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Práticas em 
Parasitologia Clínica
Responsável pelo Conteúdo:
Prof.ª Dr.a Niara da Silva Medeiros
Revisão Textual:
Prof.ª Dr.ª Selma Aparecida Cesarin
Cestódeos e Protozoários
Cestódeos e Protozoários
 
 
• Identificar as diferenças morfológicas dos cestódeos e protozoários intestinais;
• Conhecer o objetivo, princípio e procedimentos técnicos dos diferentes métodos de concen-
tração de parasitas nas fezes;
• Reconhecer as diferenças metodológicas das técnicas utilizadas para identificação parasitária.
OBJETIVOS DE APRENDIZADO 
• Cestódeos;
• Protozoários Intestinais;
• Métodos para Isolamento e Pesquisa de 
Formas Evolutivas de Parasitas Intestinais;
• Comparação de Métodos.
UNIDADE Cestódeos e Protozoários
Cestódeos
Teníase e Cisticercose
A Teníase é uma parasitose intestinal causada pelos cestódeos Taenia solium e 
Taenia saginata. 
É uma parasitose heteroxênica e, portanto, é necessário hospedeiro intermediário. 
No caso de Taenia solium, o hospedeiro intermediário é o porco e na Taenia saginata, 
é o gado. 
A contaminação se dá por meio da ingestão de cisticercos presentes em carnes cruas 
ou mal passadas dos hospedeiros intermediários. 
A Taenia sp. é o maior parasita que pode viver no intestino delgado, podendo chegar 
a até 8 metros de comprimento. 
O seu corpo (estróbilo) é composto por proglotes (Figura 1), tendo característica 
segmentada. A diferenciação da espécie de Taenia se dá por meio do escoléx (cabeça) 
(Figura 2). 
Figura 1 – Estróbilo da Taenia sp.
Fonte: mec.gov.br
Figura 2 – Escólex da Taenia solium (apresenta coroa de acúleos e 4 ventosas) 
e da Escólex da Taenia saginata (apresenta 4 ventosas), respectivamente
Fonte: Adaptada de mab.k-state.edu e mec.gov.br
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No diagnóstico de Teníase, no exame parasitológico de fezes, encontramos os ovos de 
Taenia sp. (Figura 3), porém os ovos de Taenia solium são idênticos morfologicamente 
aos da Taenia saginata. 
As espécies de Taenia podem ser diferenciadas no diagnóstico fecal quando são 
liberadas proglotes grávidas (Figura 4).
Quando encontramos ovos de Taenia sp. nas fezes, não conseguimos distinguir entre Taenia 
solium e Taenia saginata. Nesse caso, liberamos no laudo “Positivo para ovos de Taenia sp.”
Figura 3 – Ovos de Taenia sp. encontrados em sedimento fecal
Fonte: impehcm.org
Figura 4 – Proglotes grávidas de Taenia sp. (A), Taenia solium (B) e Taenia saginata
Fonte: Adaptada de web.stanford.edu e Wikimedia Commons
Sobre ciclo biológico, transmissão, sintomas, diagnóstico e tratamento da Teníase, leia o 
 Capítulo 85, pág. 553, do livro Parasitologia – Fundamentos e práticas clínicas.
Disponível em: https://bit.ly/3btxuSb
Além da Teníase, a Taenia solium também causa a cisticercose. A única Taenia capaz 
de causar cisticercose no homem é a Taenia solium. A Taenia saginata só causa cisti-
cercose no seu hospedeiro intermediário, que é o boi. 
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UNIDADE Cestódeos e Protozoários
O homem pode contrair a cisticercose por meio da ingestão acidental de ovos ou 
proglotes de Taenia solium, que pode estar em alimentos, solo ou água contaminados. 
O diagnóstico de cisticercose é clínico, por meio dos sintomas e exames de imagem.
Indivíduos com cisticercose não liberam ovos nas fezes, sendo o diagnóstico realizado 
apenas por meio de exames de imagem e biópsias. 
Quer saber sobre epidemiologia, biologia, doença, diagnóstico e tratamento da cisticercose? 
Disponível em: https://bit.ly/3oRpdMv
Revise os conceitos aprendidos na Disciplina Parasitologia Básica relendo os capítulos 21 
– “As Teníases”, p. 211-19 e 22 – “Cisticercose Humana”, p. 220-6 do livro REY, L. Bases da 
Parasitologia médica. 3.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2010. 
