APOSTILA COM O RENÊ

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ÍNDICE 
 
 Página 
1. INTRODUÇÃO................................................................................................................ 
2. NOÇÕES SOBRE ANATOMIA E FISIOLOGIA DO SISTEMA NERVOSO 
3. NOÇÕES SOBRE ECDISE E METAMORFOSE DOS INSETOS................................. 
4. INSETICIDAS: ESTRUTURA QUÍMICA E MECANISMO DE AÇÃO...................... 
 4.1. Inseticidas neurotóxicos............................................................................................. 
 4.2. Inseticidas reguladores do crescimento de insetos...................................................... 
 4.3. Inseticidas que afetam o metabolismo de energia....................................................... 
 
5. AVALIAÇÃO TOXICOLÓGICA DOS INSETICIDAS................................................. 
 5.1. Toxicidade aguda a mamíferos................................................................................... 
 5.2. Toxicidade crônica a mamíferos................................................................................. 
 5.3. Estudos bioquímicos................................................................................................... 
 5.4. Nível sem efeito toxicológico..................................................................................... 
 5.5. Ingestão diária aceitável para o ser humano............................................................... 
 5.6. Estabelecimento de limites máximos de resíduos (tolerâncias).................................. 
 5.7. Estabelecimento de intervalos de segurança (períodos de carência).......................... 
 
6. SELETIVIDADE DE PRODUTOS FITOSSANITÁRIOS AOS INIMIGOS 
NATURAIS..................................................................................................................... 
 
 6.1. Conceitos e métodos empregados em estudos de seletividade................................... 
 6.2. Seletividade versus manejo integrado de pragas....................................................... 
 6.3. Concepção do grupo de trabalho de “pesticidas e organismos benéficos” da IOBC 
- métodos padronizados para estudos de seletividade................................................... 
 
 6.4. Considerações finais................................................................................................... 
7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA.................................................................................. 
 
 
 3 
1 INTRODUÇÃO 
 
A atividade agrícola favorece as espécies de insetos que se alimentam das plantas 
cultivadas, como resultado da maior disponibilidade de alimento a essas espécies. Em muitos casos, 
os níveis populacionais de insetos de determinada espécie tornam-se tão elevados que eles causam 
prejuízos apreciáveis à produção, sendo a espécie, nesse caso, considerada uma praga da cultura em 
questão. No Brasil, por ser um país de clima tropical e com extensas áreas cultivadas, os danos 
causados pelos insetos às culturas são particularmente expressivos, exigindo na maioria dos casos, 
medidas para o seu controle. 
Embora existam vários métodos ou estratégias para o controle de insetos pragas, a aplicação 
de compostos químicos organo-sintéticos, chamados inseticidas, têm sido o método mais utilizado 
pelos agricultores, seja pelo rápido resultado que eles proporcionam, pela facilidade de aplicação, 
ou mesmo, pela falta de conhecimento, desenvolvimento ou disponibilização de outros métodos. 
Apesar dos benefícios que os inseticidas trazem à produção agrícola, a maioria dos 
compostos afeta não apenas os insetos pragas, mas também, outros insetos úteis (polinizadores e 
inimigos naturais de insetos pragas), aves, peixes e mamíferos, incluindo o ser humano. São 
inúmeros os relatos de desequilíbrios biológicos, danos a espécies silvestres e intoxicações humanas 
causadas pelo uso de inseticidas. 
Em vista disso, desde o aparecimento dos primeiros inseticidas organo-sintéticos, em 
meados do século passado, teve início o desenvolvimento de um novo ramo da ciência, ou seja, a 
toxicologia dos inseticidas. Tal ramo aborda os mais diversos aspectos relacionados aos inseticidas, 
tais como: mecanismo de ação tóxica, toxicidade a mamíferos e outros organismos não-alvo, 
metabolismo em animais e plantas, resíduos em alimentos, transporte e degradação em solos, 
resistência de insetos, seletividade a organismos benéficos, impacto ambiental etc.. 
O conhecimento de todos esses aspectos relacionados aos inseticidas é de fundamental 
importância aos órgãos oficiais que deliberam sobre o seu registro para comercialização. Tal 
conhecimento tem sido também importante na orientação de pesquisadores, de instituições públicas 
ou privadas, em seus esforços no sentido de descobrir ou selecionar compostos eficientes como 
inseticidas, porém, pouco tóxicos ou inócuos a organismos não-alvo. Avanços nesse sentido tem 
sido conseguidos, porém, em função da alta demanda por inseticidas, muitos dos compostos 
atualmente utilizados são tóxicos também a organismos não-alvo. Sendo assim, o conhecimento 
sobre a toxicologia dos inseticidas é importante também aos técnicos que recomendam seu uso e 
aos agricultores usuários dos mesmos, no sentido de se conseguir uma maximização de seus 
benefícios e minimização de seus efeitos adversos. 
 4 
Na presente monografia são abordados vários aspectos relacionados à toxicologia dos 
inseticidas, com ênfase ao mecanismo de ação dos diferentes grupos de compostos, avaliação 
toxicológica dos mesmos e sua seletividade aos inimigos naturais de insetos pragas. 
 
 
2. NOÇÕES SOBRE ANATOMIA E FISIOLOGIA DO SISTEMA NERVOSO 
 
A maioria dos inseticidas atua no sistema nervoso dos insetos, mais precisamente, na 
transmissão de impulsos nervosos. Embora existam diferenças nos sistemas nervosos de insetos e 
mamíferos, os mecanismos envolvidos na transmissão de impulsos nervosos nesses organismos são 
similares e por isso, os compostos neurotóxicos tendem a afetar também os mamíferos, incluindo os 
seres humanos. A maior toxicidade desses compostos a insetos, em relação a mamíferos, é mais 
freqüentemente associada a diferenças nas taxas de degradação, embora em alguns casos a 
toxicidade diferenciada resulte de variações na anatomia ou fisiologia do sistema nervoso de insetos 
e mamíferos. 
O sistema nervoso é aquele que governa todas as atividades corporais e comportamentais, 
tanto nos mamíferos como nos insetos. Os tecidos nervosos são compostos de células especiais 
(neurônios), adaptadas à percepção de estímulos do ambiente ou do próprio organismo, bem como à 
transmissão e coordenação desses estímulos, na forma de impulsos nervosos. 
Nos mamíferos, o sistema nervoso é dividido em sistema nervoso central (SNC) e sistema 
nervoso periférico (SNP). A primeira divisão é formada pelo cérebro, onde são armazenadas as 
memórias, concebidos os pensamentos, gerados as emoções e executadas as funções do complexo 
controle do corpo, e pela medula espinhal, que atua como condutor de estímulos nervosos que saem 
ou se dirigem para o cérebro, bem como local de integração de várias atividades do sistema 
nervoso. O sistema nervoso periférico é composto de nervos (feixes de neurônios), que se originam 
do SNC e se distribuem por todo o corpo, levando informações a músculos e glândulas ou trazendo 
informações dos órgãos sensoriais. 
Nos insetos, o sistema nervoso é dividido em três partes. A primeira delas, o sistema 
nervoso central, corresponde a uma série de gânglios (aglomerados de células nervosas) distribuídos 
pelo corpo. O maior deles é o cérebro, localizado na cabeça e no qual encontram-se os centros de 
coordenação de importantes atividades dos insetos, tais comovisão, olfato etc. Um par de nervos 
liga o cérebro a um gânglio localizado abaixo do esôfago (gânglio sub-esofageano), o qual coordena 
as atividades das peças bucais. A este gânglio liga-se uma série de outros gânglios distribuídos 
ventralmente no tórax e abdome, os quais coordenam as atividades dos segmentos corporais em que 
 5 
estão inseridos. A segunda divisão do sistema nervoso, chamada de sistema nervoso visceral, é 
composta de gânglios e nervos, associados ao funcionamento dos órgãos internos dos insetos. Uma 
terceira divisão, o sistema nervoso periférico, é composta apenas de nervos, que levam informações 
do SNC aos apêndices ou trazem a este os estímulos gerados nos órgãos sensoriais. 
 
Transmissão de impulsos nervosos 
 
Para o desempenho das funções de percepção e condução de estímulos (impulsos) nervosos, 
os neurônios apresentam prolongamentos celulares de dois tipos: os dendritos, que são mais curtos e 
numerosos, associados à recepção de estímulos, e o axônio, bastante longo, cuja função é transmitir 
o estímulo até o neurônio seguinte, ou para músculos e glândulas. Um desenho esquemático de um 
neurônio é mostrado na Figura 1. 
 
 
Figura 1. Desenho esquemático de um neurônio. 
 
Os impulsos nervosos caracterizam-se como uma alteração no potencial elétrico da 
membrana do neurônio, a qual se propaga ao longo do neurônio. Quando o neurônio está em 
repouso, existe uma diferença de potencial elétrico (ddp) entre o interior e o exterior da célula . Um 
micro-eletrodo introduzido no interior de um neurônio registra uma ddp da ordem de - 90mV, 
indicando que o interior é mais eletronegativo. A carga residual negativa no interior é devida em 
parte à presença de proteínas carregadas negativamente, às quais a membrana não é permeável. 
Além disso, ocorrem gradientes nas concentrações de Na
+
 e K
+
 dentro e fora da célula. No 
dendritos dendritos 
pericário 
axônio 
 6 
exterior, a concentração de Na
+
 é muito maior; o inverso ocorre com K
+
. Tais gradientes se devem 
ao transporte ativo desses íons através da membrana ("bombas" de Na
+
 e K
+
). 
Na membrana existem poros por onde os íons Na
+
 e K
+
 podem atravessá-la (canais ou 
“portões” de Na+ e K+). A abertura de tais poros depende da ddp através da membrana. Na 
condição de repouso (- 90mV), os canais encontram-se fechados. 
Por ocasião da formação de um impulso nervoso, ocorre a abertura dos canais de Na
+
 num 
ponto da membrana. A interação de substâncias químicas com a membrana celular pode, por 
exemplo, promover a abertura desses canais. Como o interior é mais eletronegativo, ocorre uma 
súbita entrada de íons Na
+
 nesse ponto da célula. A entrada de Na
+
 altera a ddp previamente 
existente nesse ponto, que passa a + 30 mV. A ddp nos pontos adjacentes, a esquerda e à direita, é 
menos afetada, mas o suficiente para que os canais de Na
+
 se abram nesses pontos, já que esses são 
dependentes da voltagem. Dessa forma, ocorre uma entrada seqüencial de íons Na
+
 ao longo de 
ambos os lados do neurônio. Nessa condição de ddp invertida (+ 30 mV) os canais de Na
+
 se 
fecham e os canais de K
+
, que também são dependentes da voltagem, se abrem. Como o exterior 
encontra-se temporariamente mais negativo, ocorre um rápido efluxo de K
+
, imediatamente (frações 
de milisegundos) após a entrada de Na
+
, restaurando a ddp inicial de - 90mV. Assim, a entrada 
seqüencial de íons Na
+
 ao longo do neurônio é seguida de uma saída seqüencial de íons K
+
. A 
alteração na ddp, que se propaga ao longo do neurônio, caracteriza o impulso nervoso. Tal 
alteração pode ser medida através de um microeletrodo e registrada, na forma de uma espícula, 
conforme mostra a Figura 2. 
 
