Carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus

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1- INTRODUÇÃO 
1.1- O Carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus e sua importância econômica 
 
Os carrapatos são artrópodes ectoparasitos hematófagos classificados em três 
famílias: Argasidae, Ixodidae e Nuttalliellidae (Keirans, 1992; Keirans & Robbins 1999; 
Horak et al., 2002). Argasídeos são carrapatos que procuram o hospedeiro para sugar 
sangue, abandonando-o em seguida e alimentando-se mais de uma vez em seu ciclo de 
vida. As fêmeas efetuam várias posturas, alternando ovoo0posição com repasto 
sangüíneo. Cada postura pode variar de 50 à 600 ovos, totalizando um número realmente 
pequeno quando comparado aos ixodídeos. Nos Ixodídeos a alimentação dura um tempo 
mais prolongado e é feita uma única vez em todo o ciclo de vida e a ovoposição resulta 
num grande número de ovos (de várias centenas a 23.000 ovos por fêmea) e depois 
morrem, sendo estas as diferenças mais marcantes entre estas famílias (Flechtmann, 
1977, Klompen, 2005). Os carrapatos são transmissores de patógenos que afetam 
população animal e humana (Estrada-Peña & Jongejan, 1999; Parola & Raoult, 2001). A 
família Nuttalliellidae é representada por apenas uma espécie, na qual pouco se sabe 
sobre a sua biologia e aparentemente não possui importância médico – veterinária 
(Klompen, 2005). 
O carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus é um ixodídeo responsável por 
grandes perdas econômicas para a pecuária de regiões tropicais e subtropicais. Este 
carrapato é um ectoparasita hematófago originário da Ásia, cujo principal hospedeiro é o 
bovino. Sua incidência é maior em grandes rebanhos da América, África, Ásia e Austrália, 
sendo considerado o carrapato de maior impacto em perda econômica nos rebanhos da 
América do Sul (Gonzales, 1995; Nari, 1995). 
Apartir de 2002, Rhipicephalus (Boophilus) microplus se tornou a nomenclatura para o 
carrapato Boophilus microplus de acordo com estudos taxonômicos. O gênero 
Rhipicephalus tem sido considerado parafilético ao gênero Boophilus, assim este se tornou 
um subgênero de Rhipicephalus. Assim, o carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus 
pode ainda ser chamado de B.microplus, mas esta nomenclatura será substituída de 
acordo com o reflexo do conhecimento de filogenia e da evolução desse carrapato (Barkel 
& Murrell, 2002). 
 
 
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R. microplus é um parasita que precisa obrigatoriamente passar por um período sobre 
o bovino, ingerindo substratos teciduais e principalmente sangue (Pereira, 1982), sendo 
um dos principais transmissores dos parasitas Babesia bovis e Babesia bigemina, 
causadores da piroplasmose bovina. Esta doença, popularmente conhecida como tristeza 
bovina, afeta gravemente o desenvolvimento do gado, podendo levá-lo à morte em poucos 
meses (McKosker, 1981). Alguns membros da família dos ixodídeos são vetores de duas 
doenças para humanos conhecidas como tifo e doença de Lyme, uma borreliose. 
Anteriormente julgava-se que apenas os carrapatos da família dos argasídeos eram 
capazes de transmitir Rickettsia e Borrelia (Beaty & Marquardt, 1996). 
Devido aos diversos danos econômicos acarretados pelo R. microplus, que atingem a 
ordem de um bilhão de dólares no Brasil (Labruna &Veríssimo, 2001), este se tornou o 
principal alvo de programas de controle e erradicação nos rebanhos da América do Sul 
(Nari, 1995). Um carrapato bovino suga, em média, de 2 a 3mL de sangue do seu 
hospedeiro (Gonzáles, 1975), o que reflete em grandes perdas na produção de leite e 
carne (Sutherst et al., 1983) e danos no couro causados por reações inflamatórias nos 
locais de fixação do carrapato (Seifert et al., 1968). Após o ingurgitamento uma fêmea de 
R. microplus aumenta em até 100 vezes o seu próprio peso inicial (Sonenshine, 1991) 
(Figura 1). 
O controle das infestações tem sido dificultado devido ao fato dos carrapatos 
possuírem poucos predadores naturais. Os métodos de controle tradicionais aos 
carrapatos fazem uso de vários tipos de carrapaticidas químicos (Hopkins et al., 1985; 
Cramer et al., 1988). Contudo, a aplicação destes carrapaticidas tem limitada eficácia na 
redução da infestação e frequentemente vem acompanhada por vários danos, incluindo a 
seleção de carrapatos resistentes ao carrapaticida, contaminação do ambiente, como 
também do leite e da carne com resíduos da droga. Além do mais, o desenvolvimento de 
novos carrapaticidas é um processo longo e de alto custo, no qual reforça a necessidade 
de novas alternativas para o controle da infestação de carrapato (Graf et al., 2004). 
Recentemente têm sido desenvolvidas vacinas que induzem a proteção imunológica 
de hospedeiros vertebrados contra a infestação de carrapato. A possibilidade do controle 
da infestação de carrapato através da imunização de bovinos foi demonstrada com o 
desenvolvimento de vacinas que reduzem a infestação de Boophilus spp em bovinos (de la 
 
 
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Fuente & Kocan, 2003; Willadsen, 2004). O desenvolvimento destas vacinas pode permitir 
a inclusão de múltiplos antígenos que tem como alvo o combate ao carrapato e também à 
prevenção da transmissão de patógenos (de la Fuente & Kocan, 2006) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1: Carrapato bovino Rhipicephalus (Boophilus) microplus. Fêmea ingurgitada 
(esquerda) e macho (direita) (Flechtmann, 1977). 
 
 
 
 Em nosso grupo de trabalho foi desenvolvida uma vacina (Leal et al.,2006) que tem 
como antígeno uma glicolipoproteína de 54 kDa isolada de ovos, chamada de BYC 
(Boophilus Yolk Catepsin), que parece atuar na degradação da vitelina, a principal proteína 
de reserva dos ovos do carrapato (Logullo et al., 1998, Abreu et al., 2004). O princípio 
desta vacina está baseado no bloqueio do desenvolvimento dos ovos. Quando bovinos 
imunizados com BYC foram desafiados com larvas infestantes, houve uma redução no 
número de teleóginas, na capacidade de postura e na fertilidade dos ovos, com eficácia 
variando entre 14% e 36% em dois experimentos independentes. Os níveis de anticorpos 
declinaram gradualmente após a infestação e responderam positivamente a um reforço 
vacinal, aplicado 11 meses após a infestação, indicando a existência de memória 
imunológica para esse antígeno (Vaz Jr. et. al., 1998). 
1cm 
cm 
♀ 
♂ 
 
 
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1.2-Ciclo de vida do carrapato R. microplus 
 
 O carrapato R. microplus apresenta duas etapas distintas no seu ciclo de vida 
(Figura 2): uma fase parasitária durante um período médio de 22 dias sobre um único 
hospedeiro e uma fase não parasitária que ocorre no solo que pode durar de dois a três 
meses, dependendo fundamentalmente das condições climáticas existentes (Gonzales et 
al., 1974). 
 Na fase parasitária, o carrapato apresenta três variações morfológicas distintas: 
larva, ninfa e adulto. A larva apresenta três pares de patas, é bastante ativa, pois necessita 
encontrar o hospedeiro para nele se fixar, e sobrevive das reservas energéticas 
acumuladas na fase de ovo. Fixa-se em locais específicos utilizando algumas importantes 
estruturas, como as quelíceras, as quais seccionam a pele para a introdução do 
hipostômio, órgão responsável pela fixação da larva na pele do bovino (Gonzales et al., 
1974). 
 A larva alimenta-se e inicia o processo de desenvolvimento e crescimento 
tegumentário. Passa por um período de inércia entre o quarto e quinto dia e atinge a fase 
de metalarva. Em torno do sexto dia, adquire uma nova estrutura, com um outro 
tegumento, mais um par de patas e uma fileira de dentição do hipostômio entre outras 
alterações: é a fase de ninfa. Esta fase dura em média dois a quatro dias e ao continuar 
seu desenvolvimento, uma nova alteração no exoesqueleto se processa, havendo um 
período igual de inatividade, denominado de metaninfa. Ao final do processo surja o 
indivíduo adulto, sexualmente diferenciado. Isto acontece em torno do décimo segundo 
dia. A partir dessa fase,inicia-se o processo de maturação dos machos e das fêmeas. Em 
torno do décimo sétimo dia os machos já estão aptos à cópula. As fêmeas, após serem 
fecundadas, passam de metaninfa para neógina num período médio de 17 dias. Em 
seguida, em um período de três dias, passam a partenógena (parcialmente ingurgitada) e 
em mais dois dias, a teleógina (ingurgitamento máximo) (Gonzales et al., 1974). Nota-se 
um crescimento mais acentuado do tegumento nessa fase, e nas últimas horas próximas 
ao ingurgitamento completo, a alimentação intensifica-se, ao ponto das fêmeas 
apresentarem um tamanho cerca de 10 vezes superior ao dos machos. 
 