Disponível em: https://bit.ly/3pXhUnK
Hidatidose Humana
A Hidatidose, causada pelo Platelminto, cestódeo Equinococcus granulosus, pode 
ser chamada também de cisto hidático. 
É uma parasitose heteróxena, seu hospedeiro intermediário são os herbívoros, os bovi-
nos, os equinos, os ovinos ou os marsupiais e os definitivos são, geralmente, os canídeos.
A infecção pelo homem é considerada acidental e é dada por meio da ingestão de ovos.
O ovo é muito semelhante a um ovo de Taenia, e o verme adulto é pequeno, pode 
medir entre 4 e 8mm de comprimento. O verme apresenta um escólex (cabeça), colo 
pequeno e de 3 a seis proglotes (imatura, madura e grávida). Essa forma evolutiva não é 
encontrada nos humanos, apenas nos canídeos (hospedeiros definitivos). 
Nos humanos, essa parasitose é caracterizada pela formação de cistos hidáticos 
(Figura 5) com secreções contendo a fase larvar do parasita em diferentes tecidos no 
homem, principalmente, no fígado e nos pulmões (Figura 6). 
O diagnóstico, portanto, é feito por meio de amostras de biópsias aspirativas em busca 
do escolex, cistos filhos, vesículas proliferativas ou areia hidática. Podem ser feitos, tam-
bém, exames sorológicos como o ELISA, a hemaglutinação indireta e o Western blot. 
No entanto, os exames mais utilizados são os de imagem, radiografia, tomografia 
e ultrassonografia. 
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Figura 5 – Echinococcus granulosos. (1) Verme adulto encontrado 
nos canídeos. (2) Cisto hidático encontrado nos humanos
Fonte: Adaptada de Wikimedia Commons | UFRGS 
Figura 6 – Cisto hidático localizado no pulmão
Fonte: MOREIRA, R., 2001
Revise os conceitos aprendidos na Disciplina Parasitologia Básica relendo o capítulo 23 – 
“Equinococose Humana”, p. 227-36 do livro REY, L. Bases da Parasitologia médica. 3.ed. 
Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2010, disponível em: https://bit.ly/3aFGpzl
Himenolepíase
A Himenoleíase, é causada pelos cestódeos Hymenolepis diminuta e Hymenolepis 
nana, sendo que este último mais comumente afeta os humanos e pode ser chamado 
de Doença da Tênia Anã. 
O verme adulto do H. nana mede entre 25 a 40mm de comprimento, pode ter até 
200 proglotes, e habita o intestino delgado, desenvolvendo sintomas gastrointestinais, 
dor abdominal, anorexia, diarreia, tontura e cefaleia.
A contaminação ocorre por meio da ingestão de água ou alimentos contaminados 
com ovos (Figura 7) .
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UNIDADE Cestódeos e Protozoários
Os ovos também são as formas evolutivas encontradas no diagnóstico pelo exame 
parasitológico de fezes.
Figura 7 – Ovos de Hymenolepis nana
Fonte: Parasitologia contemporânea, p. 160
Quer explorar os aspectos clínicos e laboratoriais da himenolepiase? Leia o Capítulo 67, 
pág. 470, do livro Parasitologia – Fundamentos e práticas.
Disponível em: https://bit.ly/3umeHAP
Revise os conceitos aprendidos na Disciplina Parasitologia Básica relendo o Capítulo 20 – 
“Cestoides Parasitos do Homem”, p. 201-10 do livro REY, L. Bases da Parasitologia médica. 
3.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2010. Disponível em: https://bit.ly/3aFGpzl
Protozoários Intestinais
A maioria dos protozoários intestinais são comensais, ou seja, não causam doença 
conhecida nos seres humanos, somente se beneficiam do hospedeiro para sobreviver 
e conseguir completar o seu ciclo. Esse é o caso, por exemplo, da Entamoeba coli, da 
Entamoeba dispa, da Iodamoeba butschlli e da Endolimax nana. 
No entanto, temos como representantes a Giardia lamblia e a Entamoeba histolytica 
como protozoários intestinais patogênicos.