 7 
 
Figura 2. Representação gráfica de um impulso nervoso (Guyton,1993). 
 
Quando o impulso chega à extremidade do neurônio, ele provoca a liberação de um 
composto químico na sinápse (junção entre neurônios ou entre neurônio e músculo ou glândula). 
Esse composto, conhecido como neurotransmissor, interage com um receptor na membrana de 
célula vizinha. Tal interação promove uma alteração na permeabilidade da membrana a íons. 
Existem vários tipos de neurotransmissores em insetos e mamíferos. Alguns são excitatórios, como 
por exemplo a acetilcolina. Esta promove a abertura dos canais de Na
+
 na membrana pós-sináptica, 
promovendo a passagem do impulso de uma célula a outra (Figura 3). Outros são inibitórios, 
atuando como “calmantes” da atividade nervosa, por exemplo, o ácido gama-aminobutírico 
(GABA). Este promove um influxo de íons Cl
-
, resultando em hiperpolarização do neurônio e 
conseqüente inibição na transmissão de impulsos. 
 8 
 
Figura 3. Desenho esquemático de uma sinápse colinérgica (Wilkinson,1979). 
 
Tão logo tenha cumprido seu papel, o neurotransmissor precisa ser degradado, caso 
contrário a célula pós-sináptica mostrará estímulos repetitivos (hiperexcitação) ou inibição 
prolongada de resposta, dependendo do tipo de neurotransmissor. Para tal, existem nas sinápses 
enzimas que degradam o transmissor. No caso da acetilcolina, uma enzima associada à membrana 
pós-sináptica, chamada acetilcolinesterase, rapidamente a degrada em colina e ácido acético. Estes 
são posteriormente absorvidos pela célula pré-sináptica e reutilizados na síntese de novas moléculas 
de acetilcolina, através da ação de uma outra enzima, a colina acetil-transferase (Figura 4). 
 9 
 
Figura 4. Representação esquemática da ação da acetilcolina nas junções neuro-musculares, sendo 
Ach = acetilcolina, AchE = acetilcolinesterase (Larini,1987). 
 
 
3. NOÇÕES SOBRE ECDISE E METAMORFOSE DOS INSETOS 
 
Alguns inseticidas atuam em processos bioquímicos operantes nos insetos e não operantes 
em mamíferos. Tais inseticidas são conhecidos como reguladores do crescimento de insetos, pois 
atuam nos processos de ecdise e metamorfose, os quais estão relacionados ao crescimento e 
desenvolvimento dos insetos. A toxicidade desses compostos a mamíferos é geralmente muito 
baixa, o que os coloca como vantajosos em relação à maioria dos compostos neurotóxicos. 
Ressalta-se contudo que esses compostos tendem a afetar não apenas os insetos pragas mas também 
aqueles entomófagos, que são importantes no controle biológico de insetos pragas. 
 
3.1 Ecdise 
 
Ecdise é o processo de troca de cutícula, pelo qual passam os insetos durante a sua fase 
jovem (larva ou ninfa). Cutícula refere-se à camada de material não-celular que recobre o corpo dos 
insetos. Trata-se de uma camada semi-rígida que proporciona proteção e sustentação do corpo dos 
insetos, porém, para possibilitar aumento no tamanho corpóreo, as larvas ou ninfas precisam, 
periodicamente, trocar a cutícula velha por uma nova e maior. 
 10 
A cutícula é formada por uma camada mais espessa, a procutícula, composta de quitina e 
proteínas, cuja associação forma o material que proporciona rigidez à cutícula. Quitina é um 
polissacarídeo nitrogenado, cuja estrutura química e rota bio-sintética são apresentadas na Figura 5. 
Na procutícula, a quitina apresenta-se na forma de fibrilas (bastonetes) embebidas num material 
protéico. A rigidez da procutícula está mais associada às proteínas, mas, sem quitina, a procutícula 
fica mal formada e se rompe com facilidade. A camada mais externa da cutícula é a epicutícula, a 
qual é muito fina e formada por material não quitinoso. O material necessário à formação de toda a 
cutícula é produzido pela epiderme, uma camada de células localizada logo abaixo da cutícula. 
 
 
 11 
Figura 5. Rota bio-sintética da quitina (Eto,1990). 
 
O processo deecdise é controlado por hormônios. No cérebro dos insetos jovens existem 
células neuro-secretoras que produzem um hormônio chamado hormônio cerebral. Este hormônio é 
armazenado num par de estruturas associadas ao cérebro, chamadas de corpora cardíaca. Quando 
os órgãos internos encontram-se compactados, estímulos nervosos oriundos do próprio organismo 
estimulam a liberação desse hormônio na hemolinfa (sangue). O hormônio cerebral ativa uma 
glândula localizada no tórax (glândula protorácica) a produzir, e liberar na hemolinfa, um outro 
hormônio, chamado hormônio da ecdise ou ecdisônio. 
O ecdisônio entra em contato com as células epidérmicas, estimulando-as a secretar um 
fluido rico em enzimas digestivas (quitinase, proteases etc.), as quais digerem a cutícula velha. À 
medida que esta é digerida, uma nova cutícula (inicialmente mole e flexível) vai sendo formada 
logo abaixo. A primeira estrutura do novo tegumento a ser formada é uma fina sub-camada da 
epicutícula, composta de uma lipoproteína (cuticulina), que protege a nova cutícula contra a ação do 
fluido da ecdise. O material digerido da procutícula velha é absorvido por prolongamentos 
citoplasmáticos das células epidérmicas e reaproveitado na síntese da nova procutícula. 
Na cutícula já formada, esses prolongamentos apresentam-se na forma de numerosos 
canalículos (canais de poro) que atravessam a procutícula (Figura 6). Após a digestão da cutícula 
velha, o material remanescente, composto de epicutícula e da parte mais externa da procutícula, é 
descartado (exúvia). 
 
 
 
Figura 6. Transformações da cutícula durante a ecdise (Wigglesworth, 1972). 
 12 
Fase inicial (esquerda) e fase final (direita): a - cutícula velha; b - cutícula nova; 
c - espaço de separação e, d - glândula dermal. 
 
A cutícula nova é inicialmente esbranquiçada e mole. Nessa fase o inseto aumenta 
substancialmente o seu tamanho, como resultado da descompactação dos órgãos internos, aspiração 
de ar ou ingestão de água. Dentro de 1 a 2 horas ocorre o endurecimento e escurecimento da 
cutícula nova. 
 
3.2 Metamorfose 
 
Metamorfose é o processo de mudança da forma pelo qual passam os insetos durante o seu 
desenvolvimento. Tal mudança é mais evidente quando os insetos passam para a fase adulta, sendo 
mais característica em insetos como mariposas, moscas, besouros, etc. e menos evidente em 
gafanhotos, percevejos, baratas, etc. Nesses últimos, as mudanças restringem-se ao 
desenvolvimento das asas e órgãos reprodutores. 
O processo de metamorfose também tem controle hormonal. Durante sua fase jovem, um 
par de glândulas associadas ao cérebro do inseto (corpora allata) produz um hormônio, chamado 
hormônio juvenil ou neotenin. Este hormônio é continuamente lançado na hemolinfa, sendo que 
sua produção diminui à medida que o inseto cresce. Quando sua concentração na hemolinfa atinge 
um nível mínimo crítico, inicia-se o processo de metamorfose e a conseqüente passagem para a fase 
adulta. Depreende-se que o neotenin inibe mecanismos bioquímicos associados à metamorfose. 
Tal inibição durante a fase jovem faz-se necessária para que o inseto não sofra uma metamorfose 
precoce e assim possa crescer até os padrões desejados para a espécie. E, no caso de insetos que 
passam pela fase de pupa, acumular reservas que serão utilizadas nessa fase para a formação de 
tecidos típicos da fase adulta. 
 
4. INSETICIDAS: ESTRUTURA QUÍMICA E MECANISMO DE AÇÃO 
 
O uso de inseticidas pelo ser humano, visando o controle de insetos pragas das plantas 
cultivadas, remonta a épocas anteriores à era cristã. No entanto, até a 2
a
 Guerra Mundial, os 
inseticidas eram restritos a compostos naturais extraídos de plantas (nicotina, piretrinas, etc.) e a 
alguns compostos inorgânicos arseniacais, cianetos e sulfuretos. A partir de 1940, com o 
desenvolvimento da química, foram introduzidos os inseticidas organo-sintéticos, que 
estabeleceram uma profunda mudança na exploração agrícola. 
 13 
Neste capítulo serão abordados os principais grupos de inseticidas, enfocando-se algumas 
de suas características, com ênfase à sua estrutura química e mecanismo de ação. São apresentados 
não apenas os inseticidas atualmente mais utilizados, mas também alguns compostos muito 
utilizados no passado e outros que ainda encontram-se em fase de desenvolvimento. Para cada 
grupo de inseticidas são apresentadas estruturas químicas e nomes comerciais de alguns 
representantes do grupo, não implicando no entanto, em endosso ou discriminação de qualquer 
composto, incluído ou omitido. Junto à estrutura química do inseticida é fornecido o seu valor de 
DL50 oral a ratos brancos (dose letal a 50% dos indivíduos tratados com o inseticida via alimento), 
expresso em termos de mg de ingrediente ativo/kg de peso corpóreo. Tal informação é dada para 
efeitos comparativos da toxicidade aguda dos diferentes compostos a mamíferos. 
Por razões didáticas, os inseticidas são agrupados em três classes, ou sejam: inseticidas 
neurotóxicos, inseticidas reguladores do crescimento de insetos e inseticidas que afetam o 
metabolismo de energia. 
 