 
 
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Figura 2: Representação esquemática do ciclo de vida do carrapato R. microplus. 
(Gonzales et al., 1974). Na fase de vida parasitária as larvas se alimentam e sofrem 
diferenciação sexual. Na fase de vida livre, as fêmeas ingurgitadas caem ao solo e iniciam 
a ovoposição. 
 
 
 Aos 22 dias, a maioria das fêmeas cai ao solo. Os machos podem permanecer no 
bovino por mais de 38 dias fecundando inúmeras fêmeas (Gonzales et al., 1974). 
 A fase não parasitária compreende os estágios de fêmea adulta (teleógina), ovo e 
larva infestante. A fêmea adulta fecundada, ao desprender-se do bovino procura um local 
no solo para efetuar a postura. Em condições adequadas de temperatura (26-28ºC) e 
umidade (~80%) a postura se inicia no terceiro dia após a queda. Após a postura, a fêmea 
apresenta uma coloração mais amarelada chegando à morte após o término da 
ovoposição. A eclosão dos ovos inicia a partir da quarta semana após o inicio da postura. 
No meio ambiente, este processo pode ser longo, sendo uma forma estratégica de 
sobrevivência do parasito frente às adversidades climáticas. As larvas necessitam de um 
 
 
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período de maturação médio de uma semana para estarem aptas a fixarem-se no 
hospedeiro e continuarem o desenvolvimento. Após esse período, deslocam-se às 
extremidades da vegetação para alcançarem mais facilmente o bovino. Nessa fase de 
larva infestante, elas podem sobreviver por até 60 dias (Gonzales et al., 1974). 
 
1.3- Modificações metabólicas durante o desenvolvimento de invertebrados 
 
 Em animais ovíparos, um fator determinante para a perpetuação de espécies é a 
ovogênese. Durante este processo, os ovócitos em desenvolvimento apresentam uma 
elevada taxa de crescimento inicial, em um estágio denominado vitelogênese (Salerno et 
al., 2002), que ocorre devido ao acúmulo de grandes quantidades de proteínas, lipídeos e 
glicogênio (Salerno et al., 2002; Logullo et al., 2002). Essas moléculas serão fontes de 
energia e unidades de construção para o desenvolvimento dos embriões (Salerno et al., 
2002). Deste modo, após a postura dos ovos com o conteúdo vitelínico, os embriões se 
desenvolvem fora do organismo materno tendo acesso somente aos nutrientes 
armazenados no ovo durante a ovogênese. 
Os embriões de carrapato desenvolvem-se formando um sincício, com abrupta 
celularização, semelhante ao processo observado na mosca Drosophila melanogaster 
(Bate & Marquardt, 1993). Nos carrapatos a embriogênese, em condições controladas, 
leva em média 20 dias desde a postura dos ovos até a eclosão. A literatura sobre a 
morfologia de embriões de carrapatos é precária, devido a problemas relacionados à 
permeabilização dos ovos, que dificulta a entrada de agentes fixadores utilizados em 
microscopia óptica ou eletrônica. Resultados prévios do nosso grupo descrevem 
morfologicamente alguns momentos marcantes na embriogênese do R. microplus, como a 
formação do sincício no quarto dia, do blastoderma celular no quinto dia e a segmentação 
do embrião no sétimo dia do desenvolvimento (Campos et al., 2006) (Figura 3). 
 
 
 
 
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Figura 3: Etapas do desenvolvimento carrapato R microplus. A- 1 dia, B- 3 dias 
(blastoderma sincicial), C- 5 dias (blastoderma celular), D- 7 dias (embrião segmentado), 
E- 12 dias (Campos et. al., 2006). 
 
Recentemente foi demonstrado por Moraes et al. (2007), que uma das estratégias 
metabólicas utilizadas pelo carrapato R. microplus, para a formação de seu embrião, é 
degradar inicialmente glicogênio (Figura 4). Sugerindo então, que este metabólito poderia 
estar de algum modo suportando energeticamente a diferenciação celular e a formação de 
proteínas. Esta sugestão baseia-se nos dados de determinação da concentração de 
vitelina (Logullo et al., 2002), no não aparecimento do produto de excreção catabólica de 
aminoácidos em aracnídeos (guanina) (Moraes et al., 2007) e na constatação da formação 
do blastoderma celular (Campos et al., 2006). Vimos ainda que após a formação das 
estruturas celulares, e conseqüentemente protéicas, do embrião no quinto dia do 
desenvolvimento é iniciada uma intensa degradação de aminoácidos, ocorrendo um 
acúmulo de guanina (Campos et al., 2006; Moraes et al., 2007) (Figura 5c). Verificamos 
que concomitantemente ocorre aumento dos níveis de glicogênio e glicose nesta fase 
(Figuras 4 e 5a). Desta forma, os embriões desta espécie de carrapato são capazes de 
gerar glicose a partir do catabolismo de aminoácidos, possivelmente associado a uma 
ativação da gliconeogênese, como também uma significativa re-síntese de glicogênio nos 
ovos a partir do sexto dia do desenvolvimento. 
 
 
 
 
 
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Figura 4: Conteúdo de glicogênio durante o desenvolvimento do carrapato R. 
microplus. A quantidade de glicogênio em homogenatos de ovos foi determinada por 
digestão com α-amiloglucosidase e glicose liberada foi medida utilizando kit comercial 
(Moraes et al., 2007). 
 
 
 
 
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Figura 5: Via Gliconêogenica durante o desenvolvimento do carrapato R. microplus. 
(A) Concentrações de glicose medidas em homogenatos de ovos. (B) Atividade específica 
de PEPCK medidas em homogenatos de ovos. (C) concentrações de guanina 
determinadas por HPLC, como coluna interação hidrofóbica (C-18) (Moraes et al.,2007). 
 
 
 
Logullo e colaboradores (2007) mostraram que a expressão de fosfoenolpiruvato 
carboxicinase (PEPCK) aumenta a partir do 5º dia do desenvolvimento do carrapato R. 
microplus, resultado coerente com os dados de re-síntese de glicogênio e glicose (Figuras 
4 e 5a), como também atividade da PEPCK (Figura 5b) (Moraes et al., 2007). A PEPCK é 
uma enzima chave da gliconeogênese e que em mamíferos sua expressão é regulada pela 
 
 
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via da insulina (Liao et al., 1998). A via da insulina desencadeia uma cascata que fosforila 
e inativa a Glicogênio Sintase Quinase (GSK-3) via fosforilação por proteína cinase B 
(Galetic et al., 1999, Hanada et al., 2003). Já foi descrito que a atividade da GSK-3 estaria 
regulando a ativação de alguns fatores de transcrição envolvidos na expressão da PEPCK 
(Finlay et al., 2004; Lochhead et al., 2001). 
Foi sugerido de acordo com estes dados, que a via gliconeogênica seria ativada 
durante o desenvolvimento do carrapato a partir do estágio de blastoderma celular, 
aumentando a concentração de glicose nos ovos, onde parte deste seria utilizada no 
metabolismo do embrião e o restante seria estocado como glicogênio (Moraes et al., 
2007). 
 
