
paciente (XAVIER; DORA; BARROS, 2016).
No entanto, o laboratório pode e deve buscar minimizar esses erros, pelo treinamento 
adequado dos profissionais responsáveis pelas tarefas. Quando existe uma gestão da 
qualidade da fase pré-analítica, os erros podem ser facilmente identificados e corrigidos, 
antes que prejudiquem a qualidade dos serviços prestados pelo laboratório, evitando, 
assim, outros problemas. Por esse motivo, uma padronização dos processos deve ser 
adotada, aumentando a segurança e confiança do paciente.
Considerando os parâmetros pré-analíticos para amostras de urina, eles podem fugir do 
controle do laboratório, uma vez que o paciente realiza a sua própria coleta. Contudo, 
uma orientação adequada possibilita que o paciente seja instruído da maneira correta 
para fazer a coleta do material, minimizando os principais erros pré-analíticos nessa área. 
Com relação à identificação do paciente, esta é de responsabilidade do laboratório, que 
deve confirmar o nome completo e dados pessoais do paciente respectivos à amostra 
recebida. Outro fator a ser analisado na entrega da amostra é se ela se encontra “apta” 
para análise, pois, em alguns casos, indica-se uma nova coleta. Esses casos incluem 
amostras em recipientes inadequados (vidros de conserva, potes de plásticos, entre 
outros); amostras com resquícios de fezes; amostras com tempo de coleta superior ao 
tempo de transporte permitido para a análise; amostras malconservadas.
Fonte: XAVIER, R. M.; DORA, J. M.; BARROS, E. Laboratório na Prática Clínica. 3. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2016.
A fase pré-analítica compreende todos os processos que antecedem a análise laborato-
rial. Disserte sobre os principais erros pré-analíticos, relatando os cuidados necessários 
para evitá-los. 
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VAMOS PRATICAR
3. Cada néfron é formado por um glomérulo e túbulos renais, que se encontram no duc-
to coletor. O glomérulo é formado por vasos sanguíneos e “coberto” pela cápsula de 
Bowman (corpúsculo renal). O sangue penetra pela cápsula de Bowman através das 
arteríolas aferentes para os capilares do glomérulo, e a arteríola eferente drena o 
sangue. Dentro da cápsula, há um espaço vazio, no qual o líquido flui dos capilares 
glomerulares antes de penetrar na primeira porção do túbulo. Essa estrutura forma 
uma barreira essencial para a filtração, similar a uma “peneira”, permitindo que passe 
grandes volumes e impedindo a passagem de grandes proteínas plasmáticas, como 
albumina (EATON; POOLER, 2015).
A filtração glomerular é a etapa inicial para a formação da urina. O conteúdo filtrado é muito 
semelhante ao plasma sanguíneo, contendo substâncias livremente filtradas, como íons 
inorgânicos (sódio, potássio, cloreto, bicarbonato), solutos orgânicos sem carga elétrica 
(glicose e ureia), hormônios peptídicos (insulina, hormônio antidiurético) e aminoácidos 
de baixo peso molecular (EATON; POOLER, 2015).
A reabsorção é caracterizada pela remoção de substâncias do túbulo renal para o sangue 
circulante; enquanto a secreção se caracteriza pelo acréscimo de substâncias do sangue 
circulante para o lúmen do túbulo renal (EATON; POOLER, 2015).
O túbulo proximal é o primeiro, localizado logo após a cápsula de Bowman. Dessa forma, 
ele drena o conteúdo filtrado por esse compartimento para a sequência de túbulos. Ele 
é responsável pelo primeiro processo de reabsorção tubular, no qual são absorvidos 
novamente para o organismo cerca de dois terços da água filtrada, do sódio e do cloreto. 
Além disso, todas as moléculas orgânicas úteis, como glicose e aminoácidos, precisam 
ser reabsorvidas para serem conservadas no organismo. Compostos como potássio, fos-
fato, cálcio e bicarbonato são reabsorvidos parcialmente. Apesar de ser essencial para 
reabsorção, esse compartimento é responsável pela secreção de algumas substâncias, 
como produtos biotransformados (creatinina, ácido úrico) e fármacos (penicilina) (EATON; 
POOLER, 2015).
Compreender a essência do funcionamento renal e, consequentemente, da formação 
da urina é simples, porque os rins recebem o líquido que chega pela corrente sanguínea, 
alteram a sua composição,adicionando ou excluindo constituintes, e formam a urina, 
que contém o equilíbrio de cada substância.
Fonte: EATON, D.; POOLER, D. Fisiologia Renal de Vander. 8. ed. Porto Alegre: Artmed, 2015.
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VAMOS PRATICAR
Sobre os processos para filtração do sangue, assinale a alternativa correta:
a) A filtração ocorre no glomérulo, que funciona como uma espécie de peneira, permi-
tindo a passagem de constituintes sólidos de baixo peso molecular e água.
b) A etapa de reabsorção ocorre no túbulo contorcido proximal, no qual são reabsorvidas 
grandes quantidades de proteínas.
c) A reabsorção permite que substâncias sólidas, que não conseguiram atravessar pelo 
glomérulo, sejam excretadas nos túbulos renais.
d) Os processos de excreção favorecem a retirada de substâncias dos túbulos renais 
para a corrente sanguínea, permitindo que as substâncias sejam armazenadas no 
organismo.
e) A filtração ocorre no glomérulo, que funciona como uma espécie de passagem livre, 
permitindo a passagem de constituintes sólidos de alto peso molecular e água. 
4. Os rins são essenciais e indispensáveis para a sobrevivência do ser humano. Esses 
órgãos somam diferentes funções, que ajudam a manter a homeostasia no organismo 
como um todo. Entre as suas principais funções se encontram: a gliconeogênese, pro-
dução de vitamina D, manutenção do equilíbrio ácido básico, controle da resistência 
vascular, produção de eritropoetina para controle na produção de eritrócitos, regulação 
da osmolaridade plasmática, controle do volume do líquido extracelular, manutenção 
do equilíbrio hídrico e eletrolítico e, de modo especial, o processo de excreção de subs-
tâncias que não são úteis para o organismo.
Fonte: EATON, D.; POOLER, D. Fisiologia Renal de Vander. 8. ed. Porto Alegre: Artmed, 2015.
Os parâmetros químicos da urina são úteis para predizer determinadas condições ou 
doenças que possam estar acometendo o paciente. Sobre os parâmetros químicos da 
urina, classifique V para as afirmativas verdadeiras e F para as falsas:
( ) A gliconeogênese, produção de vitamina D e manutenção do equilíbrio ácido básico, 
correspondem a importantes funções renais.
( ) Entre as funções renais, está o processo de excreção de substâncias úteis para o 
organismo.
( ) Os rins auxiliam na produção de eritropoetina, na regulação da osmolalidade plas-
mática, no controle do volume do líquido extracelular, na manutenção do equilíbrio 
hídrico e eletrolítico.
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VAMOS PRATICAR
Assinale a alternativa que apresenta a sequência correta:
a) ( ) V - V - F.
b) ) ) V - F - V.
c) ( ) F - V - F.
d) ( ) F - F - V.
e) ( ) F - V - V.
5. As recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial 
(SBPC/ML) indicam que a primeira amostra da manhã é ideal para o exame de urina 
de rotina, porque ela se encontra mais concentrada, permitindo que os elementos e 
substâncias químicas presentes sejam adequadamente analisados. Caso isso não seja 
possível, alguns laboratórios indicam um intervalo de 2 a 4 horas entre as micções para 
que, então, a coleta seja realizada (SBPC/ML, 2017). Para realizar a coleta, o paciente 
deve escolher o horário mais confortável para a sua realização. De modo geral, indi-
ca-se que a primeira urina seja desprezada, devendo-se anotar o horário em que isso 
ocorreu (REIS, 2020; PINHEIRO, 2022).
Em seguida, toda nova micção durante as próximas 24 horas deve ser armazenada no 
frasco coletor fornecido pelo laboratório, independente se for um volume grande, ou uma 
simples gota de urina. No dia seguinte, a coleta deve ser finalizada no mesmo horário em 
que iniciou. Uma tolerância de 10 minutos é permitida para mais e para menos (7h50min 
ou 8h10min, por exemplo), mas, se o paciente tiver vontade de urinar mais cedo do que o 
horário final, ele deve tentar ingerir líquidos para conseguir urinar novamente no horário 
final (REIS, 2020; PINHEIRO, 2022).
O exame de urina de 24 horas possibilita quantificar substâncias específicas excretadas na 
urina e que podem predizer o funcionamento dos rins. Essa avaliação precisa ser realizada 
dentro do período de 24 horas, pois a excreção de uma substância pode variar ao longo 
dia, o que dificulta a padronização do teste com uma amostra coletada em um horário 
fixo. Ao coletar toda a urina dentro do período de 24 horas, essa variação é minimizada e 
a análise se torna mais confiável. 
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VAMOS PRATICAR
A coleta de amostra urinária é relativamente simples, mas precisa ser seguida à risca, caso 
contrário pode ocorrer contaminações/falhas importantes, que exigem a necessidade de 
uma nova coleta. Com base nas regras para coleta de uma boa amostra de urina, analise 
as afirmativas a seguir:
I - A coleta da primeira urina do dia é essencial para o parcial de urina, mas, caso o pa-
ciente não possa esperar e já tenha urinado, ele pode coletar após o período de 2 a 
4 horas sem urinar.
II - A urina de 24 horas é requerida em situações específicas de substratos excretados 
pela urina em diferentes períodos do dia, tornando-se necessário que o paciente 
colete toda a urina dentro de um período de 24 horas.
III - A urina de 24 horas exige que o paciente colete a primeira urina da manhã e anote 
o horário, coletando toda a urina dentro do período de 24 horas, sem exceção. Após 
coletar a primeira urina da manhã do próximo dia, o paciente encerra a coleta e en-
caminha a amostra ao laboratório.
É correto o que se afirma em:
a) I e III, apenas.
b) II, apenas.
c) I e II, apenas
d) II e III, apenas.
e) I, II e III.
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1. De modo geral, indica-se que a primeira urina seja desprezada, devendo-se anotar o 
horário em que isso ocorreu. Em seguida, toda nova micção durante as próximas 24 
horas deve ser armazenada no frasco coletor, fornecido pelo laboratório, independente 
se for um volume grande, ou uma simples gota de urina. Caso seja necessário mais de 
um frasco, este deve ser solicitado ao laboratório, mas é importante enfatizar que todo 
conteúdo de 24 horas deve ser coletado. No dia seguinte, a coleta deve ser finalizada 
no mesmo horário em que iniciou. Uma tolerância de 10 minutos é permitida para mais 
e para menos (7h50min ou 8h10min, por exemplo), mas, se o paciente tiver vontade de 
urinar mais cedo do que o horário final, ele deve tentar ingerir líquidos para conseguir 
urinar novamente no horário final (REIS, 2020; PINHEIRO, 2022).
2. Amostras em recipientes inadequados (vidros de conserva, potes de plásticos, entre 
outros); amostras com resquícios de fezes; amostras com tempo de coleta superior ao 
tempo de transporte permitido para a análise; amostras malconservadas.
3. No túbulo contorcido proximal são reabsorvidas grandes quantidades de solutos filtrados 
(principalmente sódio); Na reabsorção não há presença de substâncias sólidas; os pro-
cessos de excreção permitem que filtrem as substâncias que devem ser reabsorvidas, e 
outras que devem ser excretadas.
4. A segunda alternativa está incorreta, pois entre as funções renais, está o processo de 
excreção de substâncias que não são úteis para o organismo.
5. A afirmativa III está incorreta, pois diz que a urina de 24 horas exige que o paciente colete 
a primeira urina da manhã e anote o horário, coletando toda a urina dentro do período 
de 24 horas, sem exceção. Contudo, ao contrário disso, a primeira urina, neste caso, deve 
ser desprezada.
CONFIRA SUAS RESPOSTAS
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MEU ESPAÇO
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UNIDADE 2
MINHAS METAS
ANÁLISE SEDIMENTOSCÓPICA
DA URINA
FABIANE HORBACH RUBIN
Aprender como ocorre a obtenção do sedimento urinário.
Aprender como preparar uma lâmina com o sedimento urinário para leitura 
em microscópio.
Identificar células, cristais, cilindros, entre outros constituintes urinários 
observados no microscópio óptico.
T E M A D E A P R E N D I Z A G E M 2
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INICIE SUA JORNADA
Saber manusear a amostra de urina é fundamental, pois através dela teremos 
uma excelente amostra, a qual será processada e analisada em microscópio. Ou 
seja, o processo parece simples, mas se em algum dos passos do processo algo 
ocorrer de forma errada, a amostra a ser analisada poderá não ser fidedigna aos 
parâmetros do paciente.
Por isso, a análise microscópica é muito importante, pois complemeta os da-
dos obtidos na análise física e química da urina. E será você o profissional que 
terá que fazer essa correlação entre análise física, química e microscópica.
Tenha em mente que cada achado possui morfologia característica e contribui 
para identificar ou excluir doenças de todos os sistemas do corpo.
Para saber mais sobre a importância da análise sedimento-
scópica da urina e quanto o profissional deve estar atento à 
correlação das células encontradas, ouça o podcast no seu 
Ambiente Virtual de Aprendizagem.
PLAY NO CONHECIMENTO
UNICESUMAR
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/14637
TEMA DE APRENDIZAGEM 2
ANÁLISE SEDIMENTOSCÓPICA DA URINA
A obtenção do sedimento urinário é realizadasomente após a leitura dos parâme-
tros físicos e químicos da urina. A análise é precedida de centrifugação, para que 
haja a separação física dos componentes da urina de acordo com a sua densidade. 
Os elementos pesados e sólidos irão se sedimentar. Para isso, o método clássico 
e manual utiliza cerca de 10 a 15 ml da amostra. A amostra é centrifugada de 
1.500 a 2.500 rpm, por 10 minutos, e o sobrenadante é descartado. Em seguida, 
o sedimento obtido é ressuspenso e uma gota é coletada e colocada sobre uma 
lâmina. A análise pode proceder utilizando uma lâmina convencional ou lâmi-
nas específicas, como a câmara de Neubauer e K-Cell (Figura 1), a qual deve ser 
analisada no microscópio óptico (ALVES, 2011).
A
B
C
D
Câmara superior
Câmara inferior
Figura 1 (a) - Câmara de Neubauer; (b) - e sua grade de contagem; (c) - Lâmina K-Cell; (d) - e amostras 
observadas em microscopia óptica / Fonte: Figura (a) - Câmara (2015, on-line); Figura (b) - Câmara (2015, 
on-line); Figura (c) - Centerlab ([2023], on-line); (d) - Centerlab ([2023], on-line).
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6
Descrição da Imagem: a figura ilustra quatro imagens distintas de materiais e exemplos de imagem utilizados 
na microscopia. Na imagem representada pela letra “A”, pode-se observar um retângulo transparente com dois 
quadrados um abaixo e um acima no centro, em tons de cinza. Na imagem à esquerda e abaixo, representada 
pela letra “B”, tomada por imagem de microscópio óptico, pode-se observar um quadrado com fundo branco, com 
diversos quadrados menores no seu interior, representados pelos números “1” e “2” e quadrados ainda menores, 
ao centro da imagem, representados pelo número “3”. Na imagem representada pela letra “C”, tomada de forma 
ilustrativa, pode-se observar um retângulo médio, com fundo branco e no seu interior pequenos quadrados com 
bordas curvadas; abaixo, um quadrado menor, com seta apontada para a direita, com círculo oval em vermelho 
com esferas azuladas em pequeno tamanho, precedido de seta para a direita e um quadrado menor com uma 
esfera azulada ao centro. Na última imagem à direita e abaixo, representada pela letra “D”, tomada por imagem de 
microscópio óptico, pode-se observar a presença de nove círculos com pontilhados mais escuros em toda a imagem.
A análise microscópica é muito importante, pois complementa os dados 
obtidos na análise física e química, em que os elementos sólidos, como 
hemácias, leucócitos, células epiteliais, bactérias e cristais, podem ser avaliados 
e identificados com mais cautela. Cada achado possui morfologia característica 
e contribui para identificar doenças de todos os sistemas do corpo (GRAFF, 
1983; RABINOVITCH et al.,2009; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Além de ser essencial para visualização dos componentes microscópicos, 
é útil para identificar possíveis contaminações na amostra, assim como auxi-
liar no diagnóstico das infecções ou lesões renais ou, até mesmo, acompanhar e 
identificar um paciente diabético (GRAFF, 1983; RABINOVITCH et al., 2009; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
CÉLULAS
A análise do sedimento urinário possibilita identificar os constituintes celulares 
da urina, como as células epiteliais, hemácias e leucócitos, e, ao quantificá-los, 
podemos indicar se ocorrem processos inflamatórios ou infecciosos no trato 
urinário.
CÉLULAS EPITELIAIS
A classificação das células epiteliais se dá de acordo com o local de origem, po-
dendo ser células epiteliais escamosas, células epiteliais de transição e células 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
epiteliais tubulares. Apesar de ser uma nomenclatura importante, normalmente 
não indicamos no laudo qual tipo de célula epitelial estava presente na amostra 
do paciente. Assim, o resultado é expresso de acordo com a presença ou au-
sência de células epiteliais na urina. Para quantificação, utilizamos o padrão 
de campo, no qual a presença de até três células é conhecida como rara, de quatro 
a dez células, como “algumas” e de dez células, como “numerosas” (GREENBERG, 
2014; KASVI, 2019; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
No entanto, identificar o tipo celular é importante para predizer se há 
alteração na amostra e qual sistema se encontra comprometido. As mais encon-
tradas em amostras de urina são as escamosas (vide Figura 1 do carrossel), pois 
constituem o canal vaginal e uretral de mulheres e homens. De modo geral, ao 
serem encontradas, podem indicar contaminação da amostra urinária e, nesse 
caso, também podemos encontrar uma quantidade significativa de bactérias. Para 
identificar se realmente se trata de uma coleta inadequada, devemos avaliar os 
demais parâmetros da amostra, assim como a clínica do paciente (GREENBERG, 
2014; KASVI, 2019; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
As células epiteliais de transição (vide Figura 2 do carrossel) são provenientes 
da descamação normal da bexiga, da pelve renal e dos ureteres. Em quadros de in-
fecção urinária, a presença dessas células estará acompanhada de uma quantidade 
significativa de leucócitos (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASINGER; 
DI LORENZO, 2009).
Já as células tubulares (vide Figura 3 do carrossel) constituem os túbulos re-
nais e aparecem na urina esporadicamente, mas, quando associadas a cilindros, 
são forte indício de problemas renais. Quanto mais células tubulares, maior a 
lesão renal e maior a chance de perda de função. Consequentemente, quando 
encontramos essas células, podemos identificar parâmetros bioquímicos como 
ureia e creatinina alterados também (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRA-
SINGER; DI LORENZO, 2009).
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Figura 1 - Célula epitelial escamosa / Fonte: Câmara 
(2010, on-line). 
Na figura, podem ser observadas duas fotografias. 
Na fotografia da esquerda, marcada com a letra “A”, 
tomada por imagem de microscópio óptico, pode-se 
observar, ao centro, células transparentes com núcleo 
pequeno mais ao centro. Na fotografia da direita 
marcada com a letra “B”, tomada por imagem de 
microscópio óptico, pode-se observar um círculo com 
bordas amarelas ao centro, e dentro dele, uma célula 
transparente com bordas mais escuras.
Figura 2 - Células epiteliais de transição / Fonte: Câ-
mara (2017, [s. p.]).
Na fotografia tomada por imagem de microscópio 
óptico, pode-se observar círculos transparentes com 
bordas mais escuras, e um círculo com bordas em 
azul e fundo transparente, englobando um conjunto 
de círculos.
Figura 3 - Célula epitelial tubular / Fonte: Câmara 
(2010, on-line).
Na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se 
observar fundo cinza, com duas estruturas arredon-
dadas ao centro da imagem, com círculos menores 
em seu interior.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
LEUCÓCITOS NA URINA
A presença de leucócitos (Figura 2) na urina pode ser considerada normal, quan-
do em pequenas quantidades (< cinco leucócitos por campo – 10.000 leucócitos 
por ml de urina). No entanto, quando ultrapassa essa quantidade, isso indica 
a presença de um processo infeccioso, lúpus eritematosos sistêmicos, doenças 
renais ou, ainda, tumores (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASINGER; 
DI LORENZO, 2009). O valor de referência no laudo é de até cinco leucócitos 
por campo.
Figura 2 - Leucócitos / Fonte: Câmara (2017, [s. p.]).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar círculos transparentes com 
bordas mais escuras e com grânulos em seu interior.
HEMÁCIAS NA URINA
Uma pequena quantidade de hemácias (Figura 3) na urina pode ser considerada 
normal (< três por campo), mas o aumento dessas células está diretamente re-
lacionado com doenças renais. Não é acompanhada de sintomatologia, mas, em 
grande quantidade, pode ser visualizada a olho nu pela mudança de coloração 
da urina para rosa-claro a vermelho.
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1
Além de indicar lesão renal, sua presença também está relacionada com 
infecção urinária, processos inflamatórios no trato geniturinário, uso de medic-
amentos, como anticoagulantes, presença de cálculo renal ou ainda câncer nos 
rins (GREENBERG, 2014; LOPES et al., 2018;MAYO, [2023]). O valor de referência 
no laudo é de até três hemácias por campo.
Figura 3 - Hemácia / Fonte: Câmara (2012, on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar círculos transparentes com 
bordas mais escuras, um quadrado ao centro, e um círculo com bordas reluzentes e fundo transparente, destacado 
por uma seta pequena, azul, com contornos em preto, no canto superior esquerdo.
CRISTAIS
Os cristais na urina estão associados à precipitação de substâncias presentes no 
organismo, que é resultado de alteração no pH da urina, infecções urinárias, alte-
ração brusca na temperatura do organismo ou, ainda, uma elevada concentração 
desses componentes, que pode ocorrer pela dieta ou por uso de medicamentos. 
Os mais comuns são as substâncias orgânicas como cálcio, magnésio e fosfato, 
sendo que sua presença em quantidades baixas na urina não indica quadro pa-
tológico. No entanto, a grande concentração desses cristais pode indicar doenças 
como gota, cálculo renal ou infecções urinárias (GREENBERG, 2014; KASVI, 
2019; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
É importante ressaltar que existem diferentes tipos de cristais diretamente 
correlacionados com determinadas condições. Os mais comuns são os cristais 
de fosfato triplo, ácido úrico e oxalato de cálcio, mas eles não são os únicos. Por 
isso, deve-se ter atenção às informações apresentadas a seguir.
CRISTAL DE FOSFATO TRIPLO
O fosfato triplo (Figura 4), normalmente, é encontrado em urinas alcalinas, sendo 
composto por fosfato, magnésio e amônia. Sua presença é considerada normal, 
mas o aumento desse cristal pode indicar infecção urinária ou hipertrofia pros-
tática (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Figura 4 - Cristal de fosfato triplo / Fonte: Pimentel (2015, on-line).
Descrição da Imagem: o com bastante pontos mais escuros, e, mais ao centro, na parte inferior, um retângulo 
transparente, com bordas em verde, evidenciando um retângulo com bordas escuras e uma linha branca reluzente 
ao centro.
CRISTAL DE ÁCIDO ÚRICO
O cristal de ácido úrico (Figura 5) é encontrado em pH urinário ácido e está 
diretamente relacionado com uma dieta rica em proteínas, pois é importante 
lembrarmos que o ácido úrico é um produto da degradação de proteínas. Apesar 
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disso, eles também estão presentes em doenças como gota e nefrites crônicas 
(GREENBERG, 2014; KASVI,2019; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Figura 5 - Cristal de ácido úrico / Fonte: Câmara (2019, on-line).
Descrição da Imagem: na figura, podem ser observadas quatro imagens tomadas por microscópio óptico, todas 
de fundo limpo, mais acinzentado, com estruturas em formatos hexagonal, cúbico e tetragonal.
CRISTAL DE OXALATO DE CÁLCIO
O cristal de oxalato de cálcio (Figura 6) é encontrado em urinas neutras ou ácidas 
e, apesar de ser normal em baixas concentrações, seu aumento está relacionado 
com cálculo renal, devido à baixa ingestão de água e à rica ingestão de cálcio. 
Além disso, é comum encontrarmos esses cristais em condições como diabetes 
melito, doenças hepáticas ou renais graves (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
Figura 6 - Cristal de oxalato de cálcio / Fonte: Câmara (2017, [s. p.]).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar, em fundo acinzentado, 
pequenos quadrados com bordas mais escuras e centro claros e reluzentes, representando o formato em “X”.
URATO AMORFO
Os uratos (Figura 7) ocorrem em pH urinário ácido ou em amostras resfriadas, 
sendo encontrados com outros cristais citados anteriormente. O resfriamento 
induz a cristalização de algumas substâncias na urina, resultando, assim, no apa-
recimento de uratos. Portanto, a análise rápida da amostra é essencial, para evitar 
interferências no laudo. Sua presença em grande concentração pode resultar na 
alteração da coloração da urina para rosa, mas, de modo geral, não causam sin-
tomas no paciente. No exame sedimentoscópico, os uratos são caracterizados 
por um conjunto granulado amarelo a preto (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
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Figura 7 – Urato amorfo / Fonte: Câmara (2019, on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar em fundo acinzentado, 
com pequenas estruturas mais escuras e com aspecto de borradas.
OUTROS CRISTAIS
Além dos cristais já apresentados, cristais de bilirrubina, carbonato de cálcio, 
cistina, colesterol, leucina, magnésio-amônio-fosfato e tirosina também são en-
contrados na urina, com menor frequência, porém não podem ser descartados. É 
muito importante atentar a esse tipo de informação, pois esses cristais são ligados 
a condições clínicas, muitas vezes, graves e devem ser identificados no laudo do 
paciente de maneira correta. O Quadro 1 apresenta as suas indicações, ilustrando 
o cristal.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
TIPO DE CRISTAL RELEVÂNCIA CLÍNICA
CARACTERÍSTICAS 
MICROSCÓPICAS
Cristais de 
bilirrubina
Indicam doenças hepá-
ticas.
Cristais de 
carbonato de 
cálcio
Podem estar presentes 
em urinas alcalinas.
Cristais de 
cistina
Presentes em cistinose, 
cistinúria congênita, 
insuficiente reabsorção 
renal ou hepatopatias 
tóxicas.
Cristais de 
colesterol
Costuma ser um sinal 
de perdas maciças de 
proteína na urina.
Cristais 
de leucina
Indicam doenças he-
páticas, como cirrose, 
hepatite viral, atrofia 
amarela aguda do fígado 
ou envenenamento por 
fósforo, tetracloreto de 
carbono ou clorofórmio.
Cristais de mag-
nésio-amônio-
-fosfato
Podem ser normais, 
mais presentes em 
casos de urina muito 
alcalina, provocada por 
infecção urinária pelas 
bactérias Protheus ou 
Klebsiella.
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Cristais de 
tirosina
Presente na tirosinemia 
e associadas aos cristais 
de leucina em doenças 
hepáticas graves
Quadro 1 - Outros cristais encontrados em amostras de urina / Fonte: Câmara (2017, [s. p.]); Flickr ([2023], 
on-line) e Câmara (2019, on-line).
CILINDROS
A presença de uma grande quantidade de cilindros em uma amostra de urina é 
indicativa de que alguma lesão renal esteja ocorrendo, isso porque dificilmente 
encontramos cilindros em amostras normais de urina. Eles são formados pela 
união de várias proteínas Tamm-Horsfall, excretadas nos túbulos contorcidos 
distais e ducto coletor. Ao se unirem, forma-se uma estrutura sólida, com o for-
mato de um cilindro. Esse processo costuma ser mais intenso após atividade física, 
estresse ou doenças renais e pode estar associado a outros componentes presentes 
durante a formação de um cilindro, como bactérias, células epiteliais, hemácias, 
leucócitos, células gordurosas, entre outras (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Existem diferentes composições de cilindros, sendo que a sua identificação é 
essencial para que seja possível reconhecer e diferenciar um quadro normal de 
um quadro grave de lesão renal. Além disso, dependendo do tipo de cilindro, 
ao observarmos esse componente, também encontramos outras alterações 
no exame físico e químico da urina, como a presença de proteínas, leucócitos, 
hemoglobina, entre outros (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASINGER; DI 
LORENZO, 2009). A seguir, conheceremos a morfologia e a relevância clínica dos 
diferentes tipos de cilindros.
CILINDRO HIALINO
O cilindro hialino (Figura 8) é muito comum, sendo formado somente pela 
proteína Tamm-Horsfall. Por ser o mais comum, é possível encontrar até dois 
cilindros hialinos por campo na urina analisada, que pode ser resultado de um 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
exercício físico intenso, estresse ou, ainda, calor excessivo. Contudo, quando ul-
trapassa esse valor, pode indicar quadros de lesão renal, como glomerulonefrite, 
pielonefrite ou doença renal crônica (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRA-
SINGER; DI LORENZO, 2009).
Figura 8 - Cilindro hialino / Fonte: I.ibb.co ([2023a],on-line).
Descrição da Imagem: na figura, podem ser observadas duas fotografias. Na primeira, à direita, tomada por 
microscópio óptico, pode-se observar uma imagem de fundo cinza claro, com pontos pretos e uma estrutura re-
tangular, bordas arredondadas e mais escuras e transparentes, um pouco inclinada para cima. À direita, pode-se 
observar as mesmas características, sobretudo a estrutura está voltada para baixo.
CILINDRO HEMÁTICO
O cilindro hemático (Figura 9) é composto por um cilindro hialino recheado por 
hemácias, sendo um forte indicativo de sangramento no parênquima renal, como 
ocorre na glomerulonefrite e em lesões tubulares. Esse cilindro é muito similar ao 
cilindro granular, mas costuma ser encontrado em conjunto com a positividade 
de hemoglobina na urina, assim como hemácias na análise de sedimentoscopia 
(GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
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Figura 9 - Cilindro hemático / Fonte: I.ibb.co ([2023b], on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode
-se observar uma imagem de fundo cinza claro, pouca luminosidade, com vários círculos distribuídos, à esquerda 
mais transparentes com bordas escuras e um ao lado do outro e mais para à direita, círculos mais sobrepostos, 
com grânulos enegrecidos no seu interior, com sobreposição.
CILINDRO LEUCOCITÁRIO
O cilindro leucocitário (Figura 10) é constituído por leucócitos e indica proces-
sos infecciosos ou inflamatórios nos rins. No entanto, a presença desse tipo de 
cilindro não confirma se há ou não infecção e/ou inflamação, sendo necessária 
a associação a outros parâmetros da análise da urina, bem como avaliação do 
exame de urocultura (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASINGER; DI 
LORENZO, 2009).
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Figura 10 - Cilindro leucocitário / Fonte: Câmara (2010, on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar uma imagem com fundo 
azul claro, acima e ao centro um círculo enegrecido com alguns pontos transparentes, ao centro, evidenciado por 
setas em verde, um aglomerado de estruturas circulares com bordas mais escuras e o centro granular; mais abaixo, 
voltado para a direita, um quadrado com bordas escuras e o interior mesclado com transparência.
CILINDRO EPITELIAL
Os cilindros epiteliais (Figura 11) estão presentes em quadros de lesão dos tú-
bulos renais crônica, sendo associado à toxicidade medicamentosa, a infecções 
virais ou, ainda, à exposição a metais pesados (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Figura 11 - Cilindro epitelial / Fonte: I.ibb.co ([2023c], on-line).
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Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar uma imagem de fundo 
cinza claro, trazendo estruturas mais claras, retangulares, não tão nítidas, quase transparentes ao centro, com 
alguns círculos granulosos e enegrecidos em algumas extremidades.
OUTROS CILINDROS
Além dos cilindros apresentados, existem outras conformações que merecem 
atenção durante a análise microscópica de uma amostra de urina. Por isso, o 
Quadro 2 traz um resumo de outros cilindros menos comuns, mas que, ainda 
assim, são relevantes na prática clínica.
TIPO DE 
CILINDRO
CONSTITUIÇÃO
RELEVÂNCIA 
CLÍNICA
CARACTERÍSTICAS 
MICROSCÓPICAS
Cilindro 
gorduroso
Célula de gor-
dura
Indica 
síndrome 
nefrótica 
ou diabetes 
melito.
Cilindro 
granular
Grânulo de pro-
teínas séricas
Pode estar 
presente logo 
após o exer-
cício físico ou 
em doenças 
renais.
Cilindro 
céreo
Formando pela 
proteína Tamm-
-Horsfall, com 
camada mais 
fina e frágil, 
podendo apre-
sentar cortes ao 
longo das bor-
das e índice de 
refração maior 
do que os cilin-
dros hialinos.
Indica doen-
ça paren-
quimatosa 
crônica ou 
fase terminal 
de necrose 
tubular.
Quadro 2 - Outros cilindros encontrados em amostra de urina / Fonte: I.ibb.co ([2023d], on-line); I.ibb.co 
([2023e], on-line) e I.ibb.co ([2023f], on-line).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
OUTROS COMPONENTES URINÁRIOS
Outros componentes podem ser identificados na amostra de urina, sendo, muitas 
vezes, essenciais para auxiliar no diagnóstico do paciente. Entre eles, podemos 
citar os microrganismos, como bactérias, leveduras e parasitas; espermatozoides 
e muco. A seguir, descreveremos as características e a relevância clínica de cada 
achado com detalhes, sendo importante sempre atentar para o aspecto morfoló-
gico de cada componente, uma vez que é possível encontrá-los durante a prática 
clínica, sendo essencial saber diferenciá-los.
BACTÉRIAS, LEVEDURAS E PARASITAS
A presença de microrganismos, como as bactérias (Figura 12), é muito comum, 
principalmente nos casos de contaminação da amostra durante a coleta. Caso o 
paciente não faça a higiene de modo adequado, é muito provável que a amostra 
de urina contenha uma série de bactérias. No entanto, a sua presença pode indicar 
também uma infecção urinária, sendo essencial que esse parâmetro seja avaliado 
com os demais exames que compõem a urinálise, além de ser confirmado pela 
urocultura (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASINGER; DI LORENZO, 
2009).
Figura 12 - Bactérias em amostra de urina / Fonte: Câmara (2010, on-line).
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Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar um fundo cinza claro, com 
diversos pontos, filamentos, esferas mais escuras, em evidência mais ao centro da imagem, pequenos círculos 
em verde, transparente com pequenas linhas escuras em seu interior.
Outros microrganismos como leveduras, como a Cândida (Figura 13), e para-
sitas, como Trichomonas vaginalis, também podem estar presentes. Nesses ca-
sos, ao encontrá-los, de modo geral, são responsáveis por processos infecciosos 
(GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Figura 13 - Candida albicans / Fonte: Câmara (2013, on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar fundo cinza escuro com 
linhas não tão finas com ramificações, com interno transparente e transluzente e bordas escuras, algumas estru-
turas ovaladas são verificadas em alguns pontos da extensão das linhas.
O T. vaginalis (Figura 14) é identificado pela movimentação rápida na lâmina, 
mas, por ser muito similar ao leucócito, quando está imóvel, a sua identificação 
é muito difícil. Esse achado é resultado de contaminação de secreções vaginais 
ou dos ureteres. Caso outros parasitas sejam observados, é muito provável que 
tenha havido contaminação com amostra de fezes (GREENBERG, 2014; KASVI, 
2019; STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
Figura 14 - Trichomonas vaginalis / Fonte: Kasvi (2019, on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar fundo cinza claro, com 
várias estruturas arredondadas e uma seta no centro, voltada para cima, enfatizando uma estrutura oval, média 
translúcida, com um círculo na parte inferior.
MUCO
Os filamentos de muco (Figura 15) são resultado de processos de descamação 
da bexiga e da uretra, sendo essenciais para a defesa do trato urinário. Dessa 
forma, esse achado não é indício de doença (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; 
STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Figura 15 - Muco em amostra de urina / Fonte: Câmara (2010, on-line).
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Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar um fundo cinza claro, com 
pontos escuros, várias estruturas em linhas finas, mais claras e outras mais escuras.
ESPERMATOZOIDE
Os espermatozoides (Figura 16) podem ser encontrados em amostras de urina de 
pacientes que tiverem relações sexuais pouco antes da coleta da amostra, sendo 
considerado um achado normal (GREENBERG, 2014; KASVI, 2019; STRASIN-
GER; DI LORENZO, 2009).
Figura 16 - Espermatozoides em amostra de urina / Fonte: Dines (2008, on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar um fundo amarelado, 
com algumas estruturas pouco nítidas,circulares, pontos, linhas, em destaque ao centro para uma estrutura em 
formato de “risco”, transparente com a ponta mais ovalada e com bordas mais escuras.
Leitura Complementar: “A importância da análise sedimen-
toscópica diante dos achados físico-químicos normais no 
exame de urina”. 
EU INDICO
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TEMA DE APRENDIZAGEM 2
NOVOS DESAFIOS
A partir do conhecimento abordado neste tema, foi possível compreender um 
pouco mais sobre como ocorre a prática laboratorial da análise de urina, como a 
urina deve ser manuseada para se obter uma excelente amostra, quais os cuidados 
necessários para não ocorrer contaminação, qual o passo a passo de cada setor e 
como analisar e compreender os achados no microscópio.
É importante lembrar que se deve, sempre, fazer a correlação dos achados com 
o quadro clínico do paciente, assim como com os demais exames solicitados pelo 
médico, pois assim terá um diagnóstico preciso e correto.
Atrás de uma amostra de urina, existe um profissional, aguardando os re-
sultados para diagnóstico, seja ele para indicar normalidade ou até uma doença, 
assim como para direcionar a sua conduta clínica e medicamentosa. Por isso, é 
importante olhar com todo o cuidado, atenção e estar em constante atualização, 
para entregar ao seu cliente o resultado mais fidedigno.
Acesse seu ambiente virtual de aprendizagem 
e confira a aula referente a esse tema.
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VAMOS PRATICAR
1. O cristal de oxalato de cálcio é encontrado em urinas neutras ou ácidas e, apesar de 
ser normal em baixas concentrações, seu aumento está relacionado com cálculo re-
nal, devido à baixa ingestão de água e à rica ingestão de cálcio. Além disso, é comum 
encontrarmos esses cristais em condições como diabetes melito e doenças hepáticas 
ou renais graves (GREENBERG, 2014; STRASINGER; DI LORENZO, 2009). 
Com base nisso, analise o caso hipotético a seguir:
Paciente, sexo feminino, 30 anos de idade, chegou ao pronto atendimento com quadro 
de tontura, cansaço, náusea e dor abdominal. Durante avaliação, o médico sente um forte 
odor cetônico, relacionando o quadro com cetoacidose diabética.
Disserte sobre quais parâmetros estariam alterados no exame de urina da paciente e 
justifique.
2. Analise o caso hipotético a seguir:
Paciente, sexo feminino, chega ao pronto atendimento reclamando de dores ao urinar e 
febre de 38 °C. Os resultados do exame de urina estão relacionados na tabela a seguir:
8
7
VAMOS PRATICAR
Fonte: o autor.