4.1. Inseticidas neurotóxicos 
 
Os inseticidas neurotóxicos constituem-se na classe mais antiga, mais abundante e mais 
utilizada de inseticidas organo-sintéticos. A seguir são destacados os diferentes grupos pertencentes 
a esta classe. 
 
4.1.1. Organoclorados 
 
Os organoclorados foram os primeiros inseticidas organo-sintéticos a serem utilizados. São 
compostos hidrocarbonetos contendo átomos de cloro substituintes. Três subgrupos de inseticidas 
organoclorados foram desenvolvidos: difenil alifáticos (DDT e análogos), hexacloro ciclohexano 
(HCH) e ciclodienos (aldrin, heptacloro, endossulfan etc.), Figura 7. O interesse atual sobre esses 
compostos é mais acadêmico, pois, com exceção ao endossulfan (Thiodan 
®
), eles não são mais 
utilizados na agricultura. 
O DDT foi o primeiro inseticida organo-sintético usado em larga escala. Suas propriedades 
inseticidas foram descobertas em 1939, pelo entomologista suíço Dr. Paul Muller. Mais de 2 
milhões de toneladas de DDT foram usadas no mundo todo, tanto na agricultura como no controle 
de mosquitos transmissores de doenças, como malária e febre amarela. Em 1948, Paul Muller 
recebeu o Prêmio Nobel de Medicina, pelo salvamento da vida de um número estimado em milhões 
 14 
de pessoas, que teriam sido vitimadas não fosse o uso do DDT para o controle dos insetos vetores 
dessas doenças. 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7. Estruturas químicas de alguns inseticidas organoclorados. 
 
Contudo, o DDT e seus análogos (DDD, dicofol etc.) revelaram-se muito estáveis no 
ambiente e problemas relacionados a resíduos desses compostos em produtos agrícolas, em animais 
domésticos e silvestres, e no próprio ser humano, não tardaram a aparecer. Por isso, a partir de 
meados da década de 70 nos EUA e posteriormente em outros países, o uso desses compostos foi 
proibido. 
O HCH, também conhecido como BHC, foi descoberto em 1940. O composto foi 
comercializado na forma de uma mistura de isômeros (BHC técnico) ou na forma do isômero -
HCH (lindane), que revelou-se aquele com propriedades inseticidas. Ambos foram muito utilizados 
no mundo todo, com destaque para o seu uso em lavouras cafeeiras no Brasil. A exemplo do DDT, 
o HCH revelou-se muito estável no ambiente e por isso o seu uso foi também cancelado na maioria 
dos países, incluindo o Brasil. 
Cl CH Cl
CCl3
DDT
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
gama_BHC
O Cl2
Cl
Cl
Cl
Cl
Dieldrin
Lindane
(125 mg/Kg)
DDT
(87-500 mg/Kg)
Endossulfan
(30-110 mg/Kg)
Dieldrin
(45-50 mg/Kg)
Dieldrin(45-50 mg/kg) 
DDT 
(87-500 mg/kg) 
Lindane 
(125 mg/kg) 
 
Endossulfan 
(30-110 mg/kg) 
 15 
Os ciclodienos apareceram nas décadas de 40 e 50. Nesse grupo encontram-se compostos 
como aldrin, heptacloro, dieldrin, etc., que foram muito utilizados na agricultura, especialmente 
para o controle de insetos de solo. Embora apresentem excelentes propriedades inseticidas, os 
ciclodienos são bastante tóxicos a organismos não alvo, incluindo os seres humanos, e altamente 
persistentes no ambiente. Em vista disso, o seu uso agrícola passou a ser também proibido, ou 
então muito restrito, na maioria dos países. No Brasil, o endossulfan (Thiodan 
®
 ) é ainda registrado 
para uso em cafezais, para o controle da broca-do-café, sob a argumentação que é menos persistente 
que outros ciclodienos, que os resíduos que permanecem nos frutos por ocasião da colheita 
apresentam-se em quantidades toleráveis e que nenhum outro inseticida tem relação custo/benefício 
melhor que aquela do endossulfan, para o controle da referida praga. 
Os inseticidas organoclorados são compostos neurotóxicos, mas o mecanismo de ação do 
DDT é diferente daquele do HCH e ciclodienos. O DDT afeta o balanço de íons Na
+
 e K
+
 no 
interior das células nervosas, impedindo a transmissão normal de impulsos nervosos, tanto em 
insetos como em mamíferos. O DDT interage com os “canais” de Na+ na membrana axônica, de 
forma a retardar o seu fechamento, por ocasião da passagem do impulso nervoso. Como 
conseqüência, a quantidade extra de Na
+ 
que entra na célula é suficiente para desencadear um novo 
impulso e assim, o DDT provoca impulsos espontâneos repetitivos, causando tremores, convulsões 
e, no caso de doses letais, a morte dos indivíduos. Tal mecanismo de ação é semelhante aquele dos 
piretróides tipo I e será melhor abordado no item referente a esses inseticidas. 
Os ciclodienos e o HCH atuam no transporte de íons Cl
-
 através da membrana das células 
nervosas. Nessas, existem “canais” de Cl- mediados pelo ácido -aminobutírico (GABA). Esse 
ácido atua como um calmante natural da atividade nervosa. Uma vez liberado no ambiente 
extracelular, o GABA interage com um receptor associado ao canal de Cl
-
 mediado pelo GABA, de 
forma a abrir o canal. A permeabilidade da membrana a íons Cl
-
 aumenta e, como sua 
concentração no ambiente externo é maior, ocorre um influxo desses íons no neurônio. A diferença 
de potencial de repouso (-90 mV) passa a ser excessivamente negativa e a célula, temporariamente, 
passa a não responder a estímulos nervosos. Os ciclodienos e o HCH se acoplam aos canais de Cl
-
, 
impedindo o fluxo de Cl
-
 e assim, eles impedem o efeito calmante do GABA. Como conseqüência, 
insetos ou mamíferos intoxicados com doses letais apresentam sintomas de hiperexcitação nervosa, 
seguida de tremores, convulsões, prostração e morte. 
 
4.1.2. Organofosforados 
 
 16 
Os inseticidas organofosforados (OPs) são compostos derivados do ácido fosfórico ou de 
seus análogos, como ácido fosfônico, tiofosfórico, ditiofosfórico etc. 
Os primeiros OPs foram sintetizados na década de 40, na Alemanha, a partir da observação 
da atividade inseticida de compostos relacionados, conhecidos como gases de nervo. Nas décadas 
seguintes, um número grande de OPs foi introduzido no mercado, alguns dos quais são até hoje 
muito utilizados no Brasil, como o malation (Malatol 
®
), paration metílico (Folidol 
®
), 
metamidofós (Tamaron 
®
), dissulfoton (Solvirex 
®
), clorpirifós (Lorsban 
®
) etc. As estruturas 
químicas de alguns inseticidas organofosforados são apresentadas na Figura 8. 
 
 
 
 
Figura 8. Estruturas químicas de alguns inseticidas organoforados. 
 
Os inseticidas OPs variam consideravelmente com relação a sua toxicidade aguda a 
mamíferos, sendo encontrados nessa classe compostos extremamente tóxicos. Por outro lado, os 
OPs são mais instáveis que os organoclorados e portanto pouco persistentes no ambiente e no corpo 
animal, razão pela qual eles substituiram esses últimos e ainda são muito utilizados na agricultura. 
Alguns OPs são sistêmicos, ou seja, eles são absorvidos pelas raízes e transportados para as folhas, 
através dos sistemas vasculares das plantas. 
Os inseticidas OPs são potentes inibidores da enzima acetilcolinesterase, que atua 
como mediadora da transmissão intercelular (sináptica) de impulsos nervosos, nas sinápses 
que usam acetilcolina como transmissor químico de impulsos. Os OPs reagem com o grupo 
hidroxila do aminoácido serina, presente no centro ativo da aceticolinesterase. Uma forte 
Paration etílico
(3-30 mg/kg)
Diazinon
(66-600mg/kg)
Malation
(885-2800mg/kg)
 17 
ligação covalente entre o inseticida e a enzima é formada, tornando esta incapacitada de 
exercer o seu papel normal no organismo do inseto ou mamífero, ou seja, degradar a 
acetilcolina após a transmissão do impulso (Figura 9). O acúmulo de acetilcolina na sinápse 
resulta na formação de impulsos repetitivos na célula pós-sináptica, causando 
hiperexcitação nervosa e conseqüente sintomas de intoxicação, como inquietação, tremores, 
convulsões e paralisia. A fosforilação da acetilcolinesterase por um OP é persistente; a 
reativação de 50% da enzima pode levar horas ou mesmo dias. 
 
 
 
Figura 9. Representação esquemática da ação dos organofosforados (Larini,1987). 
 
 18 
Em seres humanos, os primeiros sintomas de intoxicação por OPs correspondem à ação 
desses compostos nas junções nervosas do sistema nervoso periférico autônomo parassimpático. 
Sintomas como salivação excessiva, suor, contração da pupila etc. são observados. Com o decorrer 
do tempo, e dependendo da dose de contaminação, aparecem sintomas correspondentes a 
interferência dos compostos no sistema nervoso periférico somático motor (tremores, contração 
involuntária de músculos voluntários etc.) e no sistema nervoso central (ansiedade, dor de cabeça, 
convulsões, etc.). Em casos letais, frequentemente acidentais, a “causa mortis” esteve associada à 
falta de oxigenação do cérebro, decorrente de bronquioconstrição, excessiva secreção bronquiolar e 
bloqueio de músculos respiratórios. 
 