1.4- Glicogênio Sintase Quinase (GSK-3) e sua participação durante a diferenciação 
celular 
 
A enzima Glicogênio Sintase Quinase-3 (Glycogen Synthase Kinase-3, GSK-3) foi 
descrita originalmente como reguladora do metabolismo de glicogênio, uma proteína 
quinase que fosforila e inativa a Glicogênio Sintase (GS) (Embi et al., 1980), enzima final 
da biossíntese do glicogênio (Figura 6). Porém, atualmente já são descritas mais de 40 
enzimas fosforiladas pela GSK-3, incluindo 12 fatores de transcrição. O mau 
funcionamento da GSK-3 está ligada a um número surpreendente de doenças emhumanos (Jope e Johnson, 2004). 
A GSK-3 é uma serino/tirosina quinase que possui duas isoformas: GSK-3α e GSK-
3β (Mukai et al., 2002). Suas atividades são reguladas por fosforilação nos resíduos serina 
e tirosina (Grimes & Jopes, 2001). A atividade da GSK-3 é reduzida por fosforilação de um 
resíduo N- terminal de serina (Ser9 em GSK-3β e Ser21 em GSK-3α). Várias quinases 
podem fosforilar estes resíduos de serina, incluindo a PKB (Akt), PKA, p90Rsk, entre 
outras (Jope & Johnson, 2004). Em oposição à regulação inibitória pela fosforilação dos 
resíduos de serina, atividade da GSK-3 é facilitada por fosforilação da tirosina 216 em 
GSK-3β e da tirosina 279 em GSK-3α, que pode ocorrer por autofosforilação ou por outras 
quinases, em um processo pouco entendido (Frame & Cohen, 2001; Grimes & Jope, 
2001). As isoformas, GSK-3α e GSK-3β, possuem alta homologia dentro dos seus 
 
 
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domínios quinases e propriedades bioquímicas (Hoeflich et al., 2000). Porém, existem 
algumas diferenças entre as regiões N- e C- terminais em que sugerem que a regulação e 
função de ambas isoformas de GSK-3 não são sempre idênticas. Por exemplo, a 
interrupção da isoforma GSK-3β em camundongos resulta em uma letalidade embrionária, 
onde a isoforma GSK-3α não é capaz de compensar a perda da isoforma GSK-3β 
(Hoeflich et al., 2000). 
 
 
Figura 6: Insulina estimula síntese de glicogênio e síntese protéica via inibição de 
GSK-3. A ligação da insulina ao seu receptor dispara uma cascata de sinalização mediada 
por substratos receptores de insulina (IRS), PI-3quinase e PKB (Akt) que inibe GSK-3 por 
fosforilação. Como resultado, resíduos da glicogênio sintase e do fator de iniciação 
eucariótico(eIF2B) sofrem desfosforilação aumentando suas atividades e assim estimulam 
respectivamente a síntese de glicogênio e proteínas (Frame & Cohen, 2001). 
 
A GSK-3 também é descrita como uma quinase essencial na especificação do 
destino de células em embriões, através da via Wnt, em estudos conduzidos em 
 
 
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Drosophila, Xenopus e mamíferos. Um sinal extracelular libera β-catenina pela dissociação 
de um complexo GSK-3, APC (adenomatous poliposis coli) e AXN (Axin) (Wang & 
Wynshaw-Boris, 2004). A β-catenina liberada se dirige para o núcleo onde ativa fatores de 
transcrição, ativando os genes de padronização de segmentos (Frame & Cohen, 2001). A 
via Wnt é altamente conservada entre Drosophila, Xenopus e vertebrados (Wang & 
Wynshaw-Boris, 2004) (Figura 7). 
 
 
 
Figura 7: Componentes da via de sinalização Wnt altamente conservados entre 
diversos organismos. O esquema acima representa componentes desta via em 
diferentes organismos, mostrando seus componentes e efeitos específicos sobre a 
expressão gênica (Frame & Cohen, 2001). 
 
A regulação via GSK-3 está envolvida em outros papéis como a regulação da 
proliferação celular, diferenciação celular, dinâmicas de microtúbulos e motilidade celular, 
componentes do ciclo celular, fatores de transcrição de proteínas envolvidas na formação 
 
 
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de microtúbulos e adesão celular (Frame & Cohen, 2001). Vários trabalhos associam a 
GSK-3 com a hipertrofia muscular (Hardt & Sadoshima, 2002; Haq et al., 2003), câncer 
(Manoukian & Woodgett, 2002 ; Hill & Hemming, 2002), distúrbio bipolar (Klein & 
Melton,1996; Jope, 1999), esquizofrenia (Kozlovsky et al.,2002), doença de Alzheimer 
(Grimes & Jope ,2001) e diabetes (Eldar-Finkelman, 2002; Nikoulina et al., 2000). Devido a 
isto, drogas que inibem a GSK-3 têm emergido potencial alvo tratamentos de doenças. 
 Lítio é um inibidor da GSK-3, por isso, sua propriedade farmacológica tem sido 
usada em terapia para distrofia bipolar. A inibição de GSK-3 por Li+ é do tipo competitiva 
com Mg++ e não competitiva pelo substrato (Ryves & Horwood, 2001). Contudo, o Li não é 
um inibidor específico de GSK-3, inibindo também outras enzimas, incluindo polifosfato-1 
fosfatase, caseina kinase II, proteína kinase -2 ativada por MAP (MAPKAP-K2) e quinase 
ativada e fosforilada por p38 (Berrigde et al., 1989; Davies et al., 2000). Por isso moléculas 
que inibem especificamente GSK-3 têm sido desenvolvidas. 
 As moléculas SB-216763 e SB-415286 são pequenas moléculas do tipo maleimidas 
desenvolvidas para funcionarem como potentes e seletivos inibidores de GSK-3 que 
competem com o ATP (Coghlan et al., 2000). As alsterpaullones fazem parte de outro 
grupo de inibidores de GSK-3. A inibição da GSK-3 por esta molécula também é por 
competição ao sítio de ligação de ATP. Alsterpaulone inibe a fosforilação de tau in vivo, na 
região que é tipicamente fosforilado por GSK-3 na doença de Alzheimer. Assim esta 
especificidade da alsterpaulone pode ser uma poderosa ferramenta para os estudos e 
possibilidades de tratamento de doenças neurodegenerativas (Leost et al., 2000). 
 
1.5- GSK-3 e a sua função em mitocôndria e núcleo 
 
 A GSK-3 é tradicionalmente considerada uma proteína citosólica, mas também 
foram descritas isoformas presentes em núcleos e mitocôndrias, as quais exibem 
atividades mais elevadas que a observada na GSK-3 citosólica (Bijur & Jope, 2001). 
 Em relação à regulação dos níveis de glicogênio em núcleos, Caracciolo e 
colaboradores (1998) demonstraram atividade de GSK-3 em núcleos de células 
embrionárias de Xenopus laevis. Nesta mesma espécie, núcleos funcionais podem ser 
reconstituídos a partir de DNA purificado na presença de frações citosólicas, membranares 
 