Disserte sobre o provável diagnóstico da paciente, com base no resultado do seu exame.
3. O cristal de oxalato de cálcio é encontrado em urinas neutras ou ácidas e, apesar de 
ser normal em baixas concentrações, seu aumento está relacionado com cálculo re-
nal, devido à baixa ingestão de água e à rica ingestão de cálcio. Além disso, é comum 
encontrarmos esses cristais em condições como diabetes melito, doenças hepáticas 
ou renais graves.
Com base no exposto, analise o caso hipotético a seguir:
Paciente, sexo masculino, 56 anos de idade, apresentou as seguintes alterações no exa-
me de urina: coloração alaranjada, +++ bilirrubina; cristal de cistina, cristal de leucina e 
cristal de tirosina.
Sobre os resultados, assinale a alternativa correta:
8
8
VAMOS PRATICAR
a) O paciente apresenta um clássico quadro de diabetes melito, devido aos cristais en-
contrados.
b) As informações coletadas são condizentes com um quadro de doença hepática.
c) Os achados podem ser relacionados com um quadro normal, devido ao excesso de 
atividade física.
d) Os cristais encontrados são relacionados ao pH alcalino da urina, não indicando qua-
dros patológicos específicos.
e) As informações coletadas são condizentes com um quadro de doença reumática.
4. O fosfato triplo normalmente é encontrado em urinas alcalinas. Outros microrganismos 
como leveduras, como a Cândida, e parasitas, como Trichomonas vaginalis, também 
podem estar presentes. Nesses casos, ao encontrá-los, de modo geral, são responsá-
veis por processos infecciosos.
Paciente, sexo feminino, apresenta normalidade no exame físico e químico da urina. No 
entanto, em análise sedimentoscópica, são encontrados raros cristais de fosfato triplo, 
oxalato de cálcio, urato amorfo e Trichomonas vaginalis. Com base na análise sedimen-
toscópica da urina, analise as afirmativas a seguir:
I. A presença de T. vaginalis indica que os resultados químicos da urina estão incorretos.
II. A presença de cristais de fosfato triplo, oxalato de cálcio e urato amorfo indica quadro 
de infecção por bactérias, responsáveis por acidificar o pH urinário. Isso é comprovado 
com o achado de T. vaginalis.
III. Os cristais encontrados não indicam quadro clínico significativo, uma vez que a análise 
física e química está normal. No entanto, a paciente está com tricomoníase, devido à 
presença do T. vaginalis.
É correto o que se afirma em:
a) II e III, apenas.
b) I, apenas.
c) I e II, apenas.
d) III, apenas.
e) I e III, apenas.
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VAMOS PRATICAR
5. O cristal de ácido úrico é encontrado em pH urinário ácido e está diretamente rela-
cionado com uma dieta rica em proteínas, pois é importante lembrarmos que o ácido 
úrico é um produto da degradação de proteínas. 
O cilindro hialino é muito comum, sendo formado somente pela proteína Tamm-Horsfall. 
Por ser o mais comum, é possível encontrar até dois cilindros hialinos por campo na urina 
analisada, que pode ser resultado de um exercício físico intenso, estresse ou, ainda, calor 
excessivo. 
Com base na análise microscópica do sedimento urinário de um paciente que frequen-
temente realiza atividades físicas e possui um consumo de proteínas, classifique V para 
as afirmativas verdadeiras e F para as falsas:
( ) O paciente possuirá uma urina ácida, podendo apresentar cristais como uratos 
amorfos e oxalato de cálcio.
( ) É comum aparecerem grandes quantidades de cilindros hialinos em pacientes que 
realizam atividades físicas com frequência.
( ) O paciente apresentará pH urinário alcalino e, provavelmente, traços de proteínas, 
hemoglobina e leucócitos em tira reativa.
a) V - F - F.
b) V - F - V.
c) F - V - F.
d) F - V - V.
e) F - F - V.
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1
1. Nos pacientes com suspeita de cetoacidose diabética, deve-se testar na urina a pre-
sença de cetonas. Os testes com fitas reagentes na urina podem subestimar o grau 
da cetose. O resultado é expresso em cruzes, indicando quantos corpos cetônicos 
estão presentes na amostra, podendo ser negativo ou positivos (+, ++, +++ e ++++). 
Além disso, podem ser encontrados cristais de oxalato de cálcio e até mesmo cilindros 
gordurosos.
2. Diante da correlação das análises dos exames físico, químico e microscópico, é provável 
ser um caso de infecção urinária.
3. A letra A está incorreta, pois em casos de diabetes melito, são encontrados cristais de 
oxalato de cálcio e não os que estão no enunciado. A letra B está incorreta devido a 
não se tratar de um quadro normal, mas de doença hepática. A letra D está incorreta 
por mencionar que não se trata de um quadro patológico.
4. A afirmativa I está incorreta, pois a presença do T. vaginalis não altera o resultado 
químico da urina. A afirmativa II está incorreta, pois estes cristais são encontrados em 
urina alcalina.
5. A primeira afirmativa é falsa, pois neste caso os cristais mais propensos seriam os 
cristais de ácido úrico. A terceira alternativa está incorreta, pois informa ser em urina 
alcalina.
CONFIRA SUAS RESPOSTAS
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1
REFERÊNCIAS
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CÂMARA, B. Atlas com os principais fungos de importância médica. Biomedicina Padrão, 
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17 ago. 2012. Disponível em: https://www.biomedicinapadrao.com.br/2012/08/como-iden-
tificar-hemacias-no-sedimento.html.Acesso em: 13 abr. 2023.
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CÂMARA, B. Principais cristais encontrados na urina. Biomedicina Padrão, [s. l.], 8 jan. 2019. 
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REFERÊNCIAS
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MAYO. Blood in urine (hematuria). Mayo Clinic, Rochester, [2023]. Disponível em: ht-
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PIMENTEL, L. Uroanálise: cristais. Biolâmina, [s. l.], 22 ago. 2015. Disponível em: http://bio-
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RABINOVITCH, A. et al. Urinalysis-approved guideline. 3. ed. Wayne: Clinical and Labora-
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SEDIMENTOSCOPIA: análise microscópica de sedimento de urina. Kasvi, [s. l.], 27 dez. 2019. 
Disponível em: https://kasvi.com.br/sedimentoscopia-analise-urina/. Acesso em: 13 abr. 
2023.
STRASINGER, S. K.; DI LORENZO, M. S. Urinálise e fluidos corporais. 5. ed. São Paulo: Li-
vraria Médica Paulista, 2009.
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3
MINHAS METAS
INTRODUÇÃO AOS FLUIDOS
CORPORAIS
FABIANE HORBACH RUBIN
Aprofundar conhecimentos sobre os fluidos do organismo.
Nomear as principais funções dos fluidos corporais.
Identificar qual a seção laboratorial que irá realizar as análises dos difer-
entes líquidos corporais.
Analisar os aspectos quantitativos e qualitativos dos fluidos corporais.
Discutir a composição celular normal e anormal dos líquidos corporais 
estudados.
T E M A D E A P R E N D I Z A G E M 3
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INICIE SUA JORNADA
Você já imaginou como é fundamental estudarmos os fluidos produzidos no 
corpo humano, quais são suas funções e sua importância para o diagnóstico de 
patologias?
Os fluidos corporais são indispensáveis para o diagnóstico e monitorização 
de diversas doenças infecciosas, inflamatórias e hemorrágicas. Essas análises en-
volvem diferentes departamentos do laboratório e requerem profissionais com 
conhecimentos especializados em diferentes tipos de fluidos.
Há diversos fluidos corporais, os quais desempenham funções importantes 
para a manutenção do nosso corpo, portanto, estar capacitado para desempenhar 
as análises traz segurança para o profissional.
Esteja apto, aproveite a tecnologia e mantenha-se em constante atualização 
profissional. Dessa forma, você conseguirá desempenhar as suas funções de forma 
tranquila, leve e segura.
Neste podcast, abordaremos brevemente os fluidos
corporais. Ouça no seu Ambiente Virtual de Aprendizagem.
PLAY NO CONHECIMENTO
UNICESUMAR
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/14638
TEMA DE APRENDIZAGEM 3
INTRODUÇÃO AOS FLUIDOS CORPORAIS
Tipos de Fluidos Corporais, Composição e Função
Existem diferentes tipos de fluidos corporais além da urina e do sangue, os quais 
variam de acordo com as características físicas, tipos de células e contagem de 
células. Os principais líquidos biológicos são o líquido cerebrospinal, seminal, 
sinovial, suor, líquidos serosos ou cavitários (pleural, peritoneal e pericárdico), 
secreções respiratórias como aquelas derivadas do lavado broncoalveolar, líquido 
amniótico, dentre outros fluidos e secreções.
Diferença entre fluidos e secreções: fluidos são substâncias permanentes 
do nosso corpo e sua produção não depende de estímulos externos, como por 
exemplo, o líquido cerebrospinal, que protege o cérebro e a medula espinhal e 
o líquido sinovial que lubrifica as articulações. Já as secreções são produzidas 
de acordo com as necessidades do nosso corpo, secreções são produzidas 
de acordo com as necessidades do nosso corpo, como por exemplo, a secreção 
gástrica produzida no estômago para facilitar a digestão de proteínas.
Os fluidos biológicos variam quanto à composição, mas possuem alguns ele-
mentos em comum. De acordo com Mundt e Shanahan (2012), as funções da 
água e dos eletrólitos são determinantes essenciais de qualquer composição e 
movimento dos fluidos no corpo humano, desempenhando importantes funções 
no nosso organismo. A água entra no nosso organismo pelo consumo de água e 
alimentos e também por processos metabólicos celulares.
Os líquidos biológicos podem ser divididos em dois grandes compartimentos: 
intracelular e extracelular, sendo em torno de 55% a água situada no interior 
das células (compartimento intracelular), enquanto a água do meio extracelular 
corresponde a cerca de 45%. A composição dos eletrólitos e enzimas dos fluidos 
intracelulares difere daquela dos fluidos extracelulares.
9
6
O líquido extracelular tem grandes quantidades de sódio e cloreto e pequenas 
quantidades de potássio, cálcio, magnésio, fosfato e ácidos orgânicos, enquanto 
o potássio e o fosfato são predominantes no líquido intracelular e contém pe-
quenas quantidades de sódio, cloreto e cálcio (GUYTON; HALL, 2011).
O líquido extracelular, por sua vez, é subdividido em: líquido intersticial, lí-
quidos transcelulares, encontrados em várias cavidades corporais, e plasma. 
O plasma troca continuamente substâncias com o líquido intersticial através dos 
poros das membranas capilares com permeabilidade a quase todos os solutos do 
líquido extracelular, com exceção das proteínas que possuem alta concentração 
no plasma. O líquido transcelular é o que está presente nas cavidades corporais, 
nas vísceras ocas e demais locais. Esse compartimento inclui o líquido dos espaços 
sinoviais, peritoneais, pericárdicos, intraoculares e o líquido cefalorraquidiano 
(GUYTON; HALL, 2011).
Eliminação
Lí
qu
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(1
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00
 L
)
Rins
Pulmões
Fezes
Suor
Pele
Plasma
3,0 L
Membrana do capilar
Líquido intersticial
11,0 L
Membrana da célula
Líquidointracelular
28,0 L
Ingestão
Li
nf
át
ic
os
Figura 1 - Composição dos líquidos corporais / Fonte: Sampaio ([2023], p. 2).
Descrição da Imagem: a figura representa uma imagem do livro Guyton. Imagem em formato retangular, separada 
por cores e posições distintas: na extremidade superior, em tons de lilás, demarcada por um retângulo médio e 
dois cilindros pequenos, um voltado para à esquerda e outro para à direita, está representado o “Plasma”; logo 
abaixo, um retângulo menor, em tom de azul claro, representa a “Membrana do capilar”. Abaixo, um retângulo 
de tamanho intermediário, em tom de rosa envelhecido, representa o “Líquido intersticial”. Abaixo deste, outro 
retângulo, porém pequeno, em tom de marrom, representa a “ Membrana da célula” e por último, na parte inferior 
da imagem, um quadrado em tom de amarelo claro, representa o “Líquido intracelular”.
UNICESUMAR
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TEMA DE APRENDIZAGEM 3
A composição dos fluidos pode ser alterada dependendo das condições locais de 
diversas membranas e tecidos adjacentes. A realização de exames bioquímicos 
em conjunto com exames citológicos auxilia no diagnóstico e monitoramento 
das condições do paciente (MUNDT; SHANAHAN, 2012).
Como já vimos, existem diversos fluidos corporais, os quais desempenham 
funções importantes para a manutenção do nosso corpo. Portanto, sua função 
principal é lubrificar e nutrir os espaços intra e extracelulares de todo o corpo. As 
membranas que envolvem o sistema nervoso central, por exemplo, são lubrifica-
das pelo líquor, substância composta basicamente por água que fornece proteção 
mecânica a esse sistema. Os fluidos das articulações também possuem água e 
protegem os ossos do atrito. Além disso, o líquido amniótico protege o feto de 
impactos durante o seu desenvolvimento. A deficiência ou excesso desses fluidos 
podem provocar várias patologias, como por exemplo, edema e efusões serosas.
VOLUME DOS FLUIDOS CORPORAIS, ASPECTOS E COLETA
O volume do fluido corporal varia significativamente de acordo com a cavidade 
corporal. Além disso, em condições patológicas, o volume do fluido presente 
pode alterar de forma drástica, como por exemplo, nas cavidades serosas que, 
em condições normais, encontra-se presente uma quantidade pequena do fluido 
e, em casos patológicos, pode aumentar de alguns mililitros até mesmo a litros.
De acordo com Mundt e Shanahan (2012), há forças que promovem a troca 
e o equilíbrio dos fluidos: a pressão coloidosmótica do tecido, junto à pressão 
hidrostática do capilar, regula o fluxo de saída do líquido a partir do capilar, 
enquanto a pressão coloidosmótica do capilar e a pressão hidrostática do tecido 
regulam o fluxo de entrada do líquido capilar a partir do tecido.
Pressão coloidosmótica: é a pressão que o líquido intersticial faz na mem-
brana dos vasos.
Pressão hidrostática: é a pressão que os capilares fazem em direção ao 
meio exterior do vaso (pressão de filtração).
APROFUNDANDO
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O equilíbrio entre essas duas pressões estabelece o fluxo de saída e entrada de 
fluidos nos capilares e nos tecidos. Qualquer desequilíbrio nessas forças, haverá 
uma saída excessiva de líquido para o espaço tecidual, levando a um acúmulo 
desse líquido.
A coleta e a análise dos líquidos só ocorrem quando existe um derrame presente. 
Em situações normais, não são realizadas a coleta nem a análise de qualquer 
líquido corporal.
A quantidade de líquidos pode variar de acordo com o órgão e o local. Em con-
dições normais, circulam: na cavidade pleural numa pequena quantidade, cerca 
de 1 a 20ml, na cavidade do pericárdio se encontra em torno de 15 a 50ml e 
na cavidade peritoneal contém aproximadamente 50ml de fluido (BARCELOS; 
AQUINO, 2018). Esses fluidos têm como função primordial a lubrificação das 
membranas que os envolvem. Diversas doenças provocam o acúmulo desses 
fluidos nas cavidades serosas denominado de efusões, também conhecido como 
derrame.
Com base na causa do acúmulo de líquido são classificadas em dois grupos: 
transudato e exsudato.
• O transudato ocorre quando fatores mecânicos ou sistêmicos 
alteram o equilíbrio na regulação da filtração e absorção do 
líquido, como por exemplo, as mudanças na pressão hidrostática 
criada por insuficiência cardíaca congestiva e cirrose.
• Os exsudatos são produzidos por condições que comprome-
tem diretamente as membranas da cavidade especial, como 
por exemplo, lesão ou inflamação da pleura causada por diferentes 
etiologias (ROCHA, 2014).
UNICESUMAR
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TEMA DE APRENDIZAGEM 3
A peritonite é uma inflamação decorrente de infecção que acomete o 
peritônio, membrana que reveste a parede interna do abdômen e recobre 
a maioria dos órgãos abdominais. Essa infecção pode ser decorrente de 
microrganismos (bactérias e fungos). Já a pericardite é um processo 
inflamatório que afeta a membrana que recobre e protege o coração. A 
doença pode ser aguda ou crônica. A forma aguda ocorre subitamente e se 
estende por volta de uma a três semanas, enquanto a forma crônica pode 
durar mais de três meses.
APROFUNDANDO
A diferenciação dos fluidos pleural e pericárdico em transudato e exsudato, ge-
ralmente é feita pelo uso dos critérios propostos por Light et al. (1972), que 
compara alguns parâmetros bioquímicos do fluido com os encontrados no soro 
do paciente, representados na Tabela 1.
Com uma sensibilidade de 98%, esses critérios se utilizam de dois parâmetros 
principais: nível proteico e nível da desidrogenase lática (LDH). A presença de 
qualquer um dos critérios de exsudato confirma sua caracterização, enquanto 
para confirmar a presença de um transudato é necessária a presença de três cri-
térios.
PARÂMETROS TRANSUDATO EXSUDATO
Proteína < 3g/100mL ≥ 3g/100mL
Relação entre proteína do líquido pleural/
pericárdico e sérica
≤ 0,5 > 0,5
Relação entre LDH do líquido pleural/peri-
cárdico e sérica
≤ 0,6 > 0,6
LDH no líquido pleural/pericárdico > 2/3 
do limite superior no soro ou >220 U/L
Não Sim
Tabela 1 - Critérios de Light / Fonte: a autora.
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Para a diferenciação entre transudato e exsudato no líquido peritoneal, é reco-
mendado o gradiente de albumina soro/ascite (GASA) do que as relações de pro-
teínas e de desidrogenase lática (LDH), pois as doenças malignas classicamente 
provocam uma ascite exsudativa. A dosagem de proteínas no líquido peritoneal 
não é importante, há muitos equívocos na prática clínica, como por exemplo, 
nas ascites transudativa de pacientes com cirrose, 30% apresentam valores de 
proteínas superiores a 2,5 g/dL e dos pacientes com insuficiência cardíaca con-
gestiva, 50% apresentam proteínas acima de 3,0 g/dL. Sendo assim, o gradiente 
soro/albumina é mais preciso na diferenciação da ascite. O nível de albumina 
no líquido é subtraído do nível de albumina no soro, se a diferença for gradiente 
inferior a 1,1g/dL, é um exsudato e quando superior a 1,1 g/dL, é um transudato 
(STRASINGER; DI LORENZO, 2008).
As características físicas dos fluidos corporais, como cor e o aspecto, depen-
dem da cavidade corporal em que eles foram coletados. Normalmente, os líquidos 
cerebrospinal e sinovial são incolores e límpidos, enquanto os líquidos serosos são 
amarelados e límpidos (BARCELOS; AQUINO, 2018). Em condições patológicas, 
a cor e o aspecto dos fluidos podem ser alterados.
Geralmente, os termos mais utilizados para descrever o aspecto são 
“límpido”, 'turvo ","purulento " (indica presença de uma grande quantidade 
de leucócitos) e “leitoso” (presença de gordura). Para descrever a cor, são 
utilizados os termos: “incolor”, ‘hemorrágico” ou ‘vermelho” (indica presença de 
hemácias), “xantocrômico” (indica degradação de hemoglobina), entre outros 
(BARCELOS; AQUINO, 2018). 
ZOOM NO CONHECIMENTO
 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 3
Amostra vermelha é indicativa de hemorragia ou punção traumática. A punção 
traumática nada mais é do que quando a agulha atinge um vaso sanguíneo no 
momento da coleta. Nesse caso, deve ser realizado o diagnóstico diferencial entre 
acidente de punçãoe a hemorragia. Rotineiramente, é realizada a prova de três 
tubos, que consiste em separar o líquido em três tubos, deixar em repouso por 
alguns minutos e, em seguida, fazer a comparação dos três tubos. Num acidente 
de punção, usualmente, ele clareia entre o primeiro e o terceiro tubo coletado e 
permanece uniforme na hemorragia (STRASINGE; DI LORENZO, 2008).
As amostras, em geral, são colhidas em um frasco (urina, sêmen) ou inserindo 
uma agulha fina em uma cavidade do corpo e aspirando ao líquido com uma 
seringa (líquido cerebrospinal, líquido pericárdico, pleural, ascítico, amniótico 
etc). Depois da coleta, são distribuídas em tubos específicos e encaminhadas ao 
laboratório, onde são feitos diversos exames, incluindo bioquímicos, como dosa-
gem de proteínas e glicose, contagem global de hemácias e leucócitos, contagem 
diferencial de leucócitos, coloração de Gram, cultura e testes imunológicos.
A Tabela 2 descreve os principais fluidos examinados e o tipo de procedi-
mento realizado para a obtenção da amostra a ser analisada.
FLUIDO CORPORAL PROCEDIMENTO
Fluido pleural Toracentese
Fluido peritoneal (ascítico) Paracentese
Fluido pericárdico Pericardiocentese
Fluido cerebrospinal
Punção lombar, suboccipital, cervical 
lateral
Fluido amniótico Amniocentese
Fluido sinovial Artrocentese
Tabela 2 - Fluidos analisados e procedimento de coleta / Fonte: adaptado de Mundt e Shanahan (2012, 
p. 223).
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As análises citológicas dos fluidos corporais têm o objetivo de realizar a avalia-
ção das células de diversos tipos de fluido, sendo capazes de identificar a presença 
de doenças infecciosas, inflamatórias, sangramentos, ou de células neoplásicas 
por meio da observação da amostra no microscópio. O exame citológico com-
preende a contagem global de células e contagem diferencial de leucócitos.
Ultimamente tem ocorrido um maior interesse no desenvolvimento da aná-
lise automatizada de fluidos corporais, principalmente devido às limitações da 
contagem manual de células ocasionadas pela falta de experiência profissional 
ou por falta de padronização do processo da análise, mas a maioria das contagens 
de células ainda é realizada de forma manual pelos laboratórios, utilizando-se o 
hemocitômetro (MUNDT; SHANAHAN, 2012). 
Cabe ressaltar que a diferenciação celular deve ser sempre realizada 
em microscopia óptica manual. 
Existem diferentes tipos de hemocitômetro, também conhecido como câmara 
de contagem, sendo o mais conhecido o hemocitômetro de Neubauer e Fuchs 
Rosenthal. Sendo o primeiro o mais utilizado pelos laboratórios.
Câmara de Neubauer: a grade de contagem tem 3 mm por 3 mm de tama-
nho e contém nove subdivisões quadradas de 1 mm de largura. O quadrado 
central é dividido em 25 quadrados, com 0,2 mm de largura. Cada um dos 25 
quadrados centrais é subdividido em 16 pequenos quadrados (Figura 2).
Câmara de Fuchs Rosenthal: a câmara tem uma profundidade de 0,2 mm e 
uma grande área de 16 mm², um volume total de 3,2 mm² e é dividida em 16 
grandes quadrados. Cada um dos 16 quadrados é subdividido em quadrados 
menores (COMAR et al, 2009; BARCELOS; AQUINO, 2018). A linha central é o 
limite e determina quando uma célula deve ser incluída na contagem ou não.
APROFUNDANDO
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TEMA DE APRENDIZAGEM 3
Figura 2 - Hemocitômetro de Neubauer / Fonte: Programa Nacional de Controle de Qualidade (2018, p. 31).
Descrição da Imagem: na figura, podem ser observadas três fotografias. Na primeira fotografia à esquerda, mar-
cada com números de “1” a “9”, tomada durante o dia, com fundo branco, pode ser observado um quadrado maior 
em preto com a presença de linhas médias verticais e horizontais, nas quais estão representados os números 
“1”, “3”, “7” e “9”; ao centro, sobre essas linhas médias, estão linhas mais finas e próximas, cruzando-se entre si, 
formando um aspecto de cruz. Nelas, estão representados os números “2”, ”4”, ”5”, ”6” e “8”. A segunda imagem 
encontra-se ao centro. Nela, observa-se um quadrado maior com bordas mais espessas em preto; dentro dele, 25 
quadrados pequenos e em cada um destes quadrados, mais 16 quadrados pequenos. E na terceira figura, está 
representada uma imagem tomada em microscópico óptico, quadrada de fundo cinza claro com linhas brancas e 
finas, formando 16 quadrados menores, com três linhas brancas finas em cada lado do quadrado.
Como dito anteriormente, existem vários tipos de câmara de contagem. O que 
as diferenciam são algumas características, como resolução, profundidade, com-
posição, que pode ser de vidro ou descartável, o tamanho e desenho da malha.
Antes de fazer a contagem, deve ser realizada a preparação do líquido, de-
vendo ser uma suspensão homogênea, não centrifugada e com concentração 
apropriada. Caso esteja muito baixa, pode haver um erro de contagem ao analisar 
o resultado por quadrante. Já se estiver muito alta, as células correm o risco de 
sobreposição, dificultando a contagem. A amostra deve ser diluída em solução 
salina (NaCI 0,9%) caso apresente elevada celularidade, pois isso permite que as 
células tenham um espaço adequado para se espalharem, formando uma única 
camada na superfície da câmara com sobreposição mínima.
Na câmara de Neubauer, geralmente, são contadas todas as células presen-
tes nos nove milímetros quadrados. Porém, quando a concentração de células 
é elevada, os laboratórios podem realizar alguns ajustes no procedimento de 
contagem. Segundo Mundt e Shanahan (2012), quando muitas hemácias estão 
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presentes na amostra, apenas a contagem do quadrante central pode ser neces-
sária, oferecendo um resultado preciso, assim como a contagem de todos os nove 
quadrantes. Caso a presença de células nucleadas seja elevada, as contagens dessas 
células nos quatro quadrados do canto geralmente são suficientes.
O cálculo de contagem em hemocitômetro de Neubauer consiste em:
Portanto, N representa o número de células contadas e D corresponde ao fator 
de diluição. É necessário multiplicar por 10 para compensar a profundidade da 
câmara de 1 mm e dividir por A (área contada em milímetros quadrados), re-
sultando no número de células por milímetro cúbico (MUNDT; SHANAHAN, 2012).
A contagem diferencial de células de líquidos biológicos é realizada quando a 
contagem global de leucócitos apresenta-se elevada. Pode ser realizada com o 
líquido puro ou o sedimento obtido após centrifugação em baixa rotação. A lâ-
mina pode ser confeccionada com várias técnicas, como esfregaço, gota espessa, 
citocentrifugação e câmara de Suta (STRASINGER; DI LORENZO, 2008). A 
citocentrifugação é a técnica mais recomendada para a contagem de células em 
líquidos biológicos, pois requer pouca habilidade profissional e permite uma boa 
recuperação de células.
Após a preparação da lâmina, ela é corada com corantes hematológicos como 
Leishmann e Giemsa e observada em microscopia para detecção dos tipos leu-
cócitos predominantes, como neutrófilos, eosinófilos, linfócitos, macrófagos, ba-
sófilos, além de células teciduais. Esses tipos de células se elevam de acordo com 
a patologia presente.
Para a diferenciação de hemácias, leucócitos e células teciduais em câmara 
de contagem, o profissional deve conhecer as características de cada uma dessas 
células. As hemácias são células circulares, com halos e o centro da célula é limpo. 
Em caso de hemácias crenadas, pode se apresentar com projeções finas e pontu-
das. Já os leucócitos apresentam um aspecto granular. As células teciduais, por sua 
vez, possuem contorno irregular, são grandes e granulares (COMAR et al, 2009).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 3
NOVOS DESAFIOS 
Com este conhecimento abordado, foi possível compreender que existem vários 
tipos de fluidos biológicos, os principais: o líquido cerebrospinal, sêmen, sino-
vial, suor, líquidos serosos ou cavitários (pleural, peritoneal e pericárdico), urina, 
secreções respiratórias, como o lavado broncoalveolar e líquido amniótico. E 
esses líquidos variam quanto à composição, mas possuemalguns elementos em 
comum, mostrando-nos a importância de saber diferenciá-los.
Os fluidos corporais são classificados em intracelular e extracelular, e isso 
é de extrema importância para profissional, pois saber sua origem permite que 
muitos resultados façam ou não sentido.
É preciso ficar atento, pois os volumes dos fluidos variam bastante, assim 
como seus aspectos, cores, densidades etc.
Este tema abordado, aqui, será de extrema importância na prática laboratorial, 
principalmente hospitalar.
Acesse seu ambiente virtual de aprendizagem 
e confira a aula referente a esse tema.
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VAMOS PRATICAR
1. O líquido extracelular tem grandes quantidades de sódio e cloreto e pequenas quanti-
dades de potássio, cálcio, magnésio, fosfato e ácidos orgânicos; enquanto o potássio 
e o fosfato são predominantes no líquido intracelular e contêm pequenas quantidades 
de sódio, cloreto e cálcio.
Os principais líquidos biológicos são o líquido cerebrospinal, seminal, sinovial, suor, líqui-
dos serosos ou cavitários (pleural, peritoneal e pericárdico), secreções respiratórias como 
aquelas derivadas do lavado broncoalveolar, líquido amniótico, dentre outros fluidos e 
secreções.
Portanto, sua função principal é lubrificar e nutrir os espaços intra e extracelulares de 
todo o corpo.
Os fluidos corporais podem ser divididos em dois grandes compartimentos: intracelular 
e extracelular. A composição dos eletrólitos e enzimas dos fluidos intracelulares difere 
daquela dos fluidos extracelulares. Com base nessas informações, disserte sobre a com-
posição dos fluidos intracelulares e extracelulares e suas funções.
2. As análises citológicas dos fluidos corporais têm objetivo de realizar a avaliação das 
células de diversos tipos de fluido, sendo capaz de identificar a presença de doenças 
infecciosas, sangramentos, inflamatória, ou de células neoplásicas por meio da obser-
vação da amostra no microscópio. O exame citológico compreende a contagem global 
de células e contagem diferencial de leucócitos.
A maioria das contagens de células ainda é realizada de forma manual pelos laborató-
rios, utilizando-se o hemocitômetro (MUNDT; SHANAHAN, 2012). Cabe ressaltar que a 
diferenciação celular deve ser sempre realizada em microscopia óptica manual. Existem 
diferentes tipos de hemocitômetro, também conhecido como câmara de contagem, sen-
do o mais conhecido o hemocitômetro de Neubauer e Fuchs Rosenthal. Sendo o primeiro 
o mais utilizado pelos laboratórios.
Na câmara de Neubauer geralmente são contadas todas as células presentes nos nove 
milímetros quadrados. Contudo, quando a concentração de células é elevada, os labora-
tórios podem realizar alguns ajustes no procedimento de contagem. Segundo Mundt e 
Shanahan (2012), quando muitas hemácias estão presentes na amostra, apenas a con-
tagem do quadrante central pode ser necessária, oferecendo um resultado preciso assim 
como a contagem de todos os nove quadrantes. Caso a presença de células nucleadas 
seja elevada, as contagens dessas células nos quatro quadrados do canto geralmente 
são suficientes.
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VAMOS PRATICAR
A contagem diferencial de células de líquidos biológicos é realizada quando a contagem 
global de leucócitos se apresenta elevada. Pode ser realizada com o líquido puro ou o 
sedimento obtido após centrifugação em baixa rotação. A lâmina pode ser confeccionada 
com várias técnicas, como esfregaço, gota espessa, citocentrifugação e câmara de Suta 
(STRASINGER; DI LORENZO, 2008). A citocentrifugação é a técnica mais recomendada 
para a contagem de células em líquidos biológicos, pois requer pouca habilidade profis-
sional e permite uma boa recuperação de células. 
Após a preparação da lâmina, ela é corada com corantes hematológicos, como Leishmann 
e Giemsa, e observada em microscopia para detecção dos tipos leucócitos predomi-
nantes, como neutrófilos, eosinófilos, linfocitos, macrófagos, basófilos, além de células 
teciduais. Esses tipos de células se elevam de acordo com a patologia presente.
Atualmente tem se aprimorado cada vez mais a análise automatizada de fluidos corpo-
rais, principalmente devido às limitações da contagem manual de células, ocasionadas 
principalmente pela falta de experiência profissional ou por falta de padronização do 
processo da análise em si, mas a maioria das contagens de células ainda são realizadas 
de forma manual pelos laboratórios. Com base nessas informações, explique sobre a 
importância do exame citológico em fluidos corporais e as técnicas manuais empregadas 
nesta análise.
3. O transudato ocorre quando fatores mecânicos ou sistêmicos alteram o equilíbrio 
na regulação da filtração e absorção do líquido, como, por exemplo, as mudanças na 
pressão hidrostática criada por insuficiência cardíaca congestiva e cirrose.
Os exsudatos são produzidos por condições que comprometem diretamente as mem-
branas da cavidade especial, como, por exemplo, lesão ou inflamação da pleura causada 
por diferentes etiologias (ROCHA, 2014).
A diferenciação dos fluidos pleural e pericárdico em transudato e exsudato geralmente 
é feita pelo uso dos critérios propostos por Light et al. (1972), que compara alguns parâ-
metros bioquímicos do fluido com os encontrados no soro do paciente. Com uma sensi-
bilidade de 98%, estes critérios se utilizam de dois parâmetros principais: nível proteico e 
nível da desidrogenase lática (LDH). A presença de qualquer um dos critérios de exsudato 
confirma sua caracterização, enquanto para confirmar a presença de um transudato é 
necessária a presença de três critérios.
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VAMOS PRATICAR
Parâmetros Transudato Exsudato
Proteína < 3g/100mL ≥ 3g/100mL
Relação entre proteína 
do líquido pleural/peri-
cárdico e sérica.
≤ 0,5 > 0,5
Relação entre LDH do 
líquido pleural/pericár-
dico e sérica.
≤ 0,6 > 0,6
LDH no líquido pleural/
pericárdico > 2/3 do 
limite superior no soro 
ou >220 U/L
Não Sim
Tabela 1 - Critérios de Light
Fonte: a autora.
Muitas doenças provocam o acúmulo de fluidos nas cavidades serosas, denominados de 
efusões. Com base na causa do acúmulo, as efusões são classificadas em transudato e 
exsudato. Entretanto, é possível distinguir o líquido nas categorias de transudato ou de 
exsudato. Com base nisso, assinale a alternativa correta:
a) Um transudato ocorre quando fatores mecânicos ou sistêmicos influenciam na for-
mação e reabsorção dos fluidos.
b) Um transudato apresenta proteínas superiores a 3,0 g/dL e LDH maior que 200 UI.
c) Exsudatos são resultantes de um processo sistêmico, e os transudatos provêm direto 
dos revestimentos mesoteliais.
d) Um exsudato apresenta proteínas inferiores a 3,0 g/dL e LDH maior que 200 UI.
e) Um exsudato ocorre quando fatores mecânicos ou sistêmicos influenciam na forma-
ção e reabsorção dos fluidos.
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VAMOS PRATICAR
4. Com uma sensibilidade de 98%, estes critérios se utilizam de dois parâmetros princi-
pais: nível proteico e nível da desidrogenase lática (LDH).
A classificação dos fluidos biológicos serosos entre transudato ou exsudato deve ser um 
dos primeiros passos para o diagnóstico laboratorial correto.
A combinação de testes que permite obter resultados mais sensíveis e acurados com 
relação à diferenciação do líquido pleural entre essas duas classificações é:
a) Determinação de leucócitos e proporção de proteínas do líquido pleural/soro.
b) Determinação dos níveis de glicose e proporção de LDH do líquido pleural/soro.
c) Proporção de proteínas e Lactato desidrogenase do líquido pleural/soro.
d) Contagem de hemácias e proporção de Lactato desidrogenase (LDH) do líquido 
pleural/soro.
e) Proporção de proteínas, apenas.
5. 
Fluido Corporal Procedimento
Fluido pleural Toracentese
Fluido peritoneal (ascítico) Paracentese
Fluido pericárdico Pericardiocentese
Fluido cerebrospinal Punção lombar, suboccipital e cervical 
lateral
Fluido amniótico Amniocentese
Fluido sinovial Artrocentese
Tabela 1 - Fluidos analisados e procedimento de coleta
Fonte: adaptada de: Mundt e Shanahan (2012,p. 223).
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VAMOS PRATICAR
I. O procedimento chamado de toracocentese é seguro, rápido e indicado para pacientes 
com derrame pleural.
II. A obtenção do fluido cerebrospinal ocorre exclusivamente por punção lombar.
III. A paracentese é realizada para obtenção do líquido ascítico.
IV. A obtenção dos fluidos corporais ocorre por punção aspirativa com agulha fina no 
interior das cavidades corporais.
É correto o que se afirma em:
a) I, apenas.
b) III, apenas.
c) I e II, apenas.
d) II e III, apenas.
e) I, III e IV, apenas.
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1. O líquido extracelular tem grandes quantidades de sódio e cloreto e pequenas quanti-
dades de potássio, cálcio, magnésio, fosfato e ácidos orgânicos, enquanto o potássio e 
o fosfato são predominantes no líquido intracelular e contém pequenas quantidades de 
sódio, cloreto e cálcio. Os principais fluidos corporais são cerebrospinal, sinovial, sêmen, 
suor, líquido amniótico e líquidos serosos. Sua função principal é lubrificar, proteger e 
nutrir os espaços intra e extracelulares de todo o corpo.
2. O exame citológico dos fluidos corporais é fundamental para identificar a presença de 
doenças infecciosas, sangramentos, inflamatória, ou de células neoplásicas por meio da 
observação da amostra no microscópio. O exame citológico compreende a contagem glo-
bal de células leucócitos e hemácias e a contagem diferencial de leucócitos. A contagem 
global de células é realizada em câmara de contagem de Neubauer ou Fuchs Rosenthal. 
A Contagem diferencial de células é realizada quando a contagem global de leucócitos 
apresenta se elevada. Pode ser realizada com o líquido puro ou o sedimento obtido após 
centrifugação em baixa rotação. A lâmina pode ser preparada por várias técnicas, como 
esfregaço, gota espessa, citocentrifugação e câmara de Suta entre outras técnicas, 
sendo a citocentrifugação a mais recomendada para a contagem de células em fluidos 
biológicos, após a preparação da amostra, ela é corada por corante do tipo Leishmann, 
e Giemsa observada em microscopia para detecção dos tipos celulares predominantes.
3. A alternativa B está incorreta, pois transudato apresenta proteínas inferiores a 3,0g/dL. 
Na letra C, os conceitos estão invertidos, por isso está incorreta. A letra D está incorreta, 
pois o exsudato apresenta proteínas superiores a 3,0g/dL.
4. As letras A, B e D estão incorretas, pois as duas classificações corretas são nível proteico 
e nível da desidrogenase lática (LDH).
5. A afirmativa II está incorreta, pois a obtenção do fluido cerebroespinhal pode ser por 
punção lombar, suboccipital e cervical lateral.
CONFIRA SUAS RESPOSTAS
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REFERÊNCIAS
BARCELOS, L. F; AQUINO J. L. Tratado de Análises Clínicas. Rio de Janeiro: Atheneu, 2018. 
(Livro eletrônico).