 
4.1.3. Carbamatos 
 
Os inseticidas carbamatos são compostos derivados do ácido carbâmico. Os primeiros 
carbamatos foram sintetizados no final da década de 50, a partir da observação da ação tóxica de um 
carbamato de ocorrência natural, encontrado em uma espécie de planta endógena do continente 
africano. O primeiro carbamato bem sucedido foi o carbaril (Sevin 
®
) que é ainda muito utilizado 
mundialmente. Posteriormente, foram introduzidos outros carbamatos, como o metomil (Lanate 
®
), 
carbofuran (Furadan 
®
), aldicarbe (Temik 
®
), tiodicarbe (Semevin 
®
) etc., os quais são ainda muito 
utilizados no Brasil (Figura 10). 
 
Figura 10. Estruturas químicas de alguns inseticidas carbamatos. 
 
Alguns carbamatos são altamente tóxicos a mamíferos. Como exemplo extremo, tem-se o 
aldicarbe (Temik 
®
), cuja DL50 para ratos brancos é de apenas 0,9 mg do ingrediente ativo por kg de 
peso corpóreo. Se extrapolarmos esse valor para seres humanos adultos (60 kg), uma dose 
Carbaril
(307-986 mg/kg)
Aldicarbe
(0,9 mg/kg)
 19 
equivalente a apenas 54 mg, ingerida individualmente, resultaria na morte de 50% dos indivíduos. 
Apesar de sua alta toxicidade aos mamíferos, os carbamatos são ainda utilizados porque são pouco 
persistentes no ambiente e porque têm largo espectro de ação contra insetos pragas. Aqueles muito 
tóxicos a mamíferos são comercializados apenas em formulação granulada para aplicação no solo. 
Esse tipo de aplicaçãoé mais seguro para os aplicadores, mas, a contaminação da água do subsolo, 
e conseqüentemente de recursos hídricos, com resíduos de aldicarbe, já foi constatada em vários 
países, incluindo o Brasil. 
A exemplo dos organofosforados, os inseticidas carbamatos são inibidores da enzima 
acetilcolinesterase. Assim, os sintomas de intoxicação desses compostos em insetos e mamíferos 
são semelhantes a aqueles dos OPs. No entanto, diferentemente dos OPs, a enzima inibida por um 
carbamato é reativada num espaço de tempo relativamente curto (minutos). Como conseqüência, 
aplicadores expostos a esses compostos mostram sinais clínicos de intoxicação quando 
contaminados com doses muito mais aquém da DL50, em comparação com OPs, o que torna os 
carbamatos relativamente mais seguros. 
 
4.1.4. Piretróides 
 
Os inseticidas piretróides são compostos sintéticos análogos às piretrinas naturais, as quais 
são encontradas em flores de várias espécies de crisântemo. Pós secos obtidos dessas flores foram 
bastante comercializados no século XIX e início do século XX, para uso como inseticidas agrícolas. 
Em meados do século XX, extratos purificados dessas flores passaram a ser comercializados, mas, o 
alto custo de sua produção e a instabilidade das piretrinas naturais sob luz solar limitaram o seu 
sucesso. Por outro lado, as piretrinas naturais revelaram-se altamente tóxicas a insetos e pouco 
tóxicas ao homem, o que despertou o interesse por compostos sintéticos mais estáveis, análogos às 
piretrinas naturais, os piretróides. 
O primeiro piretróide foi sintetizado em 1949, mas, o sucesso agrícola dos piretróides 
começou na década de 70, com o advento de compostos com excepcional atividade inseticida e 
fotoestabilidade adequada. 
Como exemplos tem-se o fenvalerate (Belmark
®
), a permetrina (Ambush 
®
), a deltametrina 
(Decis 
®
) etc. A Figura 11 apresenta as estruturas químicas de alguns piretróides. 
Os inseticidas piretróides são tipicamente ésteres do ácido crisantêmico. Eles são 
classificados em tipo I ou tipo II, dependendo de sua estrutura química e sintomas de intoxicação. 
Tais sintomas se desenvolvem rapidamente e, no caso de piretróides tipo I, incluem 
hiperexcitabilidade e convulsões em insetos, e tremores generalizados em mamíferos. Piretróides 
 20 
do tipo II causam, predominantemente, ataxia e falta de coordenação em insetos, enquanto que em 
mamíferos eles causam movimentos tortuosos e salivação. 
 
Figura 11. Estrutura química de alguns piretróides. 
 
Os sintomas de intoxicação dos piretróides resultam de seus efeitos na transmissão de 
impulsos nervosos. A exemplo do DDT, os piretróides interagem com os canais de Na
+
 na 
membrana axônica, retardando o seu fechamento após a formação do impulso nervoso. A diferença 
entre os dois tipos de piretróides é meramente quantitativa. Aqueles do tipo I retardam o 
fechamento dos canais de Na
+
 em frações de segundo e, a exemplo do que ocorre com o DDT, esse 
tempo é suficiente para que a entrada adicional de Na
+
 desencadeie um novo impulso, com 
conseqüente formação de múltiplos impulsos espontâneos, tanto em nervos periféricos como em 
neurônios do sistema nervoso central (Figura 12). Os piretróides do tipo II retardam o fechamento 
dos canais de Na
+
 em minutos; como resultado, o influxo de Na
+
 é tão grande que a membrana fica 
despolarizada, com conseqüente perda na capacidade de transmitir impulsos nervosos. Os 
piretróides causam também um aumento na liberação de neurotransmissores pelas terminações 
nervosas, mas, isso é conseqüência de seus efeitos nos canais de Na
+
, já que a liberação desses 
neurotransmissores depende da diferença de potencial através da membrana. 
 
Permetrina
(4000 mg/kg)
Cipermetrina: R1=R2=Cl (250 mg/kg)
Lambdacialotrina: R1=Cl, R2=CF3 (79 mg/kg)
 21 
 
Figura 12. Representação esquemática da formação de múltiplos impulsos em nervos 
tratados com piretróides tipo I (Wilkinson, 1976). 
 
A alta toxicidade dos piretróides a insetos permite a sua utilização em quantidades muito 
menores (em termos de ingrediente ativo por hectare), do que aquelas de organofosforados e 
carbamatos. Isso torna os piretróides relativamente mais seguros, apesar de alguns deles serem 
bastante tóxicos a mamíferos, como exemplo a teflutrina, cuja DL50
 
 a ratos brancos é de apenas 30 
mg/kg de peso corpóreo. Ressalta-se ainda que muitos piretróides são bastante tóxicos a aves e 
peixes, e que esses compostos apresentam um largo espectro de ação inseticida, afetando tanto 
insetos pragas como insetos benéficos, tais como abelhas e inimigos naturais das espécies pragas. 
 
4.1.5. Nicotinóides 
 
Os nicotinóides representam uma classe bastante recente de inseticidas. Assim como os 
piretróides foram desenvolvidos com base na estrutura química das piretrinas naturais, os 
nicotinóides são compostos sintéticos, análogos à nicotina. Este alcalóide natural, presente em 
folhas de fumo, tem sido utilizado como inseticida desde meados do século XVIII. Apesar de sua 
excelente atividade de contato contra insetos, o espectro de ação da nicotina contra espécies de 
insetos pragas, em doses convencionais, é restrito. Além disso, a toxicidade da nicotina a 
mamíferos é significativa. Já os nicotinóides, ao menos aqueles até agora desenvolvidos, são 
altamente tóxicos a insetos e relativamente pouco tóxicos a mamíferos. 
O primeiro nicotinóide, o imidacloprid (Confidor 
®
), Figura 13, foi introduzido na Europa e 
Japão em 1990. Mais recentemente, outro nicotinóide, o thiamethoxam (Actara 
®
), foi introduzido 
no Brasil. 
 22 
 
 
Figura 13. Estruturas químicas da acetilcolina, da nicotina e do imidacloprid. 
 
Tanto a nicotina como os nicotinóides mimetizam a ação da acetilcolina, que é o principal 
neurotransmissor no sistema nervoso central dos insetos; em mamíferos, a acetilcolina atua no 
sistema nervoso central e nas funções neuro-musculares do sistema nervoso periférico. Na 
transmissão intercelular (sináptica) de impulsos nervosos, a acetilcolina liberada pela célula pré-
sináptica se liga a um receptor na membrana do neurônio pós-sináptico, provocando a abertura dos 
canais de Na
+
 e conseqüente formação de um impulso nervoso no mesmo; no caso da célula pós-
sináptica ser um músculo ou glândula, estes terão uma resposta apropriada decorrente do influxo de 
Na
+
. A ação da acetilcolina é terminada pela enzima acetilcolinesterase, a qual rapidamente 
degrada a acetilcolina em colina e ácido acético. Tanto a nicotina como os nicotinóides conseguem 
se ligar ao receptor da acetilcolina e promover a abertura dos canais de Na
+
. Como esses compostos 
não são degradados pela acetilcolinesterase, a sua presença nas sinápses resulta em hiperexcitação, 
convulsões, paralisia e morte do inseto. A baixa toxicidade dos atuais nicotinóides a mamíferos é 
atribuída a diferenças nos receptores da acetilcolina em insetos e mamíferos. 
 
4.1.6. Avermectinas 
 
As avermectinas constituem-se num grupo de inseticidas relacionados a lactonas 
macrocíclicas isoladas de produtos de fermentação do actinomiceto Streptomyces avermitilis. Uma 
série de lactonas macrocíclicas homólogas são produzidas durante a fermentação, porém, apenas 
Acetilcolina
Nicotina
(55 mg/kg)
Imidacloprid
(424-475 mg/kg)
 23 
aquelas denominadas avermectinas B1a e B1b revelaram-se inseticidas (Figura 14). O inseticida 
abamectina (Vertimec 
®
), introduzido na década de 80, consiste de uma mistura dessas duas 
avermectinas. Modificações na estrutura química dessas avermectinas resultaram em produtos 
semi-sintéticos, como a emamectina e a ivermectina, este último (Ivomec®
) sendo muito utilizado 
atualmente, como helminticida, no tratamento de animais. 
 