 
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e uma terceira fração rica em glicogênio (Hartl et al., 1994). Junto a esta fração rica em 
glicogênio foi identificada a presença de GSK-3, que estaria ativando PP- 1 (Proteína 
Fosfatase -1), enzima que degrada glicogênio (Caracciolo et al., 1998). Além desta função 
na formação de núcleos, a GSK-3 estaria presente neste compartimento atuando na 
fosforilação, ativando ou inativando vários fatores de transcrição (Frame e Cohen, 2001). 
 Em mitocôndrias, a GSK-3 tem papel na regulação de vias apoptóticas relacionada 
à liberação de citocromo c. A apoptose neuronal frequentemente ocorre por translocação 
de Bax, uma proteína membro pró apoptótico da família Bcl-2, para a mitocôndria, que 
sinaliza a formação de poros na membrana externa, liberando citocromo c (Zong et al., 
2001). Em cultura de células neuronais foi demonstrado que Bax é um substrato de GSK-
3β que regula a sua localização subcelular (Linsemam et al., 2004). A inibição da GSK-3β 
reduz os efeitos do infarto e melhora as funções pos-isquémias. Entre todos os fatores que 
causam morte celular, períodos prolongados de hipóxia seguido de reoxigenação causam 
as mais perigosas e irreversíveis conseqüências (Tong et al., 2002). Juhaszova e 
colaboradores (2004) demonstraram que a inativação de alguns tipos de canais 
mitocondriais é um possível mecanismo que conduz a proteção de tecidos cardíacos e 
concluiu que o mecanismo geral de proteção converge para a via de inibição de GSK-3, 
limitando a permeabilidade da mitocôndria. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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2- OBJETIVOS 
 
 Neste trabalho tivemos como objetivo principal a caracterização de uma GSK-3β na 
embriogênese do carrapato bovino Rhipicephalus (Boophilus) microplus. Para isso 
definimos os seguintes objetivos específicos: 
 
1) Detectar a atividade enzimática de GSK-3β em homogenatos de ovos e em frações de 
núcleo e mitocôndria durante o desenvolvimento; 
 
 
2) Determinar a distribuição de glicogênio em frações de núcleo e mitocôndrias; 
 
 
3) Estudar o efeito de inibidores de GSK-3β em fêmeas ingurgitadas, na distribuição de 
glicogênio nos ovos postos; 
 
 
4)Clonagem da GSK-3β de ovos do carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
 
 
 
 
 
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3- MATERIAIS E MÉTODOS 
 
3.1- Ovos de carrapatos 
 
Os carrapatos da espécieRhipicephalus (Boophilus) microplus foram criados em 
bovinos na Faculdade de Veterinária da Universidade Federal do Rio Grande do Sul. Os 
carrapatos se desenvolveram em bovinos isolados em estábulos, livres de qualquer 
contato com o campo. As larvas foram colocadas no dorso dos bovinos e após 21 dias, no 
período modal de queda das teleóginas, o estábulo foi lavado e as fêmeas adultas 
coletadas com auxílio de peneiras. As fêmeas de carrapato foram utilizadas para postura 
de ovos usados nos experimentos. Para isso, foram mantidas à temperatura de 28ºC e 
umidade de 80%. 
 
3.2- Manutenção dos ovos 
 
Durante o período de ovoposição, os ovos postos são separados das fêmeas 
diariamente. Os ovos foram mantidos à temperatura de 28ºC e umidade de 80%. Nestas 
condições, a eclosão é próxima de 100%, em aproximadamente 20 dias. A idade dos ovos, 
ao longo da embriogênese é contada a partir do dia em que estes são coletados e o 
desenvolvimento dos ovos interrompido por congelamento à -20°C. 
 
3.3- Obtenção de homogenatos de ovos 
 
 Os homogenatos de ovos foram obtidos por maceração com pestilo de plástico em 
microtubos, na presença de inibidores de proteases (PMSF 2mM, Pepstanina 1µM, 
Leupeptina 50 µM, EDTA 5mM) e inibidores de fostase (Molibdato de Amônio 1µM e 
Vanadato de Sódio 20µM). O material obtido foi centrifugado a 200 x g por 5 min e o 
sobrenadante foi utilizado. 
 
 
 
 
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3.4- Isolamento de frações de núcleo e mitocôndria 
 
1g de ovos de carrapato foi homogeneizado em 5 mL de tampão de lise (sacarose 
12,5%, MOPs-KOH 20 mM, pH 7,2) contendo inibidores de proteases (PMSF 2mM, 
Pepstanina 1µM, Leupeptina 50 µM, EDTA 5mM) e inibidores de fostase (Molibdato de 
Amônio 1µM e Vanadato de Sódio 20µM). O homogenato foi centrifugado a 200 x g por 5 
min a 4ºC. O sobrenadante foi coletado e novamente centrifugado a 2000 x g por 10 min a 
4ºC. O precipitado foi coletado como fração nuclear e o sobrenadante foi novamente 
centrifugado a 8000 x g por 15 min a 4ºC. O sobrenadante foi descartado e o precipitado 
(fração mitocondrial) ressuspenso em 50µL de tampão de lise. 
 
3.5- Dosagem de proteínas 
 
As proteínas foram quantificadas pelo método de Bradford (1976), utilizando 
albumina bovina (Sigma) como padrão. 
 
3.6- Western blot 
 
 As amostras das frações de núcleo e mitocôndria (100 µg de proteína) foram 
submetidas à eletroforese em gel de poliacrilamida 10%, com SDS. A transferência das 
proteínas para membrana de PVDF (Towbin et al., 1979) foi feita em tampão Tris-glicina 
25mM, pH 8,3 contendo metanol 20% por 1 hora a 0,8mA por cm2. A membrana foi corada 
com uma solução 0,5% de vermelho de Ponceau, para verificar a eficiência da 
transferência. A membrana foi incubada por 4 horas com uma solução de Tris-HCl 10mM, 
pH 7,2 contendo 5% de leite em pó desnatado e 0,01% de Tween 20, para bloqueio e 
depois novamente incubada com o mesmo tampão contendo o anticorpo primário anti-
GSK-3β monoclonal (Sigma), numa diluição de 1:2000 por 2 horas. A membrana foi então 
lavada 5 vezes no mesmo tampão de incubação e novamente incubada com o anticorpo 
secundário (anti-IgG de coelho) conjugado com peroxidase (Sigma) em uma diluição de 
1:5.000 por 1 hora. A membrana foi lavada por 5 vezes com tampão de incubação. A 
 
 
- 18 - 
membrana foi revelada por reação de peroxidade em Tris-HCl 40mM pH 7,2, Imidazol 
10mM, DAB 0,1% e H2O2 0,1%. 
 
 
3.7- Quantificação de glicogênio 
 
 Alíquotas (90 µg de proteínas) das amostras foram incubadas com α-
amiloglicosidase (0,336 U/tubo) (Sigma), em tampão acetato de sódio 0,2 M, pH 4,8 
(volume final 200 µL), por 4 horas a 40°C. Foi feito um controle sem a enzima 
amiloglicosidase e submetidos às mesmas condições acima. A reação foi interrompida 
pela adição de 300 µL de PBS pH 7,4 e a glicose livre formada foi determinada com um kit 
enzimático para o diagnóstico de glicose (Glucox® 500, Doles). Após 10 minutos de 
incubação a 37°C, as amostras foram lidas em espectofotômetro a 510 nm. Foi feito uma 
curva padrão de glicogênio, a qual foi submetida às mesmas condições das amostras. As 
D.O. dos controles foram subtraídos às dos ensaios. 
 
3.8- Injeção de inibidores de GSK-3 em teleógenas 
 
 Teleógenas foram separadas em 4 grupos de 20 indivíduos por grupo. As injeções 
foram realizadas na região dorsal com uma microsseringa (Hamilton) de 25 microlitros de 
capacidade. 
No grupo controle foi injetado 1µL de DMSO. O segundo, o terceiro e quarto grupos 
foram injetados com o mesmo volume de soluções de SB 415286 10mM (inibidor 
específico de GSK-3), LiCl 10M e insulina 1,6mM, respectivamente. As soluções de SB 
415286 e insulina foram preparadas em DMSO. Os grupos foram mantidos a 28°C com 
80% de umidade em estufa. Os ovos de cada grupo foram coletados somente 3 dias após 
as injeções e mantidos nas mesmas condições. Alíquotas foram separadas no primeiro, 
quinto e décimo primeiro dias de desenvolvimento para a dosagem de glicogênio. Os 
dados de concentração de cada inibidor foram feitos considerando o volume de cada 
teleógena de 200 µL. Assim a concentração final de inibidor por indivíduo foi 50µM de 
SB415286, 8µM de insulina e 50mM de LiCl. 
 