COMAR, S. R. et al. Análise citológica do líquido cefalorraquidiano. Estudos de Biologia, 
Curitiba, v. 31, n. 73-75, p. 93-102, jan./dez. 2009. Disponível em: https://www.researchgate.
net/profile/Samuel-Comar/publication/236585102_Analise_citologica_do_liquido_cefa-
lorraquidiano/links/00b7d51812442d5645000000/Analise-citologica-do-liquido-cefalorra-
quidiano.pdf. Acesso em: 13 abr. 2023.
GUYTON, A. C.; HALL, J. E. Tratado de Fisiologia Médica. 12. ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 
2011.
MUNDT, L. A.; SHANAHAN, K. Exame de urina e de fluidos corporais de Graff. 2. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2012.
PROGRAMA NACIONAL DE CONTROLE DE QUALIDADE. Manual de laboratório da OMS 
para o exame e processamento do sêmen humano. 5. ed. Rio de Janeiro: Programa Na-
cional de Controle de Qualidade, 2018. Disponível em: https://pncq.org.br/uploads/pdfs/
manual_laboratorio_oms_A5_web.pdf. Acesso em: 13 abr. 2023.
ROCHA, A. Biodiagnósticos: fundamentos e técnicas laboratoriais. São Paulo: Riddel, 
2014. (Livro eletrônico).
SAMPAIO, M. Extensivo residência multiprofissional: enfermeiro. [S. l.]: Cursos na Saúde, 
[2023]. Disponível em: https://docplayer.com.br/220202881-Extensivo-ressidencia-multi-
profissional-enfermeiro-disturbios-hidroeletroliticos-equilibrio-liquido-corporal.html. Aces-
so em: 13 abr. 2023.
STRASINGER, S. K.; DI LORENZO, M. S. Urinálise e fluidos corporais. 5. ed. São Paulo: Li-
vraria Médica Paulista, 2009.
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MEU ESPAÇO
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UNIDADE 3
MINHAS METAS
LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO
E FLUIDO SINOVIAL
FABIANE HORBACH RUBIN
Nomear as estruturas envolvidas na produção dos líquidos cefalorraquidiano 
e sinovial.
Nomear as suas principais funções.
Analisar os aspectos quantitativos e qualitativos dos líquidos cefalorraquidiano 
e sinovial.
T E M A D E A P R E N D I Z A G E M 4
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INICIE SUA JORNADA
Imagine uma amostra de um líquido em sua bancada, dizendo ser uma “biópsia 
do líquido cerebral”, com paciente suspeita de meningite. Quais são os primeiros 
passos que você, profissional responsável pelo setor, deve fazer?
Antes de qualquer ação, você deve se lembrar dos equipamentos de proteção 
individual, ver o prontuário médico, para entender melhor a solicitação, e ter 
conhecimento para saber qual a melhor conduta a seguir, uma vez que se trata 
de um material delicado e que tem um prazo máximo para a sua análise.
Esse tipo de amostra, geralmente, será encontrado em laboratórios hospitala-
res, o que nos possibilita saber com mais afinco qual a ficha técnica do paciente, 
favorecendo assim uma análise mais detalhada.
Por se tratar de uma amostra bastante delicada, frágil e perecível, o profissio-
nal tem que ser ágil, e para que isso seja possível, faz-se necessário ter o máximo 
de conhecimento e estar em constante atualização nesse assunto, a fim de não 
perder a amostra por demora na sua análise ou até mesmo por não saber como 
analisá-la.
O fluido cerebrospinal e o líquido sinovial são de extrema 
importância, pois são líquidos biológicos que conferem 
funções muito importantes em nosso corpo. Quer aprender 
mais sobre esses fluidos biológicos? Venha comigo neste 
podcast! Ouça no seu Ambiente Virtual de Aprendizagem.
PLAY NO CONHECIMENTO
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/14639
TEMA DE APRENDIZAGEM 4
FORMAÇÃO, COMPOSIÇÃO E FISIOLOGIA DO FLUIDO CERE-
BROSPINAL
O fluido cerebrospinal, também conhecido como cefalorraquidiano, líquor ou 
simplesmente por LCR (BARCELOS E AQUINO, 2018), é um fluido estéril, de 
aparência clara, semelhante ao plasma, que está em íntima relação com o sistema 
nervoso central (SNC) e suas membranas. A estrutura do sistema nervoso central 
e seus tecidos são muito delicados, por isso, é necessário um sistema de proteção, 
que consiste de quatro estruturas: crânio, meninges, fluido cerebrospinal e bar-
reira hematoencefálica.
As meninges são membranas conjuntivas que envolvem o encéfalo e a 
medula espinal, que constituem o sistema nervoso central. 
Todas essas estruturas estão envoltas por três meninges, conhecidas como dura-
-máter, aracnoide e pia-máter (Figura 1). A dura-máter é a membrana externa que 
reveste o crânio e a coluna vertebral. A aracnoide é a membrana intermediária e 
a pia-máter é a membrana mais interna (STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Osso
Dura Máter
Aracnóide Máter
Pia Máter
Encéfalo
Vasos Sanguíneos
Figura 1 - Meninges dura-máter, aracnoide e pia-máter.
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Descrição da Imagem: a figura ilustrativa de uma parte do Sistema Nervoso Central apresenta uma imagem 
em camadas: a primeira, de cima para baixo, representada pela descrição “Osso”, apresenta cor clara; no centro à 
esquerda da imagem, em sequência, há uma camada mais fina em azul, representada pela descrição “Dura Má-
ter”; depois, há uma camada ainda mais fina, em tons de rosa claro, representada por “Aracnoide Máter”; e outra 
camada, em azul claro com alguns riscos em rosa e duas estruturas arredondadas à esquerda, em vermelho e azul, 
representadas por “Vasos Sanguíneos”; em seguida, uma linha fina em tons de roxo representa a “Pia Máter”; e 
finalizando, duas camadas em tons de rosa claro estão identificadas como “Encéfalo”.
A inflamação das meninges é chamada de meningite. Provoca febree rigidez 
na nuca. Pode ser causada por microrganismos como bactérias, vírus, fungos 
e parasitas. As meningites virais e bacterianas são contagiosas e de maior im-
portância para a saúde pública.
A barreira hematoencefálica (BHE) é formada por células endoteliais que 
reveste o plexo coroide alinhada com o epitélio dos capilares, que criam uma bar-
reira entre o sangue circulante e o tecido nervoso, controlando o movimento da 
água e dos solutos para o fluido cerebrospinal, bem como do fluido para o tecido 
neural (VIEIRA; SOUSA, 2013). Manter a integridade da barreira é essencial 
para proteger o sistema nervoso central de substâncias químicas e outras substân-
cias que circulam na corrente sanguínea, que poderiam afetar o tecido nervoso.
Com relação à produção do fluido cerebrospinal, aproximadamente, 70% 
dela ocorre nos ventrículos laterais e no terceiro e quarto ventrículo, conhecidos 
como plexo coroide, por uma combinação de processos de difusão, pinocitose e 
transporte ativo. Sendo os outros 30%, formados pelo revestimento ependimal 
dos ventrículos e do espaço subaracnóideo cerebral (MUNDT; SHANAHAN, 
2012; BARCELOS; AQUINO, 2018).
O fluido passa dos ventrículos laterais ao terceiro ventrículo através dos fo-
rames intraventriculares. O terceiro ventrículo flui pelo aqueduto cerebral para 
o quarto ventrículo. Do quarto ventrículo, parte do fluido entra no canal central 
da medula espinhal, no entanto, a maior parte do fluido passa pelas aberturas do 
quarto ventrículo. Assim, por entre as aberturas medianas e laterais do quarto 
ventrículo, o líquor formado alcança o espaço subaracnóideo e circula de baixo 
para cima. Na medula desce em direção caudal, apenas uma parte retorna, pois 
há reabsorção nos seios venosos durais por meio de granulações aracnóideas 
(STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 4
O volume produzido normalmente é de 90 a 150 ml em adultos e de 10 a 60 
ml em recém-nascidos, com taxa de produção em torno de 500 ml/dia ou 20 ml/
hora (MUNDT; SHANAHAN, 2012).
Plexo coroide do
ventrículo lateral
Cérebro
Plexo coroide do
terceiro ventrículo
Espaço subaracnóide
Granulação aracnóide/vilos
Pia-Máter
Aracnoide
Dura-Máter
Cerebelo
Plexo coroide do
quarto ventrículo
Medula espinal
Figura 2 - Circulação do líquido cefalorraquidiano / Fonte: Strasinger e Di Lorenzo (2009, p. 194).
Descrição da Imagem: figura ilustrativa de um corte longitudinal do Sistema Nervoso Central. Tomada de forma 
ilustrativa, a imagem traz, no ápice, uma estrutura em formato de meia-lua grande, com contornos claros. Logo 
abaixo da borda, uma outra meia-lua em azul; abaixo dela, uma estrutura com viscosidades em tom de rosa claro. 
Ainda nesta meia-lua, porém no canto inferior direito, há uma estrutura de forma oval com alguns vincos, em tons 
de marrom escuro. Ao lado, voltado para o centro da imagem, consta um círculo mais alongado em tons de bege, 
o qual vai ao encontro da parte inferior da imagem.
O líquor é composto por aproximadamente 99% de água com concentração 
aumentada de magnésio e íons clorídricos, e menor concentração de glicose, 
proteínas, aminoácidos, ácido úrico, cálcio, fosfato e íons de magnésio (DIMAS; 
PUCCIONI-SOHLER, 2008).
Dentre as funções que o fluido cerebrospinal desempenha, podemos citar a 
proteção mecânica que amortece o encéfalo e a medula espinhal contra choques e 
pressão. Além da barreira mecânica, o fluido fornece também nutrientes essen-
ciais ao sistema nervoso central, barreira de proteção contra agentes infecciosos, 
e por meio dele é realizada excreção de produtos do metabolismo.
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COLETA E MANIPULAÇÃO DO FLUIDO 
CEREBROSPINAL
A análise do fluido cerebrospinal é indicada para diagnóstico de doenças que afe-
tam o SNC, como meningites, doenças inflamatórias, processos desmielinizantes, 
leucemias e linfomas (estadiamento e tratamento), esclerose múltipla, hemorragia 
subaracnóidea, tuberculose, neurosífilis, entre outras.
O fluido cerebrospinal pode ser obtido por diferentes vias de acesso, como 
lombar, suboccipital e ventricular, sendo a mais utilizada a punção lombar no 
espaço intervertebral entre L3 e L4 (MUNDT; SHANAHAN, 2012; LEITE et al, 
2016). A região é a mais indicada em virtude do menor risco de dano à medula 
espinhal, uma vez que em adultos a medula não atinge essa região.
O procedimento só pode ser realizado pelo profissional médico habilitado. 
Antes da coleta, o local é devidamente higienizado e aplicado um anestésico 
local (OLIVEIRA et al, 2020). Também, é são feitos alguns questionamentos ao 
paciente, como por exemplo, se ele faz uso de medicamentos principalmente 
anticoagulantes. O paciente não precisa estar em jejum, deve ser orientado so-
bre os desconfortos e possíveis complicações após a coleta, assinar o Termo de 
Consentimento Livre e Esclarecido (TCLE) e estar acompanhado.
Após a realização da anestesia, o médico posiciona a agulha na dura-máter 
com o paciente, geralmente na posição decúbito lateral e realiza a medição da 
pressão intracraniana com aparelho raquimanômetro ligado à seringa, o fluido 
é coletado quando a pressão está normal. A pressão inicial e final devem ser me-
didas para análise laboratorial, pois várias doenças podem aumentar a pressão 
intracraniana.
A pressão normal em adultos varia de 10 a 200 mmH2O; em bebês e crianças, 
o intervalo normal é de 10 a 100 mmH2O (COMAR et al, 2009). Geralmente, são 
coletados no mínimo 3 ml em recém-nascidos, 5 ml em crianças, 10 ml em adul-
tos e 13 ml em suspeito de meningite tuberculosa. O volume não pode exceder 
de 20 ml (POZZOBON, 2017).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 4
Assista ao vídeo educacional sobre a técnica, indicações, 
contraindicações e possíveis complicações da punção
lombar, produzido pelo New England Journal of Medicine, 
traduzido para o português.
EU INDICO
O fluido coletado é distribuído em três ou quatro tubos estéreis e sem anticoagu-
lante, devidamente identificados na ordem em que são obtidos (STRASINGER; 
DI LORENZO, 2009). O Tubo 1 é encaminhado à seção laboratorial de bioquími-
ca; o Tubo 2, à seção de microbiologia e o Tubo 3, para contagem celular. Caso a 
amostra tenha sido coletada apenas em um frasco, deve ser encaminhada à seção 
de microbiologia; em seguida, à seção de hematologia e, posteriormente, à seção 
de bioquímica e imunologia (STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
ANÁLISE LABORATORIAL DO FLUIDO 
CEREBROSPINAL
Após a coleta, as amostras são encaminhadas ao laboratório para armazenamen-
to, processamento e análise. A análise deve ser realizada preferencialmente em 
até duas horas após a coleta, para evitar a degradação ou alterações morfológicas 
das células, diminuição da glicose e concentração de microrganismos (COMAR 
et al, 2009).
Como já podemos perceber a análise do fluido cerebrospinal envolve di-
ferentes setores laboratoriais. Diferentes estudos podem ser realizados, entre 
eles, podem ser realizadas análise macroscópica (física), análise microscópica 
de contagem global de células e contagem diferencial, análise bioquímica, testes 
imunológicos e moleculares e culturas microbiológicas.
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/19367
ANÁLISE MACROSCÓPICA
A análise macroscópica compreende a observação do aspecto, cor, retículo fibri-
noso, e também formação de coágulo.
• Aspecto: o aspecto diz respeito à transparência do fluido. A 
turvação começa a aparecer quando ocorre um aumento no 
número de células, presença de microrganismos, contraste ra-
diográfico e nível proteico elevado (MUNDT; SHANAHAN, 
2012). Outra alteração é quando se apresenta hemorrágico, 
indicando hemorragia subaracnóidea ou punção traumática.
Podem ocorrer diferentes graus de turvação no líquor em decorrência da pre-
sença do número de células, recebendo a denominação de pleocitose. O aspecto 
pode ser descrito da seguinte forma: límpido (até 45 células), levemente turvo 
(de 46 até 300 células), turvo (de 301 a 6.000 células) e purulento (acima de 6.000 
células).Com aspecto oleoso, pode ser decorrente da presença de contraste ra-
diológico (POZZOBON, 2017). Caso o aspecto esteja alterado, o fluido deve ser 
centrifugado e o aspecto reavaliado, devendo ser informado no laudo o aspecto 
antes e após a centrifugação.
Pleocitose é aumento do número de leucócitos em fluidos corporais. Em 
líquor, está relacionado à vigência de um processo inflamatório do SNC. A 
quantidade de células ou o tipo celular predominante pode determinar o 
tempo de evolução da patologia e o agente ou grupo de agentes causais.
ZOOM NO CONHECIMENTO
• Cor: normalmente, o líquor é incolor. Quando anormal, pode 
apresentar diferentes cores em decorrência da presença de 
substâncias variadas. Quando a cor estiver entre rosa, amare-
lo ou laranja, a amostra é considerada xantocrômica e pode 
ocorrer pela hemólise das hemácias, pelas concentrações au-
mentadas de proteínas ou bilirrubina, enquanto eritrocrômico 
é proveniente das hemácias recém-hemolisadas.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 4
Xantocromia é considerada fisiológica no período neonatal em virtude da 
imaturidade da função hepática no processo de eliminação da bilirrubina.
ZOOM NO CONHECIMENTO
Quando a espécime apresentar a coloração vermelha, é indicativo de 
sangue. 
Nesse caso, deve ser realizado o diagnóstico diferencial entre punção traumática 
e a hemorragia. Além da prova de três tubos, também podem ser realizadas as 
provas de centrifugação e sedimentação (BARCELOS; AQUINO, 2018). No caso 
de confirmação de acidente de punção, é feita a correção de células e proteínas 
totais do líquido, usando uma fórmula específica.
Prova de sedimentação: consiste em observar a cor do sobrenadante. Caso ele 
seja límpido e incolor após centrifugação, é decorrente da punção traumática; 
caso fique na cor rosa, é sugestivo de hemorragia.
Prova de sedimentação: consiste em deixar o fluido em repouso após a coleta. 
Caso haja a formação de coágulo, trata-se de punção traumática.
 
Normalmente o fluido cerebrospinal não apresenta retículo, uma vez que não 
contém trombina e nem fibrinogênio, o qual pode estar presente em algumas 
doenças, como meningite, abscessos encefálicos e poliomielite. A formação de 
coágulos pode ocorrer em caso de punção traumática, nas meningites bacterianas 
agudas e tuberculosas e neurossífilis.
ANÁLISE CITOLÓGICA
A análise citológica compreende a contagem global de células em hemocitômetro 
e a contagem diferencial de leucócitos. A análise citológica deve ser realizada 
preferencialmente em caráter de urgência, pois após duas horas, como já vimos, 
pode ocorrer a degradação ou alterações morfológicas das células.
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Para a realização de contagem global de leucócitos e hemácias, o líquor deve 
ser homogeneizado e não pode ser diluído ou congelado. Contudo, em casos 
em que a amostra está muito rica em células, pode ser diluída em solução salina 
(COMAR et al 2009). As contagens são realizadas em hemocitômetro, sendo o 
mais utilizado o hemocitômetro de Fuchs-Rosenthal. O procedimento para con-
tagem global de células varia de acordo com a celularidade da amostra, conforme 
mostrado no Quadro 1.
CELULARIDADE PROCEDIMENTO DE CONTAGEM
Baixa
Contar os 16 quadrados maiores e dividir por 
3,2.
Intermediária
Contar quatro quadrados maiores, multipli-
car por 4 e dividir por 3,2.
Alta
Contar um quadrado maior, multiplicar por 
16 e dividir por 3,2.
Altíssima (sobreposição de 
células)
Fazer diluição com salina ou líquido de Türk 
(para leucócitos) e multiplicar o resultado 
final pelo fator da diluição.
Alta quantidade de hemácias
Contar um quadrado menor, multiplicar por 
256 e dividir por 3,2.
Quadro 1 - Procedimento de contagem celular em hemocitômetro de Fuchs-Rosenthal / Fonte: Barcelos 
e Aquino (2018, p. 174).
A contagem diferencial de leucócitos é realizada quando a contagem global apre-
senta uma pleocitose. O sedimento obtido após centrifugação, rotineiramente, 
é preparado por citocentrifugação. Após a preparação da amostra, ela é corada 
por corante do tipo Wright e observada para detecção dos tipos celulares predo-
minantes (MUNDT; SHANAHAN, 2012).
Normalmente deve haver o predomínio de linfócitos (70%), com presença de 
alguns monócitos (30%) e quase nenhum neutrófilo. Já os eosinófilos e as células 
ependimais raramente são observadas. Quando a pleocitose envolve a presença 
de neutrófilos, eosinófilos, linfócitos, monócitos ou macrófagos, a contagem di-
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https://www.infoescola.com/citologia/linfocitos/
TEMA DE APRENDIZAGEM 4
ferencial fornece importantes informações sobre o tipo de microrganismo que 
está causando a meningite (STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Linfocitose: a pleocitose linfocítica apresenta nos estágios tardios da men-
ingite viral, tuberculosa, fúngica e sifílica, esclerose múltipla e ocasional-
mente em meningite bacteriana.
Neutrofilia: indica meningite bacteriana e processos inflamatórios agudos 
da meningite e micótica, virótica e tuberculosa, transformando-se numa 
pleocitose num período de dois a três dias. Também é observada em casos 
de abscesso cerebral, empiema subdural, hemorragia do SNC e pós-con-
vulsões.
Eosinofilia: em qualquer quantidade, são indicativos de presença de parasi-
tas e fungos no SNC, reação alérgica e drogas.
APROFUNDANDO
ANÁLISE BIOQUÍMICA
Na análise bioquímica, geralmente, são realizadas as dosagens de proteínas, lac-
tato desidrogenase (LDH), creatinoquinase (CK), cloreto, glicose, lactato, imu-
noglobulinas e eletroforese. Como já vimos, o líquor é formado pela filtração do 
plasma, porém, o processo de filtração é seletivo, ou seja, sua composição química 
é controlada pela barreira hematoencefálica, sendo assim, os valores normais do 
plasma não são os mesmos do líquor.
• Proteínas: as proteínas de baixo peso molecular podem ter origem 
da síntese intratecal. Em sua maioria, são originadas por ultrafil-
tração do plasma pelas paredes capilares nas meninges e plexos 
coroides (MUNDT; SHANAHAN, 2012). Os valores normais de 
proteínas totais variam no fluido de 15 até 45 mg/dL. Entretanto, 
variam com a idade e sítio de coleta, em recém-nascidos e adultos 
acima de 40 anos apresentam concentrações mais elevadas, bem 
como coletados na punção lombar.
Valores abaixo do normal estão relacionados à perda de fluido no SNC, enquanto 
a elevação denominada de hiperproteinorraquia é observada em várias doen-
ças, como danos à barreira hematoencefálica, meningites bacteriana e virótica, 
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hemorragia, esclerose múltipla, lesão traumática, encefalite, poliomielite, tumor 
cerebral, meningite tuberculosa, abscesso cerebral e medicamentos (STRASIN-
GER; DI LORENZO, 2009). Diversos métodos são usados na determinação de 
proteínas totais, frequentemente são usados a turbidimetria, imunoturbidimetria 
e método de biureto.
Uma das proteínas específicas avaliadas no líquor é a albumina, derivada da 
filtração da barreira hematoencefálica, uma vez que o SNC não sintetiza albumi-
na. Os métodos utilizados para a dosagem da albumina no líquor são a nefelome-
tria (considerado padrão ouro) e a turbidimetria. Os valores de concentração da 
albumina variam entre 10 e 30 mg/dL (BARCELOS; AQUINO, 2018).
A avaliação da integridade da barreira hematoencefálica é principalmente 
avaliada dosando a proporção albumina líquor/sérica ou um índice albumina 
líquor/sérica. De acordo com Mundt e Shanahan (2012).
A proporção normal de albumina líquor/sérica é aproximadamente de 
1:230. 
Em condições normais, o índice albumina líquor/sérica é menor que 9. Índice 
entre 9 e 14 indica comprometimento leve; 15 a 30, comprometimento mode-
rado; superior a 30, comprometimento grave e superior a 100 indica perda total 
da barreira hematoencefálica.
Fatores como peso corporal, cigarro, consumo de álcool e hipotireoidismo 
influenciam no quociente de concentração de albumina. Também em neonatos 
esses quocientes podem ser mais elevados do que em adultos em decorrência 
da imaturidade da barreira hematoencefálica.
• Glicose:a concentração de glicose no fluido cerebrospinal é pro-
porcional à concentração de glicose no sangue correspondendo a 
60%–70% da concentração do sangue em condições normais. A 
variação normal de glicose no LCR corresponde de 50 a 80 mg/dL 
com uma proporção normal entre a glicose do fluido e a glicose do 
soro de 0,6.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 4
Os níveis de glicose são importantes para diferenciar a meningite 
bacteriana e viral. 
A diminuição acentuada e com elevado número de glóbulos brancos e acompa-
nhados de uma neutrofilia são indicativos de meningite bacteriana, entretanto, 
se o aumento for de linfócitos ao invés de neutrófilos, é sugestivo de meningite 
tuberculosa (STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Nas meningites virais, a diminuição pode ocorrer de forma discreta ou até 
mesmo apresentar normal acompanhado de uma linfocitose. A diminuição dos 
níveis de glicose no líquor, denominado de hipoglicorraquia pode ser decorren-
te principalmente de alterações nos mecanismos de transporte da glicose através 
da barreira hematoencefálica e infecções no SNC, tanto os leucócitos como os 
microrganismos consomem glicose (BARCELOS; AQUINO, 2018). A análise da 
glicose no líquor e no sangue geralmente é realizada por métodos enzimáticos 
colorimétricos.
• Lactato: as concentrações de lactato no fluido cerebrospinal estão 
entre 10 e 20 mg/dL (1,1 a 2,2 mmol/L). Diferentemente da glicose, 
seu nível independente dos níveis plasmáticos, pois há produção 
intratecal. Níveis aumentados de lactato são encontrados na hipóxia 
associada à meningite bacteriana, infarto cerebral, arteriosclero-
se cerebral, hemorragia intracraniana, hidrocefalia, lesão cerebral 
traumática e edema cerebral (MUNDT; SHANAHAN, 2012). Os 
níveis de lactato no líquor são fundamentais na diferenciação da 
meningite viral que dificilmente se eleva, o lactato além de 30 mg/dL 
de outras formas de meningite (bacteriana, fúngica e tuberculosa) 
geralmente é superior a 35 mg/dL.
• Cloreto: os valores normais de cloreto no líquor são entre 118 a 
132 mEq/L em adultos. Os níveis diminuídos, denominados de 
hipoclorraquia são encontrados principalmente nas meningites 
tuberculosa, bacteriana e na criptococose. Os níveis elevados são 
encontrados nas nefrites, insuficiência renal e desidratação. O nível 
de cloreto não tem muita importância clínica na análise de líquor, 
pois sempre que há alteração nos níveis séricos também haverá al-
teração nos níveis no LCR.
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• Eletroforese de proteínas: a eletroforese de proteínas do fluido 
cerebrospinal permite avaliar os teores das diferentes frações pro-
teicas. As bandas de proteínas no fluido são similares às encontradas 
na eletroforese dos níveis séricos, mas em quantidades e proporções 
diferentes.
Estão presentes a transtiretina (pré-albumina) e a albumina, sendo que a quan-
tidade de beta é quase o dobro do presente no soro e a quantidade de gama cor-
responde a praticamente a metade do presente no soro. Também estão presentes 
outras bandas de proteínas no líquor, como a transferrina e a alfa1-antitripsina 
em pequenas quantidades (MUNDT; SHANAHAN, 2012). A análise eletroforé-
tica das proteínas do líquor é utilizada primariamente para detecção de bandas 
oligloconais na região gama, indicando a produção de imunoglobulinas.
A presença de duas ou mais bandas oligloconais que não estejam no soro, são 
fundamentais no diagnóstico de esclerose múltipla principalmente acompanha-
do por aumento do índice de IgG. Outras doenças neurológicas como neuros-
sífilis, encefalite e Síndrome de Guillain-Barré podem produzir bandeamento e 
estar ausente soro.
ANÁLISE MICROBIOLÓGICA
A amostra do líquor encaminhada para análise microbiológica deve ser mantida 
em temperatura ambiente, ou seja, não pode ser resfriada e congelada, uma vez 
que a diminuição da temperatura acarreta na diminuição da positividade da 
cultura especialmente para as bactérias mais comuns nas infecções das menin-
ges. A amostra após a coleta deve ser enviada imediatamente ao laboratório e o 
processamento deve ser realizado urgentemente para evitar a sua contaminação. 
Seu processamento se inicia com a centrifugação em 1.500 x g por 15 minutos 
para preparação de lâminas e cultura.
A análise microbiológica do fluido cerebrospinal compreende a bacterios-
copia e cultura para identificação do agente etiológico causador das meningites. 
A coloração Gram é a principal coloração utilizada para análise 
microbiológica microscópica do fluido cerebrospinal. 
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Sendo possível a identificação de bactérias Gram-negativas e Gram-positivas, 
além de corar todos os fungos como Gram-positivos (BARCELOS; AQUINO, 
2018).
A bacterioscopia pela coloração de Gram é realizada como pesquisa obrigató-
ria quando na citologia diferencial houver predomínio de neutrófilo ou quando a 
contagem global for superior a 5 células/mm³. De acordo com Barcelos e Aquino 
(2018), em casos de suspeita de meningite fúngica observadas durante a colora-
ção Gram, é importante realizar colorações específicas como a Tinta da China ou 
nigrosina. Caso exista a suspeita de neurotuberculose, deve ser realizada a pesqui-
sa de BAAR (bacilos álcool-ácido resistentes) pela coloração de Ziehl-Neelsen.
A cultura bacteriológica é considerada padrão ouro na identificação de bac-
térias e testes de sensibilidade aos antibióticos. Deve, então, ser feita em meios 
de cultura específicos após resultado da bacterioscopia como o ágar-sangue, tio-
glicolato e ágar chocolate. Os tipos de bactérias frequentemente encontradas em 
meningites bacterianas incluem Haemophilus influenzae (um mês a cinco anos), 
Neisseria meningitidis (cinco a 29 anos), Streptococcus pneumoniae (29 anos aci-
ma), (BARCELOS; AQUINO, 2018). As meningites podem ser causadas menos 
frequentemente por estafilococos, outros estreptococos, Listeria monocytoge-
nes, M. tuberculosis, C. neoformans, leptospiras, amebas e parasitas (MUNDT; 
SHANAHAN, 2012).
TESTES IMUNOLÓGICOS
Os testes imunológicos do fluido cerebrospinal não são realizados rotineiramente 
nos laboratórios, contudo, alguns podem ser requisitados pelo médico para o 
diagnóstico de algumas doenças do SNC. São testes rápidos para detecção de 
agentes etiológicos causadores das meningites, sua sensibilidade e especificidade 
variam de acordo com os ensaios.
Os exames imunológicos do líquor são indicados em casos de suspeitas de 
meningites bacterianas agudas, também para a investigação de sífilis, Cripto-
coccus ssp., cisticercose e toxoplasmose, entre outros. O exame VDRL, do inglês 
venereal disease research laboratory, é utilizado no diagnóstico de neurossífilis, 
um tipo de sífilis que infecta a medula espinhal e o cérebro. 
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Embora o resultado positivo para VDRL confirme o diagnóstico de neuros-
sífilis, podem ocorrer resultados falso-positivos e falso-negativos em decorrên-
cia da alta sensibilidade e baixa especificidade do teste. Em caso de suspeita de 
cisticercose, é realizada a técnica de imunofluorescência indireta para pré-diag-
nóstico; caso seja confirmado, será realizado o ensaio enzimático de imunoabsor-
bância (ELISA) para a pesquisa de anticorpos IgG contra o Cysticercus cellulosae 
(LEITE et al., 2016).
Existem diversos testes imunológicos para o diagnóstico de microrganismo 
no líquor, entre eles, incluem métodos contraimunoeletroforese, aglutinação de 
látex, VDRL, teste com anticorpos treponêmico fluorescente e radioimunoensaio. 
Esses métodos têm sido utilizados em unidades de emergência, mas não substi-
tuem as colorações microbiológicas e as culturas em virtude da possibilidade de 
resultados falso-negativos ou falso-positivos.
Vimos que a análise do líquor é indispensável no diagnóstico das meningites, 
sendo assim, vamos conhecer os resultados laboratoriais para diferenciação 
das meningites.
Meningite bacteriana: elevada concentração de leucócitos com 
neutrófilos aumentados, elevação das proteínas, diminuição de gli-
cose, nível de lactatosuperior a 35 mg/dL, bacterioscópico e testes 
antigênicos positivos.
Meningite viral: elevada concentração de leucócitos com linfócitos 
elevados, proteínas moderadamente aumentadas, nível de glicose e 
lactato normal.
Meningite tuberculosa: elevada concentração de leucócitos com 
linfócitos e monócitos presentes, moderada a acentuada elevação 
de proteínas, nível de glicose diminuído e nível de lactato superior a 
25 mg/dl e formação de película.
Meningite fúngica: elevada concentração de leucócitos com lin-
fócitos e monócitos presentes, moderada a acentuada elevação de 
proteínas, glicose normal a diminuída, nível de lactato superior a 25 
mg/dL, positivo para Cryptococcus neofarmans com Tinta da China 
e testes imunológicos.
Fonte: Strasinger e Di Lorenzo (2009).
APROFUNDANDO
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LÍQUIDO SINOVIAL
O líquido sinovial é ultrafiltrado plasmático viscoso encontrado nas cavidades 
das articulações móveis ou diartroses, conferindo a conexão entre uma extremi-
dade óssea e outra, permitindo-lhe movimento, e são compostos de cartilagem 
que revestem as extremidades ósseas, ligamentos, líquido sinovial e cápsula arti-
cular, conforme ilustrado na Figura 3.
Praticamente todas as articulações do corpo humano são revestidas por uma 
membrana sinovial, que produzem o líquido sinovial contendo mucina e ácido 
hialurônico. A estrutura química do ácido hialurônico contribui para a viscosi-
dade do líquido com função primordial de lubrificação, nutrição, auxiliando no 
suporte mecânico e na absorção de impacto da cavidade articular.
Medula óssea amarela
Periósteo
Osso esponjoso
Osso compacto
Ligamento
Membrana sinovial 
Cavidade articular (contém líquido sinovial)
Cartilagem articular
Cápsula articular (reforçada por ligamento)
Figura 3 - Esquematização de articulação sinovial / Fonte: Magalhães ([2023], on-line).
Descrição da Imagem: figura ilustrativa de uma parte articular do corpo humano. Tomada de forma ilustrativa, a 
imagem traz de cima para baixo, uma estrutura alongada, estreita, com bordas arredondadas em amarelo, represen-
tada por “Medula óssea amarela”. Englobando essa medula, há estrutura em formato em “U” em tons de amarelo 
mais escuro com grânulos pretos, que representa o “Osso esponjoso”. Envolvendo esse osso, há uma camada 
branca, representada por “Osso compacto”, e ao redor do osso, há uma linha vertical em azul, que representa o 
“Periósteo”. Ao centro da imagem, há uma estrutura em tons de vinho, a qual representa a “Cavidade articular”; 
mais abaixo dela, há uma estrutura em formato de dente, esbranquiçada, que representa a “Cartilagem articular”; 
e abaixo dela, voltam novamente as estruturas já mencionadas acima, e englobando tudo, com o envolto branco 
com bordas escuras, está representado o “Ligamento”.
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Os rompimentos das membranas sinoviais provocam dor e rigidez nas articu-
lações, causando a artrite. Atualmente, o estudo do fluido sinovial é um recurso 
bastante útil que permite o estabelecimento de diagnóstico de artropatias as-
sociadas a cristais, ajuda no diagnóstico de artrite séptica e ajuda a estabelecer 
outros diagnósticos reumatológicos, como monoartrite ou derrame articular, 
extrapolando o mero efeito descompressivo da retirada de líquido da articulação.
COLETA E MANIPULAÇÃO DO LÍQUIDO SINOVIAL
A quantidade de líquido sinovial presente na cavidade articular varia com o ta-
manho da articulação e em condições patológicas pode aumentar a quantida-
de do fluido. Na cavidade articular do joelho adulto, o volume normal presente 
é inferior a 3,5 ml, mas em condições anormais pode aumentar em até 25 ml 
(STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
O volume é coletado através de procedimento médico, por punção 
aspirativa chamado de artrocentese. 
Antes da coleta, o sítio de coleta é higienizado e administrado analgésico local, 
uma agulha de calibre adequado é acoplada a uma seringa preferencialmente 
heparinizada, pois o fluido patológico pode conter fibrinogênio e coagular. A 
maior parte do fluido é obtida da articulação do joelho, das mais atingidas pelas 
artrites e também das mais fáceis de aspirar, como o ombro, o cotovelo e o punho.
Após a coleta, o fluido é fracionado em tubos de acordo com os testes a serem 
realizados. Para análise microbiológica, são colocadas alíquotas em tubo estéril 
heparinizado. Para o setor de citologia, é destinado um tubo heparinizado ou com 
ácido etilenodiamino-tetracético (EDTA) para evitar a formação de coágulos e 
preservar as estruturas morfológicas das células. Já os tubos destinados aos setores 
de bioquímico e imunológico não requerem tubos com anticoagulantes (BAR-
CELOS; AQUINO, 2018). Em alguns casos, são obtidas pequenas quantidades 
do fluido. Neste caso, é fundamental que seja obedecida a sequência de setores 
do laboratório, sendo o primeiro enviado ao setor de microbiologia para evitar 
a contaminação da amostra, posteriormente, ao setor de citologia e, por último, 
aos setores de bioquímica e imunologia.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 4
Vale ressaltar que o procedimento de coleta e envio ao laboratório para testes 
em seringa heparinizada ou tubos contendo anticoagulante dependem do volu-
me do fluido obtido e da padronização do laboratório. 
Idealmente, as amostras devem ser encaminhadas ao laboratório o 
mais breve possível para que os testes e as análises possam acontecer 
em no máximo uma hora após a realização da artrocentese.
Ao decorrer desse tempo, os prejuízos às estruturas morfológicas das células, 
alterações bioquímicas e os riscos de contaminação por microrganismos são 
significativos. Caso não seja possível realizar a análise dentro desse tempo esti-
pulado, a amostra deve ser refrigerada em temperatura entre 2°C e 8°C.
Por fim, a artrocentese é considerada um procedimento simples, mas podem 
ocorrer alguns riscos, entre eles, a introdução de infecção na pele, tecido sub-
cutâneo ou intra-articular, reações alérgicas à povidona (solução antisséptica) e 
anestésicos e desconforto para o paciente durante o procedimento.
ANÁLISE LABORATORIAL DO LÍQUIDO SINOVIAL
O exame do líquido sinovial está entre os mais importantes exames para com-
plementar a avaliação de pacientes com patologias na cavidade articular, forne-
cendo um diagnóstico específico e orientando o tratamento adequado. A análise 
laboratorial do líquido sinovial permite determinar a presença de artrite, bem 
como classificar os distúrbios articulares em cinco grupos, numerados de I a IV, 
conforme mostrado no Quadro 2.
GRUPO ARTROPATIAS
Grupo I - Não inflamatório
Osteoartrite
Artrite traumática
Acromegalia
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GRUPO ARTROPATIAS
Grupo II - Inflamatório
Artrite reumatoide
Lúpus eritematoso sistêmico
Febre reumática
Artrite psoríase
Síndrome Reiter
Colite ulcerativa
Grupo III - Séptica/infeccioso
Artrite séptica (bactérias, fungos, 
Micobacterium, vírus etc.)
Grupo IV - Induzido por cristais Pseudogota (condrocalcinose)
Grupo V - Hemorrágico
Artrite traumática
Distúrbios de coagulação (hemofilia)
Hemangioma
Quadro 2 - Classificação dos grupos de artropatias / Fonte: Barcelos e Aquino (2018, p. 214).
Os exames laboratoriais comumente realizados do líquido sinovial são a análi-
se macroscópica, a celularidade, contagem diferencial de leucócitos, coloração 
Gram, cultura em caso suspeito de infecção e exame microscópico a fresco do 
líquido sinovial para identificar células e cristais. No entanto, os exames exatos 
frequentemente dependem da suspeita diagnóstica.
ANÁLISE LABORATORIAL DO LÍQUIDO SINOVIAL
A análise física do líquido sinovial compreende a observação do volume, cor, 
aspecto, viscosidade e coagulação.
• Volume: como dito anteriormente, o volume do líquido sino-
vial depende do tamanho da articulação o, por exemplo, no 
joelho, é inferior a 3,5 ml, sendo que um volume superior é 
indicativo de derrame articular. Deve-se, portanto, registrar o 
volume de líquido aspirado durante a artrocentese.