 
Figura 14. Estrutura química da abamectina. 
 
As avermectinas têm propriedades inseticidas, acaricidas e helminticidas. Na agricultura, 
o sucesso maior das avermectinas tem sido no controle de ácaros, uma vez que o seu espectro de 
ação contra espécies de insetos pragas, em doses convencionais, mostrou-se reduzido. 
A toxicidade das avermectinas a mamíferos é bastante elevada, mas a sua atividade 
acaricida é tão alta que pequenas quantidades de ingrediente ativo por hectare são requeridas, com 
conseqüente menor exposição dos aplicadores e menor quantidade de resíduos em produtos 
agrícolas. 
A ação das avermectinas em invertebrados caracteriza-se por um bloqueio na atividade de 
nervos e músculos. Esse bloqueio resulta da interação das avermectinas com a membrana celular, 
aumentando sua permeabilidade a íons Cl
-
. Em condições normais, a concentração de Cl
-
 fora da 
célula é maior do que dentro, mas, na presença de avermectinas, ocorre um aumento na 
concentração de Cl
-
 dentro da célula. Conseqüentemente, a diferença de potencial através da 
membrana torna-se excessivamente negativa e a membrana é dita hiperpolarizada. Nessas 
condições, as células não respondem a estímulos nervosos. Em ácaros e insetos, tais efeitos são 
Abamectina:80% de
Avermectina B1a
(10 mg/kg)
 24 
observados nas funções neuro-musculares; atividades como locomoção e alimentação cessam logo 
após a exposição, embora a morte possa ocorrer dias depois. 
Tal ação das avermectinas é similar àquela do ácido -aminobutírico (GABA), um 
neurotransmissor inibitório, de ocorrência não apenas em insetos e nematóides, mas também em 
mamíferos. Trabalhos com preparação de nervos e músculos de insetos e nematóides (Ascaris sp.) 
mostraram que a abamectina atua como um agonista do GABA, ou seja, ela estimula a entrada de 
Cl
-
 nos canais controlados pelo GABA. Alguns desses trabalhos indicaram que a abamectina 
interage com os receptores do GABA na membrana, enquanto que outros indicaram que o composto 
interage diretamente nos canais de Cl
-
 associados a esses receptores. Trabalhos subseqüentes 
mostraram que a abamectina estimula o influxo de Cl
-
 em canais controlados pelo GABA ou não; 
os efeitos nesses últimos foram observados em concentrações de abamectina cerca de 1000 vezes 
menores do que aquelas que afetam os canais de Cl
-
 mediados pelo GABA. 
Em mamíferos, as avermectinas reconhecidamente interferem nos canais de Cl
-
 mediados 
pelo GABA. Porém, o exato mecanismo de ação das avermectinas em mamíferos é ainda um tanto 
obscuro em alguns aspectos. Diversos trabalhos demonstraram que a abamectina estimula a entrada 
de Cl
-
 em canais controlados pelo GABA, o que está de acordo com os sintomas de ataxia e sedação 
profunda observados em animais-teste tratados. Por outro lado, outros trabalhos indicaram que a 
abamectina inibe a entrada de Cl
-
 em canais controlados pelo GABA, o que está de acordo com os 
sintomas de hiperexcitação e tremores inicialmente observados nos animais tratados. A conciliação 
desses resultados possivelmente esteja relacionada ao poder ativador da entrada de Cl
-
 da 
abamectina em relação ao GABA. Sendo o poder inibidor desse último muito maior, a interação da 
abamectina com os canais da Cl
-
 mediados pelo GABA pode, num primeiro instante, inibir a ação 
deste, levando a sintomas de hiperexcitação e tremores. Com o decorrer do tempo, o efeito da 
abamectina em promover a entrada de Cl
-
 nas células resultaria em efeito similar a aquele do 
GABA, ou seja, inibir a atividade nervosa. 
 
4.1.7. Fenilpirazóis 
 
O inseticida fipronil (Regent 
®
) é o único representante desse grupo de inseticidas (Figura 
15). Ele foi introduzido no mercado na década de 90 e tem sido utilizado no Brasil para o controle 
de pragas de solo, especialmente cupins. 
 
 
 
 25 
 
 
 
Figura 15. Estrutura química do fipronil (DL50 = 97 mg/kg) 
 
A exemplo dos ciclodienos, o fipronil interage com os canais de Cl
-
 mediados pelo GABA, 
antagonizando os efeitos calmantes do mesmo. O fipronil não se liga ao receptor do GABA na 
membrana, mas sim diretamente nos canais de Cl
-
. A passagem de Cl
-
 é impedida pela presença de 
fipronil. Dessa forma, ainda que o GABA se ligue ao seu receptor e promova a abertura dos canais 
de Cl
-
 , o seu efeito inibidor da atividade nervosa não se manifesta. Como conseqüência, os insetos 
tratados mostram hiperexcitação, convulsões e morte. O fipronil é relativamente tóxico a 
mamíferos, porém, menos persistente que os ciclodienos. A descoberta de outros fenilpirazóis, 
menos tóxicos a mamíferos é uma interessante possibilidade. 
 
4.1.8. Spinosinas 
 
As spinosinas representam o grupo mais recente de inseticidas. O único representante desse 
grupo é o spinosad (Naturalyte 
®
), que é um produto de fermentação do actinomiceto 
Saccharopolysfora spinosa, um microorganismo de solo. Trata-se de um composto com estrutura 
molecular (Figura 16) e mecanismo de ação diferentes de outros inseticidas neurotóxicos, tendo 
sido introduzido para uso em culturas do algodoeiro nos EUA, em 1997. Spinosad é uma mistura 
de dois compostos homólogos, spinosinas A e D. Ele é eficiente contra um número grande de 
lagartas de Lepidoptera, sendo usado em quantidades, em termos de ingrediente ativo por hectare, 
excepcionalmente baixas. 
As spinosinas interferem na transmissão sináptica de impulsos nervosos, ligando-se ao 
receptor da acetilcolina nos locais onde a nicotina atua. Contudo, diferentemente da nicotina e 
nicotinóides, a ligação das spinosinas com o receptor não promove a abertura dos canais de Na
+
 na 
 26 
célula pós-sináptica. Por outro lado, as spinosinas impedem que a acetilcolina se acople ao seu 
receptor. Dessa forma, as spinosinas bloqueiam a transmissão de impulsos nervosos nessas 
sinápses. 
 
Spinosina A: R=H
Spinosina D: R=CH3
 
 
Figura 16. Estrutura química das spinosinas. 
4.1.9. Rianóides 
 
Rianóides são compostos naturais encontrados em plantas de Ryania speciosa. Há relatos 
do uso de extratos aquosos dessas plantas desde meados do século XX. Os extratos contém vários 
compostos relacionados, mas, a rianodina (Figura 17) revelou-se o mais tóxico a insetos. Sua 
toxicidade a mamíferos é relativamente baixa. 
9,21-Dehidrorianodina
Rianodol: R=H
Rianodina: R=
DL50= 1200 mg/kg
(para caule seco e moído)
 
 
Figura 17. Estruturas químicas da rianodina e compostos relacionados. 
 27 
 
A rianodina induz paralisia em insetos e vertebrados, resultante de contração muscular 
prolongada, sem que a membrana das células musculares tenha sido despolarizada. 
Em condições normais, a contração muscular é iniciada pela seguinte seqüência de eventos: 
primeiro, um impulso nervoso no nervo motor é conduzido até as terminações nervosas, onde a 
despolarização ativa os canais de Ca
++
, estimulando um influxo desses íons nas extremidades dos 
neurônios. Esses íons promovem a liberação de um neurotransmissor nas sinápses neuro-
musculares, que nos insetos é o aminoácido glutamato. As moléculas de glutamato difundem-se 
através da sinápse e se ligam a receptores na membrana da célula muscular, promovendo abertura 
de canais associados a esses receptores. Como resultado, ocorre um influxo de íons Na
+
 e Ca
++
 nas 
células musculares. Esse influxo induz a despolarização da membrana da célula muscular à qual se 
propaga na fibra muscular, via o sistema de túbulos transversos, para o retículo sarcoplasmático. 
Esta organela armazenaíons Ca
++
 e, quando despolarizada, libera esses íons nos filamentos 
protéicos associados à contração muscular. Diversos estudos têm confirmado que a rianodina 
promove uma abertura irreversível nos canais de Ca
++
 no retículo sarcoplasmático. Tal ação resulta 
em excesso de Ca
++
 junto às fibras musculares, induzindo a uma contração muscular prolongada e 
conseqüente paralisia, conforme observado na intoxicação por rianodina. 
 
 
4.1.10. Amidinas 
 
Vários compostos amidinas têm sido utilizados como inseticidas ou acaricidas. O 
clordimeforme foi o primeiro composto desse grupo, mas, devido a problemas potenciais de 
carcinogênese, seu uso foi proibido. Atualmente, o principal inseticida desse grupo é o amitraz 
(Figura 18). 
 
 
Amitraz
(800 mg/kg)
 28 
Figura 18. Estrutura química do amitraz. 
 
Esses compostos mimetizam a ação do neurotransmissor octopamina, que regula a atividade 
nervosa no sistema nervoso central e também age em tecidos periféricos. A octopamina liga-se a 
um receptor nos tecidos nervosos, provocando aumento nos níveis de um segundo 
neurotransmissor, o monofosfato de adenosina, que promove a excitação neuronal. 
As amidinas causam uma estimulação excessiva nas sinápses onde a octopamina atua, 
resultando em tremores, convulsões e alteração comportamental (vôo contínuo) em insetos adultos. 
Podem ainda causar anorexia em insetos e afetar sua reprodução. 
Outro proposto mecanismo de ação das amidinas é a inibição da enzima monoamino 
oxidase, que é responsável pela degradação de neurotransmissores como a norepinefrina e 
serotonina. Como resultado tem-se acúmulo desses transmissores, conhecidos como aminas 
biogênicas. 
 