Giardíase
A Giardíase, causada pelo protozoário Giardia lamblia, tem sua classificação como 
flagelado, pois seus trofozoítos possuem flagelos (Figura 8). 
A G. lamblia possui duas formas evolutivas: cistos (Figura 9) e trofozoítos. Sua conta-
minação se dá por meio de água ou de alimentos contaminados com cistos, que também 
é a forma evolutiva geralmente encontrada no diagnóstico, com morfologia ovalada, 
4 núcleos e a presença de axonema. 
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Os trofozoítos são as formas evolutivas responsáveis pela patogenicidade e pode ser 
encontrado, eventualmente, nas fezes, em casos de diarreia.
Figura 8 – Trofozoítos de Giardia lamblia fi xados na mucosa intestinal
Fonte: Pixnio
Quer ver detalhadamente aspectos como morfologia, ciclo de vida, epidemiologia,pato-
genia, infecção e diagnóstico? Leia o Capítulo 24, pág.179, do livro Parasitologia – Funda-
mentos e práticas clínicas. Disponível em: https://bit.ly/3aH0Ay6
Figura 9 – Cisto de Giardia lamblia encontrado em amostra de fezes com coloração de lugol
Fonte: Pixnio
A patogenicidade da Giardíase está relacionada à capacidade do trofozoíto se fixar na 
mucosa intestinal formando uma espécie de “tapete. Consequentemente, seu sintoma 
mais comum é a diarreia aquosa, além de impedir absorção de determinados nutrientes. 
O diagnóstico é feito por meio da pesquisa de cistos e trofozoítos nas fezes. 
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UNIDADE Cestódeos e Protozoários
A visualização dos trofozoítos nas fezes é condicionada a fezes diarreicas e à análise 
em até 30 minutos após a coleta.
Revise os conceitos aprendidos na Disciplina Parasitologia Básica relendo o capítulo 7 – 
“Flagelados das Vias Digestivas e Geniturinárias: Tricomoníase e Giardíase” – item Giardia 
intestinalis, p. 88-90 do livro REY, L. Bases da Parasitologia médica. 3.ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan, 2010, disponível em: https://bit.ly/3aFGpzl
Amebíase
A amebíase, causada pela ameba Entamoeba histolytica, tem como forma de con-
taminação a ingestão de água e de alimentos contaminados com cistos. Por ser um 
protozoário, possui cistos e trofozoítos como formas evolutivas.
Os trofozoítos (Figura 10) tem características ameboides, possuem pseudópodes e se 
multiplicam por meio da divisão binária. Já os cistos podem apresentar até 4 núcleos, 
são esféricos e com camada delgada (Figura 11).
Figura 10 – Trofozoítos de Entamoeba histolytica, 
apresentando um núcleo e alongamentos (pseudópodes)
Fonte: phil.cdc.gov
Leia mais detalhes sobre o ciclo evolutivo da Amebíase e seus aspectos mais importantes, 
no Capítulo 18, pág. 145, do livro Parasitologia – Fundamentos e práticas clínicas.
Disponível em: https://bit.ly/3brPiNE
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Figura 11 – Cistos de Entamoeba histolytica, o cisto da esquerda (seta) 
apresenta dois núcleos e o do lado direito apresenta um núcleo
Fonte: Adaptada de parasitologiaclinica.ufsc.br
A única ameba capaz de causar doença é a Entamoeba histolytica, pois ela produz 
proteínas e enzimas que auxiliam na sua adesão e na invasão da mucosa intestinal (Ima-
gem no link a seguir). 
Histopatológico de uma úlcera típica da mucosa intestinal causada pela infecção por 
Entamoeba histolytica. Disponível em: https://bit.ly/2YJLtx9
Assim, pode haver a Amebíase extraintestinal, que é caracterizada pela invasão da 
ameba nos tecidos, principalmente, no fígado, no pulmão e no cérebro. 
No diagnóstico de Amebíase intestinal, podemos encontrar sangue e muco na análise 
macroscópica, presença de cistos e, raramente, trofozoítos. Já para saber se há amebíase 
extraintestinal, podem ser realizados exames de imagem.
Quer saber mais sobre os mecanismos de patogenicidade da Giardia lamblia e da Entamoeba 
histolytica? Disponível em: https://bit.ly/3pX8AjR
Importante !