 
- 19 - 
3.9- Imunoprecipitação de GSK-3ββββ em homogenato de ovos 
 
Alíquotas dos homogenatos (100 µg de proteína) foram incubadas com 2 µL de 
anticorpo comercial anti-GSK-3β (Sigma) por 30min em banho-de-gelo, sendo agitadas a 
cada 10 min. Após esta incubação, foram adicionados 5 µL de proteína A-Agarose e 
incubada novamente por 10 min em gelo. O precipitado foi lavado e centrifugado á 200 x g 
por 5 min por 3 vezes com 20 µL de TBS pH 7,0. O precipitado final foi ressuspenso em 50 
µL de TBS pH 7,0 e separado em duas alíquotas. 
 
3.10- Atividade da GSK-3β 
 
Atividade da GSK-3β foi determinada em imunoprecipitados de homogenatos totais 
e em frações de núcleo e mitocôndria (50µg de proteína) de ovos de carrapato em 
diferentes dias do desenvolvimento. 
As frações foram incubadas em tampão Tris-HCl 20 mM, MgCl2 10 mM e DTT 5 mM, 
pH 7.5, mais o substrato específico, CREBtide® (Calbiochem) 50 µM, ATP 100 µM e [γ-32P] 
ATP (Amersham Biosciences) 500-3000 CPM/pmol em um volume final de 100 µL. Foram 
feitos frações controles para cada amostra sem o substrato da reação. As reações foram 
mantida à 370C por 30 minutos. Logo após, alíquotas de 20µL em quadriplicatas foram 
aplicadas em papel fosfocelulose Whatman P81, lavados com 50mL de ácido fosfórico 75 
mM por filtração à vácuo. Depois de secos, os papéis foram colocados em “vials” de 
poliuretano, com 500µL de líquido de cintilação (POPOP 55µM e PPO 27mM) e analisados 
no cintilador (1600 TR Tricarb- Packard). 
 
3.11- Extração de RNA total de ovos de carrapato 
 
1g de ovo de 6º dia de desenvolvimeto foi macerado em 10mL de reagente Trizol® 
(Invitrogen) em N2 líquido. O homogenato foi aliquotado em microtubos (1 mL), e 
centrifugado a 12000 g por 10 min a 4ºC. Os sobrenadantes foram separados, e 
adicionou-se 500 µL de clorofórmio, com agitação por inversão 3 vezes e centrifugado a 
12000 g por 15 min a 4ºC. Após a centrifugação, a fase aquosa dos sobrenadantes foi 
 
 
- 20 - 
coletada separadamente e adicionou-se 1mL de isopropanol. A mistura foi incubada a -
20ºC por 2 horas. Após a incubação foram centrifugados a 12000rpm por 10 min a 4º C. 
Os sobrenadantes foram removidos e os precipitados lavados com 500 µL de etanol 70%. 
Os precipitados foram secos a temperatura ambiente e posteriormente ressuspensos em 
20 µL de água estéril e utilizados imediatamente. 
 
3.12- Amplificação do gene da GSK-3β por RT-PCR 
 
Foram utilizados 5 µL do RNA total extraído, para a síntese do cDNA. O cDNA 
correspondente foi sintetizado com “kit SUPERSCRIPT® II (GibcoBRL), de acordo com as 
especificações do fabricante..Para a amplificação dos cDNAs por PCR utilizou-se o primers específicos, sendo o 
primer “forward” 5’-ATG AGT GGA CGG CCG AGG AC- 3’ e o primer “reverse” 5’-TTA 
CAC GGG CCC GCT GTT TG -3’ para a seqüência completa do gene em R. microplus. As 
condições para amplificação foram: 94 ºC por 5 min; 35 ciclos de 94 ºC por 30s, 63 ºC por 
30 s, 72 ºC por 30s; 72 ºC por 7min. 
 O produto do PCR foi observado por eletroforese de DNA em gel de agarose 0,8% e 
um fragmento com aproximadamente 1200 pb correspondente ao cDNA de GSK-3β. 
 
3.13- Clonagem e sequenciamento do gene da GSK-3β 
 
 Para a clonagem utilizou-se o fragmento de DNA de 1200 pb, amplificado por RT-
PCR. O produto do RT-PCR foi precipitado com a adição de 1mL de etanol absoluto 
gelado, mais 40µL de acetato de sódio 3M e incubado à -20 ºC por 2 horas. Após a 
incubação o meio foi centrifugado à 12.000 rpm por 20 min à 4ºC. O sobrenadante foi 
descartado, o precipitado foi lavado com 500µL de etanol absoluto gelado e novamente 
centrifugado a 12.000 rpm por 5min à 4ºC. O sobrenadante foi descartado e o precipitado 
secou por uma hora. O precipitado foi ressuspenso em 5µL de água estéril e submetido 
em gel de agarose 0,8%. O fragmento foi purificado do gel de agarose, utilizando-se o “kit 
GLASSMILK®” (Sigma) de acordo com as normas do fabricante. Após a purificação, o 
fragmento foi inserido no vetor plasmidial pGEM®-T Easy (Promega) com T4 DNA ligase. 
 
 
- 21 - 
 A transformação bacteriana de E. coli foi promovida por eletroporação. As células 
eletrocompetentes foram retiradas do freezer -70ºC, colocadas no gelo e juntamente com 
as cubetas de eletroporação. Aproximadamente 25ng do vetor com o inserto foi adicionado 
às células eletrocompetentes em microtubos e imediatamente transferidos para a cubetas, 
evitando a formação de bolhas. Em seguida, as cubetas foram submetidas à 
eletroporação, com um pulso elétrico de 25µF de capacidade (2500V) e 200 ohm de 
resistência. Após a remoção da cubeta da câmara adicionou-se 1ml de meio SOC e as 
células foram suspensas cuidadosamente. Transferiu-se a suspensão celular para um 
microtubo e incubou-se a 37ºC por 1h. O meio foi centrifugado a 12.000 rpm por 5 min. 
800µL do meio foi descartado e volume restante foi usado para plaquear placas contendo 
meio LB mais ampicilina e incubadas overnight a 37ºC. Após o crescimento, os clones 
positivos foram selecionados e incubados novamente em meio LB e ampicilina a 37ºC, 
overnight. 
 Para a purificação do DNA plasmidial, foi utilizado o Plasmid Midi Kit (QIAGEN) e o 
sequenciamento foi realizado em um seqüenciador de nucleotídeos BigDye Terminator 
v3.0, modelo ABI 377XL (AppliedBiosystems). 
 
 
 
- 22 - 
4- RESULTADOS 
 
4.1- Estudo cinético da GSK-3β na embriogênese de R. microplus 
 
Sendo a GSK-3 uma enzima envolvida na regulação da expressão de PEPCK 
(Lochhead et al., 2001) e na regulação da síntese de glicogênio (MacAulay et al., 2005), 
resolvemos estudar o seu papel no metabolismo de glicogênio durante o desenvolvimento 
do nosso modelo de estudo, o Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
A caracterização da atividade de GSK-3β em ovos de R. microplus foi realizada em 
imunoprecipitados obtidos de homogenatos de ovos de diferentes estágios, ao longo da 
embrigênese (Figura 8). Foi observado que a atividade de GSK-3β, ensaiada a partir da 
hidrólise de [γ-32P] ATP, e incorporação do isótopo radioativo em um peptídeo comercial 
(CREBtide®, Calbiochem), varia durante a embriogênese. A maior contribuição da 
atividade se apresentou nos dias próximo ao período de transição do blastoderma sincicial 
para o celular. A partir desse momento se observa uma queda nos valores de atividade 
nos estágios finais da embriogênese. (Figura 8). Este resultado demonstra que a atividade 
de GSK-3β, pode estar regulando os níveis de glicogênio em homogenatos de ovos 
durante o desenvolvimento como demonstrado por Moraes e colaboradores (2007) (Figura 
4). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- 23 - 
0 2 4 6 8 10 12 14 16
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Dias após a ovoposição
At
iv
id
ad
e 
G
SK
-
3 ββ ββ
 