4.1.11. Nereistoxina e cartap 
 
A nereistoxina é um composto que foi originalmente isolado de um anelídeo marinho 
(Lumbriconereis heteropoda) em 1934, após a observação de que insetos alimentando-se de 
espécimens mortos desse anelídeo ficavam paralisados. A identificação de sua estrutura química 
levou a síntese de compostos relacionados, como o cartap e thiocyclam (Figura 19). 
 
 
S S
NCH3 CH3
NEREISTOXIN
S S
S CH3
CHARATOXIN
S S
NCH3 CH3
O OO O
NH2 NH2
CARTAP
S S
NCH3 CH3
S SO OO O
BENSULTAP
S2O3 S2O3
NCH3 CH3 NCH3 CH3
S
S
S
SHA CHONG SHUANG THIOCYCLAM
(325-345 mg/kg)
 29 
 
Figura 19. Estruturas químicas do cartap e compostos relacionados. 
 
Estudos sobre o mecanismo de ação desses compostos mostraram que eles bloqueiam a 
transmissão de impulsos nervosos. O bloqueio é relacionado à interação desses compostos com os 
receptores da aceticolina na membrana pós-sináptica. Eles se ligam a esses receptores, porém, não 
promovem a abertura dos canais de Na
+
, como faz a acetilcolina. Por outro lado, eles impedem a 
acelticolina de exercer o seu papel e assim, ocorre a interrupção na transmissão de impulsos e 
conseqüente sintomas de paralisia nos insetos. Em insetos, tal efeito ocorre a nível de sistema 
nervoso central, uma vez que a acetilcolina não atua nas junções neuro-musculares desses 
organismos. Em mamíferos, são observados efeitos no sistema nervoso central e bloqueio na 
transmissão neuro-muscular, uma vez que, nesses organismos a acetilcolina atua como transmissor 
nas junções neuro-musculares. 
 
 
4.2. Inseticidas reguladores do crescimento de insetos 
 
 Os inseticidas reguladores do crescimento de insetos representam uma classe diferente e 
bastante interessante de inseticidas, pois muitos deles atuam em mecanismos bioquímicos operantes 
em insetos e não operantes em mamíferos. Em função disso, esses inseticidas, em geral, são 
efetivos contra os insetos e praticamente atóxicos a mamíferos. Nessa classe de inseticidas são 
encontrados compostos inibidores da síntese de quitina e compostos que afetam a atividade 
hormonal em insetos. 
 
4.2.1. Inseticidas inibidores da síntese de quitina 
 
Insetos expostos a esses compostos são incapazes de formar uma cutícula normal, uma vez 
que a síntese da quitina é inibida. Cerca de 50% da cutícula dos insetos é composta de quitina, que 
é um polissacarídeo de N-acetilglucosamina. Na ausência de quitina, a cutícula torna-se fina e 
quebradiça, não resistindo às pressões corporais nela exercidas. Assim, esses compostos atuam na 
fase jovem dos insetos, quando ocorrem trocas periódicas da cutícula (ecdises), as quais são 
necessárias para permitir o aumento do tamanho corpóreo. Em larvas tratadas, freqüentemente 
ocorre uma ruptura da cutícula mal formada, resultando no extravasamento da hemolinfa e 
 30 
conseqüente morte do inseto. Em alguns casos, a cutícula mal formada resulta em diminuição na 
atividade da larva, e a morte ocorre por inanição. 
Os principais representantes desse grupo de inseticidas são as benzoilfeniluréias, 
introduzidas inicialmente em 1978. Como exemplos tem-se: triflumuron (Alsystin 
®
), 
teflubenzuron (Nomolt 
®
), flufenoxuron (Cascade 
®
) e diflubenzuron (Dimilin 
®
), Figura 20. O 
bloqueio na síntese de quitina provocado por esses compostos ocorre devido ao seu efeito inibidor 
do transporte de moléculas de UDP-N-acetilglucosamino através das membranas das células 
epidérmicas. Essas moléculas são precursoras da quitina, sendo sintetizadas nas células 
epidérmicas e transportadas para o meio externo, onde ocorre a polimerização e conseqüente 
formação da quitina, pela ação da enzima quitina-sintetase. Em insetos tratados com 
benzoilfeniluréias, as unidades precursoras da quitina são retidas nas células epidérmicas e, 
conseqüentemente, não ocorre a formação de quitina. 
 
 
Figura 20. Estruturas químicas de inseticidas benzoilfeniluréias. 
 
Algumas polioxinas representam outro grupo de inseticidas inibidores da síntese de quitina. 
Como exemplos têm-se a nikkomicina e a polioxina D (Figura 21). Esses compostos são 
 31 
produzidos por fungos do gênero Streptomyces. O mecanismo de ação desses compostos é 
diferente daquele das benzoifeniluréias. Eles são conhecidos inibidores da enzima quitina-sintetase. 
A estrutura química desses compostos é semelhante àquela das unidades precursoras da quitina 
(UDP-N-acetilglucosamina). Assim, eles se encaixam no centro ativo da enzima e a ela se ligam 
fortemente, inibindo a sua ação sintetizadora da quitina. 
 
UDP-N-Acetilglucosamina
Polioxina D
Nikkomicina
 
 
Figura 21. Estruturas químicas da UDP-N-Acetilglucosamina e compostos inibidores da 
quitina-sintetase. 
 
O inseticida buprofezin (Applaud 
®
), Figura 22, é outro composto conhecido inibidor da 
síntese de quitina. Este inseticida é bastante eficiente no controle de insetos da subordem 
Homoptera, como cigarrinhas e moscas-brancas (Bemisia spp.), essas últimas constituindo-se 
 32 
atualmente em importante praga agrícola nos vários continentes. Uma boa correlação entre o poder 
inseticida e atividade inibidora da síntese de quitina foi observada entre análogos do buprofezin. 
Outros trabalhos indicaram que o buprofezin interfere também na ação do ecdisônio, portanto, a 
ação do buprofezin não pode ser atribuída a um único mecanismo. 
A ciromazina (Trigard 
®
), Figura 22, é um inseticida que vem sendo bastante utilizado no 
controle de espécies de dípteros cujas larvas são minadoras de folhas. Este inseticida é referido em 
alguns textos como inibidor da síntese de quitina, mas, trabalhos recentes mostraram que a ação 
primária desse composto ocorre a nível das células epidérmicas, onde eles causam lesões necróticas, 
devido a uma provável interferência no metabolismo do ácido nucleico. 
 
 
Figura 22. Estruturas químicas do buprofezin e da ciromazina.4.2.2. Inseticidas que afetam a atividade hormonal 
 
O crescimento e desenvolvimento dos insetos são controlados por hormônios, incluindo o 
hormônio cerebral, o hormônio da ecdise (ecdisônio) e o hormônio juvenil (neotenin). O hormônio 
cerebral é um peptídeo secretado pelo cérebro, o qual controla a liberação do ecdisônio por uma 
glândula presente no protorax (glândula protorácica). O ecdisônio é responsável pelo início do 
processo de troca de cutícula (ecdise) e pela programação celular, em cooperação com o hormônio 
juvenil. Quando a concentração do hormônio juvenil é alta, a epiderme é programada para a troca 
de cutícula. Quando o teor de hormônio juvenil diminui, as células são programadas para a 
metamorfose. 
O hormônio juvenil é virtualmente ausente na fase de pupa, mas presente nos adultos, nos 
quais atuam no desenvolvimento dos ovários. Assim, além de inibir a metamorfose, o hormônio 
N
H2N NH2
NH
N
N
Ciromasina
NH
O
N
N
S
Buprofezin
(2198 mg/Kg)
Ciromazina 
Buprofezin 
(2198 mg/kg) 
 33 
juvenil induz a síntese de vitelogenina durante o desenvolvimento ovariano nos adultos. Ambas as 
funções estão relacionas com a transcrição do RNA mensageiro. 
O distúrbio no balanço hormonal pode causar desordens cruciais no crescimento e 
desenvolvimento dos insetos. A busca de compostos sintéticos, com propriedades de hormônio 
juvenil, recebeu especial atenção de pesquisadores nas últimas décadas, visto que este hormônio 
revelou uma estrutura química muito simples, em relação ao hormônio cerebral (peptídeo) ou 
ecdisônio (esteróide). 
Já foram identificados cinco compostos de ocorrência natural em insetos, com ação de 
hormônio juvenil, os quais têm sido referidos como juvenóides. A aplicação desses compostos em 
ovos de Lepidoptera resultou em distúrbio na embriogênese. A aplicação em lagartas na fase inicial 
do último ínstar resultou em ínstares adicionais e prolongamento da fase larval; aquelas tratadas na 
fase final do último ínstar deram origem a pupas anormais. 
A partir da identificação dos juvenóides foram sintetizados vários compostos com estrutura 
química similar, porém, mais estáveis. Alguns desses compostos tornaram-se produtos comerciais, 
conhecidos como mímicos do hormônio juvenil ou simplesmente, juvenóides. Como exemplos tem-
se o methoprene e o fenoxicarbe (Figura 23). Contudo, uma vez que o efeito desses compostos 
ocorre após a fase larval, o seu uso agrícola é limitado, pois, em sua maioria, os insetos pragas 
causam danos durante sua fase jovem. Alternativamente, eles podem ser úteis no controle de 
insetos de importância médico-veterinária, como os mosquitos transmissores de doenças, os quais 
são prejudiciais na fase adulta. 
 34 
 
Figura 23. Estruturas químicas de inseticidas juvenóides. 
Por outro lado, compostos com atividade anti-hormônio juvenil são promissores no controle 
de insetos pragas agrícolas. Eles podem induzir uma metamorfose precoce nas larvas, resultando na 
morte dos insetos ou mesmo na formação de adultos incapazes de reproduzir. Atividade anti-
hormônio juvenil pode ser obtida por: a) competição com o hormônio juvenil pelo receptor deste ou 
por proteínas carregadoras do mesmo; b) injúria nas células do corpora allata; ou c) interferência 
na síntese do hormônio juvenil. 
Vários compostos com atividade anti-hormônio juvenil já foram descobertos. Entre esses 
tem-se os precocenos I e II (Figura 24), isolados de Ageratum honstonianum. Esses compostos 
revelaram uma potente ação anti-hormônio juvenil em ninfas do percevejo Oncopeltus fasciatus, 
através de inibição no desenvolvimento do corpora allata. Contudo, esses compostos revelaram-se 
pouco ativos a insetos holometabólicos e por isso não têm sido utilizados comercialmente. 
Compostos prenil derivados de imidazóis substituídos, como KK-22 e KK-42 (Figura 24), 
revelaram potente ação anti-hormônio juvenil e são promissores inseticidas. Tais compostos são 
inibidores da atividade do citocromo P450, um agente oxidante importante na etapa final da 
OCH3O
R
Precoceno I ( R=H )
Precoceno II ( R= CH3O)
N
N
KK-22
Hormôniojuvenil III
Methoprene
(>30.000mg/kg)
Fenoxicarbe
(16.800 mg/kg)
O
 35 
biossíntese do hormônio juvenil, ou seja, a epoxidação. O uso agrícola desses compostos encontra-
se ainda em fase de estudos. 
 
