TRABALHO DE FISIOLOGIA corrigido )

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uninassau - fortaleza
curso de medicina veterinária
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FISIOLOGIA DAS AVES
LIANDRO ROCHA MARINHO: 01516143
 FRANCISCO MARCELO SILVA: 01518472
PATRICIA SILVA DE LISBOA: 01541447
 VITÓRIA DOS SANTOS MENDES: 01504583
 LIDIANECONSTANTINO: 01398228
 ALEXANDRE DOURADO: 01514399
FORTALEZA
2023
	
Sumário
1.	Anatomia e fisiologia do sistema reprodutor feminino das aves	3
2.	Endocrinologia do sistema reprodutivo das fêmeas	6
3.	Anatomia e fisiologia do sistema reprodutor masculino	9
4.	Endocrinologia do sistema reprodutivo dos machos	14
5.	Formação do ovo	22
6.	Postura	24
7.	Choco	26
Referências bibliográficas	28
1. Anatomia e fisiologia do sistema reprodutor feminino das aves
A produção de ovos para consumo humano é uma das principais razões para a criação de aves de granja em todo o mundo (FRANDSON; WILKE; FAILS, 2011). O sistema reprodutor feminino, responsável por essa produção, é constituído pelos ovários, ovidutos (incluindo o útero) e vagina. A cloaca também faz parte deste sistema.
Fonte: Ilustrado por Amanda Duarte. Adaptado de . Acesso em: 27 nov. 2012.
Entre as fêmeas das aves, ambos os ovários e ovidutos, direitos e esquerdos, estão presentes desde a vida embrionária; mas, em galinhas e nas fêmeas de perus e gansos domésticos, os órgãos direitos regridem cedo no desenvolvimento e apenas o lado esquerdo se desenvolve (FRANDSON; WILKE; FAILS, 2011). Com relação ao ovário de mamíferos e de aves, eles diferem em alguns aspectos. Em mamíferos, diversos folículos podem ovular em um determinado momento dentro de um intervalo de vários dias ou semanas, enquanto que, em aves, um único folículo ovula, e o óvulo (gema) é liberado, mas dentro de um intervalo mais curto geralmente, todos os dias. 
Além disso, tendo em vista que o embrião deve obter todos os nutrientes para o desenvolvimento embrionário, o óvulo maduro de aves é muito maior que o de mamíferos. Nas aves, os folículos grandes e amarelos, destinados à ovulação, estão organizados dentro de uma hierarquia. O ovário apresenta folículos de tamanhos variados e sua hierarquia é estabelecida principalmente pela regressão dos folículos pequenos (de progesterona necessárias para disparar a onda de LH e a ovulação. 
Fecundação É normal a ocorrência de polispermia com entrada de 2 ou 3 espermatozóides que formam pró-núcleos masculinos. Um deles se unirá com o pró-núcleo feminino e iniciará o desenvolvimento embrionário, e os demais sofrem a degeneração. 
Oviposição Aproximadamente de 24 a 26 horas após a ovulação, o ovo já está formado no oviduto e a postura ocorre por contrações da parede do útero. A literatura tem demonstrado que essas contrações são determinadas pelas Prostaglandinas das séries E e F (PGF2-alfa, PGE 1 , PGE 2 ) além de hormônios hipotalâmicos tais como a arginina-vasotocina. Também se observa que injeções de arginina-vasopressina e ocitocina desencadeiam contrações uterinas e postura subsequente. 
O que “dispara” a postura quando o ovo está pronto para ser posto é ainda desconhecido. As aves de modo geral tendem a realizar a postura de um ou vários ovos, para então incubá-los. A domesticação das aves, entretanto, exerceu uma influência notável sobre este aspecto, de forma que hoje se dispõe de galinhas poedeiras que não apresentam o “choco”. 
Ciclo de postura - Número de dias em que a ave realiza a postura em relação àqueles que não fazem. Pode ser regular ou irregular. 
Irregular = quando a galinha põe durante alguns dias seguidos, descansa um intervalo de tempo e volta à postura. 
Taxa de postura - Número de ovos produzidos durante um período de tempo determinado.
3. Anatomia e fisiologia do sistema reprodutor masculino
Compreendemos que a fisiologia dos animais domésticos estuda os fenômenos vitais de cada espécie animal domesticado pelo homem. Nos animais criados para obtenção de alimento, como no caso das aves objeto de estudo em questão, vislumbra-se entender os fenômenos vitais sob o aspecto da importância das funções dos diversos órgãos na produção animal e sua capacidade de adaptação ao meio. O conhecimento dos mecanismos fisiológicos é de sua relevância para o bom desempenho das aves de corte e postura, porque é através da aplicação de métodos corretos como: manejo, nutrição, sanidade que teremos uma criação de qualidade.