 
(%
)
 
Figura 8: Atividade de GSK-3β em homogenatos de ovos durante o desenvolvimento 
do R. microplus. Após a imunoprecipitação usando anticorpo anti GSK-3β, a atividade foi 
medida usando os pontos de maior atividade como percentual máximo de incorporação do 
radioisótopo [P32] no substrato específico (CREB). Os dados são médias de quatro 
experimentos diferentes (Logullo et al., 2007) 
 
4.2- Atividade de GSK-3β em frações subcelular de ovos de R.microplus 
 
Diante das evidências da presença de GSK-3 em compartimentos subcelulares 
(Maurer et al., 2006; Caracciolo et al.,1998) e da sua fundamental participação em núcleos 
para desenvolvimento embrionário de vários modelos, inclusive invertebrados (Frame e 
Cohen, 2001), frações de núcleo e mitocôndria de ovos de Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus foram obtidos para detecção imunológica de GSK-3 e de sua atividade. 
Por ensaio de western blot, foi detectada a presença de GSK-3, em frações de 
núcleos (Figura 9), usando anticorpo anti-GSK-3β (Sigma) que reconhece uma região C- 
 
 
- 24 - 
terminal de um peptídeo de GSK-3β humanos. Logullo e colaboradores (2007) 
demonstraram que a GSK-3β encontra-se constitutivamente expressa durante todos os 
dias do desenvolvimento do carrapato R. microplus. Assim foi utilizado homogenato de 
ovos de 6º dia de desenvolvimento para se obter um perfil de comparação na detecção da 
proteína. 
A distribuição de GSK-3 nas frações nucleares mostrou-se heterogênea ao longo da 
embriogênese. No segundo dia de desenvolvimento foi detectada maior quantidade da 
proteína (Figura 9). A determinação de glicogênio nessas mesmas frações (Figura 10) 
mostrou que há uma queda nos níveis de glicogênio do segundo dia de desenvolvimento 
até o sétimo, com posterior re-síntese de glicogênio, a partir do 7º dia. Também foi 
detectado um forte sinal da presença de GSK-3β nos estágio finais da embriogênese 
(Figura 9). A atividade de GSK-3β nas frações de núcleo (Figura 11) demonstra ser 
coerente com as dosagens de glicogênio nesta fração (Figura 10), havendo uma elevação 
progressiva da atividade enzimática do 1º ao 12º dia do desenvolvimento. Posteriormente, 
no 15º e 19º dias, há uma diminuição da atividade e uma retomada, respectivamente. 
Assim, em momentos iniciais do desenvolvimento (1º e 6º dia) há uma diminuição dos 
níveis de glicogênio concomitante ao aumento da atividade da GSK-3β, que atinge o seu 
máximo por volta do 12º dia de desenvolvimento (Figura11). Após esse momento, a re-
síntese de glicogênio parece ser retomada e a atividade da GSK-3β volta a diminuir. 
 
 
 
 Dias após a ovoposição 
 
 
Figura 9: Detecção de GSK-3ββββ em frações de núcleos durante o desenvolvimento do 
embrião de R. microplus Amostras de fração de núcleo dos dias de desenvolvimento 2, 
9, 12, 15, 21 e homogenato de ovo do dia 6 foram resolvidas em gel 10 % SDS-PAGE e 
transferidas para membrana de PVDF. Foi usado o anticorpo Anti- GSK-3β para análise. 
 2 9 12 15 21 H 
GSK-3ββββ 
 
 
- 25 - 
 
 
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
0.4
0.9
1.4
Dias após a ovoposição
 
n
g 
gl
ic
o
gê
n
io
/ µµ µµ
g 
pt
n
 
Figura 10: Conteúdo de glicogênio em frações de núcleo durante o desenvolvimento 
do embrião de R. microplus A quantidade de glicogênio foi determinada por digestão 
com α-amiloglicosidase e o conteúdo de glicose foi medido utilizando o kit Glucox® 500 
(Doles). Os resultados são representativos de quatro experimentos diferentes. 
 
 
 
 
- 26 - 
1 6 12 15 19
0
10
20
30
40
50
60
7080
90
Dias após a ovoposição
 
A
tiv
id
ad
e 
 
G
SK
-
3 ββ ββ
 
(%
) e
m
fr
aç
õe
s 
de
 
n
úc
le
o
 
 
Figura 11: Atividade de GSK-3β em frações de núcleo durante o desenvolvimento do 
R. microplus. A atividade GSK-3β foi medida por percentual máximo de incorporação do 
radioisótopo [γ-32P] ATP no substrato específico (CREB). Os dados são representativos de 
três experimentos diferentes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- 27 - 
 
A GSK-3β foi identificada nas frações mitocondriais, sendo mais significativa nos 2º 
e 15º dias da embriogênese, ainda que nos dias restantes, o sinal tenha sido positivo, 
porém heterogêneo (Figura 12). Os níveis de glicogênio nas frações foram dosados, 
porém não foi observada a presença deste. Apesar disto, foi detectado atividade de GSK-
3β em alguns dias do desenvolvimento nas frações de mitocôndria (Figura 13). Assim se 
pode observar atividade de GSK-3β no 6º e no 19º dias do desenvolvimento, indicando 
uma possível ativação de fatores apoptóticos envolvidos na diferenciação celular. Nos 
outros dias do desenvolvimento observa-se uma atividade negativa, devido ao fato de os 
controles terem apresentados maior incorporação do radioisótopo γ[P32] do o ensaio. 
 
 
 
 
 
 
 Dias após a ovoposição 
 
 
 
Figura 12: Detecção de GSK-3ββββ em frações de mitocôndria durante o 
desenvolvimento do embrião de R. microplus Amostras de fração de mitocôndria dos 
dias de desenvolvimento 2, 9, 12, 15, 21 e homogenato de ovo do dia 6 foram resolvidas 
em gel 10 % SDS-PAGE e transferidas para membrana de PVDF. Foi usado o anticorpo 
Anti-GSK-3β para análise. 
 
Dias 2 9 12 15 21 H 
GSK-3ββββ 
 
 
- 28 - 
1 6 12 15 19
-40
-20
0
20
40
60
80
A
tiv
id
ad
e 
G
SK
-
3 ββ ββ
 
(%
)
 
 
 
Figura 13: Atividade de GSK-3β em frações de mitocôndria durante o 
desenvolvimento do R. microplus. A atividade GSK-3β foi medida por percentual 
máximo de incorporação do radioisótopo [γ-32P] ATP no substrato específico (CREB). 
 
 
4.3- Efeitos da Injeção de inibidores de GSK-3 em teleógenas de R. microplus 
 
 A injeção em teleógenas de substâncias que interferem no desenvolvimento do 
embrião tem sido uma alternativa para se simular os efeitos destes compostos in vivo. 
Assim a partir dos dados que detectaram a presença e a atividade de GSK-3 em ovos de 
carrapato, foi proposta a administração de inibidores (SB415281, Insulina, LiCl) 
anteriormente descritos. Os efeitos das injeções destes inibidores foram observados na 
mortalidade e na ovoposição das fêmeas injetadas (tabela1). Os grupos em que foram 
injetados 50µM de SB415281 e 8µM Insulina tiveram uma mortalidade de 5% e 10% 
 
 
- 29 - 
respectivamente, sete dias após a injeção. O grupo que foi injetado com a solução 50mM 
de LiCl a mortalidade atingiu 80% no sétimo dia após a injeção e as teleógenas 
sobreviventes não foram capazes de fazer a ovoposição. Nos grupos controle e nos 
injetados com SB415281 e Insulina não foram observado diferenças no efeito da injeção 
em relação a massa de ovos postos. 
 Os ovos foram coletados 3 dias após a injeção e o desenvolvimento foi 
acompanhado nos dias 1, 5, 11 , onde foram tomadas alíquotas para a verificação dos 
efeitos dos inibidores de GSK-3 na distribuição de glicogênio nestes ovos (Figura 14). O 
conteúdo de glicogênio nos ovos de 1º dia nos grupos onde foram injetados inibidores teve 
um aumento quando comparados com o controle, principalmente o grupo em que foi 
injetado insulina, de aproximadamente 26%. Na dosagem de glicogênio nos ovos de 5º de 
desenvolvimento houve um aumento do conteúdo de glicogênio no grupo que foi injetado 
com insulina se comparados com o controle. No 11º dia de desenvolvimento não foi 
detectada diferença no conteúdo de glicogênio. 
 