No exame parasitológico de fezes convencional, não conseguimos diferenciar a Entamoeba 
hystolitica (patogênica) da Entamoeba díspar (não patogênica), pois ambas possuem cistos 
esféricos com até 4 núcleos. 
Nesse caso, liberamos no laudo, “presença de cistos de Entamoeba hystolitica/ díspar” ou, 
se preferir saber a espécie de Entamoeba, deve-se fazer a pesquisa de coproantígenos 
(antígenos nas fezes) de Entamoeba hystolitica.
Revise os conceitos aprendidos na Disciplina Parasitologia Básica relendo o capítulo 9 – 
“Amebíase”, p. 97-108 do livro REY, L. Bases da Parasitologia médica. 3.ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan, 2010, disponível em: https://bit.ly/3aFGpzl
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UNIDADE Cestódeos e Protozoários
Criptosporidiose
A Criptosporidiose é causada pelo protozoário coccídio Cryptosporidium parvum ou 
Cryptosporidium hominis. Essa parasitose afeta, principalmente, pacientes imunocom-
prometidos e crianças, pois possuem déficit na capacidade imunológica. Seu principal 
sintoma é diarreia. 
A contaminação dessa parasitose é dada por meio da ingestão de oocistos maduros 
em água ou alimentos contaminados. Os oocistos, no hospedeiro, internalizam a mucosa 
intestinal (parasita intracelular obrigatório) e se reproduzem e os de parede espessa são 
liberados nas fezes (Figura 12).
O ciclo evolutivo completo da Criptosporidiose, disponível em: https://bit.ly/2YS15i4
Figura 12 – oocistos de Cryptosporidium sp., corados 
com a coloração álcool ácidorresistente modificada
Fonte: arasitologiaclinica.ufsc.br
O diagnóstico de Criptosporidiose é por meio do exame de fezes, coleta de múltiplas 
amostras, na qual se visualizam os oocistos. Por serem pequenos, os oocistos podem ser 
corados com a coloração de Ziehl-Neelsen para melhor identificação. 
Revise os conceitos aprendidos na Disciplina Parasitologia Básica relendo o capítulo 10 – 
“Os esporozoários e as coccidíases” – item Cryptosporidium e criptosporidíase, p. 113-4 do 
livro REY, L. Bases da Parasitologia médica. 3.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2010, 
disponível em: https://bit.ly/3aFGpzl
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Teste seu conhecimento
• Quais são as principais diferenças da Teníase e da cisticercose, quanto à forma de con-
taminação, patogênese e diagnóstico?
• Qual forma evolutiva podemos encontrar no diagnóstico de hidatidose em humanos?
• Na Himenolepiase, qual a forma de infecção e diagnóstico? Quais são as características 
dos ovos?
• Por que na giardíase temos a diarreia como o principal sintomas? Em qual circunstân-
cias podemos encontrar trofozoítos nas fezes?
• Quais são as características morfológicas das formas evolutivas encontradas no diag-
nóstico da Giardíase e da Amebíase?
• Por que não temos dificuldade em diferenciar Entamoeba histolyticas e E. díspar? 
E como é feita essa diferenciação?
Métodos para Isolamento e Pesquisa de 
Formas Evolutivas de Parasitas Intestinais
Você lembra que conversamos, nas unidades anteriores desta Disciplina, sobre como 
realizamos a coleta da amostra fecal? Quanto tempo é a vida útil dessas amostras e 
como podemos conservá-la? 
Então... essas orientações devem ser levadas em consideração para a pesquisa de 
qualquer parasita (protozoários e helmintos). 
Vale ressaltar que amostras velhas tem baixo poder de diagnóstico. Para a pesquisa de 
protozoários nas fezes, existem algumas técnicas mais sensíveis, que veremos a seguir, 
porém o método de sedimentação espontânea pode ser utilizado também para esse fim. 
Técnicas de concentração por flutuação: 
flutuação simples e/ou centrífugo-flutuação
As técnicas de flutuação utilizam a diferença de densidade por meio de reagentes es-
pecíficos que permitem a de ovos de helmintos, cistos e oocistos de protozoários flutuem 
e, assim, consegue-se isolá-los.