As aves domésticas são de especial valor, pelo fato da sua eficiência na conversão da proteína vegetal em proteína animal. As aves que são de notável importância comercial são a galinha doméstica, o peru doméstico e, em menor grau, o pato e o ganso domésticos (GETTY, 1981).
 	As galinhas são animais ovíparos, elas possuem uma compreensão corporal médio, grande velocidade de desenvolvimento e são diurnas. Bem como, são onívoras, polígamas e com elevado dimorfismo sexual.
Fonte: Ilustrado por Amanda Duarte. Adaptado de Figueiredo et al (2003).
A diminuição de alimentos e água, ligadas a períodos de luminosidade (fotoperíodo) cada vez menor, leva um plantel a deixar de pôr ovos e entra em uma muda forçada. Depois de uma muda forçada e quando o fotoperíodo e a alimentação são corrigidos, as galinhas geralmente iniciam um novo período de postura, com melhora da produção de ovos. Apesar disso, o uso de mudas forçadas como recurso tornou-se controvertido em parte pela restrição de alimentos e água necessários (FRANDSON; WILKE; FAILS, 2011).
O trato reprodutivo masculino da ave são significativamente distinto do trato da maioria dos mamíferos. O sistema reprodutor masculino da ave consiste em um par de testículos intra-abdominais simétricos, apresentando uma coloração amarelada nos jovens e branco puro nos adultos, situado abaixo dos rins, logo à frente, em direção ao crânio.
Fonte: Ilustrado por Amanda Duarte. Adaptado de Burrows e Quinn (1937)
Os testículos das aves são grandes e ligeiramente assimétricos, onde geralmente o testículo esquerdo é maior que o direito (Bacha & Bacha, 2003; Johnson, 2006).
Fonte: Ilustrado por Amanda Duarte. Adaptado de . Acesso em: 27 nov. 2012
O sistema reprodutor masculino das aves é formado por dois testículos (T) intra-abdominais localizados craniais aos rins (R). Cada testículo está associado a um epidídimo (Ep), o qual é contínuo com um ducto deferente (Df) longo e pregueado, localizado ao lado do ureter (U), que desemboca na cloaca (C). Fonte: Adaptado de Cupps, 1991.
Os testículos produzem a testosterona, androgênios e estrogênio. A testosterona tem uma função importante que é o crescimento e a manutenção dos órgãos sexuais e para o comportamento de corte. O peso desse órgão pode chegar a 1% do peso do corpo. 
É comum a ocorrência de mudanças histológicas que varia de acordo com a idade do macho, Os pintos jovens com idade de 1-2 meses de idade possuem os túbulos seminíferos dos testículos formados apenas por uma camada simples de células de Sertoli e espermatogônias. Quando o animal amadurece, o epitélio seminífero torna-se estratificado, e todos os estágios celulares da espermatogênese podem ser observados nos pintos maduros com idade de 12 meses. Outra mudança é a redução da quantidade de tecido intersticial ao longo do amadurecimento sexual.
Os túbulos seminíferos das aves sexualmente maduras são divididos em fases diferentes de acordo com as alterações anatômicas e histológicas observadas no testículo ao longo do ano. Um fator interessante é o clima, em zonas temperadas, o ciclo testicular anual das aves é dividido em dois estágios distintos: um estágio recrudescente (desde o fim do outono até o começo da primavera) e um estágio de regressivo (desde final da primavera até o começo do outono). O período recrudescente é caracterizado por aumento do tamanho dos testículos e do volume dos túbulos, o que reflete uma condição de atividade espermatogênica, quando os machos estão em fase de reprodução.
Por ser intracavitário, funciona à temperatura corporal, não havendo termorregulação como nos mamíferos. Sua função essencial é a produção de espermatozóide e armazenar sêmen, além da produção de hormônios: testosterona, androgênios e estrogênio. 
O sêmen é composto de espermatozóides e de uma secreção que os mantém em suspensão. Seu volume em media tem uma variante de 0,5 a 1,1 mL por cada ejaculação e a vida útil do espermatozóide no oviduto da fêmea é de 30 dias. 
O volume é bem reduzido, o motivo é à inexistência de glândulas bulbouretrais, de próstata ou de glândulas vesiculares (MORAES, 2004).