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https://www.msdmanuals.com/pt-br/profissional/doen%C3%A7as-infecciosas/diagn%C3%B3stico-laboratorial-das-doen%C3%A7as-infecciosas/microscopia#v998130_pthttps://www.msdmanuals.com/pt-br/profissional/doen%C3%A7as-infecciosas/diagn%C3%B3stico-laboratorial-das-doen%C3%A7as-infecciosas/microscopia#v998130_pt
https://www.msdmanuals.com/pt-br/profissional/doen%C3%A7as-infecciosas/diagn%C3%B3stico-laboratorial-das-doen%C3%A7as-infecciosas/cultura
TEMA DE APRENDIZAGEM 4
• Cor e aspecto: normalmente o líquido sinovial é incolor e 
amarelo pálido, mas, em condições patológicas, pode apre-
sentar outros aspectos, estabelecendo uma relação direta 
com a etiologia do derrame. Líquidos amarelos e límpidos 
são comuns em artropatias não inflamatórias (Grupo I), já 
os líquidos de processos inflamatórios (Grupo II) apresen-
tam uma grande quantidade de leucócitos com tonalidade 
acinzentados/turvos. Quando o líquido é de origem séptica 
(Grupo III), a amostra é purulenta e bastante turva, enquanto 
os líquidos sinoviais leitosos são sugestivos de cristais (Grupo 
IV) e líquidos sanguinolentos ou xantocrômicos (Grupo V) 
são típicos de hemorragia articular (MUNDT; SHANAHAN, 
2012; BARCELOS; AQUINO, 2018). Com a presença de san-
gue no líquido sinovial, assim como no líquido cerebrospinal, 
deve ser realizada a diferenciação entre hemorragia articular 
e punção traumática pela prova de três tubos, centrifugação 
ou sedimentação.
Além da análise da cor e aspecto do LS, pode conter diferentes inclusões, 
como os chamados corpos de arroz decorrentes da degradação da mem-
brana sinovial, observados na artrite reumatoide e também podem ser ob-
servadas partículas pigmentadas, que se assemelham à pimenta moída, que 
são fragmentos de próteses articulares metálicas ou plásticas (BARCELOS; 
AQUINO, 2018).
APROFUNDANDO
• Viscosidade: a viscosidade do líquido é avaliada ao observar 
a sua consistência na passagem da seringa para os tubos de 
vidro. A viscosidade do LS é decorrente da polimerização do 
ácido hialurônico fundamental na lubrificação das articula-
ções. Existem diferentes métodos para medir a viscosidade do 
líquido sinovial, sendo o mais comum a realização de teste fio, 
que observa a capacidade do LS formar um filamento a partir 
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da abertura da seringa, normalmente formará um filamento 
de entre 3 cm e 5 cm de comprimento (MUNDT; SHANAH-
AN, 2012). A diminuição da viscosidade indica a presença de 
artropatias inflamatórias.
• Coagulação: normalmente o LS não coagula, porém, quando 
ocorre um processo patológico, pode conter alta quantidade 
de fibrinogênio e fatores proteicos de coagulação, podendo 
assim formar pequenos coágulos. O teste de coágulo de mu-
cina, também chamado de teste de Ropes, é usado para avaliar 
a integridade do complexo ácido hialurônico-proteína (mu-
cina). O teste reflete a polimerização do hialuronato pela pre-
cipitação do sal proteico, após a adição de ácido acético a 2%.
De acordo com Barcelos e Aquino (2018), a qualidade do coágulo é avaliada 
depois de duas horas da seguinte maneira:
Boa: forma um coágulo consistente e viscoso, considerado normal;
Fraco: quando forma um coágulo macio e o sobrenadante ligeiramente 
turvo;
Pobre: coágulo pequeno e turvo;
Muito pobre: manchas de precipitado e sobrenadante turvo.
ANÁLISES BIOQUÍMICAS
Como o líquido sinovial é um ultrafiltrado plasmático, os valores das 
concentrações bioquímicas são semelhantes aos valores encontrados 
no soro. 
Os testes mais solicitados nas análises de LS são glicose, proteínas, ácido úrico e 
lactato. As determinações bioquímicas no LS têm pouca importância no diagnós-
tico da maioria das artropatias, pois não fornecem informações além das obtidas 
em outros exames realizados.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 4
GLICOSE
Os níveis de glicose normal no LS são 10 mg/dL inferiores aos níveis séricos. A 
concentração deve ser sempre comparada com a glicemia preferencial-
mente após jejum de oito horas para permitir o equilíbrio entre os dois fluidos. 
Valores diminuídos são indicativos de processos inflamatórios (Grupo II), com 
redução entre 0 a 20 mg/dL no líquido sinovial ou séptico (III), com níveis de 
redução superior entre 20 a 100 mg/dL no líquido sinovial (BARCELOS; AQUINO, 
2018).
PROTEÍNAS
As grandes moléculas de proteínas não são filtradas pela membrana sinovial, que 
incluem fibrinogênio, beta 2 macroglobulinas e alfa 2 macroglobulinas. A con-
centração normal é entre 1 e 3 g/dL, valores aumentados são encontrados em 
processos inflamatórios, como espondilite anquilosante, artrite, gota, psoríase, 
síndrome de Reiter, e doença de Crohn (BARCELOS; AQUINO, 2018).
ÁCIDO ÚRICO
Normalmente o ácido úrico no líquido sinovial varia de 6 a 8 mg/dL. A dos-
agem de ácido úrico é essencial em casos suspeitos de gota em que a pesquisa 
de cristais de ácido úrico no líquido sinovial tenha sido negativa. Dessa forma, 
quando a dosagem de ácido úrico é mais elevada no líquido sinovial do que no 
soro, é indicativo de gota. Os valores aumentados no LS podem levar à formação 
de cristais de urato de monossódico (UMS), resultando em processo inflamatório 
agudo e doloroso (MUNDT; SHANAHAN, 2012).
Vários cristais podem ser encontrados no líquido sinovial, sendo os mais comuns 
o urato monossódico (UMS) e pirofosfato de cálcio (PFC). Podem ser encontra-
dos intracelularmente (dentro dos neutrófilos) ou livres no líquido articular. Os 
cristais de urato de monossódico são encontrados em caso de artrite de gota, já 
os pirofosfatos de cálcio são encontrados principalmente dentro de leucócitos e 
macrófagos na pseudogota.
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A gota é causada pela hiperuricemia. Entre as causas observadas nos pacien-
tes com essa doença, está a ingestão dietética de purinas, álcool e frutose, além 
de tratamento quimioterápico de leucemias e diminuição na excreção renal de 
ácido úrico (PINHEIRO, 2008). A pseudogota está associada à artrite degenera-
tiva, resultando na calcificação da cartilagem e distúrbios, causando o aumento 
dos níveis séricos de cálcio.
Para a realização de pesquisa de cristais no líquido sinovial, é colocada uma 
gota do líquido a fresco sobre uma lâmina e coberta com uma lamínula, em pri-
meiro momento, a lâmina pode ser examinada em pequeno e grande aumento 
no microscópio óptico regular. Além do exame de preparo a fresco, também 
pode ser usada a luz polarizada e luz polarizada compensada para identificação 
dos cristais. Os cristais UMS normalmente são vistos em formato pontiagudos, 
enquanto os cristais PFC são vistos em formato rômbico ou quadrado.
• Lactato: a medição do lactato no líquido sinovial pode ser útil 
no diagnóstico de artrite séptica. O nível normal no LS é inferior 
a 25 mg/dL, enquanto na artrite séptica pode ser superior a 1.000 
mg/dL.
CONTAGEM CELULAR
A contagem global de células do líquido sinovial, assim como no líquido cere-
brospinal, é realizada manualmente no hemocitômetro de Neubauer ou Fuchs-
-Rosenthal. Quando houver um elevado número de células no líquido, poderá 
ser utilizada a diluição, utilizando uma solução salina. No caso do grande número 
de glóbulos vermelhos, poderá ser usada uma solução salina hipotônica ou um 
ácido fraco.
A contagem diferencial de leucócitos deve ser realizada preferencialmente 
em citocentrifugação. Tanto a contagem global como a diferencial são de grande 
importância na análise do líquido sinovial para a distinção entre um líquido 
séptico, inflamatório e não inflamatório. A contagem de leucócitos inferior a 
150 células/µL é considerada normal, sendo sua distribuição média em torno 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 4
de 10% neutrófilos, 25% de linfócitos, 50% de monócitos, 10% de macrófagos e 
5% de células de revestimento sinovial (BARCELOS; AQUINO, 2018). Alguns 
pesquisadores consideram a contagem normal de até 200 células/µL.
Em casos de infecções graves, a contagem global pode chegar a 100.000 cé-
lulas/µL. No início de uma artrite séptica, o número de leucócitos pode se apre-
sentar normal ou discretamente aumentado, podendo ser relacionado a uma 
artropatia inflamatória não infecciosa. Com isso, a infiltração de leucócitos é 
relacionadanão apenas à etiologia do processo, mas também ao tempo de ex-
posição ao agente.
De acordo com a classificação do líquido sinovial, valores de leucócitos en-
tre 200 e 3.000 mm3 com aumento de monócitos e linfócitos são indicativos de 
patologias não inflamatórias (Grupo I); contagem de leucócitos entre 3.000 a 
7.500 mm3 com valores elevados de neutrófilos são indicativos de artropatias 
inflamatórias (Grupo II); entre 50.000 e 200.000 com neutrófilos acima de 90% 
são encontrados nas artrites sépticas (grupo III) e; no grupo IV (induzidas por 
cristais), pode variar entre 500 a 200.000 mm3 (BARCELOS; AQUINO, 2018).
Vale destacar que tanto a quantidade como a relação diferencial de leucócitos 
não são específicos a um determinado grupo de classificação de artropatias, ou 
seja, pode apresentar relação com um ou mais grupos. Durante a interpretação, 
devem ser levados em consideração alguns aspectos, como por exemplo, a carac-
terística do agente etiológico, tempo de exposição ao agente, tempo de mobiliza-
ção celular e característica de integridade do paciente para estabelecer a correta 
identificação e tratamento adequado da patologia articular.
ANÁLISE MICROBIOLÓGICA
Assim como no líquido cerebrospinal, a análise microbiológica ajuda a diag-
nosticar várias patologias provocadas por agentes infecciosos, como bactérias, 
Mycobacterium, vírus e fungos, sendo as bactérias mais comuns. Esses microrga-
nismos penetram a cavidade articular através da corrente sanguínea, decorrente 
de infecções, como pneumonia, meningite e septicemia, além disso, podem ser 
introduzidos durante a artroscopia e cirurgias articulares prostéticas. A identi-
ficação de microrganismos no líquido sinovial é realizada pela coloração por 
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Gram e Ziehl-Neelsen e cultura em meios enriquecidos, como ágar sangue e ágar 
chocolate. Os microrganismos mais comuns no LS são Staphylococcus e Strepto-
coccus. Em sepse articular, 50% dos casos são positivos em coloração por Gram.
Acesse seu ambiente virtual de aprendizagem 
e confira a aula referente a esse tema.
NOVOS DESAFIOS
Com estas informações, foi possível compreender o quão valioso, perecível, de-
licado e processual são as amostras dos líquidos cefalorraquidiano e sinovial. 
Também, o quanto elas estão correlacionadas com outros setores laboratoriais e 
a complexidade de seus resultados.
Esses conhecimentos são de extrema necessidade e importância no ambiente 
laboratorial. Dessa forma, você deve sempre estar atento(a) aos detalhes, correla-
ções entre exames, entre outros aspectos abordados no contexto.
Se o ambiente hospitalar é uma das áreas de sua pretensão de trabalho, apro-
veite e revise todas as informações que constam neste material.
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VAMOS PRATICAR
1. O fluido coletado é distribuído em três ou quatro tubos estéreis e sem anticoagulante, 
devidamente identificados na ordem em que são obtidos (STRASINGER; DI LORENZO, 
2008). O tubo 1 é encaminhado à seção laboratorial de bioquímica, o tubo 2 à seção de 
microbiologia e o tubo 3 para contagem celular.
Os níveis de glicose são importantes para diferenciar a meningite bacteriana e viral. A 
diminuição acentuada e com elevado número de glóbulos brancos e acompanhados de 
uma neutrofilia são indicativos de meningite bacteriana, entretanto se o aumento for de 
linfócitos ao invés de neutrófilos é sugestivo de meningite tuberculosa (STRASINGER; DI 
LORENZO, 2008).
Com base nisso, leia o caso hipotético a seguir:
Criança com 8 anos de idade é levada à emergência do hospital, mãe relata que a criança 
iniciou febre há 15 dias de 39 ºC, apresentava ainda cefaleia, perda de apetite e náuseas. 
O médico solicitou punção lombar e 10 mL de líquor turvo foi coletado. Foram solicitadas 
a bacterioscopia e cultura, dosagens de proteínas totais, cloreto, glicose e contagem de 
células.
Descreva como o líquido seria rotineiramente coletado e quais os achados para um diag-
nóstico de meningite bacteriana.
2. Para análise microbiológica são colocadas alíquotas em tubo estéril heparinizado; para 
o setor de citologia um tubo heparinizado ou com ácido etilenodiamino-tetracético 
(EDTA), para evitar a formação de coágulos e preservar as estruturas morfológicas das 
células; já os tubos destinados aos setores de bioquímico e imunológico não requerem 
tubos com anticoagulantes (BARCELOS; AQUINO, 2018). 
A dosagem de ácido úrico é essencial em casos suspeitos de gota em que a pesquisa 
de cristais de ácido úrico no líquido sinovial tenha sido negativa. Dessa forma, quando 
a dosagem de ácido úrico é mais elevada no líquido sinovial do que no soro, temos um 
indicativo de gota. Os valores aumentados no LS podem levar a formação de cristais de 
urato de monossódico (UMS), resultando em processo inflamatório agudo e doloroso 
(MUNDT; SHANAHAN, 2012).
Vários cristais podem ser encontrados no líquido sinovial sendo, os mais comuns o urato 
monossódico (UMS) e o pirofosfato de cálcio (PFC).
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VAMOS PRATICAR
A gota é causada pela hiperuricemia, assim como ingestão dietética de purinas, álcool e 
frutose, além de tratamento quimioterápico de leucemias e diminuição na excreção renal 
de ácido úrico (PINHEIRO, 2008). A pseudogota está associada à artrite degenerativa, 
resultando na calcificação da cartilagem e distúrbios, causando o aumento dos níveis 
séricos de cálcio.
Com base nisso, leia o caso hipotético a seguir:
Uma mulher de 45 anos de idade procura a emergência do hospital com dor e inchaço 
no joelho esquerdo. O médico realiza a artrocentese, e 20 mL de líquido sinovial leitoso 
é coletado. São solicitados bacterioscópicos, cultura, pesquisa de cristal e dosagem de 
ácido úrico.
Com base nas informações fornecidas, descreva os tubos que o líquido seria rotinei-
ramente colocado, se o nível de uricemia do paciente será elevado e quais os tipos de 
cristais e distúrbios prováveis.
3. A análise citológica compreende a contagem global de células em hemocitômetro e a 
contagem diferencial de leucócitos.
Na análise bioquímica, geralmente são realizadas as dosagens de proteínas, lactato 
desidrogenase (LDH), creatinoquinase (CK), cloreto, glicose, lactato, imunoglobulinas e 
eletroforese. 
A análise microbiológica do fluido cerebrospinal compreende a bacterioscopia e cultura 
para identificação do agente etiológico causador das meningites.
A turvação começa a aparecer quando ocorre um aumento no número de células, pre-
sença de microrganismos, contraste radiográfico e nível protéico elevado (MUNDT; SHA-
NAHAN, 2012). Outra alteração é quando se apresenta hemorrágico, indicando hemorragia 
subaracnóidea ou punção traumática.
Normalmente o líquor é incolor.
A produção do fluido cerebrospinal ocorre principalmente no plexo coroide. O volume 
produzido, normalmente é de 90 a 150 mL em adultos, composto majoritariamente por 
água, normalmente límpido e incolor. Diante de uma anormalidade, por sua vez, pode 
apresentar-se turvo, purulento ou tingido com pigmentos.
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VAMOS PRATICAR
Sobre as análises laboratoriais do líquor, assinale a alternativa correta:
a) A análise citológica compreende apenas a contagem global de hemácias e leucócitos.
b) Análises bioquímica e microbiológica são eventualmente realizadas e correspondem, 
respectivamente, às dosagens de proteínas e glicose e identificação de agentes in-
fecciosos. 
c) Amostras hemorrágicas são decorrentes de hemorragias ou acidente de punção. 
d) Em condições patológicas, o líquor pode apresentar límpido e incolor.
e) Amostras hemorrágicas são decorrentes de hemorragias, apenas.
4. O exame do líquido sinovial está entre os mais importantes exames para complementar 
a avaliação de pacientes com patologias na cavidade articular, fornecendo um diagnós-
tico específico e orientando o tratamento adequado. A análise laboratorial do líquido 
sinovial permite determinar a presença de artrite, bem como classificar os distúrbios 
articulares em cinco grupos, numerados de I a IV, conforme mostra a tabela a seguir:
Grupo ArtropatiasGrupo I - Não inflamatório
Osteoartrite
Artrite traumática
Acromegalia
Grupo II - Inflamatório
Artrite reumatoide
Lúpus eritematoso sistêmico
Febre reumática
Artrite psoríase
Síndrome Reiter
Colite ulcerativa
Grupo III - Séptica/infeccioso Artrite séptica (bactérias, fungos, Mico-
bacterium, vírus...)
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VAMOS PRATICAR
Grupo IV - Induzido por cristais Pseudogota (condrocalcinose)
Fluido amniótico Amniocentese
Grupo V - Hemorrágico
Artrite traumática
Distúrbios de coagulação (hemofilia)
Hemangioma
Tabela 1 - Classificação dos grupos de artropatias
Fonte: Barcelos e Aquino (2018, p. 214).
A diminuição da viscosidade indica a presença de artropatias inflamatórias. A concen-
tração deve ser sempre comparada com a glicemia preferencialmente após jejum de 8 
horas, para permitir o equilíbrio entre os dois fluidos. Valores diminuídos são indicativos 
de processos inflamatórios (Grupo II), com redução entre 0 e 20 mg/dL no líquido sinovial 
ou séptico (III) com níveis de redução superior entre 20 e 100 mg/dL no líquido sinovial 
(BARCELOS; AQUINO, 2018).
De acordo com a classificação do líquido sinovial, valores de leucócitos entre 200 e 3.000 
mm3, com aumento de monócitos e linfócitos, são indicativos de patologias não inflama-
tórias (Grupo I); contagem de leucócitos entre 3.000 e 7.500 mm3, com valores eleva-
dos de neutrófilos, são indicativos de artropatias inflamatórias (Grupo II); entre 50.000 e 
200.000, com neutrófilos acima de 90%, são encontrados nas artrites sépticas (Grupo III); 
e no Grupo IV (induzidas por cristais) pode variar entre 500 e 200.000 mm3 (BARCELOS; 
AQUINO, 2018).
A análise laboratorial do líquido sinovial permite determinar a presença de artrite, bem 
como classificar os distúrbios articulares em não inflamatórios, inflamatórios, infecciosos/
sépticos, induzidos por cristais e hemorrágicos. Determinada amostra de LS apresenta 
alterações como baixa viscosidade, níveis de glicose reduzidos e valores de leucócitos 
superior a 200.000 mm3, com neutrófilos acima de 90%. Com base nos resultados obtidos 
nessa amostra, classifique V para as afirmativas verdadeiras e F para as falsas:
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VAMOS PRATICAR
( ) Processo induzido por cristais. 
( ) Processo não inflamatório.
( ) Processo infeccioso ou séptico.
Assinale a alternativa que apresenta a sequência correta:
a) V - F - V.
b) F - V - F.
c) V - V - F.
d) F - F - V.
e) V - V - V.
5. A identificação de microrganismos no líquido sinovial é realizada pela coloração por 
Gram e Ziehl-Neelse, e cultura em meios enriquecidos como ágar sangue e ágar cho-
colate.
Os níveis de glicose são importantes para diferenciar a meningite bacteriana e viral.
Os cristais de urato de monossódico são encontrados em caso de artrite de gota, já os 
pirofosfatos de cálcio são encontrados principalmente dentro de leucócitos e macrófagos 
na pseudogota.
A coleta dos líquidos cerebrospinal e sinovial é realizada inserindo uma agulha específi-
ca em suas cavidades e aspirando o líquido com uma seringa. Depois da coleta podem 
ser realizados diversos exames, incluindo avaliação macroscópica, testes bioquímicos, 
contagem global e diferencial de células e exames para doenças infecciosas, ajudando 
no diagnóstico e tratamento do paciente. Com base nessas informações, analise as afir-
mativas a seguir:
As culturas do líquido sinovial são geralmente plaqueadas em meios enriquecidos com 
ágar sangue e ágar chocolate. 
II. Na análise bioquímica do fluido cerebrospinal os níveis de glicose são importantes para 
diferenciar a meningite bacteriana e viral.
III. Os cristais de urato monossódico são associados à pseudogota, enquanto os cristais 
de pirofosfato de cálcio estão associados à gota.
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VAMOS PRATICAR
É correto o que se afirma em:
a) I e II, apenas.
b) II, apenas.
c) I e III, apenas.
d) III, apenas.
e) II e III, apenas.
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1. O fluido coletado é distribuído em três ou quatro tubos estéreis e sem anticoagulante, 
enumerados na ordem em que são obtidos. O tubo 1 é encaminhado à seção de bioquí-
mica, o tubo 2 à seção de microbiologia e o tubo 3 para contagem celular. Na meningite 
bacteriana, o fluido é turvo e esbranquiçado, acompanhado de concentrações elevadas 
de proteínas e reduzidas de glicose. Números de leucócitos aumentados com neutró-
filos em maior porcentagem. Bactérias podem ser visualizadas em colorações Gram e 
confirmadas na cultura.
2. Para análise microbiológica deve ser colocadas alíquotas em tubo estéril heparinizado e 
amostras destinadas ao setor de bioquímica, tubos sem anticoagulantes. O líquido leitoso 
pode ser observado quando cristais estão presentes no líquido, sendo os mais comuns 
o urato monossódico encontrados nos casos de gota, e os de pirofosfato de cálcio nos 
casos de pseudogota. A gota é causada pela hiperuricemia, bem como pela ingestão 
dietética de purinas, álcool e frutose. A pseudogota está associada à artrite degenerativa 
resultando na calcificação da cartilagem e distúrbios, causando o aumento dos níveis 
séricos de cálcio.
3. A letra A está incorreta, pois além da contagem de hemácias e leucócitos é feita a conta-
gem diferencial de leucócitos. A letra B está está incorreta, pois as análises bioquímicas 
e microbiológicas sempre são realizadas.
A letra D está incorreta, pois o líquor estará límpido e incolor em condições normais.
4. As duas primeiras afirmativas são falsas, pois este quadro é característico de processo 
infeccioso ou séptico.
5. A afirmativa III está incorreta, pois está ao contrário: os cristais de urato de monossódico 
são encontrados em caso de artrite de gota, já os pirofosfatos de cálcio são encontrados 
principalmente dentro de leucócitos e macrófagos na pseudogota.
CONFIRA SUAS RESPOSTAS
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REFERÊNCIAS
BARCELOS, L. F; AQUINO J. L. Tratado de análises clínicas. Rio de Janeiro: Atheneu, 2018. 
(Livro eletrônico).
COMAR, S. R. et al. Análise citológica do líquido cefalorraquidiano. Estudos de Biologia, 
Curitiba, v. 31, n. 73-75, p. 93-102, jan./dez. 2009. Disponível em: https://www.researchgate.
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lorraquidiano/links/00b7d51812442d5645000000/Analise-citologica-do-liquido-cefalorra-
quidiano.pdf. Acesso em: 14 abr. 2023.
DIMAS, L. F.; PUCCIONI-SOHLER, M. Exame do líquido cefalorraquidiano: influência da tem-
peratura, tempo e preparo da amostra na estabilidade analítica. Jornal Brasileiro de Pato-
logia e Medicina Laboratorial, Rio de Janeiro, v. 44, n. 2, p. 97-106, abr. 2008. Disponível 
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LEITE A. A. et al. Análise do líquido cefalorraquidiano: revisão de literatura. Atas de Ciências 
da Saúde, São Paulo, v. 4, n. 3, p. 1-24, jul./set. 2016. Disponível em: https://revistaseletro-
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MAGALHÃES, L. Articulações do corpo humano. Toda Matéria, [2023]. Disponível em: ht-
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MUNDT, L. A.; SHANAHAN, K. Exame de urina e de fluidos corporais de Graff. 2. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2012.
OLIVEIRA, J. P. S. et al. Cerebrospinal fluid: history, collection techniques, indications, con-
traindications and complications. Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina Laborato-
rial, Rio de Janeiro, v. 56, p. 1-11, 2020. Disponível em: https://www.scielo.br/j/jbpml/a/
DpqyKS9CXBM7dY3QdXvFB6F/?lang=en. Acesso em: 14 abr. 2023.
PINHEIRO G. R. C. Revendo a orientação dietética na gota. Revista Brasileira de Reumato-
logia, São Paulo, v. 48, n. 3, p. 157-161, maio/jun. 2008. Disponível em: https://www.scielo.
br/j/rbr/a/SqgZzzNfzRk4BBTfkHJkC4M/?lang=pt. Acesso em: 14 abr. 2023.
POZZOBON, A. Biomedicina na prática: da teoria à bancada. Lajeado: Univates, 2017. Dis-
ponivel em: https://www.univates.br/editora-univates/media/publicacoes/233/pdf_233.
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STRASINGER, S. K.;DI LORENZO, M. S. Urinálise e fluidos corporais. 5. ed. São Paulo: Li-
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VIEIRA, G. D.; SOUSA, C. M. Aspectos celulares e fisiológicos da barreira hematoencefáli-
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Sciences, v. 1, n. 4, p. 166-170, 2013. Disponível em: https://periodicos.unichristus.edu.br/
jhbs/article/view/38/36. Acesso em: 14 abr. 2023.
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MINHAS METAS
SÊMEN E LÍQUIDO AMNIÓTICO
FABIANE HORBACH RUBIN
Nomear as estruturas envolvidas na produção dos líquidos seminal 
e amniótico.
Analisar os aspectos quantitativos e qualitativos dos líquidos seminal 
e amniótico.
Compreender a composição celular normal e anormal dos líquidos.
Compreender o significado dos principais achados macroscópicos e 
microscópicos das amostras dos líquidos estudados.
T E M A D E A P R E N D I Z A G E M 5
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INICIE SUA JORNADA
Com a vasta qualificação e especialização dos médicos, a rotina laboratorial acaba 
tendo uma maior demanda de amostras, antes não muito rotineiras, como no 
caso de líquido seminal e amniótico. Se essas amostras chegarem ao seu labora-
tório/setor, você está apto para analisá-las?
A falta de conhecimento frente à análise desses materiais pode ser desfavo-
rável, uma vez que ter a disponibilidade de analisar diversas amostras amplia as 
possibilidades de clientes, traz credibilidade, além de ser uma ótima oportunidade 
de para que o profissional se torne referência nesses exames, por conta de serem 
amostras antes não muito analisadas.
Esteja à frente das atualizações, traga formas práticas de analisar esses mate-
riais, capacite-se e esteja sempre em contato com os médicos, que solicitam esse 
tipo de amostra. Isso também irá favorecer uma melhor aprendizagem.
E lembre-se: estar seguro no que faz traz credibilidade e fideliza muitos pa-
cientes, permitindo que o profissional se sobressaia no trabalho.
Você já ouviu falar em sêmen e líquido amniótico? São fluí-
dos biológicos importantes para o sistema reprodutor mas-
culino e para a gestação, respectivamente. Venha comigo 
neste podcast e conheça! Ouça no seu Ambiente Virtual de 
Aprendizagem.
PLAY NO CONHECIMENTO
UNICESUMAR
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/14640
TEMA DE APRENDIZAGEM 5
LÍQUIDO SEMINAL
A análise do líquido seminal é o primeiro teste a ser solicitado para avaliar a saúde 
da próstata e qualidade dos espermatozoides, e para auxiliar na investigação da 
infertilidade masculina.
De acordo com a Organização Mundial de Saúde (OMS), a infertilidade é um 
problema de saúde mundial que afeta em torno de 48 milhões de casais e 186 
milhões de pessoas ao redor do mundo, e, no Brasil, cerca de 8 milhões de in-
divíduos podem ser inférteis (MALAVÉ-MALAVÉ, 2022).
O aparelho reprodutor masculino é formado basicamente por estruturas externas 
e internas. O pênis e o saco escrotal são estruturas externas do aparelho repro-
dutivo masculino, enquanto os testículos, epidídimos, canal deferente, glândulas 
seminais, glândulas bulbouretrais, ducto ejaculatório, uretra e próstata são as 
estruturas internas. Os testículos são duas glândulas ovais localizadas no saco 
escrotal, formados pelos túbulos seminíferos, onde ocorre a produção de esper-
matozoides pelo de processo espermatogênese e a produção de hormônios, como 
a testosterona (LAGE, 2013).
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Após a conclusão da espermatogênese, os espermatozoides migram e ficam 
armazenados no epidídimo, onde completam sua maturação e desenvolvem o 
flagelo. No momento da ejaculação, eles são impulsionados pelos ductos deferen-
tes para o interior dos ductos ejaculatórios, os quais recebem os espermatozoides, 
bem como as secreções das glândulas seminais, próstata e das glândulas bulbou-
retrais, e formam a mistura conhecida como sêmen ou esperma. Assim, durante a 
ejaculação, o sêmen é expelido do corpo (STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
Vesícula
seminal
Ducto
deferente
Pênis
Testículo
Uretra
Bexiga
Epidídimo
 
Figura 1 - Órgãos internos do sistema reprodutor masculino / Fonte: Mundo Educação ([2023a], on-line).
Descrição da Imagem: na figura ilustrativa, de forma frontal, pode-se observar órgãos internos do sistema re-
produtor masculino. Na parte superior e ao centro da imagem, é possível observar uma estrutura em “meia-taça” 
avermelhada, representada pela “bexiga”. Ao final dessa estrutura, ilustra-se pequenos círculos maciços em con-
junto, em tom de amarelo escuro, os quais representam a “vesícula seminal”. Da metade da “bexiga”, descem duas 
linhas amarelo escuro, uma para a esquerda e outra para a direita, representando os “ductos deferentes”, os quais 
vão descer até estruturas delgadas, caracterizadas como “epidídimos”, que estão na lateral de estruturas ovais 
avermelhadas, caracterizadas pelos “testículos”, um fica ao lado esquerdo e outro ao direito de uma estrutura em 
formato de “u”, caracterizado pelo “pênis”. No interno do “pênis“, há um canal mais escuro, que caracteriza a “uretra”.
Os espermatozoides representam apenas 1% do volume total do 
esperma, o líquido seminal, levemente alcalino, composto de ácido cítrico, 
flavinas, potássio e elevadas concentrações de frutose, constitui de 45% a 85% 
do sêmen (JUNQUEIRA; CARNEIRO, 2008). O fluido prostático, composto 
de fosfatase ácida, ácido cítrico, zinco e enzimas, contribui, em torno de 23%, 
sendo responsável pela coagulação e liquefação do sêmen.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
Já as glândulas bulbouretrais contribuem com 1% do volume do sêmen, 
ajudando a neutralizar a acidez da próstata e da vagina.
Conforme dito anteriormente, os espermatozoides são formados nos testícu-
los, especificamente nos túbulos seminíferos, a partir de um processo chamado 
espermatogênese. 
A espermatogênese se inicia ainda na fase embrionária do homem. 
Esse processo é dividido em fase espermatocitogênese, fase meiótica e esper-
miogênese; o processo completo leva aproximadamente 74 dias (BARCELOS; 
AQUINO, 2018).
A partir das células germinativas primordiais, são formadas as espermatogô-
nias após sucessivas mitoses. Por volta dos 13 anos, elas se multiplicam, e algumas 
se diferenciam em espermatócitos primários. Estes se dividem por meiose, resul-
tando em espermatócitos secundários, que se dividem novamente e se tornam 
espermátides, as quais perdem parte do citoplasma e desenvolvem, a partir do 
centríolo, um flagelo. Assim, por processo denominado espermiogênese, diferen-
ciam-se em espermatozoides. 
A espermatogênese é um processo altamente regulado por 
hormônios, como o hormônio de crescimento (HGH), a testosterona, o 
hormônio luteinizante (LH) e o hormônio folículo estimulante (FSH).
Os espermatozoides são formados por três partes básicas: cabeça, peça interme-
diária e cauda. A cabeça possui a estrutura em formato oval, a qual contém o 
núcleo e em sua extremidade, o acrossoma – estrutura em formato de capuz, que 
contém enzimas, que auxiliam na penetração do ovócito no momento da fecun-
dação. Na peça intermediária, são encontradas mitocôndrias responsáveis pela 
produção de energia necessária para a motilidade da cauda com movimentos 
espiralados e rotacionais (STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
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Cauda
Peça
intermediária Cabeça
Microtúbulos
Núcleo
Acrossomo
Figura 2 - Principais estruturas do espermatozoide / Fonte: Mundo Educação ([2023b], on-line).
Descrição da Imagem: figura ilustrativa de um espermatozoide. Tomada de forma frontal, pode-se observar, da 
esquerda para a direita, uma linha sinuosa arredondada rosa claro, que vai ficando mais espessa até o centro da 
imagem, representada pela nomenclatura “cauda”. A partir dessa estrutura, há a presença de várias esferas em 
tons de amarelo claro, dispostas ao redor de uma estrutura, representada pela nomenclatura “peça intermediária”. 
A partir dela, encontra-se uma estrutura oval e achatada, com interior em tons de roxo, azul, verde e vermelho, 
caracterizada pela nomenclatura “cabeça”.
Cabe destacar que,durante a formação dos espermatozoides, pode-se apresentar 
alguma anormalidade morfológica, como por exemplo, com mais de uma cabe-
ça, com tamanhos fora da média ou ainda com diferentes números de caudas. 
Quanto maior a quantidade de espermatozoides com morfologia anormal, maior 
será a possibilidade de infertilidade masculina.
COLETA E MANIPULAÇÃO DO SÊMEN
O exame que analisa o sêmen é denominado de espermograma, solicitado por 
médicos urologistas e especialistas em reprodução humana, imprescindível na 
avaliação da fertilidade masculina, assim como para avaliar parâmetros quanti-
tativos e qualitativos, que ajudam no diagnóstico de infertilidade masculina, bem 
como de vários fatores de risco, os quais devem ser identificados, controlados ou 
tratados, incluindo o uso de drogas entorpecentes, alcoolismo, tabagismo, medi-
camentos, doenças infecciosas, distúrbios hormonais, varicocele, criptorquidia, 
entre outros.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
De forma geral, o exame de espermograma realiza análises em duas esferas 
distintas, sendo a primeira delas a análise macroscópica e a segunda, a análise 
microscópica. Na análise macroscópica, são analisadas as condições físicas do 
material, como aspecto, cor, liquefação, odor, volume e pH e na análise micros-
cópica, são verificados fatores, como a agregação e aglutinação dos espermato-
zoides, concentração, motilidade, vitalidade, estruturas morfológicas e contagem 
de células.
Para realizar a análise do sêmen, os procedimentos de coleta devem 
ser bem esclarecidos ao paciente, a fim de manter o controle de qualidade 
laboratorial. Os procedimentos de coleta e manipulação devem ser realizados, 
seguindo as instruções da Organização Mundial da Saúde (WHO, 2010), as quais 
são descritas a seguir:
• As amostras devem ser obtidas por masturbação, assegurando a coleta 
total do ejaculado.
• A coleta deve ser precedida de abstinência sexual de dois a no máximo sete 
dias; a fim de se obter uma amostra que reflita de forma precisa a contagem 
e viabilidade espermática.
• A amostra deve ser obtida num recinto silencioso e confortável disponibi-
lizado no laboratório para amenizar os efeitos inibitórios do paciente.
• A coleta domiciliar só deve ser permitida em caso de impedimento físico ou 
emocional. A amostra deve ser encaminhada ao laboratório o mais breve 
possível após a coleta, pois o material sofre coagulação devido à ação de 
uma enzima coagulante formada na próstata.
• Antes da coleta, o paciente deve lavar bem as mãos e o pênis com água e 
sabão, e enxugar com toalha descartável.
• A amostra deve ser coletada em frasco estéril aquecido ou recipiente plásti-
co não espermicida fornecido pelo laboratório.
• A amostra deve ser encaminhada ao laboratório em até 30 minutos, pois a 
liquefação ocorre entre 30 e 60 minutos. Caso seja necessário aguardar a 
análise, devem ser mantidas a temperatura de 20˚C a 37˚C.
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Após a coleta, na recepção, deve ser etiquetada a amostra, registrado o nome do 
paciente, o período de abstinência sexual, data e hora da coleta e de recepção da 
amostra, além do uso de medicamentos e se houve perda de material durante a 
coleta. A perda do material, principalmente durante o primeiro jato, que contém 
a maior concentração de espermatozoides, pode influenciar na contagem total 
de espermatozoides.
Todas as amostras do sêmen devem ser manuseadas com precauções de 
segurança, desde a recepção até as análises laboratoriais, pois pode conter 
microrganismos patogênicos como qualquer líquido (ROCHA, 2014).
APROFUNDANDO
ANÁLISE MACROSCÓPICA
Neste momento da análise, é observado o volume de líquido seminal, o pH, que 
mede a acidez do material coletado, a cor e o aspecto, a viscosidade, e o tempo 
de liquefação, que se refere ao tempo que o sêmen demora para sair do estado 
viscoso para o líquido. Os achados macroscópicos em conjunto com os achados 
microscópicos auxiliam no diagnóstico e tratamento da infertilidade.
VOLUME
O valor de referência varia de 1,5 a 5 ml em caso de ejaculação total. Sendo 
assim, caso o valor identificado pelo exame seja inferior à medida, o diagnóstico 
é de hipospermia. Isso indica que o homem apresenta baixa quantidade de 
sêmen por ejaculação, podendo estar relacionado à obstrução dos ductos ejac-
ulatórios, ausência congênita das vesículas seminais, hipogonodismo e perda de 
material (ROCHA, 2014). Pode ocorrer também a azoospermia, que é a ausência 
de espermatozoides observada em caso de vasectomia. Existem tratamentos 
para ambos os casos. Valores aumentados, chamados de hiperespermia, po-
dem ser identificados em período de abstinência sexual prolongado. Para medir 
o volume, pode ser utilizado pipeta estéril graduada ou um copo cilindro e grad-
uado em incrementos de 0,1 ml. Deve ser evitado o uso de seringas plásticas, 
pois podem interferir na motilidade dos espermatozoides.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
LIQUEFAÇÃO
Quando a amostra chega ao laboratório é observada quanto ao tempo de lique-
fação. O sêmen normal costuma coagular e liquefazer entre 30 e 60 minutos 
após a colheita, o tempo de liquefação superior a 60 minutos é considerado 
anormal. As amostras em que não ocorre a liquefação devem ser submetidas ao 
processo mecânico de liquefação, que consiste na passagem uso de bromelina 
com concentração 1g por litro ou solução alfa-amilase, a fim de solubilizar o 
muco para permitir contagens precisas de espermatozoides (ROCHA, 2014). 