Figura 24. Estruturas químicas de compostos anti-hormônio juvenil. 
 
4.3. Inseticidas que afetam o metabolismo de energia 
 
Inseticidas que afetam o metabolismo energético em insetos são encontrados entre 
compostos de origem natural e sintéticos. Um exemplo de composto natural é a rotenona, 
encontrada em plantas como Derris sp. e Pachirrizus sp. Entre os compostos sintéticos, encontram-
se compostos heterocíclicos, contendo nitrogênio, tais como: fenazaquin e pyridaben (Figura 25). 
Outros compostos sintéticos são: hidrametilnona e sulfluramida, este último atualmente utilizado 
em iscas para o controle de saúvas, em substituição ao organoclorado dodecacloro. É interessante 
mencionar que, entre esses compostos, aquele de maior toxicidade aguda a mamíferos é a rotenona, 
de origem natural. 
A ação desses compostos ocorre nas mitocôndrias, seja inibindo o sistema de transporte de 
elétrons ou desacoplando esse sistema da produção de ATP. A inibição do sistema de transporte de 
elétrons interrompe a produção de ATP e causa um decréscimo no consumo de O2 pela mitocôndria. 
Rotenona, fenazaquim e pyridaben são inibidores no local I na cadeia de transporte de elétrons 
(Coenzima Q oxidoredutase), enquanto que o hidrametilona é um inibidor no local II (complexo 
citocromo b-c1). Na ação desacopladora, o sistema de transporte de elétrons funciona 
normalmente, mas a produção de ATP é desacoplada do sistema de transporte de elétrons devido à 
dissipação do gradiente de prótons através da membrana interna da mitocôndria. Na presença de 
desacopladores, o consumo de O2 aumenta, mas o ATP não é produzido. O metabólito desetilado 
da sulfluramida, produzido pelo metabolismo do citocromo P450, é um potente desacoplador da 
respiração mitocondrial. 
A alteração no metabolismo de energia e a subseqüente perda de ATP resulta em toxicidade 
lentamente crescente, e os efeitos de todos esses compostos incluem inatividade, paralisia e morte. 
 36 
 
Figura 25. Estruturas químicas de inseticidas inibidores ou desacopladores da respiração. 
 
5. AVALIAÇÃO TOXICOLÓGICA DOS INSETICIDAS 
 
Anteriormente ao seu registro para uso agrícola, os inseticidas são submetidos a uma série 
de estudos de avaliação toxicológica. Estudos sobre sua toxicidade a mamíferos, mecanismos de 
ação, metabolismo, eficiência no controle de insetos pragas, resíduos em alimentos, mobilidade e 
degradação em solos, toxicidade a aves, peixes e abelhas etc., são requeridos, permitindo às 
autoridades o julgamento sobre o registro dos compostos. Estima-se que de cada 1000 novos 
compostos sintetizados e testados, apenas um se torna um produto comercial, com gastos de 
dezenas de milhões de dólares e de 8 a 10 anos de estudos para o desenvolvimento do mesmo. 
 A seguir são abordados os estudos básicos sobre a toxicologia dos inseticidas, necessários 
para o estabelecimento de limites máximos de resíduos (tolerâncias) em alimentos e de intervalos de 
segurança (períodos de carências) após sua utilização nas culturas. 
 
5.1. Toxicidade aguda a mamíferos 
 
Pyridaben
(1350 mg/kg)
Fenazaquin
 37 
Os estudos sobre toxicidade de inseticidas a mamíferos são feitos com animais facilmente 
criados em laboratório, como ratos brancos, camundongos, coelhos etc. Inicialmente são 
conduzidos bioensaios paraavaliação da toxicidade aguda dos compostos. 
Nesses bioensaios, os animais-teste são individualmente tratados com uma dose única do 
inseticida, via injeção de uma solução de ingrediente ativo ou, mais comumente, via alimentação 
com ração contendo o composto. Doses diferentes e abrangentes são testadas em diferentes lotes de 
animais, incluindo-se um tratamento testemunha, no qual os animais não recebem aplicação do 
inseticida. Após 24 horas, os resultados de mortalidade são computados, sendo subseqüentemente 
analisados estatisticamente, para estimativa da Dose Letal 50 (DL50), ou seja, a dose que resulta em 
50% de mortalidade dos indivíduos tratados. 
O valor de DL50 de um inseticida, portanto, expressa a sua toxicidade aguda à espécie 
animal testada. Quanto menor o valor de DL50, mais tóxico é o composto. Assim, os valores de 
DL50 dos diferentes compostos são interessantes sob o ponto de vista comparativo da toxicidade 
aguda dos mesmos. Os valores de DL50 são normalmente expressos em mg de ingrediente ativo/kg 
de peso corpóreo, permitindo assim uma rápida inferência sobre a dose letal a animais com 
diferentes tamanhos e pesos, embora diferentes espécies animais possam apresentar sensibilidade 
diferenciada a um mesmo composto. 
 
5.2. Toxicidade crônica a mamíferos 
 
Nos bioensaios para avaliação da toxicidade crônica dos inseticidas a mamíferos, os 
animais-teste são tratados com uma dose diária do inseticida, via alimentação com ração contendo o 
composto em quantidade conhecida. Os animais-teste são agrupados em lotes e individualmente 
tratados, diariamente, com a dose correspondente a cada lote. Nesses ensaios, as doses testadas 
correspondem a uma faixa bem inferior àquela que resulta em mortalidade após 24 horas. 
Esses estudos visam determinar qual a maior quantidade do inseticida que pode ser 
administrada a animais-teste, junto com a alimentação, durante mais da metade do período de vida 
do animal, sem causar lesões ou efeitos tóxicos. Para esses estudos utilizam-se, em geral, ratos 
brancos alimentados com o composto durante 2 anos e camundongos alimentados durante 1 ano. 
Os animais submetidos às diferentes doses diárias, mais aqueles do grupo testemunha, são 
acompanhados com verificações periódicas de seu peso corpóreo, consumo de ração, 
comportamento e sobrevivência. Exames laboratoriais executados incluem contagem de glóbulos 
brancos e vermelhos, doseamento de hemogloblina, doseamento de enzimas sangüíneas e provas 
bioquímicas usuais do sangue e da urina. 
 38 
Pesagens de diversos órgãos e exames histopatológicos dos mesmos são feitos nos animais 
que morrem durante os bioensaios e também em alguns dos animais sobreviventes, os quais são 
sacrificados no meio e no final do período de duração do ensaio. Atenção especial é dada a 
possíveis efeitos carcinogênicos. Paralelamente, é estudado o efeito da substância na reprodução, 
acompanhando-se algumas gerações, quanto à fertilidade, número e viabilidade da prole e, ainda, 
possíveis efeitos teratogênicos, ou sejam, efeitos tóxicos no embrião ou no feto, resultando em 
anomalias congênitas. 
 
5.3. Estudos bioquímicos 
 
Esses estudos visam esclarecer as bases bioquímicas do mecanismo de ação tóxica do 
composto a mamíferos. Conforme abordado anteriormente, muitos dos inseticidas atuam em 
processos bioquímicos operantes também em mamíferos. 
O conhecimento das bases bioquímicas da ação de um determinado composto a mamíferos 
é de fundamental importância para sua avaliação toxicológica. A título de exemplo, o poder 
inibidor de enzima acetilcolinesterase exercido pelos inseticidas organofosforados e carbamatos 
pode ser medido em laboratório. Alguns organofosforados sintetizados revelaram-se inibidores 
irreversíveis dessa enzima em mamíferos; tais compostos não se tornaram produtos comerciais, 
possivelmente em função dos riscos envolvidos na sua utilização. 
Os estudos bioquímicos visam também esclarecer as rotas metabólicas dos compostos em 
animais. Uma vez identificados os principais metabólitos, estes são subseqüente estudados com 
relação a sua toxicidade a mamíferos. Há casos de inseticidas cujos metabólitos são tão ou mais 
tóxicos que o composto original, como exemplo, os metabólitos análogos oxigenados dos 
organofosforados derivados do ácido tiofosfórico (malation, paration etc.). 
Além disso, os inseticidas sofrem alterações em sua estrutura química durante o período em 
que permanecem nos vegetais onde foram aplicados. Assim, no caso dos estudos sobre o 
metabolismo do composto em plantas revelarem a formação de produtos de transformação 
diferentes daqueles observados em animais, a toxicidade desses produtos a animais deverá ser 
investigada. 
 
5.4. Nível sem efeito toxicológico 
 
 39 
Os estudos toxicológicos mencionados anteriormente visam determinar qual a dose máxima 
de um inseticida que pode ser ingerida diariamente, por animais-teste, durante um longo período, 
sem ser prejudicial à saúde desses animais. 
Tal dose é referida como nível sem efeito toxicológico observável. O termo observável é 
utilizado, uma vez que é possível que o composto possa causar algum efeito não observado nos 
testes de avaliação toxicológica. O nível sem efeito toxicológico observável é expresso em 
miligramas do composto/kg de peso corpóreo/dia. 
 