O espermatozóide da ave doméstica é distinto do mamífero e sua concentração, ou seja, o número de espermatozóides por mm³ de sêmen é de 3,5 milhões. Os espermatozóides são conduzidos pelos ductos deferentes, que terminam em duas aberturas ou papilas na cloaca para ejeção do sêmen.
A maturidade sexual ocorre com 5 a 9 meses de idade. No verão, um galo adulto pode realizar até 40 cópulas num período de 24 horas, isso se deve ao fenômeno chamado de fotoperiodismo. Quanto mais luz, maior é a atividade sexual e isso é um fator muito relevante na produção industrial de aves, ou seja, as técnicas utilizadas nesse momento de fotoperíodo aumentam a eficiência e produção (MORAES, 2004).
Segue a foto de uma cloaca de um galo após os movimentos de massagem dorsal e Peri cloacal, onde se evidencia o falo composto pelos corpos fálicos laterais e medial na metade inferior.
Fonte: Ilustrado por Amanda Duarte. Adaptado de: . Acesso em: 27 nov. 2012.
Uma curiosidade sobre o pênis das aves é que o órgão é pequeno, portanto não serve como órgão penetrante. Salvo algumas exceções, com os patos e os gansos, pois eles possuem um pênis grande, com o poder de penetração na fêmea no ato sexual. 
Na espécie Gallusdomesticus, a fecundação faz-se pela sobreposição da cloaca do macho sobre a cloaca da fêmea, o que permite a penetração dos espermatozóides no interior do sistema reprodutor feminino. No tocante o processo fecundativo, inicia com o choco, ou seja, o período incubatório, onde há um período de cuidados intensivos com os ovos, devem ser aquecidos pelo próprio calor do corpo. 
Esse comportamento de cuidado com a prole é chamado de cuidadoparental. O processo reprodutivo das aves é um resultado da interação de estímulos externos ambientais tais como: fotoperíodo, temperatura e disponibilidade de alimentos. 
O frango de corte é um animal doméstico geneticamente aprimorado para o rápido crescimento. O metabolismo das aves ficou muito acelerado, com os avanços da genética e da nutrição, com melhor utilização dos nutrientes da dieta e boas conversões alimentares. 
As aves adultas são consideradas animais homeotérmicos, porque conseguem manter sua temperatura corporal em um valor, entre 40,6 e 41,9ºC. Para manter esse equilíbrio, elas precisam eliminar o calor produzido pelo seu organismo durante os processos metabólicos, através dos mecanismos da termorregulação.
4. Endocrinologia do sistema reprodutivo dos machos
Sistema reprodutivo do galo Os testículos de galos, em número de dois, correspondem a 1% do peso vivo das aves (Sturkie e Opel, 1976) e apresentam algumas particularidades que os diferem dos mamíferos. Eles estão localizados dentro da cavidade abdominal. Esta apresenta uma temperatura de 41-43C e mesmo assim ocorre a espermatogênese. A hipótese que explica a formação espermatogênica nestas condições é a de que poderia haver um resfriamento dos testículos através dos sacos aéreos abdominais.
Diferente da disposição em mamíferos, os túbulos seminíferos não estão agrupados em lóbulos bem delineados circundados por tecido conjuntivo, mas sim se ramificam e anastomosam-se livremente dentro da túnica albugínea. No galo adulto, extensões da túnica penetram entre os túbulos para agirem como estrutura de suporte. 
O tecido intersticial é desprezível, porém contém as células de Leydig, que são secretoras de androgênios. Os túbulos seminíferos de galos imaturos são alinhados por uma camada simples de células de Sertoli e espermatogônias. Já os machos maduros possuem túbulos de forma irregular alinhados por um epitélio germinativo de múltiplas camadas.
 As espermatogônias dão origem aos espermatócitos primários, secundários e espermátides. Estas últimas progressivamente se transformam em espermatozóides, por um processo denominado espermiogênese (Baskt e Bahr, 1995). Os galos não possuem os epidídimos caracteristicamente enrolados e subdivididos como a maioria dos mamíferos. Os espermatozóides passam dos túbulos seminíferos, através dos túbulos retos, para os ductos eferentes. A partir dos dutos eferentes, os espermatozóides atravessam uma série de dutos conectados e são então transportados para o lúmen dos epidídimos. Em conjunto, estes dutos são denominados de região epididimária.
 Assim, a região epididimária compreende os túbulos retos, dutos eferentes distais e proximais (dutos eferentes), um túbulo curto de conexão e o duto do epidídimo (Hess et al., 1976). Em aves, ductos compõe mais do que 70% da região epididimária, sugerindo que os ductos eferentes representam um componente mais importante da região epididimária que o túbulo reto ou duto epididimário (Clulow e Jones, 1988). 