Quando a amostra demora a chegar ao laboratório, pode já ter acontecido a liq-
uefação, impedindo a observação da ocorrência da coagulação. A amostra em 
que é observada a azoospermia e que não coagula, pode ser indicativo de aus-
ência congênita bilateral dos ductos deferentes e vesículas seminais (MUNDT; 
SHANAHAN, 2012).
ASPECTO, COR E ODOR
Dentro dos padrões de normalidade, é opaco e cinza opalescente, branco e 
homogêneo. Coloração amarelada ou avermelhada, pode ser um forte indicativo 
de infecções no trato reprodutivo masculino e até de doenças mais graves, 
como o câncer de próstata. Logo após a coleta, o sêmen tem cheiro característi-
co próprio, que pode ser comparado à água sanitária, e esse odor se deve a 
substâncias produzidas pela próstata, podendo ser ausente em caso de atrofia 
da próstata e prostatites.
VISCOSIDADE
A consistência da amostra é considerada normal quando é levemente viscosa 
e gotas são formadas. Quando forma filamentos de mais de dois centímetros, 
é considerada anormal (RODRIGUES, 2018). A viscosidade pode ser observada 
durante a mensuração do volume ou pipetagem para outros testes. Viscosidade 
aumentada pode estar relacionada à disfunção prostática por inflamação crôni-
ca, presença de muito muco ou presença de antiespermatozoides.
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POTENCIAL HIDROGENIÔNICO (PH)
Mede a acidez da amostra colhida. A medição deve ser determinada dentro do 
tempo padrão, não ultrapassando uma hora após a ejaculação, e varia entre 7,2 a 
8,0. O recipiente contendo a amostra deve ser mantido fechado para evitar o es-
cape de CO2 para o meio ambiente, que, em contato com o ar, eleva-se e atinge 
valores superiores a 8,0, invalidando a medida (BARCELOS; AQUINO, 2018). Va-
lores aumentados indicam infecção no trato reprodutivo, enquanto a diminuição 
está associada ao aumento do fluido prostático. Para medir o pH, podem ser 
utilizadas tiras de reagentes usadas no exame de urina e as cores comparadas 
com a tabela do fabricante.
Anticorpos antiespermatozoides são a forma mais comum da infertilidade 
imunológica nos homens. Eles são um grupo de proteínas que se ligam 
aos espermatozoides, e, assim, afetam sua habilidade de movimentação, 
impedindo a fertilização do óvulo. Além disso, ao se ligarem aos esper-
matozoides, o corpo os identifica como invasores, e as células de defesa do 
organismo os atacam.
APROFUNDANDO
ANÁLISE MICROSCÓPICA
A análise microscópica, por sua vez, é mais criteriosa e analisa a concentração 
de espermatozoides por 1ml de líquido seminal, a concentraçãototal de esper-
matozoides no ejaculado, a agregação e aglutinação espermática, a morfologia, 
que avalia a forma, a concentração de leucócitos, a motilidade e, por fim, a vita-
lidade, que mede a quantidade de espermatozoides vivos na amostra. Os valores 
de referência para os parâmetros microscópicos, assim como dos parâmetros ma-
croscópicos foram atualizados pela Organização Mundial de Saúde e publicados 
na WHO Laboratory Manual for the Examination and Processing of Human 
Semen (2010) e devem ser seguidos pelos laboratórios.
Concentração/contagem de espermatozoides: a concentração refere-se 
ao número de espermatozoides por 1ml de sêmen. Segundo a OMS (WHO, 
2010) a contagem de espermatozoides deve ser realizada em hemocitômetro de 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
Neubauer, onde o sêmen é diluído em 1:2, 1:5, 1:10, 1:20 ou até 1:50 com água 
destilada para imobilizar os espermatozoides para contagem.
Deve-se utilizar uma tabela disponibilizada no manual da OMS de correção 
para obter o resultado final. São contados apenas os espermatozoides intactos, ou 
seja, aqueles que possuem cabeça e cauda. Caso o número de espermatozoides por 
campo visual varie consideravelmente, a amostra deve ser novamente misturada 
até obter uma amostra homogênea e preparada uma nova lâmina.
TERMINOLOGIA CONCENTRAÇÃO OBSERVAÇÕES
Normozoospermia
> 15X 106/ml ou
>39X 106/ml ejaculado
____
Oligozoospermia <15X106/ml
Associada a altera-
ções cromossômicas, 
varicocele, problemas 
endócrinos e fato-
res externos, como 
exposição aos raios 
X, medicamentos e 
produtos químicos.
Polizospermia >200x106/ml
Associada a altera-
ções cromossômicas, 
baixa concentração 
de ATP e função 
acrossomal alterada.
Criptozoospermia
Esparsos espermatozoides 
no ejaculado
Falha testicular.
Azoospermia
Nenhum espermatozoide no 
ejaculado
Pode ter origem 
obstrutiva que 
impede a liberação 
dos espermatozoi-
des no ejaculado ou 
falha testicular seria, 
também resultado da 
vasectomia realizada 
com sucesso.
Tabela 1 - Concentração espermática. Valores de Referência (WHO, 2010) / Fonte: Rocha (2014, p. 337).
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O número total de espermatozoides é realizado, multiplicando-se a concentração 
de espermatozoide por ml pelo volume, com valor de referência igual ou superior 
a 39 milhões/ejaculado. 
As concentrações normais de espermatozoides, segundo a OMS, 
variam de 15 a 200 milhões/ml, conforme mostrado na Tabela 1. 
Quando a concentração é inferior a 15 milhões/ml, o quadro se chama oligo-
zoospermia e pode levar a dificuldades de fecundação do óvulo.
Agregação e aglutinação: em condições normais são ausentes. Para avaliar 
a presença ou ausência de agregação e aglutinação, deve ser colocado 20ul de 
sêmen a fresco sobre uma lâmina coberta com lamínula em microscópio com 
ampliação de até 400 vezes. De acordo com a OMS (WHO, 2010), a agregação é 
exclusivamente para espermatozoides imóveis. Devem ser descritos como espe-
cíficos somente espermatozoides imóveis e inespecíficos, espermatozoides agre-
gados a células epiteliais ou filamentos de muco. A aglutinação é exclusivamente 
referida aos espermatozoides móveis, que podem ser observados aderidos cabeça 
a cabeça, cauda a cauda ou de forma mista, podendo indicar a presença de anti-
corpos antiespermatozoides.
A aglutinação quando presente deve ser descrita, usando-se os seguintes 
critérios:
Grau 1: isolado (<10 espermatozoides por aglutinado, muitos livres);
Grau 2: moderado (10–50 espermatozoides por aglutinado, livres);
Grau 3: grande (aglutinados de >50 espermatozoides, alguns ainda livres);
Grau 4: grosso (todos os espermatozoides aglutinados e grupos aglutinados 
interligados).
Motilidade: a fertilização de um ovócito depende da capacidade do espermato-
zoide de alcançar e unir-se a este. 
O teste de motilidade avalia a capacidade de movimento espontâneo 
dos espermatozoides.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
Realizado em câmara de contagem com microscopia óptica e deve ser feito 
com 10 µl de sêmen a fresco entre lâmina pré-aquecida e coberta com lamínula, 
repousar por alguns minutos e examinar em microscópio óptico com aumento 
de até 400 vezes (MUNDT; SHANAHAN, 2012).
A motilidade é classificada de acordo com o movimento dos espermatozoi-
des, sendo dividida em três categorias: espermatozoides móveis progressivos 
(MP), espermatozoides móveis não progressivos (NP) e espermatozoides 
imóveis (IM). Segundo os critérios da OMS (WHO, 2010), uma amostra seminal 
deve apresentar pelo menos 32% de espermatozoides que se movem de forma rá-
pida ou lenta (progressivamente móveis) e ainda 40% de espermatozoides móveis 
totais. O número total de espermatozoides progressivamente móveis no ejaculado 
é obtido pela multiplicação do número total de espermatozoides no ejaculado 
pela percentagem de células progressivamente móveis.
A motilidade pode ser afetada por vários fatores, como temperatura, presen-
ça de anticorpos antiespermatozoides, defeitos na cauda dos espermatozoides, 
presença de substâncias contaminantes durante a coleta. Quando temos esper-
matozoides totalmente imóveis no ejaculado, impedindo a movimentação dos 
gametas, chamamos de astenozoospermia.
Morfologia: avaliada a partir de preparação de esfregaço corado, preferen-
cialmente com Papanicolau, mas outros corantes, como Giemsa e Whright, po-
dem utilizados, assim são contados de 100 a 200 espermatozoides como normais 
e anormais, empregando óleo de imersão (STRASINGER; DI LORENZO, 2009). 
Atualmente, os aspectos morfológicos dos espermatozoides são descritos pelos 
critérios estritos de Kruger, que avaliam as estruturas da cabeça, corpo, peça 
intermediária e cauda dos espermatozoides, sendo considerado normal quando 
possui cabeça em formato oval, lisa e regular e região acrossômica entre 40% a 
70% da cabeça do espermatozoide, tenha cerca de 5 a 6 µm de comprimento e 3 
µm de largura e uma cauda flagelar com aproximadamente 45 µm de comprimen-
to e ainda não haver nenhum defeito na peça intermediária e cauda. Segundo a 
OMS (WHO, 2010), a referência de formas normais é igual ou superior a 4% dos 
espermatozoides examinados na amostra.
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De acordo com os critérios de Kruger, os espermatozóides podem ter defeitos 
na cabeça (fusiforme, piriforme, achatada, achatado no sítio da implantação da 
cauda, cabeça ovalada de um lado, redonda); defeitos no acrossomo (acrossomo 
pequeno inferior a 40% e acrossomo grande superior a 70); defeito do corpo 
e peça intermediária (peça intermediária larga, gota intracitoplasmática, peça 
intermediária separada) e; defeitos de cauda (espiralada, ângulo > 90º).
Análise de células redondas: as células redondas são elementos comuns 
de aparecer no ejaculado. São observadas células da linhagem germinativa (es-
permatócitos e espermátides), leucócitos (maioria neutrófilos e macrófagos) 
e glóbulos proteicos. O valor de referência é igual ou inferior a 1,0 milhão de 
células redondas/mL (WHO, 2010). Em caso de valor superior à medida, deve 
ser realizada a diferenciação do tipo celular através do teste de Endtz ou pero-
xidase, sendo que os leucócitos coram em marrom e as células jovens, em rosa. 
O aumento de leucócitos é denominado leucocitospermia e indica que há um 
processo infeccioso.
Vitalidade: o teste realizado para determinar se os espermatozoides imóveis 
estão vivos ou mortos (necrospermia) por meio da preparação de esfregaço no 
qual pode ser utilizado isoladamente o corante eosina ou junto com o contra-
corante nigrosina, que confere um fundo escuro, permitindo a visualização dos 
espermatozoides viáveis e inviáveis (BARCELOS; AQUINO, 2018). É realizada 
a contagem de no mínimo 200 espermatozoides em aumento de 400 vezes. Os 
espermatozoides mortos apresentam membranas danificadas, deixando o corante 
entrar, preenchendo a cabeça de vermelho, enquanto as membranas dos esperma-
tozoides vivos mantêm-se intactas e não deixam o corante entrar. Um indivíduo 
normal possui cerca de pelo menos 58% de formasvivas.
Hemácias: normalmente, a presença de hemácias na amostra de sêmen é de 
até 1 milhão de hemácias por ml de sêmen. Valores acima indicam hemosper-
mia, sugestivo de doenças da próstata e das vesículas seminais, como inflamações, 
hiperplasias e câncer.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
TESTES BIOQUÍMICOS E MICROBIOLÓGICOS
Embora não seja comum o médico solicitar dosagens bioquímicas de amostra 
de sêmen, elas podem fornecer informações que auxiliam na investigação das 
causas da infertilidade masculinas e são recomendadas pela OMS. De acordo com 
Barcelos e Aquino (2018), os marcadores bioquímicos presentes nas glândulas 
do sistema reprodutivo masculino incluem ácido cítrico, inositol, fosfatase ácida, 
zinco, cálcio e magnésio presentes na próstata, já nas vesículas seminais, estão 
presentes a frutose, prostaglandinas e ácido ascórbico, enquanto nos epidídimos, 
são encontrados L-carnitina livre, glicerilfosforilcolina e alfaglucosidade neutra.
Existem testes para a determinação desses marcadores, mas ainda não se 
sabe de fato o papel de cada uma delas, com exceção da determinação da fru-
tose, substância androgênica-dependente, produzida pelas vesículas seminais, 
que consiste em fonte de energia para os espermatozoides. A frutose pode estar 
ausente ou diminuída em várias condições que causam infertilidade masculina, 
por isso, quando não for observado nenhum espermatozoide na amostra e não se 
tratar de uma amostra pós-vasectomia, deve ser realizado um teste quantitativo 
para a frutose.
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A vasectomia é um procedimento cirúrgico simples e seguro que interrompe 
o fluxo de espermatozoides produzidos nos testículos. Trata-se de um 
método de contracepção que secciona os canais deferentes, tornando o 
homem estéril, mas não interfere na produção de hormônios masculinos 
nem em seu desempenho sexual. O resultado esperado do espermograma 
após a vasectomia é a azoospermia ou haver menos de 100 mil espermato-
zoides imóveis.
APROFUNDANDO
As dosagens bioquímicas devem ser realizadas com uma gota de sêmen liquefeita 
e centrifugada. Para dosagem da frutose, geralmente, são utilizados os métodos 
espectrofotométricos de Roe ou resorcinol (BARCELOS; AQUINO, 2018). Au-
sência de frutose no líquido seminal, baixo volume seminal e a falha do sêmen em 
coagular indicam a ausência congênita dos canais deferentes e vesículas seminais 
ou a obstrução dos ductos ejaculadores.
Quanto à análise microbiológica do sêmen, avalia-se a presença de leucócitos, 
o que pode ser sinal de infecção. 
A infecção genital pode ser um fator importante de infertilidade 
masculina, causada por vários microrganismos sendo responsáveis 
por aproximadamente 15% dos casos. 
Depois de confirmada a leucospermia, deve complementar-se a investigação com 
espermocultura tanto de microorganismos aeróbicos como anaeróbicos.
Durante a coleta devem ser tomados cuidados para não contaminar a amos-
tra. As bactérias mais frequentes que comprometem a fertilidade do homem são: 
Chlamydia trachomatis, Micoplasma hominis, Ureaplasma urealyticum e Her-
pes simplex (MUNDT; SHANAHAN, 2012). Ainda de acordo com o autor, esses 
microrganismos podem levar à produção de anticorpos antiespermatozoides. 
Já as infecções causadas por Candida albicans podem prejudicar a motilidade 
espermática, uma vez que causa a aglutinação de espermatozoides.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
TESTES IMUNOLÓGICOS
A espermatogênese normalmente acontece atrás de uma barreira imunológica 
nos testículos, porém, anticorpos autoimunes contra espermatozoides podem 
ser desencadeados quando há um trauma, intervenção cirúrgica no órgão genital 
ou ainda quando uma infecção provoca ruptura na barreira entre o esperma e 
o sangue, assim ocorre produção de anticorpos, podendo ser encontrados tanto 
no soro como no sêmen. Atualmente os métodos mais utilizados que detectam a 
presença de anticorpos antiespermatozoides no plasma seminal são os métodos 
de Immunobead e da reação mista da antiglobulina (MAR test) realizados em 
amostra a fresco (BARCELOS; AQUINO, 2018).
O MAR teste é um método direto para detectar a presença de anticorpo an-
tiespermatozoide no sêmen identificando a imunoglobulina IgA ou IgG, através 
de partículas de látex. Solicitados quando há diminuição isolada da motilidade, 
presença de aglutinação na análise seminal ou em casos de infertilidade sem 
causa específica. Esses anticorpos interferem em diversas etapas do processo de 
reprodução, já que prejudicam a funcionalidade do espermatozoide, através da 
aderência à sua membrana plasmática. O material para realização do teste deve 
ser colhido por automasturbação após período de abstinência sexual. A análise 
deve ser realizada em até quatro horas após a colheita do material.
Deve ser colocado em uma lâmina 10 µL de partículas de látex IgG ou hemá-
cias de carneiro revestidas de IgG e adicionar 10 µL de sêmen fresco e misturar 
com espátula. Posteriormente, adicionar 10 µL de soro anti-IgG diluído em 1:20 
em Ringer Frutose, misturar e cobrir com lamínula e observar em microscopia de 
fase. Após dez minutos, um total de no mínimo 100 espermatozoides devem ser 
avaliados para a determinação da porcentagem de móveis (BARCELOS; AQUI-
NO, 2018).
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O teste é positivo quando na presença de autoanticorpos são observados mais 
de 10% de espermatozoides móveis com partículas de látex aderidas, indicando 
a probabilidade da ocorrência de infertilidade imunológica masculina. Quando 
ausentes são vistos nadando livremente entre as partículas de látex. Nos pacientes 
vasectomizados, em 60% dos casos, há o desenvolvimento de anticorpos anties-
permatozoides.
O teste Immunobead utiliza esferas de poliacrilamida ligadas a anticorpos 
anti-imunoglobulinas humanas, e é capaz de detectar IgA, IgG e IgM, os tipos 
mais importantes na infertilidade imunológica com grande precisão no plasma 
seminal ou no plasma sanguíneo. Se mais de 20% ou mais dos espermatozoides 
tiverem Immunobeads aderidos na sua superfície, o teste é considerado positivo 
(BARCELOS; AQUINO, 2018).
Para conclusão do diagnóstico por meio do espermograma, é recomendado 
que o paciente repita esse exame por pelo menos duas vezes em intervalos de 
15 dias. Em casos de resultados discordantes, deve ser solicitado um terceiro 
espermograma. O exame do líquido seminal é imprescindível para avaliação da 
fertilidade masculina no estudo de patologias do trato reprodutivo, como vari-
cocele, infecções genitais, criptorquidia, além de doenças relacionadas a fatores 
ambientais, aos medicamentos ou à quimioterapia e aos produtos químicos. 
Normalmente, o espermograma também é aplicado após cirurgia de vasectomia 
ou de sua reversão para avaliar a eficácia do procedimento.
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LÍQUIDO AMNIÓTICO
O líquido amniótico é um fluido biológico que envolve o feto e preenche a bolsa 
amniótica, formada por duas membranas chamadas de córion e âmnion, que 
envolve o feto durante os seus nove meses de gestação e com várias funções 
importantes para crescimento e desenvolvimento do feto.
Saco
amniótico
Saco
amniótico
Placenta
Cordão
umbilical
Figura 3 - Líquido amniótico / Fonte: Salvador (2018, on-line).
Descrição da Imagem: tomada de forma lateral, pode-se observar, na figura ilustrativa, em tom de rosa claro, 
uma estrutura superior à esquerda, ovalada, fina, semelhante a um balão, denominado “saco amniótico”. Dentro, 
há uma estrutura em azul claro, caracterizando um líquido, denominado “líquido amniótico”. Na parte superior 
à direita, há uma estrutura pequena, em tons de marrom escuro, caracterizando a “placenta” e logo abaixo, em 
cima da estrutura em azul claro, há uma espécie de cordão, arredondado e enrolado em tons de rosa mais escuro, 
caracterizando o “cordão umbilical”.
A bolsa amniótica e o líquido começam a ser produzidos por volta do 12° dia 
após a concepção, e contêm diversos componentes vitais, como citocinas que 
protegem o feto contra infecções,hormônios, enzimas e outras substâncias. 
Porém a maior parte do líquido amniótico, em torno de 99%, é urina fetal.
O estudo do líquido amniótico, frequentemente, está relacionado a estudos 
citogenéticos, mas podem ser realizados diversos testes laboratoriais, que forne-
cem informações significativas sobre os processos metabólicos durante a matu-
ração fetal, bem como sua progressão. Quando complicações ocorrem e afetam 
negativamente o feto, deve ser avaliada a sua capacidade de sobreviver ao parto 
prematuro. A análise do líquido amniótico pode ser solicitada para o diagnóstico 
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de sofrimento e maturidade fetal, anomalias cromossômicas, defeitos do tubo 
neural e distúrbios genéticos. Nesse tópico, discutiremos os principais testes uti-
lizados para detectar essas condições.
O líquido amniótico que se encontra na cavidade amniótica é produzido 
pela placenta proveniente dos organismos da mãe e do feto. Esse líquido é muito 
similar à composição do plasma materno com presença de um pequeno nú-
mero de células epiteliais mortas do feto, trato urinário e digestivo do feto, que 
constituem a base para estudos citogenéticos, além de substâncias bioquímicas 
produzidas pelo feto, como bilirrubina, lipídios, enzimas e proteínas (STRASIN-
GER; DI LORENZO, 2009).
O líquido amniótico desempenha várias funções importantes além de amor-
tização do ambiente fetal contra traumas. Além disso, fornece nutrientes para 
o seu desenvolvimento, serve como uma barreira contra infecções, mantém a 
temperatura homeostática e desempenha papel essencial na troca de água e 
compostos orgânicos e inorgânicos entre o feto e a circulação materna (CAMPA-
NA; CHÁVEZ; HAAS, 2003).
O volume do líquido amniótico é regulado por um ajuste entre 
mecanismos secretores.
Como a urina fetal e o fluido pulmonar, e a absorção pela deglutição e fluxo 
intermembranoso, que é a troca de água e solutos do líquido amniótico pelo sis-
tema circulatório do feto. O volume aumenta regularmente com o transcorrer da 
gestação atingindo entre 1.000 ml a 1.500 ml no final da gestação. Normalmente, 
o volume aumenta em torno de 250 ml até a 16ª semana, 800 ml na 28ª semana, 
até alcançar 1.000 ml na 34ª semana e, em seguida, diminui progressivamente 
antes do parto (COSTA; CUNHA; BEREZOWSKI, 2005).
Durante o primeiro trimestre, aproximadamente 35 ml do líquido amniótico 
é proveniente do sistema circulatório materno. Na metade da gestação, o feto se-
creta um volume de líquido pulmonar necessário para expandir os pulmões com 
o seu desenvolvimento. Durante cada episódio respiratório fetal, o fluido pulmo-
nar secretado penetra no líquido amniótico, evidenciado pelos surfactantes que 
auxiliam na avaliação da maturidade fetal (STRASINGER; DI LORENZO, 2009).
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A partir do terceiro trimestre gestacional, é a urina fetal que é a principal fonte 
de líquido amniótico e no momento que ocorre a produção de urina fetal, o feto 
começa a deglutir o líquido amniótico, regulando seu volume. A deglutição fetal 
é o principal mecanismo de reabsorção do líquido amniótico e corresponde à 
média de 400 ml/dia até o final da gestação.
O volume reduzido de líquido amniótico é denominado oligodrâmnio, 
enquanto o aumento no volume do líquido é denominado hidrâmnio ou poli-
drâmnio. O polidrâmnio é o volume superior a dois litros do líquido, sendo as 
principais causas o sofrimento fetal agudo normalmente associado a distúrbios 
do tubo neural, malformação fetal, anomalias cromossômicas, diabete materno, 
arritmias cardíacas e infecções congênitas, já o oligoidrâmnio é o volume menor 
que 500 ml, considerado um grave problema durante a gestação (BARCELOS; 
AQUINO, 2018).
A redução do líquido pode estar relacionada a diversos fatores como a ruptu-
ra prematura das membranas (RPM), insuficiência placentária, anomalias congê-
nitas, aumento da deglutição fetal, deformidades do trato urinário e compressão 
do cordão umbilical, resultando na desaceleração da frequência cardíaca e 
na morte fetal (CAMPANA; CHÁVEZ; HAAS, 2003). Quando o feto começa 
a urinar as concentrações de ureia, creatinina e ácido úrico aumentam e as con-
centrações de proteínas e glicose diminuem.
A coleta do líquido amniótico é obtida por um procedimento chamado de 
amniocentese. A técnica frequentemente utilizada é a amniocentese transab-
dominal, que consiste na introdução de uma agulha longa e fina através da pa-
rede abdominal da mãe, do útero e da bolsa amniótica para aspiração do líquido, 
o procedimento é guiado por ultrassonografia tornando mais seguro principal-
mente após 14 semanas da gestação (BARCELOS; AQUINO, 2018).
Os riscos e complicações da amniocentese são raros, mas pode ocorrer san-
gramento vaginal, cólicas, traumas no bebê e quando realizado no primeiro tri-
mestre de gravidez há maior risco de abortamento.
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Assista a um vídeo sobre o procedimento da amniocentese 
transabdominal e observe a cor normal do líquido.
EU INDICO
Nesse exame, o volume coletado para análise laboratorial varia de 10 a 20 ml e 
no máximo 30 ml por meio da coleta em diversas seringas estéreis para evitar a 
contaminação de toda a amostra com sangue materno (MUNDT; SHANAHAN, 
2012). É recomendado que os primeiros 2 ou 3 ml coletados sejam descartados, 
pois podem estar contaminados por células teciduais e sangue materno.
Após a coleta, a amostra é distribuída em tubos plásticos estéreis, transpor-
tadas e armazenadas de acordo com critérios específicos para cada análise. As 
amostras destinadas à cultura de células e estudos cromossômicos devem 
ser armazenadas em temperatura ambiente ou incubadas a 37˚C para prolongar 
a vida das células fetais. Amostras para teste de maturidade pulmonar fetal 
devem ser transportadas refrigeradas para entrega no laboratório e mantidas 
refrigeradas em temperatura entre 2 °C e 8 °C e testadas dentro 72 horas. Já as 
amostras para exames bioquímicos devem ser centrifugadas de 2.000 a 5.000 
rpm/10 minutos para separar totalmente as células fetais e detritos o mais rápido 
possível, evitando distorções dos constituintes químicos pelo metabolismo ou 
desintegração celular.
A amniocentese pode ser realizada durante a gravidez normalmente a partir 
do segundo trimestre de gestação, que corresponde de 15 a 20 semanas de gesta-
ção. Deve ser realizado principalmente quando os testes de triagem gestacional 
forem anormais.
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/19426
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Segundo Barcelos e Aquino (2018), neste período gestacional, é indicada nas 
seguintes condições:
• histórico familiar de anomalias cromossômicas;
• presença de malformação detectada ao ultrassom;
• história de malformação ou doença genética em gestação anterior;
• histórico familiar de doenças genéticas ou doenças metabólicas;
• concentrações elevadas de alfafetoproteína no soro materno;
• filho anterior com distúrbio do tubo neural;
• mais de dois abortos espontâneos.
Após 20 semanas, a amniocentese é indicada para avaliar a maturidade pulmo-
nar fetal, infecção congênita, doença hemolítica do recém-nascido causada por 
incompatibilidade de Rh e sofrimento fetal.
ANÁLISES LABORATORIAIS DO LÍQUIDO AMNIÓTICO
No líquido amniótico são encontradas substâncias secretadas pelo feto durante 
o seu desenvolvimento, bem como células e outros materiais. Essas amostras 
podem ser avaliadas em laboratório para atestar a saúde do bebê, além de diag-
nosticar doenças genéticas, defeitos congênitos e anomalias congênitas, avaliar a 
maturidade fetal e monitorar doença hemolítica fetal. De acordo com a finalida-
de, os testes podem ser classificados em testes para diagnóstico pré-natal de 
anomalias cromossômicas, testes de sofrimento fetal e testes de maturidade fetal.
Análise Física e Citológica
O líquido amniótico normal é claro e transparente nos primeiros meses de ges-
tação, e no fim da gestação, é turvo e leitoso. Em condições patológicas, pode 
apresentar-se verde escuro, podendo ser resultadoda liberação de fezes no líqui-
do amniótico, chamado de mecônio. O excesso de mecônio ingerido pelo feto 
pode provocar sofrimento fetal. Uma coloração amarela-escuro está associada 
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à presença de bilirrubina, indicativo de lise das hemácias geralmente provocada 
pela doença hemolítica do recém-nascido por incompatibilidade sanguínea. En-
quanto o líquido com coloração vermelho é indicativo de hemorragia e punção 
traumática e o líquido marrom indica sofrimento fetal antigo ou óbito fetal. A 
diferenciação entre hemorragia e punção traumática pode ser determinada pelo 
teste Kleihauer-Betke que identifica a hemoglobina fetal.
A pesquisa de células orangiófilas, também chamada de índice citolipídico, 
geralmente é realizada pela coloração de sulfato azul de Nilo. As células da ma-
turidade têm origem descamativas da epiderme fetal, as quais são revestidas de 
gordura das glândulas sebáceas (NOMURA et al., 2001). A técnica de pesquisa 
consiste na mistura de uma gota do líquido amniótico com uma gota de sulfato 
azul de Nilo a 0,1% em lâmina e leitura em microscopia óptica. As células quera-
tinizadas do epitélio (orangiófilas) ricas em gordura coram-se de laranja.
A estimação da maturidade fetal depende da porcentagem das células oran-
giófilas, contando-se em cada caso 500 células; conforme a maturidade fetal, o 
número de células orangiófilas aumenta. Barcelos e Aquino (2018) dão as seguin-
tes estimativas para a maturidade fetal: antes de 34 semanas de gestação, menos 
de 1% de células orangiófilas são observadas; entre 34 e 38 semanas, observa-se 
de 1% a 10%; entre 38 e 40, são vistas de 10% a 40% e, acima de 40 semanas de 
gestação, observa-se mais de 40% de células orangiófilas no líquido amnióticos.
 Análise do Líquido Amniótico para Anomalias Cromossômicas, 
Distúrbios Genéticos e Defeitos Congênitos
O exame citogenético, também denominado de análise cromossômica ou carió-
tipo, fornece informações importantes relacionadas ao sexo do feto, anomalias 
genéticas e distúrbios congênitos do tubo neural. 
Frequentemente o exame citogenético é realizado para detecção de 
trissomia 21 (Síndrome de Down).
O exame é realizado através de cultura de células do líquido amniótico entre a 14ª 
e a 20ª semanas de gestação, sendo que nesses casos as células coletadas passam 
por cultivo e depois são lisadas para análise cromossômica, avaliando os 22 pares 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
de cromossomos, os sexuais e analisando o conteúdo enzimático, verificando 
possíveis defeitos de metabolismo (BARCELOS; AQUINO, 2018).
Cariótipo é um conjunto diploide de células somáticas de uma dada espécie. 
A espécie humana possui 46 cromossomos, agrupados em 23 pares, sendo 
22 autossômicos e um par alossômico sexual (XX ou XY), diferindo o gêne-
ro masculino e feminino.
APROFUNDANDO
 
Além da Trissomia 21, ocasionada pela presença de um cromossomo 21 extra no 
cromossomo 21, várias outras anomalias cromossômicas podem ser identificadas, 
como a Síndrome de Turner, causada pela ausência de um cromossomo X em 
indivíduos do sexo feminino, e a Síndrome de Patau ou Trissomia 13, causada por 
um cromossomo 13 extra, entre outras anomalias (BARCELOS; AQUINO, 2018).
A alfafetoproteína (AFP) é a principal glicoproteína produzida pelo fígado 
fetal no início da gestação. Suas concentrações vão declinando até o final da ges-
tação se o desenvolvimento fetal for normal. Os valores normais são baseados na 
idade gestacional, a produção máxima de AFP ocorre por volta da 16ª semana, 
após esse período vai gradativamente reduzindo até o final da gestação.
Os níveis aumentados são encontrados no soro materno e líquido amniótico, 
quando a pele não consegue fechar sobre o tecido neural, como ocorre na espinha 
bífida e anencefalia (STRASINGER; DI LORENZO, 2009). Como nessas condi-
ções o tubo neural se encontra aberto, a AFP é diretamente liberada do líquido 
cerebrospinal para o líquido amniótico, tendo como consequência os níveis am-
nióticos de AFP elevados. Outras condições, como defeitos da parede abdominal, 
obstrução urinária e outras anomalias renais, defeitos de osteogênese e defeitos 
congênitos de pele, também podem aumentar os níveis de AFP. Já os níveis redu-
zidos são indicativos de Síndrome de Down e doença trofoblástica gestacional.
O teste de alfafetoproteína é indicado quando os níveis séricos 
maternos são elevados ou em caso de histórico familiar de defeitos do 
tubo neural. 
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Quando as concentrações de alfafetoproteína estão aumentadas é recomen-
dada a determinação da acetilcolinesterase amniótica (ACE), pois em distúrbios 
do tubo neural a dosagem da concentração de ACE é mais específica que a do-
sagem de alfafetoproteína.
Testes de Sofrimento Fetal
Diversas condições, como doença hemolítica do recém-nascido (DHRN), tam-
bém chamada de eritroblastose fetal, infecções e síndrome da angústia respira-
tória do recém-nascido (SAR) são associadas ao sofrimento fetal, sendo uma das 
maiores causas do nascimento prematuro e aborto espontâneo.
A DHRN ocorre quando a mãe desenvolve anticorpos contra antígenos da 
hemácia do feto e esses antígenos atravessam a barreira placentária provo-
cando a hemólise. Frequentemente a DHRN é causada pela sensibilização de 
uma mãe Rh negativa contra um antígeno RhD positivo fetal, mas anticor-
pos contra outros grupos sanguíneos ABO podem desencadear a destruição 
de hemácias (MUNDT; SHANAHAN, 2012).
APROFUNDANDO
A destruição das hemácias do sangue fetal resulta no aparecimento do produto de 
sua degradação no líquido amniótico, a bilirrubina. A quantificação da bilirrubina 
no líquido é realizada por análise espectrofotométrica proposta por Liley (1961). 
Esse espectrofotométrico estima o nível de bilirrubina no líquido amniótico, que 
se correlaciona com a gravidade do processo hemolítico. A densidade óptica 
(DO) do líquido amniótico é medida em intervalos entre 365nm e 550nm. Em 
450nm, há um aumento na DO, em virtude de ser nesse comprimento de onda 
que ocorre máxima absorção de bilirrubina (BARCELOS; AQUINO, 2018).
A diferença da DO, referida como diferença da absorbância a 450nm (Δ A 
450) é plotada num gráfico de Liley para determinar a gravidade da doença he-
molítica. Na amostra normal, a DO é maior que 365nm e diminui linearmente 
a 550nm. Nos gráficos a seguir (Figura 4), são mostrados a varredura espec-
trofotométrica, que mostra os picos de bilirrubina e oxiemoglobina no líquido 
amniótico, e o exemplo do gráfico ou curva de Liley.
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Figura 4 - Espectrofotométrica da bilirrubina e Gráfico de Liley / Fonte: Strasinger e Di Lorenzo (2009, p. 
263-264).
Descrição da Imagem: são apresentados dois 2 gráficos. No gráfico da esquerda, é possível observar no eixo “x” 
representado por Espectrometria normal (nm), valores de 365 até 550 e no eixo “y” representado por Absorbância, 
valores de 0 a 0,6. Além disso, no centro, entre os eixos, é possível observar uma reta descendente que sai do 
valor entre 0,6 e 0,5 e vai até 550, abaixo da reta está escrito verificação normal. Acima da reta existe uma linha 
curva, ascendente, formando um vale e dividindo a figura em duas partes coloridas, uma em tons de vermelho que 
representa pico de oxihemoglobina em 410 e a outra em amarelo que representa pico de bilirrubina em 450. No 
gráfico da direita, é possível observar no eixo “x” representado por Idade Gestacional em Semanas, valores que 
vão de 20 a 40, com intervalo de 2 e no eixo “y”, representado por Variação da densidade óptica, valores que vão 
de 0,01 a 1,0. Ele está dividido por três zonas. De cima para baixo, na altura de 0,20, sai uma linha retilínea com 
uma leve descendência que fica entre 0,1 e 0,2. Dessa reta para cima, na altura de 0,20 até 1,0, é representada 
a “Zona III” em tons de amarelo escuro, onde se lê: “Feto severamente afetado, o que exige intervenção”. Abaixo 
dessa reta, na altura de 0,1 sai outra linha descendente que vai até 40. Aqui estárepresentada a “Zona II”, em 
tons de amarelo, onde se lê: “Feto moderadamente afetado, o que requer monitoramento”. E abaixo desta, entre 
0,1 e 0,01 está a “Zona I” em tons de amarelo claro, onde se lê: “Feto não afetado ou feto discretamente afetado”. 
Tradução de termos: normal scan (verificação normal); gestational age in weeks (idade gestacional em semanas).
O gráfico de Liley relaciona a diferença de absorbância 450nm contra a semana 
gestacional, e possui três zonas de gravidade. Sendo assim, resultados dentro da 
Zona I (zona inferior) indicam ausência ou anemia hemolítica leve; resultados 
dentro da Zona II (zona intermediária) indicam feto moderadamente afetado e 
requerem acompanhamento médico; e resultados dentro da Zona III (zona su-
perior) indicam feto severamente comprometido e necessidade de intervenção 
médica, como parto ou transfusão intrauterina.
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A amostra para teste de bilirrubina deve ser protegida da luz, desde o momen-
to da coleta até a análise laboratorial. Em caso de exposição à luz, pode ocorrer a 
diminuição acentuada dos valores de bilirrubina. Assim, algumas medidas devem 
ser tomadas, como colocar o líquido em tubos de cor âmbar ou a utilização de 
saco preto para cobrir a amostra.
Em caso de sofrimento fetal, suspeito de infecções, pode ser realizado no 
líquido amniótico a coloração por Gram, cultura e testes moleculares para de-
tectar agentes infecciosos. O sofrimento fetal, como vimos no início, pode ser 
associado à síndrome da angústia respiratória do recém-nascido (SAR), doença 
comum associada à prematuridade. Alterações na quantidade ou na qualidade 
dos surfactantes pulmonares resultam no colabamento alveolar, provocando a 
SAR também chamada de doença pulmonar das membranas hialinas com con-
sequente atelectasia progressiva, edema, alteração da relação ventilação/perfusão, 
levando à hipóxia tecidual. 
Dessa forma, a SAR pode ser prevista pelos níveis de surfactantes 
pulmonares descritos a seguir.
Testes de Maturidade Pulmonar Fetal
De acordo com Correa Júnior, Couri e Soares (2014), o desenvolvimento do pul-
mão fetal se inicia por volta da terceira semana de vida e por volta de 24 semanas 
de gestação ocorre aumento da angiogênese e diferenciação do epitélio cuboide 
que reveste os ácinos em pneumócitos do tipo I e II. Os pneumócitos do tipo I 
são células responsáveis pela troca gasosa nos alvéolos pulmonares e cobrem a 
maioria da área de superfície alveolar, enquanto os pneumócitos do tipo II são 
responsáveis pela produção de surfactantes, que é armazenado em células pelas 
estruturas chamadas de corpos lamelares que são ricas em lipídios.