5.5. Ingestão diária aceitável para o ser humano 
 
Por ingestão diária aceitável (IDA) entende-se a quantidade de uma substância química que, 
de acordo com o conjunto de dados toxicológicos conhecidos, pode ser ingerida diariamente pelos 
seres humanos, sem riscos apreciáveis à sua saúde. 
Para o cálculo da IDA, utiliza-se o nível sem efeito toxicológico observável, o qual é 
dividido por um fator de segurança, em geral da ordem de 100. Isto é feito para se obter uma 
margem de segurança, uma vez que o ser humano pode ser mais sensível a um composto químico 
do que os animais-teste. Este cuidado é também necessário porque os alimentos com resíduos de 
inseticidas são ingeridos em quantidades diferentes entre as pessoas e porque são também ingeridos 
por crianças, as quais são mais sensíveis. 
O fator de segurança pode ser menor ou maior conforme o nível de segurança depositado 
nas provas toxicológicas efetuadas com o inseticida. Por exemplo, se as provas em animais-teste, 
mesmo com doses altas, não revelaram fenômenos graves como efeitos cancerígenos ou alterações 
teratogênicas, ou ainda lesões irreversíveis em certos órgãos, pode se adotar um fator de segurança 
menor, porém, nunca inferior a 10. Ao contrário, quando os experimentos em animais indicam 
certos efeitos irreversíveis, ainda que nos grupos de animais tratados com doses relativamente altas, 
o fator de segurança deve ser maior do que 100. O mesmo critério é adotado quando são escassos 
os estudos bioquímicos sobre o inseticida. Nesses casos, o fator de segurança adotado pode ser da 
ordem de 200 a 500. 
A IDA é portanto expressa em miligramas do inseticida/kg de peso corpóreo, estando 
implícito que trata-se de dose diária. O valor da IDA é estabelecido por uma Comissão Mista da 
OMS/FAO, a qual é composta por representantes de vários países, peritos na área de pesticidas. 
Cabe aos países membros, a decisão sobre a adoção do valor estabelecido ou sugerido para a IDA 
de determinado pesticida. 
 40 
A IDA pode ser recomendada por um período de tempo limitado, recebendo, nesse caso, o 
nome de IDA provisória. Após o término do referido período de tempo, o pesticida será reavaliado 
pela Comissão Mista da OMS/FAO. O fornecimento dos dados solicitados por tal Comissão Mista 
fica a cargo do fabricante do pesticida ou dos países que o empregam. Se essasinformações 
requisitadas não forem apresentadas, considera-se que o fabricante do pesticida ou os países que o 
utilizaram, não estão interessados em continuar seu uso. 
 
5.6. Estabelecimento de limites máximo de resíduos (tolerâncias) 
 
Entende-se por tolerância a concentração máxima de resíduos de um pesticida que é 
permitida em um alimento, em um estágio determinado, como por ocasião da colheita, do 
transporte, de comercialização, do preparo ou do consumo. Esta concentração é expressa em 
miligramas do pesticida por quilograma do alimento. 
Para o cálculo da tolerância é indispensável o conhecimento sobre os hábitos alimentares da 
população da região ou país. São fundamentais as informações sobre a quantidade que um 
indivíduo consome diariamente de cada alimento ou grupo de alimentos. Os dados obtidos de um 
inquérito alimentar devem ser tratados estatisticamente, de modo a serem obtidos valores que 
representem o consumo alimentar pela maioria da população. 
Há duas formas de se calcular a tolerância. A primeira delas, sugerida pela FAO/OMS, 
toma como base o teor de resíduos que persiste no alimento quando este é oferecido ao consumo, 
tendo sido tratado com o pesticida segundo a boa prática agrícola, isto é, de acordo com as 
recomendações técnicas para o controle de pragas ou doenças da cultura em questão. A partir desse 
valor calcula-se a ingestão diária do pesticida por um ser humano adulto (60 kg), admitindo-se um 
consumo diário do alimento conforme verificado no inquérito alimentar. Se o teor de resíduos no 
alimento resultar na ingestão do pesticida em níveis menores ou igual à IDA, então, esse teor é 
adotado como o valor da tolerância. Caso o teor de resíduos resulte em ingestão do pesticida acima 
da IDA, o mesmo não poderá ser registrado para uso na cultura em questão. 
Alternativamente, tal como adotado por vários países, incluindo a Inglaterra, o teor de 
resíduos no alimento por ocasião da colheita ou consumo não é utilizado para estabelecimento da 
tolerância. Nesse caso, a tolerância é calculada com base apenas na IDA do pesticida e no consumo 
diário do alimento pela maioria da população. Dessa forma, a tolerância é estabelecida 
independentemente do teor de resíduos no alimento, porém, evidentemente, o mesmo só poderá ser 
colhido ou consumido quando os níveis de resíduos encontrarem-se abaixo da tolerância. 
 
 41 
 
5.7. Estabelecimento de intervalos de segurança (períodos de carência) 
 
Por intervalo de segurança ou período de carência entende-se o “intervalo de tempo entre a 
última aplicação do pesticida e a colheita ou comercialização do produto vegetal, ou abate ou 
ordenha do animal, conforme o caso, a fim de que os resíduos estejam de acordo com a tolerância”. 
Em outras palavras, é o tempo que o agricultor tem que aguardar, desde a última aplicação do 
pesticida até a colheita, para que o teor de resíduos do composto no alimento decresça até o valor da 
tolerância. 
Para o estabelecimento do intervalo de segurança de um pesticida numa determinada 
cultura, faz-se necessário conhecer a tolerância do pesticida no produto agrícola em questão e o teor 
de resíduos do pesticida no mesmo, em diferentes épocas após a última aplicação (curva de 
dissipação dos resíduos). 
No caso do teor de resíduos logo após a colheita for inferior à tolerância (o que é esperado 
no caso de compostos pouco tóxicos a mamíferos), então, o intervalo de segurança é zero, ou seja, o 
alimento pode ser colhido e comercializado logo após a aplicação do pesticida. Por outro lado, 
compostos muito tóxicos a mamíferos e com baixa taxa de dissipação (degradação) nos tecidos 
vegetais podem resultar em intervalos de segurança tão grandes que seu uso torna-se impraticável. 
No caso de compostos aplicados em pulverização os níveis de resíduos são máximos logo 
após a aplicação e decrescem com o decorrer do tempo, em função de sua remoção pela ação do 
vento, chuva etc. e de sua taxa de degradação na superfície ou no interior dos tecidos vegetais. A 
Figura 26 apresenta a dissipação dos resíduos do inseticida metamidofós em folhas de alface 
provenientes de plantas tratadas com uma formulação do 
composto via pulverização. O termo dissipação dos resíduos refere-se à diminuição na sua 
concentração, como resultado da ação conjunta desses fatores. 
 
 
 
 42 
Figura 26. Dissipação dos resíduos do inseticida metamidofós em plantas de alface (Franco 
e Rigitano, 2001). 
 
Por outro lado, no caso de compostos sistêmicos aplicados no solo, a sua concentração em 
folhas ou frutos logo após a aplicação é nula. Com o decorrer do tempo os resíduos nessas partes da 
planta aumentam, atingindo níveis máximos algumas semanas ou meses depois; a partir daí, quando 
a quantidade de resíduos transportado para as folhas ou frutos é menor que a quantidade de resíduos 
degradada nessas partes da planta, na mesma unidade tempo, começa uma diminuição no teor de 
resíduos nessas partes. Como exemplo, tem-se o caso do inseticida aldicarbe em bananas (Figura 
27). Em casos desse tipo, embora os níveis residuais logo após a aplicação possam estar abaixo da 
tolerância, o intervalo de segurança é estabelecido com base nos níveis residuais encontrados na 
fase de decréscimo dos resíduos na parte comestível das plantas. 
 
0
0 ,1
0 ,2
0 ,3
0 ,4
0 ,5
0 2 0 4 0 6 0
D ia s a p ó s a a p l ic a ç ã o
R
es
íd
uo
s 
(p
pm
)
 
Figura 27. Ocorrência de resíduos do inseticida aldicarbe em bananas provenientes de plantas 
tratadas, via solo, com uma formulação granulada do inseticida (Rigitano, 1993). 
0
2
4
6
8
1 0
0 3 6 9 1 2 1 5 1 8 2 1
D ia s a p ó s a a p lic a ç ã o
R
es
íd
uo
s 
(p
pm
)
 43 
Por último, é interessante diferenciar entre intervalo de segurança (ou carência) e poder 
residual de um inseticida. Esse último refere-se ao tempo, após a sua aplicação, que o inseticida 
protege a planta contra uma determinada praga ou doença. Esse tempo pode ser maior ou menor que 
o intervalo de segurança, dependendo da toxicidade relativa do inseticida a insetos e aos seres 
humanos. 
 44 
 
 
6. SELETIVIDADE DE PRODUTOS FITOSSANITÁRIOS AOS INIMIGOS NATURAIS 
 
 
A manutenção de predadores, parasitóides e patógenos nos agroecossistemas é de 
fundamental importância como fator de equilíbrio dinâmico das populações de insetos pragas. É 
freqüente observar na natureza o controle biológico natural exercido por inimigos naturais, com 
potencial de manter em níveis razoavelmente baixos as populações de inúmeras pragas. Os inimigos 
naturais minimizam a necessidade da intervenção do homem no controle de pragas; entretanto, na 
agricultura atual, somente em algumas situações o controle biológico natural pode controlar as 
pragas sem a complementação de produtos químicos. Isto significa que o setor primário, mesmo 
realizando os ajustes para a busca da sustentabilidade, continuará produzindo para o comércio em 
larga escala, sem dispensar o uso dos produtos fitossanitários. 
 Por outro lado, produtos químicos utilizados no controle de pragas podem provocar 
desequilíbrio biológico pela eliminação de organismos benéficos presentes no complexo biótico do 
ecossistema, e contribuindo na seleção de populações de insetos pragas resistentes. Os organismos 
benéficos atacam indiscriminadamente as populações de insetos pragas resistentes ou não ao(s) 
pesticida(s), contribuindo assim, para a diminuição ou retardamento do desenvolvimento da 
resistência. Desta forma, ao se estabelecer programas de manejo integrado, deve-se considerar a 
compatibilização ou integração entre métodos biológicos, químicos e outros. Para tal objetivo,