O epitélio dos dutos eferentes apresenta convulsões para aumentar a área de superfície do lúmen do duto e consiste de células ciliadas e não ciliadas (Etches, 1996). As principais funções dos dutos eferentes em todas as espécies incluem reabsorção de fluído, transporte, concentração espermática e secreção proteica (Ilio e Hess, 1994).
 O duto do epidídimo abre-se dentro do duto deferente o qual é o primeiro local de armazenamento de espermatozoides no galo. O duto deferente é um tubo bastante enrolado, o qual na sua extremidade distal tornasse reto e dilata-se levemente, passa através da parede da cloaca e termina como extensão semelhante a uma papila que se projeta dentro da cloaca. 
Não existem órgãos acessórios tais como vesícula seminal, próstata e glândula bulbouretral associado ao duto deferente. No galo que não tenha ejaculado, os espermatozóides atravessam o duto deferente em cerca de 84 horas, ao passo que em machos que já ejacularam, os espermatozóides requerem 24 a 48 horas para atravessar (Etches, 1996). O macho não tem um órgão penetrador, pênis, porém um falo que faz contato com a vagina em ereção durante a cópula. A ereção do galo resulta em ingurgitamento com um fluído semelhante à linfa derivado do corpo vascular paracloacal, uma extensão do falo localizado na parede da cloaca (Etches, 1996).
Endocrinologia reprodutiva a espermatogênese e a esteroidogênese a nível testicular é dependente de FSH, LH e androgênios (Kirby e Froman, 2000). Os testículos aumentam a taxa de espermatogênese no momento da puberdade e também produzem níveis mais elevados de androgênios nas células de Leydig. Este aumento é causado pela liberação do GnRH do hipotálamo, o que faz com que a pituitária libere FSH e LH. 
Estas glicoproteínas se ligam a receptores, particularmente nas células de Sertoli e de Leydig. A sua ação ocorre através de quinases dependentes de AMPc, que regulam os eventos intracelulares. O FSH regula o número e a atividade das células de Sertoli, promove genes para a síntese de proteínas vitais, tal como proteínas carreadoras de tiamina e transferrina e regula a produção de androgênios. 
A inibina e a activina são produzidas nos testículos e regulam a atividade do FSH através de feedback e ação parácrina. A inibina controla a produção de androgênios e inibe a secreção de FSH. A activina estimula a secreção de FSH e pode regular outra atividade. A folistatina pode modular os efeitos da activina e a folistatina pode estar envolvida no desenvolvimento folicular. Um hormônio que tem chamado a atenção é a melatonina, hormônio produzido pela pineal. 
A melatonina reduz a atividade gonadal ao inibir a secreção de LH. Isto sugere que a melatonina apresenta uma ação a nível de hipotálamo, hipófise, ou em ambas (Rozenboim et al., 2002). 
Em poedeiras Leghorn, este hormônio induz a hipotermia (Rozenboim et al., 1997), sustentando a hipótese de que o hipotálamo é um órgão onde a melatonina age. Princípios fundamentais, avaliação seminal e proteção antioxidante do sêmen de aves Os espermatozóides devem apresentar motilidade e sobreviver no ambiente vaginal para alcançar as glândulas hospedeiras de espermatozóides (criptas que armazenam espermatozoides na galinha durante longos períodos). 
Este armazenamento assegura a disponibilidade espermática e a probabilidade de fertilização. Após Rutz et al. Avanços na fisiologia e desempenho reprodutivo de aves domésticas. RevBrasReprodAnim, Belo Horizonte, v.31, n.3, p.307-317, jul./set. 2007. Disponível em www.cbra.org.br 313 ser liberado das glândulas hospedeiras de espermatozoides e transportado para o infundíbulo (local de fertilização) os espermatozoides devem ser capazes de se ligar e penetrar na membrana perivitelínica camada simples não celular que envolve o óvulo e fertilizar o óvulo. (não entendi essa citação e a necessidade dessa quantidade de informações)
É importante que cada etapa seja bem sucedida para que ocorra o sucesso da fertilização. Na avaliação dos espermatozóides algumas características devem ser identificadas:
 1) Os espermatozóides devem apresentar motilidade para atravessar a vagina e alcançar as glândulas hospedeiras de espermatozóides;
 2) O armazenamento de espermatozóides nas glândulas hospedeiras pode ser quantitativamente avaliado; 
3) A capacidade do espermatozóide se ligar à membrana perivitelínica pode ser avaliada in vitro. Esta capacidade pode ser avaliada usando um extrato solubilizado da camada perivitelínica da gema para determinar a ligação espermática in vitro (Barbato et al., 1998); 
4) O número de espermatozóides presentes no local da fertilização no momento da ovulação pode ser estimado. O número de perfurações espermáticas está correlacionado ao número de espermatozoides ligados na membrana perivitelínica externa e o número de espermatozoides armazenados nas glândulas hospedeiras de espermatozóides permitindo uma avaliação indireta da capacidade das glândulas hospedeiras de espermatozóides (Wishart, 1995). 