Os surfactantes pulmonares fetais presentes no pulmão fetal maduro são 
compostos por 90% de fosfolipídios e 10% de proteínas. Os fosfolipídios encon-
trados em maior concentração incluem a lecitina (também chamada de fosfatidil-
colina) e fosfatidilglicerol. A esfingomielina e outros fosfolipídios são encontrados 
em menor quantidade. Estes funcionam como detergente, mantendo a tensão 
superficial dos alvéolos reduzida, permitindo que inflem de ar e impedindo o 
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https://pt.wikipedia.org/wiki/Alv%C3%A9olo_pulmonar
TEMA DE APRENDIZAGEM 5
colabamento durante a inspiração e expiração fetal (CORREA JUNIOR; COURI; 
SOARES, 2014). 
Assim, quanto mais prematuro for o recém-nascido, menor a 
quantidade de surfactante disponível e maior a probabilidade de 
desenvolvimento da síndrome da angústia respiratória após o 
nascimento.
Os principais métodos utilizados para avaliar a maturidade pulmonar fetal são: 
a relação lecitina/esfingomielina, dosagem de fosfatilglicerol, testes de índice de 
estabilidade da espuma, contagem de corpos lamelares e o teste de fluorescência 
polarizada, sendo a relação lecitina/esfingomielina e a concentração de fosfatil-
glicerol os exames mais recomendados para avaliar a maturidade fetal.
Relação Lecitina/Esfingomielina e Teste Fosfatilglicerol
Como vimos anteriormente, a lecitina é o principal surfactante pulmonar e au-
menta sua quantidade a partir de 28 semanas até o final da gestação. A produção 
da esfingomielina e da lecitina são em quantidades relativamente iguais até a 33ª 
semana de gestação. Após a 34ª semana, o nível de lecitina aumenta significati-
vamente, enquanto o nível de esfingomielina permanece constante (CORREA 
JUNIOR; COURI; SOARES, 2014).
A esfingomielina é utilizada como padrão interno, uma vez que se mantém 
constante no último trimestre de gestação. Quanto maior a idade gestacional 
maior a relação lecitina/esfingomielina (L/E), correlacionando com a maturidade 
do pulmão fetal. Após a 35ª semana, uma proporção de lecitina/esfingomielina 
de 1,5 está associada à imaturidade fetal; entre 1,5 e 1,9 significa imaturidade 
duvidosa e; superior a 2,0 associa-se a maturidade fetal (BARCELOS; AQUINO, 
2018).
A contaminação do líquido amniótico por mecônio interfere nos resultados 
do teste de associação L/E, e, portanto, não deve ser utilizado. A medição da re-
lação lecitina/esfingomielina (L/E) é realizada pela cromatografia considerada 
padrão ouro para avaliar a maturidade pulmonar fetal, mas devido ao seu alto 
custo, tempo e dificuldade técnica para realizá-lo tem sido substituído por outros 
testes, como imunoensaios de fosfatidilglicerol.
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https://www.msdmanuals.com/pt-br/casa/problemas-de-sa%C3%BAde-infantil/problemas-gerais-em-rec%C3%A9m-nascidos/rec%C3%A9m-nascido-prematuro
A presença do fosfatidilglicerol (FG) na superfície do pulmão fetal também é 
um lipídio essencial para avaliar a maturidade fetal. Trata-se do último surfactan-
te a aparecer no pulmão fetal, aparecendo por volta da 36ª semana, e aumentando 
com a idade gestacional. Sua produção pode ser retardada em caso de diabetes 
materna. Para determinar o nível de fosfatidilglicerol, podem ser empregados 
vários métodos, como cromatográficos, enzimáticos e imunológicos.
O método imunológico Amniostat-FLM (Irvine Scientific, Santa Ana, CA) utiliza 
anticorpos específicos contra o fosfatidilglicerol. Esse teste é mais rápido em 
comparação com a cromatografia em camada delgada e não é afetado pela 
presença de sangue e mecônio (STRASINGER; DI LORENZO, 2008).
Índice de Estabilidade da Espuma
A estabilidade da espuma, também conhecida como Shake Teste e Teste de Cle-
ments, é um teste de triagem utilizado para detecção de surfactante pulmonar 
no líquido amniótico para avaliar a maturidade fetal. Esse teste fundamenta-se 
na capacidade de os fosfolipídios reduzirem a tensão superficial do líquido am-
niótico e formar bolhas na presença de etanol, um agente antiespumante. O teste 
desenvolvido por Clements et al. (1972) consistia na adição de líquido amniótico 
em um mesmo volume de etanol a 95%, agitado vigorosamente (Shaked) por 
15 segundos e deixado em repouso por 15 minutos, se um anel de bolhas fosse 
formado indicava maturidade (BARCELOS; AQUINO, 2018).
O teste de Clements foi modificado um ano depois por Edwards e Baillie, 
que usaram etanol a 100%. Nesse teste, 0,5 ml deve ser adicionado em três tubos 
contendo 0,5 ml de etanol com diferentes concentrações 25%, 50% e 75%, assim 
como no teste de Clements, os tubos são agitados por 15 segundos e deixados em 
repouso por 15 minutos (BARCELOS; AQUINO, 2018). O teste indica maturida-
de pulmonar quando a estabilidade da espuma persiste nos três tubos. Quando 
se forma a espuma estável apenas no Tubo 1, indica imaturidade pulmonar, e a 
persistência nos Tubos 1 e 2 sugere maturidade intermediária.
Portanto, o índice de estabilidade da espuma diferencia do teste de Clements 
ou Shake teste por utilizar múltiplos volumes de etanol, apresentando sensibili-
dade entre 98% e 100%, porém com especificidade de 85%. Já o método de Cle-
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
ments apresentava resultados falso-maduros em pacientes que desenvolveram a 
síndrome da angústia respiratória (CORREA JUNIOR; COURI; SOARES, 2014).
Contagem de Corpos Lamelares
Os corpos lamelares, como visto anteriormente,são estruturas fosfolipídicas que 
armazenam os surfactantes pulmonares fetais produzidos por pneumócitos fetais 
tipo II. Eles são produzidos em torno da 20ª semana da gestação e atingem o 
líquido amniótico pelos movimentos respiratórios do feto.
À medida que o pulmão amadurece, aumenta a produção de corpos lamelares 
no líquido amniótico, pois o número de corpos lamelares presente no líquido 
amniótico corresponde à quantidade de fosfolipídios presente no pulmão fetal. 
No último trimestre da gestação, a contagem de corpos lamelares atinge de 50 
mil a 200 mil corpos lamelares/ml de líquido amniótico (BARCELOS; AQUINO, 
2018).
A similaridade do tamanho dos corpos lamelares com as plaquetas permite 
o uso de um analisador hematológico automático para quantificar os corpos la-
melares presentes no líquido. A contagem de corpos lamelares acima de 50.000/
µL sugere maturidade, e abaixo de 15.000/µL, sugere imaturidade. Para valores 
intermediários, sugere a realização de testes secundários, como por exemplo, a 
relação lecitina/esfingomielina.
Teste de Fluorescência Polarizada
A Fluorimetria de Luz Polarizada é, atualmente, pouco utilizada para avaliar a 
presença de surfactantes em líquido amniótico. Os surfactantes reduzem a mi-
crovilosidade do líquido amniótico. Essa redução pode ser medida pelo ensaio 
TDx-FLM II (Abbott Laboratories, Abbott, Park, IL), que avalia a relação surfac-
tante/albumina e a polarização fluorescentes desses dois componentes. A albu-
mina atua como padrão interno, assim como vimos na esfingomielina, porque 
sua concentração é constante durante toda a gestação.
Nesse teste, é usado um corante fluorescente que se liga aos surfactantes e à 
albumina presentes no líquido amniótico. A adição do corante fluorescente con-
fere à amostra um valor mensurável de intensidade de polarização fluorescente. 
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Quando se liga ao surfactante, o corante exibe tempo de fluorescência longa 
e baixa polarização; e, quando se liga à albumina, a fluorescência é curta e a po-
larização é alta (MUNDT; SHANAHAN, 2012).
A mudança registrada na polarização fornece a relação surfactante/albu-
mina, que é comparada com uma curva padrão com variação de 0 a 160 mg/g 
de fosfatidilglicerol (BARCELOS; AQUINO, 2018). O limiar para maturidade 
pulmonar é maior ou igual a 55 mg/g; medida igual ou inferior a 40 mg/g pode 
ser considerada como imatura e resultados entre 40 e 54 mg/g não podem ser 
declarados, requerendo novos testes.
CONSIDERAÇÕES IMPORTANTES SOBRE O LÍQUIDO 
AMNIÓTICO
A análise do líquido amniótico reforça a importância do acompanhamento 
adequado de um pré-natal. Cabe ressaltar que todos os resultados laboratoriais 
devem ser relacionados com a clínica. Com relação aos resultados dos testes 
realizados no líquido amniótico, uma pequena porcentagem pode apresentar 
resultados falso-positivos ou negativos. Dessa forma, resultado normal não 
elimina todas as complicações que podem afetar a saúde do feto, assim como 
resultados alterados podem surgir em fetos saudáveis.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 5
Vimos que a presença de concentração elevada de alfafetoproteína é indicati-
va de defeitos do tubo neural, um tipo específico de defeito congênito do cérebro, 
da coluna vertebral ou da medula espinhal, podendo causar várias complicações 
como lesões nervosas, paralisia e até a morte. O ácido fólico é o mais importan-
te fator de risco para os defeitos do tubo neural identificado até o momento. É 
possível reduzir os riscos desses defeitos pela suplementação periconcepcional 
e durante o primeiro trimestre de gravidez.
A doença hemolítica do recém-nascido (DHRN), identificada no líquido 
amniótico pelo aumento da contração de bilirrubina, pode ser evitada com a 
administração de imunoglobulina anti-RH na gestante logo após o nasci-
mento do bebê, neutralizando os anticorpos anti-Rh produzidos pelas mães do 
grupo sanguíneo Rh- negativo grávidas de bebês Rh+ positivo (BARCELOS; 
AQUINO, 2018).
Defeitos congênitos e anomalias cromossômicas não podem ser evitados. Nos 
casos de malformações em alguns países, a amniocentese é um modo de diagnos-
ticar esses problemas de forma precoce na gravidez e permitir um aborto nesses 
casos. No Brasil, contudo, a lei não é permissiva com doenças de má-formação 
ou genéticas, apenas nos casos de bebês anencefálicos, ou quando a mulher corre 
risco de vida. A importância do exame no Brasil é mais restrita ao conhecimento 
precoce da família sobre o problema de saúde que a criança irá ter. Nesses casos, 
é importante a gestante discutir os resultados dos exames com o seu médico, em 
alguns casos é recomendado o aconselhamento genético.
Por fim, os surfactantes detectados no exame refletem a maturidade pulmo-
nar fetal, quando as quantidades estão diminuídas o médico pode avaliar e se 
possível adiar o parto para permitir o desenvolvimento pulmonar do feto.
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NOVOS DESAFIOS
Através do conteúdo abordado neste tema, foi possível compreender o quão im-
portante é saber analisar amostras de sêmen e líquido amniótico.
Esses materiais requerem uma atenção redobrada, pois além de terem prazo 
para que sua amostra seja processada, sua análise é bastante minuciosa, o que 
reforça a importância de o profissional estar capacitado para desenvolver esse 
resultado.
Amostras como essas estarão presentes em ambiente laboratorial, e no caso 
do líquido amniótico em ambiente laboratorial hospitalar.
Acesse seu ambiente virtual de aprendizagem 
e confira a aula referente a esse tema.
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VAMOS PRATICAR
1. O volume reduzido de líquido amniótico é denominado oligodrâmnio, enquanto o au-
mento no volume do líquido é denominado hidrâmnio ou polidrâmnio. O polidrâmnio é 
o volume superior a 2 litros do líquido, sendo as principais causas o sofrimento fetal 
agudo normalmente associado a distúrbios do tubo neural, malformação fetal, ano-
malias cromossômicas, diabete materno, arritmias cardíacas e infecções congênitas; 
já o oligoidrâmnio é o volume menor que 500 ml, considerado um grave problema 
durante a gestação.
A redução do líquido pode estar relacionada a diversos fatores, como a ruptura prema-
tura das membranas (RPM), insuficiência placentária, anomalias congênitas, aumento 
da deglutição fetal, deformidades do trato urinário e compressão do cordão umbilical, 
resultando na desaceleração da frequência cardíaca e na morte fetal.
O líquido amniótico desempenha várias funções, como a proteção do feto contra trauma-
tismos e infecções, permitir a evolução pulmonar e evitar fenômenos compressivos do 
cordão umbilical. O volume do líquido amniótico aumenta regularmente com o transcorrer 
da gestação atingindo até 1500 ml no final da gestação, porém algumas doenças podem 
alterar o volume desse líquido. Disserte sobre os principais problemas relacionados ao 
volume do líquido amniótico.
2. Quando a amostra chega ao laboratório, é observada quanto ao tempo de liquefação. 
O sêmen normal costuma coagular e liquefazer entre 30 e 60 minutos após a colheita; 
o tempo de liquefação superior a 60 minutos é considerado anormal. 
O teste de motilidade avalia a capacidade de movimento espontâneo dos espermato-
zoides. Realizado em câmara de contagem com microscopia óptica, deve ser feito com 
10 µl de sêmen afresco entre lâmina pré-aquecida e coberta com lamínula, repousar por 
alguns minutos e ser examinado em microscópio óptico com aumento de até 400 vezes.
Segundo os critérios da OMS (2010), uma amostra seminal deve apresentar pelo menos 
32% de espermatozoides que se movem de forma rápida ou lenta (progressivamente 
móveis), e ainda 40% de espermatozoides móveis totais. 
Já vitalidade é o teste realizado para determinar se os espermatozoides imóveis estão 
vivos ou mortos (necrospermia).
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VAMOS PRATICAR
Uma amostra de sêmen foi coletada em casa, usando um preservativo e entregue ao 
laboratório após 1 hora da coleta. No laboratório foram realizadas as análises e obtidos 
os resultados descritos a seguir: liquefação(liquefeito na entrega), volume (3 ml), cor 
(branco), viscosidade (viscoso), pH (7,2), concentração (160 milhões/ml) e motilidade (12% 
progressivos, 12% não progressivos e 76% imóveis). Disserte sobre a amostra encontrar-se 
liquefeita, a correlação entre o baixo número de espermatozoides móveis e o número de 
espermatozoides viáveis.
3. A coleta do líquido amniótico é obtida por um procedimento chamado de amniocentese. 
A técnica frequentemente utilizada é a amniocentese transabdominal, que consiste 
na introdução de uma agulha longa e fina através da parede abdominal da mãe, do 
útero e da bolsa amniótica para aspiração do líquido. O procedimento é guiado por 
ultrassonografia, sendo mais seguro, principalmente após 14 semanas da gestação.
Após 20 semanas, a amniocentese é indicada para avaliar a maturidade pulmonar fetal, 
infecção congênita, doença hemolítica do recém-nascido causada por incompatibilidade 
de Rh e sofrimento fetal.
A amniocentese é uma ferramenta importante no diagnóstico genético fetal. Atualmente, 
é bastante utilizada no campo da citogenética, para a determinação do cariótipo fetal 
em cultura de células de líquido amniótico ou por análise de DNA. Com relação a esse 
procedimento, classifique V para as afirmativas verdadeiras e F para as falsas:
( ) Suas indicações também incluem infecção fetal e avaliação da maturidade pulmonar.
( ) O período da gestação mais adequado para coleta do líquido amniótico para análise 
de maturidade pulmonar fetal é antes das 14 semanas.
( ) A amniocentese deve ser precedida por ultrassonografia, que avalie a vitalidade fetal, 
o número de fetos e a localização da placenta.
Assinale a alternativa que apresenta a sequência correta:
a) F - V - F.
b) V - F - V.
c) V - V - F.
d) V - V - V. 
e) F - F - V.
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VAMOS PRATICAR
4. Para realizar a análise do sêmen, os procedimentos de coleta devem ser bem esclareci-
dos ao paciente, a fim de manter o controle de qualidade laboratorial. Os procedimentos 
de coleta e manipulação devem ser realizados seguindo as instruções da Organização 
Mundial da Saúde (WHO, 2010) os quais são descritos a seguir:
 – As amostras devem ser obtidas por masturbação, assegurando a coleta total do eja-
culado.
 – A coleta deve ser precedida de abstinência sexual de 2 a, no máximo, 7 dias, a fim de 
obter uma amostra que reflita de forma precisa a contagem e viabilidade espermática.
 – A amostra deve ser obtida em um recinto silencioso e confortável, disponibilizado no 
laboratório para amenizar os efeitos inibitórios do paciente.
 – A coleta domiciliar só deve ser permitida em caso de impedimento físico ou emocional. 
Ela deve ser encaminhada ao laboratório o mais breve possível após a coleta, pois o ma-
terial sofre coagulação devido à ação de uma enzima coagulante formada na próstata.
 – Antes da coleta o paciente deve lavar bem as mãos e o pênis com água e sabão, e 
enxugar com toalha descartável.
 – A amostra deve ser coletada em frasco estéril aquecido ou recipiente plástico não es-
permicida, fornecido pelo laboratório.
 – A amostra deve ser encaminhada ao laboratório em até 30 minutos, pois a liquefação 
ocorre entre 30 e 60 minutos. Caso seja necessário aguardar a análise, deve ser mantida 
entre 20 e 37 ˚C.
Fonte: https://apps.who.int/iris/handle/10665/44261. Acesso em: 4 set. 2022.
O espermograma compreende a análise macroscópica e microscópica de um líquido 
seminal, a fim de que seja possível identificar se um caso de infertilidade ocorre ou não 
por conta dos espermatozoides existentes nele. Sobre os procedimentos de coleta e 
preparação da amostra, analise as afirmativas a seguir:
I. A amostra deve ser obtida preferencialmente em domicílio por masturbação e enca-
minhada ao laboratório em no máximo 30 minutos. 
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VAMOS PRATICAR
II. A amostra deve ser coletada em frasco estéril aquecido ou recipiente plástico não 
espermicida, fornecido pelo laboratório
III. A coleta deve ser precedida de abstinência sexual de 2 a, no máximo, 7 dias.
É correto o que se afirma que:
a) I e II, apenas.
b) II e III, apenas.
c) I e III, apenas
d) III, apenas.
e) I, apenas. 
5. Volume: o valor de referência varia de 1,5 a 5 mL em caso de ejaculação total.
As concentrações normais de espermatozoides, segundo a OMS, variam de 15 a 200 
milhões/mL.
O sêmen normal costuma coagular e liquefazer entre 30 e 60 minutos após a colheita. O 
tempo de liquefação superior a 60 minutos é considerado anormal. 
A consistência da amostra é considerada normal quando é levemente viscoso e as gotas 
são formadas. Quando forma filamentos de mais de 2 centímetros, é considerado anormal 
O sêmen é composto de espermatozoides e fluidos provenientes das glândulas aces-
sórias, principalmente da próstata e da vesícula seminal. O exame que analisa o sêmen 
é chamado de espermograma, e permite a análise de diversas características seminal, 
assim como a qualidade dos espermatozoides. Sobre a análise laboratorial do sêmen, 
assinale a alternativa correta:
a) O valor de referência do volume varia de 1,5 a 8 mL em caso de ejaculação total. 
b) A diluição da amostra de sêmen, antes de fazer a contagem espermática, tem como 
objetivo a imobilização espermática.
c) As concentrações normais de espermatozoides, segundo a OMS, são iguais ou su-
periores a 200 milhões/ml.
d) O valor de referência do volume varia de 1,5 a 20 mL em caso de ejaculação total. 
e) O normal da liquefação é ocorrer em até 60 minutos, e o normal da viscosidade é 
quando a gota de sêmen forma filamentos com mais de 3 cm de comprimento na 
pipeta.
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1. O polidrâmnio é o volume superior a 2 litros do líquido sendo as principais causas o sofri-
mento fetal agudo associado a distúrbios do tubo neural, malformação fetal, anomalias 
cromossômicas e infecções congênitas; já o oligoidrâmnio é o volume menor que 500 ml, 
relacionado a diversos fatores, como a ruptura prematura das membranas, insuficiência 
placentária, anomalias congênitas, aumento da deglutição fetal e compressão do cordão 
umbilical.
2. A liquefação normalmente ocorre entre 30 e 60 minutos após a coleta. Quando a entrega 
ao laboratório ultrapassa 30 minutos, pode já ter ocorrido a liquefação. Tempos de lique-
fação superiores a 1 hora são considerados anormais. A motilidade avalia a movimentação 
dos espermatozoides, já a vitalidade é realizada para determinar se os espermatozoides 
imóveis estão vivos ou mortos. O resultado do teste de viabilidade confirmou a grande 
quantidade de espermatozoides imóveis, no qual apenas 24% dos espermatozoides 
estavam vivos. A motilidade e a viabilidade podem ser afetadas por vários fatores, como 
temperatura, o uso de preservativos lubrificados e a demora na realização dos testes.
3. Alternativa correta: B.
4. A afirmativa I está incorreta, pois a coleta domiciliar só deve ser permitida em caso de 
impedimento físico ou emocional.
5. Alternativa correta: B.
CONFIRA SUAS RESPOSTAS
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REFERÊNCIAS
BARCELOS, L. F; AQUINO J. L. Tratado de análises clínicas. Rio de Janeiro: Atheneu, 2018. 
(Livro eletrônico).
CAMPANA, S. G.; CHÁVEZ, J. L.; HAAS, P. Diagnóstico laboratorial do líquido amniótico. 
Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina Laboratorial, Rio de Janeiro, v. 39, n. 3, p. 
215-218, set. 2003. Disponível em: https://www.scielo.br/j/jbpml/a/s6KR3tWpGzwtgyLr-
qKSPC5k/?lang=pt. Acesso em: 17 abr. 2023. 
CORREA JUNIOR, M. D; COURI, L. M.; SOARES, J. L. Conceitos atuais sobre avaliação da ma-
turidade pulmonar fetal. Femina, Rio de Janeiro, v. 42, n. 3, p. 141-148, maio/jun. 2014. Dis-
ponível em: http://files.bvs.br/upload/S/0100-7254/2014/v42n3/a4784.pdf. Acesso em: 17 
abr. 2023.
COSTA, F. S.; CUNHA, S. P.; BEREZOWSKI, A. T. Avaliação prospectiva do índice de líquido 
amniótico em gestações normais e complicadas. Radiologia Brasileira, São Paulo, v. 38, n. 
5, p. 337-341, set. 2005. Disponível em: https://www.scielo.br/j/rb/a/37pkdbJQQQQDLCtjZ-
BrYPym/?lang=pt. Acesso em: 17 abr. 2023.
ESPERMATOZOIDES. Mundo Educação,[s. l.], [2023b]. Disponível em: https://mundoedu-
cacao.uol.com.br/biologia/espermatozoides.htm. Acesso em: 17 abr. 2023.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Histologia Básica: texto e atlas. 11. ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan, 2008.
LAGE, C. R. D. Análise seminal: variabilidade da concentração, motilidade e morfologia de 
espermatozoides com o emprego da metodologia preconizada pela Organização Mundial 
da Saúde. 2013. Dissertação (Mestrado em Ciências Farmacêuticas) – Setor de Ciências da 
Saúde, Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 2013.
MALAVÉ-MALAVÉ, M. Infertilidade: o que pode ser feito? Fundação Fiocruz, Rio de Janei-
ro, 27 jun. 2022. Disponível em: https://www.iff.fiocruz.br/index.php?view=article&id=112. 
Acesso em: 17 abr. 2023.
MUNDT, L. A.; SHANAHAN, K. Exame de urina e de fluidos corporais de Graff. 2. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2012.
NOMURA, R. M. Y. et al. Avaliação da maturidade fetal em gestações de alto risco: análise dos 
resultados de acordo com a idade gestacional. Revista da Associação Médica Brasileira, 
São Paulo, v. 47, n. 4, p. 346-351, dez. 2001. Disponível em: https://www.scielo.br/j/ramb/a/
hvJTG4VdYC7hHw6ycfsxsvf/?lang=pt. Acesso em: 17 abr. 2017.
ROCHA, A. Biodiagnósticos: fundamentos e técnicas laboratoriais. São Paulo: Riddel, 2014. 
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RODRIGUES, C. T. Avaliação do conteúdo mucoproteico e da atividade de enzimas 
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Biológicas) – Instituto de Ciências Básicas da Saúde, Universidade Federal do Rio Grande do 
Sul, Porto Alegre, 2018.
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REFERÊNCIAS
SALVADOR, Z. Formación de líquido amniótico. Reproducción Asistida ORG, [s. l.], 19 jan. 
2018. Disponível em: https://www.reproduccionasistida.org/liquido-amniotico/formacion-
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SISTEMA reprodutor masculino. Mundo Educação, [s. l.], [2023a]. Disponível em: https://
mundoeducacao.uol.com.br/biologia/sistema-genital-masculino.htm. Acesso em: 17 abr. 
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STRASINGER, S. K.; DI LORENZO, M. S. Urinálise e fluidos corporais. 5. ed. São Paulo: Li-
vraria Médica Paulista, 2009.
WHO. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. 
5. ed. World Health Organization, 2010. Disponível em: https://apps.who.int/iris/hand-
le/10665/44261. Acesso em: 17 abr. 2023.
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UNIDADE 4
MINHAS METAS
TÉCNICAS E MATERIAIS DE COLETA, 
CONSERVAÇÃO E COLORAÇÃO DE 
AMOSTRAS CITOLÓGICAS
FABIANE HORBACH RUBIN
Compreender a importância das técnicas citopatológicas para a clínica 
médica.
Eleger a melhor técnica e os melhores instrumentos para coleta de 
amostras clínicas.
Conhecer e empregar as diversas técnicas de preservação das amostras 
coletadas, garantindo uma análise citológica dentro dos padrões de 
qualidade e excelência.
Conhecer as principais técnicas utilizadas nos exames citopatológicos.
Empregar as principais técnicas de coloração aplicadas à cito-histologia 
clínica.
T E M A D E A P R E N D I Z A G E M 6
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INICIE SUA JORNADA
Já imaginou estar em sua rotina de leitura de lâminas e em uma delas deparar-
-se com uma situação de lâmina espessa, mal corada, com difícil visualização e 
diferenciação celular?
É nessas horas que você vai dar valor para uma coleta bem-feita e uma co-
loração adequada, pois ter um material de qualidade é essencial para que seja 
possível observar e analisar aquela amostra com maior exatidão.
Analisar uma lâmina com sobreposição já é difícil com achados dentro da 
normalidade, imagina se você se deparar com a situação em que ficará em dúvida 
sobre alguns achados celulares por ter essa sobreposição? Geralmente terá que 
solicitar nova coleta, o que vai atrasar a liberação desse resultado.
Portanto, assim como nas demais áreas, é de extrema importância frisar que 
quanto maior a qualidade do material a ser analisado, mais fidedigno será o re-
sultado.
Você sabe o que é citopatologia? Citopatologia é o ramo das 
ciências médicas e biológicas, em que é possível realizar o 
diagnóstico de uma grande gama de doenças, através do 
estudo das modificações celulares por microscopia óptica. 
E para que isso ocorra, são necessárias técnicas e proced-
imentos específicos para que essa análise seja possível. 
Ficou interessado(a) em saber mais informações? Venha 
comigo aprender mais sobre o assunto! Ouça no seu Ambi-
ente Virtual de Aprendizagem.
PLAY NO CONHECIMENTO
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/14641
TEMA DE APRENDIZAGEM 6
A citologia, ou ainda a citopatologia, é o ramo das ciências médicas e biológicas 
pertencente ao grupo da histotecnologia, que possui imensa relevância clínica, 
pois é a partir dela que é possível realizar o diagnóstico de uma grande gama de 
doenças que podem acometer os seres humanos e também os animais.
Citopatologia é a ciência que realiza os estudos, e posteriormente o diagnós-
tico, através de modificações celulares – tanto nucleares quanto citoplasmáticas. 
Seu desenvolvimento ocorreu principalmente devido aos inúmeros avanços tec-
nológicos, como a invenção do microscópio por Zaccharias até a descoberta e 
desenvolvimento de inúmeras técnicas de coloração que permitiram melhores 
estudos citológicos por propiciar melhores visualizações das estruturas celulares.
É inegável que técnicas complementares podem ser necessárias para fechar 
um diagnóstico clínico como ultrassons, tomografias e ainda a biologia molecular.
Outro fato que deve ser considerado é que nem sempre é possível 
obter amostras clínicas de qualidade para as análises e contra-
análises (quando necessárias), por diversos fatores. 
Dentre elas, o principal entrave, talvez, sejam os sítios de investigação de difícil 
acesso.
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Devemos considerar ainda que as diversas enfermidades (ou doenças) que 
acometem os tecidos humanos podem ter diversos agentes etiológicos respon-
sáveis: fungos, vírus, bactérias, protozoários e até mesmo diversos corpos estra-
nhos, e cada um deles exige uma especificidade para seu respectivo diagnóstico.
Então, vamos estudar agora as várias técnicas de coleta, como devemos con-
servar cada uma das amostras, respeitando sempre suas características, e ainda 
como utilizar as técnicas de coloração como auxílio nos diagnósticos clínicos.
TÉCNICAS E MATERIAIS DE COLETA
O primeiro relato na literatura sobre a utilização das técnicas citológicas para fins 
de diagnóstico é datado de 1843, por Sir Julius Vogel, que realizou a identificação 
de células portadoras de malignidade em secreções drenadas de fístulas de um 
tumor mandibular. Após ele, foi a vez de Henri Lebert, em 1845, registrar seus 
achados morfológicos de células tumorais obtidas por aspirados tumorais.
Em 1853, o pesquisador Donaldson descreveu a citologia de células 
tumorais, obtidas de cortes de superfícies tumorais, quando explicava 
a aplicação prática do microscópio à época. 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 6
Como outros nomes contemporâneos, com a utilização de técnicas citopatoló-
gicas, temos o professor Lionel Beale, em análises de escarro, e o Doutor Lambl 
de Praga, em amostras de urina, ambos com descrições de achados celulares com 
características de malignidade (BRASIL, 2012a; INCA, 2019).
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), foi apenas após os trabalhos 
do Dr. George Papanicolaou, em 1917, que as análises citológicas voltaram ao 
auge na comunidade científica. Talvez tenham sido necessários avanços relacio-
nados às colorações e às técnicas cito-histológicas para que as análises citológicas 
voltassem a ser utilizadas pelos pesquisadores.
Quer conhecer mais sobre a história do Dr. George Papani-
colaou? Acesse o site do Museu Histórico da Faculdade de 
Medicina de São Paulo (FMUSP). Vale muito a pena conhecer 
mais da história desse médico e pesquisador que viveu mui-
to à frente de seu tempo. Boa leitura!
EU INDICO
O Dr. Papanicolaou foi o responsável pela criação da metodologia chamada de 
citologia esfoliativa para diagnóstico,sobretudo, precoce, como forma de diag-
nosticar o câncer cervical. Para entender a técnica, faz-se necessário estudarmos 
os tipos de descamação celular existentes, que, por sua vez, podem ser de dois 
tipos. A primeira é espontânea, em que temos como exemplo a urina e o es-
carro, e a segunda, o método artificial, que é aquele que conta com a utilização 
de algum tipo de objeto ou instrumento para a obtenção da amostra citológica 
(INCA, 2019).
A citologia esfoliativa é uma técnica muito empregada para estudos celulares 
com alterações displásicas – células que apresentam alterações em sua fisiologia 
e que na maioria das vezes apresentam crescimento anômalo –, mas também 
empregada primordialmente como forma de identificar processos inflamatórios 
e fisiológicos, causados por microrganismos nas diversas partes do organismo 
humano. Deve-se considerar também que, nessa modalidade de coleta, vários 
tipos celulares podem ser identificados – o que reforça ainda mais a necessidade 
de reconhecer a maioria deles – como as células pertencentes aos tecidos locais 
e circunvizinhos, células sanguíneas (advindas de microlesões, que ocorrem no 
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momento da coleta ou ainda devido a processos inflamatórios já estabelecidos 
no sítio de coleta) e células do sistema de defesa (sistema imunológico) princi-
palmente leucócitos (BRASIL, 2012a).
Ainda, para o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), as vantagens dessa téc-
nica são várias: simples execução, rápida amostragem, possibilidade de obter-se 
mais de uma amostra relativa ao mesmo sítio, caso desejado, ou ainda quando 
solicitado pelo médico assistente, permite excelente sensibilidade para diagnós-
tico, e principalmente, baixo custo.
A citologia preparada em meio líquido vem crescendo nas últimas décadas, 
principalmente com o advento da maior sensibilidade das análises citológicas. 
Essa metodologia permite preparar as lâminas de análise com menores quantida-
des de materiais sobrepostos, além de propiciar a realização de testes moleculares, 
principalmente aqueles destinados à identificação do vírus do HPV.
COLETA DE MATERIAL E CONSERVAÇÃO
Assim como qualquer técnica de diagnóstico possui alguns inconvenientes ou 
limitações, com as técnicas citológicas não é diferente. Podemos citar: tempo 
relativamente longo para preparo e devidas interpretações, limitação da deter-
minação da extensão das lesões nos casos em que existem, dentre outras.
Temos que ter sempre em mente que os principais objetivos dos exames citopa-
tológicos são:
I - confirmar as suspeitas clínicas;
II - identificar doenças sem sintomatologia clínica (diagnósticos precoces, 
como no Papanicolau);
III - acompanhar a terapêutica em tratamento farmacológico ou não (BRASIL, 
2012b).
Devemos ter consciência de que as amostras citológicas podem ter variadas ori-
gens. Didaticamente, costuma-se separar as amostras em: citopatológicas não 
ginecológicas e amostras ginecológicas. Além dos vários sítios de coleta, temos 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 6
variadas técnicas e preparações, que, ao final, tem o mesmo objetivo: analisar a 
existência de possíveis alterações celulares.
Para Molinaro, Caputo e Amendoeira (2010), genericamente, as amostras 
podem ser classificadas de três formas: líquidas, em grande parte oriundas de 
cavidades corpóreas: como pleura, cápsulas articulares, peritônio, líquor etc., além 
da urina; amostras pastosas, advindas de punções ou drenagens e, ainda, os 
esfregaços, comumente obtidos de Colpocitologia. Ainda segundo esses autores, 
pode-se relacionar a origem da amostra ao método de coleta, e este, à classificação 
amostral, conforme exposto no Quadro 1.
CLASSIFICAÇÃO 
DA AMOSTRA
MÉTODO DE COLETA ORIGEM DA AMOSTRA
Distensão celu-
lar (esfregaço)
Raspagem swab ou 
espátula (Ayres)
Colpocitologia
Olhos
Lavado brônquico
Imprint ou decalque
Lesões cutâneas
Biópsias
Peças cirúrgicas
Punção aspirativa
Sangue
Lavado brônquio
Líquor espinhal
Amostras 
pastosas
Expectoração
Escarro
Abscessos
Punção ou drenagem
Massas necróticas
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Amostras 
líquidas
Espontânea ou por 
cateter
Urina
Líquido sinovialEscovação
Escovação ou lavado
Líquido peritoneal ou ascítico
Punção
Líquido pleural 
Líquido peritoneal ou ascítico
Líquido pericárdio
Lavado brônquio alveolar
Lavado vesical
Líquido estomacal
Lavado brônquico
Líquido sinovial
Quadro 1 - Classificação das amostras e métodos de coleta em citopatologia / Fonte: Caputo, Mota e 
Gitirana (2010, p. 190).
Escovados e raspados
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a, 2012b, 2012c), os escovados e 
raspados são materiais obtidos através da esfoliação das superfícies de interesse 
clínico, por intermédio de instrumentos específicos para essa finalidade. São em-
pregadas atualmente “escovinhas” (Figura 1) e espátulas de Ayres (Figura 2).
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Figura 1 - Escova / Fonte: Adobe Stock ([2023a], on-line).
Descrição da Imagem:na fotografia tomada durante o dia e na altura de um observador humano, pode-se 
observar uma parte de um corpo humano, à direita da imagem, com um objeto sobre o pescoço. Na mão 
direita, há outro objeto, caracterizado por “escova” e na mão esquerda um frasco médio, redondo, transpa-
rente e sem tampa. As mãos estão cobertas por luvas de proteção em tom de azul.
 
Figura 2 - Espátula de Ayres / Fonte: Adobe Stock ([2023b], on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada durante o dia e na altura de um observador humano, pode-se 
observar uma parte de um corpo humano ao centro da imagem, vestindo uma roupa branca, segurando 
na mão direita um objeto, caracterizado por “espátula”. As mãos estão cobertas por luvas de proteção em 
tom de azul.
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Outro instrumento muito utilizado nas coletas de amostras citopatológicas, 
Papanicolaou, é o espéculo, ou o popular bico de pato, chamado assim devido ao 
seu formato que se assemelha ao formato do bico desse animal (Figura 3). Ele é 
utilizado para afastar as paredes da vagina, facilitando a visualização e realização 
do exame.
Figura 3 - Espéculo ou bico de pato / Fonte: Adobe Stock ([2023c], on-line).
Descrição da Imagem:na fotografia tomada durante o dia e na altura de um observador humano, pode-se 
observar uma parte de um corpo humano ao centro da imagem, vestindo uma roupa branca, segurando na 
mão direita, que está coberta por luva de proteção em tom de azul, um objeto, caracterizado por “espéculo 
ou bico de pato”.
Para o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a, 2012b, 2012c), bem como para Mo-
linaro, Caputo e Amendoeira (2010), os raspados podem ser obtidos de vários 
sítios – pele, boca, cavidades etc. A recomendação é de não realizar a higiene 
do local de coleta nem fazer a utilização de medicações tópicas, pois essas prá-
ticas prejudicam a coleta das amostras, podendo comprometer sua análise e, 
consequentemente, o diagnóstico. A depender das dimensões da área de coleta, 
realiza-se, geralmente, até três raspagens – coleta tríplice –, da maneira mais de-
licada possível para evitar microlesões e prováveis sangramentos, o que poderia, 
também, comprometer a amostra.
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Os escovados podem ser obtidos com o auxílio de endoscópios, que facilitam 
a visualização de possíveis lesões, sendo que podem ser de diversos sítios, como 
brônquico, intestinal e até mesmo gástricos, e as amostras obtidas analisadas 
através de esfregaços ou de cell blocks – bloco celular.
A técnica de cell blocks é um procedimento que combina técnicas cito-his-
topatológicas e tem como principal indicação os casos em que a coleta oferece 
baixas contagens celulares. Ela permite armazenar todo sedimento celular obtido 
na amostragem, pelo método de centrifugação, seja líquida ou pastosa, possibi-
litando análises posteriores, fato crucial nos casos em que existem indícios de 
tumores pouco diferenciados (BRASIL, 2012a).