Como vantagem, essas técnicas possuem a formação de uma “nuvem” de parasitas na 
superfície do tubo, com poucos detritos fecais. Mesmo quando presente em pequenas quan-
tidades, consegue-se concentrar as formas evolutivas e ter um diagnóstico mais apurado.
No entanto, a grande desvantagem dessas técnicas é a utilização de reagentes de den-
sidade muito alta e isso faz com que as paredes dos ovos e dos cistos entrem em colapso, 
podendo se apresentar distorcidos, perdendo suas características morfológicas típicas.
Para não ter esse grande problema, é necessário que as amostras sejam lidas em até 
20 minutos depois de prontas. 
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UNIDADE Cestódeos e Protozoários
Não se sabe ao certo a densidade de cada forma evolutiva de cada parasita e, por 
isso, existem variadas técnicas com utilização de reagentes diferentes para que se 
consiga isolar de acordo com o objetivo de investigação.
Método de Faust e Cols (flutuação em solução de sulfato de Zinco)
O método de Faust, conhecido também como método de centrífugo-flutuação com 
sulfato de zinco, possui maior sensibilidade em detectar ovos leves de helmintos (ancilos-
tomídeos) e cistos de protozoários.
Para realização dessa técnica, é necessária a centrífuga e, também, o reagente de 
sulfato de zinco. 
A seguir, vamosver como é a execução dessa técnica (Figura 13):
• Para executar esta técnica, é necessária a utilização de fezes frescas; 
• Colocar aproximadamente 2g de fezes em 10ml de água corrente. Filtrar a sus-
pensão por meio de uma gaze ou parasitofiltro, dobrada duas vezes, receber o 
filtrado em um tubo de centrífuga de 15ml com fundo redondo até completar 2/3 
da capacidade do tubo;
• Centrifugar (650 x g/1min). Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2 ml de água 
corrente ao sedimento, antes de ressuspendê-lo. Agitar e centrifugar novamente;
• Repetir a etapa 3, até que o sobrenadante esteja claro;
• Quando o sobrenadante estiver claro, retirá-lo e adicionar o sulfato de zinco 33% e 
centrifugar (650 x g/1min);
• Cuidadosamente, remover o tubo da centrífuga e, sem agitar, colocá-lo em um 
estante vertical;
• Com uma alça de arame ou uma pipeta pasteur coletar a “nuvem” que se formou 
na superfície da solução.
• Colocar uma gota da “nuvem” em uma lâmina de microscopia, com uma gota de lugol 
e lamínula. Realizar a leitura em microscópio óptico nos aumentos de 10x e 40x.
Figura 13 – Passo a passo do método de Faust, centrífugo-flutuação
Fonte: SIQUEIRA-BATISTA; GOMES; SANTOS; SANTANA, 2020
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Método de Sheather (flutuação em sacarose)
O método de Sheather também tem como princípio a centrífugo-flutuação, com o 
objetivo da pesquisa de oocistos de Cryptosporidium spp ., em amostras de fezes frescas 
ou preservadas com solução formalina.
A técnica de Sheather é realizada da seguinte forma:
• Colocar aproximadamente 2g de fezes em um frasco contendo 10ml de água corrente;
• Filtrar esta suspensão em gaze ou parasitofiltro e colocar o filtrado em um tubo de 
centrífuga de 15ml de fundo redondo;
• Adicionar a solução de sacarose de Sheather até completar ¾ do tubo;
• Agitar vigorosamente 1 a 2 ml de filtrado com a solução de sacarose;
• Colocar uma lamínula na borda do tubo, mantendo-a em contato com a solução de 
sacarose;
• Centrifugar (500 x g por 10min). Remover a lamínula, invertendo sua posição 
colocando a face com a gota sobre a lâmina;
• Analisar em microscópio de contraste de fase. 
Você sabia que o microscópio de contraste de fase é diferente do microscópio óptico? O mi-
croscópio de contraste de fase, geralmente, é utilizado para amostras transparentes e auxi-
lia detalhando a imagem pelas suas diferenças de índice de refração que se tornam visíveis 
nesse tipo de microscópio. Acesse o link, disponível em: https://bit.ly/36MvNOb
Pesquisa de oocistos
Os coccídios são parasitas da subclasse protistas apicomplexos. Tem como repre-
sentantes: Isospora belli, Cryptosporidium spp., Cyclospora cayetanensis, Sarcocystis 
hominis e Sarcocystis suihominis.