Os espermatozóides são células altamente especializadas consistindode várias estruturas de membrana. Suas propriedades físicas e integridade funcional determinam funções fisiológicas importantes, incluindo motilidade e capacidade fertilizante. Assim, a composição lipídica do sêmen de aves é um fator determinante na sua qualidade (Cerolini et al., 1997). 
Espermatozóides de galos apresentam um alto conteúdo de ácidos graxos poli-insaturados (Surai, 2002). Estudo (Bongalhardo et al., 2002) avaliou a estrutura, composição das membranas da cabeça e do corpo espermático de galos. A membrana plasmática da cabeça apresentou menos ácidos graxos polisaturados que o corpo espermático. A membrana plasmática da cabeça do espermatozoide contém maior nível de esfingomielina e fosfatidilserina e menos fosfatidilcolina e fosfatidiletanolamina que a membrana do corpo espermático. 
A presença de tais ácidos graxos representa um risco para a ocorrência de peroxidação lipídica nas membranas espermáticas e é considerado causa de redução de fertilidade em machos (Wishart, 1984; Aitken, 1994). Um sistema antioxidante é crucial para a manutenção da integridade da membrana espermática e para as propriedades fisiológicas, incluindo fluidez de membrana, flexibilidade e permeabilidade necessária para o processo de fertilização. Assim, um sistema antioxidante eficiente é necessário para proteger as membranas espermáticas da ação peroxidativa. 
SURAI (2002) sugeriu um sistema antioxidante para espermatozóides que inclui três níveis de defesa, responsáveis para manter as funções espermáticas em várias condições de estresse. A superóxido dismutase juntamente com a glutationa peroxidase e proteínas carreadoras de metais, compreende a primeira linha de defesa antioxidante, responsável por impedir a formação de radicais livres. 
Antioxidantes naturais, juntamente com a glutationa peroxidase perfazem a segunda linha de defesa antioxidante que atua na prevenção e neutralização da formação da cadeia e sua propagação. O terceiro nível de defesa é em um sistema enzimático responsável pela reparação e remoção de moléculas lesadas na célula. Em geral, o sêmen de aves contém vitamina E, vitamina C, glutationa, glutationa peroxidase e a superóxido dismutase. A mitocôndria é responsável pela produção de energia para manter a motilidade espermática. Durante este processo ocorre a formação de radicais livres. Assim, a presença de glutationaperoxidade nesta região auxilia na neutralização de radicais livres, impedindo a peroxidação lipídica e mantendo a qualidade espermática.
Determinação da fertilidade verdadeira A simples presença de galos e galinhas juntos não assegura a fertilidade. Caso ocorrer a fertilização, o ovo quando é colocado recentemente e submetido à ovoscopia, não indica se o ovo está ou não fértil. Entretanto, isto é possível. Após ocorrer a fertilização a nível do oviduto, o ovo em formação permanece aproximadamente 24 horas dentro da galinha a uma temperatura de 42ºC. Tal condição permite o início do desenvolvimento embrionário, de forma que quando ocorrer a oviposição, o embrião em desenvolvimento possui de 30000 a 60000 células já formadas (Etches, 1996). 
Estas podem ser identificadas a olho nu. No caso de ovos não fertilizados, a cicatrícula se encontra em uma forma de ponto branco solidificado, denominado de blastodisco. Já no ovo fertilizado, a cicatrícula é de cor acinzentada e com aspecto desuniforme, recebendo o nome de blastoderma. A fertilidade verdadeira é então calculada através da relação entre ovos férteis e ovos examinados. Para qualquer lote, no mínimo 60 ovos deveriam ser examinados (Leeson e Summers, 2000).