Conforme afirma o Ministério da Saúde (BRASIL,2012a), após a coleta, o 
material é depositado suavemente em distensão em uma lâmina de vidro limpa 
e desengordurada (Figura 4), através de um espalhamento fino e rápido, de ma-
neira mais uniforme possível. Outra metodologia possível é cortar a ponta da 
escova ou espátula, imergi-la em salina ou em líquido conservante e submetê-la 
à centrifugação. Após desprezado o sobrenadante e com auxílio de uma alça bac-
teriológica, pode-se retirar uma alíquota do sedimentado e depositá-la em lâmina 
para confecção do esfregaço para posterior procedimento de análise.
Figura 4 - Lâmina de vidro e escovinha / Fonte: Adobe Stock ([2023d], on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada durante o dia e na altura média de um observador humano, po-
de-se observar uma parte de um corpo humano ao centro da imagem, vestindo uma roupa branca, segurando 
na mão esquerda um objeto de vidro, retangular, transparente, caracterizado por “lâmina”, e à esquerda da 
imagem se observa um objeto pequeno, fino, pontiagudo, com haste em tom de azul e ponta com cerdas 
brancas, caracterizado por “escovinha”. A mão esquerda está coberta por luva de proteção em tom de azul.
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Após essa etapa, é realizada a fixação, na qual pode ser utilizado álcool a 95% ou 
ainda um spray fixador. Esse procedimento deve ser rápido para evitar a desse-
cação do material e comprometer a amostra. Em seguida, é realizada a coloração. 
Uma observação importante no momento da fixação, é o cuidado para não criar 
artefatos de coleta ou artefatos técnicos – contaminações da amostra com fios 
de algodão ou gaze, ou ainda, pelo talco das luvas de procedimento (BRASIL, 
2012a, 2012b). 
O talco apresenta forma de cristal em aspecto de cruz de malta.
Quando a amostra é contaminada com sangue – chamado na prática laboratorial, 
fundo hemorrágico – provavelmente devido a uma microlesão no momento 
da coleta da amostra. Outro cuidado que devemos ter é evitar o esmagamento 
das células, devido, provavelmente, a uma pressão exagerada no momento da 
confecção da lâmina, provocando uma lise celular, que pode ser caracterizada 
pelo aparecimento de filamentos basofílicos na lâmina, que na realidade são res-
tos dos núcleos celulares.
Conforme afirma o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a, 2012b), após todos 
esses procedimentos, devemos passar para a etapa de fixação dos esfregaços ci-
tológicos, que podem ser feitos em álcool, etanol 95%, que é o fixador de rotina 
devido ao baixo custo e baixíssima toxicidade. Ela deve ser realizada ainda com 
o esfregaço úmido, por imersão. Somente deverá ser retirado no momento da 
coloração. Lembrando que o tempo mínimo recomendado pela literatura é de 
15 minutos e o tempo máximo em imersão, deverá ser de 14-15 dias.
O Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a) nos alerta para o fato das amostras 
que ficam em contato com o fixador por um período maior que o recomendado 
(ou se a solução fixadora estiver fora do padrão de concentração), podem com-
prometer a amostra, provocando até mesmo a inviabilização da análise.
Entre os fatores que podem comprometer a análise, temos: opacidade, au-
mento da eosinofilia citoplasmática, aumento das dimensões nucleares (até 6x), 
dentre várias outras. Outros fixadores podem ser empregados: Carbowax (etanol 
e polietileno glicol) e ainda sprays (álcool isopropílico e glicol). Estes possuem 
vantagem sobre o fixador de rotina, devido a maior praticidade de transporte das 
amostras quando são obtidas a grandes distâncias do local de análise, evitando, 
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dessa forma, possíveis vazamentos ou mesmo danos às lâminas, mas como des-
vantagem apresentam maior custo.
Devemos nos lembrar de que o principal objetivo de todos os tipos de fixado-
res é sempre a preservação da arquitetura celular e de sua composição química, 
presentes no momento da coleta da amostra.
Imprints – impressões teciduais
Para o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), esta técnica baseia-se literalmente 
em colocar o material amostral (geralmente um corte de tecido – geralmente his-
topatológico) em contato com a superfície de vidro da lâmina, e, por impressão, 
transferir as células para análise na lâmina de vidro. Muitos autores chamam esta 
técnica de ‘citologia por decalque’ ou ‘citologia de decalque’.
Lavados
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), lavados são amostras obtidas 
através da utilização de cateteres. A lavagem com soluções salinas de uma de-
terminada cavidade de interesse do organismo. Essa técnica geralmente fornece 
baixas contagens celulares para análise. Elas podem ser broncoalveolar (LBA), 
brônquios (LB) entre vários outros. A instilação da solução de lavagem geralmen-
te ocorre nos locais onde há lesões ou o máximo possível de proximidade dela, 
guiada por endoscópio e posteriormente aspirada. 
O procedimento pode ser realizado ambulatorialmente, com paciente 
levemente sedado. 
Vale lembrar que, após a coleta, os líquidos resultantes são levados à centrífuga, 
obtendo-se o sobrenadante que é descartado e o precipitado utilizado para con-
fecção do esfregaço ou cell block. Os fixadores ficam a critério do laboratório 
mediante a disponibilidade, mas geralmente emprega-se etanol 95% ou Carbo-
wax. O LBA é uma metodologia bastante empregada no diagnóstico de infecções 
oportunistas em pacientes com baixa imunidade, com o de Pneumocysti carinii. 
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Essa técnica apresenta sensibilidade de 30% a 70% nos diagnósticos de malig-
nidade, principalmente em tumorações difusas e/ou multifocais (BRASIL, 2012a, 
2012b, 2012c).
Os lavados esofágicos e gástricos também são obtidos por meio de guias 
endoscópicas. Para o primeiro, há recomendação de jejum de oito horas, para o 
segundo, 12 horas. 
Os lavados são obtidos de áreas que requerem investigações de 
mucosa. 
O fixador geralmente mais empregado nesses casos é o etanol a 50% para o pri-
meiro e etanol 95% para o segundo.
De acordo com o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), os lavados perito-
neais requerem maior nível de atenção, pois deve-se adicionar à amostra três 
unidades de heparina para cada mililitro de volume de amostra e refrigeradas a 
4°C até o momento da concentração e realização do esfregaço. Caso a demora seja 
um pouco mais prolongada, é necessário o acréscimo de etanol 50% em partes 
iguais. Em lavados que apresentam indícios de hemorragia, deve-se adicionar 
anticoagulante – o mais utilizado é citrato de sódio a 3,8% na proporção de 1:5 
ou ainda heparina, na proporção de 5-10 unidades para cada 10 ml de amostra.
Líquidos Cavitários
Para o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), as amostras líquidas (pleurais, as-
cíticos ou pericárdicos), são investigados agentes infecciosos, alterações celulares 
benignas, e claro, alterações celulares malignas em estágio primário ou mesmo 
em metástases. 
As amostras devem ser obtidas em ambientes hospitalares e devem 
conter entre 2mL e 500mL, amostras maiores ou menores ao intervalo 
são consideradas inadequadas. 
O processamento ocorre sem adições, exceto em casos hemorrágicos, onde é 
acrescido heparina. As análises que ocorrem após 12 horas de coleta devem sofrer 
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acréscimo de etanol 50% para sua preservação. Como recomendação comple-
mentar nestes casos, indica-se o emprego da técnica de cell blocks para obtenção 
de amostras permanentes para a realização de colorações especiais, caso neces-
sário.
Materiais Obtidos Espontaneamente
Um dos materiais mais analisados na rotina de citopatologia para diagnóstico 
lesional no trato respiratório é o escarro, principalmente devido a sua facilidade 
de obtenção e que gera pouco ou nenhum desconforto ao paciente. Mesmo com 
essas vantagens, a broncoscopia e a punção por agulha fina (PAAF) vem ganhan-
do mais espaço nas análises referentes ao trato respiratório.
Nas amostras de escarro, deve-se verificar a sua adequação à análise, pois a 
amostra, para ser adequada, precisa apresentar células cilíndricas ciliadas e ainda 
macrófagosalveolares, indicando que o trato respiratório inferior está com repre-
sentatividade amostral. As amostras, múltiplas de escarro, devem ser coletadas em 
dias consecutivos, o que confere um aumento de sensibilidade de 42% para uma 
amostra e, em casos de cinco amostras, para 91%. Devem ser fixadas com etanol 
95% ou, quando não for possível a preparação imediata do esfregaço, deve-se 
realizar uma prefixação, diluição em 1:1 de etanol a 50% ou 70% ou ainda com 
Carbowax em etanol 50% (BRASIL, 2012a, 2012b).
Outra amostra espontânea comum em citopatologia é a urina. Por meio dela, 
pode-se verificar a existência de lesões pré-cancerosas na pelve renal, bexiga, ure-
ter e também da uretra. A primeira urina do dia não é indicada. A recomendação 
é que o paciente esvazie a bexiga e faça hidratações a cada 30 minutos por duas 
horas. A coleta da próxima urina deve ocorrer ainda pela manhã, diretamente no 
coletor, preferencialmente no laboratório que fará a análise, após devida higieni-
zação da genitália com água e sabão é a mais indicada.
Alguns autores aconselham aos pacientes uma prática de atividade física, de 
quinze minutos antes da coleta, como forma de provocar uma maior mobilização 
da urina dentro da bexiga facilitando o processo de descamação epitelial (e/ou 
tecidual), melhorando a qualidade da amostra, que deve ter entre 25 e 100 ml. O 
processamento do material deve ser imediato ou em até seis horas após a coleta 
(BRASIL, 2012a, 2012b).
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As secreções mamárias também são relativamente comuns em citopatologia 
e tem como objetivo diagnosticar infecções, papilomas e até mesmo neoplasias. 
Esse tipo de amostra citológica é utilizado somente quando não é possível per-
ceber anormalidades na mamografia ou ainda aquelas percebidas à palpação, e 
em muitos casos a secreção é a única anomalia percebida. O obtido deve ser de-
positado diretamente na lâmina de vidro com confecção do esfregaço e posterior 
fixação com etanol 95% (BRASIL, 2012a, 2012b).
Punções: por agulha fina (PAAF) e por capilaridade
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a) e o INCA (2019), foi nos Esta-
dos Unidos, em 1926, que a punção aspirativa por agulha fina (PAAF) foi apresen-
tada, por Martin e Ellis, e somente na década de 1950 que passou a ter uso mais 
recorrente, quando agulhas de menores calibres passaram a ser utilizadas. Nos 
dias atuais, tem sido uma prática comum na clínica, principalmente na obtenção 
de amostras celulares em órgãos mais profundos e de difícil acesso às técnicas 
citopatológicas.
As punções são metodologias simples, executadas de maneira ágil e apresen-
tam excelente precisão de diagnóstico. Elas podem ser realizadas ambulatorial-
mente e complicações decorrentes do processo são consideradas raras. Existem 
apenas algumas contraindicações para grupos específicos de pacientes: portado-
res de distúrbios de coagulação e em uso de anticoagulantes, pacientes com tosse 
e tumor carotídeo, aos demais deve-se avaliar o risco-benefício (BRASIL, 2012a).
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), a assepsia do local a ser 
puncionado geralmente é feita com álcool iodado. Existe a recomendação, por 
alguns autores, do uso de pistola porta-seringa – instrumentação utilizada para 
dar suporte à agulha e seringa. O Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a) recomen-
da, ao realizar a PAAF, deve-se colocar o paciente na posição mais privilegiada 
para a coleta, de preferência com certo conforto ao paciente. Deve-se previamente 
realizar a escolha do local, por palpação ou com auxílio de exames de imagem, 
fazer a assepsia do local, segurar o sítio da punção entre os dedos indicador e 
médio, e posteriormente, efetuar a punção.
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Para se realizar a punção, conforme afirma o Ministério da Saúde (BRASIL, 
2012a), devemos seguir a seguinte sequência de procedimentos:
→ A: manter o êmbolo na posição zero e introduzir a agulha na lesão em ângulo 
perpendicular à superfície da pele;
→ B: promover forte pressão negativa no interior da seringa, deslocando o êmbo-
lo para estabelecer vácuo, mantendo-o;
→ C: fazer movimentos de “vai e vem” com a agulha na lesão, nas diversas 
direções e profundidades, mantendo a pressão negativa ainda com a agulha na 
lesão;
→ D: soltar o êmbolo da seringa, desfazendo a pressão negativa, ainda com a 
agulha na lesão;
→ E: retirar a agulha da lesão e comprimir o local com uma gaze;
→ F: retirar a agulha da seringa com o êmbolo na posição zero;
→ G: puxar o êmbolo da seringa, fazendo vácuo;
→ H: acoplar a agulha na seringa para em seguida, empurrando o êmbolo, de-
positar o material na lâmina e proceder a preparação do esfregaço.
Para o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), bem como para Molinaro, Caputo 
e Amendoeira (2010), quando o material resultante da PAAF é líquido, faz-se 
necessário centrifugar a amostra, para sedimentar as células para realizar o es-
fregaço (e desprezar o sobrenadante). Nos casos em que a amostra é oriunda de 
nódulos sólidos, deve-se apenas permitir a entrada de um pouco de ar, acoplar 
nova agulha e fazer o depósito da amostra sobre a lâmina, cerca de 2 a 3 mm e 
confeccionar o esfregaço. Em amostras semissólidas ou com traços hemorrágicos, 
deve-se utilizar uma lâmina inclinada a 45° para estender o material de forma 
delicada, rápida e de maneira uniforme.
Outro tipo de punção muito utilizada na clínica nos dias atuais, segundo o 
Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), é a punção por capilaridade, a qual foi 
utilizada pela primeira vez, em 1986, pelo médico francês Zajdela em uma coleta 
oftalmológica. Nela, a obtenção do material ocorre através do deslocamento ce-
lular promovido pela ponta da agulha (bisel) no ato de sua introdução no tecido, 
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não existe o emprego de pressões negativas. Ao perceber a existência de amostra 
no bisel, a agulha é retirada da lesão com o material coletado e posteriormente 
depositado em várias lâminas para a confecção dos esfregaços.
Essa técnica, ainda segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), foi disse-
minada na comunidade científica posteriormente, e hoje passou a ser empregada 
em diversos órgãos, principalmente devido aos menores traumas causadas pela 
técnica, ser de fácil execução e, ainda, por fornecer bom quantitativo celular às 
análises citológicas. Os materiais utilizados são basicamente os mesmos utilizados 
na PAAF tradicional.
COLORAÇÕES EM CITOPATOLOGIA
De acordo com Molinaro, Caputo e Amendoeira (2010), vários fatores 
são determinantes para um diagnóstico assertivo em citopatologia 
clínica. 
Entre eles, temos a qualidade das colorações, a preparação da amostra e sua fi-
xação. Devem ser evitados os artefatos advindos de colorações que podem em 
situações extremas inviabilizar a análise do material citopatológico.
Muitos corantes com emprego tradicional em histologia são e devem ser 
utilizados em citologia com algumas pequenas adaptações, seja no processa-
mento das amostras ou ainda em condições e situações especiais, como na imu-
nocitoquímica, porém, de maneira rotineira, na citopatologia, a metodologia de 
coloração desenvolvida por Papanicolaou é a mais empregada e recomendada. 
Outras colorações utilizadas são: hematoxilina-eosina (HE), May-Gruenwald 
Giemsa (MMG), Shorr, entre outras (MOLINARO; CAPUTO; AMENDOEIRA, 
2010; BRASIL, 2012a, 2012b). Pela grande importância e pelo vasto uso, vamos 
estudar mais detalhadamente algumas colorações.
Coloração de Papanicolaou
Molinaro, Caputo e Amendoeira (2010) afirmam que a coloração de Papani-
colaou é formada por um corante natural, a hematoxilina, e ainda por dois outros 
corantes com afinidades citoplasmáticas o Orange G6 e o EA, que são formados 
pela combinação de eosina, verde luz (também conhecido por verde brilhante) 
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e pelo pardo de Bismarck. O conjunto de corantes utilizados por essa técnica 
tem como principal objetivo evidenciar a morfologia das células bem como os 
graus de maturidade celular (MOLINARO; CAPUTO;AMENDOEIRA, 2010; 
BRASIL, 2012a, 2012b).
Essa técnica é realizada em etapas, conforme descrito no Quadro 2. Vale lembrar 
que cada laboratório faz suas próprias adaptações, seja pelo tempo de técnica ou 
pelo custo da coloração. A hematoxilina tem afinidade pelos núcleos, os quais 
são corados de azul-roxo. O verde brilhante cora os citoplasmas de verde-azul 
de células parabasais e intermediárias, células colunares e ainda os histiócitos. 
A eosina irá realizar a coloração citoplasmática das células superficiais, de nu-
cléolos, mucinas endocervicais e ainda de cílios no tom rosa. O Orange G6 vai 
realizar a coloração de hemácia e de células queratinizadas em laranja brilhante. 
Em seguida, os esfregaços passam por uma etapa chamada de clareamento, por 
xilol (MOLINARO; CAPUTO; AMENDOEIRA, 2010; BRASIL, 2012a, 2012b).
ETAPA CORANTE/REAGENTE N° DE MERGULHOS
1 Etanol 80% 5-10
2 Etanol 70% 5-10
3 Etanol 50% 5-10
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4 Água destilada I 5-10
5 Água destilada II 5-10
6 Hematoxilina de Harris 1 a 5 minutos
7 Água destilada 5-10
8 Diferenciar em álcool-ácido 3
9 Água destilada 5-10
10 Banho de água amoniacal 5
11 Água destilada 5-10
12 Etanol 50% 5-10
13 Etanol 70% 5-10
14 Etanol 95% 5-10
15 Orange G, solução de trabalho 1 minuto
16 Etanol 95% 5-10
17 Etanol 95% 5-10
18 Etanol 95% 5-10
19 Eosina-EA65, solução de trabalho 5 minutos
20 Etanol 95% 5-10
21 Etanol 95% 5-10
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22 Etanol 95% 5-10
23 Etanol 100% I 5-10
24 Etanol 100% II 5-10
25 Etanol 100% III 5-10
26 Xilol I 5-10
27 Xilol II 5-10
28 Xilol III 5-10
29 Selar em meio hidrófobo
Quadro 2 - Método descritivo da Coloração de Papanicolaou / Fonte: adaptado de Brasil (2012a).
Resumo do resultado da coloração, segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 
2012a):
I - Células escamosas maduras -> róseo-avermelhada.
II - Nucléolo -> vermelho- arroxeado.
III - Células metabolicamente ativas -> verde azulado.
IV - Citoplasma queratinizado -> laranja ou amarelo.
Coloração de May-Grünwald-Giemsa
Molinaro, Caputo e Amendoeira (2010) discorrem que essa coloração é bastante 
utilizada em distensões em que a amostra é oriunda do sangue periférico, medula 
óssea, elementos celulares obtidos por punção, esfoliação e imprint. São utilizados 
dois corantes e as soluções podem ser ajustadas. Outra observação a ser feita é 
que as soluções devem ser preparadas no momento do uso e desprezadas após 
seu término.
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ETAPA CORANTE E/OU REAGENTE
1 Fixar em Metanol por 15 min
2 Corar com Solução May-Grünwald por 5 min.
3 Escorrer o corante da lâmina
4 Corar com Giemsa por 10min.
5 Lavar em tampão Soren pH 6,8 e deixar secar naturalmente.
6 Clarificar com xilol e secar em meio hidrofóbico
Quadro 3 - Método descritivo da Coloração de May-Grunwald-Giemsa / Fonte: adaptado de Brasil (2012a).
Resumo do resultado da coloração, segundo o Ministério da Saúde (2012a):
I- Núcleos dos leucócitos -> azul-pálido.
II- Citoplasma -> azul muito claro ou incolor.
III- Granulações neutrófilas -> vermelho claro.
IV- Granulações basófilas -> azul escuro.
V- Eosinófilos e eritrócitos -> vermelho alaranjado.
Coloração hematoxilina eosina (HE)
Esta coloração é utilizada nas preparações cell blocks e ainda nos esfregaços rea-
lizados a partir da PAAF.
O resumo do resultado da coloração é similar àquele apresentado nas colorações 
realizadas em cito-histologia, segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a):
I- Núcleos -> azul.
II- Citoplasma -> rosa.
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Outras colorações usuais
Várias outras colorações são utilizadas na rotina laboratorial citopatológica, con-
forme discorrem Molinaro, Caputo e Amendoeira (2010). A escolha do tipo de 
coloração a ser utilizada vai depender do principal objetivo da análise. Para isso, 
deve-se levar em consideração variados fatores, entre eles, as suspeitas clínicas 
do médico assistente no ato da solicitação do exame, que vêm descritas na ficha 
de solicitação do exame. As mais utilizadas são:
• Panótico: técnica rápida utilizada em amostras por PAAF. São três 
soluções (I, II e III) e o tempo de processamento é de 15 minutos.
• Shorr: coloração diferencial de células escamosas superficiais e 
profundas, mas não é muito utilizada porque os detalhes nucleares 
ficam difíceis de serem percebidos.
• PAS: ácido periódico de Schiff – coloração especial e diferencial. 
Cora carboidratos e fungos de cor magenta e o “fundo” (demais es-
truturas) de verde.
• Gram: coloração que permite identificação de bactérias Gram po-
sitivas e Gram negativas além da conformação bacteriana (cocos, 
bacilos etc.)
• Ziehl-Neelsen: permite a identificação de bactérias – bacilos – ál-
cool resistentes, chamados de BAAR.
TERMOS PARA TRADUÇÃO
Gram-positive (Gram-positivo)
Gram-negative (Gram-negativo)
crystal violet (violeta cristal), 
iodine (iodo), 
alcohol (decolorization) (álcool (descoloração), 
safranin (safranina)
Gram-positivo
Gram-negativo
violeta
cristal iodo
álcool
(descoloração) safranina
Figura 5 - Coloração de Gram das bactérias / Fonte: Adobe Stock ([2023e], on-line).
Descrição da Imagem:a figura ilustra dois sequenciais de coloração em Gram que ocorre entre setas. O pri-
meiro inicia por Gram-positivo e o segundo por Gram-negativo. Após o início da rotina, os seguintes círculos 
são ligados sequencialmente: violeta cristal, iodo, álcool (descoloração), safranina.
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Descrição da imagem: A coloração de Gram permite a diferenciação das bac-
térias que podem estar acometendo determinada região do corpo, o que facilita 
a escolha de um possível esquema medicamentoso (os medicamentos de escolha 
para combate de Gram positivos geralmente são diferentes daqueles empregados 
para Gram negativos) e ainda auxilia na descoberta da morfologia ou arranjo 
celular desses agentes infecciosos.
Figura 6 - Amostra submetida à Coloração de Gram: bactéria Escherichia coli – bastonete Gram negativo / 
Fonte: Adobe Stock ([2023f], on-line).
Descrição da Imagem: nas fotografias tomadas por microscópio óptico, pode-se observar fundo azul claro, 
com diversas estruturas em variados formatos, ovais, retilíneas, curvadas, umas mais próximas e outras 
mais afastadas umas das outras, todas em tons de roxo.
Figura 7 - Amostra submetida à Coloração de Gram: bactéria Gram positiva – Estreptococos / Fonte: Adobe 
Stock ([2023g], on-line).
Descrição da Imagem: na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar fundo rosa claro, com 
algumas estruturas circulares, umas em pares, outras em maior quantidade, em tons de rosa.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 6
Figura 8 - Principais agentes infecciosos em humanos e seus respectivos arranjos / Fonte: Adobe Stock 
([2023h], on-line).
Descrição da Imagem: na figura, constam diversas imagens. De cima para baixo, na primeira linha da es-
querda para a direita, temos a primeira figura, na qual estão representados os Staphylococcus aureus, com 
morfologia em formato de círculos aglomerados, densos, em tons de roxo, chamado de cocos. Ao centro, 
estão representados os Streptococcus pyogenes, de morfologia circular densa, em tons de roxo, dispostos em 
linha e por último, à direita, temos os Streptococcus pneumoniae, de morfologia circular em pares, também 
em tons de roxo. Na segunda linha, à esquerda, estão representados os Bacillus cereus. Com morfologia em 
formato de bastão, um ao lado do outro, formando uma linha, eles têm coloração de rosa claro. Na terceira 
linha, da esquerda para a direita estão representados E. coli e Salmonella, com morfologia de vários flagelos 
ligados a uma estrutura circular, em tons de rosa.. 
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Ao centro, está representado Vibrio cholerae, com morfologia de um único flagelo que sai de uma estrutura 
oval achatada em tons de rosa claro. E por último, à direita, está representada a Klebsiella pneumoniae. 
Com morfologia em formato de bastões encapsulados em diversos tamanhos, eles têm coloração em azul. 
Na quarta linha, da esquerdapara a direita, temos a imagem representada por Bordetella pertussis, com 
morfologia também em bastões encapsulados, sozinhos ou em pares, em tons de rosa claro. Ao centro, 
está representado Corunebacterium diphtheriae, com morfologia em formato de cotonete, em tons de roxo. 
E por último, à direita, representado por Helicobacter pylori, com morfologia de bastonete em curva, do 
qual saem de quatro a seis flagelos, em tons de rosa claro. Na quinta e última linha, da esquerda para a 
direita, está representado a Clostridium botulinum, com morfologia em formato de bastonete em tons de 
roxo com uma das extremidades com círculo pequeno em branco. Ao lado, está representado o Clostridium 
tetani, com morfologia em formato de bacilos com uma extremidade mais circular, e tons de roxo e laranja. 
A próxima imagem representa Neisseria gonorrhoeae, com morfologia de cocos em pares, em tons de rosa 
claro. E por último, vê-se a representação do Treponema pallidum, com morfologia em forma de linha em 
espiral, em tons de rosa escuro.
ADEQUABILIDADE DAS AMOSTRAS
É de extrema importância, antes de efetivamente realizar a análise citológica, 
conferir os dados do paciente – nome e sobrenome, número de registro do 
exame ou código de barras, com a ficha de cada um dos pacientes que sempre 
acompanha as amostras.
O Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a) nos alerta sobre um ponto 
fundamental: verificar a qualidade da amostra, de sua fixação e da sua 
coloração. 
Essa análise é feita em menor aumento, objetiva de 4x. O fundo, área em que en-
contramos as células a serem analisadas – tipo celular –, a quantidade dessas célu-
las, como as células estão dispostas e o modo pelo qual se encontram dispostas no 
esfregaço são os aspectos a serem considerados para se avaliar a adequabilidade 
da amostra, segundo a Nomenclatura Brasileira para Laudos Cervicais e Condu-
tas Preconizadas proferidas pelo Ministério da Saúde, em 2006, que foi adaptado 
do Sistema Bethesda de classificação citológica dos esfregaços cervicais de 2001.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 6
As categorias de avaliação, segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), são:
I- Satisfatória: a amostra apresenta células em quantidade representativa 
(8.000 a 12.000 células escamosas) bem distribuídas, fixadas e coradas, de 
modo a permitir a visualização e chegar a uma conclusão diagnóstica.
II- Satisfatória, mas limitada para avaliação por falta de informações clínicas: 
esfregaços comprometidos entre 50%-75% de sua tonalidade por diversos fa-
tores. Exemplos: esfregaço hemorrágico, esmagamento celular por compressão 
na confecção do esfregaço, demora da fixação. Outros fatores fisiológicos 
também podem interferir, como a escassez celular por atrofias diversas comuns 
na menopausa.
III- Insatisfatória: esfregaço comprometido em mais de 75% (mesmos fatores 
citados).
Quando o exame citológico é satisfatório, mas limitado, ou ainda classificado 
como insatisfatório para análise, deve ser repetido o mais breve possível.
Figura 9 - Amostra satisfatória de esfregaço vaginal / Fonte: Adobe Stock ([2023i], on-line).
Descrição da Imagem: : na fotografia tomada por microscópio óptico, pode-se observar fundo claro, com 
várias estruturas em tons de rosa e azul, caracterizadas por “células”, as quais estão distribuídas em toda 
a imagem, são de diferentes formatos, retangulares, ovaladas, pavimentosas, maiores e menores e com 
um círculo mais escuro no interior de cada uma delas.
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O Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a) traz um importante conselho sobre 
as análises/leituras de lâminas de esfregaços: iniciar a análise dos esfregaços sem-
pre da esquerda para a direita, correndo a lâmina de cima para baixo, sempre com 
sobreposição das áreas para evitar que passe despercebido alguma arquitetura 
celular de importância clínica. 
Olá, estudante! Indicamos a leitura do artigo: “Quem foi 
George Papanicolaou, criador do exame considerado uma 
das armas mais poderosas contra o câncer”.
EU INDICO
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/19421
TEMA DE APRENDIZAGEM 6
NOVOS DESAFIOS
Através de todo este conteúdo abordado, foi possível compreender o quão impor-
tante é uma lâmina ser de qualidade, sem sobreposição de células, bem corada, 
pois isso é o que facilitará ao profissional a observação, análise e liberação de 
resultados com segurança, pois a lâmina estará adequada para tal ação.
Esse tipo de material será rotina de laboratório de citologia, diferente do am-
biente laboratorial de exames em geral, mas de grande valia conforme vimos 
durante o conteúdo.
Trata-se de um ramo que vem crescendo, necessitando cada vez de mais pro-
fissionais capacitados.
Acesse seu ambiente virtual de aprendizagem 
e confira a aula referente a esse tema.
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VAMOS PRATICAR
1. A qualidade dos diagnósticos citopatológicos dependem de variados fatores, dentre 
eles, a adequabilidade da coleta e, ainda, fatores ligados ao processamento das amos-
tras. Geralmente, os materiais são coletados pelo médico assistente durante a rotina 
clínica, principalmente, esfregaços cervicovaginais.
Descreva os procedimentos a serem realizados pelos laboratórios citopatológicos após 
a recepção dessas amostras.
2. O Lavado Broncoalveolar (LBA) é uma técnica de coleta de células, partículas, organis-
mos infecciosos e corpos estranhos que, porventura, estejam nos espaços alveolares 
do pulmão. É uma técnica que vem sendo bastante utilizada na área clínica como 
ferramenta de estudos na área da Imunologia.
Disserte sobre o modo como essa técnica é utilizada nos exames citopatológicos de 
vários tipos de doenças.
3. A punção, capilaridade ou por agulha fina (PAAF) é um método bastante utilizado na 
obtenção de amostras citopatológicas. Trata-se de uma metodologia simples, rápida e 
segura que permite uma boa precisão de diagnóstico. Na realização da técnica, alguns 
preparativos e materiais são necessários.
Sobre o exposto, analise as afirmativas a seguir:
I - Prepara-se o local de coleta e o psicológico do paciente.
II - Anestesia-se o local a ser utilizado como sítio da punção.
III - Coloca-se um pequeno curativo oclusivo após a punção. 
IV - Espátula de Ayres e espéculo são utilizados.
É correto o que se afirma em:
a) I, II e IV, apenas. 
b) III e IV, apenas.
c) I e IV, apenas.
d) I, II e III, apenas.
e) II e III, apenas.
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VAMOS PRATICAR
4. Foi Johannes Müller o responsável pelo primeiro exame citológico em 1838. Nele, foi 
descrita a imagem microscópica de células malignas que foram obtidas por raspado 
superficial de tumores.
Sobre as técnicas de obtenção de amostras citológicas, analise as afirmativas a seguir: 
I - As técnicas de obtenção são procedimentos simples, com menor grau de invasão.
II - As técnicas possuem menores taxas de complicações durante e após a coleta.
III - As técnicas não oferecem vantagens quando comparadas a outras técnicas de coletas 
de amostra, como nas biópsias.
IV - As técnicas empregadas permitem diagnósticos rápidos, seguros e de excelente qua-
lidade.
É correto o que se afirma em:
a) I, II e IV, apenas.
b) III e IV, apenas.
c) I e III, apenas.
d) I, II e III, apenas.
e) II e III, apenas.
5. Para garantir que resultados falso-negativos ou falso-positivos não ocorram na rotina 
clínica, devemos verificar a qualidade da amostra e, ainda, os procedimentos corretos 
e necessários para realizar boas colorações. As colorações podem ser realizadas por 
meio de reagentes preparados diretamente nas unidades laboratoriais ou, ainda, po-
dem ser adquiridas prontas no formato de kits rápidos (TR). Cuidados adicionais devem 
ser tomados para que seja possível a obtenção de resultados confiáveis, dentre eles, a 
leitura atenta das instruções fornecidas pelos fabricantes.
Sobre a prevenção de falhas de análise ou leitura quando empregado os TR, analise as 
afirmativas a seguir:
I - Abre-se a embalagem do TR somente no ato da sua utilização.
II - Realizam-se vários TR ao mesmo tempo.
III- Cronometra-se o tempo de teste conforme instruções do fabricante.
IV - Evita-se tocar, bater ou agitar os instrumentos ou reagentes dos dispositivos inte-
grantes do TR de modo que possa comprometer a sua integridade.
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VAMOS PRATICAR
É correto o que se afirma em:
a) I, III, IV, apenas.
b) I, II e IV, apenas.
c) II, IV e V, apenas.
d) I, II, III e V, apenas.
e) II e III, apenas.
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1. Após a recepção das amostras citopatológicas, os laboratórios citopatológicos seguem um 
processo rigoroso de preparação e análise das amostras para garantir a qualidade e preci-
são dos diagnósticos. A seguir, estão descritos os procedimentos gerais realizados pelos 
laboratórios citopatológicos após a recepção de amostras de esfregaços cervicovaginais:
Identificação das amostras: as amostras são identificadas com um número de identifica-
ção único para garantir a rastreabilidade e a integridade das amostras.
Preparação das amostras: as amostras são fixadas em uma solução que preserva as 
células e impede a deterioração da amostra. Geralmente, é utilizada uma solução à base 
de álcool ou formalina.
Processamento das amostras: as amostras são processadas por um técnico de labora-
tório especializado em citopatologia. O processo de processamento envolve a remoção 
do excesso de muco e outras impurezas presentes na amostra, bem como a preparação 
do esfregaço em lâmina de vidro.
Coloração das amostras: após a preparação do esfregaço em lâmina de vidro, as amos-
tras são coradas com corantes específicos para realçar as características das células 
presentes na amostra.
2. Para realizar o exame citopatológico, o LBA é colhido através da introdução de um bron-
coscópio pelo nariz ou pela boca do paciente. O broncoscópio é um tubo flexível que 
contém uma câmera e uma fonte de luz na sua extremidade, permitindo a visualização 
dos espaços alveolares do pulmão. Uma vez que o broncoscópio é inserido no pulmão, 
uma solução salina estéril é instilada e aspirada novamente através do broncoscópio, 
coletando assim as células e outras partículas presentes nos espaços alveolares.
As células coletadas pelo LBA são enviadas para o laboratório, onde são preparadas e co-
radas para análise citopatológica. Através da análise citopatológica, é possível identificar 
a presença de células anormais, como células cancerígenas, células inflamatórias, bacté-
rias, vírus e outros organismos infecciosos. Além disso, a análise citopatológica também 
permite avaliar a inflamação presente nos espaços alveolares e auxiliar no diagnóstico 
de doenças pulmonares específicas.
Em resumo, o LBA é uma técnica importante para o diagnóstico de diversas doenças 
pulmonares, permitindo a coleta de células e outras partículas presentes nos espaços 
alveolares do pulmão para análise citopatológica. Através dessa análise, é possível iden-
tificar a presença de células anormais e organismos infecciosos, bem como avaliar a 
inflamação presente nos espaços alveolares, auxiliando no diagnóstico e no tratamento 
das doenças pulmonares.
CONFIRA SUAS RESPOSTAS
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3. Alternativa correta: D.
4. Alternativa correta: A.
5. Alternativa correta: A.
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REFERÊNCIAS
ADOBE STOCK. [Sem título]. [2023a]. 1 fotografia. Disponível em: https://stock.adobe.com/
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t=100&search_page=1&search_type=see-more&acp=&aco=COLORA%C3%87%C3%83O+-
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C3%A7%C3%A3o+de+gram&k=colora%C3%A7%C3%A3o+de+gram&get_facets=0&asset_
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BRASIL. Ministério da Saúde. Caderno de referência 1: citopatologia ginecológica. Brasília: 
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Brasília: Ministério da Saúde, 2012b. Disponível em: https://bvsms.saude.gov.br/bvs/publi-
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BRASIL. Ministério da Saúde. Caderno de referência 3: técnicas de histopatologia. Brasília: 
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CAPUTO, L. F. G.; MOTA, E. M.; GITIRANA, L. B. Técnicas citológicas. In: MOLINARO, E.; CAPU-
TO, L. F. G.; AMENDOEIRA, M. R. R. Conceitos e métodos para formação de profissionais 
em laboratórios de saúde. Rio de Janeiro: EPSJV: Fiocruz, 2010. p. 189-213. v. 2. (Coleção 
Conceitos e Métodos para a Formação de Profissionais em Laboratórios de Saúde).
INCA. Estimativa 2020: incidência de câncer no Brasil. Rio de Janeiro:Inca, 2019. Disponí-
vel em: https://www.inca.gov.br/sites/ufu.sti.inca.local/files/media/document/estimativa-
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MOLINARO, E.; CAPUTO, L. F. G.; AMENDOEIRA, M. R. R. Conceitos e métodos para forma-
ção de profissionais em laboratórios de saúde. Rio de Janeiro: EPSJV: Fiocruz, 2010. v. 2. 
(Coleção Conceitos e Métodos para a Formação de Profissionais em Laboratórios de Saúde).
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MINHAS METAS
CITOLOGIA DO TRATO
GENITAL FEMININO I
FABIANE HORBACH RUBIN
Interpretar os diagnósticos citopatológicos, correlacionando-os com a clínica.
Desenvolver as habilidades técnicas mínimas para estudos e análises das 
alterações morfofuncionais do trato genital feminino (TGF).
Conhecer as alterações citopatológicas decorrentes dos processos inflamatórios 
e degenerativos.
Compreender a importância da realização do exame de Papanicolaou no 
rastreamento de alterações celulares benignas, pré-malignas e malignas 
no colo do útero.
Reconhecer as alterações pré-malignas e malignas nas amostras cervicovaginais 
e fazer constá-las nos laudos citológicos de modo crítico e ético.
T E M A D E A P R E N D I Z A G E M 7
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INICIE SUA JORNADA
Imagine que você foi selecionado(a) para ser o(a) responsável pela leitura de 
lâminas de amostras cervicovaginais. Você, porém, fica inseguro(a), pois não se 
recorda sobre o trato genital femino. O que faria?
As informações básicas sobre o trato genital feminino são de grande impor-
tância, uma vez que estará analisando esfregaços cervicovaginais, sendo neces-
sário fomentar muitos achados celulares com a anatomia básica.
Por exemplo, esfregaços de mulheres jovens são diferentes de mulheres mais 
maduras, ou seja, entender que existe uma diferença entre essas amostras fará 
total sentido. A prática sempre estará relacionada à teoria, e muitos resultados só 
serão possíveis uma vez que tiver relação com a análise clínica geral do paciente.
Você sabe o que é a Citologia do Trato Genital Feminino? É 
o estudo das células presentes no trato genital feminino, 
principalmente células do colo do útero, nas quais ocorrem 
diversas alterações em casos de câncer do colo do útero. 