 
 Teleógenas vivas 
Inibidores 1ºdia após 
injeção 
3ºdia após 
injeção 
7ºdia após 
injeção 
Mortalidade
(%) 
mg ovos/ 
teleógena 
DMSO 20 20 20 0 93,55 
SB415281 20 20 18 10 105,88 
Insulina 20 19 19 5 94,10 
LiCl 18 15 4 80 0 
 
Tabela 1: Efeitos da injeção de inibidores de GSK-3ββββ na mortalidade de teleógenas e 
na ovoposição. 
 
 
 
 
 
- 30 - 
1 5 11
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
50µM SB415281
8µM Insulina
DMSO
Dias após a ovoposição
 
n
g 
gl
ic
o
gê
n
io
 
/ µµ µµ
g 
pt
n
 
 
Figura 14: Dosagem de glicogênio em ovos de teleógenas injetadas com inibidores 
de GSK-3 Os ovos foram coletados 3 dias após a injeção e alíquotas no 1º, 5º, 11º dias do 
desenvolvimentos para a dosagem de glicogênio A quantidade de glicogênio foi 
determinada por digestão com α-amiloglicosidase e o conteúdo de glicose foi medido 
utilizando o kit Glucox® 500 (Doles). 
 
 
4.4- Clonagem de GSK-3β de ovos de R. microplus 
 
 Os primers “forward” e “reverse” específicos para a região ORF do gene de GSK-3β 
foram desenhados a partir da seqüência de um fragmento de 600 pb de GSK-3β de R. 
microplus clonado. O primer “forward” possui um seqüência para o ATG inicial e um sítio 
para a enzima de restrição NdeI. O primer “reverse” possui uma seqüência de stop códon, 
uma cauda de histidina (para futura purificação da proteína recombinante) e um sítio para 
a enzima de restrição EcoRI. Um fragmento de aproximadamente 1200 pb foi amplificado 
(Figura 15). Então, o produto do PCR foi clonado no vetor pGEMT-Easy e as bactérias E. 
coli foram transformadas. Os clones positivos foram selecionados e seqüenciados (Figura 
16). 
 
 
- 31 - 
A seqüência deduzida de aminoácidos mostrou marcada similaridade com GSK-3. A 
seqüência completa do cDNA contem uma região ORF de 1200 bp (número de acesso 
GenBank EF142066). A seqüência foi analisada usando o programa ScanProsite. Dois 
possíveis sítios de fosforilação, serina 9 e tirosina 215 envolvidos na ativação e na 
inativação de GSK-3β estão presentes na seqüência de GSK-3β de R. microplus, indicados 
pelas setas vermelhas. A presença destes sítios de fosforilação podem propor que o 
mecanismo de regulação da GSK-3β de R. microplus seja similar aos já descrito para esta 
enzima em outros modelos, devido da sua alta identidade. A comparação das seqüências 
de aminoácidos GSK-3β de R. microplus mostrou identidade de 76% com a de D. rerio, 
76% com a de A. mellifera, 75% com a de M. musculus, 75% com de B. Taurus, 75% com 
a de X. laevis e 62% com a de D. melanogaster. 
 
Figura 15: Amplificação por RT-PCR do cDNA de GSK-3β. (1, 3) Amplificado de R. 
microplus, (2) controle negativo, PCR sem cDNA. As amostras foram submetidas à 
eletroforese de DNA em gel de agarose 0,8 % com cloreto de etídio. 
 
 
23130 
9416 
6557 
4361 
 
2322 
2027 
 
564 ~1200 pb 
1 2 3 
 
 
- 32 - 
 
 
Firura 16: Alinhamento comparativo da seqüência de aminoácido de GSK-3ββββ de R. 
microplus, D. melanogaster, D. rerio, A. mellifera, B. taurus, X. leavis, M. musculus 
analizado por Blast. Os resíduos comuns entre as todas as sete proteínas são marcados 
em pretos e o restante em gradiente de cinza de acordo com o número de resíduos em 
comum. As setas vermelhas indicam os resíduos de fosforilação que regulam a atividade. 
 
 
 
- 33 - 
5- DISCUSSÃO 
 
O carrapato bovino Rhipicephalus (Boophilus) microplus se alimenta exclusivamente 
de sangue bovino, o que suporta a manutenção de suas atividades, incluindo a ovogênese 
e posteriormente o desenvolvimento de seus embriões. Como conseqüência da digestão, 
o alimento processado é utilizado para síntese de vitelina (VT), proteína responsável pelo 
suporte energético do ovo paraformação do embrião (Sonenshine, 1991). Estudos sobre o 
metabolismo do desenvolvimento deste carrapato demonstraram que os níveis de proteína 
se matêm constantes, desde os estágios iniciais até a formação do embrião (Campos et 
al., 2006). Por outro lado, conteúdo de glicogênio é consumido até o sexto dia para dar 
suporte à intensa celularização do sincício. A partir deste momento, há uma re-síntese do 
conteúdo de glicogênio, com formação de guanina e ativação de PEPCK (Moraes et al., 
2007). 
 A GSK-3β é descrita como uma das enzimas envolvidas na regulação da expressão 
de PEPCK, por ativar alguns fatores de transcrição, sendo o CREB um deles (Finlay et al., 
2004; Lochhead et al., 2001). Esta enzima já foi descrita em mais de uma centena de 
modelos experimentais, sendo bastante conservada em todos (Frame & Cohen, 2001). 
Possui um sítio quinase que representa mais de 30% de sua seqüência, onde se 
encontram os principais sítios de regulação (Dajani et al., 2001). A clonagem desta enzima 
em R. microplus revelou que sua seqüência de aminoácidos traduzida obedece aos 
parâmetros de similaridades com as GSK-3β de outros modelos (Figura 16). 
 No R. microplus, Logullo e colaboradores (2007) identificaram a isoforma GSK-3β e 
demonstraram que esta é constantemente expressa durante o desenvolvimento dos 
embriões. Ainda neste trabalho sugere-se um envolvimento da GSK-3β na regulação de 
expressão de PEPCK. A partir daí surgiu o interesse em estudar o envolvimento da enzima 
GSK-3β no controle da gliconeogênese e principalmente com o fenômeno de 
reabastecimento de glicose que culmina no acúmulo de glicogênio nestes ovos (Moraes et 
al., 2007). 
A GSK-3β é uma quinase que é inibida por fosforilação por PKB (ou Akt) quando a 
via de sinalização por insulina é ativada (Frame & Cohen, 2001). Outros inibidores que 
mimetizam o efeito da insulina são capazes de inibirem a GSK-3β (Coghlan et al., 2000; 
Leost et al., 2000). A inibição da GSK-3β está diretamente envolvida com a regulação da 
 