 Recentemente, Bakstet al. (2002) registraram que a determinação da fertilidade verdadeira pelo exame do disco germinativo pode ser feito a partir de ovos trincados, mas não de casca mole. Da mesma forma, o disco germinativo e a camada perivitelínica cobrindo o disco germinativo foram passíveis de exames laboratoriais para verificar a perfuração na membrana perivitelínica. Os autores observaram ainda que o estágio de desenvolvimento embrionário estava correlacionado positivamente com a espessura da casca. A determinação da fertilidade pelo exame da cicatrícula pode ser feito antes de incubar ovos ou mesmo após 5 a 10 dias de incubação. Não é conveniente esperar 21 dias de incubação para proceder o exame, pois haverá dificuldade em reconhecer o desenvolvimento embrionário inicial.
Seleção de galos jovens de linhagens de corte através da qualidade espermática Na indústria avícola, tradicionalmente a seleção dos galos não é feita através de características reprodutivas dos machos. A seleção dos galos é feita através da avaliação do tamanho da crista e da barbela, da cor, do peso corporal e do comprimento e aspecto das patas (Wilson et al., 1979). Machos com peso muito baixo apresentam patas deformadas e são descartados. Entretanto, é importante enfatizar que as características físicas não apresentam uma correlação exata com a fertilidade do macho. Antes ou durante o alojamento das aves no aviário de produção, as características seminais dos galos de matrizes pesadas podem ser avaliadas. 
De acordo com Donoghue (1999), os procedimentos de avaliação seminal podem ser uma técnica interessante no manejo dos galos (Hammerstedt, 1996). Entretanto, Donoghue (1999) afirmou que as avaliações da qualidade seminal para aves são laboriosas e de estimativa não confiável para fertilidade. Entretanto, um método de análise seminal rápido e que correlaciona com a concentração espermática, viabilidade e motilidade espermática em galos é o índice de qualidade espermática. Este teste é realizado por um analisador da qualidade espermática “OptiBreed”. 
O analisador tem uma fotocélula que monitora o número de vezes que o movimento espermático altera a direção da luz. Parker et al (2000) selecionaram galos baseados no índice de qualidade espermática. Eles demonstraram que ao descartar galos com qualidade de sêmen inferior a 22%, a fertilidade do lote aumentava em 4% em relação a uma população não selecionada. 
Parker et al. (2001) registraram que sêmen de galos classificados como os 25% piores de um lote pelo índice de qualidade espermática fertilizaram 20% a menos ovos quando comparados com o sêmen de galos classificados dentre os 75% melhores. 
Parker e McDaniel (2002) selecionaram 80% dos melhores galos de linhagens pesadas pelo teste de índice de qualidade espermática e compararam com galos selecionados unicamente por aparência física. A eclodibilidade foi aumentada em 1,1% em favor dos galos selecionados pelo índice de qualidade espermática. Os autores concluíram que o índice de qualidade espermática é um excelente método para avaliar a capacidade reprodutiva durante todo o período de postura das matrizes.
Biotecnologia aplicada a reprodução de aves Brillard (2006) examinou recentemente a aplicação de técnicas ligadas a biotecnologia na reprodução de aves. (CONFUSO DEMAIS-texto prolixo) 
Dentre as técnicas a serem consideradas estão aquelas envolvidas com o armazenamento de sêmen e com a transferência de genes em aves. A utilização da inseminação artificial em perus resulta em taxas de fertilidade iguais ou superiores a 93%. Em matrizes pesadas, a utilização de inseminação artificial depende da disponibilidade de mão-de-obra e do custo de produção. 
Assim, apesar de tentativas bem sucedidas de utilização de inseminação artificial em matrizes pesadas anãs nos anos 80, Estados Unidos e Europa, com algumas exceções, não desenvolveram programas de inseminação artificial devido ao alto custo de mão-de-obra e de instalações. Por outro lado, outros países (ex. Indonésia, Filipinas, Índia e China) têm usado regularmente a inseminação artificial em matrizes pesadas (Brillard, 2006). 
O transporte e o manuseio de sêmen de um lote de machos para onde se encontram as fêmeas permitiu uma certa flexibilidade ao pessoal que trabalha com inseminação e propiciou o desenvolvimento de procedimentos eficientes para preservar o sêmen de aves em condições in vitro por algumas horas.
 Durante a década de 80 foramdesenvolvidas várias técnicas de preservação de sêmen em aves (Sexton, 1982, Van Wambeke e Huyghebaert, 1989, Surai e Wishart, 1996), mas somente recentemente estas têm sido empregadas em operações comerciais.
Estas técnicas permitem preservar o sêmen de galos e perus até por 12 horas. É importante salientar um declínio progressivo na viabilidade espermática durante o armazenamento in vitro. Neste particular, um melhor entendimento do metabolismo espermático e da proteção de membrana contra a peroxidação, conforme supramencionado, são fundamentais (Brillard, 2006). 