Ficou interessado(a) em saber mais informações? Venha 
comigo aprender mais sobre o assunto! Ouça no seu Ambi-
ente Virtual de Aprendizagem.
PLAY NO CONHECIMENTO
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
DESENVOLVA SEU POTENCIAL
A principal forma de diagnóstico das principais doenças que acometem o trato 
genital feminino (TGF) é o esfregaço vaginal, muito conhecido como exame 
de Papanicolau. Esse procedimento é não invasivo e não causa nenhuma com-
plicação à paciente, além de apresentar baixíssimo custo.
Vale lembrar que o exame citopatológico é o método de rastreio eleito para 
identificação e prevenção do câncer de colo de útero, o qual, segundo estimati-
vas do Instituto Nacional do Câncer (Inca), para o ano de 2020, no Brasil, faria 
16.710 novos casos e, infelizmente, 6.596 óbitos. Esses dados apenas reforçam a 
necessidade real de estudarmos cada dia mais as particularidades do TGF.
ANATOMOFISIOLOGIA E CITO-HISTOLOGIA 
DO TGF
O TGF é constituído por dois ovários ou gônadas, duas tubas uterinas, o útero, a 
vagina e a genitália externa ou vulva, além do clitóris, o bulbo do vestíbulo e as 
glândulas anexas, vestibulares maiores e menores (JUNQUEIRA; CARNEIRO, 
2018).
Os ovários são as gônadas femininas, e segundo Junqueira e Carneiro (2018), 
possuem em média 3 cm de comprimento, 1,5 cm de largura e aproximadamente 
1 cm de espessura, porém, essas dimensões variam de acordo com cada indivíduo 
(variações anatômicas) e a ainda dependem da fase do ciclo menstrual na qual 
as características estão sendo avaliadas.
Outra informação importante é que são dois, um de cada lado do útero, es-
tando interligados pelas trompas. 
Produzem hormônios sexuais (progesterona e estrogênio) e ainda o 
gameta feminino (BRASIL, 2012a; KOSS; GOMPEL, 2014).
Os ovários são revestidos por tecido epitelial cúbico simples, e, em algumas por-
ções, é possível encontrar tecido epitelial pavimentoso simples. Logo a seguir, 
temos a túnica albugínea, em que o tecido conjuntivo denso e os vasos sanguíneos 
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se fazem presentes além das células de Leydig, que produzem os hormônios 
sexuais estimuladas pelas gonadotrofinas, região conhecida como cortical e de 
aparência esbranquiçada.
Os folículos ovarianos (ovócitos) se desenvolvem nos ovários e podem ser 
encontrados junto ao tecido conjuntivo frouxo, na porção denominada como 
estroma, que possui conformação característica (em redemoinhos). Nesta re-
gião, durante o ciclo sexual, dependente hormonalmente de FSH e LH, ocorrem 
alterações ovarianas. Aqueles folículos não estimulados permanecem inativos, 
como na infância, período em que praticamente não ocorre secreção hormonal.
 
Figura 1 - Ovário / Fonte: Adobe Stock ([2023a], on-line).
Descrição da Imagem:na ilustração, pode-se observar um fundo rosa; à esquerda, uma estrutura maior com 
formato irregular, com ápice mais arredondado, do qual sai uma estrutura em formato de “cano”, no mesmo 
tom, de espessura fina, circular, voltado para a direita, fazendo uma leve curva para trás, e finalizando com 
estruturas dendríticas, às quais se “liga” uma outra estrutura ovalada, em tons de cinza mesclado, caracte-
rizada por “óvulo”, do qual sai um estrutura fina, circular, ligando-se à estrutura à esquerda.
Um fato que devemos estar atentos é que as mulheres já nascem com sua totali-
dade de folículos, cerca de 400 mil (BRASIL, 2012a; CONSOLARO; MARIA-E-
GLER, 2014). Em geral, cerca de 1.000 ovócitos são recrutados para o amadure-
cimento, porém, na imensa maioria, apenas um, por ciclo, é liberado. Esse ciclo 
menstrual é em média de 28 dias, com ovulação em torno do 14° dia (período 
fértil), e o folículo pós-período de ovulação transforma-se em corpo-lúteo, im-
pedindo uma nova ovulação. As tubas uterinas são as responsáveis por captar 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
o ovócito liberado pelo ovário e levá-lo em direção ao útero (BRASIL, 2012a; 
JUNQUEIRA; CARNEIRO, 2018).
O útero recebe o óvulo fecundado, fornecendo a ele tudo o necessário para 
o seu desenvolvimento. Ele é formado por três camadas: internamente, tem-se o 
endométrio (revestido por muco), externamente o perimétrio, camada serosa e, 
entre elas, existe o miométrio, formado por uma espessa rede de fibras musculares 
lisas e colágenas, e elas, a depender do estágio hormonal, apresentam três fases: 
proliferativa, secretora e menstrual.
A estrutura uterina é dividida anatomicamente em:
I - corpo do útero – região com maior volume e possui aspecto de triângulo;
II - colo do útero – região mais estreita, por isso chamada popularmente de canal 
cervical ou cérvice;
III - istmo do útero – região da parte inferior do corpo do útero;
IV - fundo do útero – região que fica acima do eixo que faz a ligação do útero 
com as tubas uterinas.
O colo uterino possui como limites o óstio interno, próximo com o istmo do úte-
ro e o óstio externo, ligado ao canal vaginal. A parede do colo do útero é formada 
pela endocérvice e pela ectocérvice. A primeira é uma camada mucosa, revestida 
por tecido epitelial colunar simples mucossecretor – produtor do muco cervical –, 
e a segunda é formada por um epitélio escamoso estratificado não queratinizado, 
semelhante ao da vagina.
A ligação entre essas duas camadas é chamada de junção escamocolunar 
(JEC), e pode ter pequenas alterações devido ao estado hormonal, gestacional, 
parto ou ainda devido a possíveis traumas.
 
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Figura 2 - Cito-histologia do útero: endocérvice – tecido epitelial colunar simples mucossecretor / Fonte: 
Adobe Stock ([2023b], on-line).
Descrição da Imagem: na ilustração, vê-se, por um corte histológico, de fundo pouco visível, alta quantidade 
de estruturas, em tons de rosa claro e roxo, caracterizadas por “células”, “tecidos” e “núcleos”.Ao centro, 
é possível verificar uma estrutura com vilosidades, com interior de fundo claro e bordas rosa claro e roxo.
Quando o epitélio da vagina e útero estão maduros, ou seja, em fase reprodutiva, 
podemos dividi-lo, basicamente, em quatro camadas:
I - camada parabasal: formada por várias camadas de células arredondadas, 
com características basofílicas, corando de azul ou verde;
II - camada intermediária: formada por células poligonais ou elipsoides 
grandes, com núcleos redondos vesiculares e citoplasma rico em glicogênio e 
núcleos com cromatina delicada e uniformemente distribuída, menos coradas 
que as parabasais, células escamosas intermediárias coradas de castanho devi-
do ao grande acúmulo de glicogênio;
III - camada superficial: epitélio composto por células aplanadas com cito-
plasma abundante, eosinofílico, e núcleos picnóticos, células superficiais com 
grânulos querato-hialinos;
IV - camada celular em escamas: células dessa camada são as mais comuns 
nos esfregaços no período ovulatório do ciclo menstrual, também são poligonais, 
mas para diferenciá-las das células intermediárias é fundamental a análise 
nuclear. Nestas, o núcleo é picnótico (cromatina condensada) sem evidência de 
granulação.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
É importante salientar aqui que todas as camadas, exceto a basal, na verdade 
são células em diferentes estágios de amadurecimento das células basais (BRASIL, 
2012a).
As células das glândulas endocervicais também são revestidas por epitélio 
colunar simples, mucossecretoras, monoestratificadas, quando vistas de frente, ou 
ainda em forma de paliçada, quando vistas lateralmente. Possuem citoplasma 
cianofílico fraco com presença de vacúolos e grânulos acidófilos e núcleo em sua 
região basal e raramente são ciliadas.
METAPLASIAS
Conforme aponta o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), ocorrem alterações 
hormonais nos epitélios da região do colo uterino, principalmente devido à maior 
exposição das células ao pH ácido vaginal após a puberdade e ainda durante o 
processo gestacional.
Essa situação dá origem a uma eversão, ectopia do epitélio da região endo-
cervical, desencadeando o processo de metaplasia escamosa, que nada mais é que 
um processo adaptativo do epitélio colunar, que deixa de existir, dando origem 
ao epitélio escamoso estratificado não queratinizado.
Para o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), tecnicamente, existem três está-
gios no processo de metaplasia escamosa. No primeiro, temos o aparecimento 
de uma e posteriormente inúmeras células imaturas de células de reserva, pro-
cesso chamado de hiperplasia das células de reserva. No segundo, existem trans-
formações progressivas das células de reserva em células escamosas, processo 
chamado de metaplasia escamosa imatura. Por fim, temos a perda definitiva do 
epitélio colunar e o novo epitélio agora mais diferenciado, maduro. Por isso, pas-
sa a ser uma metaplasia escamosa madura, e torna-se praticamente igual a um 
epitélio escamoso original.
A região em que ocorreu a alteração metaplásica é chamada de zona de 
transformação (ZT), e é justamente nela que ocorrem as maiores incidências 
de lesão pré-cancerosa e de carcinoma escamoso do colo do útero. 
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Isso provavelmente se deve ao fato de que as células dessa região se 
tornam mais suscetíveis às ações de agentes carcinogênicos.
Entre eles, tem maior destaque o papiloma vírus humano, popularmente conhe-
cido como HPV, sendo assim uma área de grande interesse clínico.
Ainda segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), as células metaplá-
sicas imaturas são redondas a ovais, com pequeno aumento da relação núcleo/
citoplasma, com citoplasma delicado que pode apresentar vacúolos. Geralmente, 
esse tipo celular se apresenta em agrupamentos frouxos, lembrando ‘calçamento 
de pedra’. Já as células metaplásicas maduras apresentam citoplasma mais den-
so e são mais arredondadas, podendo se apresentar também em agrupamentos 
frouxos. Esses dois tipos celulares podem apresentar-se, também, em formato 
estrelado – prolongamentos citoplasmáticos (Figura 3).
Outra característica comum a elas é no quesito coloração: elas podem apre-
sentar coloração dupla – citoplasma mais denso (ectoplasma) na região periférica 
e na região perto do núcleo mais clara, quase pálido. Note esta característica na 
Figura 3, na região central da imagem.
 
Figura 3 - Células com prolongamentos citoplasmáticos / Fonte: Adobe Stock ([2023c], on-line).
Descrição da Imagem: na imagem tomada pela microscopia, pode-se observar um fundo lilás, com um aglo-
merado de células pequenas, bem ao centro, com formas mais alongadas e estreladas, com uma estrutura 
menor e ovalada no centro das células, essas células são caracterizadas por “células metaplásicas maduras”.
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Figura 4 - Coloração de células epiteliais escamosas / Fonte: Adobe Stock ([2023d], on-line).
Descrição da Imagem: na figura, pode-se observar um fundo mais claro, em tons de azul, com algumas 
células à esquerda, do meio para baixo, de formatos pavimentosos, em tons de azul e ao centro de cada 
uma delas, uma estrutura oval em tons de rosa.
CITOLOGIA HORMONAL
É inegável que os hormônios produzem mudanças nos epitélios vaginais e uteri-
nos durante o ciclo menstrual. Estrogênio e progesterona produzem alterações 
ativas nesses tecidos, e, dessa forma, provocam alterações morfológicas impor-
tantes no perfil celular das amostras cervicovaginais.
Fase folicular fase lútea
folículos ovariano
ov
ul
aç
ão
ovo Corpo lúteo
FSH
LH
Estrógeno
Progesterona
En
do
m
ét
rio
ov
ul
aç
ão
Dia 1 Dia 14 Dia 28
Menstruação Fase proliferativa Fase secretora
 
Figura 5 - Ciclo menstrual / Fonte: Adobe Stock ([2023e], on-line).
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Descrição da Imagem: na figura, de cima para baixo, podemos observar, na primeira linha, que o ciclo está 
dividido em 18 dias. Nos 14 primeiros dias, está a fase folicular e nos últimos 14 dias, a fase lútea. Ao 
meio delas, no 14º dia, está representada a ovulação. Na linha abaixo, pode-se observar que na primeira 
fase do ciclo está representada a forma do folículo que é pequeno, circular e vai aumentando com o passar 
dos dias. No 14º dia, observa-se a liberação do ovo. Abaixo desta linha, temos uma representação gráfica 
dos hormônios, na qual o eixo “x” representa os dias do ciclo e o eixo “y”, os hormônios. Pode-se observar 
que o FSH tem o maior pico próximo do dia 14, assim como o LH e o estrogênio também. Já a progesterona 
tem o pico maior próximo ao dia 11 do ciclo. Na parte inferior da imagem, está representada a forma do 
endométrio. Do dia 1 até o 7, está representada a menstruação, período em que o endométrio está menor; 
do 7º ao 14º dia, está representada a fase proliferativa, período em que o endométrio vai aumentando e 
do 14º ao 18º dia, está representada a fase secretora, período em que o endométrio tem o maior aumento 
e depois vai diminuindo novamente.
Considerando o ciclo menstrual de 28 dias, temos entre o primeiro e o sexto dia 
um predomínio de células escamosas intermediárias nas análises de esfregaço 
vaginais. Também podem ser visualizadas células endometriais e estromais, além 
de hemácias, bactérias e leucócitos.
No segundo período, entre o sexto e o 14° dia, a maior parte das células visua-
lizadas são as superficiais, que estarão sob influência do estrogênio, que podem 
estar isoladas ou em agrupamentos frouxos. Nesse período, o esfregaço apresenta-
-se limpo praticamente sem a presença de bactérias e leucócitos (BRASIL, 2012a).
Na terceira fase, período entre o 14° e 24° dia, temos a progesterona em níveis 
cada vez maiores, o que propicia um predomínio de células escamosas interme-
diárias em agrupamentos compactos (Figura 6). Células naviculares e bactérias 
do tipo lactobacillus também podem estar presentes nos esfregaços. Essas bacté-
rias podem provocar uma degradação celular, o que pode provocar a visualização 
de muitos núcleos desnudos e ainda restosde citoplasma.
Por fim, no período entre o 24° e 28° dia, existe um predomínio de células in-
termediárias e naviculares e os agrupamentos celulares maiores, mais compactos 
e ainda mais frequentes (BRASIL, 2012a).
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
 
Figura 6 - Células cervicais humanas normais: agrupamento de células superficiais e intermediárias (au-
mento de 600x) / Fonte: Adobe Stock ([2023f], on-line).
Descrição da Imagem: na figura, pode-se observar um fundo pouco nítido, com sobreposição de células de 
tamanho médio, em tons de azul e rosa, com pequenas estruturas circulares e densas no interior de cada 
célula.
Em algumas fases da vida da mulher, não existe a produção de 
estrogênio, como ocorre na infância, na lactação e ainda na pós-
menopausa. 
Outras situações não fisiológicas, como a remoção dos ovários, terapias de rádio 
e quimioterapia, também podem mimetizar a baixa produção de estrogênio.
Em todos esses casos, ocorre o predomínio de células escamosas parabasais 
nos esfregaços cervicovaginais, chamados de atróficos, que podem se apresentar 
isoladas ou ainda em arranjos que lembram sincícios (sobreposição nuclear e 
limites citoplasmáticos indistintos).
Na gravidez, ocorre um grande predomínio celular de células intermediárias, 
frequentemente com arquitetura navicular, principalmente a partir do segundo 
mês de gestação. O citoplasma celular apresenta grande quantidade de glicogênio, 
o que promove uma coloração acastanhada dessas células.
Essa característica não é exclusiva da gravidez, e pode ser observada também 
na fase secretória do ciclo menstrual, devido aos altos índices de progesterona 
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característicos desta fase. No período pós-parto, o esfregaço atrófico persiste 
por algumas semanas ou até por alguns meses, apresentando células parabasais 
com grandes quantidades de glicogênio em seus citoplasmas (BRASIL, 2012a).
CITOLOGIA INFLAMATÓRIA
O TGF contém a vagina, que está com o meio externo, o que propicia o apare-
cimento de variadas infecções, as quais podem ser identificadas por sintomas 
clássicos, como prurido, secreções fétidas ou não, dor e até mesmo sangramento 
em casos mais crônicos.
Geralmente, o exame citológico é utilizado como forma de prevenção ao 
câncer de colo de útero, mas também é muito utilizado para identificação de 
processos inflamatórios e ainda ajuda a determinar a sua intensidade, bem como 
o agente etiológico. A coleta recomendada é a tríplice, por meio da qual obtêm-se 
amostras da ectocérvice, endocérvice e ainda da vagina.
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a, 2012b), identificar a presen-
ça de agentes infecciosos não é indicativo de infecção, pois alguns agentes são 
residentes, principalmente na região vaginal, e não provocam sintomatologia.
Na região da vagina, podemos citar como residentes as bactérias anaeróbicas, 
como os lactobacilos, o Staphylococcos epidermidis e o Streptococcos viridans, 
que não causam obrigatoriamente processos infecciosos. A maior ou menor sus-
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
cetibilidade a infecções vai depender de várias condições fisiológicas (gravidez, 
menopausa etc.), patológicas (distúrbios hormonais, diabetes etc.) ou ainda locais 
(DIU, exposição sexual).
BACTERIANA
Vários agentes bacterianos podem ser identificados no TGF. 
Um deles é o Lactobacillus vaginalis, ou bacilos de Doderlein, que são Gram-po-
sitivos e pertencem à microbiota residente. Eles podem provocar citólise das 
células escamosas a depender do período do ciclo menstrual e são fundamentais 
na defesa contra microrganismos patogênicos.
Agentes bacterianos mistos também podem ser identificados em esfrega-
ços cervicovaginais, como a mistura de bacilos e cocos. O Ministério da Saúde 
(BRASIL, 2012a) afirma que a Gardnerella vaginalis também pode ser identi-
ficada. Ela é um coco Gram-negativo, e aproximadamente 50% das mulheres 
possuem essa infecção assintomática, porém, quando o pH vaginal é maior que 
4,5, essa bactéria pode associar-se a outras, inclusive ao Mycoplasma hominis e 
originar infecções múltiplas, chamadas na clínica de vaginose bacteriana. A 
presença de estreptococos nos esfregaços tem ocorrência, em média, de 30%. Eles 
têm predileção para pH mais alcalino e está associado a Trichomonas vaginalis.
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), outro achado citológico no 
TGF é o Actinomyces, muito comum na cavidade oral do trato gastrointestinal, 
porém, recorrente em mulheres que fazem uso do DIU (dispositivo intrauterino) 
por longos períodos, que deve ser tratado, pois pode ocorrer sua disseminação 
e provocar infecções severas, inclusive com abscessos. Nos esfregaços, eles se 
apresentam como estruturas filamentosas, não septadas e com aparência que 
lembra aranhas ou ouriços do mar.
A Chlamydia trachomatis, uma Gram-negativa intracelular obrigatória, tam-
bém pode ser comumente encontrada nas análises citológicas do TGF. Apesar 
de na maioria dos casos as infecções serem assintomáticas, quando em situa-
ções mais severas, aumentam o risco de aborto espontâneo e morte fetal. Nos 
esfregaços, pode-se identificar essa infecção devido à ocorrência de inclusões 
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citoplasmáticas diferentes, a depender do seu grau de desenvolvimento, podendo 
ser: corpos elementares, reticulares ou ainda agregados. A grande chave diag-
nóstica é a presença de macrófagos, fagocitando linfócitos degenerados. Outro 
ponto importante que devemos ressaltar é que quando identificados esses sinais, 
o citopatologista está automaticamente autorizado a solicitar exames de imuno-
fluorescência e de cultura para investigar a fundo esse microrganismo.
Outra bactéria que pode ser identificada no TGF é a Leptothrix vaginalis. Ela 
é uma bactéria anaeróbia filamentosa que se apresenta nos esfregaços em forma 
de “s” ou “u” com enovelamentos. Comumente está associada com o Trichomonas 
vaginalis em mais de 75% dos casos (BRASIL, 2012a).
FÚNGICA
Este tipo de infecção é responsável pela maioria dos casos de vaginite nas regiões 
tropicais, sendo que mais de 80% deles são causados pela Candida albicans. A 
infecção acomete a vulva, vagina e, às vezes, o colo uterino.
Figura 7 - Infecção por Candida albicans / Fonte: Adobe Stock ([2023g], on-line).
Descrição da Imagem: na ilustração, pode-se observar uma parte anatômica do corpo humano. Ao centro, 
observa-se uma estrutura em formato de “T” em tons de vermelho e rosa claro, caracterizado pelo “trato 
genital feminino”. Enfatiza-se a imagem inferior e ao centro, de tamanho médio, de forma ovalada e acha-
tada, em tons de vermelho com alguns pontos circulares brancos, caracterizados por “Candida albicans”.
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Grande parte das mulheres são portadoras assintomáticas, mas quando nota-
dos, os sintomas podem ser: secreção vaginal espessa e esbranquiçada, podendo 
ter relato de prurido e ardência. Nos esfregaços, são notadas hifas e esporos re-
dondos, que podem se corar de vermelho ou marrom.
 
Figura 8 - Visão microscópica da candidíase (Candida albicans) em citologia de Papanicolau / Fonte: Adobe 
Stock ([2023h], on-line).
Descrição da Imagem: na figura, observa-se um fundo mais claro, pouco nítido, com sobreposição de células 
de tamanho médio, intercaladas em tons de azul e rosa claro, com estruturas circulares maciças em tons 
mais escuros no interior. Ao centro da imagem, é possível observar estruturas pequenas ovaladas, em tons 
mais escuros, unidas entre si, configurando hifas, característico de “Candida albicans”.
PROTOZOÁRIA
O principal protozoário encontrado no TGF é o Trichomonas vaginalis. Ele é 
flagelado e possui transmissão por via sexual. Segundo relatos do Ministério da 
Saúde (BRASIL, 2012a), aproximadamente 50% das mulheres possuem infecção 
assintomática por esse protozoário.
Quando os sintomas se fazem presentes, os principais são: corrimento abun-
dante e de cor amarela esverdeada e odor local desagradável. Nos esfregaços, 
corados através da técnica de Papanicolaou,raramente é possível visualizar seus 
flagelos, sendo possível a visualização de seu núcleo pequeno, excêntrico, redondo 
e levemente basofílico.
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Outro ponto característico nas infecções provocadas por esse protozoário é 
o fundo purulento, por vezes, provocado pelo grande acúmulo de neutrófilos.
VIRAL
A infecção pelo herpes genital é causada pelo vírus da Herpes simplex tipo 1 
(HSV-1) e tipo 2 (HSC-2). Seus sintomas mais comuns são: febre, mialgia, vesí-
culas na pele ou nas mucosas genitais e indisposição. Essas vesículas regridem 
espontaneamente em até quatro semanas e são recorrentes, porém, esse meca-
nismo ainda não está totalmente elucidado.
Citologicamente, temos o acometimento das células parabasais, metaplásicas 
e ainda as endocervicais, com a identificação de citomegalia e cariomegalia. 
Podem ser identificados ainda degeneração da cromatina, dando origem a 
núcleos foscos de forma homogênea e ainda uma membrana celular mais espessa.
Outro ponto comum nessa infecção viral é a multinucleação, além de seu 
citoplasma também denso e opaco, devido à desnaturação proteica e sua conse-
quente coagulação (BRASIL, 2012a).
CITOLOGIA DAS ALTERAÇÕES REATIVAS
Nos processos de reparação, resultantes de vários tipos de processos, como morte 
celular, perda de tecido por ulceração, infecções, traumas etc., ocorre a recons-
trução tecidual com substituição das células mortas por outras viáveis por meio 
de dois processos, fundamentalmente. O primeiro, regeneração, em que ocorre 
a substituição por células do mesmo tipo de tecido, mantendo-se a integridade e 
funcionalidade do tecido, ou, ainda o segundo, fibrose, quando ocorre a prolife-
ração de tecido conjuntivo, perdendo-se, às vezes, a função original.
Citologicamente, nas lesões do epitélio escamoso da ectocérvice ou da endo-
cervical, ocorre proliferação das células basais circunvizinhas à lesão para cobrir 
o local acometido pela injúria. Junto a essa proliferação, ocorre a proliferação 
de fibroblastos e células inflamatórias que irão originar o chamado tecido de 
granulação, que irá promover o fechamento das margens da lesão. Após esse 
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
processo de reparo, ocorre evolução, para uma fibrose que vai promover as con-
dições normais do estroma, similares àquelas anteriores à lesão.
Nos esfregaços, o fundo pode apresentar hemácias, ainda que raras, e ex-
sudado inflamatório, fatos que geralmente não são identificados nos casos de 
cânceres. As células em regeneração apresentam boa coesão em monocamadas 
e com a mesma orientação nuclear. O citoplasma é pálido e basofílico com bor-
das indistintas. Como a reparação geralmente ocorre de forma rápida, é possí-
vel identificarmos mitoses e multinucleação, além de cromatina mais grosseira 
(BRASIL, 2012a).
ATIPIA CELULAR, LESÕES PRÉ-CANCEROSAS 
E CARCINOMAS DO COLO UTERINO
CÉLULAS ESCAMOSAS ATÍPICAS: CLASSIFICAÇÕES, CRITÉ-
RIOS E CONDUTAS
Com a ampliação e popularização dos exames de cito-histologia cervicovaginais, 
foi necessária uma uniformização dos termos e por consequência dos laudos. 
Dessa forma, foi possível estabelecer critérios para os possíveis diagnósticos dos 
processos patológicos relacionados ao aparecimento do câncer cervicouterino, 
por todos os profissionais envolvidos no processo.
Dessa forma, a nomenclatura anterior, estabelecida por Papanicolau, é total-
mente desaconselhada (I a V) nos laudos citológicos. 
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A partir de 1991, introduzida pelo sistema Bethesda, foi instituída a categoria 
de “Atipia de células escamosas de significado indeterminado” – ASCUS – como 
forma de padronizar as nomenclaturas e tornar as terminologias uniformes, 
indicando a presença de células anormais, mas com características não suficientes 
para um diagnóstico definitivo de lesão intraepitelial escamosa.
Com o uso dessa categoria, foi possível minimizar a ocorrência de resultados 
citológicos falso-positivos e falso-negativos nas determinações de situações pato-
lógicas do colo uterino. Dessa forma, para aquelas células que possuíam alterações 
significativas além dos processos reativos e menos acentuadas que aquelas apre-
sentadas pelas lesões escamosas (NIC), passou-se a atribuir a categoria ASCUS.
Em uma revisão do Sistema Bethesda, em 2001, passou a ser adotada a no-
menclatura ASC – Atipia de Células Escamosas – em substituição a ASCUS. Com 
critérios mais refinados, o sistema ASC é dividido em dois grandes grupos: ASC-
-US: atipias celulares escamosas de significado indeterminado; ASC-H: atipia de 
células escamosas que não se pode excluir lesões de alto grau. Para o Ministério 
da Saúde (BRASIL, 2012a), na ASC-US, tem-se alterações sugestivas de lesões in-
traepiteliais de baixo grau, mas ainda insuficiente para um diagnóstico definitivo.
Entre os critérios citológicos, tem-se:
I- núcleos 2,5 a 3 vezes maiores que uma célula normal;
II- relação núcleo/citoplasma aumentado;
III- hipercromia nuclear e leves alterações na distribuição da cromatina;
IV- anormalidades nucleares concomitantes com alterações citoplasmáticas. 
Nesta categoria, estão as células infectadas pelo HPV por exemplo.
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), na categoria ASC-H, temos 
alterações citológicas que ainda não podem ter seu diagnóstico definitivo como 
lesão intraepitelial escamosa de alto grau. As mulheres que possuem diagnóstico 
nessa categoria apresentam taxas elevadas de lesões pré-cancerosas. Também 
estão associadas às infecções de HPV, mas mesmo envolvendo a zona de trans-
formação e a ausência de coilocitose, possuem imaturidade celular, prejudicando 
a sua diferenciação de lesões intraepiteliais escamosas de alto grau (NIC 3).
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Os critérios citológicos para esta categoria são:
I - presença de células isoladas ou mesmo em pequenos grupos;
II - células metaplásicas com núcleos 1,5 ou 2 vezes maiores que as células 
metaplásicas normais;
III - leve hipercromasia nuclear; IV- leve irregularidade nuclear;
V - cromatina finamente granular uniformemente distribuída ou condensada.
Conforme já dito, a nomenclatura brasileira emprega o sistema ASC, e as pa-
cientes incluídas nessa categoria devem ser abordadas e convidadas a seguir 
o esquema proposto pelo Ministério da Saúde do Brasil, conforme a Figura 9, 
para ASCUS, e Figura 10, para ASC-H, ambas adaptadas do Ministério da Saúde 
(BRASIL, 2012a).
Repetir citologia
em seis meses
Negativa
Negativa
Repetir citologia em seis meses
Repetir citologia em seis meses
Positiva: sugestiva de lesão
igual ou mais grave
Positiva: sugestiva de
lesão igual ou mais grave
Rotina
Rotina após duas citologias
consecutivas negativas
Colposcopia
Sem lesão Com lesão
Biópsia
Recomendação
especí�ca
Figura 9 - Conduta proposta pelo Ministério da Saúde para diagnósticos de ASC-US / Fonte: Brasil (2012a, 
p. 117).
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Descrição da Imagem:a figura mostra um fluxograma em que os passos estão dentro de retângulos. No 
topo, vê-se “repetir citologia em seis meses”, e desse retângulo partem duas setas. Do lado esquerdo, lê-se 
a palavra “negativa”, em sequência “repetir citologia em seis meses”, a partir deste texto, há duas setas 
com as opções “negativa” e “positiva: sugestiva de lesão igual ou mais grave”. Em sequência, a partir de 
“negativa”, uma seta indica o texto “rotina”. Voltando no topo, à direita, há a indicação do texto “positiva: 
sugestão de lesão igual ou mais grave”; na sequência, o texto “colposcopia”, do qual partem duas setas: 
uma delas, à direita, indica o texto “com lesão”, que é seguido por “biópsia” e, por último, “recomendação 
específica”; a outra, à esquerda, indica o texto “sem lesão”, que é seguido por “repetir citologia em seis 
meses”. Deste texto, partem duas setas: uma para cima, indicando o texto “positiva: sugestiva de lesão 
igual ou mais grave”; outra para baixo, indicando “rotina após duas citologias consecutivas negativas”.
Colposcopia
Com lesão
Biópsia
Recomendação
especí�ca
Sem lesãoPossibilidade de revisão da lâmina
Possível e altera o laudo
Conduta de acordo
com o novo laudo
citológico
Possível mas não altera o
laudo ou impossível
Repetir citologia e
colposcopia em seis meses
Após duas citologias
consecutivas negativas
Citologia sugestiva de lesão
de baixo grau ou menos grave
Citologia sugestiva de
lesão de igual grau ou
mais grave
Figura 10 - Conduta proposta pelo Ministério da Saúde para diagnósticos de ASC-H / Fonte: Brasil (2012a, 
p. 118).
Descrição da Imagem: a figura apresenta um fluxograma, no qual os passos estão dentro de retângulos. 
No topo, está a “Colposcopia”, da qual partem duas setas: uma à esquerda, indicando o texto “com lesão”, 
que é seguido por “biópsia” e “recomendação específica”; outra à direita, indicando o texto “sem lesão”, 
que é seguido por “possibilidade de revisão lâmina”. Deste, partem duas setas: uma à esquerda, indicando 
o texto “possível e altera o laudo”, que é seguido por “conduta de acordo com novo laudo citológico”; outra 
à direita, indicando o texto “possível, mas não altera o laudo ou impossível”, que é seguido por “repetir 
citologia e colposcopia em seis meses”. Deste último, partem três setas: à esquerda, indicando o texto 
“após duas citologias consecutivas negativas”; ao centro, indicando o texto “citologia sugestiva de lesão 
de baixo grau ou menos grave” e a última, à direita, indicando o texto “citologia sugestiva de lesão de igual 
grau ou mais grave”.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
LESÕES PRÉ-CANCEROSAS E MORFOGÊNESE 
DO CARCINOMA ESCAMOSO
O câncer de colo de útero é o segundo tipo de carcinoma mais prevalente em 
mulheres, perdendo apenas para o câncer de mama. Sabe-se que no Brasil e no 
mundo o rastreamento dos casos de câncer ainda é baixo, e são necessárias mais 
campanhas de conscientização populacional.
O público recomendado pelo Ministério da Saúde como prioritário para o ras-
treio são mulheres com idade entre 25 e 64 anos, e a principal estratégia a ser 
empregada é o exame de Papanicolau, o popular Pap Test.
Epidemiologicamente, verifica-se uma relação íntima entre a infecção pelo 
HPV e a ocorrência dos casos de câncer de colo de útero e anal. Os mais preva-
lentes são: carcinoma cervical, vaginal, vulvar, peniano e ainda de ânus. Quando 
consideramos os casos de câncer de colo de útero, essa relação torna-se muito 
sugestiva e significativa, estando presente em mais de 75% dos casos segundo o 
Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a).
Os carcinomas escamosos têm origem no epitélio metaplásico da Zona de 
Transformação (ZT), conforme explicado anteriormente. Também já é sabido 
que as células metaplásicas dessa região são mais suscetíveis à ação do papiloma 
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vírus humano (HPV). Observe a Figura 11, em que podem ser visualizadas célu-
las escamosas obtidas através de Pap Test, com provável contaminação por HPV.
Figura 11 - Células epiteliais escamosas anormais – critérios de HPV – lâmina citológica com esfregaço de 
Papanicolaou / Fonte: Adobe Stock ([2023i], on-line).
Descrição da Imagem:na figura, observa-se um fundo em tons de rosa claro, com a presença de células me-
dianas, em tons de azul claro, com estrutura circular, densa e menor no interior das células. Em destaque, 
ao centro da imagem, é possível observar uma célula com uma estrutura circular no seu interior um pouco 
maior que as demais, assim como uma outra estrutura em seu interior, semelhante a um vacúolo.
HPV: MANIFESTAÇÕES E DIAGNÓSTICO
Segundo o Ministério da Saúde (BRASIL, 2012a), existem mais de cento e cin-
quenta tipos de HPV, dentre os quais, trinta estão diretamente relacionados ao 
aumento do risco de desenvolvimento de câncer cervicovaginal.
Os tipos mais diretamente ligados ao desenvolvimento dos diversos tipos de 
cânceres no TGF são o HPV 6 e o HPV 11, seguidos pelos tipos 16, 18, 31 e 45. 
Juntos, eles respondem por mais de 80% dos casos de cânceres cervicais.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
Os casos raros de câncer em que não são encontrados traços de infecção por 
HPV poderiam ser explicados por participações de outros tipos de HPV não 
identificados pelos testes moleculares empregados rotineiramente.
Dentre as manifestações clínicas mais prevalentes do HPV, tem-se a pre-
sença de condiloma acuminado – verrugas – em 30% dos casos, tanto na vulva 
quanto no períneo. A infecção assintomática, em 70% dos casos, geralmente é 
identificada em colposcopias, citologias e ainda histologias onde é encontrado o 
DNA do vírus através de biologia molecular.
As lesões, quando existentes, podem ser evidenciadas através de exames col-
poscópicos, mediante a utilização de ácido acético. Outros métodos de diag-
nóstico também podem ser empregados para a detecção do HPV, entre eles, os 
testes moleculares que detectam o DNA ou o RNA viral: southern blot, dot blot, 
hibridização in situ e o PCR, este último considerado como a técnica mais sen-
sível para identificação do HPV.
A aplicação das vacinas contra o HPV no Brasil tem sido foco de várias 
discussões, principalmente após a incorporação da vacina quadrivalente (HPV 
6, 11, 16 e 18) e/ou bivalente (HPV 16 e 18) nos esquemas vacinais de pessoas 
com idade acima de 9 anos.
LESÕES INTRAEPITELIAIS E SUAS 
CLASSIFICAÇÕES
As neoplasias intraepiteliais cervicais – NICs – são classificadas levando em 
consideração a maturação anormal e as atipias celulares apresentadas pela lesão 
e ainda o grau de acometimento da região epitelial.
Dessa forma, as neoplasias intraepiteliais podem ser divididas em três graus: 
NIC 1: displasia leve; NIC 2: displasia moderada; NIC 3: displasia acentuada ou 
carcinoma in situ. Comparando as classificações de neoplasias intraepiteliais com 
o sistema Bethesda, temos uma nomenclatura muito utilizada pela maioria dos 
laboratórios citológicos atualmente e que se encontra evidenciada no Quadro 1.
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OMS (1974) 
DISPLASIA
NEOPLASIA 
INTRAEPITELIAL 
CERVICAL (NIC)
BETHESDA LESÃO 
INTRAEPITELIAL 
ESCAMOSA
Displasia leve NIC 1 Baixo Grau
Displasia moderada NIC 2 Alto Grau
Displasia acentuada/ 
carcinoma in situ
NIC 3 Alto Grau
Quadro 1 - Sistema de classificação das lesões pré-cancerosas do colo uterino / Fonte: Brasil (2012a, p. 
129).
CARACTERÍSTICAS CITO-HISTOLÓGICAS E SEUS 
DIAGNÓSTICOS
Os diagnósticos e classificações histológicas (NICs) dependem diretamente 
da diferenciação, maturação e estratificação das células e de suas anormalidades. 
Também deve ser levado em consideração o grau de acometimento do epitélio 
e as atipias identificadas.
Entre as características histopatológicas, podem ser citadas: núcleos au-
mentados e, por consequência, maior relação núcleo/citoplasma; hipercromasia; 
variações de tamanhos e polimorfismo nuclear. Ainda é possível ver células em 
mitose, extremamente comuns em casos de câncer, pois em tecidos saudáveis são 
pouco frequentes e quando se fazem presentes estão restritas às camadas basais.
Com a evolução da gravidade das lesões, também podem ser observadas 
mitoses anormais que devem ser levadas em consideração para estabelecimento 
do diagnóstico. De maneira resumida, o grau de displasia apresentada pelo epi-
télio à luz da análise histopatológica vai depender da espessura do epitélio e sua 
composição de células anormais.
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TEMA DE APRENDIZAGEM 7
Para aprofundar seus conhecimentos, indicamos a leitura 
complementar de “5 técnicas usadas em laboratório para 
descobrir o segredo dos vírus”.
EU INDICO
Acesse seu ambiente virtual de aprendizagem 
e confira a aula referente a esse tema.
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https://apigame.unicesumar.edu.br/qrcode/19418
NOVOS DESAFIOS
Através destes conteúdos, foi possível compreender a importância de saber as 
informações básicas do trato genital femino, pois traz diferentes tipos celulares 
conforme o ciclo em que a mulher se encontra. Foi possível observar as células 
em sua forma dentro da normalidade e também quando ocorrem alterações. 
Mesmo tendo uma maior prevalência de amostras dentro da normalidade,