 
- 34 - 
síntese de glicogênio, permitindo que a GS se torne ativa (MacAulay et al., 2005). Assim 
em momentos em que a GSK-3β está inibida, a GS não é mais fosforilada por esta 
quinase, se tornando ativa. Coerentemente com este fenômeno, observamos que o perfil 
de atividade da GSK-3β (Figura 8) em homogenatos de ovos R. microplus é inversamente 
proporcional ao conteúdo glicogênio ao longo do desenvolvimento (Figura 4) (Moraes et 
al., 2007). Ainda nesse trabalho, há a sugestão de uma correlação entre re-síntese de 
glicogênio com a ativação da via de gliconeogênese, por aumento da atividade da PEPCK, 
principal enzima desta via. Esta hipótese foi corroborada quando se demonstrou o 
envolvimento da atividade de GSK-3β com a expressão de PEPCK (Logullo et al., 2007). 
Sendo assim, há correlações entre atividades da GSK-3β e síntese de glicogênio em 
homogenatos totais e em frações de núcleos de ovos durante o desenvolvimento do 
carrapato R. microplus (Figuras 4, 8, 10 e 11) que corroboram com as hipóteses propostas 
por Moraes e colaboradores (2007) e Logullo e colaboradores (2007). 
 Caracciolo e colaboradores (1998) demonstraram que o glicogênio é um elemento 
fundamental na formação de núcleo e que existe o envolvimento de GSK-3β neste 
processo. Dessa forma a GSK-3β poderia estar regulando a síntese de glicogênio por 
inibição da GS ou a degradação de glicogênio por ativação da PP-1 (Caracciolo et al., 
1998). Outros autores também demonstraram a presença e envolvimento de GSK-3β no 
controle de expressão gênica (Wang e Wynshaw, 2004; Frame & Cohen, 2001). Uma outra 
abordagem em relação a GSK-3, é o seu envolvimento com a ativação de fatores 
apoptóticos em mitocôndrias (Maurer et al., 2006), fenômeno importante na diferenciação 
celular durante a embriogênese (Freitas et al.,2007). A partir daí iniciou-se estudos sobre a 
presença e a atividade de GSK-3β em frações de núcleo e mitocôndria no modelo 
experimental o carrapato R. microplus. Observa-se a presença desta enzima apenas em 
alguns estágios embrionários tanto em núcleo quanto em mitocôndrias (Figuras 9, 12). 
Diferentemente, Logullo e colaboradores (2007) observaram que em homogenatos totais 
há uma distribuição constante da expressão de GSK-3, tanto por western-blot quanto por 
RT-PCR, neste mesmo modelo. Também foi descrito que em P. falciparum a expressão de 
GSK-3β é constante em vários estágios de (Droucheaua et al., 2004), mas para Xenopus a 
expressão deste gene não é constante durante a embriogênese (He et al., 1995). 
 
 
- 35 - 
 A dosagem do perfil de glicogênio em frações de núcleo (Figura 10) demonstrou 
que há uma diminuição dos níveis desse composto até o sétimo dia do desenvolvimento 
do embrião. Provavelmente esta reserva pode estar abastecendo energeticamente a 
intensa divisão mitótica que marca a fase de formação do sincício (Campos et al., 2006). 
Sugere-se então que o glicogênio nuclear poderia estar envolvido tanto na formação de 
núcleos como no controle das reservas energéticas durante a formação destes embriões. 
Já nas frações de mitocondriais não foi possível detectar o glicogênio. Por outro lado, foi 
detectada a presença de GSK-3β (Figura 12). Porém, as frações de 2º e 21º dias 
apresentaram maior quantidade da proteína, o que não condiz com o ensaio de atividade 
GSK-3β nesse compartimento (Figura13). A GSK-3β demonstrou ser mais ativa no 6º dia e 
posteriormente no final do desenvolvimento, no 19º dia. Não se sabe ainda qual seria a 
função da GSK-3β nas frações mitocondriais do modelo R. microplus, mas também 
poderia estar regulando a apoptose de acordo com alguns autores (Juhaszova et al., 2004; 
Maurer et al., 2006). 
Estudo de injeção em hemocele de R. microplus de anticorpos ou por RNAi para 
verificar o efeito na embriogênese, representa uma alternativa que permite os estudos in 
vivo, mas é altamente dificultado devido a impermeabilidade dos ovos. Por outro lado a 
injeção afeta a sobrevivência, o peso e a ovoposição desses carrapatos (de la Fuente e 
Kocan, 2006). A injeção de inibidores de GSK-3β para ensaiar os seus efeitos durante a 
embriogênese, permite que estes inibidores sejam absorvidos pelos tecidos ovarianos do 
carrapato e transportados para os ovócitos, precursores dos ovos ainda permeáveis. No 
grupo de teleógena em que foi injetado uma solução de 50mM LiCl, os carrapatos fêmeas 
não foram capaz de fazer a ovoposição. Em recombinantes de GSK-3β de Dictyostelium 
(ameba) que possuem 71% de identidade em seus sítios catalícos com GSK-3β de 
humanos, a atividade é totalmente inibida com 100mM de LiCl (Ryves & Harwood, 2001). 
Por isso, é possível que a concentração de LiCl tenha sido alta suficientes para interferir 
no mecanismo de ovoposição, não permitindo que pudesse ser analisado os seus efeitos 
no metabolismo do glicogênio no carrapato, além de inibir outras enzimas kinases 
(Berrigde et al., 1989; Davies et al., 2000). Por outro lado, em experimento anterior de 
injeção de inibidores, 50µM de LiCl não apresentou diferença significativa nos níveis de 
glicogênio durante o desenvolvimento (dados não mostrados). Quanto ao efeito dos outros 
 
 
- 36 - 
inibidores (Figura 14), SB415281 e insulina, os níveis de glicogênio aumentaram no 1º dia 
do desenvolvimento para ambos. Assim, esses inibidores demonstram estar afetando de 
alguma forma a síntese de glicogênio neste compartimento. Já no 5º dia do 
desenvolvimento, foi visto aumento dos níveis de glicogênio somente no grupo em que foi 
injetada insulina o que indica que o efeito do SB415281 esteja sendo de alguma forma 
inibido no que diz respeito ao metabolismo de glicogênio no ovo desse carrapato. Pelo 
mesmo motivo não foi detectado diferença nos ovos 11º dia do desenvolvimento em 
nenhum dos grupos. Quanto a eclosão dos ovos em que foi injetado os inibidores, 
percebeu-se uma diminuição naeficiência de eclosão, porém esse dado não foi avaliado 
estatisticamente. 
Em perspectivas futuras, pretende-se estudar o efeito da inibição de GSK-3β em 
cultura de células embrionárias no metabolismo de glicogênio, como na ativação da GS e 
das vias gliconeogênicas, incluindo a ativação de fatores de transcrição envolvidos nestes 
mecanismos. Uma alternativa para o estudo da inibição GSK-3β é a alimentação artificial, 
utilizando capilares, em carrapatos fêmeas na fase paternógena de desenvolvimento (de la 
Veja et al., 2000). Esta seria a forma mais próxima da via natural de alimentação, sem 
causar efeitos colaterais como os causados pela injeção, como o extravasamento de 
hemolinfa e corpo gorduro, que por si só refletiriam efeitos na formação e no 
desenvolvimento desses ovos. Outro aspecto importante é a obtenção da GSK-3 
recombinante, que se encontra em estágio avançado. Com isso, poderemos fazer um 
estudo detalhado de fatores regulatórios envolvidos em sua atividade. 
 
 
 
 
- 37 - 
6- CONCLUSÕES 
 
Diante de resultados dos obtidos nesta dissertação, pode- se concluir que: 
 
 
A GSK-3β de R. microplus apresenta alta identidade com os modelos D. menalogaster, D. 
rerio, A. melífera, B. taurus, X. laevis, M. muculus, incluindo os seus sítios de regulação de 
atividade; 
 
Existe uma correlação entre atividade de GSK-3β e o níveis glicogênio durante o 
desenvolvimento do carrapato R. microplus; 
 
A GSK-3β está presente e ativa em frações de núcleo e mitocôndria em homogenatos de 
ovos de R. microplus; 
 
A injeção de inibidores de GSK-3β em teleógenas de R. microplus pode alterar o 
desenvolvimento do embrião. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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7- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
 
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