Em avicultura, a criopreservação do sêmen é a única técnica acessível para preservar o germoplasma de aves durante um período prolongado de tempo (Tselutin et al., 1999; Chalah et al., 1999). Condições de congelamento e de descongelamento ideais ainda não foram completamente elucidadas (Surai e Wishart, 1996). 
O acesso a criopreservação do sêmen de aves pode propiciar um banco de genes e facilitar enormemente a transferência de genes específicos, promovendo, por exemplo, a resistência natural a certas doenças e infecções e também auxiliando na adaptação de linhagens pré-selecionadas em determinados ambientes. 
A possibilidade de transferência de genes exógenos em tecidos embrionários gerou uma série de investigações desde cultura de embrião in vitro até a produção de quimeras e de transferência de núcleo (clonagem) até o transplante de células germinativas em testículos. 
Na realidade, o desafio em acessar e modificar o genoma de aves tem gerado interesse devido ao potencial ilimitado de aplicações destas técnicas em uma variedade de áreas como a produção de aves por si mesma, resistência a infecções, aumento da taxa de ganho de peso, saúde animal e humana, produção de alguma proteína de interesse e determinação de sexo, por exemplo produção controlada de machos e fêmeas. 
Vários pesquisadores têm se dedicado a esta área. Interessante revisão sobre cultura in vitro de embrião de aves, manipulação de embrião de aves, transferência de núcleo (clonagem) em aves, transplante de células tronco entre testículos e sexagem em aves foi publicada recentemente (Brillard, 2006).
5. Formação do ovo
Para Proudman (2004), para um ovo se formar antes ele passa por inúmeras membranas biológicas, levando consigo uma grande quantidade de lipídios e proteínas e além de novas substancias, essa afirmativa esta correta. A formação do ovo inicia-se no ovário e percorre todas as partes do oviduto esquerdo (infundíbulo, magno, istmo), útero até ser exteriorizado pela vagina, esse processo tem duração de aproximadamente em 25 horas.
· Etapas
Ovários: ocorre a formação gema (sais minerais, proteínas e lipídeos)
Infundíbulo: nessa parte do oviduto a gema é captada. As proteínas existentes em sua volta são retorcidas pelo movimento de rotação realizado por ela, criando a camada calazifera. Essa camada é responsável por manter a gema no centro, protegendo-a de traumas mecânicos ao decorrer de sua decida pelo oviduto. 
Duração do trajeto: 15 minutos
Magno: através de controle hormonal, mecânico e nervoso ocorre à formação do albume, onde as glândulas do magno depositam extratos sobre a gema, que continua a girar. Há adição de mucina, que irá fazer parte dos glóbulos de ar da clara, além de Na+, Ca++, Mg e proteínas próprias da albume, tais com: 
Ovalbumina (aminoácidos essenciais), ovotransferrina (junta se aos metais polivalentes), ovomuciode (inibição da protease), lisozima (ação enzimática), avidina (faz ligação com a biotina).
Duração do trajeto: 3 horas
Istmo: ao chegar nessa parte do oviduto, o ovo já tem uma parte da clara e das chalazas formada. No istmo ele recebe adição de mais proteínas do albume, um pouco de água e também acontece a formação da membrana da casca rica em queratina.
Duração do trajeto: 1 hora e 15 minutos
Útero: Também conhecida como glândula da casa, pois é no útero que se forma a casca. O ovo dobra de tamanho devido à adição de uma grande quantidade de água e também de vitaminas em sua maioria K+ e sua pigmentação que acontece pela secreção de porfirinas.
Duração: 20 horas (permanência)
· Formação casca do ovo
A mucosa uterina secreta uma massa turva, viscosa cheia de partículas de calizas, formando uma matriz com substancias, orgânica e inorgânica. Sua formação sobre influencia hormonal, onde o estrogênio deposita PTN e os hormônios da tireoide depositam o Ca++, formando a massa calcaria que se solidifica. Essa casca é protegida por uma cutícula que fecha os poros existentes além de dá um certo brilho a ela.
Duração: 5-6 horas
Vagina: Ao chegar à vagina o ovo já tem praticamente finalizado sua formação, passando por ela para o meio externo.
Duração do trajeto: Segundos
6. Postura
Galinhas poedeiras ou de postura são aquelas destinadas à produção de ovos, sendo este considerado de alto valor nutricional, podendo a sua qualidade ser influenciada por fatores como condições de manejo, instalações, nutrição e ambiente.