São parasitas responsáveis pelas infecções em indivíduos imunocomprometidos, po-
dendo variar a sintomatologia. Habitam as células epiteliais do intestino e sua forma evo-
lutiva de diagnóstico são os oocistos, que são pequenos e com as técnicas convencionais 
fica inviável a sua identificação. 
Sendo assim, são necessárias algumas técnicas específicas, como veremos a seguir.
Método de Coloração por Kinyoun
O método de Kinyoun utiliza amostras frescas ou sedimento concentrado de fezes 
frescas ou fezes preservadas em formalina. O corante de Kinyoun tem a base de solu-
ção de fucsina-fenicada (Figura 14). A coloração das amostras fecais para a pesquisa de 
coccídios ocorre da seguinte forma:
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UNIDADE Cestódeos e Protozoários
• Realizar um esfregaço com uma a duas gotas de fezes frescas ou preservadas. Deixar 
secar à temperatura de 60°C no aquecedor de lâminas. Cuidar para preparar esfre-
gações delgados (finos);
• Após secagem, fixar o esfregaço com álcool metílico por 30 segundos e deixar 
secar a temperatura ambiente;
• Após fixação, corar com o corante de Kinyoun por 1 minuto. Lavar rapidamente 
com água destilada e secar delicadamente;
• Realizar a diferenciação com solução álcool-ácido por 2 min. Lavar rapidamente 
com água destilada;
• Deixar o esfregaço secar e montar com resina sintética;
• Examinar 200 a 300 campos do esfregaço com objetiva de imersão (100x). 
Figura 14 – Oocistos de Cryptosporidium sp. corados com a coloração 
de Kinyoun, indicados por meio das setas verdes na imagem
Fonte: DESTRO, K. C. et al., 2014
Método de Ziehl Neelsen Modificada (ZNM)
O método de Ziehl-Neelsen modificado utiliza o aquecimento da fuscina-fenicada 
para coloração (imagem no link a seguir). Para essa técnica, utilizam-se fezes frescas 
ou preservadas com formalina. Para a realização desse método, devemos respeitar os 
seguintes passos:
• Preparar as esfregações com fezes frescas ou preservadas e deixar secar a tempe-
ratura ambiente ou aquecimento;
• Corar com corante fucsina-fenicada, aquecendo a lâmina até a emissão de vapores 
por cinco minutos no aquecedor de lâminas;
• Escorre o excesso de corante e lavar com água corrente delicadamente;
• Diferenciar com a solução aquosa de ácido sulfúrico a 5% por 30 segundos;
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• Lavar o esfregaço com água corrente e retirar o excesso de água;
• Corar com solução de azul-de-metileno a 0,3% por 1 minuto;
• Lavar com água corrente e secar delicadamente;
• Montar com resina sintética e ler em microscopia óptica sob imersão (100x).
Oocistos de Cryptosporidium sp. corados com a coloração de Ziehl-Neelsen. 
Disponível em: https://bit.ly/36KOku6
Método de coloração da Safranina Modificada
O método de coloração por Safranina modificada utiliza os corantes Safranina e 
verde malaquita para realizar a coloração. Nessa coloração, os oocistos coram com 
brilhante vermelho-alaranjado sobre fundo uniforme corado em verde (Imagem no link).
É realizado da seguinte forma:
• Utilizam-se fezes frescas ou preservadas com formalina;
• Realizar o esfregaço com uma a duas gotas de amostra fecal. Deixar secar à tem-
peratura de 60°C. Preparar esfregaços delgados;
• Fixar a amostra com ácido-álcool por 3 a 5 minutos;
• Lavar rapidamente com água destilada e drenar;
• Corar com Safranina a 1% por 1 minuto. Aquecer o esfregaço até a emissão de 
vapores, não deixar secar o corante;
• Lavar rapidamente com água destilada e drenar;
• Corar o fundo com solução de verde malaquita a 3% por 2 minutos;
• Lavar a lâmina com água destilada. Secar e montar com resina sintética;
• Examinar de 200 a 300 campos do esfregaço com a objetiva de imersão (100X).
Oocisto de Cryptosporidium sp. (seta) corado com a coloração de Safranina modificada. 
Disponível em: https://bit.ly/3cN58op
Comparação de Métodos
Como já conversamos, não existe uma única técnica 100% específica e sensível 
quando falamos de pesquisa de parasitas. O que temos disponível são variadas técnicas 
que se complementam, que podem ser utilizadas isoladas ou em conjunto para melhorar 
o diagnóstico. 
Veja isso a seguir, na Tabela comparativa das técnicas disponíveis para detecção de 
parasitas fecais, com seus princípios, vantagens e desvantagens.
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UNIDADE Cestódeos e Protozoários
Tabela 1 – Quadro comparativo das técnicas disponíveis para detecção de parasitas fecais 
Método Detecção Princípio Vantagens Desvantagens
HPJ Ovos, larvas e cistos Sedimentação 
espontânea
Barata, 
fácil excussão, 
utilização mínima 
de vidrarias
Muitos detritos fecais e 
baixa sensibilidade
Ritchie Ovos, larvas e cistos Centrífugo 
sedimentação Poucos detritos
Utilização de equipamentos 
e reagentes, maior tempo 
de execução 
Coprotest Ovos, larvas e cistos Amostras 
preservadas
Biossegurança, 
agilidade 
na análise
Muitos detritos e não há 
análise macroscópica
Kato-katz Ovos e larvas 
de helmintos
Análise quantitativa 
e qualitativa
Preservação das 
lâminas em longo 
prazo, quantificação 
de ovos
Não visualiza cistos, difícil 
visualização, alguns 
ovos degradam
Graham 
(fita gomada)
Ovos de Enterobius 
vermiculares
Pesquisa de ovos 
na região perianal
Técnica específica 
para enterobiose 
Não detecta todas as 
formas evolutivas
Baermam-
Moraes e Rugai
Larvas de Strongyloides 
steroralisSedimentação 
por termo 
hidro tropismo
Específico para larvas 
de S. stercoralis e 
poucos detritos
Não detecta todas as 
formas evolutivas
Faust e Sheather Cistos e ovos leves Centrífugo 
flutuação
Poucos detritos, 
detecta baixa varga 
parasitária
Utilização de reagente 
e equipamentos, maior 
tempo de execução
Teste seu conhecimento
• Quais são as técnicas que tem como princípio a centrífugo flutuação? Quais são os 
aspectos diferentes entre elas?
• Porque precisamos utilizar métodos de coloração para os coccídios?
• Quantos campos do esfregaço devem ser lidos nas técnicas de Kinyoun e 
Safranina modificada?
• Qual a coloração resultante da coloração de Ziehl-Neelsen?
• Se você tivesse que escolher uma técnica das apresentadas no Quadro, qual a técnica 
você utilizaria na sua rotina laboratorial? E por quê?
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Material Complementar
Indicações para saber mais sobre os assuntos abordados nesta Unidade:
 Livros
Parasitologia: Fundamentos e Prática Clínica
Capítulo 18 – Amebíase (Entamoeba) .
https://bit.ly/3pPtvFs
Parasitologia: Fundamentos e Prática Clínica
Capítulo 24 – Giardíase .
https://bit.ly/2MZWVlS
Parasitologia: Fundamentos e Prática Clínica
Capítulo 23 – Criptosporidiose .
https://bit.ly/3q62b5O
 Leitura
Atlas de Parasitologia clínica e Doenças infecciosas
https://bit.ly/2MBNzwJ
 Criptosporidiose
https://bit.ly/36Mrwdt
Himenolepiase 
https://bit.ly/2O1uvIu
Comparação da eficiência das colorações de Ziehl-Neelsen modificado e Safranina modificada na detecção 
de oocistos de Cryptosporidium spp. (Eucoccidiorida, Cryptosporidiidae) a partir de amostras fecais de 
bezerros de 0 a 3 meses
https://bit.ly/3tsVSeN
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UNIDADE Cestódeos e Protozoários
Referências
ALI, F. M.; ALI, S. A. K. Cryptosporidiosis in sulaimani pediatric teaching hospital and 
comparison of different diagnostic methods for its detection. European Scientific 
Journal, Iraque , v. 9, n. 36, 2013. 
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