O ovo é um alimento para várias espécies, incluindo o homem. Apesar de vários animais serem ovíparos (se reproduzirem por ovos), as aves têm sido a principal fonte de ovos para a alimentação humana, pelo menos desde sua domesticação, há milhares de anos (CARNEIRO, 2012).
A produção de ovos tem duas finalidades distintas: a incubação, compreendendo a produção destinada à reprodução das aves de corte e de postura; e o consumo, também chamado de ovos de mesa, visando ao consumo humano direto ou indireto. As galinhas são as principais fontes de produção de ovos para consumo, seguidas pelas patas e pelas codornas. Os ovos das demais espécies de aves Agroindústria domesticadas, como gansas, peruas e avestruzes são predominantemente 169 destinados a incubação (GUYONNET, 2012).
Sistema agroindustrial de ovos. A produção de ovos depende de um amplo conjunto de insumos, dentre os quais se destacam as rações, as vacinas, medicamentos, a genética, as instalações e as máquinas e equipamentos. Os ovos podem ser comercializados em casca, por meio de atacadistas e/ou varejistas, ou industrializados. O fluxograma abaixo contém os principais componentes do sistema agroindustrial de ovos.
A ração, composta em grande parte de milho e soja, é assim como ocorre na avicultura de corte, o principal insumo, em relação aos custos, para a avicultura de postura. Por essa razão, a maioria dos grandes produtores prepara as rações em suas propriedades. Além de sua importância no custo do ovo, a ração afeta sua qualidade, devendo ser, portanto, cientificamente balanceada para assegurar a saúde das aves.
Outro fator de grande relevância na produção de ovos é a genética. Além da cor dos ovos (brancos ou vermelhos), as linhagens escolhidas irão determinar diversas características das poedeiras, como a capacidade de postura das aves, a conversão de ração em ovos, a resistência a doenças, o percentual de ovos grandes etc.
7. Choco
O choco pode ser entendido como uma parada na produção de ovos em fêmeas de espécies avícolas. A galinha de postura nesse estado tende a permanecer incubando naturalmente os ovos, de forma tal, que muitas vezes é até difícil para realizar a coleta dos mesmos, em virtude da proteção que a fêmea faz. Durante esse período, há uma "parada" para descanso no ovário, ele se retrai e a ovulação cessa. (JACIR; LEVINO, 2005). As principais características observadas em uma galinha de postura em estado de choco são:
Diminuição do peso corporal:
Diminuição do consumo de ração; Parada na produção de ovos; Maior tempo de permanência no ninho, principalmente se ali houver ovos para chocar; sensível agressividade da galinha (função protetora), observada principalmente na hora da coleta no ninho, quando ela pode até bicar o tratador.
Como sugestões para controle do choco, é prudente que, primeiramente, seja aplicado ao lote de galinhas, um programa adequado de iluminação, principalmente em épocas de redução de fotoperíodo diário, no inverno, por exemplo. Uma galinha em produção deve receber em média 16-17 horas/luz/dia, porémesta quantidade de luz deve ser fornecida de acordo com um programa de luz pré-determinado e com a intensidade de luz recomendada. (JACIR; LEVINO, 2005)
Se o objetivo for a produção intensiva de ovos, utilizar linhagens melhoradas geneticamente. Fornecer rações balanceadas e em quantidades suficientes de acordo com a idade da galinha, o que permitirá também monitoria no peso do lote. Evitar lugares escuros ou com pouca intensidade luminosa no interior do aviário, para tanto, é preciso distribuir de forma adequada à luz no interior do mesmo. Controlar o ambiente do galpão, evitando temperaturas elevadas e conseqüente estresse calórico.
Fornecer água limpa, fresca e em quantidade suficiente às aves, para que não haja redução no consumo desta. Se houver aumento na quantidade de galinhas chocas, fechar os ninhos a noite, durante a fase de postura, para que as aves não permaneçam em seu interior. Realizar várias coletas durante o dia, mínimo 04, para evitar acúmulo de ovos nos ninhos.
Para galinhas que já apresentam o comportamento de choco, é possível tentar a interrupção deste, propiciando às aves um ambiente um tanto desconfortável, com luz contínua e bem distribuída e sem ninhos. Outra opção é mergulhar as aves em um tanque com água ou deixá-las em um ambiente com piso úmido o que facilitaria o estresse necessário para a "quebra" do choco, deve-se, porém, ter cuidado com as temperaturas ambientes para se aplicar este procedimento. (JACIR; LEVINO, 2005)
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